4. REVISION DE LITERATURA

4.1 EL NOGAL CAFETERO Cordia alliodora (Ruiz y Pavón) Oken

El nogal cafetero pertenece a la familia Boraginaceae, subfamilia Cordioideae, género Cordia, Sección Cerdanae y especie Cordia alliodora (Figura 1).

Figura 1. El nogal cafetero (Rodríguez et al, 1996)

Sinonimia: Cordia alliodora var glabra DC, Cordia alliodora var boliviana (Chodat and Visher in Chodat), Cordia andina Chodat, Cordia cerdana (R.& P.) Oken, Cordia chamissoniana var complicata

Ruíz y Pavón ex. Chodat, Cordia

gerascanthus Jacquin, Cordia goudoti Chodat, Cordia macrantha Chodat, Cordia trichotoma (Vell.) Arreab, Cordia velutina Mart.Cerdana alliodora Ruiz & Pavón. Lithocardium alliodorum (R. & P.) Kuntze, Lithocardium gerascanthus var alliodorum Kuntze, Varronia tuberosa S.& M. (Cenicafé, 2002).

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Comúnmente es conocido como nogal cafetero (en Antioquia, Caldas, Quindío, Risaralda, Huila y Valle del Cauca), Moho (en Cundinamarca y Tolima), Solera y Canalete (en Magdalena medio y Urabá), Pardillo (en Arauca y Norte de Santander), Móncoro y Vara de Humo (en Santander), Laurel (en Nariño) y Guásimo Nogal (Noreste de Antioquia); el nombre comercial internacional es Pardillo (Hernández et al, 2004).

4.1.1 Origen y Distribución. El nogal cafetero fue descrito por primera vez por Ruiz y Pavón en 1799. Es una especie abundante en la vegetación secundaria de selvas perennifolias, nativa de la región comprendida entre los 25° de latitud norte, a lo largo de la costa oeste de México, hasta los 25° de latitud sur en Misiones Argentina (Johnson et al, 1972). Crece naturalmente desde el norte de México hasta el norte de Argentina y en la mayoría de las islas del Caribe como Cuba, Puerto Rico, Islas Vírgenes, las Antillas Menores y en Trinidad y Tobago (Liegel et al, 1990; Boshier, 1997; CATIE, 1997) (Figura 2).

Figura 2. Distribución geográfica del nogal cafetero. (Cenicafé, 2002)

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En América Central C. alliodora es nativa de la región Atlántica (0 a 800 m.s.n.m.) y del Pacífico (0 a 1200 m.s.n.m.). En la región Atlántica, se encuentra con mayor frecuencia y se han reportado los mejores especímenes en cuanto a la altura y forma (Boshier et al, 1989). Crece en gran variedad de climas, suelos, así como en diferentes elevaciones, desde el nivel del mar, hasta 2000 m.s.n.m. Alcanza un mejor desarrollo en altitudes inferiores a los 800 m.s.n.m., con temperaturas superiores a los 23ºC, precipitación promedia anual mayores a 2000 mm, sobre terrenos planos u ondulados, bien drenados, fértiles y de textura franco a franco arcillosa (Liegel et al, 1990; CATIE, 1997).

4.1.2 Importancia Económica. Es una especie que se adapta muy bien al ser intercalada con plantaciones agrícolas, siendo un componente importante en la caficultura colombiana. Se ha empleado en plantaciones permanentes junto con café (Coffea spp.), cacao (Theobroma cacao), coco (Cocos nucifera), guayaba (Psidium spp.), poró (Erythrina poeppigiana) y cedro (Cedrela odorata); en temporales como plátano (Musa spp.), caña de azúcar (Saccharum officinarum), arroz (Oriza sativa) y yuca (Manihot sculenta). En pastizales y en linderos crecen árboles dispersos. Contribuye a la mitigación del efecto de las emisiones globales de Carbono (C). En un estudio de caso en la zona Atlántica de Costa Rica, en sistemas silvopastoriles de C. alliodora de regeneración natural (7 años) en pastizales de Panicum maximum, el C acumulado varió entre 180 a 200 Mg/ha dependiendo de la edad de los árboles. Las concentraciones de C en el suelo disminuyeron con la profundidad del suelo y con la distancia a los árboles. La variabilidad de la distribución del C aumentó con la profundidad del suelo y con la edad de los árboles (López, 1998).

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Presenta un efecto restaurador ambiental mediante acolchado (cobertura de hojarasca), conservación de suelo (control de la erosión, drenaje de tierras inundables), estabiliza bancos de arena, mejora la fertilidad del suelo (barbecho) y proporciona sombra (refugio, provisión de sombra y refugio para el ganado y sombra a cultivos perennes). Se utiliza como barrera rompevientos, cerca viva en los agrohábitats y como ornamental. La madera es de buena calidad, presenta densidad básica de 0,39 g/cm3, propiedades físico mecánicas altas a muy altas, es blanda pero fuerte y resistente, es fácil de secar, trabajar y pulir, es resistente al ataque de insectos y de hongos, se usa para carpintería en forma de barrotes, reglas y tablas. Es muy apreciada por la presencia de un veteado llamativo, es apropiada para muebles finos, pisos, puertas, decoración de interiores, carrocerías, puentes, artículos de escritorio, durmientes,

artículos

deportivos,

instrumentos

musicales,

mangos

para

herramientas, postes, ebanistería, remos, embarcaciones y aros para barriles (Hernández et al, 2004). El nogal es productor de etanol, rinde 266 litros por tonelada de peso seco, se utiliza como leña y carbón. En algunas partes consumen su fruto, la infusión de las hojas se utiliza como tónico y estimulante en casos de catarro y enfermedades pulmonares y con la semilla pulverizada se hace un ungüento para tratar enfermedades cutáneas.

4.1.3 Descripción Botánica. El nogal cafetero es un árbol hermafrodita, caducifolio, de 7 a 25 m de altura, con un diámetro a la altura del pecho de hasta 90 cm. Presenta una raíz principal fusiforme con numerosas raíces laterales superficiales y al cabo de dos años y medio, este sistema cambia por raíces axonomorfas (“sinker roots”). Cuando las condiciones edáficas son favorables se desarrolla una raíz principal grande y profunda.

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Presenta copa angosta, rala y abierta, lo que permite el paso de luz (Liegel et al, 1990; Boshier, 1997). El fuste es de mínima bifurcación, presenta forma cilíndrica y erecta. La corteza externa es finamente fisurada, de color pardo grisáceo a pardo amarillenta. La corteza interna es laminada, fibrosa, de color amarillo claro a pardo oscuro y exuda una savia incolora. El tronco recién cortado presenta las capas externas de madera (albura) de color beige amarillento y las capas internas (duramen) de color café claro. En la madera seca al aire la albura se torna de color marrón pálido 8/4 140YR y el duramen a marrón amarillento 6/ 4 10YR. El olor y sabor no son distintivos, el lustre es moderado, grano recto y textura media, con arcos superpuestos, definidos por anillos de crecimiento, parénquima axial y líneas vasculares contrastados con vetas y bandas anchas encontradas con tonos dorados. La madera es blanda y liviana, de peso específico básico medio entre 400 y 550 Kg/m3. Las ramas salen de un nudo abultado, son ascendentes, extendidas y verticiladas en la parte superior;

las ramas jóvenes son de color pardo verdoso o pardo

grisáceo, con abundantes lenticelas pálidas y protuberantes, ligeramente ásperas y cubiertas con tricomas; en diversos puntos de las ramas se presentan abultamientos alargados y huecos (domacios) en cuyo interior habitan hormigas (relación mimercófita). Las hojas están ubicadas en forma de espiral al final de las ramas, son alternas, simples, pecioladas, ásperas, sin estípulas, de 4,5 a 17 cm de largo por 2 a 5 cm de ancho, ovado lanceoladas, elípticas u oblongas, de margen entero, con entrenudos engrosados, huecos y tricomas en el envés, son de color verde oscuro y opacas por arriba y verdes más claras por debajo. En Colombia se defolia naturalmente entre abril y mayo y florece de agosto a abril (Johnson et al, 1972; Liegel, 1990; Boshier, 1997). Las flores son en panículas axilares o terminales vistosas, con 50 a 3.000 flores por inflorescencia, de 5 cm de largo, de 1,2 a 1,5 cm de diámetro, sésiles o sobre pedicelos, blanco verduscas, actinomórficas, de aroma agradable y sumamente dulces (Figura 3). Como en otras especies del género Cordia produce néctar en un

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disco anular nectarífero debajo del ovario. Florece en la época seca y por primera vez entre los 2 y 5 años de edad y produce semillas viables a partir de los 5 años (CATIE, 1997). Los frutos son en forma de drupa, de 2 a 3 cm de largo por 3 a 4 cm de ancho, café claros a grisáceos, pequeños, redondos, dispuestos en racimos, con todas las partes florales persistentes y los pétalos convertidos en alas papiráceas. Las semillas son ovarios, blancas y turbinadas de 4 a 13 mm de largo por 4 a 9 mm de ancho (Greaves et al, 1990; Boshier, 1997; Marquez, 2003) (Figura 3).

Figura 3. Ilustración botánica del nogal cafetero. (Cenicafé, 2002)

4.1.4 Biología Floral. C. alliodora al igual que otras especies del género Cordia, se originó de un ancestro común, con un número básico de 8 cromosomas y con un polimorfismo controlado que se manifiesta principalmente por la presencia de 2 ó 3 formas florales, las cuales en la mayoría de los casos difieren recíprocamente en la altura a la cual se encuentran los estigmas y las anteras, denominado heterostilia (Boshier, 1997). Las flores son en panícula, hermafroditas, no especializadas, de 5 cm de largo y de 1,2 a 1,5 cm de diámetro y se abren durante un período de 4 a 6 días; en zonas secas el estigma es receptivo durante un día al final del cual se marchita, y en zonas húmedas el estigma es receptivo durante tres días (Boshier, 1995).

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En C. alliodora predomina la polinización cruzada sobre la autopolinización (Opler et al, 1983; CATIE, 1997) y presenta un grado variable de incompatibilidad lo que influye en que haya muy baja endogamia (Opler et al, 1983). Opler et al (1975) en la región árida de Guanacaste en Costa Rica, observaron los polinizadores potenciales y concluyeron que los adultos de las familia Noctuidae, Geometridae y Antotoridae eran los polinizadores más probables; sin embargo Boshier (1995) ante este estudio reporta que al ser estacionales muchos de los insectos, es probable que diferentes insectos actúan como polinizadores en diversos momentos de una época de floración prolongada.

4.1.5 Problemas fitosanitarios del nogal cafetero.

4.1.5.1 Insectos plaga asociados.

Chinche de encaje Dyctila monotropidia. El chinche de encaje es el problema más severo en el follaje del nogal cafetero. Los chiches de encaje pertenecen al orden Hemiptera, familia Tingidae. Presentan hábitos gregarios; en el envés de las hojas se ubican los huevos, los 5 instares ninfales y los adultos (algunos adultos se pueden observar en el haz de las hojas en días soleados). Las ninfas y los adultos chupan grandes cantidades de savia inyectando una tóxina dentro de la hoja, lo que provoca lesiones de color amarillo que avanzan a manchas necróticas. El ataque del chinche induce defoliación prematura en el árbol, y cuando el ataque es repetitivo puede presentarse defoliaciones sucesivas, produciendo un retraso en el normal desarrollo del individuo y en algunos casos hasta la muerte. Los adultos posteriormente se dispersan a los árboles sanos circundantes y se establecen en ellos (Figura 4).

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a

b

c

d

Figura 4. Dyctila monotropidia. a. Lesión foliar, b. Colonia (Tomada por Aristizábal, 2006), c. Adulto, d. Ninfa. (Tomada por GhoyoS, 2006)

Trips Hoplandrothrips sp. Los árboles afectados presentan agallas de color café oscuro de 1,9 mm de diámetro en el envés de las hojas y en los brotes de las ramas, inducidas por las hembras para ovipositar. Al alimentarsen, provocan una clorosis que evoluciona a marchitamiento foliar. Hoplandrotrips sp. pertenece al orden Thysanoptera y a la familia Phlaeothripidae (Figura 5).

Figura 5. Hoplandrothrips sp. Lesiones y Adulto (Tomada por Rincón, 2007)

Barrenador de brotes y pegador de hojas Ancylis sp. Lepidóptero de la familia Tortricidae cuya larva barrena hasta una profundidad de 5-6 cm, principalmente en los brotes terminales y en menor proporción en los laterales, donde permanece para refugiarse y poder alimentarse de las hojas más próximas a los brotes, dejando excrementos de color negro a su paso, además de una proporción alta de hojas pegadas con hilos de seda, que provocan de esta forma el marchitamiento de los brotes y el secado de las hojas (Figura 6).

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Figura 6. Barrenador de brotes y pegador de hojas. a. Síntomas, b. Larva barrenando, c. Adulto. (Hernández et al, 2004)

Anillador del Tallo Lagochirus sp. La larva se alimenta de la madera y hace galerías que afectan los tejidos vasculares de conducción de agua y nutrientes, provocando marchitamiento de follaje y posterior muerte del árbol. El insecto ataca el tallo en alturas entre 1,3 a 2 m, dejando bajo la corteza restos de comida y excrementos en forma de gránulos de color café a negro. Pertenece al orden Coleóptera y a la familia Cerambycidae (Figura 7).

Figura 7. Larva y adulto de Lagochirus sp. (Hernández et al, 2004)

Minador de las hojas Cameraria sp. Lepidóptero de la familia Gracilariidae, que afecta tanto en vivero como en plantaciones adultas las hojas del nogal. Las larvas se ubican en el haz y construyen galerías en forma de serpentín que van creciendo a medida que la larva crece sin representar un problema de importancia económica para la especie (Figura 8).

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Figura 8. Daño, larva y adulto de Cameraria sp. (Hernández et al, 2004)

Torvochrimnus poeyi. Este insecto pertenece al orden Hemiptera, suborden Hepteróptera, familia Lygaeidae. Son chupadores, presentan aparato bucal en forma de pico. De acuerdo a trabajos realizados en Cenicafé, este insecto es el posible vector del arrosetamiento del nogal causado por un candidato a fitoplasma (Figura 9).

Figura 9. Adultos de Torvochrimnus poeyi. (Tomada por Aristizabal, 2006). Hembra (superior derecha) y Macho (inferior derecha). (Tomada por Ortíz, 2006)

4.1.5.2 Patógenos asociados

Puccinia cordicola. La infección causa lesiones irregulares localizadas principalmente en las nervaduras de la hoja con pústulas en el haz y en el envés de color rojo oscuro, que repercute en la deformación y encorvamiento de hojas y defoliación prematura. Puccinia cordicola (Uredinales: Pucciniaceae) presenta urediniosporas unicelulares, de color naranja, elipsoidales, con pedicelo hialino corto, pared delgada y dos poros ecuatoriales (Figura 10).

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b

a

c

Figura 10. Puccinia cordicola. a. Síntomas, b. Pústulas del patógeno, c. Uredosporas. (Tomada por Rincón, 2008)

Cephaleurus sp. Este microorganismo ocasiona manchas circulares en el haz de la hoja, de márgenes difusas, que inicialmente son de color verde a gris y posteriormente se tornan de color naranja claro. El ataque reduce el área fotosintética de las hojas, cuando el problema es severo ocasiona defoliación prematura, disminuyendo el crecimiento normal del árbol. Cephaleurus sp. (Chlorophycota: Trentepohliaceae) presenta esporangioforos y esporangios, mediante los cuales produce zoosporas unicelulares flageladas de color naranja (Figura 11).

a

b

Figura 11. Cephaleuros sp. a. Pústula, b. Esporangioforo. (Tomada por Rincón, 2008)

Cercospora sp. Causa manchas foliares irregulares, circulares de color oscuro, distribuidas en toda la hoja, visibles tanto en el haz como en el envés, provocando la reducción de la capacidad fotosintética de la planta, generalmente en niveles por debajo del umbral de daño económico. Cercospora sp. (Deuteromycete, orden Moniliales, familia Dematiaceae), presenta conidióforos oscuros, simples, conidias hialinas y filiformes (Figura 12).

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b

a

Figura 12. Cercospora sp. a. Síntomas, b. Cuerpos fructíferos. (Tomada por Rincón, 2008)

Arrosetamiento del nogal. A mediados del año 2002 se observó por primera vez en plantaciones de nogal cafetero de 18 meses de edad en la finca La Irlanda en Santagueda, Palestina Caldas, acortamientos muy pronunciados de entrenudos, alta emisión, arrosetamiento y muerte de rebrotes y de hojas nuevas y defoliaciones prematuras. La combinación de estos síntomas producen un retraso muy marcado en el desarrollo de los árboles afectados, la pérdida total de la calidad de la madera y la muerte de los individuos de mayor susceptibilidad. Posteriormente, éste disturbio se encontró en plantaciones de Manizales y Villa María (Caldas), Balboa y Belén de Umbría (Risaralda), Anserma Nuevo y Argelia (Valle del Cauca), Buenavista (Quindío), El Tambo (Cauca) y en el Huerto Clonal de la subestación Paraguaicito de la Federación Nacional de Cafeteros ubicado en Buenavista (Quindío). Galvis et al (2006), mediante pruebas de PCR anidado identificaron de forma preliminar un fitoplasma del grupo III como el agente causal de la enfermedad (Figura 13).

Figura 13. Síntomas del arrosetamiento del nogal. (Hernández et al, 2004)

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4.1.6 Mejoramiento Genético y Variabilidad Genética de C. alliodora. El programa de mejoramiento genético de C. alliodora, fue iniciado en 1983 por Boshier del Instituto Forestal de Oxford OEFI y Mesén del Centro Agronómico Tropical de Investigación y enseñanza CATIE, quienes seleccionaron árboles plus de una gran variabilidad genética encontrada dentro de rodales semilleros de polinización abierta natural en Costa Rica, realizaron ensayos de progenies de medios hermanos y mediante injertación sobre plantas de vivero, establecieron un banco con los mejores árboles (Boshier et al, 1986).

Se ha encontrado variabilidad fenotípica al estudiar poblaciones naturales de C. alliodora (Geaves et al, 1990). En plantaciones de nogal cafetero se ha notado la influencia de la calidad del sitio sobre las características de crecimiento y la calidad de la madera. Salas y Franco (1978) encontraron que C. alliodora está más influenciada por las características físicas del suelo que por las características químicas. Marquez, (2003), al hacer la caracterización molecular y morfológica de progenies de árboles plus de un ensayo de procedencias y progenies de C. alliodora, encontró diferencias significativas entre progenies en cuanto a la sobrevivencia, altura de fuste, dap, diámetro de la rama, número de ramas, diámetro de la copa, longitud y ancho de la hoja. Johnson (1994), reportó diferencias entre los domacios de árboles provenientes de la parte noroccidental de Sudamérica con los provenientes de la región oriental. Contrario a lo reportado por Boshier et al (1995), quienes encontraron que árboles más cercanos estaban genéticamente más relacionados que los árboles más distantes geográficamente, Marquez en el 2003, al analizar el ADN de 23 progenies de genotipos de nogal cafetero procedentes de Fredonia Antioquia, Támesis Antioquia, Venecia Antioquia, Chinchiná Caldas, Mesitas del Colegio Cundinamarca, Sardinata Norte de Santander, Marsella Risaralda, Pereira Risaralda, Belén de Umbría Risaralda, Santuario Risaralda, Quinchía Risaralda,

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San Benito Santander, Melgar Tolima, Ulloa Valle del Cauca y materiales extranjeros provenientes de Costa Rica y El Salvador; mediante AFLP (Amplified fragment length polymorphism), encontró que no existe agrupaciones claras de las progenies de acuerdo a su origen geográfico. Caycedo

et

al

características de

(1988),

encontraron

diferencias

significativas

entre

las

supervivencia y forma del fuste, al seleccionar para el

establecimiento de un programa de fomento forestal, las procedencias en Colombia de nogal cafetero que presentaran la mejor dinámica y comportamiento inicial. Chase et al (1995), analizaron la relación entre parámetros genéticos y ambientales mediante isoenzimas y encontraron diferencias significativas en las frecuencias alélicas entre poblaciones de dos ambientes, un mayor índice de heterocigocidad inversamente proporcional a la precipitación en uno de los ambientes y una mayor diversidad genética en zonas secas. Chase et al (1995) mediante cuatro sistemas de enzimas, comprobó el marcado mecanismo de autoincompatibilidad de la especie en 49 familias de nogal cafetero de Costa Rica, lo que junto a las variaciones en la floración y una densidad constante permiten la subestructuración temporal y espacial de la población. Estudios utilizando RAPDs, han mostrado una alta diversidad genética dentro de C. alliodora. Pelaéz (1999), encontró una alta variabilidad entre árboles geográficamente cercanos en el departamento de Risaralda. Marulanda et al (2000), evaluaron la diversidad genética de árboles plus del programa de selección y mejoramiento del Centro Nacional de Investigaciones de Café (Cenicafé) y de igual forma encontraron una alta variabilidad. Aunque la amplia distribución no permite la extinción de la especie, las poblaciones locales sí están amenazadas por las podas excesivas, razón por la cual existe una urgente necesidad de trabajos sobre recolección, botánica y

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ecología genética. Cordia alliodora (Ruiz & Pav) Oken fue incluido en el reporte sobre las Prioridades en los Recursos Genéticos Forestales para México, el Caribe, la América Central y del Sur del Panel de Expertos de la FAO (Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación) de 1977 (FAO, 1977).

4.1.7 Mejoramiento Genético de Especies Alógamas. El método a seguir en un programa de mejoramiento depende del sistema de reproducción de la especie. En el nogal cafetero más del 90% de la semilla es producto de la polinización cruzada con diferentes padres, por consiguiente, el programa de mejoramiento debe llevarse a cabo con los métodos que han sido más eficientes para especies alógamas como son la selección individual, la selección masal e hibridación, en la que se pueden seguir tres métodos de trabajo con las generaciones segregantes: genealógico, masal y de retrocruzamientos. En la selección individual, se escoge un número de plantas separadamente y en ensayos de campo se compara sus descendencias y se selecciona la de mejor valor comercial para formar la variedad. Se hace a partir de variedades “locales” que son seguramente homocigotas resultado del proceso de selección hecho de generación a generación por los agricultores. La selección masal consiste en la selección de docenas de plantas de la variedad “local”, en la que cada una dará lugar a una línea a la cual se le evalúa sus descendencias, multiplicando en conjunto, las que tengan las características varietales para formar la semilla pura. De esta forma la variedad está constituida por un mayor número de genotipos que la selección individual. El período de multiplicación termina generalmente en la generación F6 a F8, seleccionando individualmente las plantas con mejores características entre toda la población tratándolas posteriormente como familias. Con este método se eliminan las formas

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de poco valor agronómico, acortando las frecuencias sin correr los riesgos asociados a la selección de un solo individuo. En el método genealógico, la selección por superioridad se basa en el vigor y otras características agronómicas de individuos o descendencias (familias), registrando la genealogía de cada una de las descendencias. En la F2 se seleccionan los mejores individuos, en la F3 y en las generaciones siguientes se selecciona dentro y entre familias hasta que se llega prácticamente a la homocigosis. Posteriormente se hace la selección entre las familias. Con el método de retrocruzamiento se llevan genes de interés a una variedad de alto valor agronómico. La F1 con el gen de interés y el 50% de las características de la variedad comercial, se cruza de manera recurrente con el genitor de mejores características agronómicas seleccionando en cada generación los individuos con características de la variedad comercial y la característica de interés del genitor donante.

4.2 LOS FITOPLASMAS

Los fitoplasmas son organismos procarióticos, unicelulares, carentes de pared celular, de membrana lipídica trilaminar (10 nm de grosor), que los hace pleomórficos (adoptan varias formas), resistentes a la penicilina y susceptibles a la lisis por choque osmótico, a tratamientos con detergentes y a la tetraciclina y sus derivados. Son parásitos obligados limitados al floema que posee células vivientes especializadas en el transporte de fotosintatos de las hojas a los puntos de crecimiento, y a insectos para su diseminación (Agrios, 1999) (Figura 14).

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a

b

Figura 14. Fitoplasmas a. Ubicación en el Floema, b. Forma y tamaño. (Tomada por Olaya, 2008)

Anteriormente eran conocidos como "organismos similares a micoplasmas" o MLOs. Son diseminados a través de la planta, debido a que presentan la capacidad de pasar lentamente a través de los poros de las células cribosas del floema. Los fitoplasmas se dividen para incrementar su número en el parénquima del floema y dentro de sus insectos vectores (Shmuel et al, 1984; López, 1997). Presentan ribosomas para la síntesis proteica y una molécula de ADN circular (Agrios, 1999), el genoma pequeño con alto contenido de genes. Presenta un único gen de tRNA isoleucina y un gen que codifica para una proteína de la membrana y ésta es única para cada tipo de Fitoplasma (Kirkpatrick et al, 1987). Carginale et al (2004) identificaron y aislaron genes cuyos niveles de expresión cambiaban significativamente en respuesta a la infección por fitoplasma. Un primer grupo comprende los genes que son regulados por la presencia de fitoplasma en particular, un gen que codifica la proteína de choque térmico HSP-70, un gen que codifica una metallothionein (MT) y otro homólogo a la EST 673 cDNA clon de P. armeniaca, cuya función era desconocida. Los otros genes identificados es el regulado por la presencia de fitoplasma que codifica una proteína homóloga de aminoácidos transportista de Arabidopsis thaliana. Los fitoplasmas inducen alteraciones en el equilibrio hormonal, la fotosíntesis y las sustancias de reserva y por tanto, han sido asociados a más de 300 enfermedades de plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas, tanto en plantas herbáceas como en plantaciones forestales.

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4.2.1 Clasificación. Los fitoplasmas se ubican en el dominio Bacteria (organismos procarióticos), Phyllum Tenericutes y Clase Mollicutes (organismos carentes de pared celular, con capacidad de pasar a través de poros de 450 nm, genoma pequeño, parásitos, comensales y saprófitos de animales y plantas, relacionados con bacterias Gram+, con un contenido de Guanina/Citocina bajo, 25-32%), Orden Acholeplasmatales,

Familia

Acholeplasmataceae,

Género

Candidatus

Phytoplasma (García, 2004). Se han clasificado en 14 grupos (Figura 15) mediante el estudio del gen 16S rDNA utilizando RFLPs (Polimorfismo de los fragmentos de restricción). Este gen está constituido por 1500 b y junto a otros dos genes de ADN ribosómicos (el 23S de 2900 b y el 5S de 120 b), está ubicado dentro del operón ribosómico de los procariotas. Entre estos genes se encuentran las regiones espaciadoras que pueden contener uno o más genes de ADNt. Los operones ribosómicos de procariotas se transcriben a una sola molécula de ARN y luego son separados por cortes enzimáticos (Comunicación Dra. Assunta Betaccini Universidad de Bologna, Italia, 2007). 16SrI

Grupo Aster yellow

16SrVI

16SrII

16SrVII

16SrII

Grupo Peanut witches broom Grupo x disease

16SrI V 16SrV

Grupo Coconut lethal yellow Grupo Elm yellow

16SrVIII 16SrIX 16SrX

Grupo Clover proliferation Grupo Ash yellow Grupo Loofah witches broom Grupo Pigeon pea witches broom Grupo Apple proliferation

16SrXI 16SrXII 16SrXIII 16SrXIV

Grupo Rice yellow dwarf Grupo Stolbur Grupo Mexican perixicle virescence Grupo Bermudagrass white leaf

Figura 15. Clasificación de fitoplasmas. (Lee et al, 1998).

4.2.2 Hospederos. Los fitoplasmas actualmente están asociados a más de 300 enfermedades de plantas produciendo grandes pérdidas económicas en plantas herbáceas, frutales y ornamentales. Producen síntomas de diferentes tipos dependiendo del hospedero, el vector, los factores ambientales, el tiempo y el modo de infección; que incluyen esterilidad floral, virescencia y filodia, escoba de

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bruja, ausencia de lignificación, necrosamientos, desarreglos, brotación prematura, formación de rosetas foliares, clorosis, enrojecimientos, absición, enanismo y muerte de individuos de mayor susceptibilidad (Agrios, 1999; Weintraub et al, 2006). Las enfermedades asociadas a fitoplasmas de mayor importancia que han sido reportadas son:


Achaparramiento del maíz




Machismo de las leguminosas




Corn reddening




Enfermedad X del durazno




Escoba de bruja de cítricos




El olor a pirola (wintergreen) en olmo




Flavescence dorée de la uva




Escoba de brujas en camote




Amarillamiento letal de la palma de




Escoba de brujas en alfalfa

aceite




Mal sabor en frutas y hortalizas

Marchitez de la punta morada de la




Espiga estéril y aristas retorcidas en trigo

papa




Desorden apical asociado con pétalo







Amarillamiento y retardo del crecimiento en hojas de zanahoria




Brotes grandes de la papa




Escoba de bruja de la papa




Decaimiento del peral




Fitoplasma en tomate, pimientos y




Amarillamiento del árbol chino

chile




Amarillamiento del arroz




Crespera del cafeto




Síndrome de la hoja amarilla en caña




Amarillamiento del aster




Brotes grandes (Stolbur) en cereales,




Amarillamiento en cebada




Bunchy top de la papaya

verde en fresa

Papa y hortalizas


Filodia en fresa

4.2.3 Vectores de Fitoplasmas

4.2.3.1 Transmisión por Insectos. Los fitoplasmas están limitados al floema, por consiguiente, sólo los insectos que se alimentan del floema pueden adquirir y por ende incubar y transmitir estos patógenos. Después de alimentarse y adquirir el

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fitoplasma, el vector lo incuba durante 10 a 45 días, el período de incubación más corto ocurre a 30°C y el más largo a 10°C aproximad amente. El fitoplasma se propaga en las células intestinales del vector, pasa a la hemolinfa, infecta los órganos internos e invade los ganglios cerebrales y las glándulas salivales, sin afectar en forma negativa al insecto (generalmente) (Figura 16). La transmisión ocurre cuando el contenido de fitoplasma llega hasta cierto nivel y la realiza por el resto de su vida (Agrios, 1999; Weintraub et al, 2006).

Figura 16. Ciclo del fitoplasma en insectos vectores. (Agrios, 1991)

Los insectos que se comportan como transmisores, diseminadores y reservorios de fitoplasmas se encuentran dentro de las familias Cicadellidae, Delphacidae, Derbidae, Flatidae, Membracoidae, Cixidae, Cercopidae, Psyllidae, Fulgoridae y Lygaeidae (Agrios, 1999; Weintraub et al, 2006). El orden cuyos miembros (estados adultos y ninfales) presentan características que los hace los vectores más eficientes de fitoplasmas es el orden Hemíptera. Presentan una relación persistente y propagativa con el fitoplasma y una simbiosis obligada pasando a su progenie el fitoplasma por transmisión transovarial. La

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superfamilia Membracoidea contiene un gran número de especies de insectos vectores, en donde casi todos están confinados a la familia Cicadellidae. El segundo gran grupo es Fulgoromorpha con 4 familias de especies vectores. Sternorrhyncha es el suborden que menos tiene, con sólo 2 géneros en la familia Psyllidae (Weintraub et al, 2006). Según García (2004), la multiplicación del fitoplasma dentro del insecto generalmente es persistente y aunque no se transmiten a la descendencia, se ha podido demostrar la transmisión vertical del fitoplasma FD y SWLP en los vectores Scaphoideus titanus Ball y Matsumura ettix hiroglyphicus.

4.2.3.2 Transmisión por Cúscuta. Cuscuta sp. es una planta parásita de la familia Convulvoleacea, hospedera natural de fitoplasmas y con la capacidad de transmitirlos. Presenta hojas en forma de espinas y carece de raíz, lo que la hace dependiente de los asimilados fotosintéticos y del agua de una planta hospedera. Los nutrimentos son tomados mediante la formación de estructuras en forma de haustorios que penetran el tejido del huésped. Es utilizada para transmitir fitoplasmas, para lo cual se pone en contacto con plantas enfermas para que adquieran el fitoplasma y posteriormente con sanas para transmitir el microorganismo.

4.2.3.3 Transmisión por Injerto. El injerto es un método de propagación vegetativa artificial de las plantas en la que una porción de tejido procedente de una planta (injerto) se une sobre otra plantada (patrón) de modo que el conjunto de ambos crezca como un sólo organismo. Las conexiones floemáticas permiten transferir fitoplasmas de plantas infectadas a plantas hospederas y reproducir los síntomas.

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4.2.4 Técnicas para la Identificación de Fitoplasmas. Pineda, (2007) (comunicación oral) reportó el aislamiento de un fitoplasma en un medio a base de ácido indolacético en solución isotónica, sin embargo, varias investigaciones apoyan el parasitismo obligado de estos microorganismos y su imposibilidad de cultivo en un medio artificial. Esta condición y las características generales de los fitoplasmas conllevan a que el diagnóstico de una enfermedad causada por estos patógenos no pueda realizarse mediante la aplicación de los Postulados de Koch y se requiera de técnicas más específicas. La técnica utilizada para detectar y visualizar fitoplasmas depende de la disponibilidad del equipo, rapidez de realización y el grado de precisión. Las técnicas utilizadas son: microscópicas (óptica y electrónica), serológicas (Elisa inmunoflorescencia, inmunoensayo por dot blot e ISEM), hibridación de ácidos nucleicos homólogos que ha hecho posible clonar fragmentos de ADN (cromosómico y extra cromosómico) de los fitoplasmas. Estos fragmentos de ADN clonados se utilizan como sondas en las hibridaciones ADN-ADN, lo que permite una detección muy sensible y específica. Estas hibridaciones pueden llevarse a cabo mediante “dot blot” o “southern blot”. Estas técnicas junto con el análisis por RFLP (restriction fragment length polymorphism) se han utilizado para la diferenciación y clasificación de fitoplasmas y espiroplasmas (INIA, 2003). Otras técnicas utilizadas para detectar la presencia de fitoplasmas son las histoquímicas de tinción. La técnica de tinción con colorante Dienes consiste en teñir las células del xilema de color azul turquesa brillante, las de la corteza azul púrpura, quedando la zona correspondiente al floema incolora, de modo que en éstas se pueden observar los fitoplasmas en tono azul. En la técnica de tinción con el fluorocromo Dapi (4’-6 diamidino 2-fenil- indol), éste se une al ADN, preferentemente al rico en AT, formando un complejo que presenta fuerte fluorescencia en las células del floema, de plantas infectadas por fitoplasmas en forma de puntos o masas fluorescentes (INIA, 2003; López, 2007).

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La detección e identificación de fitoplasmas desde las diferentes plantas huésped e insectos vectores, se puede realizar usando técnicas debidamente probadas como ELISA dot-blot o Souther blot, gracias al desarrollo de anticuerpos monoclonales (INIA, 2003). Una técnica rápida y sensible es la aplicación de la PCR (Reacción en Cadena de la Polimerasa) con cebadores específicos basados en el gen 16 SrRNA muy conservado en los micoplasmas (INIA, 2003; Arneodo et al, 2007; López et al, 2007). El PCR anidado es una técnica que involucra dos reacciones en cadena de la polimerasa sucesivas, con dos pares de cebadores distintos, de manera que los cebadores utilizados en el primer PCR flanqueen una región del ADN ribosomal del fitoplasma y la segunda PCR (internal o nested PCR) amplifica una región al interior del producto amplificado en la primera reacción en cadena (external PCR). Esta técnica además de ser más específica, descarta la amplificación de ADN de bacterias o de la misma planta.

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