PEQUEÑOS ANIMALES

La consulta veterinaria en 5 minutos canina y felina.

Pruebas de laboratorio y procedimientos de diagnóstico Autor: Shelly L. Vaden, Joyce S. Knoll Francis, W.K. Smith, Jr., Larry P. Tilley Presentación: tapa dura Formato: 20 x 28 cm Páginas: 800 Ilustraciones: en blanco y negro Edición: 2011 ISBN: 978-950-555-387-7

E

stamos ante una obra de referencia rápida, actualizada y completa de los procedimientos de diagnóstico y las pruebas de laboratorio que se utilizan a diario en el manejo de los problemas médicos de perros y gatos. Antes de la publicación de este libro, esta información se podía encontrar diseminada en una variedad de fuentes clínicas.

Contenido Aprovechar al máximo su laboratorio de diagnóstico Principios generales para realizar pruebas sanguíneas Principios generales para realizar pruebas fecales Principios generales para realizar pruebas de orina Principios generales de la endoscopia Principios generales de la radiografía Principios generales de la ultrasonografía Temas Abdominocentesis y análisis de líquidos Acetilcolinesterasa Ácidos biliares Actividad enzimática de los glóbulos rojos Alanina aminotransferasa Albúmina Albúmina en orina Amilasa

Amoníaco Análisis de líquidos Análisis de semen Análisis de urolito Analito de tumor vesical Angiografía y angiocardiografía Anticuerpo antinuclear Anticuerpo antirreceptor de acelticolina Antígeno fecal para Giardia Aqueocentesis y vitreocentesis Artrocentesis con análisis de líquido sinovial Artroscopia Aspartato aminotransferasa Aspiración con aguja fina Aspiración de masa u órgano guiada por ultrasonido Aspiración y biopsia de médula ósea

Editorial Inter-Médica S.A.I.C.I. • Junín 917 – Piso 1º “A” • C1113AAC • Ciudad Autónoma de Buenos Aires – República Argentina Tels.: (54-11) 4961-7249 – 4961-9234 – 4962-3145 • FAX: (54-11) 4961-5572 E-mail: [email protected] • E-mail: [email protected] • http://www.inter-medica. com.ar

Aspiración y biopsia de riñón Autoanticuerpo antitiroglobulina Babesia Bartonella Bicarbonato Bilirrubina Bilirrubina en orina Biopsia cutánea Biopsia de hígado Biopsia de hueso Biopsia de músculo y nervio Biopsia tisular: aguja y sacabocados Broncoscopia Calcio Calcitriol Carnitina Cateterización cardíaca Cateterización uretral Centellografía portal transesplénica Centellografía tiroidea Cetonas en orina Cinc Cistocentesis Cistometría y medición de la presión uretral Cistouretrografía Cistouretroscopia Citología de aspirado de médula ósea: evaluación microscópica Citología ótica y de superficie cutánea Cloruro Cobalamina Colesterol Colonoscopia Coronavirus felino Cortisol Creatina cinasa Creatinina Cuerpos de Heinz Cultivo de dermatófitos Cultivo y antibiograma bacterianos Curva de glucosa D-dímero Densidad específica de la orina Detección de anticoagulantes Detección de anticuerpos plaquetarios Determinación de la presión sanguínea: no invasiva e invasiva Ecocardiografía Ehrlichia/Anaplasma Elastasa fecal Electrocardiografía Electroencefalografía Electroforesis de proteínas Electromiografía Electroneurografía Electrorretinografía Ensayo con ACTH Ensayo con alimentos Ensayos para inmunoglobulinas Epidurografía Eritropoyetina Escaneo de perfusión pulmonar Escaneo óseo Esferas de polietileno impregnadas en bario

Esofagogastroduodenoscopia Esofagografía Estradiol Estudios radiográficos contrastados del tracto gastrointestinal inferior Estudios radiográficos contrastados del tracto gastrointestinal superior Etilenglicol Examen con lámpara de Wood Examen microscópico de frotis sanguíneo Excreción fraccional de electrólitos en orina Extracción de cálculo asistida por catéter Extracción de líquido cefalorraquídeo Factor de von Willebrand Factor reumatoideo Factores de coagulación Faltante aniónico Ferritina Fibrinógeno Fiebre maculosa de las Montañas Rocosas Flotación fecal Fluoroscopia Folato Fosfatasa alcalina Fósforo Fragilidad osmótica Frotis de impresión Frotis fecal directo y citología Fructosamina Gamma-glutamiltransferasa Gases sanguíneos Gastrina Globulinas Glóbulos blancos: basófilos Glóbulos blancos: eosinófilos Glóbulos blancos: linfocitos Glóbulos blancos: monocitos Glóbulos blancos: neutrófilos Glucosa Glucosa en orina Grasa fecal Hematócrito Hemoglobina Hemoglobina glucosilada Hemograma completo Hormona luteinizante Hormona paratiroidea Hormona tiroestimulante Índices eritrocitarios Inhibidor de alfa1-proteasa Insulina y proporción insulina:glucosa Irrigación nasolagrimal Lactato Laparoscopia Lavado broncoalveolar Lavado prostático Lavado traqueal Lavado y biopsia nasal Leptospira Linfangiografía Lipasa Lipasa pancreática inmunorreactiva

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Magnesio Medición del surco gingival Metahemoglobina Micoplasmas hemotróficos Mielografía Miositis de músculos masticatorios (ensayo de anticuerpos para 2M) Moquillo Morfología de los glóbulos rojos Nitrógeno ureico Nivel de hierro y capacidad ligadora total de hierro Osmolalidad Oximetría de pulso Péptidos natriuréticos Pericardiocentesis pH en orina Plomo Potasio Preparación de células de lupus eritematoso Preparación de frotis sanguíneo Preparaciones de capa flogística Preservación de semen Presión venosa central Productos de la degradación de fibrina Progesterona Proporción cortisol:creatinina Proporción gamma-glutamiltransferasa:creatinina en orina Proporción proteína:creatinina en orina Proteína en orina Proteína hem en orina Proteína relacionada a la hormona paratiroidea Proteína total Proteínas anticoagulantes Proteínas de Bence Jones Proteínas de fase aguda Prueba de compatibilidad Prueba de estimulación con ACTH Prueba de estimulación con hormona tiroestimulante Prueba de Knott Prueba de PIVKA Prueba de privación de agua, modificada Prueba de respuesta a la desmopresina Prueba de respuesta a la hormona liberadora de tirotropina Prueba de Schirmer Prueba de supresión con dexametasona en dosis alta Prueba de supresión con dexametasona en dosis baja Prueba de supresión con T3 Prueba de tinción con fluoresceína Pruebas de funcion plaquetaria Pruebas de función pulmonar Pruebas de sensibilidad alimentaria gastroscópica y colonoscópica Pruebas genéticas Pruebas intradérmicas Radiografía abdominal Radiografía con haz horizontal Radiografía de cráneo Radiografía de esqueleto Radiografía de tórax Radiografía dental Raspado cutáneo y tricograma Raspado y citología conjuntival Raspado y citología rectal Reacción de Coombs

Recolección de semen Recuento de glóbulos rojos Recuento de reticulocitos Recuento y volumen plaquetarios Recuentos absoluto y diferencial de glóbulos blancos Relaxina Resonancia magnética Respuesta auditiva evocada del tronco cerebral Rinoscopia Sangre fecal oculta Sedimentación fecal y examen de Baermann Sedimento en orina Seguimiento electrocardiográfico ambulatorio Serología de brucelosis Serología de enfermedad de Lyme Serología de gusanos cardíacos Serología de toxoplasmosis Serología específica de alergeno Sodio Somatomedina C Tasa de filtración glomerular Taurina Testosterona Tiempo de coagulación activada Tiempo de protrombina Tiempo de sangría Tiempo de tromboplastina parcial activada Tipificación sanguínea Tiroxina (T4), libre Tiroxina (T4), total Toma de muestras sanguíneas Tomografía computarizada Tonometría Toracocentesis y análisis de líquidos Toracoscopia Triglicéridos Tripsina inmunorreactiva Troponinas cardíacas específicas Ultrasonografía abdominal Ultrasonografía adrenal Ultrasonografía cerebral Ultrasonografía de hígado y vesícula biliar Ultrasonografía del tracto urinario inferior Ultrasonografía esplénica Ultrasonografía gastrointestinal Ultrasonografía ocular Ultrasonografía pancreática Ultrasonografía renal Ultrasonografía tiroidea y paratiroidea Ultrasonografía torácica Ultrasonografía uterina Urianálisis general Urografía excretora Urohidropropulsión evacuante Vaginografía Virus de inmunodeficiencia felina Virus de leucemia felina Apéndice 1: Tablas de valores de laboratorio normales Apéndice 2: Control de medicamentos terapéuticos Apéndice 3: Laboratorios de referencia Índice

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LA CONSULTA VETERINARIA EN 5 MINUTOS

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Abdominocentesis y Análisis de Líquidos sión venosa central) debe adaptarse a la condición general y cardiovascular del animal. Equipos o insumos

• Rasuradoras. • Insumos quirúrgicos para la preparación de la piel (por ej., povidona yodada [Betadine], alcohol isopropílico). • Guantes estériles. • Escalpelo # 11. • Jeringa de tamaño apropiado (3,6 o 12 ml). • Portaobjetos de vidrio. • Tubo con EDTA y suero, y ampollas Port-A-Cul. Para abdominocentesis • Aguja hipodérmica calibre 18, 20 a 22, de 1 a 1,5 pulgadas (25,4-38,1 mm) o, en forma alternativa, un catéter a través de la aguja IV al que se le han agregado agujeros laterales mediante un escalpelo. El uso de un catéter fenestrado en lugar de una aguja puede disminuir la incidencia de ciertas complicaciones. Los agujeros laterales agregados deben ser pequeños y parejos para evitar que el catéter se retuerza o rompa dentro del abdomen. • Opcional: un set de extensión montado sobre la jeringa. • Para la abdominocentesis terapéutica, una llave de 3 vías y una jeringa de 60 ml. Para LPD • Un catéter de diálisis disponible a nivel comercial (catéter de lavado peritoneal [Global Veterinary Products, Waukesha, WI] y sistema de seguridad para toracocentesis Argyle Turkel [Sherwood Davis & Geck, St. Louis, MO]) o, como alternativa, un catéter IV calibre 20 a 14, a través de la aguja, de 1,5 a 2 pulgadas (38,1- 50,8 mm); fenestrado como se describió con anterioridad. • Una bolsa de solución salina isotónica estéril tibia con un set de perfusión IV. • Una jeringa de 12 ml. • Una llave de 3 vías adherida a un set de extensión (opcional). TÉCNICA

Abdominocentesis de aguja simple

• El lugar de la abdominocentesis es apenas caudal al ombligo, sobre la línea media ventral o ligeramente lateral hacia la derecha (2-3 cm en lo perros de tamaño mediano), a menos que el animal esté de pie, ya que en este caso el lugar será en la parte más dependiente del abdomen. • Se corta el pelo en un área de 10 × 10 cm2, y se prepara la piel de manera aséptica. • La aguja, que se inserta a través de la piel y la pared abdominal, puede o no estar adherida a la jeringa. • Si no está adherida a la jeringa, junte el líquido en un tubo estéril a medida que gotea del cono de la aguja. • Si está adherida a la jeringa, aplique succión delicada con ésta y evite la succión vigorosa para impedir un resultado negativo falso (por ej., drenaje seco). • Se recolecta líquido en forma aséptica y se lo entrega para análisis relevantes. En general, se necesita una muestra de 10 ml para un análisis completo. • Para la abdominocentesis terapéutica, el set de extensión y la llave de 3 vías se montan sobre el catéter. Se aspira el líquido suavemente con la jeringa y se lo aparta en forma subjetiva hasta que el abdomen se sienta menos tenso y el animal parezca estar más cómodo. • Cuando se utilice catéter a través de la aguja con agujeros laterales agregados, tenga cuidado de retirarlo en forma completa girándolo suavemente o cortándolo desde el tejido subcutáneo. Abdominocentesis del cuarto cuadrante

• La superficie ventral del abdomen se divide en 4 cuadrantes

con una línea imaginaria que corta en dos la línea alba a través del ombligo. • Se afeita una pequeña área (4-6 cm2) de pelo en cada cuadrante y se prepara la piel en forma aséptica. • Se hace una punción sobre cada lado y se aspira suavemente con una jeringa. • Repita hasta que se recupere líquido o hasta que se hayan aspirado los 4 lugares. • En caso de un drenaje negativo, se deben considerar ultrasonografía abdominal, LPD, o ambos. Abdominocentesis guiada por ultrasonido

• La ultrasonografía se utiliza para ubicar una efusión de volumen pequeño o localizada. • El pelo se corta en un área de 10 × 10 cm2 y la piel se prepara en forma aséptica. • La aguja montada sobre una jeringa se inserta bajo la guía del ultrasonido en la cavidad de líquido y se lo aspira delicadamente. • La aspiración se detiene cuando se ha recolectado suficiente volumen de líquido. Lavado peritoneal diagnóstico (técnica cerrada)

• Realice todas las radiografías o ultrasonografía abdominales que sean necesarias antes del procedimiento, porque el LPD alterará los resultados. • El lugar para el LPD es 1-3 cm caudal al ombligo, sobre la línea media o apenas a la derecha de ésta. Evite utilizar áreas con cicatrices de cirugías previas. • Se rasura el pelo y se prepara la piel en forma aséptica. • Infiltre la piel y la pared abdominal con suficiente anestésico local (por ej., lidocaína 2%) para formar una ampolla pequeña. • En el lugar de entrada del catéter, haga una incisión de 0,5 a 1 cm a través de la piel con un escalpelo # 11. • Empuje el catéter con estilete hacia el abdomen a través de la incisión y la pared abdominal. • Retire el estilete y desplace el catéter en sentido dorsocaudal hacia el abdomen. • Una vez que el catéter está en el abdomen, agregue una jeringa y aspire delicadamente. Si se obtiene líquido, no hay necesidad de continuar con el lavado. • En ausencia de líquido, infunda 20-22 ml de solución salina isotónica estéril tibia por kilogramo de peso corporal a través del catéter por medio de un set de infusión IV con flujo de gravedad rápido o aplicando presión moderada en la bolsa durante 1-2 minutos. • Después de completar la infusión, haga rodar al animal suavemente de un lado al otro para dispersar el líquido y haga peloteo en el abdomen por 1-2 minutos, con cuidado de no sacar el catéter de lugar. • Baje la bolsa de líquido al suelo y permita que éste drene hacia la bolsa, o aspire el catéter lentamente con una jeringa para retirar una muestra de líquido. Con mayor frecuencia, sólo se recupera una pequeña parte del líquido instilado; el resto será reabsorbido por el peritoneo. • El líquido de lavado se recolecta en forma aséptica y se lo entrega para análisis relevantes. • El catéter puede permanecer en el lugar en forma temporaria para evaluación de líquido en serie (por ej., hemorragia en curso), si fuera necesario. • Retire el catéter cuando se haya completado la toma de muestras y suture la incisión cutánea, si fuera necesario. MANIPULACIÓN DE LA MUESTRA

• Se examina el líquido abdominal o de lavado en forma macroscópica en busca de claridad y color. • Se determina la densidad específica y se cuantifican los sólidos totales mediante una refractometría.

PRUEBAS DE LABORATORIO Y PROCEDIMIENTOS DE DIAGNÓSTICO

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Abdominocentesis y Análisis de Líquidos • Se mide el VCA en líquidos hemorrágicos mediante el uso de un tubo de microhematócritos. • Se procesa un poco de líquido para evaluación citológica microscópica directa mediante tinción de una pequeña gota a través del portaobjetos, permitiendo que el frotis se seque con el aire y aplicando tinción de tipo Romanovsky (Diff-Quick, Hema III, Giemsa o tinción de Wright). Para líquidos muy celulares (>50.000 células/µl), es probable que la evaluación citológica de un frotis directo sea adecuada. • El líquido abdominal se separa en alícuotas y se coloca en los siguientes sitios: • Un tubo con EDTA para evaluación citológica, que incluya recuentos absoluto y diferencial de glóbulos rojos y células nucleadas, después de la técnica de concentración (si hay 200050.000 células/µl) o citospina (si hay 2 ml/kg. • Uroabdomen: la concentración de creatinina en el líquido abdominal es mayor que la concentración de creatinina en suero (en general, dos veces mayor en los perros). Un resultado similar se obtiene con el potasio. En los gatos, la proporción suero:creatinina en líquido abdominal y la proporción suero:potasio podrían ser pequeñas. En comparación, hay poca o ninguna diferencia entre líquido y nitrógeno ureico en líquido y sangre. • Peritonitis biliar: la concentración de bilirrubina en líquido es mayor que en suero y, en general, se encuentra pigmento biliar extra o intracelular mediante examen citológico. • Pancreatitis: las concentraciones de amilasa y lipasa mayores en líquido que en suero sugieren pancreatitis. • Peritonitis: >1000 glóbulos blancos/µl en líquido de lavado. • Peritonitis séptica: los hallazgos citológicos incluyen fibras alimenticias, neutrófilos degenerados y bacterias intracelulares. La concentración de lactato en líquido es mayor en la efusión séptica que en la no séptica. En los perros, la concentración de lactato en líquido >2,5 mmol/L tiene un 100% de sensibilidad y un 91% de especificidad para diagnosticar efusión séptica. También en los perros, una diferencia de lactato en sangre/líquido >2mmol es 100% sensible y específica para el diagnóstico de efusión séptica. Es probable que la concentración de lactato en líquido sea menos confiable en los gatos. Una diferencia de glucosa de sangre a líquido >20 mg/dl es 100% sensible y 100% específica para el diagnóstico de efusión peritoneal séptica en los perros y 86% sensible y 100% específica para el diagnóstico de peritonitis séptica en los gatos. • Efusión eosinofílica: >10% de eosinófilos en líquido abdominal, independientemente del contenido de proteínas o recuento celular. • Infección por cestodiasis aberrante: la presencia de Mesocestoides spp (cestodos móviles observados a simple vista o con examen microscópico) o corpúsculos calcáreos en líquido abdominal. VALORES CRÍTICOS

• Después de la resucitación cardiovascular adecuada, las siguientes condiciones necesitan atención inmediata y pueden requerir celiotomía exploratoria. • Hemoabdomen traumático. • Peritonitis bacteriana. • Uroabdomen. • Peritonitis biliar.

VALORES ANORMALES

FACTORES QUE INTERFIEREN

• Presencia de líquido intraabdominal libre. • Líquido de lavado con >1000 glóbulos blancos/µl o anormal en forma global (por ej., hemorrágico, verdoso, turbio, purulento).

Medicamentos que pueden alterar los resultados del procedimiento

Evite los agentes sedantes que puedan inducir esplenomegalia.

LA CONSULTA VETERINARIA EN 5 MINUTOS

206 Electrocardiografía

• Los pacientes pediátricos pueden requerir sujeción ceñida para permitir la evaluación. • Si se utiliza ketamina con diazepam para la sedación, las arritmias pueden quedar ocultas.

RITMO SINUSAL NORMAL

Posicionamiento del paciente

• Debido a que los niveles de referencia se originan a partir de la posición en decúbito lateral derecho, esa posición sería ideal, pero en la práctica real, si una mascota no responde al tratamiento o es disneica, cualquier posición que minimice los tremores, los jadeos o la resistencia servirá. Como alternativa, se prefiere que el animal esté sentado y no parado, si el decúbito lateral derecho es muy estresante. • Las manos deben utilizarse para sostener los miembros separados con el fin de mantener la interferencia a un nivel mínimo, y los miembros delanteros deben estar en sentido perpendicular. Una segunda opción para el registro es de pie o en decúbito esternal, mientras que el animal sentado es la última opción.

TAQUICARDIA SINUSAL

BRADICARDIA SINUSAL

Control del paciente

ARRITMIA SINUSAL

La observación cuidadosa puede identificar disnea o cianosis repentina. El desarrollo abrupto de estas anormalidades puede indicar desestabilización. Figura 1

Ejemplos comunes de electrocardiogramas.

• El mínimo son tres derivaciones bipolares y lo común son tres derivaciones unipolares adicionales. • Este tipo de procedimiento requiere un ambiente (y un animal) tranquilo y calmo para optimizar los resultados. La distracción durante la prueba puede producir efectos espurios, por lo que se debe tener cuidado en dejar que el paciente se sosiegue antes de que comience la medición. • La prueba debería ser realizada por un técnico o veterinario con experiencia y, lo ideal, es que se lleven a cabo pruebas en serie y éstas sean interpretadas por las mismas personas para mantener la consistencia. • Apague los tubos fluorescentes o equipos eléctricos (en especial, si son viejos) de la habitación, no cruce sus extremidades y evite el contacto con las superficies metálicas. • Antes de comenzar los registros, se deben colocar clips en forma eficaz. Los electrodos del brazo derecho (RA) y del brazo izquierdo (LA) se sitúan mejor en el área del olécranon proximal o a mitad de camino del radio. Los electrodos de la pata derecha (RL) y de la pata izquierda (LL) se colocan sobre el ligamento de la rótula. Antes de aplicar un clip, recuerde pasar gel conductor o alcohol isopropílico al 70%. La ventaja de la segunda opción es que no se pega en el pelo largo. Para control a largo plazo (por ej, intraoperatorio) es mejor el gel, porque el alcohol se evapora demasiado rápido. El electrodo precordial (derivación V) se aplica para las derivaciones unipolares precordiales del tórax. • Los tremores musculares pueden producir artefactos. Los movimientos comunes también son un problema en el registro, porque llevan a vibraciones a lo largo de la línea de base. El ronroneo también puede producir este problema. Una mano colocada suavemente sobre la pared torácica del animal puede ayudar a reducir el estremecimiento. • La línea de base errante, con frecuencia, se debe a movimientos respiratorios cíclicos, porque el contacto en la interfase piel-clip puede ser escaso. Los jadeos o la tos del paciente también pueden causar el mismo efecto. Para resolver este problema, mantenga el hocico cerrado suavemente durante 4 segundos. Anestesia o sedación

• No se necesita anestesia, y rara vez se requiere sedación.

Equipos o insumos

• Los equipos de ECG son relativamente poco costosos y varían desde equipos transtelefónicos hasta registradores oscilométricos integrados a la computadora, que pueden imprimir y cargarse en forma directa al registro computarizado del paciente. • Una manta o almohadilla blanda para la camilla. • Una máquina de registro de ECG. El aparato utilizado debe cumplir con los requisitos del Comité de Electrocardiografía de la Asociación Norteamericana del Corazón (AHA). El amplificador está conectado a un registrador de tira, ya sea en una pantalla de computadora o un osciloscopio, o mediante un estilete sobre papel encerado. Como mínimo, se debería disponer de una captura de un solo canal y un osciloscopio. Los equipos de tres canales permiten una captura y un análisis más detallados, ya que posibilitan que el evaluador registre 3 derivaciones en forma simultánea. • Gel de contacto o alcohol isopropílico al 70%. • Rasuradoras, si el pelaje es muy espeso, para proporcionar un buen contacto con el clip. • Una impresora o computadora, o un aparato de transtelefonía, según el lugar a donde haya que enviar los resultados o cómo deban registrarse. • Separe los cables para que no se superpongan. En general, hay un grupo de 5 cables. En los animales, en general, se utilizan pinzas cocodrilo. Las pinzas de plata son mejores para la sensibilidad eléctrica, pero se desplazan con más facilidad cuando los animales forcejean. Las pinzas cocodrilo, que deben ser de cobre, tienen que limarse y doblarse en las puntas para que pinchen menos. En los animales pequeños, la colocación de una placa dentro de la pinza puede ayudar a mantener la comodidad del paciente sin perder la eficacia. • Cuando todo está adherido, encienda la máquina. Si ésta es vieja y requiere calentamiento, debería precalentarse antes de posicionar al paciente. • Si se utiliza un estilete, podría necesitarse una mano para fijarlo en el centro. • Encienda el marcador de estandarización para sensibilidad y aumente hasta velocidad 50 antes de empezar a registrar. • Cambie las derivaciones para obtener segmentos de 4 segundos, aproximadamente, con el objetivo de registrar un mínimo de 4 complejos buenos para alteraciones de ritmo. Repita, según sea necesario, para cubrir las derivaciones disponibles para el sistema. • Por último, registre una tira larga de derivación II, para una evaluación del ritmo completo.

PRUEBAS DE LABORATORIO Y PROCEDIMIENTOS DE DIAGNÓSTICO

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Electrocardiografía • Se necesitará una pausa si se deben registrar las derivaciones precordiales, porque los electrodos necesitarán ser reposicionados. Apague la máquina, vuelva a encenderla y ponga en marcha la estandarización antes del registro. • Apague el interruptor de registro y la máquina, y limpie el gel del pelaje después de retirar suavemente las pinzas. • Para el ECG transtelefónico, el preamplificador portátil convierte las señales eléctricas en tonos que pueden enviarse por línea telefónica. Posicione al animal, adhiera 2 electrodos (húmedos para que hagan buen contacto) a los antebrazos cerca del codo y luego llame al servicio transtelefónico. MANIPULACIÓN DE LA MUESTRA

• La sensibilidad controla la altura de los complejos, y la medida estándar es 1 mV. Esto significa que 10 cuadrados pequeños (1 cm) equivalen a 1 mV. • Cambie a 2 mV para aumentar el tamaño de los complejos representados y a 0,5 mV para reducir la altura de los complejos altos. • Se debe hacer una marca al comienzo de cada tira para registrar la sensibilidad de la derivación. Los modelos más nuevos lo hacen en forma automática. • Coloque el registro de la línea de base en el centro de la tira de papel para el registro. • Registre al menos 5-6 complejos para cada derivación y una tira larga, en especial si se buscan arritmias. Controle la polaridad: si las ondas R no son positivas en la derivación I, controle la conexión para ver si todavía es negativa, lo que es anormal para la derivación I. • La colocación de la conexión a tierra no es fundamental, excepto que tenga que estar lo más lejos posible. Caninos

• Para control intraoperatorio, la posición del paciente no es fundamental. CUIDADO POSTERIOR APROPIADO

Control del paciente después del procedimiento

Ninguno. Cuidado de enfermería

Ninguno. Modificación dietaria

Ninguna. Requisitos farmacológicos

Ninguno. Restricciones de actividad

Ninguna. Tiempo de recuperación anticipado

Ninguno.

INTERPRETACIÓN HALLAZGOS O RANGOS NORMALES

Los hallazgos pueden dividirse en frecuencia cardíaca, ritmo, análisis de complejos e intervalos, eje eléctrico y derivaciones de tórax (véase un guía para texto ECG para detalles de interpretación). Pueden producirse anormalidades en ritmo, complejos e intervalos y ondas y alteraciones en la conducción del impulso y el eje eléctrico medio. Felinos

Frecuencia Frecuencia 70-160 latidos/minuto para perros adultos Rango: 120-140 latidos/minuto 60-140 latidos/minuto para razas gigantes Promedio: 197 latidos/minuto Hasta 180 latidos/minuto para razas toy Hasta 220 latidos/minuto para cachorros Ritmo Ritmo Ritmo sinusal normal Ritmo sinusal normal Arritmia sinusal Taquicardia sinusal (reacción fisiológica a la excitación) Marcapasos SA errante Mediciones (derivación II, 50 mm/segundo, 1 cm = 1 mV) Mediciones (derivación II, 50 mm/segundo, 1 cm = 1 mV) Onda P Onda P Amplitud máxima: 0,04 segundos (2 cuadrados de ancho) Amplitud máxima: 0,04 segundos (2 cuadrados de ancho) Amplitud máxima: 0,05 segundos (2 ½ cuadrados de ancho) Altura máxima: 0,2 mV (2 cuadrados de alto) en razas gigantes Intervalo PR: Altura máxima, 0,4 mV (4 cuadrados de alto) Amplitud: 0,05-0,09 (2 ½ -4 ½ cuadrados) Intervalo PR: amplitud 0,06-0,13 segundos (3-6 ½ cuadrados) Complejo QRS Complejo QRS Amplitud máxima: 0,04 segundos (2 cuadrados) Amplitud máxima: 0,05 segundos (2 ½ cuadrados de ancho) Altura máxima de la onda R: 0,9 mV (9 cuadrados) en razas pequeñas Segmento ST: sin depresión o elevación Amplitud máxima: 0,06 segundos (3 cuadrados de ancho) Onda T en razas grandes Puede ser positiva, negativa o bifásica; con mayor frecuencia, positiva Altura de la onda R* Amplitud máxima: 0,3 mV (3 cuadrados) Máximo: 3 mV (30 cuadrados) en razas grandes Intervalo QT Máximo: 2,5 mV (25 cuadrados) en razas pequeñas Amplitud: 0,12-0,18 segundos (6-9 cuadrados) a frecuencia cardíaca Segmento ST normal (rango 0,07-0,20 segundos, 3 ½-10 cuadrados) Sin depresión: ≤0,2 mV (2 cuadrados) Varía con la frecuencia cardíaca (las frecuencias más rápidas Sin elevación: ≤0,15 mV (1 ½ cuadrados) tienen intervalos QT más cortos y viceversa) Onda T Puede ser positiva, negativa o bifásica No mayor que ¼ de amplitud de la onda R Rango de amplitud ±0,05-1 mV (½-10 cuadrados) en cualquier derivación Intervalo QT - Amplitud: 0,15-0,25 segundos (7 ½ -12 ½ cuadrados) a frecuencia cardíaca normal - Varía con la frecuencia cardíaca (las frecuencias más rápidas tienen Continúa en la pág. siguiente intervalos QT más cortos y viceversa)

LA CONSULTA VETERINARIA EN 5 MINUTOS

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Tasa de Filtración Glomerular

PROCEDIMIENTO PREPARACIÓN DEL PACIENTE

Medicación o preparación previa al procedimiento

• Cualquiera de los dos procedimientos: los pacientes deben estar bien hidratados y haber ayunado 12 horas antes del estudio de depuración y durante éste. • Depuración de iohexol: se les debe proveer agua ad libitum a lo largo de todo el período de ayunas y durante el estudio. • Depuración de Cr: después de la administración de agua a través de una sonda (véase la sección Técnica), no se provee agua adicional durante el procedimiento de depuración urinaria. Anestesia o sedación

Están contraindicadas porque la anestesia general y la mayoría de los sedativos alterarán la TFG. Posicionamiento del paciente

N/A. Control del paciente

Observación física de rutina con evaluación de la temperatura, el pulso, la respiración y las características del pulso durante 15 minutos después de la administración de iohexol o durante 30 minutos luego de suministrar la Cr. Equipos o insumos

Depuración de iohexol • Iohexol (Omnipaque). • Un catéter IV, jeringas y agujas. Depuración de Cr • Solución de Cr (Sigma, St. Louis, MO) que contenga 50 mg de Cr/ml agua. La solución debería ser sometida a autoclave o filtrada para asegurar la ausencia de bacterias. • Un catéter urinario, jeringas y agujas. • Una sonda estomacal y un espéculo oral. • Agua estéril. TÉCNICA

Depuración de iohexol

• Determine y registre el peso corporal del animal (kilogramos). Como este peso se utiliza en el cálculo de la TFG, es importante la precisión de esta medición. • Coloque un catéter IV. Es fundamental que éste sea permeable y que no haya filtración perivascular del material inyectado. Compruebe la permeabilidad del catéter mediante solución isotónica estéril antes de la inyección de iohexol. • Determine la dosis de iohexol: • La dosificación estándar es de 300 mg yodo/kg. • Para la azotemia moderada a grave (Cr sérica, >3 mg/dl o >250 µmol/L), se puede utilizar una dosis de 300 mg yodo/kg o 150 mg yodo/kg. • La dosis real se utiliza en el cálculo de la TFG, por lo que la precisión es fundamental. • Administre la dosis de iohexol como un bolo IV rápido y único a través del catéter de inyección, seguido de inmediato por lavado con una solución isotónica. La dosis puede administrarse mediante jeringa y aguja, pero hay mayor riesgo de extravasación perivascular con este abordaje. Registre el tiempo exacto de inyección hasta el minuto más cercano. Utilice sólo un reloj simple o un dispositivo temporizador para todas las determinaciones de tiempo. • Retire el catéter ≈15 minutos después de la inyección. Este intervalo permite acceso venoso hasta que haya seguridad de que no se producirá una reacción adversa inmediata. No utilice el catéter

de inyección para extraer sangre, porque éste está contaminado con cantidades significativas de iohexol, aun después del lavado. • Recolecte ≈3 ml de sangre entera (en un tubo de coagulación para suero) mediante venipunción a las 2, 3 y 4 horas después de la inyección. Es fundamental estar tan cerca como sea posible de estos intervalos horarios, pero más importante es registrar el tiempo exacto (hasta el minuto más próximo) en que se recolectaron las muestras sanguíneas. Depuración de Cr

• Determine y registre el peso corporal del animal (kilogramos). Debido a que este peso se utiliza en el cálculo de la TFG, la precisión de esta medición es importante. • Inyecte la solución de Cr a una dosis de 2 ml/kg por vía SC. La precisión de esta dosificación es menos fundamental que para la depuración de iohexol. No inyecte >10 ml/sitio. En términos de tiempo, esto se considera = 0 minuto. • Pase de inmediato una sonda estomacal y administre un volumen de agua de la canilla igual al 3% del peso corporal. Por ejemplo, un perro de 15 kg debería recibir 450 ml de agua por vía oral. • Coloque un catéter urinario permanente de modo que esté en su lugar en el momento = 60 minutos. • A los 60 minutos, retire y descarte toda la orina de la vejiga. Lave la vejiga con 10 ml (para los gatos) a 50 ml (para los perros) de agua estéril, retire todo el líquido y deséchelo también. Registre el momento exacto de vaciamiento de la vejiga como T1. • Obtenga una muestra de sangre de 1,5 a 2,5 ml (B1) mediante venipunción o mediante un catéter venoso permanente, y coloque la sangre en un tubo de coagulación. • Recolecte y envíe toda la orina ≈20 minutos después. Luego de haber recolectado la orina, lave la vejiga con agua estéril como se describió con anterioridad y recolecte todo el enjuague con cuidado. Anote el momento exacto en que el lavado está terminado como T2. Mezcle bien la orina y el enjuague y rotúlelos como U1. Mida el volumen total de la mezcla de lavado y orina como V1 y guarde una alícuota de esta orina. Obtenga de inmediato una muestra de sangre de 1,5 a 2,5 ml como B2 en un tubo de coagulación. • Recolecte y guarde toda la orina ≈20 minutos después. Lave la vejiga con agua estéril como se describió anteriormente y recolecte todo el enjuague. Anote el momento exacto en que se completa el lavado como T3. Mezcle bien la orina y el enjuague y rotúlelos como U2. Mida el volumen total de enjuague y orina mezclados como V2 y guarde una alícuota de esta orina. Obtenga de inmediato una muestra de sangre de 1,5 a 2,5 ml como B3 en un tubo de coagulación. • Retire el catéter urinario. MANIPULACIÓN DE LA MUESTRA

Depuración de iohexol

• Permita que la sangre se coagule y transfiera al menos 1,2 ml de suero a un frasco plástico etiquetado. Las muestras pueden ser refrigeradas o congeladas. • Envíe las muestras de suero enfriadas o congeladas al laboratorio apropiado, y asegúrese de incluir la dosis exacta de iohexol administrada (miligramos de yodo por kilogramos de peso corporal), el momento exacto de administración de iohexol y los momentos exactos en que se tomaron las muestras sanguíneas. El Laboratorio de Diagnóstico de Salud Animal de la Universidad del Estado de Michigan (B629 West Fee Hall, East Lansing, MI 48824) proporciona este ensayo en forma comercial. Depuración de Cr

• Permita que la sangre coagule y pase las muestras de suero (B1B3; al menos 0,5 ml), la orina y la mezcla de orina-enjuague (U1 y U2) a frascos plásticos etiquetados. Las muestras deberían ser refrigeradas, pero no congeladas.

PRUEBAS DE LABORATORIO Y PROCEDIMIENTOS DE DIAGNÓSTICO

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Tasa de Filtración Glomerular • Remita las muestras a cualquier laboratorio de patología clínica. Notifique cuáles son las muestras que contienen orina, porque el laboratorio podría tener que realizar diluciones apropiadas.

• Para la depuracieon de Cr exógena, el promedio normal de TFG es de 3,8 ml/minuto/kg (rango normal: 2,8-4,8) en los perros, y de 2,8 ml/minuto/kg (rango normal: 2,1-3,5) en los gatos.

CUIDADO POSTERIOR APROPIADO

N/A.

Control del paciente después del procedimiento

FACTORES QUE INTERFIEREN

• Observe el sitio de inyección en busca de sangrado o infección. • Depuración de Cr: realice un urocultivo bacteriano de seguimiento dentro de los 3-7 días después del procedimiento. Cuidado de enfermería

Ninguno. Modificación dietaria

Ninguna. Requisitos farmacológicos

Ninguno. Restricciones de actividad

Ninguna. Tiempo de recuperación anticipado

Inmediato.

INTERPRETACIÓN HALLAZGOS O RANGOS NORMALES

• Los distintos laboratorios proporcionarán valores de referencia (normales) determinados en forma específica para su ensayo y metodología de determinación de la TFG. Puede haber variación sustancial en los rangos de referencia para los procedimientos de depuración plasmática porque, para calcular la TFG, estas técnicas se basan en las peculiaridades del momento de obtención y el modelado cinético de la muestra. • Un valor de TFG que esté dentro del rango normal para la especie se considera normal. • Un valor de TFG que esté por debajo del rango normal es diagnóstico de enfermedad renal si se han eliminado como consideraciones los factores prerrenales y posrrenales. El porcentaje de reducción de la TFG se determina mediante comparación del valor del paciente con el valor promedio normal para esa especie. • Un valor alto de TFG en general no se considera significativo, aunque algunos estados patológicos, como la diabetes mellitus regulada en forma deficiente, pueden llevar a la condición no deseable de hiperfiltración sostenida de manera crónica. • Para el procedimiento de depuración de iohexol de acuerdo con el protocolo delineado por el Laboratorio de Diagnóstico de Salud Animal de la Universidad del Estado de Michigan, la TFG será calculada por el laboratorio. El promedio normal de TFG por este método es de 5,48 ml/minuto/kg (rango normal: 2,89-8,07) en los perros, y de 1,94 ml/minuto/kg (rango normal: 1,15-2,73) en los gatos. • Para el procedimiento de depuración urinaria de la Cr exógena (como se describe aquí), la TFG debería tomarse como el promedio de los dos períodos de depuración de 20 minutos. La fórmula de depuración es la siguiente: • TFG = (volumen de orina × concentración urinaria de Cr)/ (concentración plasmática promedio × duración de la recolección × peso corporal). El peso corporal se mide en kilogramos, la concentración de Cr en miligramos por decilitro y el tiempo en minutos. • Para el primer período de recolección: TFG = (V1 × [creatinina] en U1) / ([0,5] × [B1 + B2] × [T2 - T1] × peso corporal). • Para el segundo período de recolección: TFG = (V2 × [creatinina] en U2) / ([0,5] × [B2 + B3] × [T3 - T2] × peso corporal).

VALORES CRÍTICOS

Medicamentos que pueden alterar los resultados del procedimiento

Para la depuración de iohexol, los compuestos que contengan yodo, como los agentes de contraste radiográfico. Condiciones que pueden interferir con la realización del procedimiento

Cualquier causa prerrenal o posrrenal de azotemia. Técnicas de procedimiento o manipulación que pueden alterar los resultados

Para cualquiera de los dos procedimientos Imposibilidad de registrar el peso corporal o los tiempos en forma precisa. Para la depuración de iohexol • El uso de un catéter de inyección para extraer la sangre contaminará la muestra de manera significativa. • Administración imprecisa de la dosis: la extravasación perivascular de iohexol invalida el resultado de la prueba. Si se repite, el intervalo entre las pruebas debería ser de al menos 48 horas. Para la depuración urinaria de Cr • Imposibilidad de vaciar la vejiga urinaria completamente. • Imposibilidad de mezclar bien el enjuague y la orina y de medir el volumen de orina de manera precisa. • La imposibilidad de administrar agua a través de una sonda reducirá los volúmenes de orina y, por artefacto, el valor medido para la TFG. Influencia de las características en la realización e interpretación del procedimiento

Especie Hay valores normales específicos de especie para la TFG. Raza Existen diferencias raciales en los valores normales para la TFG, pero no se han estudiado bien. Históricamente, se ha presumido que estas diferencias son pequeñas. Por desgracia, ésta es casi seguro una presunción imprecisa. Hasta que no se publiquen más estudios, el único abordaje viable es aceptar un único rango de referencia para la TFG para cada especie. Edad Los valores normales son sólo para los animales adultos. Aunque la prevalencia de la ERC aumenta con el avance de la edad, los perros y gatos normales experimentan solamente una pequeña declinación de la TFG a medida que envejecen. Género Las diferencias en los valores normales para la TFG entre los géneros no se han estudiado bien, pero en general se presume que son pocas. Gestación Las diferencias en los valores de la TFG durante la gestación no se han estudiado bien, aunque se debería esperar un aumento seguro de la TFG en las hembras preñadas. PERSPECTIVA CLÍNICA

• El cálculo de la TFG es la mejor manera de evaluar la gravedad de la disfunción renal, en particular en los estadios preazotémicos.