Programa de Anestesiología

Anestesiología

ANESTESIOLOGÍA VETERINARIA A - Anestesia General 1. Introducción a la anestesia: concepto y nomenclatura. 2. Evaluación preanestésica B – Farmacología aplicada 3. Preanestésicos: anticolinérgicos y tranquilizantes 4. Anestésicos intravenosos y disociativos 5. Anestésicos inhalatorios 6. Anestésicos locales. Analgesia locoRegional 7. Relajantes musculares

Tema 17

Anestesia en Roedores y conejo

C – Equipamiento y Monitorización 8. Monitorización del paciente anestesiado 9. Equipamiento anestésico

D – Técnicas de soporte. Complicaciones 10. Dolor perioperatorio, reconocimiento y tratamiento. Analgésicos 11. Manejo de la vía venosa: Fluidoterapia 12. Manejo de la vía aérea: Ventilación 13. Complicaciones anestésicas y su tratamiento E - Anestesia por especies 14. Anestesia en perro y gato 15. Anestesia en équidos 16. Anestesia en rumiantes y cerdo 17. Anestesia en animales de laboratorio 18. Anestesia en animales exóticos F – Manejo anestésico en situaciones específicas 19. Anestesia en pacientes especiales sanos 20. Anestesia en el paciente enfermo

1

2

Valoración preanestésica

Objetivo del Tema

Estado sanitario „ „

Conocer las características de la anestesia en roedores y conejos, los fármacos empleados y las técnicas aplicadas.

Enf. Respiratorias crónicas Insuf. Renal crónica. Cetoacidosis (cobaya)

Valoración Examen físico Análisis de sangre (volumen limitado, 0,6%0,8% del peso)

3

Ayuno

Hipoglucemia

Normalmente innecesario Roedores y conejos no vomitan Si está indicado, 6 h es suficiente Evitar la hipoglucemia

Conejo Cobaya Pequeños roedores

4

Puede aparecer en anestesias de > 30 min Proporcionar glucosa y cristaloides Preferiblemente IV. alternativamente IP, SC, IO

Ayuno (h) 0-4 0-1* 0

* Los cobayas retiene comida en la orofaringe y pueden regurgitar 5

6

1

Calentador de fluidos

Manejo

Estabilización?

Fácilmente estresables El tono simpático aloto puede limitar la eficacia de los tranquilizantes Emplear métodos menos estresantes, p.e., maniobra de Camilla „ Evitar el despellejado de la cola(rata, gerbo)

Antes de la inducción anestésica Normalizar la temperatura corporal Restaurar hidratación, volemia, equilibrio hídrico

Reducir el manejo y mantener en ambiente tranquilo

10-20 ml/kg IV, IP, SC de i.e., 0,18% salino+4% glucosa

„

7

8

Objetivo: prevenir la pérdida de calor

Protección ocular

„

Hasta 10-15ºC en 20 min

Métodos: „ „ „ „ „

Los párpados pueden quedar abiertos, p.e. con ketamina Es frecuente el secado de la córnea y abrasión Administrar lágrimas artificiales (hidroximetil celulosa)

„

Envoltorio plástico de burbujas Aluminio Botellas de agua caliente Ventiladores de aire caliente Lámparas Mantas de agua caliente

Hipotermia

9

Sistemas de calentamiento

Envoltorio de burbujas de plástico

Manta de agua caliente

Preparación quirúrgica: Rasura el área mínima imprescindible compatible con una técnica aséptica Emplear desinfectantes templados, evitando soluciones con base alcohólica 10 Emplear paños

Complicaciones Prevención: Evitar sobredosificar: pesar con precisión !!! Mantener la temperatura corporal Mantener la oxigenación : dar oxígeno Evitar la presión sobre el tórax Minimizar las pérdidas de sangre: técnica quirúrgica cuidadosa Depresión respiratoria Compresión suave del tórax Doxapram (5-10 mg/kg) 11

12

2

Vías de administración

Puntos de acceso o inyección parenteral en pequeños mamíferos

Roedores: Las más comunes son la IP y SC. La vía IV resulta difícil por su tamaño. Los volúmenes máximos por vía IM están limitados (0,1 ml en ratón/ratas). Considerar la vía IO

IP

Conejo Cobaya ratas/ratón Gerbo Hámster Chinchilla

SC, IP, IM idem idem idem idem idem

Conejos: IV, IM, SC

IV: auricular, cefálica, lateral safena, yugular IV: auricular, lat. safena, dorsal pene, yugular IV: yugular, lat. cola IV: lateral cola, safena, metatarsiana IV: lat. Tarso, cefálica, lingual, dorsal pene IV: femoral, cefálica, lat. safena, auricular, dorsal pene, lat. abdomen, cola

IV 13

Acceso IV en Conejos

14

A

Fuente de calor

Cateterización de la vena lateral de la cola en la rata

Goma

Venas

B Arteria

15

Premedicación

Premedicación en el conejo

Para reducir el estrés y facilitar la manipulación antes de la anestesia Muy recomendado en animales muy estresados Propiedades analgésicas

No analgesia

Diacepam*, midazolam*, acepromacina

Analgesia moderada

Medetomidina*, xilacina*, ketamina

Analgesia potente

Fentanilo* (+ fluanisona, + droperidol)

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Tranquilizantes z Benzodiacepinas: diacepam (0,5-5), midazolam (0,2-3) * z Fenotiacinas: acepromacina (0,2-0,75) z Agonistas Alfa-2 : xilacina (1-5), medetomidina (0,1-0,5) * z Disociativos: ketamina (10-15), Tiletamina puede producir nefrotoxicidad a dosis > 30 mg/kg z Opioides: butorfanol (0,1-0,5), buprenorfina (0,01-0,05), morfina 1-2.5), petidina (5-10), Fentanilo + droperidol o fluanisona (infusión 0,03-0,1 /min) Atropina Hasta el 50% de Conejos presentan atropinesterasa El glicopirrolato dura más (0,01-0,1 mg/kg)

* Algunos fármacos son reversibles * Medetomidina y xilacina producen glucosuria y poliuria

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(dosis en mg/kg)

18

3

Cobaya

Premedicación en el cobaya

Métodos de anestesia

Secreciones profusas y densas atropina (0,05)

Inyectable Inhalatoria Loco-regional

Tranquilizantes „ „ „

Benzodiacepinas : diacepam, midazolam (2-5) * Fenotiacinas : acepromazine (5) Agonistas Alfa-2 : xilacina(5-10), medetomidina (0,5)

(dosis en mg/kg)

19

20

Anestesia de pequeños roedores

Anestesia Inyectable Pequeños roedores

La anestesia es similar en gerbo, hámster, chinchillas, rata y ratón

Con ketamina z + medetomidina o xilacina

La anestesia inhalatoria es la de elección

Con Fentanilo + medetomidina + droperidol (Innovar vet, thalamonal) + fluanisona (Hypnorm) + midazolam

Inyectable: IP habitualmente, IM puede ser inadecuada

Propofol (IV) 21

ketamina

22

anestesia general inyectable en el conejo Fármaco

Medetomidina

Xilacina

Atipamezol

Anestesia quirúrgica

(mg/kg)

(min)

IM (25 + 0,5)

30-40 min

ketamina + xilacina

IM (35 + 5)

30 min

ketamina + diacepam

IV (10 + 1)

ketamina + medetomidina

ketamina

Dosis

Fentanilo + medetomidina

IV (0,08 + 0,3)

Propofol

IV (hasta 10 durante 3-5 min)

Tiopental

No recomendado

ketamina no es buen analgésico en roedores Combinado con benzodiacepinas, opioides, agonistas alfa-2 23

24

4

anestesia general inyectable en el cobaya Resumen de Anestésicos empleados en roedores y Conejos Fármaco

Anestesia

(min)

IP (40 + 0,5)

30-40 superficial

IP (40-80 + 5-10)

30 quirúrgica

IM (100 + 5)

30 inmovilización

ketamina + medetomidina ketamina + xilacina

Route

Dosis

(mg/kg)

ketamina + diacepam

ratón

rata

Hamster Gerbo Cobaya Conejo

0,3/0,3 -

Fentanilo / Medetomidina

IP

-

Ketamina / Diacepam Ketamina / Xilacina Ketamina / Medetomidina

IP IP IP

100/5 80/10 70/2 50/5 100/5 100/10 80/10 200/10 70/3 40/5 75/1 75/0,5 100/0,25 75/0,5 40/0,5

25/5 35/5 IM 25/0,5 IM

Tiletamina + Zolazepam

IP

80*

50 +

20-40

-

80

60

* Solo inmovilización

-

50

(dosis en mg/kg)

+ Puede producir toxicidad renal

„

-

Innovar Vet (fentanilo+droperidol) puede producir automutilaciones

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Analgésicos empleados en roedores y Conejos Duración (h)

Via

ratón

rata

Hamster /Gerbo

Cobaya

Conejo

Buprenorfina Butorfanol Petidina Fentanilo Morfina

6-12 2-4 2-3 20-30 min 4-6

SC SC SC. IM IP SC

0,05-0,1 1-5 10-20 0,01-0,5 2-10

0,01-0,05 2 10-20 0,01-0,3 2-10

0,01-0,05 -

0,01-0,05 0,5-0,8 10-20 2-5

0,01-0,05 0,1-0,5 IV 10 2-5

Aspirina Flunixina Ibuprofeno Carprofeno

6-8 12 6 12-24

PO SC. IM PO SC

100 2.5 30 -

100 2.5 15 5

-

90 10 IM 4

100 1 10 IV 2-4

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Duración en minutos de diferentes combinaciones anestésicas en ratón

Técnica anestésica Fentanilo ketamina ketamina ketamina

anestesia

Sueño

45 20 25 25

315 130 175 140

+ Medetomidina + Diacepam + Medetomidina + Xilacina

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Anestesia Reversible Agonista

Antagonista

Dosis

Atipamezol

0,1-1

Opioides (all):

Naloxona

0,01-0,1

Opioides (µ):

Buprenorfina

0,01-0,1

Benzodiacepinas:

Flumacenilo

1

Agonistas

α2

Combinación anestésica

Antagonista

Ketamina / Medetomidina

Atipamezol

Fentanilo / Medetomidina

Buprenorfina / Atipamezol

28

Anestésicos Inhalatorios mg/kg)

Técnica de elección en roedores y Conejos isoflurano, halotano Requiere vaporizador Control rápido del plano anestésico Puede suplementar la anestesia inyectable

29

30

5

Cámara de inducción para roedores Salida

Gases frescos

Anestesia Inhalatoria halotano isoflurano Flujo de oxígeno

Inducción

Mantenimiento

3%-4%

1%-2%

3%-4%

1.5-3%

1-3 L/min

< 1 L/min

dep. tamaño cámara

250 ml/100 g (sistema ‘T’) 31

Anestesia Inhalatoria + sistema antipolución

32

Administración de anestésicos inhalatorios en roedores

Mantenimiento

Eliminación

Gas fresco (anestésico + O2) Inducción 33

Anestesia Inhalatoria en el conejo

Especie

CAM halotano

CAM isoflurano

Ratón Rata Conejo Perro

0,95 1.1 1.4 0,9

1.4 1.35 2.0 1.4

34

Inducción inhalatoria en el conejo Produce apnea voluntaria de hasta 2 minutos Algunos animales mueren por hipoxia e hipercarbia La administración de un sedante no reduce este efecto

La CAM es un 20% mayor Se emplea después de anestésicos inyectables IM o IV El óxido nitroso puede provocar distensión abdominal

Debe retirarse la mascarilla durante la apnea, colocándose de nuevo cuando respire 35

36

6

Intubación en roedores

Intubación en Conejos

Dificultades anatómicas z Abertura oral pequeña z Lengua prominente

Relativamente difícil comparado con especies mayores Suele emplearse la mascarilla

Ciega o con otoscopio

La ventilación se realiza con ventiladores Emplear gel o pulverizador de lidocaína

37

38

Cobaya

Intubación en el

Conejo

Intubación en Cobayas Dificultades anatómicas „ „ „ „

Abertura oral pequeña Palatal ostium Secreciones profusas Tendencia a la regurgitación

Con otoscopio y transiluminación „

Emplear un introductor

Tamaño del tubo: 2,5 mm o menor 39

isoflurano Guía flexible*

Especies ratón rata Cobaya Conejo

Catéter 14 G

Intubación en roedores: Equipamiento Ø Interno mm

Gauge

1 1.2-2.5 1.5-2.5 2-6

19 12-18 12-16

41

Posición de la rata

Otoscopio

Intubación en el rata

* J/straight combination mini-guidewire (45 cm x 0,038 inch diameter, cat # 501-229) CORDIS: 91 722 8300 42

Luz fría

43

7

A

Secuencia de intubación en la rata

Recuperación anestésica

B

C

D Determinar el efecto y duración del fármaco Considera la antagonización de los fármacos Asegurar que se proporciona analgesia antes de que el animal se recupere (Analgesia Preventiva ) 44

Cuidados postoperatorios

45

Cuidados postoperatorios Fluidos? „

Área de recuperación: tranquila, cálida, visible

Una vez recuperado

Preferiblemente con una toalla (o Vetbed, Drybed) Alejado de perros o gatos Reducir la manipulación: puede incrementar el estrés. Emplear fármacos de larga acción. Evitar las recuperaciones prolongadas

„ „ „

„

„ „

„

Inicialmente: 30ºC (up to 36ºC) Recuperado: 20-25ºC Secar el pelaje húmedo

„ „

Proporcionar agua y comida Proporcionar cama

Función gastrointestinal:

Temperatura: „

SC al final de la cirugía en Cobayas

„

Comprobar el consumo de agua y comida en el postoperatorio Considerar fármacos que promuevan la motilidad GI (Metoclopramida, cisaprida), especialmente en GP y Conejos.

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Analgesia postoperatoria

Monitorización

Favorece la recuperación de la cirugía Siempre antes de que el animal se recupere Cirugía mayor: „

„

47

Plano de anestesia Función cardiopulmonar Temperatura corporal

Buprenorfina sola o combinada con AINEs (carprofeno, meloxicam, ketoprofeno) Infiltrar el área quirúrgica con anestésico locales

Otra cirugía „

AINEs, puede darse una segunda dosis en 18-24 h PO 48

49

8

Monitorización del plano de anestesia

Ratón

Los reflejos se pierden gradualmente: z z z z z z

Estación Palpebral / Corneal Deglutorio Pinzamiento Podal Pinzamiento de la cola Pinzamiento de la oreja (Conejos, Cobaya)

Valores fisiológicos comparados de roedores y Conejos Rata

Peso (g)

30-40 250-450

Temperatura Frec. Cardiaca Frec. Cardiaca

37.4 180 570

38 80 350

Perro

Gato

Hamster Gerbo 85-150

Cobaya Conejo

55-100 500-1000 3-6 kg

37.4 80 350

39 90 260-300

38 120 155

38 55 220

Pinzamiento de la cola

Peso (kg) Temperatura Frec. Cardiaca Frec. Cardiaca

Los reflejos podal, de la cola o de la oreja quedan abolidos en planos de anestesia quirúrgicos

15-20

3-5

38.3 25 100

38.6 16 150

Pinzamiento Podal 50

51

Monitores: ECG

Monitorización cardiopulmonar Objetivo: Prevenir la hipotensión, bradicardia, hipoxia, hipercapnia

Deben detectar señales débiles y frecuencias elevadas (Conejos 350 ppm, ratón 600 ppm)

Monitorización de signos clínicos „

„

Especies de mayor tamaño: patrón ventilatorio, auscultar/palpar el tórax, mucosas, tiempo de relleno capilar, calidad de pulso, temperatura de las extremidades Especies de menor tamaño: difícil valorar la calidad del pulso o auscultar el tórax Límite máximo de frecuencia cardiaca en monitores: De humana (mayoría): 250 ppm Veterinarios: 350 ppm Específicos (recientes): hasta 999 ppm

Monitores: „ „

ECG, presión arterial, pulsioximetría, capnometría, ventilación Confirmar su correcto funcionamiento

52

Pueden determinarse frecuencias altas a partir de tiras de ECG en papel

53

Pulsioximetría Hipoxemia: < 90%-92% Sonda: lengua, labio, oreja dedos, extremidad distal, flanco, base de la cola, recto No presionar la sonda

20-350 bpm

18-450 bpm

Pulsioximetría Sensibilidad mejorada para señales procedentes de tejidos con baja perfusión Límite máximo de frecuencia > 250 bpm

54

55

9

Flujo de aspirado: 150 ml/min, +/-20. Frec respiratoria: Range 0-150 bpm

Capnografía Flujo lateral „ El flujo debe adecuarse al volumen minuto (normalmente 100-200 ml/min; en el ratón debe ser 5 ml/min) „ En pacientes intubados o no Flujo principal „ La sonda se sitúa en el tubo endotraqueal sin que tenga un especio muerto excesivo. Solo en Conejos y Cobayas.

Sondas de pulsioximetría 56

57

Resumen Animales Laboratorio Roedores y Conejos ASA: Estado sanitario CI240 monitor Columbus Instruments

Premedicación: conejos

Flujo: 5-20 ml/min, +/-20

Microcapnografía

Anestesia Inyectable: Ketamina + … Fentanilo + … Propofol Inhalatoria Isoflurano, Halotano Inducción solo en roedores

En animales con un peso de hasta 50 g Flujos de aspirado muy bajos (5 ó 20 ml/min.) Caro

Roedores y Conejos Analgesia Preventiva, Polimodal Opioides, AINEs, alfa=2, ketamina, a. locales Monitorización Plano Anestésico ¡¡¡ Temperatura !!! Cardiovascular clínica Pulsioximetría, ECG, Capnografía

Intubación endotraqueal 58

60

10