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DETERMINAR LA INFLUENCIA DE LA LUZ Y LA TEMPERATURA EN LAS ETAPAS DE GERMINACIÓN Y LATENCIA DEL MILDEO VELLOSO, Peronospora sparsa, EN PLANTAS DE ROSA VARIEDAD Charlotte, PARA EVALUAR LAS PRUEBAS DE CONTROL IN VITRO Y ESTABLECER SU CONTROL FÍSICO EN CAMPO
SANDRA LILIANA GIRALDO BUITRAGO
Proyecto de grado para optar al título de Ingeniero de Producción Agroindustrial
Director BERNADETTE KLOTZ
UNIVERSIDAD DE LA SABANA FACULTAD DE INGENIERIA PROGRAMA DE PRODUCCIÓN AGROINDUSTRIAL SANTAFÉ DE BOGOTÁ D.C. 2001
DETERMINAR LA INFLUENCIA DE LA LUZ Y LA TEMPERATURA EN LAS ETAPAS DE GERMINACIÓN Y LATENCIA DEL MILDEO VELLOSO, Peronospora sparsa, EN PLANTAS DE ROSA VARIEDAD Charlotte, PARA EVALUAR LAS PRUEBAS DE CONTROL IN VITRO Y ESTABLECER SU CONTROL FÍSICO EN CAMPO
SANDRA LILIANA GIRALDO
Proyecto de grado para optar el título de Ingeniero de Producción Agroindustrial
Director Dra. BERNADETTE KLOTZ Microbióloga
Asesor Dra. FANNY RESTREPO M. Sc. Microbiólogía
UNIVERSIDAD DE LA SABANA FACULTAD DE INGENIERIA INGENIERÍA DE PRODUCCIÓN AGROINDUSTRIAL SANTAFÉ DE BOGOTÁ D.C. 2001
ESTE DOCUMENTO EN LA MEMORIA DE MI MAMÁ A PESAR DE SU AUSENCIA ME ACOMPAÑA EN TODOS LOS MOMENTOS DE MI VIDA
AGRADECIMIENTOS
A Dios por su grandeza y guiar mis pasos A mi MAMÁ, las mas grande mujer que he conocido, me dedicó su vida, me enseñó el valor de la fortaleza, siempre tuvo una sonrisa y una voz de aliento ante las dificultades. A mi PAPÁ del cual siempre recibí sus consejos oportunos ante situaciones difíciles e innumerables valores para culminar mis estudios. Al Doctor JULIO AMADOR, Gerente de IDEA, por apoyarme y confiar siempre en mi trabajo. A la Doctora FANNY RESTREPO, por permitirme desarrollar el proyecto y asesorarme durante su ejecución A la Doctora BERNADETTE KLOTZ, por la dedicación para desarrollar este trabajo. A todo el equipo de trabajo del laboratorio de SANIDAD VEGETAL de FLORAMÉRICA, quienes siempre estuvieron dispuestos a colaborarme durante el desarrollo del proyecto. Todos los amigos y compañeros que de alguna forma hicieron parte durante este trabajo.
TABLA DE CONTENIDO
INTRODUCCIÓN
i
CAPÍTULO 1 OBJETIVOS
ii
1.1 OBJETIVO GENERAL
ii
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
ii
CAPÍTULO 2 ANTECEDENTES
3
2.1 EL REINO DE LOS HONGOS
3
2.1.1 Características
3
2.2 ETAPAS EN EL DESARROLLO DE LAS ENFERMEDADES
4
2.2.1 Inoculación
4
2.2.2 Penetración del patógeno
7
2.2.3 Infección
8
2.2.4 Invasión
10
2.2.5 Crecimiento y reproducción
10
2.2.6 Diseminación del patógeno
11
2.2.7 Invernación y estivación del patógeno
11
2.3 LOS MILDIUS
12
2.4 MILDEO VELLOSO, Peronospora sparsa, EN ROSAS VARIEDAD Charlotte
14
2.4.1 Clasificación taxonómica del mildeo velloso Peronospora sparsa
14
2.4.2 Generalidades
15
2.4.3 Etiología
16
2.4.4 Epidemiología
16
2.4.5 Síntomas
17
2.4.6 Susceptibilidad a Mildeo velloso de diferentes variedades de rosa 2.5
19
EFECTO DEL AMBIENTE EN LA
PRODUCCIÓN DE ENFERMEDADES INFECCIOSAS
20
2.5.1 Efecto de la temperatura
20
2.5.2 Efecto de la humedad
21
2.5.3 Efecto de la luz
22
2.5.4 Efecto del viento
22
2.5.5 Efecto del pH del suelo
23
2.5.6 Efecto de la nutrición de la planta
23
2.6 FACTORES DEL HOSPEDANTE QUE INCRMENTAN LA ENFERMEDAD EN UNA POBLACIÓN
25
2.6.1 Niveles de resistencia genética o de susceptibilidad del hospedante
25
2.6.2 Grado de uniformidad de las plantas hospedantes
25
2.6.3 Edad de las plantas hospedantes
26
2.6.4 Otros factores
26
2.7
FACTORES DEL PATÓGENO QUE INCREMENTAN
EL DESARROLLO DE UNA ENFERMEDAD
26
2.7.1 Niveles de virulencia
26
2.7.2 Cantidad de inóculo cerca de los hospedantes
26
2.7.3 Tipo de reproducción del patógeno
27
2.7.4 Ecología del patógeno
27
2.7.5 Forma de diseminación del patógeno
27
2.8 TIPOS DE CONTROL DE ENFERMEDADES EN LOS INVERNADEROS
27
2.8.1 Control físico
28
2.8.2 Manejo cultural
28
2.8.3 Control químico
29
2.9 ROSAS DE INVERNADERO
32
2.9.1 Respuestas fisiológicas
32
2.9.2 Floración
32
2.9.3 Temperaturas
32
2.9.4 Humedad
33
2.9.5 Ventilación
33
2.9.6 Luz e iluminación
33
2.10 INVERNADERO
34
2.10.1 Tipos de invernaderos
35
2.10.2 Factores ambientales en los invernaderos
36
2.11 RELACIÓN ENTRE LA HUMEDAD RELATIVA Y LA TEMPERATURA
38
2.12 EFECTO INVERNADERO
39
2.13 DIFERENTES HERRAMIENTAS DEL CONTROL DEL CLIMA
39
2.13.1 Cubiertas
39
2.13.2 Altura de los invernaderos
42
2.13.3 Pantallas térmicas
42
2.13.4 Ventilación móvil
43
2.13.5 Calefacción
43
2.13.6 Sistema automático de monitoreo y control del clima
43
2.14 BIOESTADÍSTICA
45
2.14.1 Análisis de varianza
45
CAPÍTULO 3 MATERIALES Y MÉTODOS
47
3.1 LUGAR DE REALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
47
3.2 MATERIALES
47
3.3 MÉTODOS
49
3.3.1 Etapa de germinación
49
3.3.2 Etapa de latencia
52
3.3.3 Establecimiento del control en campo
58
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL
60
3.4.1 Etapa de germinación
60
3.4.2 Etapa de latencia
61
3.4.3 Establecimiento del control en campo
62
CAPITULO 4 PRESENTACIÓN DE RESULTADOS
63
4.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
63
4.1.1 Tiempo de incubación: 2 horas
63
4.1.2 Tiempo de incubación: 4 horas
65
4.1.3 Tiempo de incubación: 6 horas
66
4.1.4 Tiempo de incubación: 8 horas
68
4.1.5 Tiempo de incubación: 12 horas
70
4.1.6 Tiempo de incubación: 24 horas
72
4.2 ETAPA DE LATENCIA
74
4.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
77
4.3.1 Dimensión del invernadero
77
4.3.2 Manejo de cortinas en cada bloque
77
4.3.3 Porcentaje de ventilación
83
4.3.4 Porcentaje de ventilación zaram
83
4.3.5 Porcentaje de ventilación cortina
83
4.3.6 Tipo de invernadero
83
4.3.7 Tipo de zaram
84
4.3.8 Área de la cama
84
4.3.9 Densidad de siembra
84
4.3.10 Patrones de siembra
84
4.3.11 Labores de poda y erradicación
84
4.3.12 Manejo de desechos
84
4.3.13 Ubicación espacial de los bloques en la finca
84
4.3.14 Aplicación de cal
85
4.3.15 Manejo de riego
85
4.3.16 Registro de humedad relativa y temperatura en los bloques de evaluación
85
4.3.17 Análisis foliar
88
4.318 Incidencia de mildeo velloso en los bloques de evaluación
91
CAPÍTULO 5 DISCUSIÓN DE RESULTADOS
92
5.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
92
5.2 ETAPA DE LATENCIA
92
5.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
93
5.3.1 Comportamiento de la humedad relativa y temperatura en los bloques de evaluación
93
5.3.2 Porcentajes de ventilación
94
5.3.3 Manejo de cortinas
94
5.3.4 Patrones de siembra
95
5.3.5 Densidad de siembra
96
5.3.6 Labores y manejo de focos
96
5.3.7 Labores de cultivo
96
5.3.8 Distribución espacial de los bloques
96
5.3.9 Manejo del riego
97
5.3.10 Aplicación de cal al piso
97
5.3.11 Análisis foliar
97
CAPÍTULO 6 CONCLUSIONES
98
6.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
98
6.2 ETAPA DE LATENCIA
98
6.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
99
CAPÍTULO 7 RECOMENDACIONES
101
7.1 ETAPA DE GERMINACIÓN
101
7.2 ETAPA DE LATENCIA
101
7.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
101
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
102
ANEXOS
105
GLOSARIO
131
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Lista de materiales, equipos y herramientas
48
Tabla 2. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación
63
Tabla 3. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación
65
Tabla 4. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 6 horas de incubación
67
Tabla 5. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación
69
Tabla 6. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación
71
Tabla 7. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación
73
Tabla 8. Concentraciones promedio de esporangios de mildeo Velloso por mililitro por centímetro cuadrado bajo diferentes condiciones de temperatura e iluminación a diferentes días de inoculación
75
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Esporangióforos y esporangios de Peronospora sparsa (400 x)
4
Figura 2. Penetración en forma directa con los haustorios para el caso de mildeo polvoso
4
Figura 3. Síntomas del mildeo velloso en hojas de rosa
8
Figura 4. Manchas irregulares de color púrpura a negro de mildeo velloso a lo largo del tallo.
8
Figura 5. Ciclo de vida de Peronospora sparsa
15
Figura 6. Penetración en forma indirecta con los haustorios para el caso de mildeo velloso
17
Figura 7. Clorosis y defoliación
18
Figura 8. Primeros síntomas (Observe la esporulación y la Forma sinuosa de la hoja Var. Livia)
18
Figura 9. Síntomas del mildeo velloso en tallos de rosa
18
Figura 10. Detalle de los síntomas del mildeo velloso en una hoja de rosa
18
Figura 11. Espectro de acción de los fungicidas
30
Figura 12. Modo de acción del Propineb, ciclo de Krebs
30
Figura 13. Distribución de una nave
34
Figura 14. Esporangioforo de Peronospora sparsa
49
Figura 15. Esporangio de Peronospora sparsa
49
Figura 16. Esporulación de Peronospora sparsa en foliolos de rosa variedad Charlotte
50
Figura 17. Foliolos esporulados
50
Figura 18. Agitación en Vortex
51
Figura 19. Cámara de conteo de Neubauer
51
Figura 20. Esporangioforo de Peronospora sparsa
53
Figura 21. Esporangio de Peronospora sparsa
53
Figura 22. Esporulación de Peronospora sparsa en foliolos de rosa variedad Charlotte
53
Figura 23. Foliolos esporulados
54
Figura 24. Agitación en Vortex
54
Figura 25. Cámara de conteo de Neubauer
55
Figura 26. Foliolos de rosa sanos
55
Figura 27. Lavado de foliolos
56
Figura 28. Secado de los foliolos
56
Figura 29. Inoculación de los foliolos
57
Figura 30. Solución de inóculo en tubos de ensayo
58
Figura 31. Vista aérea de la cubierta de un invernadero
59
Figura 32. Vista del frente de una nave
59
Figura 33. Germinación de esporas de Peronospora sparsa durante 2 horas de incubación
63
Figura 34. Germinación de esporas de Peronospora sparsa durante 2 horas de incubación
63
Figura 35. Germinación de esporas de Peronospora sparsa durante 6 horas de incubación
66
Figura 36. Germinación de esporas de Peronospora sparsa durante 8 horas de incubación
68
Figura 37. Germinación de esporas de Peronospora sparsa durante 12 horas de incubación
70
Figura 38. Germinación de esporas de Peronospora sparsa durante 24 horas de incubación
72
Figura 39. Bloque 1B. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 m en el día
78
Figura 40. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.60 m por la tabla B 78 Figura 41. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.20 m por la tabla A 79 Figura 42. Bloque 1B. Laterales: Culatas laterales alternas zaramplástico (Tabla B). 79 Figura 43. Bloque 1B. Laterales: Culatas laterales. Nave 1 – 1-7 con zaram. Nave 8, 9 con plástico (Tabla A)
80
Figura 44. Bloque 5B. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 m en el dia
80
Figura 45. Bloque 5B: Ventilación central
81
Figura 46. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura a 1 m y cierre total de cortinas en el día (Tabla A)
81
Figura 47. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura de cortinas a 1 m en el dia 82 Figura 48. Bloque 27: Frontal 1. Apertura de cortinas a 1.20 m en el dia 82 Figura 49. Bloque 27: Frontal 2. Apertura total de cortinas y zaram en el día. En la noche se bajan solo cortinas 83
LISTA DE GRÁFICAS
Gráfica 1. Porcentajes de germinación promedio en Función de la temperatura durante 2 horas de incubación
64
Gráfica 2. Porcentajes de germinación promedio en Función de la temperatura durante 4 horas de incubación
65
Gráfica 3. Porcentajes de germinación promedio en Función de la temperatura durante 6 horas de incubación
67
Gráfica 4. Porcentajes de germinación promedio en Función de la temperatura durante 8 horas de incubación
69
Gráfica 5. Porcentajes de germinación promedio en Función de la temperatura durante 12 horas de incubación
71
Gráfica 6. Porcentajes de germinación promedio en Función de la temperatura durante 24 horas de incubación
74
Gráfica 7. Concentración de esporangios en función del tiempo bajo diferentes condiciones de luz y temperatura
77
Gráfica 8. Promedio de humedad relativa máxima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
86
Gráfica 9. Promedio de humedad relativa mínima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
86
Gráfica 10. Patrón de comportamiento de la humedad relativa durante 24 horas en los bloques de evaluación y exterior (se presenta como el promedio de la semana 14 – 17 durante 24 horas)
87
Gráfica 11. Promedio de temperatura máxima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
87
Gráfica 12. Promedio de temperatura mínima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior
88
Gráfica 13. Patrón de comportamiento de la temperatura durante 24 horas en los bloques de evaluación y exterior (se presenta como el promedio de la semana 14 – 17 durante 24 horas)
88
Gráfica 14. Niveles foliares de nitrógeno
89
Gráfica 15. Niveles foliares de potasio
89
Gráfica 16. Niveles foliares de calcio
89
Gráfica 17. Niveles foliares de manganeso
90
Gráfica 18. Niveles foliares de cobre
90
Gráfica 19. Niveles foliares de zinc
90
Gráfica 20. % Incidencia mildeo velloso de semana 07 a la semana 27
91
LISTA DE ANEXOS
ANEXO 1. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación ANEXO 2. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación ANEXO 3. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura 6 horas de incubación ANEXO 4. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación ANEXO 5. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación ANEXO 6. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación ANEXO 7. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 5 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 8. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 5 O C en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 9. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 10 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa
ANEXO 10. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 10 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 11. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 15 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 12. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 15 OC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 13. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 OC en la etapa de germinación del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 14. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 20 OC en la etapa de germinación del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa ANEXO 15. Determinación de la influencia de la luz constante y la temperatura de 15 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 16. Determinación de la influencia de la luz constante y la temperatura de 15 °C al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 17. Determinación de la influencia de la oscuridad constante y la temperatura de 15 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 18. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 15 °C al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 19. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de 15 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 20. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de 15 °C al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
ANEXO 21. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 22. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 °C al séptimo día de inoculación en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 23. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 20 °C al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 24. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 20 °C al séptimo día de inoculación en la etapa de infección del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 25. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de 20 °C al sexto día de inoculación en la etapa de infección del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. ANEXO 26. Determinación de la influencia del fotoperíodo y la temperatura de 20 °C al séptimo día de inoculación en la etapa de infección del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa.
RESUMEN
El presente trabajo hace referencia a la investigación sobre la influencia de la luz y la temperatura en las etapas de germinación y latencia del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa. Luego, el autor hace recomendaciones para su control físico en campo. Los resultados obtenidos en la etapa de germinación indican que los mayores porcentajes de germinación, 83 y 87 %, fueron obtenidos después de 4, 6 y 8 horas de incubación, bajo condiciones de oscuridad y 15 0C. Después de 12 horas de incubación a 15 0C, la tasa germinativa se incrementa a 93% y la iluminación no afecta dicha tasa. Los resultados de la etapa de latencia indican que las condiciones de fotoperíodo y 20 oC constantes estimulan la esporulación del hongo. La humedad relativa no fue evaluado debido a la falta del equipo adecuado, sin embargo en el establecimiento del control en campo, este factor fue analizado. Para propósitos prácticos para el control físico en el campo se propone: Mantener temperaturas diurnas mayores a 27 oC o menores a 15 oC, mantener la humedad relativa menor al 85% y evitar cambios fuertes de temperatura y humedad relativa.
ABSTRACT
The present work makes reference to the investigation on the influence of the light and the temperature in the germination and latency stage of the downy mildew, Peronospora sparsa, in rose plants. Then, the author makes recommendations for its physical control in field. The obtained results in the germination stage indicate that the greatest percentages of germination 83 y 87 % where obtained after 4, 6 and 8 hours the incubation, under dark conditions and 15 oC. After 12 hours of incubation at 15 o C, the germinate rate increase to 93% and illumination does not affect it. The results obtained in the latency stage indicated that constant conditions of photoperiod and 20 oC stimulate the sporulation of the fungus. The relative humidity was not evaluated due to the lack of the suitable equipment, nevertheless in the recommendations of the control in field this factor has analized. For practical purpose a physical control in the field has been proposed: maintain diurnal temperatures above at 27 oC or less to 15 oC, the manteinance a relative humity below 85% and the avoidance strong changes than temperature and relative humidity.
INTRODUCCIÓN
La empresa posee un porcentaje de área sembrada con rosas de 37.63 % representado en 244.08 hectáreas. El Mildeo velloso se ha convertido en una enfermedad permanente en los cultivos, su incidencia en las rosas ha producido daños foliares y en casos graves, perdida de tallos. En las primeras 8 semanas del año 2000 se perdieron aproximadamente 30,000 tallos, por este patógeno, con un costo de $US 8,000 y un consumo de $US 0.14 por metro cuadrado para el control químico. Esto implica pérdidas económicas altas para la empresa. El manejo de Mildeo velloso en el año 99 tuvo un costo aproximado de $US 1.06 por metro cuadrado para un porcentaje de incidencia entre 10 y 22%. Lo que exige tomar medidas rápidas y confiables. Una de las estrategias para el control del Mildeo velloso en rosas es el manejo del clima bajo el invernadero para evitar la condensación de agua sobre los tejidos de las plantas y en consecuencia la germinación de las esporas sobre los mismos. Por lo tanto es importante conocer el ciclo en todos sus aspectos. La temperatura, la humedad relativa y la luz son factores importantes, y conocer su influencia sobre las diferentes fases del ciclo permiten romperlo. Este estudio está orientado a determinar la condición de luz y temperatura que favorece el ciclo de vida del hongo y recomendar su control físico en campo.
__________________________________________________________________________
i
CAPÍTULO 1
OBJETIVOS 1.1 OBJETIVO GENERAL Evaluar la influencia de la luz y la temperatura en las etapas de germinación y latencia del Mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa variedad Charlotte y establecer estrategias para el manejo del clima bajo el invernadero para lograr el control del hongo.
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 1.2.1 Encontrar las condiciones de iluminación que se requiere para el proceso de germinación a temperaturas de 5, 10, 15 y 20 °C. 1.2.2 Determinar el mayor porcentaje de germinación, bajo las temperaturas de 5, 10, 15 y 20 °C. 1.2.3 Evaluar la influencia de 15 y 20 °C en la etapa de latencia en el ciclo de vida del hongo. 1.2.4 Determinar la condición de iluminación que requiere el hongo en la etapa de latencia. 1.2.5 Conocer la estructura de los invernaderos en tres bloques de cultivo pertenecientes a la finca La Herradura. 1.2.6 Establecer las prácticas en campo para el control del Mildeo velloso.
__________________________________________________________________________
ii
CAPITULO 2
ANTECEDENTES
2.1 EL REINO DE LOS HONGOS
2.1.1 Características Los hongos son un grupo de organismos que se diferencian de los vegetales entre otras características por su carencia de clorofila. Han desarrollado habilidades para sobrevivir a partir de los que si pueden realizar fotosíntesis, bien como saprófitos los que viven de materia orgánica no viva, parásitos que dependen de las plantas vivas en sus relaciones de nutrición y como facultativos los que pueden comportarse de ambas formas. La mayoría de éstos organismos eucarióticos crecen en forma de filamentos tubulares denominados hifas, responsables del crecimiento vegetativo. Una masa formada por hifas entrelazadas recibe el nombre de micelio. Las hifas son cenocíticas, es decir, no están segregadas en células separadas. Aunque en algunas hifas se hallan paredes transversales, éstas están perforadas de tal modo que el citoplasma y los numerosos núcleos presentes en el interior de las hifas pueden desplazarse libremente a través del micelio (KIMBALL, 1986). Su reproducción se realiza en otra hifa especializada que se llama esporangióforo o conidióforo sobre el cual se forma los esporangios, conidios o esporas de diferentes formas o agrupamientos, características valiosas para su identificación. Los hongos se dispersan hacia nuevas localidades mediante la liberación de esporas. En algunas especies acuáticas, éstas nadan mediante flagelos. Sin embargo, las esporas de los numerosos hongos terrestres son llevadas por el viento. Son tan livianas que se producen en tales cantidades que están presentes en casi todas partes (MUÑOZ, 1996).
__________________________________________________________________________
3
4
Antecedentes_____________________________________________________________________
Figura 1. Esporangióforos y esporangios de Peronospora sparsa (400 x) Fuente: Arbelaez, 1999
Los procesos de infección se realizan en algunos casos a través de los estomas (ej. Phytophtora) y otros lo realizan mediante la formación de estructuras especiales como apresorios y haustorios con los cuales rompen la epidermis para penetrar y anclarse en los tejidos vegetales (MUÑOZ, 1996).
Figura 2. Penetración en forma directa con los haustorios para el caso del mildeo polvoso Fuente: Giraldo, 1999
2.2 ETAPAS EN EL DESARROLLO DE LAS ENFERMEDADES En cualquier enfermedad infecciosa, se lleva a cabo una serie de eventos sucesivos más o menos distintos que propician el desarrollo y la constancia de la enfermedad y del patógeno. A esta cadena de eventos se le denomina ciclo de la enfermedad, incluye los cambios y síntomas que sufre una planta, así como los que se producen en el patógeno, y los períodos comprendidos en una estación de crecimiento o al cabo de estaciones de crecimiento consecutivas. Los eventos principales del ciclo de una enfermedad incluyen la inoculación, penetración, infección, crecimiento, reproducción, dispersión y supervivencia del patógeno (AGRIOS, 1996). 2.2.1 Inoculación Es el proceso mediante el cual un patógeno y su hospedero entran en contacto. Se le denomina inóculo al patógeno o patógenos que llegan a la planta o que de alguna otra forma entran en contacto con ella.
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2.2.1.1 Inóculo El inóculo es cualquier parte del patógeno que puede producir infección. Así en los hongos, el inóculo puede ser fragmentos del micelio, las esporas o los esclerocios (masas compactas de micelio); en las bacterias, micoplasmas, bacterias del tipo de las rickettias, virus y viroides, el inóculo siempre está representado por todo el cuerpo de esos organismos. El inóculo puede estar representado por un solo patógeno, como es el caso de una espora, o por millones de patógenos, como es el caso de las bacterias que contiene una gota de agua. 2.2.1.2 Etapas de la inoculación 2.2.1.2.1 Depositación o llegada del inóculo El inóculo en la mayoría de los patógenos llega a las plantas hospederas a través del viento, el agua, los insectos, etc. y sólo una pequeña cantidad de él se deposita en las plantas susceptibles; se desperdicia una gran cantidad del inóculo debido a que se deposita en objetos que no pueden ser infectados. Por lo común, los patógenos transmitidos por ciertos vectores son llevados hasta las plantas con gran eficiencia. 2.2.1.2.2 Germinación de las esporas y semillas Todos los patógenos en su estado vegetativo tienen la capacidad de producir una infección inmediatamente. Sin embargo, las esporas de los hongos y las semillas de las plantas superiores parásitas deben germinar previamente, para lo cual requieren de temperaturas adecuadas y de un suministro de humedad en forma de lluvia o rocío, o bien, una película de agua sobre la superficie de la planta o, por lo menos, de una alta humedad relativa. Para que el patógeno penetre en su hospedero, debe haber un suministro adecuado de humedad, ya que de lo contrario puede desecarse y morir. La mayoría de las esporas germinan inmediatamente después de su maduración y liberación, pero otras, las también denominadas esporas latentes, requieren de un período de latencia (reposo) variable antes de que puedan germinar. Cuando una espora germina, produce un tubo germinal, esto es la primera parte de un micelio que penetra a la planta hospedera. Las esporas de algunos hongos germinan y producen otro tipo de esporas, como las zoosporas y las basidiosporas (AGRIOS, 1996). De acuerdo con investigaciones realizadas durante años acerca del ciclo de vida de los mildeos vellosos se ha encontrado que las esporas de Peronospora destructor (mildeo velloso de la cebolla) germinan en 2 horas entre 10 y 18 ºC y en 4 horas a 22 oC. La infección se completa en 3 horas a temperaturas entre 3 y 18 oC, 3 – 4 horas a 22 oC y en 6 – 10 horas a 26 oC (HILDEBRAND Y SUTTON, 1984).
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Antecedentes_____________________________________________________________________
Las esporas necesitan agua libre para germinar, si el período de agua libre es suficientemente largo, la germinación de las esporas se alcanza a cumplir en las misma noche de la formación de ellas. Si no se alcanza ese día, se alcanza el día siguiente. La mayoría de las esporas que no germinan al siguiente día perderán la viabilidad y no germinarán nunca. Las esporas de P. parasitica no germinan en condiciones de potencial de agua entre 0 y – 90 en ausencia de agua libre (SUTTON Y HILDEBRAND, 1985). Estudios realizados con aislamientos de Peronospora rubi causante del mildeo velloso de Rubus fruticosus demuestran que entre 6 y 18 oC se presenta un máximo de esporas germinadas (80 – 90%) y a 26 oC cesa la germinación (BREEESE, 1994). Goeldner (1962), en Leverkusen (Alemania) realizó ensayos de Peronospora tabacina con plantas de tabaco de la variedad Samsum encontró que el poder germinativo de las esporas está influenciado por la edad, siendo las recién formadas las que germinan con mayor facilidad. La temperatura más apropiada para la germinación está alrededor de 20 oC. Según Ahrens (1929) la germinación de las oosporas del mildiu o Peronospora de la vid (Plasmopara viticola) se efectúa cuando se producen lluvias y temperaturas favorables, la germinación con humedad abundante empieza a los 11 oC, estando el óptimo alrededor de los 25 oC. En condiciones por debajo de las mínimas o de las máximas de humedad y temperatura los conidios pueden germinar directamente, es decir, emitiendo un tubo germinativo en lugar de zoosporas. Estas permanecen viables según las condiciones, así: 6 – 7 oC durante 20 – 28 horas 15 oC durante 10 – 16 horas 20 – 32 oC durante 2 – horas 32 oC durante 15 – 60 minutos Zimmer, McKeen y Campbell (1992), realizaron estudios sobre las oosporas de Peronospora ducometi, agente causal del mildeo velloso en el trigo (Fagopyrum esculentum) y encontraron que la germinación de conidias es mucho mayor a 14 oC que a 25 oC. A 25 oC no hay germinación después de 3 horas, mientras que después de 24 horas se ha incrementado a 14.4%,. a 14 oC la germinación permanece relativamente constante entre 3 y 24 horas, 36.1 y 31.2% respectivamente. Además la germinación de las conidias está afectada por la edad de las mismas, conidias de 24 horas de edad germinan aproximadamente el 59%, mientras que conididas de 48 horas de edad sólo germinan el 20%.
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2.2.2 Penetración del patógeno Los patógenos penetran en la superficie de las plantas en forma directa, a través de aberturas naturales de la planta o a través de heridas. Algunos hongos penetran a los tejidos sólo mediante una forma, mientras que otros lo hacen en más de una. La penetración directa a través de superficies intactas de una planta, es el tipo de penetración más común de los hongos y nemátodos, y el único tipo de penetración de plantas superiores parásitas. Los hongos que penetran directamente en sus plantas hospederas lo hacen a través de una hifa fina o un apresorio. Estos se forman entre la zona de contacto del tubo germinal o micelio y la superficie de una planta. La hifa crece en dirección de la superficie de la planta y perfora la cutícula y la pared celular. Sin embargo, la mayoría de los hongos forman un apresorio en el extremo del tubo germinal; por lo común, el apresorio tiene forma cilíndrica o bulbosa y presenta una superficie plana en la zona de contacto con la superficie de la planta hospedera. Como resultado se forma una hifa fina (por lo común llamada gancho de penetración) en la superficie plana del apresorio, la cual ofrece en dirección del hospedero y perfora la cutícula y pared celular de sus células. En la mayoría de las enfermedades causadas por hongos, el hongo penetra la cutícula y pared celular de la planta, pero en otras, el hongo sólo atraviesa la cutícula y se aloja entre ésta y la pared celular (AGRIOS, 1996). La penetración a través de heridas la realizan las bacterias y algunos hongos. Las heridas utilizadas pueden ser viejas o recientes y pueden ser consistir de tejidos lacerados o destruidos. Al parecer las bacterias y hongos que penetran a través de las heridas, germinan o se producen en la savia contenida en las heridas recientes o en una película de agua o rocío que hay sobre la herida. Por consiguiente, el patógeno invade directamente a las células vegetales adyacentes o a través de haustorios, o bien secreta enzimas y toxinas que destruyen y maceran a las células cercanas. Con respecto a la penetración a través de aberturas naturales, es realizada por bacterias y la mayoría de hongos. Entran a través de estomas, pero algunos penetran a través de hidrátodos, nectártodos y lenticelas. La mayoría de los estomas son bastante abundantes del lado inferior de las hoja, miden aproximadamente 10 – 20 x 5 – 8 µm y se mantienen abiertos durante el día y casi siempre cerrados durante la noche. Por lo general las esporas de los hongos germinan sobre la superficie de la planta y emiten un tubo germinal que se desarrolla entonces en el interior del estoma; sin embargo, es muy común que el tubo germinal forme un apresorio que se adapta adecuadamente al estoma y que, por lo general, se desarrolle a partir de él una fina hifa en el interior del estoma. En la cavidad subestomática, la hifa crece y a partir de ella se desarrolla una o varias hifas pequeñas que de inmediato invaden las células de la planta hospedera en forma directa o a través de haustorios.
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Antecedentes_____________________________________________________________________
Aun cuando al parecer algunos hongos penetran incluso en estomas cerrados, otros entran a los estomas sólo cuando se mantienen abiertos, y todavía otros, como es el caso de las cenicillas se desarrollan sobre estomas abiertos sin que penetren en ellos. 2.2.3 Infección Es el proceso mediante el cual los patógenos entran en contacto con las células o tejidos susceptibles de un hospedero y en el que se producen nutrientes suficientes para ambos. Durante la infección, los patógenos se desarrollan y/o reproducen dentro de los tejidos de las plantas, e invaden a éstas en forma variable. De esta manera, la invasión del patógeno sobre los tejidos de la planta, y el crecimiento y reproducción de este patógeno en los tejidos infectados, constituyen en la actualidad dos subetapas concurrentes en el desarrollo de una enfermedad dentro de la etapa de infección. Las infecciones reales dan como resultado la formación de zonas necróticas o de zonas decoloradas y malformadas, a las que se les denomina síntomas. Sin embargo algunas infecciones permanecen latentes, o sea, no producen síntomas al instante, sino hasta cuando las condiciones del medio ambiente son más favorables o bien durante una etapa distinta en la madurez de una planta. Los síntomas de una enfermedad comprenden el conjunto de cambios observables e invisibles que se manifiestan en la apariencia y función de las plantas infectadas.
Figura 3. Síntomas del mildeo velloso en hojas de rosa Fuente: Arbelaez, 1999
Figura 4. Manchas irregulares de color púrpura a negro mildeo velloso a lo largo del tallo. Fuente: Quitián, 1995
Al intervalo comprendido entre la inoculación y la aparición de los síntomas de la enfermedad se le denomina período de incubación. La duración de este período en varias enfermedades varía de acuerdo a la relación particular que se establece entre el patógeno y su hospedero, a la etapa de desarrollo de este último y a la temperatura del medio ambiente donde se encuentra la planta infectada.
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La incubación de P. destructor dura entre 7 y 16 días. Con alta humedad relativa este período de incubación se reduce en algunas especies de Peronospora (HILDEBRAND Y SUTTON, 1984). Las esporas son producidas durante la noche con alta humedad y temperaturas moderadas (4 – 25 oC) con un óptimo para la esporulación de 13 oC. Las esporas maduran rápidamente durante la mañana y se dispersan durante el día. Ellas continúan viables durante 4 días. La lluvia no es necesaria cuando el rocío ocurre continuamente durante la noche y la mañana. La infección producida por Peronospora rubi presenta su temperatura óptima a 15 oC, aunque la infección ocurre dentro de un rango de temperatura de 2 - 28 o C. Las esporas mueren a altas temperaturas (> 39.5 oC), pero ellas continúan viables por cortos periodos entre esta y la temperatura máxima del rango permitido (BREEESE, 1994). Para conseguir infecciones con Peronospora tabacina en plantas de tabaco de la variedad Samsum, deben mantenerse las plantas durante 5 horas por lo menos con una humedad relativa de 95 – 100% y a una temperatura de 12 a 15 oC. El período de incubación es de alrededor de 5 días, produciéndose el máximo de esporulación al octavo día en el que el hongo emerge no sólo por el envés sino también por la haz, de acuerdo con los estudios realizados por Goeldner (1962). Según Kröbler (1969), las oosporas de Peronospora tabacina no tienen significativa influencia en la infección de las plantas adultas en el campo. Los experimentos realizados por el citado autor revelan que ellas atacan sólo las plantitas de almáciga. Según Ravaz (1915) en el mildiu o Peronospora de la vid, Plasmopara viticola, los conidióforos no aparecen hasta que la temperatura no llega por lo menos a 13 oC y sigue aumentando en cantidad hasta los 20 oC, situándose el óptimo entre los 18 y 22 oC. A partir de los 25 oC la formación de los conidióforos es lenta y desaparece a los 30 oC. Este fenómeno ocurre cuando la atmósfera está húmeda, pues cuando está seca el mismo se retarda 4 o 5 a veces 20 días. Las oosporas de Peronospora ducometi, agente causal del mildeo velloso en el trigo (Fagopyrum esculentum), determinaron que a 14 oC la incidencia de la infección sobre la semilla era de 35.9 %, y a 25 oC la infección ocurre en un 1.3% (ZIMMER, 1992). Las evaluaciones realizadas al mildeo velloso de la lechuga, Bremia lactucae, mostraron que las primeras lesiones de esporulación aparecen 5 días después de la inoculación a temperaturas de 18 y 22 oC. A 7 y 12 oC, la esporulación no ocurre antes de 18 y 11 días, respectivamente. El período de latencia no es afectado a bajas temperaturas (7 y 12 oC), a altas temperaturas este período de latencia es más largo (SCHERM, 1994).
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2.2.4 Invasión La mayoría de los hongos se desarrollan en todos los tejidos de los órganos de la planta que infectan (hojas, tallos, raíces, etc.), ya sea mediante un crecimiento directo a través de sus células (micelio intracelular) o por su desarrollo entre ellas (micelio intercelular). Por ejemplo algunos hongos, como los que ocasionan la roña del manzano y la mancha negra del rosal, producen un micelio que solo se desarrolla en la zona comprendida entre la cutícula y la epidermis (zona subcuticular), mientras que otros, como los que ocasionan las cenicillas, desarrollan un micelio solo sobre la superficie de la planta, aun cuando formen haustorios en el interior de las células epidérmicas. Algunos hongos, en particular los que ocasionan los mildius, royas y carbones, invaden de manera sistémica a sus hospederos, es decir, el patógeno que se localiza en una zona dada se propaga en invade la mayoría de células y tejidos susceptibles de una planta o a toda ésta. 2.2.5 Crecimiento y reproducción Por lo general los hongos y las plantas superiores parásitas se propagan desde una zona inicial de inoculación e invaden e infectan a los tejidos al desarrollarse en el interior de ellos. La mayoría de estos patógenos, aunque produzcan una pequeña mancha, una amplia zona infectada o la necrosis total de una planta, continúan creciendo y extendiéndose de una manera indefinida dentro del hospedero infectado, de tal manera que se propaga cada vez mas en los tejidos de la planta hasta que esta última muere o se detiene el desarrollo de la infección. Sin embargo, en algunas infecciones producidas por hongos, mientras las hifas jóvenes continúan desarrollándose en los nuevos tejidos sanos, las hifas originales que se encontraban en las zonas infectadas mueren y desaparecen, de tal manera que una planta infectada presenta varias zonas donde mantienen su actividad unidades distintas de micelio. De tal forma, los hongos que ocasionan marchitamientos vasculares con frecuencia invaden las plantas al producir y liberar esporas en el interior de sus vasos y, al ser transportadas las esporas en la savia, invaden a los vasos que se encuentran lejos del micelio y al germinar producen más micelio que invade a otros vasos. De acuerdo con Hildebrand y Sutton (1984), P. destructor esporula a las 6, 10, 14, 18 y 22 oC, pero no a las 4 y 26 oC, cuando las plantas infectadas son expuestas a alta humedad 2 horas después de iniciado el período de oscuridad. El patógeno no esporula a las 6, 10, 14 y 22 oC cuando el período de humedad inicia 4, 5, 6 y 7 horas después. Algunas esporangioforos y esporas inmaduras se desarrollan a los 18 oC cuando el período de humedad inicia después de 8 horas. La temperatura y el tiempo de inicio del período de humedad afecta el tiempo de inicio y rata de crecimiento de esporas y esporangioforos.
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2.2.6 Diseminación del patógeno Algunos patógenos, como los nemátodos, las zooporas de los hongos y las bacterias se desplazan por sí mismos hasta una cierta distancia y de esta forma se trasladan de un hospedero a otro. Las hifas de los hongos y los rizomorfos pueden desarrollarse entre los tejidos que se mantienen unidos y, en ocasiones, a través del suelo en torno a las raíces adyacentes. Sin embargo, ambos medios de propagación son bastante limitados, particularmente en el caso de las zooporas y las bacterias. Las esporas de algunos hongos son expulsadas violentamente desde el esporóforo o esporocarpo mediante un mecanismo de presión que da como resultado la descarga sucesiva o simultánea de esporas hasta 1 cm o más de distancia por arriba del nivel des esporóforo. De esta manera semejante, las plantas superiores parásitas dispersan sus semillas con tal fuerza que pueden llegar a varios metros de distancia. Casi toda la dispersión de los patógenos, de la que dependen los brotes de las enfermedades de las plantas e incluso la aparición de enfermedades de menor importancia económica, se lleva a cabo pasivamente mediante la participación de agentes de dispersión tales como el aire, el agua, los insectos, otros animales y el hombre. 2.2.7 Invernación y estivación del patógeno Los patógenos que infectan a las plantas perennes pueden sobrevivir en ellas durante las bajas temperaturas del invierno o en el clima seco y cálido del verano, a pesar de que las plantas hospederas, durante esas estaciones, muestren un crecimiento activo o entren en un período de reposo. Los hongos han desarrollado una gran variedad de mecanismos de invernación o de estivación. En las plantas perennes, los hongos invernan como micelio en los tejidos infectados (por ejemplo, como cánceres) o como esporas en la superficie infectada de una planta o cerca de ella, o bien sobre las escamas de una yema. Por lo común , los hongos que infectan las hojas o frutos de los árboles deciduos invernan como micelio o esporas sobre las escamas de las yemas o bien sobre hojas o frutos infectados que se han desprendido. Por lo general, los hongos que infectan las plantas anuales sobreviven al invierno o al verano como micelio, esporas de resistencia a de otro tipo o bien como esclerocios en los residuos vegetales infectados en el suelo o en las semillas u otros órganos de propagación, como es el caso de los tubérculos. En algunas áreas, los hongos sobreviven al infectar continuamente a plantas que crecen al aire libre durante todo el año (como es el caso de la col) o al infectar a plantas que crecen en los invernaderos durante el invierno y al aire libre durante el verano. De manera semejante, algunas royas y otros hongos que invernan en cultivos de invierno que se cultivan en climas cálidos se desplazan desde ellas hasta los mismos hospederos que se desarrollan como cultivos de primavera en climas más fríos.
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De la misma forma algunos hongos infectan a plantas anuales, a plantas cultivadas o incluso a plantas perennes silvestres, y se desplazan desde estas últimas hasta las anuales en cada estación de crecimiento. Las royas que infectan alternadamente a una planta anual y a una perenne, se trasladan de una a otra e invernan, por lo tanto, en la planta perenne.
2.3 LOS MILDIUS Se llaman mildius o mildeo aquellas enfermedades caracterizadas por presentar al exterior del órgano afectado, una eflorescencia vellosa o afelpada, blanquecina, grisácea o azulada formada por los órganos de esporulación del patógeno Los mildius son principalmente tizones del follaje de las plantas que atacan y se propagan con gran rapidez en tejidos verdes tiernos y jóvenes que incluyen hojas, ramitas y frutos de las plantas. La severidad de la infección, en zonas donde se desarrollan tanto las plantas susceptibles como los mildius correspondientes que las infectan, depende en gran parte de la presencia de una película de agua sobre los tejidos de la planta y de la alta humedad relativa de la atmósfera durante los períodos moderadamente fríos y cálidos pero no de calor intenso. La reproducción y propagación de estos hongos es rápida, de ahí que estas enfermedades ocasionan pérdidas considerables en tiempos cortos. Aún cuando el tizón tardío de la papa y del tomate se asemejan a un mildiu, con frecuencia se le denomine como tal, los mildius verdaderos se deben a un grupo de oomicetos que pertenece a la familia de Peronosporaceae, todas las especies de esta familia son parásitos obligados de plantas superiores y producen mildius en numerosas plantas que incluyen a la mayoría de las hortalizas, gramíneas cultivadas, así como a muchas plantas de ornato, de cultivo, árboles y vides. El hongo de los mildius forman esporangios sobre los esporangióforos. Éstos difieren del micelio debido a su forma de ramificarse. Los esporangios se localizan en las puntas de las ramas. Cada uno de los géneros de los mildius tienen una forma característica de ramificación de sus esporangióforos, lo que constituye un criterio que se utiliza para su identificación. En un principio los esporangióforos casi siempre son largos y blancos y emergen en grupos a través de los estomas de los tejidos de la planta. Más tarde adquieren una tonalidad grisácea o café clara y forma una matriz visible constituida por las hifas del hongo en la superficie inferior de las hojas (o en ambas superficies de ellas) o bien sobre otros tejidos infectados. Cada esporangióforo crece hasta llegar a la madurez y entonces produce varios esporangios casi simultáneamente. En la mayoría de los mildius, los esporangios germinan casi siempre mediante zoosporas o, a temperaturas más altas, mediante tubos germinales. Sin embargo, en el género Peronospora,, los esporangios generalmente germinan mediante tubo germinal. Siempre que los esporangios germinen de esta manera serán considerados como esporas y no como esporangios, de ahí que
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con frecuencia se les denomine como conidios, los cuales siempre germinan por medio de tubos germinales. Las oosporas de los mildius por lo general germinan mediante tubos germinales, pero en unos cuantos casos producen un esporangio que libera zoosporas. En la mayoría de los mildius, como los de la alfalfa, maíz, lechuga, cebolla, sorgo, espinaca, caña de azúcar, girasol y tabaco, el patógeno suele causar infección sistémica en los vástagos de su hospedante, cuando se transporta en las semillas o bulbos, o bien cuando la infección se origina en las etapas de plántula o planta joven. Cuando los órganos de las plantas adultas son infectados, éstos desarrollan áreas infectadas localizadas (aunque no necesariamente pequeñas) o bien permiten que el hongo se propague hacia los tejidos jóvenes y se vuelve localmente sistémico. En algunos mildius como la vid, soya y algunos pastos, las infecciones por lo común producen lesiones pequeñas o grandes y el hongo suele volverse sistemático cuando infecta a los tallos jóvenes y a los pedúnculos de los frutos. La cantidad de las pérdidas depende en gran parte de la cantidad de inóculo inicial pero, sobre todo, de la prevalencia de una atmósfera húmeda durante la cual los mildius esporulan profusamente, causan numerosas infecciones y se propagan hacia los tejidos jóvenes suculentos a los que mata con rapidez. La dispersión y capacidad de destrucción de los mildius en una atmósfera bajo estas condiciones, son incontrolables. En el caso de algunos cultivos en muchos países menos desarrollados, los mildius son aún incontrolables y sólo se mantienen bajo control cuando la atmósfera es cálida y seca. A continuación se mencionan algunos de los mildius más comunes e importantes: Peronospora destructor, causa el mildiu de la cebolla y ajo, Peronospora tabacina, produce el mildiu del tabaco, Peronospora manshurica causa el mildiu en soya, Bremia lactucae produce el mildiu de la lechuga, Plasmopara viticola en la vid Pseudoperonospora cubensis en cucurbitáceas, Sclerospora sacchari en caña de azúcar, Peronosclerospora sorghi causa el mildiu del sorgo, Scleropora maydis en maiz, Sclerospora graminicola en trigo, Peronospora trifoliorum causa el mildeo de la alfalfa y el trébol, Peronospora pisi produce el mildiu de la arveja, Peronospora scatii en remolacha (AGRIOS, 1996). En plantas ornamentales, además del mildeo velloso en rosa, Peronospora sparsa, están registrados otros mildeos como: Peronospora dianthicola en clavel, Peronospora anthirrini en boca de dragón, Peronospora statices en Limonium latifolium, Basidiospora entospora en Aster Plasmopara violae en pensamiento y violeta,
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Plasmopara geranii en geranio, Plasmopara pigmaea, en anémona
2.4 MILDEO VELLOSO, Peronospora sparsa, EN ROSAS VARIEDAD Charlotte 2.4.1 Clasificación taxonómica del mildeo velloso Peronospora sparsa Aunque hace algunos años el agente causal del mildeo velloso en las rosas se clasificaba como un hongo perteneciente a la Clase Oomycetos, Reino Mycetae (ALEXOPOULUS Y MIMS, 1979), actualmente se le clasifica como un pseudohongo perteneciente al Phylum Oomycota, Reino Protista (CaARLILE Y WATKINSON, 1994). Esta clasificación se basa principalmente en que las paredes de los Oomycetos están formadas por celulosa y no por quitina, la cual es uno de los componentes básicos de las paredes celulares de los hongos verdaderos, los cuales se clasifican actualmente dentro del Reino Fungi; además los Oomycetos se caracterizan por la producción de esporas móviles o zoosporas. (CARLILE Y WATKINSON, 1994)
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REINO: PROTISTA
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PHYLUM: OOMYCOTA
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CLASE: OOMYCETES (Mohos acuáticos, royas blancas y mildius). - Tienen un micelio alargado sin paredes transversales o septas. El micelio es un tubo, generalmente ramificado, constituído por protoplasma. Producen esporangios, estructuras asexuales que se forman sobre los esporangioforos. Los esporangios contienen en su interior zoosporas (flageladas) o esporangiosporas (no poseen flagelo).
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Orden: Peronosporales. - Los esporangios (por lo común, zoosporangios) se forman en las puntas de hifas especializadas y quedan libres. Forman oosporas. Son parásitos obligados, desarrollan todo el ciclo de vida en la planta huésped viva, y no pueden ser cultivadas en el laboratorio a partir de esporas.
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Familia: Peronosporaceae (mildius). - Los esporangios se forman en esporangióforos de crecimiento determinado y son transportados por el viento. Son parásitos obligados.
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Géneros: Peronospora
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Especie: sparsa
2.4.2 Generalidades El Mildeo velloso puede estar entre las más destructivas de todas las enfermedades de rosa, cuando los factores ambientales favorecen su desarrollo. La enfermedad fué por primera vez descrita en Inglaterra por Berkeley en 1862 donde causó un daño considerable a cultivos de rosa en invernaderos.
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El Mildeo velloso fue conocido en Inglaterra, en la mayoría de los países europeos y en los Estados Unidos durante la última parte del siglo XIX. El Mildeo velloso es principalmente una enfermedad de invernaderos, pero también puede desarrollarse en plantas cultivadas al aire libre, mantenidas bajo condiciones de frío y humedad (GILL, 1977). Este organismo se caracteriza por ser un parásito obligado altamente especializado en las plantas hospedantes que atacan. Se caracteriza por producir pocas enzimas extracelulares, poca maceración de los tejidos y no producen toxinas. El hongo penetra al hospedante en forma directa a través de la cutícula y epidermis, crece de manera intercelular ocasionando pooco daño en el hospedante y se alimenta de las células del parénquima a través de haustorios (MICHELMORE, 1988). La reproducción asexual se realiza a través de esporangios, los cuales se forman sobre esporangióforos; las características de los esporangióforos se utilizan para la identificación de los géneros. Los esporangios, dependiendo de la temperatura y la humedad, germinan a través de zoosporas o esporas móviles, o directamente a través de hifas. Los géneros Peronospora y Bremia no forman zoosporas y los esporangios se comportan como conidias, es decir, que al germinar producen directamente un tubo germinativo. Los demás géneros si producen zooporas (ARBELAEZ, 1999) La reproducción sexual se realiza a través de anteridios y oogonios con formación de ooporas, las cuales son esporas sexuales provistas de paredes muy gruesas, lo cual las hace muy resistentes a condiciones ambientales desfavorables. La formación de ooporas es característica de las zonas templadas y rara vez ocurren en los trópicos. Hasta el momento no se han observado ooporas en los tejidos de rosa afectados en Colombia.
Figura 5. Ciclo de vida de Peronospora Sparsa. Fuente: Quitián, 1995
2.4.3 Etiologia El Mildeo velloso es causado por Peronospora sparsa Berk. Es conocido atacando Rosa califórnica, R. centifolia, R. canina, R.chinensis, R. rubiginosa e híbridos cultivados de rosa. Francis (1981) detalla la siguiente descripción: el hongo Peronospora sparsa produce un micelio intercelular con haustorios filiformes en el tejido del hospedante. Los esporangióforos son erectos, producidos abundantemente en los estomas de la superficie inferior de la hoja, sus brazos son dicotómicos, con esporangios sostenidos sobre la punta
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terminal de sus brazos, estos esporangióforos miden 490 – 600 x 4 – 6 µm y tienen un tronco de 300 – 465 µm; las ramas terminales son de 12 a 16 µm de largo, y afiladas. Bajo condiciones de humedad, los esporangióforos poseen una longitud de 350 µm de longitud. Los esporangios son de 17 – 22 X 14 – 18 µm elipsoidales a esféricas, de color amarillo pálido con un segmento que sirve de unión al esporangióforo, además poseen una pared exterior hialina de 2 µm de grosor. 2.4.4 Epidemiología Con respecto a las condiciones de P. sparsa no hay mucha información disponible, sin embargo, su desarrollo esta usualmente restringido por rangos de temperatura y humedad relativa. MacLean and Baker (1951), reportaron que la temperatura óptima para la germinación de los esporangios, estaba alrededor de los 18 oC y que los esporangios no podían germinar por debajo de los 4.4 oC, o por encima de los 26.8 oC. El esporangio colocado a 4.4 oC no moría y germinaba cuando era puesta a una temperatura óptima; pero el esporangio colocado a 26.8 oC durante 24 horas, moría. Cuboni (1888), reportó que el esporangio germinaba en agua en 4 horas, y que la esporulación en hojas de rosa ocurría a alta humedad relativa dentro de los 3 días siguientes a la inoculación. Cuando la humedad relativa está por debajo de 85%, el hongo no afecta las rosas (HORST, 1995). El hongo se presenta con mayor fuerza cuando las noches son frías y los días calurosos (CHASE, 1995). En condiciones ideales la esporulación de P. sparsa puede ocurrir en 3 días siguientes a la infección (HORST, 1995). Mientras tanto, Vargas (1996) habla de un período de incubación de 8 días. El hongo se desarrolla a temperaturas entre 1 y 25 oC con el óptimo de 18 oC (VARGAS, 1996). El tubo germinativo forma el apresorio, la membrana celular no se rompe sino que invagina el apresorio, el crecimiento es intrercelular, se forma gran cantidad de apresorios que es por donde toma los alimentos de las células de la rosa (GIRALDO, 1999).
Figura 6. Penetración en forma indirecta con los Haustorios para el caso de mildeo velloso Fuente: Giraldo, 1999
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Antecedentes_____________________________________________________________________
Esporula por el envés de las hojas y lo hace por los estomas. El ataque es más severo en noches frías y días calurosos. Según la literatura la esporulación esta influenciada por la luz. Los esporangios se forman en la noche (la esporulación ocurre normalmente en la noche), maduran en la mañana y se diseminan en el día (GIRALDO, 1999). Baker (1953) encontró esporangios viables producidas en hojas sueltas en una cámara húmeda, un mes después de haber sido desprendidas de la planta. Rápido crecimiento, veloz regeneración y la producción abundante de inóculo, hacen posible epidemias repentinas, cuando las condiciones ambientales son favorables. Las investigaciones realizadas en el laboratorio de Sanidad Vegetal de Americaflor Ltda., se ha determinado que se necesitan 24 horas en cámara húmeda totalmente oscura para efectuarse el periodo de germinación y penetración del hongo en la planta y transcurren aproximadamente de 6 a 9 días para que se inicie la esporulación. 2.4.5 Síntomas EL Mildeo velloso ataca todas las estructuras aéreas de la planta incluyendo tallos, hojas, pedúnculos, cálices, pétalos, etc. Cuando las hojas atacadas e infectadas, desarrollan puntos de rojo púrpura a café oscuro, con manchas irregulares a menudo acompañadas por amarillamiento de las hojas jóvenes. Los síntomas en la hoja pueden parecerse en ocasiones a daños causados por ciertos pesticidas, por lo tanto los síntomas del Mildeo velloso pueden no ser reconocibles con facilidad. Las hojas infectadas se debilitan fuertemente, y pueden caer con un mínimo disturbio. Baker (1953) ha sugerido que el amarillamiento y rápida absición de las hojas de rosa infectadas por Mildeo velloso, pueden estar influenciados por la producción de etileno, pero no hay datos que soporten esta hipótesis.
Figura Figura 7. Clorosis y defoliación Fuente: Quitián, 1995
Figura 8. Primeros síntomas (observe la (esporulación y la forma sinuosa de la hoja. Var. Livia) Fuente: Quitián, 1995
La infección en tallos, pedúnculos y cálices causan desde áreas púrpuras a negras; las cuales pueden variar de manchas pequeñas a lesiones de varios centímetro de largo.
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Antecedentes_____________________________________________________________________ Figura 9. Síntomas de mildeo velloso en tallos de rosa Fuente: Arbelaez, 1999
Figura 10. Detalle de los síntomas del mildeo velloso en una hoja de rosa Fuente: Arbelaez, 1999
La muerte de brotes infectados es común. Las manchitas cafés pueden aparecer sobre los pétalos, pero los síntomas en los pétalos no siempre ocurren (BAKER, 1953). Baker reportó que la esporulación del hongo es profusa, bajo condiciones de alta humedad relativa; produciendo abundantes esporangios sobre el envés de la hoja. La esporulación declina rápidamente a bajas humedades relativas y puede no ser evidenciado. Esta enfermedad es algunas veces confundida con Mildeo polvoso; pero el Mildeo velloso ramifica a través de la hoja, y necrosa la célula hospedante rápidamente comparado con el Mildeo polvoso que unicamente penetra la epidermis de las células y no causa necrosis celular. Todos los cultivos de rosas son susceptibles a esta enfermedad, sin embargo la severidad de esta es variable.
2.4.6 Susceptibilidad a Mildeo velloso de diferentes variedades de rosas VARIEDAD Madame del bard Visa Dallas Peckoubo Marlyse Tango Fire on ice Sophia Gabriela Jacaranda *Sonya *Vivaldi Anna Cocktail *Aalsmer Gold *Golden Emblen Bettina Marella Saride *Osiana *Tineke Rafaela
COLOR Rojo Rojo Rojo Pink salmón Pink salmón Bicolor (Amarillocrema) Bicolor (Rojocrema) Dark pink Rojo Fucsia Pink salmón Rosado Rosado Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Naranja Naranja Amarillo-Naranja Champaña Crema Bicolor-Rojo
GRADO DE SUSCEPTIBILIDAD Baja susceptibilidad Baja susceptibilidad Baja susceptibidad Baja susceptibilidad Baja susceptibilidad Baja susceptibidad Baja susceptibilidad Baja susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad
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Antecedentes_____________________________________________________________________
*Confetti *Maaike Charlotte Libia Lorena Diplomat Lancome Frisco Miss París Star 2000
Bicolor (RojoAmarillo) Bocolor (RojoCrema) Rojo Rosado Rosado Rosado Rosado Amarillo Pink salmón Naranja
Mediana susceptibilidad Mediana susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad Alta susceptibilidad
*Altamente susceptible en algunas localidades Fuente: Florez, 1996
2.5 EFECTO DEL AMBIENTE EN LA PRODUCCIÓN DE ENFERMEDADES INFECCIOSAS 2.5.1 Efecto de la temperatura El efecto de la temperatura sobre el desarrollo de una determinada enfermedad después de haberse producido la infección, depende de la relación particular que se establezca entre el patógeno y su hospedante. El desarrollo más rápido de una enfermedad, o sea, el tiempo más breve que se requiere para que concluya el ciclo de una enfermedad, habitualmente se produce cuando la temperatura es óptima para el desarrollo del patógeno y cuando se encuentra por arriba o por debajo de ese óptimo para el desarrollo del hospedante. El avance de una enfermedad se ve entorpecido a temperaturas mucho menores o mayores al valor óptimo que permite el desarrollo del patógeno, o bien a temperaturas cercanas al óptimo en el que el hospedante se desarrolla. Dado que la duración de un ciclo determina el número de ciclos de enfermedad y aproximadamente el número de nuevas infecciones en una estación, resulta evidente que reviste de gran importancia el efecto de la temperatura sobre la frecuencia de una enfermedad en una estación determinada. En caso de que las temperaturas mínima, óptima y máxima que permitan el desarrollo del patógeno, del hospedero y de la enfermedad sean casi las mismas, el efecto de la temperatura sobre el curso de la enfermedad, se manifiesta al parecer a través de su influencia sobre el patógeno, el cual vuelve a ser activo a la temperatura óptima a la que el hospedero, aún después de haber logrado su óptimo desarrollo, se ve imposibilitado de contenerlo. La tasa de cambio de temperaturas es más importante que el grado de cambio. Los cambios repentinos tienden a ser más nocivos para las plantas que los cambios lentos de la misma magnitud, aparentemente porque el protoplasma requiere un período determinado para adaptarse a los nuevos niveles de temperatura. Si las plantas leñosas en vida latente se enfrían lentamente y
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Antecedentes_____________________________________________________________________
después se calientan de igual forma, pueden resistir las temperaturas muy por debajo de cualquier nivel alcanzado incluso en los polos de la Tierra. La tasa de enfriamiento, y no la temperatura mínima absoluta, determina si la planta se daña o no por la formación de hielo intracelular o por el desarrollo de lesiones del tallo. Asimismo, la temperatura extrema que ocasiona la lesión solar en las plantas no es mayor que aquella que en otros momentos resisten cuando el cambio de una temperatura alta a otra baja es gradual. La transpiración aumenta directamente con la magnitud de la diferencia en temperatura entre superficie de la hoja y el aire cercano a ella. La temperatura también modifica la relación entre la transpiración cuticular y la estomática: cuanto más elevada sea la temperatura, mayor será el componente cuticular.
2.5.2 Efecto de la humedad La humedad, al igual que la temperatura, influyen sobre el inicio y desarrollo de las enfermedades infecciosas de las plantas a través de varios mecanismos interrelacionados, el aumento de la humedad puede producir cambios en el crecimiento y desarrollo de las plantas, pero también en la incidencia de las enfermedades fúngicas y, en última instancia, en la producción. Puede presentarse en forma de lluvia o agua de riego sobre la superficie de la planta o en torno a las raíces de ésta, como humedad relativa en la atmósfera y como rocío. El efecto más importante de la humedad al parecer se centra sobre la germinación de las esporas de los hongos y sobre la penetración del tubo germinal en el hospedero. La humedad, en forma de salpicaduras de lluvia y agua corriente tiene también una importante función sobre la distribución y diseminación de muchos de esos patógenos sobre la misma planta o de una planta a otra. La mayoría de los hongos patógenos requieren de la presencia de humedad libre sobre su hospedero o de una alta humedad relativa en la atmósfera sólo durante la germinación de sus esporas y llegan a ser independientes una vez que obtienen agua y nutrientes a partir de su hospedero. Sin embargo, algunos patógenos, como los que ocasionan el tizón tardío de la papa y los mildius, requieren que en el medio ambiente haya por lo menos una alta humedad relativa durante todo su desarrollo. Estas enfermedades, el desarrollo y esporulación del patógeno, así como la producción de los síntomas que ocasiona, se inhiben tan pronto como llegan los climas cálidos y secos y sólo vuelven a reanudarse hasta que llueve o después de que retorna el tiempo húmedo. La humedad atmosférica desempeña un papel determinante en el proceso de transpiración del agua por las hojas y sobre el potencial hídrico foliar, sobre la regulación de la conductancia estomática y la temperatura de las hojas, y realiza estos procesos mediante funciones primarias de la planta como la fotosíntesis, la absorción y el transporte de agua y elementos minerales. Se conocen situaciones en que las condiciones de elevada humedad atmosférica en los invernaderos ejercen una influencia claramente desfavorable sobre el crecimiento, y todo ello conlleva a que surjan desórdenes fisiológicos y daños a los cultivos. A pesar de la influencia sobre los cultivos de una humedad
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Antecedentes_____________________________________________________________________
elevada, y que todavía se comprueba en buena parte de los cultivadores de invernadero, está extendida la preocupación de los posibles efectos negativos. Entre éstos, con una radiación solar muy intensa, se considera el aumento excesivo de la temperatura de los tejidos y el aumento de la posibilidad de daños térmicos tras la reducción de la dispersión de calor latente de evaporación debido a la reducción de transpiración.
2.5.3 Efecto de la luz La influencia de la luz sobre el desarrollo de las enfermedades, en particular en condiciones naturales, tiene una importancia mucho menor de la que tiene la temperatura o la humedad, aunque se conocen varias enfermedades en las que la intensidad y la duración de la luz puede aumentar o disminuir la susceptibilidad de las plantas ante las infecciones y también la severidad de las enfermedades. Sin embargo, en la naturaleza, el efecto de la luz se restringe a la producción de plantas mas o menos etioladas que han estado expuestas a una baja intensidad luminosa. Esto habitualmente incrementa la susceptibilidad de las plantas ante los parásitos no obligados, como ocurre con las plantas de lechuga y tomate ante Botrytis y con el tomate ante Fusarium, pero disminuye su susceptibilidad ante los parásitos obligados, como ocurre con el trigo ante Puccinia, el hongo de la roya del tallo. Por lo general la disminución de la intesidad luminosa incrementa la susceptibilidad de las plantas a las infecciones virales. El mantener las plantas en la oscuridad durante uno o dos días antes de que se produzca la inoculación, incrementa el número de lesiones (o sea, de infecciones) que aparecen una vez que se produjo la inoculación. Las bajas intensidades de luz después de producida la inoculación tienden a enmascarar los síntomas de algunas enfermedades, que son mucho más severos cuando las plantas se desarrollan en condiciones normales de iluminación que cuando crecen en lugares sombreados. 2.5.4 Efecto del viento El viento influye sobre las enfermedades infecciosas de las plantas principalmente por la importancia de la diseminación de los fitopatógenos y, en menor grado, debido a la rápida desecación que produce sobre las superficies húmedas de las plantas. La mayoría de las enfermedades de las plantas que se extienden con rapidez y que pueden alcanzar proporciones epidémicas, son ocasionadas por patógenos (entre ellos, hongos, bacterias y virus) que son diseminados por el viento o por insectos vectores que pueden ser transportados a grandes distancias por el viento. La lluvia acarreada por el viento facilita la liberación de las esporas y bacterias de los tejidos que han sido infectados y las lleva posteriormente a través del aire depositándolas sobre superficies húmedas que, en caso de que sean susceptibles, pueden ser infectadas de inmediato. El viento daña también las superficies de las plantas cuando las azota y las frota entre sí; eso facilita la infección por muchos hongos y bacterias y también por algunos virus que son
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Antecedentes_____________________________________________________________________
transmitidos por vía mecánica. En ocasiones el viento facilita la prevención de infecciones al acelerar la desecación de las superficies húmedas de las plantas sobre las que pudieran depositarse las bacterias o las esporas de los hongos. En caso de que las superficies de las plantas se sequen antes de que el patógeno penetre en ellas existe la posibilidad de que las bacterias o las esporas germinadas que se han depositado sobre la planta se desequen, mueran y no produzcan infecciones. 2.5.5 Efecto del pH del suelo El pH del suelo también es importante en la aparición y severidad de las enfermedades de las plantas ocasionadas por algunos patógenos que moran en el suelo. En muchas enfermedades, la acidez del suelo (pH), al parecer influye principalmente sobre el patógeno, aunque en otras enfermedades, el debilitamiento del hospedero debido a una nutrición desbalanceada inducida por la acidez del suelo, puede afectar la incidencia y severidad de la enfermedad. 2.5.6 Efecto de la nutrición de la planta La nutrición influye sobre la velocidad de crecimiento y la rapidez de las plantas para defenderse del ataque por los patógenos. La abundancia de algunos nutrientes como por ejemplo: 2.5.6.1 El Nitrógeno: •
•
• • • • • •
Favorece la resistencia a parásitos facultativos pero no a parásitos obligados. Redunda en la producción de crecimiento joven y carnoso y puede prolongar la fase vegetativa retardando la madurez de las plantas haciéndolas más susceptibles a los patógenos (durante períodos prolongados de tiempo) que prefieren atacar a dichos tejidos (Nieto, 1996). Por lo contrario la falta de nitrógeno hace que las plantas se debiliten, crezcan con más lentitud y envejezcan con mas rapidez, haciéndolas susceptibles a los patógenos que tienen así más posibilidad de atacar a plantas débiles y de crecimiento lento (Nieto, 1996). Aminoácidos y amidas aumentan cuando los suplementos de nitrógeno son excesivos (Nieto, 1996). Exceso de nitrógeno afectan el metabolismo de enzimas relacionadas con la producción de fenol, reduciendo contenidos fenólicos de la planta. Los contenidos de lignina aumentan cuando las cantidades de nitrógeno son bajas y viceversa (Nieto, 1996). Aumentos de nitrógeno reducen contenidos de sílice (Nieto, 1996). Por lo general el exceso de nitrógeno en formas de nitratos favorecen más el ataque de microorganismos (Nieto, 1996). Fertilizaciones desequilibradas con exceso de nitrógeno y defecto de potasio, favorecen crecimientos débiles y suculentos que facilitan el ataque de ¨oidium¨ en rosas (Nieto, 1996).
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Antecedentes_____________________________________________________________________
2.5.6.2 El Potasio: • •
• • •
•
Potasio en exceso favorece la resistencia a parásitos obligados y facultativos (Nieto, 1996). Azúcares y aminoácidos son altos en hojas cuando hay deficiencia de potacio, calcio y boro (Nieto, 1996).
El potasio favorece la síntesis de formación de moléculas de alto peso molecular como proteínas, almidón y celulosa (Nieto, 1996). Potasio adecuado genera tejidos mas fuertes y paredes mas gruesas (Nieto, 1996). Altos niveles de nutrición en potasio reducen la severidad de mas de 20 enfermedades bacterianas, más de 100 enfermedades fungosas y 10 enfermedades causadas por virus, nemátodos (Nieto, 1996). El nitrógeno tiene efecto opuesto al del potasio lo que implica buscar permanentemente balances adecuados de éstos y otros nutrientes en la solución de la tolerancia a las enfermedades (Nieto, 1996).
2.5.6.3 El Cloro: • • • • • •
El cloro disminuye el potencial osmótico incrementando hidratación y turgencia (Nieto, 1996). El cloro junto con el potasio y el malato intervienen en la apertura estomática (Nieto, 1996). El cloro reduce la absorción de nitratos a nivel de las raices. A mayores contenidos de nitratos se disminuye la concentración de cloro (Nieto, 1996). Los efectos de potasio y cloro son muy parecidos en la planta (Nieto, 1996). Fertilización a base de KCl facilitan la absorción de éstos elementos en la planta (Nieto, 1996). El cloro inhibe biológicamente los microorganismos del suelo protegiendo la planta (Nieto, 1996)
2.5.6.4 Otros nutrientes: • • • • • •
El calcio influye en la actividad de enzimas pectolíticas de la lámina media generando resistancia (Nieto, 1996). Deficiencias de calcio generan desórdenes fisiológicos incrementando la susceptibilidad a enfermedades (Nieto, 1996). Deficiencias de zinc facilitan la salida de azúcares a la superficie de la hoja (Nieto, 1996). El sílice presente en tejidos maduros de las hojas y tallos genera efectiva barrera de los tejidos al ataque de patógenos (Nieto, 1996). El sílice tiene un papel similar a la síntesis de polifenoles y ligninas en sitios de infección (Nieto, 1996). Deficiencias de boro y cobre afectan la acumulación de los fenoles (Nieto, 1996).
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Antecedentes_____________________________________________________________________
El boro se incrementa originando síntesis enzimáticas en procesos de formación fenólica frente a la invasión en los tejidos de la planta huésped •
(Nieto, 1996).
•
Deficiencias de boro generan una invasión más rápida de oidium (Nieto, 1996).
En general las plantas que reciben una nutrición balanceada, en la que los elementos requeridos son abastecidos en cantidades adecuadas, tienen una mayor capacidad de protegerse de las nuevas infecciones y de limitar las ya existentes que cuando uno o más nutrientes son abastecidos en cantidades excesivas o deficientes. Sin embargo, incluso una nutrición balanceada puede afectar el desarrollo de una enfermedad cuando la concentración de todos los nutrientes aumenta o disminuye más allá de cierto rango (AGRIOS, 1996).
2.6 FACTORES DEL HOSPEDANTE QUE INCREMENTAN LA ENFERMEDAD EN UNA POBLACION 2.6.1 Niveles de resistencia genética o de susceptibilidad del hospedante Las plantas hospedantes que tienen altos niveles de resistencia no permiten que un patógeno se establezca en ellas, a menos que, y hasta que, aparezca una nueva raza del patógeno que pueda atacar esa resistencia y entonces el hospedante se vuelva susceptible. Las plantas que tienen bajos niveles de resistencia probablemente serán infectadas, pero la velocidad a la que la enfermedad se desarrollará depende del nivel de resistencia de la planta hospedante y de las condiciones ambientales. Los cultivos de rosas utilizan patrones de siembra para obtener flores de alta calidad. La susceptibilidad de los patrones para rosas se ha clasificado en este orden: 1. Natal Brier 2. Manetti 3. Indica 4. Canina 5. Inermes 6. Multiflora 2.6.2 Grado de uniformidad de las plantas hospedantes Cuando en áreas grandes se cultivan plantas hospedantes que son genéticamente uniformes, en particular con respecto a los genes asociados con su resistencia a las enfermedades, existe una mayor probabilidad de que aparezca una nueva raza de un patógeno que pueda atacar su genoma y causar un incremento de la enfermedad.
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Antecedentes_____________________________________________________________________
2.6.3 Edad de las plantas hospedantes La susceptibilidad de las plantas a la enfermedad cambia con su edad. Por ejemplo, en algunas relaciones hospedante-patógeno, como en el caso de ahogamiento y de las pudriciones de la raíz causadas por Pythium, los mildius, el enrollamiento foliar del duraznero, los carbones sistemáticos, las royas, los tizones bacterianos y las infecciones virales, las plantas hospedantes (o sus órganos) son susceptibles sólo durante el período de crecimiento y se vuelven resistentes durante la etapa adulta (resistencia de la planta adulta). En el caso de ciertas enfermedades como las royas y las infecciones virales, los órganos de la planta en realidad son bastante resistentes a la infección cuando aún son muy jóvenes, se vuelven más susceptibles conforme van desarrollándose y nuevamente se hacen más resistentes antes de que se desarrollen completamente. 2.6.4 Otros factores 2.6.4.1 Plantas estresadas son más susceptibles al ataque de microorganismos, sin importar que el estrés sea generado por frío, calor, sequía, humedad o nutrición. 2.6.4.2 La radiación solar puede disminuir la longevidad de las esporas. El plástico sucio de los invernaderos influye en el desarrollo de hongos.
2.7 FACTORES DEL PATÓGENO QUE INCREMENTAN EL DESARROLLO DE UNA ENFERMEDAD 2.7.1 Niveles de virulencia Los patógenos virulentos que son capaces de infectar rápidamente a su hospedante, aseguran una producción más rápida de grandes cantidades de inoculo que los patógenos de menor virulencia. 2.7.2 Cantidad de inóculo cerca de los hospedantes Cuan mayor es el número de propágulos del patógeno (esporas, esclerocios, huevecillos, etc.) localizadas dentro o cerca de las inmediaciones de las plantas hospedantes, mayor es la cantidad de inóculo que llega a los hospedantes.
2.7.3 Tipo de reproducción del patógeno Todos los patógenos producen mucha descendencia, pero algunos de ellos como la mayoría de los hongos, bacterias y virus, producen de manera sin igual un gran número de descendientes que los demás patógenos. Algunos hongos, todos los nemátodos y plantas parásitas dejan un número relativamente pequeño de descendientes. Aun más importante es el hecho de que algunos
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Antecedentes_____________________________________________________________________
patógenos (la mayoría de los hongos, bacterias y virus) tienen un ciclo de reproducción corto y, por ende, pueden producir muchos ciclos reproductivos (generaciones) en una sola estación de crecimiento. 2.7.4 Ecología del patógeno Algunos patógenos, como en la mayoría de los hongos y plantas superiores parásitas, producen su inoculo (esporas y semillas, respectivamente) en la superficie de los órganos aéreos del hospedante. De ahí, las esporas y semillas se dispersan con facilidad a diferentes distancias. Otros patógenos, como los hongos y bacterias vasculares, los micoplasmas, los virus y los protozoarios, se reproducen dentro. 2.7.5 Forma de diseminación del patógeno Las esporas de muchos hongos fitopatógenos, como las que causan las royas, los mildius y las manchas foliares, se liberan en el aire y se diseminan por el aire o los vientos fuertes a distancias variables que pueden ser hasta varios kilómetros.
2.8 TIPOS DE CONTROL DE ENFERMEDADES EN LOS INVERNADEROS La información que hasta ahora se tiene acerca de los síntomas, causas y mecanismos del desarrollo de las enfermedades de las plantas, se encuentra justificada desde el punto de vista científico y representa una fuente intelectualmente interesante, pero sobre todo, es de gran utilidad porque permite el diseño adecuado de métodos para combatirlas y de esta forma propiciar un aumento en el número de los productos vegetales y un mejoramiento en la calidad de los mismos (AGRIOS, 1996). El control de enfermedades en los cultivos generalmente representa un gran problema. En primer lugar los patógenos son como un enemigo ¨oculto¨, cuya presencia generalmente no se detecta directamente, como en el caso de insectos o malezas, sino cuando aparecen signos y/o síntomas del patógeno, o sea cuando ya hay daños visibles.
En segundo lugar las enfermedades involucran un ciclo y un proceso evolutivo del daño, cuya severidad depende de la susceptibilidad de la planta hospedera, de la virulencia del patógeno o cepa del patógeno involucrado y finalmente las condiciones ambientales presentes en el momento de presentarse la infección (KRAUS, 1996). El control de enfermedades se debe hacer dentro de un programa de Manejo Integrado de Plagas y Enfermedades (MIPE), el cual básicamente comprende tres aspectos:
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Antecedentes_____________________________________________________________________
2.8.1 Control Físico Este tipo de control busca manejar el clima bajo los invernaderos evitando que éste sea el propicio para el desarrollo de la enfermedad. El manejo de cortinas, el tipo de invernadero, los tipos de cubiertas, altura del invernadero, calefacción, etc. hacen parte de las estrategias en el control físico. A pesar de que la mayoría de los invernaderos para flores en Colombia trabajan más que todo como coberturas plásticas y no como invernaderos climatizados, se pueden lograr cambiar las condiciones de humedad relativa y temperatura logrando hasta cierto punto alejarlas lo mayor posible de las condiciones ideales para una rápida propagación de mildeo velloso (GIRALDO, 1999). Se debe medir tanto afuera como adentro del invernadero la humedad relativa y la temperatura, ya sea con estaciones meteorológicas o con los aparatos de medición para cada caso, de tal manera que manejando adecuadamente las cortinas y los ductos es posible en temporada de invierno tener unas diferencias importantes entre las temperaturas y humedades relativas tanto fuera como dentro del invernadero que dificulten la multiplicación rápida del mildeo velloso (GIRALDO, 1999). Además de disminuír la incidencia de la enfermedad, podemos tener los invernaderos con una media de temperatura mas alta para que cicle adecuadamente la producción de rosas, mejore la productividad y disminuya el atraso de las cosechas. 2.8.2 Manejo Cultural Incluyen las actividades del hombre que tienen como objetivo controlar las enfermedades. Algunos de los métodos son: Eliminar el patógeno de las plantas o de la zona en la que éstas se cultivan (erradicación). Los tiempos de erradicación se determinan de acuerdo a la severidad e incidencia de la enfermedad. La rotación de cultivos tiene cierta utilidad en patógenos que habitan en el suelo, ya que puede eliminarlos sembrando al cabo de 3 o 4 años cultivos que pertenezcan a especies o familias que no sean atacadas por esos patógenos. Sin embargo cuando el patógeno produce esporas de resistencia o vive en forma saprofita durante más de 5 o 6 años, la rotación de cultivos pierde su aplicación y llega a ser inefectiva. El saneamiento es el conjunto de actividades que tienen como objetivo eliminar o disminuir la cantidad de inóculo presente en la planta, zona de cultivo o almacén. Así, el lavado de los productos vegetales, recipientes donde éstos se colocan, desinfección de las tijeras de corte y todo tipo herramientas, eliminación de la tierra del equipo agrícola antes de transladarlo de una zona de cultivo a otra, etc. El mejoramiento de las condiciones de crecimiento de las plantas, con frecuencia incrementan su resistencia al ataque por los patógenos. Así, la fertilización adecuada de las zonas de cultivo, su drenaje, riego, espaciamiento adecuado de las plantas y el control de las malas hierbas,
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Antecedentes_____________________________________________________________________
mejoran el desarrollo de las plantas e incluso pueden tener un efecto directo e indirecto sobre el control de una determinada enfermedad. Obtención de órganos de propagación que se encuentren libres de patógenos a partir de plantas infectadas (AGRIOS, 1996). 2.8.3 Control Químico El método de control de enfermedades de las plantas que mejor aplicación tiene en el campo y en los invernaderos, y en ocasiones durante el almacenamiento de productos vegetales, implica el uso de compuestos químicos que son tóxicos a los patógenos. Estos compuestos inhiben la germinación, el desarrollo y la reproducción de los patógenos, o bien son completamente letales a ellos. Sin embargo, el uso de éstos agroquímicos deben ser lo más racional posible, por un lado para evitar el recargo innecesario al medio ambiente y por otro lado para evitar costos adicionales en el manejo de los cultivos tecnificados (KRAUS, 1996). Las diferencias morfológicas y fisiológicas entre plantas superiores y hongos nos permiten un control químico selectivo de los hongos patógenos, dentro y fuera de la planta hospedera. La selectividad del agroquímico hacia la planta se basa en el hecho que no es absorbido por sus células, pero sí por las del hongo (fungicidas de contacto o protectantes) o es absorbido por la planta (fungicidas sistémicos) pero no afecta sus procesos vitales. Esto se debe a las diferencias entre el metabolismo de las plantas y los hongos (Kraus, 1996).
Figura 11. Espectro de acción de los fungicidas Fuente; Chavarro, 1995
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Antecedentes_____________________________________________________________________
Figura 12 Modo de acción del Propineb, ciclo de Krebs Fuente; Chavarro, 1995
a) Fungicidas de contacto o protectantes Actúan únicamente sobre los hongos antes del proceso de infección. Por sus características estos productos son netamente preventivos y el sitio de acción dentro del ciclo vital del hongo es alguna fase de la germinación, o antes de completar la penetración al tejido vegetal. Por esto son productos que se deben aplicar muy temprano (preventivos) o con los primeros síntomas de la enfermedad. Estos productos no penetran el tejido vegetal por lo cual no controlan al patógeno una vez que se complete el proceso de infección. La gran mayoría de éstos compuestos químicos que se aplican a las plantas o a sus órganos los protegen de las infecciones subsecuentes, pero no pueden impedir o sanar una enfermedad una vez que se ha iniciado (Kraus, 1996).
GRUPO QUÍMICO
INGREDIENTE ACTIVO
• • • •
Antibiótico Azufre (0.8 cc/L) Cúpricos (1.5 – 2 g/L) Ditiocarbamatos
• • • •
•
Dicarboxamidas
•
•
Carboxamidas
•
Validamicin, Blasticidin Azufre Oxicloruro de cobre Propineb, Mancozeb, Metiram Vinclozolin, Iprodione, Procymidone Carboxin, Oxicarboxin
NOMBRE COMERCIAL • • • • •
Validacin, Blass Elosal 720 SC, Microthiol, Topsul Oxicob Antracol, Dithane, Manzate, Polyram Ronilan, Rovral, Sumilex
•
Vitavax, Plantvax
Elaborado por Sergio Muñoz, Jefe Cultivo Flores AGREVO
b) Fungicidas sistémicos Sí penetran el tejido vegetal afectando el crecimiento del patógeno, permitiendo así controles preventivos, curativos o erradicantes dependiendo del momento de aplicación. Aplicados en fases tempranas de la enfermedad estos productos pueden afectar la germinación y/o la penetración actuando como preventivos, pueden controlar el crecimiento del hongo dentro de la planta dando el efecto
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Antecedentes_____________________________________________________________________
curativo o puede afectar la esporulación del patógeno resultando en el efecto erradicante (Kraus, 1996). GRUPO QUÍMICO
INGREDIENTE ACTIVO
Afectan síntesis de: a) Ácidos nucléicos Fenilamidas •
NOMBRE COMERCIAL
aluminio, • Furalaxil,
Carbamato
Fosetyl Cymoxanil, Metalaxil Propamocarb
b) Proteínas Benzimidazoles
•
Carbendazim, Tiabendazol, Metiltiofanato
Benomyl, •
•
Tridemorph, Dodemorph
•
Calixin, Meltafun
d) Ergosterol • Imidazol (0.6 – 0.8 cc/L) • Triazol
Pochloraz
•
Sportak 45 EC, Octave 50 WP
Bifertanol, Triadimefon, • Benconazol
Baycor, Bayleton, 8, Topas
e) Quitina Organo fosforados
Pyrazophos
Afugan 30 EC, Kitasin
c) Lípidos Morfolina
•
•
•
Aliette, Curzate, Fongarid, Ridomil, , Previcur-N SL Bavistin, Derosal 500 SC, Makio, Benlate, Mertect Topsin WPySC
Elaborado por Sergio Muñoz, Jefe Cultivo Flores AGREVO
2.9 ROSAS DE INVERNADERO Puede decirse que, de todas las flores, las rosas son las más estrechamente asociadas con las emociones humanas, en especial el amor romántico. Por esta razón las rosas en particular las rojas, logran un precio especial en ciertas ocasiones. Sin embargo, la producción de rosas en invernaderos es probablemente la forma más especializada de cultivo hortícola; las plantas tienen una forma rígida de crecimiento que al mismo tiempo es muy susceptible a daños por condiciones atmosféricas inadecuadas, temperatura o humedad, y también a enfermedades y plagas. (SALINGER, 1991) 2.9.1 Respuestas fisiológicas Básicamente la rosa es una planta de días largos; la producción de flores tiene lugar a temperaturas convenientes en correspondencia a la radiación solar total; de aquí que florece mejor en zonas con altos niveles de insolación; con temperaturas veraniegas elevadas, aproximadamente por encima de 27 oC, la floración es muy rápida, los capullos se abren más rápidamente y tienen una duración más corta. Las rosas tienden a crecer y florecer a ráfagas, aunque el período de tiempo desde el crecimiento del capullo a la floración depende del período del año y el cultivar. (SALINGER, 1991)
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Antecedentes_____________________________________________________________________
2.9.2 Floración Los investigadores israelíes establecen que la floración en las rosas está en relación directa a la intensidad de la luz y a su duración; de modo que han construido edificios de fibra de vidrio con una pendiente de 23º para interceptar el máximo de luz solar en invierno. (SALINGER, 1991) 2.9.3 Temperaturas Las temperaturas óptimas de crecimiento se considera que son de 17 a 25 oC, preferiblemente no debajo de 15 oC ni por encima de 27 oC. Bajo temperaturas elevadas, las flores son pequeñas teniendo pocos pétalos y color más pálido. Las temperaturas frías, la temperatura nocturna continuamente por debajo de 15 oC, también afecta seriamente a la planta. El crecimiento se atrasa, las flores desarrollan un gran número de pétalos y se deforman y se aplanan, produciendo flores llamadas ‘’Cabezas de toro’’. El color de las rosas es rojo intenso puede intensificarse a tal extremo que tiene lugar su ’’azulado’’ (SALINGER, 1991)
2.9.4 Humedad Es sabido que las rosas requieren una humedad relativamente alta que tradicionalmente se ha obtenido humedeciendo los pasillos y nebulizando sobre el cultivo durante el período más cálido del día. Los rangos de porcentaje de humedad relativa se encuentra entre el 65 y el 70% ( 80 a 90% para el brotado de las yemas a partir de la entrada en vegetación después del reposos vegetativo). (VIDALIE, 1992) 2.9.5 Ventilación El intercambio de aire es de importancia máxima, especialmente durante las horas del día. Al amanecer, las temperaturas exteriores generalmente son demasiado bajas para permitir la ventilación sin pérdidas severas de calor del invernadero. Los niveles de dióxido de carbono han sido medidos durante este período y se encontró que eran limitantes para el crecimiento de la planta. Las adiciones de dióxido de carbono en la atmósfera del invernadero a través de generadores o el suministro directo de depósitos de dióxido de carbono han sido benéficas. Ordinariamente los ventiladores se abren cuando la temperatura del invernadero alcanza de 20 a 21 oC. las investigaciones han mostrado que es posible permitir que la temperatura del invernadero aumente unos pocos grados antes de que los ventiladores sean abiertos, suponiendo que se mantengan de 500 a 1200 ppm de dióxido de carbono en el aire. Los niveles normales de 300 ppm rápidamente disminuyen si no se abastece despúes a través de la ventilación. (LARSON, 1988) 2.9.6 Luz e iluminación Los índices de crecimiento para la mayoría de los cultivares de rosa siguen la curva de luz a través de todo el año. La producción floral es potencialmente alta en verano cuando prevalecen altas intensidades y duración de luz diaria. Es irónico que los invernaderos deban estar cubiertos con un compuesto
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oscurecedor durante el verano cuando la luz es abundante. El calor intenso que acompaña las altas intensidades de luz hace tales prácticas necesarias. Por muchos años se creyó que la rosa no respondía a la iluminación complementaria. Las investigaciones en éstas área han mostrado que esta suposición es falsa. Utilizando un conjunto de fuentes de luz de los tipos de descarga de alta intensidad a combinaciones de lámparas fluorescentes e incandescentes, los investigadores han demostrado que la producción de rosas podría mejorar bastante en el uso de iluminación complementaria. La literatura reporta un incremento de hasta el 50 a 240% en la producción. Sin embargo, una buena parte del incremento se ha encontrado en las flores de tallo corto. (LARSON, 1988)
2.10 INVERNADERO Construcción de madera o hierro u otro material, cubierta por cristales o plástico, provista por lo general de calefacción, que a veces está iluminada artificialmente y en donde se pueden cultivar hortalizas tempranas, flores y plantas verdes, en épocas en las que la temperatura y la luz del lugar donde se está cultivando serían insuficientes para su crecimiento y fructificación (ALPI, 1991). Los términos empleados comúnmente son: Bloque: Está compuesto por naves. Su tamaño varía dependiendo de la densidad de siembra y el tipo de cultivo, los expertos sugieren que cada bloque posea menos de 20 naves. Nave (invernadero): Estructura de madera y/o hierro, cubierta por un plástico de calibre No. 5, está dividido por cumbreras o parales. Sus dimensiones estándar son 6.7 m x 65 m. Cada hectárea posee alrededor de 22 naves y cada nave contiene aproximadamente 10 camas de clavel u 8 camas de rosa. Posee un camino central de 2.5 a 3 m de ancho y una separación entre camas de aproximadamente 0.5 a 1 m. Cama: Su área efectiva es de 30 m2 (30 m x 1 m) si el cultivo es clavel o 33 a 36 m2 si el cultivo es rosa.
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CAMA
CAMA C A M I N O
Separación entre camas
CAMA
C E N T R A L
Separación entre camas
CAMA Separación entre camas
Separación entre camas
CAMA Separación entre camas
CAMA Separación entre camas
Figura 13. Distribución de una nave
2.10.1 Tipos de invernaderos Procediendo gradualmente en la descripción de los diversos tipos de invernaderos, existe una primera distinción entre invernaderos fijos e invernaderos móviles. Mientras es claro comprender lo que significa un invernadero fijo, el invernadero móvil esta construido sobre una armadura desmontable, o esta colocado sobre una estructura que le permita moverse sobre unas vías. Sea el invernadero fijo o móvil, pero sobre todo los primeros se diferencian según su modalidad constructiva y los materiales empleados. A su vez, hay que distinguir entre los materiales estructurales y los materiales de revestimiento o cubierta. Actualmente se dispone de una gran variedad de materiales para las estructuras; sin embargo los que mas se usan son: La madera, el hierro galvanizado y en algunos casos el duraluminio. Si hasta ahora el duraluminio no ha alcanzado más largo uso, es debido, no a factores técnicos, sino económicos. Los materiales de recubrimiento son esencialmente dos: cristal y materiales plásticos. Las diversas combinaciones entre los materiales enunciados ha dado lugar a la nomenclatura al uso para indicar los distintos tipos de invernaderos: se habla así, por ejemplo, de invernaderos de madera y cristal; de madera y plásticos; de hierro y plástico; de hierro, plástico y madera; de hierro y cristal. En Italia el invernadero de madera y vidrio es el que se usa desde hace mas tiempo en floricultura. Las paredes son generalmente fijas y para que se renueve el aire se levanta los paneles de cristal o “vitrinas” que forman el tejado. También en este caso, como en casi todos los que se usa la madera, los soportes representan un grave inconveniente porque proporcionan gran cantidad de sombra sobre las plantas y, además los palos que sostienen la cumbrera ocupan una buena parte de la superficie del invernadero.
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Con la aparición del plástico, ha tenido gran empuje la construcción de invernaderos fríos y calientes usándose materiales plásticos para los recubrimientos, sobre todo en polietileno y PVC. Este nuevo tipo de construcciones ha tenido enseguida una gran aceptación entre los propietarios, debido, primero, a que estos materiales cuestan poco, y segundo, porque su construcción es tan sencilla que ellos mismos pueden proyectar y luego montar sus invernaderos. 2.10.3 Factores ambientales en los invernaderos 2.10.3.1 Temperatura En relación con la temperatura de la atmósfera de un invernadero, las radiaciones más importantes son las infrarrojas cortas, que pasan a través de los materiales de recubrimiento (los materiales usados deben de tener una elevada capacidad de transmitir el infrarrojo corto), y son absorbidas por las plantas, por el terreno y por los otros materiales que se encuentran en el invernadero. Las variaciones caloríficas infrarrojas, como consecuencia de su longitud de onda, pueden encontrar un obstáculo al pasar a través del material de recubrimiento, puesto que éste, en relación con sus características contribuye a aumentar la temperatura de la atmósfera del invernadero. Si el flujo de radiaciones de una longitud de onda superior a las 5.000 mµ no es transmitido, sino que es absorbido casi todo por el material de recubrimiento, el cual emite radiaciones calóricas tanto hacia el exterior como hacia el interior del invernadero. Las radiaciones que van hacia el interior son las que calientan la atmósfera del invernadero. Este fenómeno permite cultivar plantas en invernadero desprovistos de calefacción en zonas cuyas bajas temperaturas no les permitiría desarrollarse o que, por lo menos, les haría tener un ciclo vegetativo más largo. 2.10.3.2 Luz Se debe considerar las condiciones de la iluminación como un elemento fundamental para un invernadero, en cuanto son las que determinan sus posibilidades bioagronómicas. A este elemento del clima se debe relacionar con la intensidad y la duración de la luz, puesto que éstas, junto con el fotoperíodo, son en gran parte las que determinan el resultado de los cultivos en los invernaderos. Los materiales de recubrimiento reflejan una fracción de luz de un 20 a un 30%, a nivel superficial, caso de que los rayos del sol caigan en ángulo recto; pero si el ángulo de incidencia aumenta (de 90 a 180o), las pérdidas debidas al reflejo aumentan más rápidamente y llegan a ser totales si el ángulo de incidencia es de 180º. Por lo tanto estos rayos no penetran en el invernadero, ya que quedan completamente reflejados por la superficie del material de recubrimiento. Para aumentar la luminosidad en los invernaderos de plástico se puede recurrir a unos recubrimientos que tengan forma parabólica o semicilíndrica; de este
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modo, el flujo luminoso que “enviste” el invernadero es casi el 90% de la luz total y, por lo tanto, una fracción de luz de más del 75% podrá pasar a través del recubrimiento. Asimismo, resulta bastante fácil de comprender la importancia que tiene la armadura soporte en relación con la iluminación de un invernadero. La mayor cantidad de sombra es la que provocan los soportes de hierro en los invernaderos de hierro y cristal, debido al tamaño relativamente pequeño de los cristales que requieren unas armaduras soportes más bien complicadas; por el contrario, el uso de láminas plásticas o de planchas rígidas de plástico permiten hacer unas estructuras más finas para los soportes, lo cual reduce bastante el efecto de sombra. Los materiales de recubrimiento habrán de ser muy permeables a las radiaciones luminosas, y hay que recordar que este factor es de una importancia fundamental. Sin embargo, si tenemos en cuenta lo variables que resultan ser la intensidad y la duración de la luz en relación con el ambiente, veremos que la forma, la orientación y la inclinación del tejado y de las paredes laterales juegan un papel importantísimo. Al igual que para otros elementos del clima, como son la humedad y la temperatura, también en este caso hay que procurar evitar que se formen “zonas de sombra”, las cuales provocan un distinto grado de desarrollo en las plantas, según donde se estén colocadas y, por lo tanto, provocan una discontinuidad cualitativa y cuantitativa. De acuerdo a la capacidad que tienen los materiales de recubrimiento para seleccionar la luz, todos lo materiales de color absorben más luz que los incoloros, puesto que tienen una banda de absorción proporcionada a la intensidad de su color, a nivel de su color complementario, y pueden ser usados tanto como diafragmas, con distintos fines, tanto como recubrimientos. Por ejemplo, un material azul marino absorbe en cantidad elevada el color amarillo-naranja, dentro del espectro visible; un material de color verde esmeralda absorbe radiaciones rojas e infrarrojas, lo cual provoca una disminución de la temperatura en el invernadero (ALPI, 1991). 2.10.3.3 Humedad relativa La humedad relativa depende de la temperatura del aire y de la cantidad de vapor de agua que éste contiene y, por lo tanto del balance hídrico del invernadero. El problema del balance hídrico se acomete generalmente al considerar por un lado las fuentes de aprovisionamiento de vapor de agua (evapotranspiración, irrigación, intervenciones climatizantes específicas, como la nebulización y la sustitución del aire interior con el exterior más húmedo), y por el otro los procesos que tienden a disminuir la cantidad de vapor de agua contenida en la atmósfera del invernadero (condensación, ventilación y deshumidificación). Unas condiciones con una elevada evapotranspiración (plantas con un elevado índice foliar, buena disposición de riego y valores elevados de energía radiante) tienden a aumentar el contenido de vapor de agua, y consecuentemente, la humedad relativa. Si la temperatura del aire es demasiado alta, y sobre todo su aumento es muy brusco, la evapotranspiración
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puede que no llegue a mantener un abastecimiento adecuado de vapor en la atmósfera, con la consiguiente disminución de la humedad relativa.
Un fenómeno unido a la humedad del aire, es el de la condensación del vapor de agua presente en el aire del invernadero bajo la forma de gotas diminutas, sobre la superficie de todo cuerpo (paredes, plantas, etc) que se encuentra a una temperatura inferior a la de la escarcha. En el caso de las paredes interiores del invernadero, este fenómeno adquiere un aspecto negativo al provocar goteo continuo sobre las plantas que, llegan a estropearse debido al exceso de humedad, favorable al desarrollo de organismos patógenos, o al enfriamiento (el agua condensada está claramente a una temperatura mas baja que el ambiente interior del invernadero). También puede formarse sobre la superficie foliar agua de condensación (escarcha); esto ocurre casi siempre de noche, cuando la humedad del aire es, como se ha dicho, muy alta y la temperatura de la hoja puede ser inferior.
2.11 RELACIÓN ENTRE LA HUMEDAD RELATIVA Y LA TEMPERATURA Otra relación importante para tener en cuenta es la que existe entre la temperatura y la humedad relativa. La humedad absoluta que puede contener el aire aumenta con la temperatura. La humedad relativa (en porcentaje) se calcula como el contenido actual de humedad del aire dividido por el máximo contenido de humedad a esa temperatura, multiplicada por cien. El punto de rocío es la temperatura del aire coincide con el máximo contenido o 100% de humedad relativa. La baja humedad relativa durante el día se explica por el rápido aumento de la temperatura en la mañana sin que el aire absorba con la misma velocidad el déficit de humedad. Por la noche el proceso es inverso (DE VIS, 1996). Otro fenómeno importante en la mañana es la condensación del aire en las plantas. El invernadero se calienta en una hora y media en la mañana, de 10 o C hasta 20 oC. Al mismo tiempo el aire absorbe el agua que transpiran las plantas y que se evaporan de las cubiertas por condensación, aumentando el contenido total de humedad. Los botones florales y los tomates son masas de agua que se calientan menos rápido y representan cuerpos fríos dentro del invernadero. El aire caliente, al encontrarse con estos cuerpos fríos, se enfría llegando rápidamente al punto de rocío con condensación en el botón o en el fruto. Esta condensación es el medio óptimo para la germinación de esporas de Botrytis o mildeo velloso. Una solución a este problema es no dejar calentar el invernadero demasiado rápido en a mañana, para que el botón y el aire se calientan mas o menos al mismo ritmo (DE VIS, 1996).
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2.12 EFECTO INVERNADERO De día el sol irradia sobre los invernaderos ondas de longitud corta que son las ultravioleta, la visible y la infrarroja cercana. La mayoría de las ondas que llegan al invernadero pasan por el plástico una parte es reflejada y otra más pequeña es absorbida. Al interior del invernadero una parte se refleja por obstáculos pero la gran mayoría es absorbida por las plantas, el suelo, etc. Estas plantas y el suelo emiten, por su temperatura baja, una radiación de onda larga, la infrarroja lejana, gran parte de la cual se pierde en el espacio cuando se utiliza una cubierta común y corriente. Pero otra parte también se refleja. Los invernaderos en Colombia fuero diseñados para proteger los cultivos de la lluvia y las granizadas, más no para combatir el clima. Este aspecto se manifiesta en el clima de los invernaderos en un día de enero cuando hace calor durante el día y no hay suficiente ventilación. En la Sabana de Bogotá hay un 30% más de radiación que en sitios ubicados al nivel del mar, y el invernadero, cuando no está bien ventilado, se recalienta rápidamente. Las ventilaciones laterales funcionan si los bloques no son demasiado grandes. Pero cuando se trata de 60 naves seguidas, el área de ventilación (lateral y cumbrera) sólo representa de un 2 a 3% de la superficie del invernadero, cuando se estima que la necesidad debe ser del 30% (DE VIS, 1996). Por la noche el invernadero sólo puede perder la energía captada durante el día. La apertura fija en las cumbreras aumenta la pérdida de calor, ya que no se pueden cerrar.
2.13 DIFERENTES HERRAMIENTAS DE CONTROL DEL CLIMA 2.13.1 Cubiertas Hasta el 70% del crecimiento de la planta puede ser relacionado con la radiación. En holanda existe una regla: cada 1% de radiación, es 1% más en producción. Si se están cosechando 100 tallos/m2 y se sube la luminosidad del invernadero al 10%, resulta una cosecha de 110 tallos (DE VIS, 1996). La radiación es un factor limitante en la Sabana de Bogotá. Frecuentemente se considera que estando en el trópico y a 2.600 msnm, lo que debería haber es un exceso de radiación. No es verdad esta consideración. El Dr. Tsujita encontró en sus ensayos un punto de saturación de 1.000 µmoles/m2/s (Aprox. 500 W/m2). Posiblemente en una cama esta cifra es mas alta. El tiempo de radiación del día que se encontró por debajo de ese nivel es aproximadamente 10 horas (DE VIS, 1996). Las cubiertas de alta transmitancia con un buen mantenimiento son importantes. Un plástico transparente nuevo tiene 80%. Un transparente de 6 meses tiene 4% menos de transmitancia. Un tres estrellas nuevo tiene 76% y uno viejo, ya con algas, 57%. Se está perdiendo entre un 20 y 30% de
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luminosidad. Si se aplica la regla de que 1% de luz es equivalente a 1% en productividad, se está perdiendo mucho en productividad. El tres estrellas calibre 5 tiene 82%, un transparente calibre 5, 87%. Este 5% de diferencia significa bastante dinero. En comparación, un vidrio de 4 mm tiene una transmitancia de 88% (DE VIS, 1996). Aún falta mucho por investigar sobre la transmitancia de los plásticos. En Bélgica y en Holanda el vidrio es un punto de discusión muy importante: existen vidrios de 88% de transmitancia y otros de 91%. La inversión en vidrio vale la pena cuando se está pensando a largo plazo, de 20 a 25 años. Una diferencia de 3% de transmitancia, significa una gran diferencia en productividad (DE VIS, 1996). El plástico genera un clima más húmedo que el vidrio. La condensación se hace más fácil en vidrio. La condensación en el techo es una ventaja porque disminuye la humedad del aire y la formación de condensación en el cultivo.(DE VIS, 1999)
Es importante mantener los pásticos limpios. Cuando el plástico está sucio, se reduce la entrada de luz en el invernadero, este se calienta menos, hay menos intercambio de aire y se genera un clima más húmedo (sobre todo en días oscuros). La radiación también es importante en la supervivencia de las esporas: con mayor radiación se reduce la longevidad de las esporas de mildeo velloso.(DE VIS, 1999) Reuveni y Raviv (1997) demostraron que con el uso de plásticos con un pigmento azul se atrasó la aparición del mildeo velloso en pepino cohombro causado por Pseudoperonospora cubensis. La filtración de la luz UV, sin embargo incrementó la colonización del hongo pero no tenía efecto sobre la esporulación del hongo. La filtración de la luz UV para controlar el negreamiento de los pétalos y la esporulación de Botrytis cinerea. No se sabe si estos plásticos tienen un efecto sobre el desarrollo de mildeo velloso. Principales características de las cubiertas de invernadero: •
Transparencia
Consiste en dejar pasar a su través la mayor cantidad de luz. La transparencia depende de tres factores: Poder de reflexión (Los rayos que no atraviesan el plástico se reflejan al exterior, dependiendo del ángulo de incidencia y la propiedad reflectante del material), Poder absorbente (El porcentaje de luz que absorbe el material) y el Poder de difusión (Consiste en que las radiaciones se difunden al pasar por la cubierta y como consecuencia se reparte mejor la luz). (FAINSTEIN, 1997)
•
Opacidad a las radiaciones nocturnas
Consiste en no dejar pasar el exterior durante la noche el calor emitido por las plantas y el suelo (Radiacion IR). (FAINSTEIN, 1997) •
Rendimiento térmico
Es la capacidad de un film para retener el calor dentro del invernadero, para ello debe ser la mas transparente posible a la radiación infrarroja corta y lo mas opaca posible al infrarrojo largo. (FAINSTEIN, 1997)
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•
Propiedades mecánicas
Ligereza (Poco peso), flexibilidad (Adaptabilidad a cualquier forma) y duración (Tiempo de vida sin perder cualidades) (FAINSTEIN, 1997) Cubiertas más comunes: •
Polietileno
Es un material plástico relativamente barato y su uso es muy difundido en Latinoamérica. Se degrada fácilmente con la radiación UV. Admite aditivos y al agregarle UVA o sea un inhibidor de UV puede aguantar hasta 4 años. Hoy en día se utiliza la coextrusión de tres capas para producir las cubiertas de los invernaderos fuertes y duraderas. Algunas compañías lo venden con aditivos como son UV, IR y antigog. (antifog o antigoteo no es necesario en un invernadero sin calefacción. El polietileno puede venir con luz difusa y esto permite la mejor distribución de la luz en el invernadero, de este modo se mejora la fotosíntesis. Es muy recomendado para lugares con luminosidad alta. Cuando el polietileno es claro o sea con transparencia máxima deja pasar el máximo de luz y es usado en lugares con baja intensidad de luz. Otros vienen con aditivos fluorescentes con el rojo que transforma la luz verde/amarilla en luz roja aumentando así el índice de rojo/ultrarrojo. Las plantas ven esto como una señal morfológica para reducir la dominancia apical y así se aumenta la cantidad de flores, otro aditivo que se agrega ocasiona que el plástico se vea azul, esta cubierta fotoselectiva reduce las enfermedades de hongos y el número de insectos en el invernadero. Se usa en lugares con alta intensidad de luz. (FAINSTEIN, 1997) •
Copolímeros EVA
Se usa mucho en España, son materiales gomosos, tenaces y termoplásticos, que se trabajan con las mismas técnicas del polietileno. Sus propiedades dependen de dos factores: el peso molecular y el contenido en acetato de vinilo (AV). (FAINSTEIN, 1997) •
PVC
Llamado Plyvenil chloride, los estabilizadores aguantan más en PVC que en polietileno y por eso el PVC envejece mas lentamente que el polietileno, es mas caro que el polietileno, se caracteriza por su transparencia frente a la luz visible y opacidad frente a la luz infrarroja, tiene propiedades mecánicas menores que el polietileno y es necesario fortalecerlo con una red en las láminas delgadas hechas de nylon. Es muy usado en Japón, Israel y España. (FAINSTEIN, 1997)
•
Vidrio
Es la cubierta mas famosa del mundo, muy usado en Holanda, tiene una transparencia mejor que cualquier cubierta llegando al 90% de transparencia, guarda la temperatura dentro del invernadero (es térmico), por ser completamente opaco a las radiaciones de longitud larga. No está influenciado por el clima (calor, humedad, ácidos y productos de blanqueo) y aguanta muchos años. Su desventaja es su alto precio. (FAINSTEIN, 1997)
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2.13.2 Altura de los invernaderos Otro detalle de la construcción de los invernaderos es la altura de las estructuras; en Colombia se construyen muy bajas. Para manejar el clima se necesitan invernaderos mas altos. Quizá pierden calor por la altura, pero tienen la ventaja de no calentarse ni enfriarse tan rápidamente. En Holanda, antes se podían tocar los canales de desagüe. Ahora éstos están a 4 o 5 m de altura. Los cambios se hicieron para manejar el clima satisfactoriamente (DE VIS, 1996).. Un ejemplo de invernadero alto es el que se hizo en el Centro de Investigaciones y Asesorías Agroindustriales (CIAA) para hortalizas que requieren temperaturas más bajas. El poste más bajo tiene 3 m de altura, y el más alto 6 m. Así se evitan los problemas de recalentamiento durante día. La altura de la estructura depende de los requisitos del cultivo en cuanto al clima (DE VIS, 1996).
2.13.3 Pantallas Térmicas Las pantallas térmicas de Ludvig-Svensson tiene 3 partes en aluminio y 2 partes en plástico. Reduce la pérdida de radiación infrarroja lejana. Cuando se cierra la pantalla, esta radiación está reflejada por las bandas de aluminio. Se puede utilizar durante el día porque tiene bandas plásticas. Si se quiere utilizar durante la noche, es más recomendable una pantalla exclusivamente de aluminio donde la reflección será aun mayor. La pantalla térmica es efectivamente una segunda cubierta: disminuye el número de intercambios de aire y se ahorra energía porque reduce las pérdidas por convección y conducción. Para reducir costos se hizo un ensayo con un plástico nacional de Plastilene que tiene el mismo efecto. Este plástico contiene EVA (Etilvinilo-acetato) y la capacidad de reflejar la radiación infrarroja. Con esta pantalla se han logrado resultados muy similares a los de la pantalla holandesa y su uso sería una solución más económica para conservar el calor durante la noche. Tiene un problema, la condensación de agua. Se puede manejar la HR, con un sistema automatizado: el computador detecta cuándo la HR pasa de los 90% y abre un poco la pantalla para bajarla; asi se evita la condensación. Se pierde calor, pero entra aire frío éste se calienta, y en el proceso absorbe la humedad. 2.13.4 Ventilación Movil Consiste en ubicar unas ventanas “mariposas” en el techo del invernadero. Es un sistema barato apto para la Sabana de Bogotá, que se puede ensayar en zonas pequeñas (ej.: de propagación). Para aprovechar al máximo esta herramienta es necesario automatizarla. Su uso manual es difícil; pues no hay seguridad de que el obrero pueda estar siempre pediente para abrir la ventana a 22 oC, y cerrarla a 18 oC. La computadora lo hace automáticamente (DE VIS, 1996).
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2.13.5 Calefacción Un sistema de calefacción a gas, sirve para calentar el invernadero y evitar cambios bruscos en las temperaturas. Este sistema es adecuado sobre todo en cultivos en agobio ya que la densidad del follaje y la falta de ventilación y calor generan un micro-clima ideal para el desarrollo de hongos (DE VIS, 1996). 2.13.6 Sistema automático de monitoreo y control del clima Este es un sistema que busca automatizar el proceso de control del clima. Consiste en el desarrollo de un software que maneja tanto la toma de datos como el accionamiento de todas las herramientas de control climático. (DE VIS, 1996)
Descripción del sistema Sensores y cable: los sensores convierten un fenómeno físico en una señal eléctrica, la cual puede ser transportada y convertida en una señal digital. Los más comunes son: sensores de temperatura, humedad relativa, radiación solar, radiación PAR, dirección y velocidad del viento, pluviómetro, nivel de CO2. (UBAQUE, 1999) Tarjetas de entrada: son tarjetas de comunicación que traducen la señal eléctrica proveniente de los sensores en una señal digital. La cual reconoce el computador y la almacena como dato climático. (UBAQUE, 1999) Tarjeta de salida: al contrario de la anterior esta utiliza la señal digital y la convierte en impulso eléctrico específico para cada controlador. (UBAQUE, 1999) Computador: sirve para manipular e interpretar la información, por medio del software, al igual almacena la información. (UBAQUE, 1999) Controladores: son aquellos equipos capaces de obedecer señales del computador e influenciar algunos de los factores del clima: motores de ventanas, sistema de calefacción, humidificadores, pantallas térmicas, etc. (UBAQUE, 1999)
Software: utiliza los datos recopilados, los transforma y los utiliza para tomar decisiones de control basada en una serie de ecuaciones programadas por el usuario. Administra bases de datos históricos para efectos de control y para presentar reportes gráficos y numéricos. (UBAQUE, 1999) Hardware:
• Sensores de temperatura, son sensores tipo RTD (20 – 100 0
C), estos sensores envían la señal a un transmisor remoto (4 – 20 mA) que permiten tener los sensores hasta una distancia de 4 Km sin perder precisión. (UBAQUE, 1999)
• Sensores de radiación PAR, los sensores de radiación
detectan la radiación útil para las plantas (400 – 700 nm). Los sensores son marca Li-Cor. (UBAQUE, 1999)
• Sensores de dirección y velocidad del viento, están instalados
a 8 m de altura y registran permanentemente la velocidad y
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dirección del viento en cuadrantes con relación al norte (0
C) (UBAQUE, 1999)
• Rack 8, sistema de portatarjetas PLEC con capacidad para 8 tarjetas (entrada-salida) (UBAQUE, 1999)
• Tarjetas (adquisición de datos), se reciben las señales de lso
diferentes sensores (análoga) y puede recibir señal de otra tarjeta o computador (serial) (UBAQUE, 1999)
• Fuentes de poder y sistema de protección, los sensores y ventiladores están conectados a una fuente de poder para su funcionamiento. El sistema está protegido por un mecanismo que interrumpe el paso de corriente en caso de que el voltaje no sea estable. (UBAQUE, 1999)
Modelos de control El sistema empleado en los invernaderos del Centro de Investigaciones y Asesorías Agroindustriales (CIAA) contempla dos tipos de modelos: Retroalimentación (feedback) y pronóstico (feed forward). El modelo feedback consiste en tomar la información del sistema mediante un sensor, compara con el estado deseado, tomar una decisión de control basada en la diferencia entre los dos estados, transmitir esta señal al controlador y volver a medir de nuevo la condición del sistema. El modelo feed forward, funciona igual con una adición que es que las mediciones incluyen el exterior y el interior del invernadero mediante sensores. El estado de la medición del exterior determina el tipo de respuesta de los controladores, la cual puede ser diferente para una misma desviación entre la mediación al interior y el valor esperado.
2.14 BIOESTADÍSTICA 2.14.1 Análisis de la varianza Es un procedimiento aritmético que descompone una suma total de cuadrados en componentes asociados con fuentes de variación reconocida. Se ha usado con provecho todos los campos de investigación en los que los datos se miden cuantitativamente. Se puede definir como una técnica mediante la cual la variación total presente en un conjunto de datos se divide en varios componentes, cada una de las cuales tiene asociada una fuente de variación específica, de manera que en el análisis es posible conocer la magnitud de las contribuciones de cada fuente de variación a la variación total, está íntimamente relacionado con el diseño experimental. (STEEL y TORRIE, 1997) 2.14.1.1 El diseño completamente aleatorio
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El diseño completamente aleatorio es útil cuando las unidades experimentales son esencialmente homogéneas, es decir, cuando la variación entre ellas es pequeña y agruparlas en bloques sería poco más que un proceso aleatorio. Este es el caso en muchos tipos de experimentos de laboratorio. (STEEL
y
TORRIE,
1997)
En un diseño completamente aleatorio en el que los datos de muestra son clasificados en función de dos o más variables aleatorias independientes, cada variable posee varias categorías o niveles para su estudio y se hace el mismo número de observaciones para cada una de las combinaciones de niveles, el experimento se llama, Experimento factorial. (MARQUES, 1995) Un experimento factorial permite, en esencia, la separación y la evaluación de los efectos de cada uno de dos (o más) factores que afectan a una sola unidad experimental. Además, esto permite la detección de los efectos de interacción entre dos (o más) factores. La interacción es el fracaso de los niveles de un factor de responder de la misma forma frente a los niveles de otro factor o factores, cuando dos factores interactúan la respuesta a los cambios de un factor está condicionada por el nivel de otro factor. Un factor es una clase de tratamiento, y en experimentos factoriales, todo factor proporciona varios tratamientos. (SCHEFLER, 1981)
Grados de libertad individuales; tratamientos igualmente espaciados Muchos experimentos se planean para determinar la naturaleza de curva o superficie de respuesta donde los niveles de un factor se refieren a cantidades crecientes del factor, cuando se presentan incrementos iguales entre niveles sucesivos de un factor, puede usarse un codificador sencillo para llevar a cabo el análisis con menor esfuerzo. Además se han desarrollado métodos simples para tratar la regresión polinomial y la homogeneidad de los componentes de la regresión, todo esto se refiere al uso de polinomios ortogonales o coeficientes para comparaciones ortogonales en regresión. Los polinomios ortogonales son ecuaciones tales que cada uno está asociado con una potencia de la variable independiente, por ejemplo X, X2 o X3. Como las comparaciones individuales son ortogonales, la suma de sus sumas de cuadrados es igual a la suma de cuadrados del factor correspondiente. Si solamente el efecto lineal es significante, se concluye que el aumento en la respuesta entre niveles sucesivos del factor es constante dentro de la variación aleatoria del orden del error experimental. La respuesta puede ser positiva o negativa, según aumente o disminuya con los incrementos adicionales del factor. Un efecto cuadrático significante indica que una parábola se ajusta mejor a los datos, esto es, que explica significativamente más variación entre medias de tratamientos que una recta; es decir, el aumento o disminución por cada incremento adicional no es constante sino que varía progresivamente.
CAPITULO 3
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 LUGAR DE REALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN El presente trabajo se desarrolló en el Laboratorio de Sanidad Vegetal propiedad de la Empresa AMERICAFLOR LTDA y en el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional de Colombia en Santafé de Bogotá.
3.2 MATERIALES El material vegetal utilizado eran foliolos de rosa variedad Charlotte proveniente de “Flores LAS PALMAS”, encontrándose en condiciones de invernadero en el laboratorio de sanidad vegetal de Cajicá.
__________________________________________________________________________
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Tabla 1. LISTA DE MATERIALES, EQUIPOS Y HERRAMIENTAS CATEGORÍA Materiales
•
• • • • • •
Equipos
Herramientas
• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • •
DESCRIPCIÓN Foliolos de plantas de rosa var. Charlotte que estén esporuladas, esporangios con edad de 7 días. Foliolos de rosa sanos var. Charlotte Agua destilada desionizada estéril para el inóculo Agar-agua Papel aluminio Cinta de enmascarar Discos de papel toalla dobles, estériles, de 8.5 cm de diámetro Alcohol industrial Tween 80 Cámara de conteo de Neubauer Cámara de crecimiento Micropipeta: 10-100 µL Microscopio Estereoscopio Vortex Tijeras Cajas de petri plásticas Frascos de 100 ml Frascos de 250 ml con tapa Pinzas Probeta de 100 ml Portaobjetos Espátula Mechero Pipeta de 25 ml Frascos de 35 ml Tubos de ensayo Marcador Puntas para micropipeta
CANTIDAD Según se requiera 500 unidades 700 ml 44 g Según se requiera 1 rollo Según se requiera Según se requiera Según se requiera
1 unidad 2 unidades 1 unidad 1 unidad 1 unidad 1 unidad 1 unidad 150 unidades 2 unidad 5 unidades 1 unidad 1 unidad 1 unidad 1 unidad 1 unidad 1 unidad 1 unidad 40 unidades 40 unidades 1 unidad 50 unidades
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
3.3 MÉTODOS 3.3.1 Etapa de Germinación Breese, Shatock, Williamson y Hackett en 1994 determinaron las principales temperaturas para germinación in vitro de esporangios de aislamientos de mildeo velloso en hospedantes del género Rubus y Rosa. Por lo tanto, se retomó esta metodología para evaluar la interacción entre la luz y la temperatura y su efecto en la germinación de esporangios de mildeo velloso en rosa. 3.3.1.1 Identificación del patógeno • • • •
Se tomó un foliolo esporulado al azar. Se realizó un montaje tomando el inóculo esporulado directamente del foliolo con cinta adhesiva transparente. Se llevó a una lámina portaobjetos a la cual se le había agregado una gota de azul de lactofenol. Se llevó al microscopio y se hizo un reconocimiento morfológico del hongo.
Figura 14. Esporangioforo de Peronospora sparsa Fuente: Agrios, 1996
Figura 15. Esporangio de Peronospora sparsa Fuente: Agrios, 1996
3.3.1.2 Después de corroborar la presencia del patógeno se preparó la solución de inóculo • • •
Se tomó un frasco de vidrio (250 ml). Se adicionó agua destilada estéril. Se seleccionaron foliolos esporulados, los cuales previamente habían sido incubados por 7 días.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 16. Esporulación de Peronospora sparsa en foliolos de rosa variedad Charlotte
•
Se adicionaron los foliolos previamente seleccionados al frasco.
Figura 17. Foliolos esporulados
• • • •
Se agregó el agua. Se adicionó TWEEN 80 al 0.1%. Se agitó fuertemente. Se llevó la mezcla a Vortex por 15 segundos.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 18. Agitación en Vortex
• • •
Se filtró la solución a través de una doble capa de muselina, para retirar impurezas y facilitar la lectura. Se agregó el inóculo en la cámara de conteo de Neubauer y se hizo recuento en los cuadrantes para glóbulos blancos Se ajustó la solución a una concentración de 103 esporas/ml con agua destilada y/o más esporas.
Figura 19. Cámara de conteo de Neubauer
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
3.3.1.3 Montaje en la cámara de crecimiento para determinación de las condiciones de luz óptimas para la germinación • • • • • •
Luego de preparar la solución de inóculo, se tomó una alícuota (300 µL) de la solución de esporas. Se agregó en el medio agar-agua al 1.2 % para la luz constante. Aquellas cajas que se debían colocar en oscuridad se envolvieron en papel aluminio, se dejaron encendidas las 4 lámparas internas de la cámara. Las cajas de petri se llevaron a la cámara de crecimiento la cual se había ajustado a condición de temperatura requerida 05, 10, 15 o 20 °C Se realizaron las observaciones a las 2, 4, 6, 8, 12 y 24 horas después de la incubación. Las lecturas se realizaron en el microscopio bajo un aumento de 20-40x. El porcentaje de germinación de 100 esporas se registró por el conteo que se realiza a una pieza de agar de 2 cm x 2 cm tomado del centro de la caja de petri.
3.3.2 Etapa de latencia El mildeo velloso en rosa, Peronospora sparsa, es un organismo que se caracteriza por ser un parásito obligado altamente especializado en las plantas que ataca, por la tanto, determinar el procedimiento para su evaluación a nivel de laboratorio había sido difícil. Sin embargo las investigaciones en la Empresa AMERICAFLOR LTDA permitieron encontrar el procedimiento adecuado para su esporulación en cajas de petri; este procedimiento es el que se realizó para determinar el efecto de las condiciones de luz y temperatura en el desarrollo de la etapa de latencia del hongo. 3.3.2.1 Identificación del patógeno • • • •
Se tomó un foliolo esporulado al azar. Se realizó un montaje tomando el inóculo esporulado directamente del foliolo con cinta adhesiva transparente. Se llevó a una lámina portaobjetos a la cual se le había agregado una gota de azul de lactofenol. Se llevó al microscopio y se hizo un reconocimiento morfológico del hongo.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 20. Esporangioforo de Peronospora sparsa Fuente: Agrios, 1996
Figura 21. Esporangio de Peronospora sparsa Fuente: Agrios, 1996
3.3.2.2 Después de corroborar la presencia del patógeno se preparó la solución de inóculo • • •
Se tomó un frasco de vidrio (250 ml). Se adicionó agua destilada estéril. Se seleccionaron foliolos esporulados, los cuales previamente habían sido incubados por 7 días.
Figura 22. Esporulación de Peronospora sparsa en plantas de rosa variedad Charlotte
• • • •
Se adicionaron los foliolos previamente seleccionados al frasco. Se agregó el agua. Se adicionó TWEEN 80 al 0.1%. Se agitó fuertemente.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 23. Foliolos esporulados
•
Se llevó la mezcla a Vortex por 15 segundos.
Figura 24. Agitación en Vortex
• •
Se agregó el inóculo en la cámara de Neubauer y se hizo recuento en los cuadrantes para glóbulos blancos. Se ajustó la solución a una concentración de 20 – 25 x 103 esporas/ml con agua destilada y/o más esporas.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Figura 25. Cámara de conteo de Neubauer
3.3.2.3 Montaje e inoculación •
Se separó manualmente de las hojas cada uno de los foliolos sanos, los cuales estaban en estado juvenil (coloración rojiza o amarillo verdoso, con nervaduras rojizas).
Figura 26. Foliolos de rosa sanos
• •
Los foliolos sanos se colocaron en un frasco de boca ancha A este frasco se le colocó una malla.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
•
Se llevó a un chorro de agua potable continuo durante 1 hora, con el fin de hacer un lavado de los foliolos y retirar impurezas.
Figura 27. Lavado de foliolos
• •
Transcurrida la hora se dejó escurrir el agua. Los foliolos escurridos se extendieron sobre un papel toalla, con el fin de secarlos
Figura 28. Secado de los foliolos
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
• • • •
Se marcó cada caja con: tratamiento y fecha Se colocó en la base de cada caja un disco doble de papel toalla estéril, de 10 cm de diámetro. Se agregaron 2 ml de agua estéril a cada caja Los foliolos previamente secos se tomaron con pinza estéril y se sumergieron dentro del inóculo durante 3 segundos
Figura 29. Inoculación de los foliolos
• •
Los foliolos se colocaron sobre la haz. El muestreo para las lecturas era de carácter destructivo, es decir, cada día de lectura poseía su correspondiente unidad experimental con sus repeticiones.
3.3.2.4 Lecturas • •
El día correspondiente a la lectura se medía la longitud y ancho del cada foliolo. Se tomaban los 3 foliolos de cada caja y se colocaban en un frasco pequeño de 35 ml.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
• • •
Se agregaba 3 ml de agua y aproximadamente 3 µL de Tween 80 Se agitaba en el vortex durante 1 minuto Se pasaba la solución de inóculo a tubos de ensayo
Figura 30. Solución de inóculo en tubos de ensayo
• •
Se contaba en la cámara de conteo de Neubauer la concentración de esporangios por mililitro de cada tubo de ensayo. Con la medición del largo y ancho del foliolo se calculaba su área foliar suponiendo que se asemejaba a una elipse: A = π*a*b Donde,
•
Se determinaba la concentración por unidad de área (Esporangios/cm²/ml).
3.3.3 • •
a: ½ de la longitud del foliolo b: ½ del ancho del foliolo
Establecimiento del control en campo
Se escogen 3 bloques con diferente porcentaje de ventilación (1B, 5B, 27), que tenían una variedad de rosa susceptible al Mildeo velloso, Charlotte. Se realiza el seguimiento a 20 camas ubicadas internamente dentro del bloque.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
• •
Se determina el manejo cultural, físico y químico que se realiza a estas camas para controlar el mildeo velloso. Se mide el porcentaje de área de ventilación en cada bloque (Las medidas se realizan únicamente en las áreas abiertas o con zaram) % Área Ventilación = Area ventilada x 100 Area cubierta b
a C
F Figura 31. Vista aérea de la cubierta de un invernadero
e
d
b Figura 32. Vista del frente de una nave
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
Área ventilada = n [2 * (d * b)+ 2 * (b * e/2)+ (c * a)] + n * (ab * F) + 2 * (a * d) + 2 * (a * e/2) Área cubierta = (b * a) * n n: Número de naves c: Apertura cenital • • • •
F: ventilación central e : Altura triángulo culata superior.
Los higrotermógrafos se colocaron dentro de una caseta climatológica, dentro del invernadero a una altura de 1.90 mts. Las lecturas de los higrotermógrafos y Data Loggers se realizaron semanalmente y los resultados son el acumulado de la semana. La incidencia y severidad del mildeo velloso se midió de acuerdo al monitoreo definido por el MIPE (No. de camas positivas / total camas). De acuerdo a los resultados del ciclo de vida y los datos reportados en la finca se establecen estrategias para el manejo del clima bajo el invernadero y controlar el Mildeo velloso.
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL 3.4.1 Etapa de germinación 3.4.1.1 Modelo Completamente al azar con arreglo factorial 2 x 4 con 3 réplicas. 3.4.1.2 Unidad experimental En un medio de agar-agua se agrega 300 µL de solución de inóculo. 3.4.1.3 Número de réplicas Cada lectura se realiza a las 2, 4, 6, 8, 12 y 24 horas, cada lectura posee 3 réplicas.
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
3.4.1.4 Variables a evaluar 3.4.1.4.1 Nombres y forma de medición Porcentaje de germinación (% Germinación). Se toma una alícuota (300 µL) de la solución de esporas y se agrega en el medio agar-agua (1.2 %). Luego se coloca en el microscopio bajo un objetivo de 20-40x. El porcentaje de germinación de 100 esporas se registra por el conteo que se realiza a una pieza de agar de 2 cm x 2 cm tomado del centro de la caja de petri. La germinación está definida, como un esporangio que posee un tubo germinal igual en longitud a la mitad del ancho del esporangio. 3.4.1.4.2 Variables de control Intensidad lumínica (18 – 26 W/m2 ) de la cámara de crecimiento 3.4.2 Etapa de latencia 3.4.2.1 Modelo Completamente al azar con arreglo factorial de 2 x 3 con 10 réplicas 3.4.2.2 Unidad experimental 3 foliolos de plantas de rosa var. Charlotte, los cuales tendrán el siguiente criterio de selección: Se tomarán hojas sanas completas en estado juvenil (con coloración rojiza o amarillo verdoso, con nervaduras rojizas), de esta hoja se tomarán los foliolos sanos, los cuales serán el material a evaluar. 3.4.2.3 Número de réplicas Cada tratamiento se repite 10 veces, realizando las observaciones los días 6 y 7, luego de la inoculación. 3.4.2.4 Variables a evaluar 3.4.2.4.1 Nombres y forma de medición Concentración de la esporulación. En cada caja de petri se tienen 3 foliolos, a cada uno se le mide el área foliar y se determina la concentración de esporangios que poseen, expresado como
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Materiales y Métodos________________________________________________________________
esporangios/ml. Finalmente se calcula la concentración de esporangios por unidad de área (Esporangios/cm²/ml)
3.4.2.4.2 Variable de control Intensidad lumínica (18-26 W/m2) 3.4.3 Establecimiento del control en campo 3.4.3.1 Modelo Completamente al azar 3.4.3.2 Unidad Experimental Una cama 3.4.3.3 Número de replicaciones 20 replicaciones 3.4.3.4 Variables a evaluar 3.4.3.4.1 Nombres y forma de medición • Temperatura y humedad relativa Se registra con higrotermógrafos o data loggers ubicados en casetas climatológicas dentro de cada bloque y una ubicada en la estación meteorológica de la finca. Las lecturas se realizan semanalmente y los resultados son el acumulado de la semana. • Área de ventilación Se calcula tomando las medidas en cada uno de los invernaderos de aquellos espacios por donde había entrada de viento. La fórmula empleada se presenta en el numeral 4.3.3. • La incidencia y severidad del Mildeo velloso De acuerdo al monitoreo MIPE. • Manejo físico, químico y cultural del mildeo velloso De acuerdo a la asesoría del jefe de área.
CAPITULO 4
PRESENTACIÓN DE RESULTADOS
4.1 ETAPA DE GERMINACIÓN 4.1.1 Tiempo de incubación: 2 horas
Figura 33. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 2 horas de incubación
Figura 34. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 2 horas de incubación
Tabla 2. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación. TIEMPO DE INCUBACION (Horas) 2
ILUMINACION
Luz Oscuridad PROMEDIO
5 1.00 0.67 0.84
TEMPERATURA ( C) 10 15 1.00 0.33 0.67
20.00 17.33 18.67
PROMEDIO 20 40.00 55.00 47.50
__________________________________________________________________________
15.50 18.33
60
61
Presentación de Resultados__________________________________________________________
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 1)1, indicó que se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos de iluminación y temperatura, es decir, estos factores no actúan en forma independiente. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue 27.8%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo tiene poca diferencia con el teóricamente aceptado.
PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO (%)
Grafica 1. PORCENTAJES DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE LA TEMPERATURA DURANTE 2 HORAS DE INCUBACION 70.00 55.00 40.90 40.00
55.00 40.00 25.00 10.00 -5.00
Luz evaluado Luz calculado Oscuridad evaluado Oscuridad calculado
20.00 1.00 0
5
17.33 17.30
3.70 10
15
20
25
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
El análisis de varianza, la gráfica 1 y la tabla 1 permiten observar que bajo condiciones de luz y oscuridad el porcentaje de germinación de esporangios después de dos horas de incubación se incrementa a temperaturas más altas sin presentar porcentajes superiores a 55%, observándose un incremento acelerado después de 10 grados centígrados. Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la temperatura bajo un periodo de incubación de 2 horas, se obtuvieron las siguientes ecuaciones: Luz
Y = 6.50 – 2.28x + 0.20x2
Oscuridad
Y = 20.83 – 5.90x + 0.38x2
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%) X: Temperatura (oC)
62
Presentación de Resultados__________________________________________________________
La gráfica 1 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de germinación estimados calculados mediante las fórmulas anteriores. Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad corresponden a 0.906 y 0.986, respectivamente, lo que indica que estos modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos. 4.1.2 Tiempo de incubación: 4 horas Tabla 3. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación. TIEMPO DE INCUBACION (Horas) 4
ILUMINACION
TEMPERATURA ( C) 10 15
5 Luz Oscuridad
PROMEDIO
PROMEDIO 20
22.00 0.67
71.00 30.33
63.67 83.33
61.00 69.67
0.84
50.67
73.50
65.34
54.42 46.00
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 2), indicó que se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos de iluminación y temperatura, es decir, estos factores no actúan en forma independiente. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue 14.93%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro del rango teóricamente aceptado.
PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO (%)
Grafica 2. PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE LA TEMPERATURA DURANTE 4 HORAS DE INCUBACION 100.00 80.00
71.00 70.37
60.00
83.40 83.33 63.67
69.79 61.00 57.07
61.84
40.00
30.36
20.00
21.90
Luz evaluado Luz calculado Oscuridad evaluado Oscuridad calculado
30.33
22.00
0.67
0.00 0
5
10
15
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
20
25
63
Presentación de Resultados__________________________________________________________
El análisis de varianza, la gráfica 2 y la tabla 3 permiten observar que bajo condiciones de luz y oscuridad el porcentaje de germinación de esporangios después de cuatro horas de incubación se incrementa a temperaturas mayores Bajo condición de luz se presentó reducción de germinación para temperatura superior a 15 grados centígrados, en tanto que bajo condición de oscuridad esta se reduce a partir de 20 grados centígrados. Los porcentajes de germinación de esporangios después de 4 horas alcanzaron un máximo nivel de 71% bajo condición de luz a 10 grados centígrados y de 83% bajo condición de oscuridad a 15 grados centígrados. Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la temperatura bajo un periodo de incubación de 4 horas, se obtuvieron las siguientes ecuaciones: Luz
Y = -144.33 + 49.07x – 3.57x2 + 0.081x3
Oscuridad
Y = 84.33 – 34.067x + 4.067x2 – 0.12x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%) X: Temperatura (oC)
La gráfica 2 presenta los datos correspondientes a los porcentajes de germinación estimados mediante las formulas anteriores. Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad corresponden a 0.903 y 0.968, respectivamente, lo que indica que estos modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos. 4.1.3 Tiempo de incubación: 6 horas
Figura 35. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 6 horas de incubación
64
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 4. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 6 horas de incubación. TIEMPO DE INCUBACION (Horas) 6
ILUMINACIÓN
TEMPERATURA ( C) 10 15
5
Luz Oscuridad PROMEDIO
51.00 0.33 25.67
79.00 55.33 67.17
80.33 87.00 83.67
PROMEDIO 20 53.00 68.33 60.67
65.83 52.75
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 3), indicó que se presentaron diferencias significativas entre las interacciones de iluminación y temperatura, es decir, los cambios de un factor están condicionados por los niveles del otro factor. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue 16.26%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro de los rangos teóricamente aceptados.
PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO (%)
Grafica 3. PORCENTAJE DE GERMINACIÓN PROMEDIO EN FUNCION DE LA TEMPERATURA DURANTE 6 HORAS DE INCUBACIÓN
100.00
87.00 79.00
80.00
80.33
68.33
68.89
60.00 51.00
59.49
55.33
53.00
40.00
Luz evaluado Oscuridad evaluado
24.84 20.00
Luz y Oscuridad calculado
0.33 0.00 0
5
10
15
20
25
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
El análisis de varianza, la gráfica 3 y la tabla 4 permiten observar que bajo condiciones de luz y oscuridad el porcentaje de germinación de esporangios después de seis horas de incubación se incrementa a mayores temperaturas. Bajo condición de luz se presentó la mayor germinación entre 10 y 15 grados centígrados presentando reducción en esta en los 20 grados centígrados, en tanto que bajo condición de oscuridad el mayor porcentaje se registró con 15 grados centígrados y la reducción de la germinación en los 20 grados centígrados. Lo anterior indica que bajo condición de luz la germinación de esporangios es más rápida a temperaturas más bajas respecto a la condición de oscuridad. En esta última condición la germinación de esporangios a 5
65
Presentación de Resultados__________________________________________________________
grados centígrados es prácticamente nula.
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la temperatura bajo un periodo de incubación de 6 horas, se obtuvo la siguiente ecuación, para ambos niveles de iluminación: Y = -51.71 + 18.56x – 0.65x² Donde
Y: Porcentaje de germinación (%) X: Temperatura (oC)
La gráfica 3 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de germinación estimados mediante las fórmulas anteriores. Los coeficientes de determinación de la ecuación corresponde a 0.616, lo que indica que este modelo de regresión no da un buen ajuste de los datos. 4.1.4 Tiempo de incubación: 8 horas El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 4), indica que se presentaron diferencias significativas entre las interacciones de iluminación y temperatura, es decir, los cambios de un factor están condicionados por los niveles del otro factor.
Figura 36. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 8 horas de incubación
66
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 5. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación. ILUMINACION
TIEMPO DE INCUBACION (Horas) 8
5
Luz Oscuridad PROMEDIO
PROMEDIO
TEMPERATURA ( C) 10 15
73.67 7.00 40.34
73.33 64.67 69.00
84.00 87.00 85.50
20 54.33 71.00 62.67
71.33 57.42
El análisis de varianza, la gráfica 4 y la tabla 5 permiten observar que bajo condiciones de luz después de ocho horas de incubación se presenta los mayores porcentajes de germinación de esporangios entre 5 y 15 grados centígrados, presentando pérdida de nivel de germinación a los 20 grados centígrados, en tanto que bajo condición de oscuridad el mayor porcentaje de germinación se registró con 15 grados centígrados y pérdida de nivel de germinación a los 20 grados centígrados. Lo anterior indica que bajo condición de luz la germinación de esporangios es más rápida a temperaturas más bajas respecto a la condición de oscuridad. En esta última condición la germinación de esporangios a 5 grados centígrados es bastante baja. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue 8.83%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro de los rangos teóricamente aceptados. Grafica 4. PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE LA TEMPERATURA DURANTE 8 HORAS DE INCUBACION 100.00
PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO (%)
87.00
80.00
73.67 73.63
73.43 64.30
60.00
84.00
64.67
71.00 69.60 56.53 54.33
40.00
Luz evaluado Luz calculado Oscuridad evaluado Oscuridad calculado
20.00 7.00
6.90
0.00 0
5
10
15
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
20
25
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Presentación de Resultados__________________________________________________________
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la temperatura bajo un periodo de incubación de 8 horas, se obtuvo la siguiente ecuación, para ambos niveles de iluminación: Luz
Y = 136.33 – 22.19x + 2.27x2 - 0.068x3
Oscuridad
Y = -83.00 + 21.03x – 0.59x2 – 0.004x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%) X: Temperatura (oC)
La gráfica 4 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de germinación estimados mediante las fórmulas anteriores. Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad corresponden a 0.787 y 0.987, respectivamente, lo que indica que estos modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos. 4.1.5 Tiempo de incubación: 12 horas El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 5), indica que se presentaron diferencias significativas entre las interacciones de iluminación y temperatura, es decir, los cambios de un factor están condicionados por los niveles del otro factor.
Figura 37. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 12 horas de incubación
68
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 6. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación. TIEMPO DE INCUBACION (Horas) 12
ILUMINACION
TEMPERATURA ( C) 10 15
5
Luz Oscuridad PROMEDIO
77.33 72.33 74.83
74.00 59.67 66.84
83.67 93.00 88.34
PROMEDIO 20 55.33 69.00 62.17
72.58 73.50
El análisis de varianza, la gráfica 5 y la tabla 6 permiten observar que bajo condiciones de luz u oscuridad después de 12 horas de incubación, los porcentajes de germinación de esporangios entre 5 y 15 grados centígrados son altos y no muy diferentes, presentando pérdida de nivel de germinación a los 20 grados centígrados. Lo anterior indica que después de 12 horas de incubación la germinación de esporangios de Mildeo velloso se da en alto nivel, independientemente de las condiciones de luz y de temperaturas entre 5 y 15 grados centígrados. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue 6.04%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro del rango teóricamente aceptado. G ra fic a 5 . PO R C E N T AJE D E G E R M IN AC IO N PR O M E D IO EN F U N C IO N D E L A T EM P E R AT U R A D U R AN T E 1 2 H O R AS D E IN C U B AC IO N
9 3.0 0
PROMEDIO (%)
PORCENTAJE DE GERMINACION
1 10 .00
9 0.0 0
8 4.7 8
Lu z eva lua do Lu z ca lcu lad o
8 3.6 2
77.33
O scu rid ad evalua do
74.00
O scu rid ad ca lcu lad o
7 2.3 3
7 0.0 0
6 9.0 0 5 9.6 7 55.33
5 7.1 3
4 9.9 3
5 0.0 0 0
5
10
15
T E M P E R AT U R A D E IN C U B AC IO N ( C )
20
25
69
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la temperatura bajo un periodo de incubación de 12 horas, se obtuvo la siguiente ecuación, para ambos niveles de iluminación: Luz
Y = 144.67 – 23.27x + 2.30x2 - 0.068x3
Oscuridad
Y = 234.33 – 54.22x + 5.05x2 – 0.14x3
Donde
Y: Porcentaje de germinación (%) X: Temperatura (oC)
La gráfica 4 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de germinación estimados mediante las formulas anteriores y los observados en la evaluación. Los coeficientes de determinación de las ecuaciones para luz y oscuridad corresponden a 0.898 y 0.918, respectivamente, lo que indica que estos modelos de regresión dan un buen ajuste de los datos. 4.1.6 Tiempo de incubación: 24 horas
Figura 38. Germinación de esporas de Mildeo velloso durante 24 horas de incubación
70
Presentación de Resultados__________________________________________________________
El análisis de varianza realizado a los porcentajes de germinación (Anexo 6), indicó que no se presentaron diferencias significativas de respuesta de germinación de esporangios en condiciones de luz u oscuridad bajo diferentes condiciones de temperatura y solo se observa significativo el efecto cúbico de la temperatura. El coeficiente de variación presentado en éste análisis fue 7.44%, los coeficientes de variación que se aceptan en trabajos biológicos no deben sobrepasar el 25%, el coeficiente de variación del trabajo está dentro de los rangos teóricamente aceptados. Tabla 7. Porcentajes de germinación promedio con diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación. TIEMPO DE INCUBACION (Horas) 24
ILUMINACION 5
Luz Oscuridad PROMEDIO
83.00 80.00 81.50
TEMPERATURA ( C) 10 15 79.67 82.00 80.84
83.00 84.00 83.50
PROMEDIO 20 57.00 67.33 62.17
75.67 78.33
El análisis de varianza, la gráfica 6 y la tabla 6 permiten observar que bajo condiciones de luz u oscuridad después de 24 horas de incubación, los porcentajes de germinación de esporangios entre 5 y 15 grados centígrados son altos y no difieren significativamente, presentando pérdida de nivel de germinación a los 20 grados centígrados lo que explica el efecto cúbico de la temperatura. Lo anterior indica que después de 24 horas de incubación la germinación de esporangios de mildeo velloso se da en alto nivel, independientemente de las condiciones de luz y de temperaturas entre 5 y 15 grados centígrados. Para examinar la tendencia del porcentaje de germinación en función de la temperatura bajo un periodo de incubación de 24 horas, se obtuvo la siguiente ecuación, para ambos niveles de iluminación: Y = 112.83 –11.15 x + 1.16 x² - 0.036 x3 Donde
Y: Porcentaje de germinación (%) X: Temperatura (oC)
La gráfica 6 también muestra los datos correspondientes a los porcentajes de germinación estimados mediante las fórmulas anteriores.
71
Presentación de Resultados__________________________________________________________
PORCENTAJE DE GERMINACION (%)
Grafica 6. PORCENTAJE DE GERMINACION PROMEDIO EN FUNCION DE LA TEMPERATURA DURANTE 24 HORAS DE INCUBACION 100.00 Luz evaluado
90.00 82.00
83.00
80.00
80.00
Oscuridad evaluado
85.08
Luz y Oscuridad calculado
84.00
79.67
70.00
67.33 65.83
60.00 57.00
50.00 0
5
10
15
20
25
TEMPERATURA DE INCUBACION ( C)
4.2 Etapa de Latencia El análisis de varianza de las concentraciones de esporangios por mililitro por centímetro cuadrado, indicó que se presentaron diferencias significativas de respuesta de la luz en las diferentes temperaturas y días de lectura de inoculación. La siguiente tabla presenta las concentraciones promedio de esporangios por mililitro por centímetro cuadrado, para cada uno de las condiciones evaluadas.
72
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 8. Concentraciones promedio de esporangios de mildeo velloso por mililitro por centímetro cuadrado bajo diferentes condiciones de temperatura e iluminación a diferentes días de inoculación. Día Lectura
Temperatura °C
Iluminación
Promedio de Esporangios
6 6 6
20 20 20
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
3256.02 1564.96 6072.87
6 6 6
15 15 15
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
223.31 c 1621.73 bc 134.78 c
7 7 7
20 20 20
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
4675.31 bc 599.90 c 16710.03 a L
7 7 7
15 15 15
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
2365.71 bc 2631.40 bc 835.42 c
bc bc bc
Promedio para dos factores 6 6 7 7
20 15 20 15
6 6 6
-
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
1739.67 abc 1593.34 bc 3103.83 bc
7 7 7
-
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
3520.51 bc 1615.65 bc 8772.73 abc
-
20 20 20
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
3965.66 abc 1082.43 bc 11391.45 abc
-
15 15 15
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
1294.47 abc 2126.56 abc 485.10 abc
-
3631.28 abc 659.91 c 7328.41 abc 1944.18 abc
73
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Tabla 8. Continuación Día Lectura Promedios para un factor 6 7 -
Temperatura °C
Iluminación
-
-
2145.60 4636.30
bc abc
20 15
-
5479.85 1302.05
a c bc
-
Luz Continua Oscuridad Continua Fotoperiodo
Promedio de Esporangios
2630.07 bc 1604.50 bc 6938.28 a L
Dos tratamientos con una letra en común (para la comparación) no difieren significativamente al 5%
La comparación de los promedios mediante la prueba de comparación múltiple al 5%, indicó que la mayor concentración de esporangios se registró al séptimo día de inoculación a una temperatura de 20 grados centígrados y con iluminación en fotoperiodo superando las restantes condiciones evaluadas. Al sexto día de inoculación no se detectaron diferencias de concentración de esporangios entre los tratamientos de iluminación a una temperatura de 20 grados centígrados, al igual que a 15 grados centígrados. Pero al séptimo día de inoculación a una temperatura de 20 grados centígrados, para la iluminación en fotoperiodo se detectó mayor nivel de concentración de esporangios que con luz y oscuridad continua, entre las cuales no se detectaron diferencias significativas; pero a los 15 grados centígrados no se detectaron diferencias significativas entre los tratamientos de iluminación. Por lo anterior y de acuerdo a la gráfica siguiente, a nivel promedio sobre los días de inoculación, se detectó mayor concentración de esporangios con temperatura de 20 grados centígrados e iluminación en fotoperiodo respecto a las otras combinaciones de estos dos factores. En promedio sobre temperatura, mayor concentración de esporangios al séptimo día con iluminación en fotoperiodo respecto a las otras combinaciones de estos dos factores. En promedio sobre iluminación, mayor concentración de esporangios al séptimo día de inoculación y temperatura 20 grados centígrados.
74
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Gráfica 7. CONCENTRACION DE ESPORANGIOS EN FUNCION DEL TIEMPO BAJO DIFERENTES CONDICIONES DE LUZ Y TEMPERATURA
CONCENTRACION DE ESPORANGIOS (Esporangios/cm¨2*ml)
18,000.00 16,710.03
16,000.00 14,000.00
Luz 15
12,000.00
Oscuridad 15 Fotoperiodo 15
10,000.00
Luz 20 Oscuridad 20
8,000.00
Fotoperiodo 20
6,000.00
6,072.87
4,000.00
4,675.31
3,256.02
2,000.00
2,631.40 2,365.71 835.42 599.90
1,621.73 1,564.96 223.24
0.00 5.5
134.78
6
6.5
7
TIEMPO DE INCUBACION (Dias)
4.3 Establecimiento del control en campo 4.3.1 Dimensión del invernadero Bloque 1B: 4651 m2 Bloque 5B: 7996 m2 Bloque 27: 3510 m2 4.3.2 Manejo de cortinas en cada bloque Bloque 1B: De noche las cortinas son cerradas a 60 cm. En el día el frontal 1 permanece abierto a 1.20 y el frontal 2 a 1.20 por la tabla A y a 1.60 cm por la Tabla B. Los laterales son totalmente abiertos y sus culatas estan alternadas entre zaram y plástico. Los ductos se encienden durante la noche. No hay ventilación central.
7.5
75
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 39.
Bloque 1B. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 mts en el día
Figura 40. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.60 mts por la tabla B
76
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 41. Bloque 1B. Frontal 2: Apertura a 1.20 mts por la tabla A
Figura 42.
Bloque. 1B. Laterales: Culatas Laterales alternas Zaram – Plástico (Tabla B)
77
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 43. Bloque 1B. Laterales: Culatas laterales. Nave 1-7 con Zaram Nave 8,9 con Plástico. (Tabla A)
Bloque 5B: De noche las cortinas son cerradas a 60 cm. En el día el frontal 1 se abre a 1.20 y el frontal 2 a 1 mt por las dos tablas. Los laterales son totalmente abiertos. Los ductos y la ventilación central se encienden durante la noche.
Figura 44. Bloque 5B. Frontal 1: Apertura de cortinas A 1.20 mts. en el día
78
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 45. Bloque 5B. Ventilación Central
Figura 46. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura a 1 mt y cierre total de cortinas en el día (Tabla A)
79
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 47. Bloque 5B: Frontal 2. Apertura de cortinas a 1 mt en el día (Tabla B)
Bloque 27: De noche, por el frontal 1 las cortinas son cerradas a 60cm y permanecían con el zaram totalmente cerrado; en el frontal 2 las cortinas se cierran a 60cm y el zaram permanece arriba. Este manejo se mantiene igual de noche para los laterales. En el día el frontal 1 se abre totalmente y el frontal 2 es abierto sin zaram. Los laterales son abiertos pero hacia el lado de los cultivos de Charlotte no hay zaram. Los ductos se encienden en la noche. No hay ventilación central.
Figura 48. Bloque. 27. Frontal 1: Apertura de cortinas a 1.20 mts en el día.
80
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Figura 49. Boque. 27. Frontal 2: Apertura total de cortinas y Zaram en el día día. En la noche se bajan sólo cortinas.
4.3.3 Porcentaje de ventilación Bloque 1B: 8.40% en la noche y 10.10% en el día según el manejo normal de cortinas Bloque 5B: 9.50% en la noche y 13.50% en el día según el manejo normal de cortinas Bloque 27: 17.30% en la noche y 18.40% en el día según el manejo normal de cortinas 4.3.4 Porcentaje de ventilación zaram Bloque 1B: 3.62% Bloque 5B: 6.73% Bloque 27: 9.69% 4.3.5 Porcentaje de ventilación cortina Bloque 1B: 10.01% Bloque 5B: 13.04% Bloque 27: 13.90% 4.3.6 Tipo de invernadero Bloque 1B: Flexon Bloque 5B: Flexon Bloque 27: Zercha (Metal madera)
81
Presentación de Resultados__________________________________________________________
4.3.7 Tipo de zaram Los tres bloques evaluados poseen un zaram de 75% de sombrío 4.3.8 Area de la cama Bloque 1B: 36 m x 0.75 m = 22.50 m2 Bloque 5B: 40 m x 0.75 m = 30 m2 Bloque 27: 37.5 m x 0.80 m = 30 m2 4.3.9 Densidad de siembra Bloque 1B: 5 plantas / m2 = 112.5 plantas Bloque 5B: 5.55 plantas / m2 = 166.5 plantas Bloque 27: 7.5 plantas / m2 = 225 plantas 4.3.10 Patrones de siembra Bloque 1B: Natal Brier y Canina Bloque 5B: Natal Brier Bloque 27: Natal Brier y Manetty 4.3.11 Labores de poda y erradicación En estas labores que ayudan en el manejo de focos, se fumiga antes y después si amerita el caso. 4.3.12 Manejo de desechos El deshecho producido después del desbotone, corte, guiada, peinada, encajonada, deshierve, poda y erradicación es recogido y es tratado con cal luego llevado al área de compostaje 4.3.13 Ubicación espacial de los bloques en la finca A continuación se presentan los límites espaciales de los bloques a evaluados y la distancia entre estos límites Bloque 1B: Distancia Blq 1B - Blq 1 A: 5.65 mts Distancia Blq 1B - Blq 2: 2.7 mts Distancia Blq 1B - Lindero Lateral (Carretera): 4.20 mts Distancia Blq 1B - Lindero trasero (Finca): 6.55 mts
82
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Bloque 5B: Distancia Blq 5B – Blq 5 A: 5.10 mts Distancia Blq 5B – Blq 6 B: 3.84 mts Distancia Blq 5B – Blq 4 B: 2.65 mts Distancia Blq 5B - Lindero trasero(Finca) : 6.48 mts Bloque 27: Distancia Blq 27 – Blq 26: 2.78 mts Distancia Blq 27 – Post Cosecha: 3.63 mts Distancia Blq 27 – Campo Abierto: 5.36 mts Distancia Blq 27 - Lindero ( Finca): 6.32 mts Estos límites muestran que la ubicación no esta cerca de vallados o reservorios que le aporten humedad relativa, ni en zonas con niveles freáticos altos. 4.3.14 Aplicación de cal Se realiza una aplicación de cal al piso cada semana (300 g/cama), ayuda a absorber humedad y altera el pH. En general la alcalinidad no favorece los hongos, muchos hongos crecen en un intervalo de pH de 4.5 a 8.0, y muestran un amplio intervalo de pH óptimo de 5.5 a 7.5. 4.3.15 Manejo del riego El riego se realiza en las noches, para evitar que en el día aumente la humedad relativa, el sistema utilizado es por goteo. 4.3.16 Registro de humedad relativa y temperatura en los bloques de evaluación Se presentan los datos de humedad relativa y temperatura como el promedio de máximas y mínimas durante 21 semanas de evaluación. Igualmente se presenta el patrón de comportamiento de estas dos variables durante 24 horas en cada uno de los bloques y externamente.
83
Presentación de Resultados__________________________________________________________
% HUMEDAD RELATIVA MAXIMA
% HUMEDAD RELATIVA MAXIMA PROMEDIO EN EL PERÍODO DE LA SEMANA 07 A LA 27
100
94.74
94.5
88.22
86.7
80 60 40 20 0 27 SEMANA
Gráfica 8 Promedio de humedad relativa máxima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior.
% HUMEDAD RELATIVA MINIMA
% HUMEDAD RELATIVA MINIMA PROMEDIO EN EL PERÍODO DE LA SEMANA 07-27 100 80 60
53.02
52.07
50.1
55.76
40 20 0 27 SEMANA
Gráfica 9. Promedio de humedad relativa mínima de la semana 07 a la semana 27 En los bloques de evaluación y exteriormente.
84
Presentación de Resultados__________________________________________________________
100 90
95.7
94.3 94.1
88.1 84.9
80
84.7
85.1
97
94.3 91.8
94.9
86.8
88.1 85.2
72.2
70.8
% H.R. Blq. 1B % H.R. Blq. 5B % H.R. Blq. 27
60.6 62.75 59.1
60.2
54.9
50
93.15 88.1 84.9
75.5 72.5
63.9
60
86.2
83.9
78.8 73.8
70
% H.R. EXTERIOR
40 24
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24
HORAS Gráfica 10. Patrón de comportamiento de la humedad relativa durante 24 hrs en los bloques de evaluación y exteriormente (se presenta como el promedio de la semana 14-17 durante las 24 horas)
35
TEMPERATURA MÁXIMA PROMEDIO DURANTE LAS SEMANAS 07 A LA 27 29.49
30 TEMPERATURA (ºC)
% HUMEDAD RELATIVA
PATRON DE COMPORTAMIENTO DE HUMEDAD RELATIVA POR HORAS/BLOQUE
25
24.96
24.39 19.27
20 15 10 5 0 27 SEMANA
Gráfica 11 Promedio de temperatura máxima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exterior.
85
Presentación de Resultados__________________________________________________________
TEMPERATURA MINIMA PROMEDIO DURANTE LAS SEMANAS 07 A LA 27
TEMPERATURA (ºC)
15
9.72
10
9.21
7.83
6.7
5
0 27 SEMANA
Gráfica 12 Promedio de temperatura mínima de la semana 07 a la semana 27 en los bloques de evaluación y exteriormente.
TEMPERATUA (ºC)
PATRON DE COMPORTAMIENTO DE LA TEMPERATURA POR HORAS / BLOQUE 25 23 21 19 17 15 13 11 9 7 5
23.7
23.8
21.3 19.2
15.5
10.8
9.5 9
24
11.3
8.4
2
10.5 9.4
4
18.4
16.6
17.1
18
22.1 18.9
16.4
16.4
12.4
12.1 9.7
11.1
9.7
10.8
11.3 9.8
8.5
6
Tº Blq. 1B
15.3
16
9.5
Tº Blq. 5B Tº Blq. 27
8
10
12
14
16
18
20
22
24
HORAS
Gráfica 13. Patrón de comportamiento de la temperatura durante 24 hrs en los bloques de evaluación y exteriormente ( se presenta como el promedio de la semana 14-17 durante las 24 hrs)
4.3.17 Análisis foliar Se presentan los datos de los análisis foliares realizados a la variedad Charlotte en cada uno de los bloques de ensayo. Se muestran los datos teóricos en los cuales no hay incidencia de mildeo Velloso. Estos análisis fueron realizados por Laboratorios Calderón para la Finca La Herradura.
86
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Niveles de Nitógeno 3.50%
3.66%
N2 Teórico
N2 Blq 1B
4.00%
3.97%
3.96%
N2 Blq 5B
N2 Blq 27
2.00% 0.00%
Gráfdica 14. Niveles foliares de nitrógeno
Niveles de Potasio 4.00%
2.60% 2.21% 1.88%
2.00%
1.93%
0.00%
K Teórico
K Blq 1B
K Blq 5B
K Blq 27
Gráfica 15. Niveles foliares de potasio
Niveles Calcio
2%
2% 1.70% 1.20% 0.85%
0% Ca Teórico
Ca Blq 1B
Ca Blq 5B
Gráfica 16. Niveles foliares de calcio
Ca Blq 27
87
Presentación de Resultados__________________________________________________________
Niveles Manganeso (ppm) 400 300
324 250 192
200
143
100 0 Mn Teórico
Mn Blq 1B
Mn Blq 5B
Mn Blq 27
Gráfica 17. Niveles foliares de manganeso
Niveles Cobre (ppm) 25 20
20
15
19 12
12
Cu Blq 1B
Cu Blq 5B
10 5 0 Cu Teórico
Cu Blq 27
Gráfica 18. Niveles foliares cobre
Niveles Zinc (ppm) 60
56 50 38
40
21
20 0 Zn Teórico
Zn Blq 1B
Zn Blq 5B
Gráfica 19. Niveles foliares zinc
Zn Blq 27
88
Presentación de Resultados__________________________________________________________
4.3.18 Incidencia mildeo velloso en los bloques de evaluación. A continuación se presenta la incidencia del mildeo velloso en los tres bloques de evaluación durante 21 semanas. Esta incidencia se registra en las 20 camas escogidas como unidad de evaluación en cada bloque.
% DE INCIDENCIA DE MILDEO VELLOSO
% INCIDENCIA M.V.
100
100 100
100 95 90
95
90 85
80
85
70
60
% Incidencia Blq 1B
55
50
55
% Incidencia Blq 5B
60
60
% Incidencia Blq 27 40
40 20 5
5
5
10
25
20
20 10
15 5
10 5
10
0 07 08 09 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 SEMANA
Gráfica 20 % Incidencia mildeo velloso de semana 07 a semana 27
CAPÍTULO 5
DISCUSIÓN DE RESULTADOS
5.1 ETAPA DE GERMINACIÓN Los resultados obtenidos en la presente evaluación indican que a las 4, 6 y 8 horas de incubación, bajo condiciones de oscuridad y 15 oC se presentan los mayores porcentaje de germinación (83, 87 y 87% respectivamente). A partir de las 12 horas y 15 oC la tasa germinativa es del 93%, donde la condición de iluminación no afecta dicha tasa. Con respecto a temperaturas entre 5 y 10 grados centígrados, la luz favorece la tasa de germinación durante períodos de 6 a 8 horas de incubación, mientras que a temperaturas de 15 y 20 grados centígrados la oscuridad favorece este proceso, en el mismo tiempo de incubación. En la gráfica 13, el patrón de comportamiento de la temperatura durante 24 horas muestra que durante aproximadamente 12 horas (entre las 8 am y las 8 pm) existe una tendencia a mantener la temperatura entre 10 y 20 oC, las 12 horas siguientes presentan temperaturas inferiores a 10 grados centígrados. Estas son las condiciones determinadas como óptimas para una alta germinación de esporangios de Mildeo velloso, lo cual define a esta enfermedad como crítica y de alto riesgo para los cultivos de rosas, lo que obliga a optimizar las acciones preventivas y de control.
5.2 ETAPA DE LATENCIA Los resultados obtenidos en la presente evaluación indican que las condiciones de fotoperíodo y 20 oC constantes, estimulan la esporulación del hongo. Como se observa en la gráfica 13 en el transcurso de un día, durante aproximadamente 8 horas (10 am a 6 pm) permanecen temperaturas alrededor de los 20 grados centígrados y la gráfica 10 muestra que son aproximadamente 12 horas (8 pm a 8 am) en que la humedad relativa es superior al 85%. Bajo estas condiciones, las fincas productoras de rosas presentan altas probabilidades de ser atacadas por este patógeno, lo que implica que deben tomar medidas de control inmediatas una vez se detecten focos de contaminación. __________________________________________________________________________
89
90
Discusión de Resultados___________________________________________________________
5.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO 5.3.1 Comportamiento de la humedad relativa y temperatura en los bloques de evaluación Dentro del manejo integrado del Mildeo Velloso, el control del clima es de particular importancia, ya que este patógeno depende de las condiciones climáticas específicas para poder cumplir su ciclo. Como se observa en la gráfica 8 y 9, la humedad relativa promedio máxima y mínima del bloque 1B es la mas elevada (94.74 y 53.02%) en comparación con los bloques 5B y 27; sin embargo las diferencias entre estos no es significativa. Al observar detalladamente el patrón de comportamiento de la humedad relativa (gráfica 10) durante 24 horas, en los 3 bloques se observa una tendencia a mantener la humedad relativa por encima del 85% por aproximadamente 10 horas (entre las 8 pm y las 6 a.m), en el transcurso de la mañana con la aparición de tenues rayos de sol se calienta el invernadero y por lo tanto la humedad comienza a bajar. Sin embargo, si se observa la curva del bloque 5B se observa que alcanza una humedad relativa del 97% y luego desciende bruscamente a 59.1% en un lapso aproximado de 4 horas, en los otros bloques se presentan estos cambios pero no en rangos tan amplios. Al observar el comportamiento de la temperatura en las gráficas 11 y 12 se muestra que el bloque 5B presenta las temperaturas promedio máxima y mínima mas elevada (29.49 y 9.72 oC) con respecto a los bloques 1B y 27, sin poseer diferencias muy marcadas entre los bloques. El patrón de comportamiento de la temperatura (gráfica 13) durante 24 horas, la curva correspondiente al bloque 5B muestra cambios bruscos durante el día, donde la temperatura diurna llega hasta 24 oC alrededor de las 12 m y 3 p.m, y la nocturna desciende hasta los 8 y 10.8 oC, entre las 11 p.m y las 6 a.m. Los otros bloques no presentan estos deltas de temperatura tan marcados. La humedad atmosférica y la temperatura desempeñan un papel importante en el proceso de transpiración del agua por las hojas y sobre el potencia hídrico foliar, sobre la regulación de la conductancia estomática y la temperatura de las hojas, y realiza estos procesos mediante funciones primarias de la planta como la fotosíntesis, la absorción y el transporte de agua y elementos minerales. La tasa de cambio de temperaturas y humedad es mas importante que el grado de cambio, los cambios repentinos tienden a ser mas nocivos para las plantas que los cambios lentos de la misma magnitud, aparentemente porque el protoplasma requiere un período determinado para adaptarse a los nuevos niveles de temperatura, además estos gradientes implican aumentar la tasa metabólica de la planta lo que equivale a un mayor consumo de energía y debilitamiento de la misma. Por lo tanto, los cambios bruscos de temperatura y humedad presentes en los invernaderos evaluados generan estrés a las plantas, este factor las hace mas susceptibles al ataque de hongos como el mildeo velloso.
91
Discusión de Resultados___________________________________________________________
5.3.2 Porcentajes de ventilación Con respecto a los porcentajes de ventilación de cada bloque se observa que el bloque 27 presenta el mayor porcentaje de ventilación de día como de noche (17.3 y 18.4%), el bloque con menor porcentaje de ventilación en el día lo presenta el 1B (8.4%) y el bloque 1B presenta el menor porcentaje de ventilación en la noche (9.5%). De acuerdo a los resultados anteriores existe una relación directa entre el porcentaje de ventilación y el clima dentro de los invernaderos, pues el bloque 1B presenta los menores porcentajes de ventilación y los cambios de temperatura y humedad dentro del invernadero son muy marcados. 5.3.3 Manejo de cortinas De acuerdo a la literatura y los resultados obtenidos en las etapas de germinación y latencia del mildeo velloso este hongo se controla en ambientes con humedades relativas por debajo del 85%, temperaturas menores a 15 oC o mayores a 27 0C, mantener humedades relativas por encima del 85% y temperaturas entre 15 y 20 oC por mas de 4 horas favorecen la germinación del hongo. A partir de las 6 a.m aproximadamente se deben abrir paulatinamente las cumbreras, las ventanas y cortinas, de esta manera se evita cambios bruscos en las condiciones, no se genera una diferencia entre la temperatura del aire y la temperatura de los tejidos de la planta y se evita la formación de rocío, además disminuye la humedad relativa y aumenta la temperatura. En la tarde se deben subir poco a poco las cortinas y cerrar las ventanas y cumbreras, para acumular el calor dentro del invernadero, de nuevo tomando en cuenta la humedad. Cerrar el invernadero en la noche puede aumentar la temperatura nocturna por lo menos en 2 oC. Este cambio no va ser importante para el control del mildeo velloso, pero si se puede mantener el invernadero mas caliente en el atardecer por más tiempo, se logra un período mas largo por encima de la temperatura óptima de crecimiento del hongo. Se recomendaría encender los ductos y sistemas de calefacción para evitar bajas fuertes de temperatura, al igual que la humedad relativa se vería afectada. En días oscuros se debe mantener las cortinas cerradas siempre y cuando la humedad no esté por encima del 85%. Una regulación sencilla se puede hacer poniendo en serie un humidistato con un termostato. El humidistato solo deja cerrar el invernadero mediante el termostato cuando la humedad está por encima del umbral de la humedad relativa. Los sistemas automáticos de control de humedad bajan la temperatura de apertura de las ventanas a medida que sube la humedad relativa por encima del umbral.
92
Discusión de Resultados___________________________________________________________
Las pantallas climáticas, al igual que las tubulares pueden aumentar significativamente la temperatura nocturna. Estos reflejan la luz ultravioleta y guardan de esta manera el calor del invernadero. La diferencia en la temperatura mínima puede aumentar en 2 grados en promedio. Esta diferencia aumenta cuando la temperatura exterior es menor. En noches de heladas las diferencias pueden aumentar hasta 6 grados. Las pantallas pueden ayudar a evitar el rocío por la noche que se puede generar en tejidos que pierden su calor por la radiación IR. Como las pantallas reflejan la radiación IR, los tejidos no se enfrían más rápido que el ambiente y se evita la formación de rocío. Las pantallas pueden ser de plástico (polietileno) con EVA (etilvenilacetato), pantallas cocidas que contienen aluminio o pantallas hechas de alcohol polivinílico. La circulación de agua caliente por tubos, también ayuda a controlar el mildeo velloso. Cuando la humedad relativa empieza a aumentar, se circula agua con una temperatura mínima en los tubos. De esta forma se calienta el aire y se disminuye la humedad relativa. Si el ambiente se calienta demasiado se abren las ventanas y se evacúa la humedad en el aire. Cuando se usa calefacción por aire caliente es importante tener un intercambiador aire – aire para evitar que los gases quemados y con ellos una gran cantidad de agua entre en el invernadero. El orden de inversión aproximado para llegar a un invernadero climatizado: • Ante todo, medir, saber que está pasando adentro y afuera del invernadero para luego tomar las decisiones apropiadas. •
Construir invernaderos mas altos, mayores a.4 o 5 m.
•
Cambiar las cubiertas, hacerles mantenimiento, utilizar tipos que tienen una tramitancia mas alta.
•
Ventilación móvil, abrir ventanas cuando calienta y cerrar cuando enfría.
•
Instalar una pantalla térmica.
•
Instalar un sistema de calefacción, como último paso. Esto servirá sobre todo en cultivos en agobio ya que la densidad en el follaje y la falta de ventilación y calor generan un microclima ideal para el mildeo velloso.
Además de disminuír la incidencia de la enfermedad podemos tener los invernaderos con una media de temperatura más alta para que cicle adecuadamente la producción de rosas, mejore la productividad y disminuya el atraso de la cosecha. 5.3.4 Patrones de siembra Los bloques evaluados poseen patrones de siembra altamente susceptibles al mildeo velloso, Natal Brier, Canina y Manetti, lo que incrementa la probabilidad de contaminación de los bloques, se recomienda utilizar patrones como Inermes y Multiflora, estos son menos susceptibles.
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Discusión de Resultados___________________________________________________________
Todos los invernaderos presentan polisombra lateral (zaram) lo que permite una ventilación difusa e impi+de la dispersión de los esporangios del mildeo velloso, favorece el control de la enfermedad. 5.3.5 Densidades de siembra De acuerdo a Giraldo (1999) las variedades altamente susceptibles, se deben manejar con densidades bajas, unas 60 mil plantas por hectárea, los bloques evaluados poseen densidades entre 50 mil a 75 mil plantas por hectárea, es decir mantienen estas densidades bajas. 5.3.6 Labores y manejo de focos En el manejo de focos, la erradicación se considera primordial y el punto mas importante del manejo cultural, es clave en el éxito del manejo del mildeo velloso. El bloque 27 presentaba una mayor incidencia del patógeno, sin embargo la labor de erradicación presentaba sus deficiencias, los tiempos empleados eran menores a los exigidos de acuerdo a la severidad de la enfermedad. En este bloque, en las semanas iniciales del ensayo se dedicaban máximo 3 horas semanales a esta labor cuando la incidencia de la enfermedad era muy elevada, mientras que en el bloque 5B este parámetro se manejaba estrictamente de acuerdo al porcentaje de incidencia, disminuyendo el ataque de la enfermedad, se consiguió un porcentaje de incidencia de cero. Sin embargo en los bloques evaluados, antes y después de cada erradicación y poda se realiza una labor de fumigación, esto es importante para el control de la enfermedad. 5.3.7 Labores de cultivo Todos los desechos producidos en el desbotone, deshierbe, poda, erradicación son tratados con cal y llevados a compostaje, esta labor la realizan diariamente. Estas labores al día corrigen bastante el problema de la condensación de humedad por la superposición de hojas de los tallos de las rosas en una misma cama y la dispersión del hongo. 5.3.8 Distribución espacial de los bloques La ubicación espacial de los bloques evaluados permiten observar su poca cercanía con pozos, reservorios, vallados, etc. que aporten humedad relativa. La distribución de las variedades susceptibles dentro del cultivo y la ubicación del invernadero es importante para evitar crear el clima propicio para el desarrollo del mildeo velloso.
94
Discusión de Resultados___________________________________________________________
5.3.9 Manejo del riego El manejo del riego lo realizan en la noche. No es conveniente realizar el riego en el día, pues se aumenta la humedad relativa a temperaturas altas, favoreciendo el crecimiento del hongo 5.3.10 Aplicación de cal al piso La aplicación de hidróxido de calcio cada semana en los bloques ayuda, pues este absorbe humedad y altera el pH. En general la alcalinidad no favorece los hongos, la mayoría de los hongos crecen en un intervalo de pH de 4.5 a 8.0, y muestran un amplio intervalo de pH óptimo de 5.5 a 7.5. 5.3.11 Análisis foliar El análisis foliar de las plantas de los bloques evaluados muestran muy poca diferencia entre sí. Pero si se observa la diferencia con respecto a los niveles teóricos, en todos los bloque existe un exceso en los niveles de nitrógeno (gráfica 14). De acuerdo a Nieto (1996) esto favorece la resistencia a parásitos facultativos pero no a parásitos obligados; afectan el metabolismo de enzimas relacionadas con la producción de fenol, reduciendo contenidos fenólicos de la planta. Con respecto al potasio (gráfica 15), hay deficiencia de este elemento, favoreciendo el desarrollo de parásitos facultativos y obligados, hace que las plantas tengan menor estabilidad en las paredes celulares adquiriendo menor resistencia. Nieto (1996) establece que el nitrógeno tiene efecto opuesto al del potasio, lo que implica buscar permanentemente balances adecuados de éstos y otros nutrientes en la solución de tolerancia a las enfermedades. Los niveles de calcio y cobre (gráfica 16 y 18) presentados en los análisis foliares de los bloques son menores al dato teórico, según Nieto (1996) el calcio influye en la actividad de las enzimas pectólicas de la lámina media generando resistencia, deficiencias del calcio genera desórdenes fisiológicos incrementando la susceptibilidad a las enfermedades, deficiencias de cobre afectan la acumulación de fenoles.
CAPÍTULO 6
CONCLUSIONES 6.1 ETAPA DE GERMINACIÓN Los resultados obtenidos en la presente evaluación permiten concluir que la luz y la temperatura interactúan e inciden en el nivel de germinación de esporangios de mildeo velloso. Entre 5 y 10 grados centígrados y bajo la condición de luz se presentan los mayores niveles de germinación de esporangios de mildeo velloso, que bajo condiciones de oscuridad, durante periodos de 6 a 8 horas de incubación. Bajo condiciones de temperaturas de 15 a 20 grados centígrados el nivel de iluminación no incidió en la germinación de esporangios de Mildeo velloso pero se alcanzan niveles muy altos en tan solo 4 horas de incubación, debido a que existe una tendencia a reducirce la tasa germinativa a partir de los 20 grados centígrados, se concluye que alrededor de los 15 grados centígrados se encuentra la temperatura optima para germinación de esporangios de Mildeo velloso bajo cualquier condición de iluminación. Después de 12 horas de incubación el nivel de germinación es alto en condiciones de luz o de oscuridad y para temperaturas entre 5 y 20 grados centígrados, lo cual muestra la amplia gama de condiciones favorables para la enfermedad que se presentan en las fincas.
6.2 ETAPA DE LATENCIA La presente evaluación permiten concluir que la iluminación es un factor fundamental en el desarrollo del hongo, estimula o inhibe su esporulación, al igual que la temperatura. De acuerdo a los resultados de estas evaluaciones se recomienda crearle al hongo condiciones de fotoperíodo, temperatura de 20 oC para realizar evaluaciones a nivel de laboratorio, al igual que sus evaluaciones se deben realizar al séptimo día después de la inoculación.
__________________________________________________________________________
95
96 Conclusiones_____________________________________________________________
6.3
ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO
Para poder controlar mildeo velloso, se deben lograr las siguientes condiciones: •
Aumentar la temperatura diurna por encima 27 oC o disminuírla por debajo de 15 o C
•
Aumentar la temperatura nocturna, es decir, evitar las caídas de temperatura en la noche.
•
Cambios bruscos en la temperatura y humedad relativa estimulan el desarrollo del hongo.
•
Mantener la humedad relativa por debajo de 85%
•
Evitar o disminuír la formación de rocío.
Las labores de corte, poda, alineamiento, etc. ayudan a mantener una cama despejada con buena aireación y luminosidad, disminución del material vegetal tierno y susceptible, condiciones desfavorables para el mildeo velloso. También facilita la penetración de agroquímicos hasta el centro de la cama. Para la climatización de los invernaderos actualmente existen muchas opciones, incluso automáticas, que facilitan este manejo: Pantallas térmicas, ventilación móvil, calefacción, etc. La creación de software para el control del clima es importante, integra todos los factores del clima y acciona las herramientas de control. Sin embargo cada compañía debe elaborar su propio sistema de acuerdo a sus necesidades, herramientas y tipos de invernadero. Con respecto a las cubiertas se recomiendan 3 tipos de plásticos, donde de acuerdo a los requerimientos del cultivo se elige el apropiado: 1. Tricapa (3C): contiene aditivos Hals (filtra radiación UVA) y acetato de vinilo (EVA), es transparente y muy térmico. La garantía es de 24 meses y se utiliza en 200 micras habitualmente. 2. Indasol (IN): es muy transparente, la capa exterior es la encargada de filtrar la radiación UV y es antipolvo, las dos capas interiores incorporan un 14% de EVA, lo que le proporciona una muy buena termicidad. Se fabrica en 200 micras. 3. Tritérmico (TT): está compuesto de 3 capas distintas, la externa es antipolvo y lleva aditivos Hals para la radiación UVA, la intermedia lleva un alto contenido en EVA que le proporciona una alta termicidad y la capa interna es antigoteo para evitar la condensación. La garantía es de 30 meses y sólo se fabrica en 200 micras.
97 Conclusiones_____________________________________________________________
La floricultura colombiana debe tener en cuenta las opciones de climatización; no solo mirar costos sino también invertir para sobrevivir. Trasladarse a otro país implica invertir de nuevo en la formación de recurso humano. Aquí ya existe mano de obra entrenada. Aprovechando esta herramienta tan importante la floricultura todavía tiene mucho futuro.
CAPÍTULO 7
RECOMENDACIONES
7.1 •
Con base en esta información, determinar la influencia de la humedad en esta etapa de desarrollo del hongo.
7.2 •
ETAPA DE GERMINACIÓN
ETAPA DE LATENCIA
Evaluar otras temperaturas como 5, 10 y 25 C, para corroborar la información presentada en la literatura, donde establecen que Peronospora sparsa se desarrolla entre 4 y 27 C. Además realizar estudios sobre la influencia de la humedad relativa.
7.3 ESTABLECIMIENTO DEL CONTROL EN CAMPO • • •
Realizar evaluaciones mas estrictas acerca de la influencia de la fertilización en la suseptibilidad de las plantas al ataque de microorganismos. Determinar la influencia de las cubiertas de los invernaderos, en el ciclo de desarrollo del mildeo velloso. Desarrollar software que permitan automatizar los procesos de climatización de los invernaderos.
__________________________________________________________________________
98
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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__________________________________________________________________________
99
100 Referencias Bibliográficas__________________________________________________________
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__________________________________________________________________________
100
101 Referencias Bibliográficas__________________________________________________________
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__________________________________________________________________________
101
ANEXOS ANEXO 1. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales1 para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 2 horas de incubación FUENTE DE VARIACION
Modelo Error Total CONTRASTE Luz vs. Oscuridad Temperatura lineal Temperatura cuadrática Temperatura cubica Interacción lineal Interacción cuadrática Interacción cubica Error
GRADOS DE LIBERTAD
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
7 16 23
1302.26 22.12
58.86
0.0001 **
GRADOS DE LIBERTAD 1 1
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
48.17 7489.20
2.18 338.49
0.1595 0.0001 **
1
1261.50
57.02
0.0001 **
1
16.13
0.73
0.4057
1 1
145.20 121.50
6.56 5.49
0.0209 ** 0.0324 **
1
34.13
1.54
0.2321
16
22.125
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%) ANEXO 2. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 4 horas de incubación FUENTE DE VARIACION
Modelo Error Total
1
GRADOS DE LIBERTAD
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
7 16 23
2507.52 56.21
44.61
0.0001 **
Los Polinomios ortogonales sólo identifican el grado del polinomio pero no los parámetros para realizar la gráfica, por lo tanto, es necesario realizar análisis de regresión sobre los resultados que se obtengan.
FUENTE DE VARIACION Luz vs. Oscuridad Temperatura lineal Temperatura cuadrática Temperatura cubica Interacción lineal Interacción cuadrática Interacción cubica Error
GRADOS DE LIBERTAD 1 1
CUADRADO MEDIO
Fc
425.04 10249.00
7.56 182.34
0.0142 ** 0.0001 **
1
3384.37
60.21
0.0001 **
1
63.07
1.12
0.3052
1 1
1695.00 26.04
30.16 0.46
0.0001 ** 0.5058
1
1710.07
30.42
0.0001 **
16
56.21
NIVEL p
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%) ANEXO 3. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 6 horas de incubación FUENTE DE VARIACION
Modelo Error Total FUENTE DE VARIACION Luz vs. Oscuridad Temperatura lineal Temperatura cuadrática Temperatura cubica Interacción lineal Interacción cuadrática Interacción cubica Error
GRADOS DE LIBERTAD
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
7 16 23
2263.18 92.92
24.36
0.0001 **
GRADOS DE LIBERTAD 1 1
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
1027.04 4428.67
11.05 47.66
0.0043 ** 0.0001 **
1
6240.37
67.16
0.0001 **
1
63.07
0.68
0.4221
1 1
3910.21 126.04
42.08 1.36
0.0001 ** 0.2612
1
46.87
0.50
0.4878
16
92.92
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 4. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 8 horas de incubación FUENTE DE VARIACION
Modelo Error Total FUENTE DE VARIACION Luz vs. Oscuridad Temperatura lineal Temperatura cuadrática Temperatura cubica Interacción lineal Interacción cuadrática Interacción cubica Error
GRADOS DE LIBERTAD
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
7 16 23
1928.71 32.29
59.73
0.0001 **
GRADOS DE LIBERTAD 1 1
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
1162.04 2091.67
35.99 64.77
0.0001 ** 0.0001 **
1
3978.37
123.20
0.0001 **
1
221.41
6.86
0.0186 **
1 1
5135.21 737.04
159.03 22.82
0.0001 ** 0.0002 **
1
175.21
5.43
0.0333 **
16
32.29
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%) ANEXO 5. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 12 horas de incubación FUENTE DE VARIACION
Modelo Error Total
GRADOS DE LIBERTAD
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
7 16 23
445.66 19.46
22.90
0.0001 **
FUENTE DE VARIACION Luz vs. Oscuridad Temperatura lineal Temperatura cuadrática Temperatura cubica Interacción lineal Interacción cuadrática Interacción cubica Error
GRADOS DE LIBERTAD 1 1
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
5.042 81.67
0.26 4.20
0.6177 0.0573
1
495.04
25.44
0.0001 **
1
1786.41
91.81
0.0001 **
1 1
476.00 70.04
24.46 3.60
0.0001 ** 0.0760
1
205.41
10.56
0.005 **
16
19.46
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%) ANEXO 6. Tabla de análisis de varianza bajo la forma de contrastes y polinomios ortogonales para porcentajes de germinación en diferentes condiciones de iluminación y temperatura durante 24 horas de incubación FUENTE DE VARIACION
Modelo Error Total FUENTE DE VARIACION Luz vs. Oscuridad Temperatura lineal Temperatura cuadrática Temperatura cubica Interacción lineal Interacción cuadrática Interacción cubica
GRADOS DE LIBERTAD
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
7 16 23
280.95 32.83
8.56
0.0002 **
GRADOS DE LIBERTAD 1 1
CUADRADO MEDIO
Fc
NIVEL p
42.67 918.53
1.30 27.98
0.2711 0.0001 **
1
640.67
19.51
0.0004 **
1
224.13
6.83
0.0188 **
1 1
112.13 6.00
3.42 0.18
0.0832 0.6747
1
22.53
0.69
0.4196
** : Diferencias significativas (Intervalo de confianza de 5%)
ANEXO 7. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 5 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 3 38.0*10 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 06 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA: 06de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE: 7:30 a.m FASE: Luz
TRATAMIENTO: 5C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
PORCENTAJE DE GERMINACIÓN (%)
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
0 3 0 28 11 27 57 39 57 80 64 77 75 77 80 84 82 83
0.00 3.00 0.00 28.00 11.00 27.00 57.00 39.00 57.00 80.00 64.00 77.00 75.00 77.00 80.00 84.00 82.00 83.00
VALOR MÍNIMO
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
0.00
3.00
1.00
11.00
28.00
22.00
39.00
57.00
51.00
64.00
80.00
73.67
75.00
80.00
77.33
82.00
84.00
83.00
ANEXO 8. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 5 o C en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 11.3*10^4 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 14 de marzo de 2000
FECHA DE LECTURA: 14 de marzo de 2000
HORA DEL MONTAJE: 7:35 a.m FASE: Oscuridad
TRATAMIENTO: 5 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
TIEMPO DE
NÚMERO DE
NÚMERO DE
LECTURA
ESPORAS
ESPORAS
CONTADAS CONTADAS
GERMINADAS
PORCENT AJE DE GERMINA CIÓN (%)
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
1 1 0 0 1 1 0 0 1 9 10 2 78 73 66 85 75 80
1.00 1.00 0.00 0.00 1.00 1.00 0.00 0.00 1.00 9.00 10.00 2.00 78.00 73.00 66.00 85.00 75.00 80.00
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
VALOR
VALOR
PROMEDIO
MÍNIMO
MÁXIMO
0.00
1.00
0.67
0.00
1.00
0.67
0.00
1.00
0.33
2.00
10.00
7.00
66.00
78.00
72.33
75.00
85.00
80.00
ANEXO 9. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 10 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 40.0*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 05 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA: 05de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE: 9:45 a.m FASE: Luz
TRATAMIENTO: 10 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
PORCENTAJE DE GERMINACIÓN (%)
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
0 0 3 66 68 79 88 59 90 77 77 66 70 72 80 83 77 79
0.00 0.00 3.00 66.00 68.00 79.00 88.00 59.00 90.00 77.00 77.00 66.00 70.00 72.00 80.00 83.00 77.00 79.00
VALOR MÍNIMO
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
0.00
3.00
1.00
66.00
79.00
71.00
59.00
90.00
79.00
66.00
77.00
73.33
70.00
80.00
74.00
77.00
83.00
79.67
ANEXO 10. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 10 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 10.9*10^4 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 14 de marzo de 2000
FECHA DE LECTURA: 14 de marzo de 2000
HORA DEL MONTAJE: 7:10 a.m FASE: Oscuridad
TRATAMIENTO: 10 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
PORCENTAJE DE GERMINACIÓN (%)
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
1 0 0 25 43 23 49 72 45 65 61 68 64 57 58 80 91 75
1.00 0.00 0.00 25.00 43.00 23.00 49.00 72.00 45.00 65.00 61.00 68.00 64.00 57.00 58.00 80.00 91.00 75.00
VALOR MÍNIMO
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
0.00
1.00
0.33
23.00
43.00
30.33
45.00
72.00
55.33
61.00
68.00
64.67
57.00
64.00
59.67
75.00
91.00
82.00
ANEXO 11. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 15 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 20.5*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 05 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA: 05 de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE: 9:45 a.m FASE: Luz
TRATAMIENTO: 15 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
15 24 21 57 68 66 89 77 75 85 90 77 80 88 83 80 85 84
PORCENTAJE DE VALOR GERMINACIÓN MÍNIMO (%) 15.00 24.00 21.00 57.00 68.00 66.00 89.00 77.00 75.00 85.00 90.00 77.00 80.00 88.00 83.00 80.00 85.00 84.00
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
15.00
24.00
20.00
57.00
68.00
63.67
75.00
89.00
80.33
77.00
90.00
84.00
80.00
88.00
83.67
80.00
85.00
83.00
ANEXO 12. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 15 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 20.5*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 15 de marzo de 2000
FECHA DE LECTURA: 15 de marzo de 2000
HORA DEL MONTAJE: 10:10 a.m FASE: Oscuridad
TRATAMIENTO: 15 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
PORCENTAJE DE GERMINACIÓN (%)
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
17 13 22 83 83 84 84 89 88 90 83 88 92 94 93 78 80 94
17.00 13.00 22.00 83.00 83.00 84.00 84.00 89.00 88.00 90.00 83.00 88.00 92.00 94.00 93.00 78.00 80.00 94.00
VALOR MÍNIMO
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
13.00
22.00
17.33
83.00
84.00
83.33
84.00
89.00
87.00
83.00
90.00
87.00
92.00
94.00
93.00
78.00
94.00
84.00
ANEXO 13. Determinación de la influencia de la luz y la temperatura de 20 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 35.0*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 06 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA: 27de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE: 9:15 a.m FASE: Luz
TRATAMIENTO: 20 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA REPLICA
TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
46 28 46 56 70 57 49 50 60 49 54 60 56 50 60 58 48 65
PORCENTAJE DE VALOR GERMINACIÓN MÍNIMO (%) 46.00 28.00 46.00 56.00 70.00 57.00 49.00 50.00 60.00 49.00 54.00 60.00 56.00 50.00 60.00 58.00 48.00 65.00
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
28.00
46.00
40.00
56.00
70.00
61.00
49.00
60.00
53.00
49.00
60.00
54.33
50.00
60.00
55.33
48.00
65.00
57.00
ANEXO 14. Determinación de la influencia de la oscuridad y la temperatura de 20 oC en la etapa de germinación del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa TIPO DE HOJA: Hoja in vitro
CONCENTRACIÓN DE ESPORAS: 35.0*10^3 esporas/ml
FECHA MONTAJE: 27 de abril de 2000
FECHA DE LECTURA: 27 de abril de 2000
HORA DEL MONTAJE: 8:20 a.m FASE: Oscuridad
TRATAMIENTO: 20 C
MEDIO: Agar-agua (1.2 % w/v) Esporangios de 7 días
REPLICA
TIEMPO TIEMPO DE LECTURA
NÚMERO DE ESPORAS CONTADAS
NÚMERO DE ESPORAS GERMINADAS
PORCENTAJE DE GERMINACIÓN (%)
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2 hr 2 hr 2 hr 4 hr 4 hr 4 hr 6 hr 6 hr 6 hr 8 hr 8 hr 8 hr 12 hr 12 hr 12 hr 24 hr 24 hr 24 hr
100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
60 51 54 68 61 80 68 64 73 73 65 75 65 67 75 65 68 69
60.00 51.00 54.00 68.00 61.00 80.00 68.00 64.00 73.00 73.00 65.00 75.00 65.00 67.00 75.00 65.00 68.00 69.00
VALOR MÍNIMO
VALOR MÁXIMO
PROMEDIO
51.00
60.00
55.00
61.00
80.00
69.67
64.00
73.00
68.33
65.00
75.00
71.00
65.00
75.00
69.00
65.00
69.00
67.33
ANEXO 15 Determinación de la influencia de la luz constante y 15 °C. al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad Nacional Fecha Montaje: 16 de junio de 2000
Fecha Lectura: 22 de junio de 2000
Día: 6 Fase: Luz
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
Tratamiento: 15
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.8 4.0 1.40 2.6 3.5 1.30 2.8 3.5 1.40 2.3 3.2 1.15 2.6 3.4 1.30 2.7 3.6 1.35 2.2 2.7 1.10 2.7 3.4 1.35 2.0 2.8 1.00 2.8 3.6 1.40 2.5 3.2 1.25 2.7 3.5 1.35 1.6 2.5 0.80 2.7 3.4 1.35 2.3 2.9 1.15 2.4 2.7 1.20 2.6 3.7 1.30 2.4 2.9 1.20 3.1 4.0 1.55 2.2 3.1 1.10 2.7 2.9 1.35 2.3 2.7 1.15 2.6 2.8 1.30 2.7 3.8 1.35 3.0 3.3 1.50 2.6 3.0 1.30 2.5 3.1 1.25 2.6 3.5 1.30 2.8 3.5 1.40 2.7 3.4 1.35
B AREA (pi*A*B) AREA promedio Concentración (cm) (cm^2) (cm^2) esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 2.00 8.80 1.75 7.15 7.88 0.00 0.00 1.75 7.70 1.60 5.78 1.70 6.94 6.79 0.00 0.00 1.80 7.63 1.35 4.67 1.70 7.21 5.42 666.67 122.90 1.40 4.40 1.80 7.92 1.60 6.28 7.21 0.00 0.00 1.75 7.42 1.25 3.14 1.70 7.21 5.20 500.00 96.21 1.45 5.24 1.35 5.09 1.85 7.56 6.04 0.00 0.00 1.45 5.47 2.00 9.74 1.55 5.36 7.08 0.00 0.00 1.45 6.15 1.35 4.88 1.40 5.72 6.22 250.00 40.21 1.90 8.06 1.65 7.78 1.50 6.13 6.66 11,333.33 1,700.98 1.55 6.09 1.75 7.15 1.75 7.70 7.35 2,000.00 272.06 1.70 7.21
ANEXO 16 Determinación de la influencia de la luz constante y 15 °C. al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad nacional Fecha Montaje: 16 de junio de 2000
Fecha Lectura: 23 de junio de 2000
Día: 7 Fase: Luz
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
Tratamiento: 15
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.5 3.7 1.25 2.0 2.4 1.00 2.7 3.8 1.35 3.0 4.3 1.50 2.6 3.3 1.30 2.2 3.0 1.10 2.9 4.5 1.45 2.1 3.0 1.05 2.5 3.1 1.25 1.8 2.5 0.90 2.4 3.5 1.20 2.6 3.2 1.30 2.7 3.8 1.35 2.5 3.2 1.25 2.4 3.8 1.20 2.6 3.3 1.30 2.2 3.3 1.10 3.2 4.3 1.60 2.3 3.5 1.15 2.1 2.8 1.05 2.2 2.8 1.10 2.5 2.7 1.25 2.3 3.2 1.15 2.5 3.6 1.25 2.2 3.8 1.10 2.1 2.5 1.05 2.6 3.2 1.30 1.7 2.4 0.85 3.2 4.5 1.60 2.0 2.2 1.00
B AREA (pi*A*B) AREA promedio Concentración (cm) (cm^2) (cm^2) esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 1.85 7.26 1.20 3.77 6.36 42,500.00 6,677.81 1.90 8.06 2.15 10.13 1.65 6.74 7.35 39,666.67 5,395.84 1.50 5.18 2.25 10.25 1.50 4.95 7.09 7,500.00 1,057.12 1.55 6.09 1.25 3.53 1.75 6.60 5.56 500.00 90.00 1.60 6.53 1.90 8.06 1.60 6.28 7.17 1,500.00 209.26 1.90 7.16 1.65 6.74 1.65 5.70 7.75 0.00 0.00 2.15 10.81 1.75 6.32 1.40 4.62 5.26 49,000.00 9,316.37 1.40 4.84 1.35 5.30 1.60 5.78 6.05 4,500.00 743.78 1.80 7.07 1.90 6.57 1.25 4.12 5.74 0.00 0.00 1.60 6.53 1.20 3.20 2.25 11.31 5.99 1,000.00 166.95 1.10 3.46
ANEXO 17 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 15 °C. al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad Nacional Fecha Montaje: 16 de junio de 2000
Fecha Lectura: 22 de julio de 2000
Día: 6 Fase: Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.4 4.0 1.20 2.8 3.5 1.40 2.4 2.7 1.20 3.0 4.0 1.50 3.0 3.2 1.50 2.8 3.4 1.40 2.7 3.7 1.35 2.5 2.9 1.25 2.8 3.7 1.40 2.3 3.3 1.15 2.6 3.8 1.30 2.4 3.3 1.20 2.7 3.5 1.35 2.3 3.4 1.15 2.3 3.1 1.15 2.5 3.3 1.25 2.6 3.0 1.30 2.9 3.0 1.45 2.3 2.9 1.15 2.5 3.6 1.25 2.1 2.8 1.05 2.4 3.2 1.20 3.1 4.0 1.55 2.5 3.1 1.25 2.9 3.9 1.45 2.6 3.2 1.30 2.1 2.8 1.05 2.8 3.9 1.40 2.9 3.5 1.45 2.3 3.2 1.15
Tratamiento: 15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 2.00 7.54 1.75 7.70 6.78 1.35 5.09 2.00 9.42 1.60 7.54 8.15 1.70 7.48 1.85 7.85 1.45 5.69 7.23 1.85 8.14 1.65 5.96 1.90 7.76 6.65 1.65 6.22 1.75 7.42 1.70 6.14 6.39 1.55 5.60 1.65 6.48 1.50 6.13 6.48 1.50 6.83 1.45 5.24 1.80 7.07 5.64 1.40 4.62 1.60 6.03 2.00 9.74 7.29 1.55 6.09 1.95 8.88 1.60 6.53 6.68 1.40 4.62 1.95 8.58 1.75 7.97 7.44 1.60 5.78
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 666.67
98.40
0.00
0.00
0.00
0.00
46,500.00
6,995.53
39,000.00
6,105.27
1,333.33
205.78
500.00
88.62
2,000.00
274.50
2,000.00
299.47
16,000.00
2,149.68
ANEXO 18 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 15 °C. al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad nacional Fecha Montaje: 16 de junio de 2000
Fecha Lectura: 23 de julio de 2000
Día: 7 Fase: Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5 6
7 8
9
10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.7 3.3 1.35 2.5 3.0 1.25 3.0 3.9 1.50 3.2 4.4 1.60 3.4 4.4 1.70 2.7 3.6 1.35 2.6 3.6 1.30 2.7 3.6 1.35 3.1 3.6 1.55 2.9 3.4 1.45 2.6 3.6 1.30 2.0 2.5 1.00 2.6 3.5 1.30 2.3 2.9 1.15 3.0 4.0 1.50 1.7 2.7 0.85 2.6 3.0 1.30 2.1 2.3 1.05 3.1 3.9 1.55 2.3 3.1 1.15 3.0 4.0 1.50 2.2 2.8 1.10 2.3 3.0 1.15 3.0 4.4 1.50 2.4 2.9 1.20 3.1 4.0 1.55 2.7 3.4 1.35 2.2 2.8 1.10 1.7 2.5 0.85 2.8 3.6 1.40
Tratamiento: 15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.65 7.00 1.50 5.89 7.36 1.95 9.19 2.20 11.06 2.20 11.75 10.15 1.80 7.63 1.80 7.35 1.80 7.63 7.92 1.80 8.77 1.70 7.74 1.80 7.35 6.34 1.25 3.93 1.75 7.15 1.45 5.24 7.27 2.00 9.42 1.35 3.60 1.50 6.13 4.51 1.15 3.79 1.95 9.50 1.55 5.60 8.17 2.00 9.42 1.40 4.84 1.50 5.42 6.87 2.20 10.37 1.45 5.47 2.00 9.74 7.47 1.70 7.21 1.40 4.84 1.25 3.34 5.36 1.80 7.92
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 1,000.00
135.88
107,000.00
10,544.61
4,000.00
505.25
16,500.00
2,602.20
31,000.00
4,263.99
666.67
147.88
16,333.33
1,998.35
26,666.67
3,878.86
0.00
0.00
12,000.00
2,237.02
ANEXO 19 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 15 °C. al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad Nacional Fecha Montaje: 16 de junio de 2000
Fecha Lectura: 22 de julio de 2000
Día: 6 Fase: Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.1 2.8 1.05 2.7 3.6 1.35 1.7 2.4 0.85 2.3 2.9 1.15 2.2 2.7 1.10 2.2 2.4 1.10 3.0 3.7 1.50 2.6 3.5 1.30 3.0 4.0 1.50 2.0 2.5 1.00 2.3 3.2 1.15 2.7 3.3 1.35 2.2 1.8 1.10 2.2 2.8 1.10 2.2 2.9 1.10 2.3 3.0 1.15 2.6 3.2 1.30 2.4 3.1 1.20 2.0 2.7 1.00 2.8 4.0 1.40 2.4 3.1 1.20 1.7 1.8 0.85 2.6 3.2 1.30 2.9 3.4 1.45 2.0 3.3 1.00 2.2 3.3 1.10 2.3 2.7 1.15 2.4 3.5 1.20 3.1 3.7 1.55 3.1 4.1 1.55
Tratamiento: 15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.40 4.62 1.80 7.63 5.15 1.20 3.20 1.45 5.24 1.35 4.67 4.68 1.20 4.15 1.85 8.72 1.75 7.15 8.43 2.00 9.42 1.25 3.93 1.60 5.78 5.57 1.65 7.00 0.90 3.11 1.40 4.84 4.32 1.45 5.01 1.50 5.42 1.60 6.53 5.93 1.55 5.84 1.35 4.24 2.00 8.80 6.29 1.55 5.84 0.90 2.40 1.60 6.53 5.56 1.70 7.74 1.65 5.18 1.65 5.70 5.25 1.35 4.88 1.75 6.60 1.85 9.01 8.53 2.05 9.98
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 0.00
0.00
500.00
106.76
1,000.00
118.62
3,000.00
538.75
0.00
0.00
0.00
0.00
1,000.00
158.89
0.00
0.00
1,000.00
190.32
2,000.00
234.48
ANEXO 20 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 15 °C. al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad nacional Fecha Montaje: 16 de junio de 2000
Fecha Lectura: 23 de julio de 2000
Día: 7 Fase: Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.6 3.0 1.30 2.2 3.0 1.10 2.6 3.3 1.30 2.6 3.6 1.30 2.6 3.5 1.30 2.0 2.5 1.00 2.7 1.9 1.35 2.1 3.0 1.05 2.7 3.6 1.35 2.6 3.1 1.30 2.5 3.3 1.25 2.4 3.3 1.20 2.2 3.0 1.10 1.9 2.2 0.95 2.6 3.5 1.30 2.4 3.5 1.20 3.0 3.8 1.50 2.6 3.8 1.30 2.4 3.3 1.20 2.3 2.8 1.15 1.9 2.6 0.95 2.1 2.7 1.05 2.5 3.4 1.25 2.3 2.9 1.15 2.3 3.5 1.15 2.5 3.3 1.25 2.8 4.0 1.40 2.3 3.3 1.15 2.3 3.2 1.15 2.4 3.2 1.20
Tratamiento: 15
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.50 6.13 1.50 5.18 6.02 1.65 6.74 1.80 7.35 1.75 7.15 6.14 1.25 3.93 0.95 4.03 1.50 4.95 5.54 1.80 7.63 1.55 6.33 1.65 6.48 6.34 1.65 6.22 1.50 5.18 1.10 3.28 5.20 1.75 7.15 1.75 6.60 1.90 8.95 7.77 1.90 7.76 1.65 6.22 1.40 5.06 5.05 1.30 3.88 1.35 4.45 1.70 6.68 5.46 1.45 5.24 1.75 6.32 1.65 6.48 7.20 2.00 8.80 1.65 5.96 1.60 5.78 5.92 1.60 6.03
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 6,000.00
997.31
2,500.00
407.04
666.67
120.40
666.67
105.10
333.33
64.05
29,750.00
3,828.72
0.00
0.00
666.67
122.19
11,000.00
1,527.88
7,000.00
1,181.53
ANEXO 21 Determinación de la influencia de la luz constante y 20 °C. al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad Nacional Fecha Montaje: 20 de junio de 2000
Fecha Lectura: 26 de junio de 2000
Día: 6 Fase: Luz
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6 7
8
9
10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
Tratamiento: 20
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.5 3.4 1.25 2.7 3.4 1.35 2.8 3.8 1.40 2.2 2.8 1.10 2.1 3.1 1.05 2.5 3.7 1.25 2.9 4.3 1.45 2.6 3.4 1.30 3.2 4.8 1.60 3.6 4.8 1.80 2.7 3.4 1.35 1.8 2.3 0.90 2.7 3.8 1.35 2.1 2.3 1.05 2.3 2.7 1.15 2.8 3.2 1.40 2.6 3.6 1.30 2.7 3.9 1.35 2.5 3.5 1.25 1.8 2.5 0.90 2.0 2.5 1.00 3.0 4.0 1.50 3.1 4.3 1.55 2.0 3.0 1.00 1.8 2.6 0.90 2.0 2.6 1.00 2.6 3.2 1.30 2.4 3.0 1.20 2.8 3.6 1.40 2.7 3.6 1.35
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.70 6.68 1.70 7.21 7.41 1.90 8.36 1.40 4.84 1.55 5.11 5.74 1.85 7.26 2.15 9.79 1.70 6.94 9.60 2.40 12.06 2.40 13.57 1.70 7.21 8.01 1.15 3.25 1.90 8.06 1.15 3.79 5.58 1.35 4.88 1.60 7.04 1.80 7.35 7.55 1.95 8.27 1.75 6.87 1.25 3.53 4.78 1.25 3.93 2.00 9.42 2.15 10.47 8.20 1.50 4.71 1.30 3.68 1.30 4.08 4.76 1.60 6.53 1.50 5.65 1.80 7.92 7.07 1.80 7.63
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 2,333.33
314.71
32,333.33
5,634.30
32,666.67
3,402.71
44,333.33
5,534.00
3,500.00
627.65
0.00
0.00
28,333.33
5,930.14
75,500.00
9,204.85
6,750.00
1,416.65
3,500.00
495.15
ANEXO 22 Determinación de la influencia de la luz constante y 20 °C. al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad nacional Fecha Montaje: 20 de junio de 2000
Fecha Lectura: 27 de junio de 2000
Día: 7 Fase: Luz
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
Tratamiento: 20
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.0 2.8 1.00 2.2 2.8 1.10 2.5 3.4 1.25 2.8 3.6 1.40 2.8 3.4 1.40 2.8 3.5 1.40 2.6 3.6 1.30 2.7 3.6 1.35 3.0 4.0 1.50 1.9 2.8 0.95 3.0 4.5 1.50 2.6 3.3 1.30 2.2 3.5 1.10 3.1 4.5 1.55 3.2 4.2 1.60 2.5 3.3 1.25 2.0 3.1 1.00 2.6 3.5 1.30 2.8 3.5 1.40 2.9 3.6 1.45 3.3 4.2 1.65 2.5 3.7 1.25 3.3 4.1 1.65 2.7 4.1 1.35 2.9 4.1 1.45 2.7 3.7 1.35 2.0 2.7 1.00 2.6 3.9 1.30 1.8 2.6 0.90 2.6 3.7 1.30
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.40 4.40 1.40 4.84 5.30 1.70 6.68 1.80 7.92 1.70 7.48 7.70 1.75 7.70 1.80 7.35 1.80 7.63 8.14 2.00 9.42 1.40 4.18 2.25 10.60 7.17 1.65 6.74 1.75 6.05 2.25 10.96 9.19 2.10 10.56 1.65 6.48 1.55 4.87 6.17 1.75 7.15 1.75 7.70 1.80 8.20 8.93 2.10 10.89 1.85 7.26 2.05 10.63 8.86 2.05 8.69 2.05 9.34 1.85 7.85 7.14 1.35 4.24 1.95 7.96 1.30 3.68 6.3984 1.85 7.56
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 4,000.00
754.14
19,500.00
2,034.63
4,000.00
491.60
68,000.00
9,112.04
12,500.00
1,360.68
4,250.00
689.33
16,000.00
2,538.26
181,000.00
20,127.91
52,500.00
6,909.43
17,500.00
2,735.06
ANEXO 23 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 20 °C. al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad Nacional Fecha Lectura: 26 de junio de 2000
Fecha Montaje: 20 de junio de 2000 Día: 6 Fase: Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1
2
3
4
5
6 7
8
9
10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 3.1 4.2 1.55 2.5 3.7 1.25 2.2 2.9 1.10 2.9 3.5 1.45 2.0 2.4 1.00 2.1 3.7 1.05 2.8 3.4 1.40 2.6 3.5 1.30 2.5 3.5 1.25 2.5 3.1 1.25 3.5 4.8 1.75 2.8 3.7 1.40 2.3 3.1 1.15 1.9 2.7 0.95 2.7 3.8 1.35 1.9 2.8 0.95 2.8 3.7 1.40 3.0 3.9 1.50 1.9 2.8 0.95 2.1 3.0 1.05 2.8 4.1 1.40 2.9 3.9 1.45 3.7 4.9 1.85 2.2 2.9 1.10 2.6 3.3 1.30 2.6 3.9 1.30 2.4 4.0 1.20 2.5 3.0 1.25 2.4 3.1 1.20 2.8 3.8 1.40
Tratamiento: 20
B (cm) 2.10 1.85 1.45 1.75 1.20 1.85 1.70 1.75 1.75 1.55 2.40 1.85 1.55 1.35 1.90 1.40 1.85 1.95 1.40 1.50 2.05 1.95 2.45 1.45 1.65 1.95 2.00 1.50 1.55 1.90
AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm^2) (cm^2) 10.23 7.26 7.50 5.01 7.97 3.77 5.95 6.10 7.48 7.15 7.17 6.87 6.09 13.19 9.14 8.14 5.60 4.03 5.90 8.06 4.18 8.14 7.17 9.19 4.18 4.95 6.05 9.02 8.88 14.24 9.38 5.01 6.74 7.96 7.41 7.54 5.89 5.84 6.70 8.36
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 4,333.33
577.73
8,333.33
1,401.01
11,000.00
1,535.14
19,500.00
2,133.61
500.00
84.81
0.00
0.00
0.00
0.00
89,500.00
9,543.94
0.00
0.00
2,500.00
373.31
ANEXO 24 Determinación de la influencia de la oscuridad constante y 20 °C. al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad nacional Fecha Lectura: 27 de junio de 2000
Fecha Montaje: 20 de junio de 2000 Día: 7 Fase: Oscuridad
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.1 3.0 1.05 2.5 2.8 1.25 2.9 4.4 1.45 2.2 2.9 1.10 2.7 3.6 1.35 2.2 3.1 1.10 3.0 3.9 1.50 2.8 3.6 1.40 3.0 4.2 1.50 2.7 3.2 1.35 2.9 3.2 1.45 2.5 3.4 1.25 3.0 4.6 1.50 2.1 2.9 1.05 1.6 2.5 0.80 3.0 4.0 1.50 2.5 3.3 1.25 2.1 3.3 1.05 2.7 3.8 1.35 4.2 3.2 2.10 2.6 3.5 1.30 2.4 3.7 1.20 2.5 3.8 1.25 2.6 3.7 1.30 2.2 3.4 1.10 3.5 5.0 1.75 2.6 3.4 1.30 3.0 3.5 1.50 2.3 3.4 1.15 2.0 3.0 1.00
Tratamiento: 20
B (cm) 1.50 1.40 2.20 1.45 1.80 1.55 1.95 1.80 2.10 1.60 1.60 1.70 2.30 1.45 1.25 2.00 1.65 1.65 1.90 1.60 1.75 1.85 1.90 1.85 1.70 2.50 1.70 1.75 1.70 1.50
AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm^2) (cm^2) 4.95 5.50 6.82 10.02 5.01 7.63 6.00 5.36 9.19 7.92 9.00 9.90 6.79 7.29 6.92 6.68 10.84 4.78 6.25 3.14 9.42 6.48 7.12 5.44 8.06 10.56 8.59 7.15 6.97 7.46 7.33 7.56 5.87 13.74 8.85 6.94 8.25 6.14 6.37 4.71
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 0.00
0.00
2,000.00
333.31
0.00
0.00
1,500.00
216.86
0.00
0.00
500.00
70.27
500.00
58.23
39,000.00
5,320.31
0.00
0.00
0.00
0.00
ANEXO 25 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 20 °c. al sexto día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad Nacional Fecha Montaje: 20 de junio de 2000
Fecha Lectura: 26 de junio de 2000
Día: 6 Fase: Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.5 3.5 1.25 3.2 4.4 1.60 2.7 3.7 1.35 2.7 4.1 1.35 2.0 2.6 1.00 2.2 3.9 1.10 2.9 3.6 1.45 2.5 3.4 1.25 2.2 3.0 1.10 2.7 3.8 1.35 2.2 3.0 1.10 2.3 3.0 1.15 1.8 2.7 0.90 2.6 3.8 1.30 2.1 3.1 1.05 2.4 3.3 1.20 3.2 4.7 1.60 2.2 2.7 1.10 3.1 4.1 1.55 3.3 4.6 1.65 2.7 4.0 1.35 2.2 2.6 1.10 2.5 3.2 1.25 2.4 2.9 1.20 3.8 5.2 1.90 1.1 2.3 0.55 2.7 3.9 1.35 3.0 4.2 1.50 2.4 2.8 1.20 2.9 4.0 1.45
Tratamiento: 20
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.75 6.87 2.20 11.06 8.59 1.85 7.85 2.05 8.69 1.30 4.08 6.51 1.95 6.74 1.80 8.20 1.70 6.68 6.69 1.50 5.18 1.90 8.06 1.50 5.18 6.22 1.50 5.42 1.35 3.82 1.90 7.76 5.56 1.55 5.11 1.65 6.22 2.35 11.81 7.57 1.35 4.67 2.05 9.98 2.30 11.92 10.13 2.00 8.48 1.30 4.49 1.60 6.28 5.41 1.45 5.47 2.60 15.52 1.15 1.99 8.59 1.95 8.27 2.10 9.90 1.40 5.28 8.09 2.00 9.11
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 40,000.00
4,655.34
192,666.67
29,614.92
65,000.00
9,721.27
0.00
0.00
2,666.67
479.34
1,333.33
176.23
13,200.00
1,303.18
74,500.00
13,760.56
4,500.00
523.73
4,000.00
494.14
ANEXO 26 Determinación de la influencia del fotoperíodo y 20 °c. al séptimo día de inoculación, en la etapa de infección del mildeo velloso, Peronospora sparsa, en plantas de rosa Lugar: Universidad nacional Fecha Lectura: 27 de junio de 2000
Fecha Montaje: 20 de junio de 2000 Día: 7 Fase: Fotoperiodo
CAJA FOLIOLO
1 2
3 4
5 6
7 8
9 10
1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3
2A 2B A (cm) (cm) (cm) 2.2 3.2 1.10 1.8 2.7 0.90 2.2 2.9 1.10 2.5 3.3 1.25 2.0 2.5 1.00 2.5 3.2 1.25 3.0 4.4 1.50 2.7 3.5 1.35 2.3 3.3 1.15 2.6 3.5 1.30 3.3 4.2 1.65 2.8 3.6 1.40 2.8 3.8 1.40 2.6 3.5 1.30 3.1 3.8 1.55 2.3 2.7 1.15 2.7 3.6 1.35 2.0 2.9 1.00 3.1 4.3 1.55 2.5 2.9 1.25 2.8 3.8 1.40 3.0 3.6 1.50 2.3 2.9 1.15 3.2 4.5 1.60 2.0 2.9 1.00 2.0 2.7 1.00 2.7 3.8 1.35 2.6 3.4 1.30 2.2 3.3 1.10 1.7 2.4 0.85
Tratamiento: 20
B AREA (pi*A*B) AREA promedio (cm) (cm^2) (cm^2) 1.60 5.53 1.35 3.82 4.79 1.45 5.01 1.65 6.48 1.25 3.93 5.56 1.60 6.28 2.20 10.37 1.75 7.42 7.92 1.65 5.96 1.75 7.15 2.10 10.89 8.65 1.80 7.92 1.90 8.36 1.75 7.15 8.25 1.90 9.25 1.35 4.88 1.80 7.63 5.69 1.45 4.56 2.15 10.47 1.45 5.69 8.17 1.90 8.36 1.80 8.48 1.45 5.24 8.34 2.25 11.31 1.45 4.56 1.35 4.24 5.62 1.90 8.06 1.70 6.94 1.65 5.70 5.28 1.20 3.20
Concentración esporas/ml esporas/ (cm^2*ml) 112,500.00
23,507.51
1,500.00
269.63
174,500.00
22,041.64
119,000.00
13,757.43
335,500.00
40,657.13
142,666.67
25,078.01
2,000.00
244.70
74,285.71
8,903.35
63,750.00
11,346.99
112,500.00
21,294.22
GLOSARIO
Agar: Sustancia de consistencia gelatinosa que se obtiene de las algas marinas y que se utiliza para preparar medios de cultivo en los que se estudia y cultiva a los microorganismos. Aislamiento: Separación de un patógeno de su hospedero y su cultivo en un medio nutritivo. Apresorio: Extremo hinchado de una hifa o tubo germinativo que facilita la fijación y penetración de un hongo en su hospedero. Bloque: Area dentro de un invernadero compuesto por naves. Su tamaño varía dependiendo de la densidad de siembra y el tipo de cultivo, los expertos sugieren que cada bloque posea menos de 20 naves. Cama: Area pequeña dentro de un bloque. Su área efectiva es de 30 m2 (30 m x 1 m) si el cultivo es clavel o 33 a 36 m2 si el cultivo es rosa. Ciclo de enfermedad: Todos los eventos incluídos en el desarrollo de la enfermedad, incluyendo las etapas de desarrollo del patógeno y el efecto de la enfermedad sobre el hospedero. Ciclo de vida: La fase o etapas sucesivas del crecimiento y desarrollo de un organismo que se lleva a cabo entre la aparición y reaparición de una misma etapa de su desarrollo (por ejemplo, la espora). Clorosis: Amarillamiento de los tejidos normalmente verdes ocasionado por la detrucción de la clorofila o al no poder sintetizarla. Conidióforo: Hifa especializada sobre la cual se forman uno o más conidios. Cultivo: Crecimiento artificial de los microorganismos en un medio nutritivo preparado; colonia de microorganismos mantenidos artificialmente en dicho medio nutritivo. Diseminación: Transferencia de un inóculo desde su orígen hasta las plantas sanas. Enfermedad: Cualquier alteración de una planta que interfiere con su estructura normal, funcionamiento o valor económico. Enfermedad infecciosa: Enfermedad que ocasiona un patógeno que se desplaza desde una planta enferma hasta una sana. Erradicación: Control de las enfermedades de las plantas que consiste en la eliminación del patógeno una vez que se ha establecido o mediante la eliminación de las plantas que portan el patógeno.
Espora: Unidad reproductiva de los hongos, constituida por una o varias células; es una estructura análoga a la semilla de las plantas verdes. Esporangio: Estructura que contiene esporas asexuales. Esporangióforo: Hifa especializada que porta uno o varios esporangios. Fitopatógeno: Término que se aplica a los microorganismos que producen enfermedades en las plantas. Fungicida: Compuesto tóxico para los hongos. Hifa: Ramificación individual de un micelio. Hongo: Organismo indiferenciado que carece de clorofila y de tejidos conductores. Hospedero: Planta que es invadida por un parásito y de la cual éste obtiene sus nutrientes. Infección: Establecimiento de un parásito dentro de una planta hospedera. Inoculación: Arribo o transferencia de un patógeno sobre su hospedero. Inocular: Acción que pone en contacto un patógeno con una planta hospedera o con un órgano de ésta. Inóculo: Patógeno o partes de él que ocasiona enfermedad; partes de los patógenos que entran en contacto con el hospedero. Mancha foliar: Lesión foliar que se limita por sí misma. Micelio: Hifa o masa de hifas que constituyen el soma de un hongo. Mildeo: Enfermedad de las plantas en la que el micelio y las esporas del hongo parásito tienen una apariencia vellosa y blancuzca sobre la superficie del hospedero; y que es ocasionada por los hongos de la familia Peronosporaceae Nave (invernadero): Estructura de madera y/o hierro, cubierta por un plástico de calibre No. 5, está dividido por cumbreras o parales. Sus dimensiones estándar son 6.7 m x 65 m. Cada hectárea posee alrededor de 22 naves y cada nave contiene aproximadamente 10 camas de clavel u 8 camas de rosa. Posee un camino central de 2.5 a 3 m de ancho y una separación entre camas de aproximadamente 0.5 a 1 m. Parásito: Organismo que vive a expensas de otro (hospedero). Parásito obligado: Parásito que en la naturaleza sólo puede crecer y multiplicarse sobre organismos vivos. Patógeno: Entidad que produce en enfermedad. Penetración: Invasión inicial de un hospedero por un patógeno. Tubo germinativo: Crecimiento primario del micelio producido por la germinación de una espora.