e16

Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis Sharon L. Reed, Charles E. Davis

El elemento básico para diagnosticar las parasitosis es el interrogatorio minucioso de las características de la enfermedad en el paciente. Son especialmente importantes los aspectos epidemiológicos de la misma, porque el peligro de parasitación guarda relación íntima con la ocupación, recreo o viaje a zonas muy endémicas. Si no se tienen conocimientos básicos acerca de los aspectos epidemiológicos y el ciclo vital de los principales parásitos será muy difícil hacer un enfoque sistémico del diagnóstico. Sobre tal base, la clasifica-

ción médica de los parásitos importantes para el ser humano destacará en el e113 presente capítulo su distribución geográfica, su transmisión y las ubicaciones anatómicas y fases de su ciclo vital en los seres humanos. El texto y los cuadros tienen como objetivo servir de guía respecto a los métodos diagnósticos precisos de las parasitosis más importantes y orientar al lector para que revise otros capítulos que contienen datos más integrales sobre cada infección. Los cuadros e16-1, e16-2 y e16-3 resumen la distribución geográfica, la localización anatómica y los métodos usados para el diagnóstico de las infecciones por vermes planos, vermes redondos y protozoos. El médico, además de escoger los métodos diagnósticos más apropiados, debe orientar a sus enfermos sobre la forma correcta de obtención de las muestras y para que lleguen sin dilación al laboratorio. Por ejemplo, probablemente no se confirme en el laboratorio el diagnóstico de filariosis de Bancroft, salvo que la sangre se extraiga cerca de la medianoche, en que hay actividad de las microfilarias nocturnas. Es importante avisar anticipadamente al personal

CUADRO e16-1 INFECCIONES POR PLATELMINTOS Diagnóstico Pruebas serológicas Otros

Huevos, segmentos Huevos

Heces

—

Segmentos móviles

Heces

—

—

Huevos, segmentos Huevos, segmentos

Heces

—

Heces

WB

Anemia megalocítica en el 1% de los casos Especialmente en México, América Central y del Sur, África

Perros

Hidátides

Pulmón, hígado

WB, EIA

Radiografía de tórax, CT, MRI

Zorros, perros, gatos Seres humanos

Hidátides

Hígado

—

Cisticerco

Músculos, SNC

WB

Puede parecerse a carcinoma colangiocelular CT, MRI, radiografía

Caracoles-castañas de agua Caracoles-peces

Seres humanos

Huevos

Heces

—

—

Seres humanos

Huevos

Heces

—

—

Caracoles-peces

Seres humanos

Huevos

Heces

—

—

China, sureste asiático Zonas de cría de ganado ovino

Caracoles-peces

Seres humanos

Huevos

—

Caracoles-berros

Seres humanos, ovejas

Huevos

Heces, bilis Heces,d bilis

Colangitis bacteriana recurrente Cirrosis, hipertensión portal

Oriente, África, Sudamérica

Caracoles-cangrejos/langostinos

Seres humanos, otros mamíferos

Adultos, huevos

Pulmón, esputo, heces

WB, EIA

Radiografía de tórax, CT, MRI

Caracoles

Seres humanos

Huevos, adultos

Heces

EIA, WB

Biopsia rectal endoscópica, biopsia hepática

S. haematobium

África, América Central y del Sur, Indias Occidentales África

Caracoles

Seres humanos

Orina

WB

S. japonicum

Lejano Oriente

Caracoles

Seres humanos

Huevos, adultos Huevos, adultos

Heces

WB

Hígado, orina o biopsia vesical Biopsia hepática

Parásito Vermes planos (cestodos) Platelmintos intestinales Taenia saginata (tenia del ganado vacuno) Hymenolepsis nana (tenia enana) Diphyllobothrium latum (tenia de los peces) T. soliumb (tenia porcina) Platelmintos somáticos Echinococcus granulosus (hidatidosis) E. multilocularis (hidatidosis) T. soliumb (tenia porcina) Duelas (trematodos) Trematodos intestinales Fasciolopsis buski Heterophyes heterophyes Metagonimus yokogawai Trematodos hepáticos Clonorchis sinensis Fasciola hepatica Trematodos pulmonares Especies de Paragonimus Trematodos hemáticos Schistosoma mansoni

Intermedios (transmisión)

Definitivos

Mundial

Ganado vacuno

Seres humanos

Mundial Mundial

Escarabajo del grano Copépodos-pecesc

Mundial

Cerdos

Seres humanos, ratonesa Seres humanos, otros mamíferos Seres humanos

Zonas de cría de ganado ovino y de caza Zonas subárticas

Ovejas, camellos, seres humanos, otros Roedores, seres humanos Cerdos, seres humanos

Mundial

China, India Lejano Oriente, India Lejano Oriente, Balcanes, norte de África

a Las larvas también pueden madurar en las vellosidades intestinales de seres humanos y ratones. b T. solium puede producir infecciones intestinales o cisticercosis. Sus huevos son idénticos a los de

T. saginata; los escólices y los segmentos de las dos especies son diferentes. c Cuando hay dos hospedadores intermedios, el primero está separado del segundo por un guión. Los hospedadores definitivos son infectados por el segundo hospedador intermedio.

Fase del parásito

EIA

Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis

Tejido o líquido corporal

Distribución geográfica

CAPÍTULO e16

Hospedadores del ciclo vital

d Los huevos alcanzan raramente las heces durante la fase aguda de la enfermedad. Nota: WB, western blot; SNC, sistema nervioso central; EIA, enzimoinmunoanálisis. Las pruebas serológicas incluidas en los cuadros e16-1, e16-2 y e16-3 se encuentran disponibles en el comercio o en los Centers for Disease Control and Prevention, Atlanta, GA.

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CUADRO e16-2 INFECCIONES POR VERMES REDONDOS Hospedadores del ciclo vital

Parásito

Distribución geográfica

PARTE 7 Enfermedades infecciosas

Nematodos tisulares Trichinella spiralis (triquinosis) Wuchereria bancrofti (filariosis)

Definitivos

Fecal-oral

Seres humanos Huevos

Piel perianal

—

Tierra, fecal-oral

Seres humanos Huevos

Heces

—

Tierra, fecal-oral

Seres humanos Huevos

Heces

—

Sx de migración pulmonar

Tierra → piel

Seres humanos Huevos/larvas

Heces

—

Sx de migración pulmonar, anemia

Tierra → piel

Seres humanos Huevos/larvas

Heces

—

Sx de migración pulmonar, anemia

Tierra → piel

Seres humanos Larvas

EIA

Diseminación en inmunodeficiencia

Sureste asiático, Taiwán, Egipto

Pescado crudo

Aves

Heces, esputo, líquido duodenal Heces

—

Malabsorción/autoinfección, biopsia

Mundial

Cerdos/seres humanos Mosquitos

Larvas Cerdos/seres humanos Seres humanos Microfilarias

Músculo

EIA

Biopsia muscular

EIA, RAPID

Periodicidad nocturnaa

Mosquitos

Seres humanos Microfilarias

Sangre, ganglios linfáticos Sangre

Brugia malayi (filariosis)

EIA, RAPID

Nocturna

Loa loa (gusano ocular de África) Onchocerca volvulus (ceguera de los ríos) Dracunculus medinensis (gusano de Guinea) Angiostrongylus cantonensis

Moscas del man- Seres humanos Microfilarias go (Chrysops) Moscas negras Seres humanos Adultos/larvas Cyclops Seres humanos Adultos/larvas Caracoles/babo- Ratas Larvas sas, gambas/ peces

Sangre

—

Piel/ojos

—

Piel

—

LCR (raramente)

—

Puede ser visible en el ojo, diurna Analizar ganglios o biopsias cutáneas Puede ser visible en la lesión Meningitis eosinofílica

Tierra → piel

Perros/gatos, Larvas seres humanos

Piel

—

Anquilostoma canino y felino

Tierra, fecal-oral

Perros/gatos, Larvas seres humanos

Vísceras, SNC, ojos

EIAb

También causada por vermes redondos de otras especies

Zonas costeras tropicales y subtropicales Asia, subcontinente indio África central y occidental África, México, América Central y del Sur África Sureste asiático, Pacífico, Caribe

Síndromes de larva migrans Ancylostoma braziliense Zonas tropicales y (erupción larva migratempladas toria) Toxocara canis y T. cati (larva migratoria visceral)

Zonas tropicales y templadas

a La sangre debe ser extraída a medianoche, excepto en el caso de infecciones contraídas en el

Pacífico sur. b La presencia de hemaglutininas es un dato útil.

del laboratorio y al patólogo quirúrgico cuando se sospecha una parasitosis. La interacción continua con ese personal y con los patólogos mejora la posibilidad de explorar con gran cuidado los parásitos en líquidos corporales o fragmentos para biopsia, tarea que deberán realizar las personas más capaces.

PARÁSITOS INTESTINALES Casi todos los helmintos y protozoos abandonan el cuerpo con las heces. Habrá que pedir a la persona que guarde sus heces en un recipiente limpio de cartón, registre la hora en que los recogió en el recipiente. Es importante no contaminar la muestra con agua (que puede contener protozoos vivos) ni orina. Las muestras de excremento deben recogerse antes de ingerir bario u otros materiales de contraste para métodos radiológicos y antes de consumir antidiarreicos y antiácidos, porque estos últimos cambian la consistencia de las heces e interfieren en la detección microscópica de los parásitos. Muchos parásitos cíclicamente abandonan el cuerpo por medio de las heces, razón por la cual habrá que estudiar, como mínimo, tres muestras obtenidas en días alternos. El estudio de una sola muestra puede ser hasta 50% menos sensible. Cuando son inevitables retrasos en el transporte al laboratorio, las muestras fecales se deben mantener en alcohol polivinílico o en otro fijador para la conservación de

Fase del parásito

Pruebas serológicas Otros

Intermedios (transmisión)

Vermes redondos intestinales Enterobius vermicularis Zonas templadas y (oxiuro) tropicales Trichuris trichiura Zonas templadas y (tricocéfalos) tropicales Ascaris lumbricoides (verZonas templadas y mes redondos del ser tropicales humano) Ancylostoma duodenale Eurasia, África, Pacífico (anquilostoma del Viejo Mundo) Necator americanus (anEstados Unidos, quilostoma del Nuevo África, mundial Mundo) Strongyloides stercoralis Trópicos y subtrópi(estrongiloidosis) cos húmedos Capillaria philippinensis

Diagnóstico Tejido o líquido corporal

Huevos, larvas, adultos

Prueba de la “cinta adhesiva transparente” Prolapso rectal

Nota: Sx, signos y síntomas; EIA, enzimoinmunoanálisis; SNC, sistema nervioso central; LCR, líquido cefalorraquídeo; RAPID, prueba inmunográfica rápida [disponible en los National Institutes of Health (301-496-5398)].

los trofozoítos protozoos. Los nuevos equipos de recolección con instrucciones para que el paciente transfiera partes de la muestra directamente al fijador y al medio de transporte bacteriano, pueden aumentar la obtención de trofozoítos. La refrigeración también conserva los trofozoítos durante unas horas y los quistes de protozoos y los huevos de helmintos durante varios días. El análisis de las muestras de excremento incluye su estudio macroscópico y microscópico. Hay mayor probabilidad de que las heces acuosas o laxas (diarreicas) contengan trofozoítos de protozoos, pero los quistes de ellos y los helmintos en todas las etapas se detectan en las heces formadas. Si se identifican vermes adultos o segmentos de gusanos planos (platelmintos) habrá que transportarlos inmediatamente al laboratorio o se les lavará y conservará en un medio fijador para estudio ulterior. El único platelminto con segmentos móviles es Taenia saginata, que es la tenia de los vacunos, y a veces el paciente lleva tales fragmentos al médico. Su movilidad constituye una característica importante y definitoria, porque los huevecillos de T. saginata y Taenia solium (la causa de la cisticercosis) son de morfología prácticamente idéntica. El estudio microscópico de los excrementos es completo sólo después de valorar y evaluar los preparados húmedos en forma directa y practicar técnicas de concentración, en las que se usarán muestras para tinción permanente.

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CUADRO e16-3 INFECCIONES POR PROTOZOOS Hospedadores del ciclo vital

Diagnóstico Tejido o líquido corporal

Distribución geográfica

Intermedios (transmisión)

Definitivos

Fase del parásito

Fecal-oral

Seres humanos

Trof, quiste

Giardia lamblia (giardiosis)

Mundial, especialmente trópicos Mundial

Fecal-oral

Seres humanos

Trof, quiste

Isospora belli Cryptosporidium

Mundial Mundial

Fecal-oral Fecal-oral

Ooquiste Ooquiste

Cyclospora cayetanensis

¿Mundial?

Fecal-oral

Seres humanos Seres humanos, otros animales Seres humanos, ¿otros animales?

Ooquiste

Heces, hígado EIA, detección de antígenos Heces Detección de antígenos Heces — Heces Detección de antígenos Heces —

Microsporidium (Enterocytozoon bieneusi, especies de Encephalitozoon) (microsporidiosis) Amebas de vida libre

¿Mundial?

?

Animales, seres humanos

Espora

Heces

—

Naegleria

Mundial

Agua tibia

Seres humanos

Trof, quiste

DFA

Acanthamoeba

Mundial

Tierra, agua

Seres humanos

Trof, quiste

SNC, fosas nasales SNC, piel, córnea

DFA

Biopsia, exudado nasal, cultivo Biopsia, raspados, cultivo

Mosquitos

Seres humanos

Asexual

Sangre

Uso limitado

PCR

Garrapatas

Roedores, seres humanos

Asexual

Sangre

IIF

Especies animales, en asplenia, PCR

Moscas tsé-tsé

Seres humanos, herbívoros

Trip

Sangre, LCR

IIFb

También chancro, ganglios linfáticos

Moscas tsé-tsé

Seres humanos, cerdos

Trip

Sangre, LCR

También chancro, ganglios linfáticos

Seres humanos, perros, animales salvajes Seres humanos, perros, roedores

Amastigoto, Múltiples trip órganos/ sangre Amastigoto Piel

Aglutinación en tarjeta, IIFb,c IIF, EIA

IFA, EIAd

Biopsia, raspados, cultivo

Seres humanos, perros, roedores Seres humanos, perros, animales salvajes Gatos

Amastigoto Piel, mucosas

IFA,b EIA

Biopsia, raspados, cultivo

Amastigoto Sistema RE

IFA,b EIA

Biopsia, cultivo, PCR

Quiste, trof

EIA, IIF

PCR

Parásito

Pruebas serológicas Otros

Protozoos intestinales Entamoeba histolytica (amebosis)

México → Sudamérica

Redúvidos (triatomos)

Leishmania tropica, etc.

Muy difundida en trópicos y subtrópicos México → Sudamérica Muy difundida en trópicos y subtrópicos Mundial

Mosquitos (Phlebotomus)

L. braziliensis (mucocutánea) L. donovani (kala-azar)

Toxoplasma gondii (toxoplasmosis)

Mosquitos (Lutzomyia) Mosquitos (Phlebotomus) Seres humanos, otros mamíferos

a La acidorresistencia se demuestra mejor por fluorescencia con auramina o con tinción acidorre-

sistente modificada. b Ponerse en contacto con los CDC en el 770-488-7760. c La Organización Mundial de la Salud proporciona tarjetas de aglutinación a los países endémicos. d Especificidad limitada; más sensible para L. donovani.

Antes de aceptar un señalamiento de que no se identificaron huevos y parásitos como declaración final, el médico insistirá en que el laboratorio lleve a cabo cada uno de los métodos en cuestión. Algunos parásitos intestinales se detectan con mayor facilidad en material diferente de los excrementos. Por ejemplo, a veces se necesita utilizar la prueba de la cuerda para obtener muestras del contenido duodenal y así identificar Giardia lamblia, Cryptosporidium y larvas de Strongyloides. Con la técnica de la “cinta adhesiva transparente” se detectan huevos de oxiuros en la piel perianal y sirve también para obtener huevos de T. saginata depositados en la misma zona cuando se desintegran los segmentos desprendibles (cuadro e16-4). Se utilizan dos soluciones habituales para hacer los preparados húmedos e identificar las diversas fases de helmintos y protozoos: solución salina fisiológica en el caso de trofozoítos, quistes, huevos y larvas y solución de yodo

SNC, ojos, músculos, otros

Acidorresistenciaa Acidorresistencia,a DFA, biopsia, PCR Acidorresistencia,a safranina modificada, autofluorescencia, biopsia, PCR Tricromo modificado, acidorresistencia,a biopsia, PCR

Reactivación en inmunosupresión

Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis

T. cruzi (enfermedad de Chagas)

Prueba del hilo, DFA, PCR

CAPÍTULO e16

Protozoos hemáticos y tisulares Especies de Plasmodium Subtrópicos y (paludismo) trópicos Babesia microti (babesiosis) Estados Unidos, especialmente Nueva Inglaterra Trypanosoma rhodesiense África Oriental (enfermedad del sueño subsahariana africana) T. gambiense (enfermedad África occidental del sueño africana) subsahariana

Ecografía, CT hepáticos, PCR

Nota: trof, trofozoíto; trip, forma tripomastigota; IIF, inmunofluorescencia indirecta (indirect immunofluorescence); RE, reticuloendotelial; PCR, reacción en cadena de la polimerasa; EIA, enzimoinmunoanálisis; SNC, sistema nervioso central; IFA, anticuerpo fluorescente indirecto (indirect fluorescent antibody); LCR, líquido cefalorraquídeo; DFA, anticuerpo fluorescente directo (direct fluorescent antibody).

diluida para quistes y huevos de protozoos. Nunca se utilizará la solución yodada para estudiar muestras en busca de trofozoítos, porque destruirá a los parásitos y así eliminará su movilidad característica. Los dos métodos de concentración más practicados para detectar números pequeños de quistes y huevos son la sedimentación en formol-éter y la flotación en sulfato de cinc. Es preferible la técnica de formol-éter, porque todos los parásitos sedimentan, pero no todos flotan. Es importante preparar antes de la concentración extensiones que se teñirán permanentemente con colorantes, para identificar trofozoítos. A partir del concentrado se podrán hacer más extensiones, que se teñirán en busca de quistes y huevos. En muchos casos, particularmente en los esfuerzos por diferenciar Entamoeba histolytica de otras amebas, hay que considerar como provisional la identificación de parásitos en preparados húmedos o concentrados. Las exten-

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PARTE 7 Enfermedades infecciosas

estudio microscópico. Los cuadros e16-5 y e16-6 aportan información Parásitos y fases en excrementos Otros métodos diagnósticos adicional sobre la identificación de parásitos en muestras obtenidas Vermes planos (cestodos) de localizaciones anatómicas espeHuevos y segmentos de Taenia saginata Método de la aplicación perianal de “cinta adhesiva transparente” en busca de cíficas. Las técnicas de laboratorio huevecillos para detectar parásitos en otros Huevos y segmentos de T. solium Métodos serológicos; fragmento de biopsia de encéfalo en busca de neurocistilíquidos corporales son similares a cercosis las usadas en el estudio de los excreDuelas (trematodos) mentos. En lo que toca a todos los Huevos de Clonorchis (Opisthorchis) Estudio de la bilis en busca de huevos y formas adultas en la colangitis líquidos corporales, el médico debe sinensis insistir en que se realicen preparaHuevos de Fasciola hepatica Estudio de la bilis en busca de huevos y formas adultas en la colangitis dos húmedos, técnicas de concenHuevos de especies de Paragonimus Estudios serológicos; esputo, biopsia de pulmón o encéfalo en busca de larvas tración y tinciones permanentes. Huevos de Schistosoma Estudios serológicos en todos los casos; fragmentos pequeños de tejido rectal (en Las tinciones tricrómica o de hemaparticular S. mansoni), orina (S. haematobium) biopsia y ecografía de hígado toxilina férrica son satisfactorias en Vermes redondos el caso de todos los helmintos hísticos presentes en líquidos corporaHuevos y adultos de Enterobius vermicularis Prueba de aplicación perianal de “cinta adhesiva transparente” en busca de les distintos de la sangre, pero será huevecillos y adultos posible observar más fácilmente las Huevos de Trichuris trichiura Ninguno Huevos y adultos de Ascaris lumbricoides Estudio del esputo en busca de larvas en neumopatías microfilarias y los protozoos hemáHuevos y larvas ocasionales de uncinarias Estudio del esputo en busca de larvas en neumopatías ticos si son teñidos con la técnica de Larvas de Strongyloides Material de aspiración duodenal o biopsia de yeyuno; estudios serológicos; Giemsa o Wright. biopsia de esputo o pulmón en busca de larvas filariformes en la enfermedad Los parásitos que más suelen ser diseminada detectados en extensiones de sangre Protozoos teñidas con Giemsa son los plasmodios, las microfilarias y los triTrofozoítos y quistes de Entamoeba Estudios serológicos, biopsia de hígado en busca de trofozoítos panosomas africanos (cuadro e16histolytica 5). Casi todas las personas con Trofozoítos y quistes de Giardia lamblia Material de aspiración duodenal o biopsia yeyunalb enfermedad de Chagas acuden al Material de aspiración duodenal o biopsia yeyunalb Ooquistes de Isospora belli Material de aspiración duodenal o biopsia yeyunalb Ooquistes de Cryptosporidium médico cuando se encuentran en la Material de aspiración duodenal o biopsia yeyunalb Esporas de Microsporidium fase crónica, en que no se detecta microscópicamente Trypanosoma a En el texto se señalan las técnicas de coloración y concentración. b El método comercial con la cuerda es satisfactorio; Isospora y Cryptosporidium son acidorresistentes. cruzi en las extensiones de sangre. Los preparados húmedos a veces son más sensibles que las extensiosiones teñidas permanentemente permitirán estudiar los detalles celulares ne- nes teñidas para detectar microfilarias y tripanosomas africanos, porque estos cesarios para la identificación definitiva. Para los estudios básicos es excelen- parásitos activos provocan un movimiento apreciable de los eritrocitos en el te la tinción con hematoxilina férrica, pero la tinción tricrómica, que se puede campo microscópico. La filtración de la sangre por medio de nucleoporos facompletar en 1 h, es una alternativa satisfactoria y con ella también se detectan cilita la detección de las microfilarias. Las formas de amastigoto intracelular de los parásitos en muestras conservadas en alcohol polivinílico como fijador. La especies de Leishmania y T. cruzi a veces se observan en las extensiones teñitinción acidorresistente modificada y la microscopia fluorescente con aurami- das, hechas de sangre periférica, pero son fuentes mejores el material aspirado na son auxiliares útiles para la detección y la identificación de varios protozoos intestinales, como CrypCUADRO e16-5 IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS EN SANGRE Y OTROS LÍQUIDOS CORPORALES tosporidium y Cyclospora (cuadro e16-3). Líquido corporal, parásito Enriquecimiento/tinción Técnica de cultivo CUADRO e16-4 OTROS PROCEDIMIENTOS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO DE PARÁSITOS QUE ESTÁN EN LOS EXCREMENTOSa

PARÁSITOS EN SANGRE Y TEJIDOS

Sangre

La invasión de los tejidos por protozoos y helmintos dificulta mucho la selección de técnicas diagnósticas. Por ejemplo, los médicos deben saber que la aspiración de un absceso amebiano del hígado rara vez permite identificar E. histolytica, porque los trofozoítos están situados ante todo en las paredes del absceso. Tampoco deben olvidar que el sedimento de orina constituye el medio más apropiado para detectar Schistosoma haematobium en el inmigrante etíope joven o en el estadounidense viajero que vuelve de África y muestra hematuria. Los cuadros e16-1, e16-2 y e16-3, donde se hace una revisión rápida de la distribución geográfica y ubicaciones anatómicas de los principales parásitos de tejidos, serán útiles para que el médico seleccione el líquido corporal o el sitio para obtener el material de biopsia más apropiado, que serán sometidos a

Especies de Plasmodium Especies de Leishmania Tripanosomas africanosa Trypanosoma cruzic Toxoplasma gondii Microfilariad

Extensiones de gota gruesa y fina/Giemsa o Wright Capa de leucocitos/Giemsa Capa de leucocitos (columna aniónica/preparado húmedo y Giemsa) Igual que en las especies africanas Capa de leucocitos/Giemsa Filtración por Nucleopore/preparado húmedo y Giemsa

No es útil en el diagnóstico Se pueden obtener medios de cultivo de los CDC Inoculación en ratón o ratab Igual que en el párrafo anterior y xenodiagnóstico Líneas celulares de fibroblastos Ninguno

Orina Schistosoma haematobium Centrifugación/preparado húmedo Microfilarias (en quiluria) Igual que en el caso de la sangre

Ninguno Ninguno

Líquido cefalorraquídeo Tripanosomas africanos Naegleria fowleri

Centrifugación, columna aniónica, prepara- Igual que en el caso de la sangre do húmedo y Giemsa Centrifugación, preparado húmedo y Agar no nutritivo superpuesto a Escherichia coli Giemsa o colorante tricrómico

a Trypanosoma rhodesiense y T. gambiense. b Los ratones a quienes se inyectaron por vía intraperitoneal 0.2 ml de sangre heparinizada completa (0.5 ml en ratas). Después de cinco días, hay que

revisar todos los días la sangre de la cola en busca de tripanosomas, como se describió en párrafos anteriores. Puede solicitarse información para diagnóstico y tratamiento a los CDC (770-488-7775). c Detectable en la sangre por técnicas convencionales sólo durante la fase aguda de la enfermedad. Se obtienen buenos resultados con el xenodiagnós-

tico en 50%, aproximadamente, de personas con enfermedad de Chagas crónica. d Hay que extraer sangre en el día (a las 10:00 a 14:00 horas) y en la noche (22:00 a 02:00 horas) para llevar al máximo la posibilidad de detectar Wuchere-

ria, excepto en las cepas del Pacífico, Brugia (nocturna) y Loa loa (diurna).

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CUADRO e16-6 MÉTODOS MENORES PARA EL DIAGNÓSTICO DE PARASITOSIS Microfilarias de Onchocerca volvulus y Mansonella streptocerca

Fragmentos pequeños de piel: elevar la piel con una aguja y extraer un promedio de 1 mg hasta una profundidad de 0.5 mm, de varios sitios. Pesar cada muestra, colocarla en 0.5 ml de solución salina durante 4 h y hacer preparados húmedos para estudio y tinción con Giemsa de la solución salina, en forma directa después de filtración. Hacer un recuento de las microfilariasa Fragmentos de biopsia de nódulos subcutáneos: teñir los cortes habituales con técnicas histopatológicas, y las extensiones por impresión, con Giemsa Fragmentos de biopsia de músculos: extraer en promedio 1.0 g del deltoides o de los gemelos y comprimir el fragmento entre dos laminillas para estudio microscópico directo Fragmentos pequeños de tejido rectal: tomar fragmentos de 2 mg de cuatro zonas de la mucosa; extenderlos en una laminilla y aplanarlos con otra más antes de su estudio directo con microscopio 10x; los preparados pueden fijarse en alcohol o teñirse Material de aspiración de un chancro o un ganglio linfático:b aspirar el centro con una aguja de calibre 18; colocar una gota en una laminilla y buscar en ella formas móviles. Si el material tiene un volumen insuficiente se puede teñir con técnica de Giemsa “Raspaduras” de córnea: el oftalmólogo será el encargado de extraer la muestra, para teñirla inmediatamente con Giemsa y hacer cultivo en agar nutritivo, con capa superior de Escherichia coli Material obtenido con aplicador, aspiración o fragmentos en sacabocado de lesiones cutáneas: extraer la muestra del borde de la lesión en caso de tinción con Giemsa de extensiones por impresión y corte y cultivo en medios especiales obtenidos de los CDC

DETECCIÓN DE ANTICUERPOS Y ANTÍGENOS

Se cuenta con innumerables técnicas de valoración de anticuerpos en el caso de la invasión de Adultos de Loa loa y adultos y parásitos hísticos importantes; muchas de ellas microfilarias de O. volvulus se incluyen en el cuadro e16-8 y se puede obtener información en los Centers for Disease ConLarvas de Trichinella spiralis (y trol and Prevention (CDC) en Atlanta. Hay que tal vez cisticercos de Taenia interpretar con cautela los resultados de métodos solium) serológicos no incluidos en tales cuadros. Huevos de todas las especies de La utilidad de las valoraciones de anticuerSchistosoma, pero en particupos disminuye con algunos factores. Por ejemlar S. mansoni plo, las técnicas más indicadas para diagnosticar el paludismo en sujetos individuales siguen Tripomastigotos de Tripanosoma siendo las extensiones de gotas gruesas y finas gambiense y T. rhodesiense (de sangre), porque los títulos diagnósticos de anticuerpos contra los plasmodios surgen lentamente y no permiten diferenciar entre esTrofozoítos y quistes de especies pecies, lo cual constituye un paso crítico en el de Acanthamoeba tratamiento. Los antígenos de filarias muestran reacción cruzada con los de otros nematodos; Especies cutáneas y mucococucomo sucede en los estudios de cuantificación táneas de Leishmania de anticuerpos contra muchos parásitos, la presencia del anticuerpo en el análisis específico de filarias no permite diferenciar entre las infeca Si el número rebasa 100 mg, conlleva un riesgo importante de complicaciones. ciones pasadas y las actuales. A pesar de estas b La aspiración de ganglios linfáticos está contraindicada en algunas infecciones y debe utilizarse con gran cautela. limitaciones específicas, la distribución geográfica circunscrita de muchos parásitos en el trópico mejora la utilidad diagnóstica de la presende médula ósea, hígado y bazo para la detección microscópica y el cultivo de cia o la ausencia de anticuerpos en personas que han viajado desde países Leishmania en el kala-azar y de T. cruzi en la enfermedad de Chagas cróni- industrializados. En cambio, una gran proporción de la población mundial ca. El diagnóstico de paludismo y la diferenciación crítica entre las especies ha sido expuesta a Toxoplasma gondii y la presencia de anticuerpo IgG contra de Plasmodium se hacen por el estudio microscópico de extensiones de gota dicho microorganismo no constituye una prueba de que exista enfermedad activa. gruesa y fina teñidas (cap. 203). Casi todos los parásitos de los tejidos se tiñen con el método tradicional de hematoxilina y eosina, pero también habrá que teñir los fragmentos quirúrgiCUADRO e16-7 PARÁSITOS QUE A MENUDO ORIGINAN EOSINOFILIAa cos para biopsia con colorantes especiales y apropiados. El patólogo quirúrgico, acostumbrado a usar tinciones argénticas para identificar Pneumocystis Parásito Comentario en esputo inducido y material de biopsia transbronquial, quizá no deba olviVermes planos (cestodos) dar el estudio de preparados húmedos y preparados teñidos con hematoxilina Echinococcus granulosus Cuando se fuga el contenido del quiste férrica de muestras de pulmón, en busca de huevos de helmintos y E. histolyhidatídico tica. El clínico también podrá recomendar al cirujano y al patólogo algunas Taenia solium Durante el enquistamiento en músculos y en técnicas óptimas para identificar parásitos en muestras obtenidas con ciertos LCR en caso de neurocisticercosis procedimientos menores especializados (cuadro e16-6). Por ejemplo, algunas Duelas (trematodos) técnicas sencillas son la ablación de fragmentos de piel para el diagnóstico de oncocercosis, la obtención de fragmentos pequeños de recto para el de esquisEspecies de Paragonimus Uniformemente grande en la etapa aguda Fasciola hepatica Puede ser grande en la etapa aguda tosomosis y la técnica en sacabocado de lesiones cutáneas para la identificaClonorchis (Opisthorchis) Variable ción y el cultivo de especies cutáneas y mucocutáneas de Leishmania, pero a sinensis veces no se confirma el diagnóstico en caso de que las muestras hayan sido Schistosoma mansoni 50% de los viajeros infectados reunidas y preparadas deficientemente.

MÉTODOS INESPECÍFICOS La eosinofilia (>500/μl) suele acompañar a las infecciones por muchos de los helmintos hísticos; en la triquinosis y las fases migratorias de la filariosis aumentan las cifras absolutas de eosinófilos (cuadro e16-7). Los helmintos intestinales desencadenan eosinofilia sólo durante la migración de las larvas por los pulmones. La eosinofilia no es una manifestación de las infecciones por protozoos, con las excepciones posibles de las causadas por Isospora y Dientamoeba fragilis. A semejanza de la anemia microcítica hipocrómica de la anquilostomosis o uncinariosis intensas, otras anormalidades inespecíficas de los estudios de laboratorio pueden sugerir parasitosis en personas con la exposición apropiada de tipo geográfico, ambiental o de ambos tipos. Las pruebas bioquímicas de cirrosis o de alteraciones del sedimento urinario en un migrante africano plantea sin duda la posibilidad de esquistosomosis, y entre los signos definitorios del paludismo están la anemia y la trombocitopenia en un viajero o migrante con fiebre. La tomografía computadorizada (computed tomography, CT) y las imágenes por resonancia magnética (magnetic resonance imaging,

S. haematobium S. japonicum Vermes redondos Ascaris lumbricoides Especies de Ancylostoma Strongyloides stercoralis Trichinella spiralis Especies de filariasb Especies de Toxocara Ancylostoma braziliense Gnathostoma spinigerum Angiostrongylus cantonensis A. costaricensis

Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis

Técnica

CAPÍTULO e16

Parásitos y etapa

MRI) también contribuyen al diagnóstico de e117 infecciones por muchos parásitos hísticos y se han tornado en complementos utilísimos para el diagnóstico de la neurocisticercosis y la toxoplasmosis cerebral.

25% de viajeros infectados Incluso 6 000 células/μl en la infección aguda Durante la migración de las larvas Durante la migración de las larvas Profunda en la migración y en los primeros años de la infección Incluso 7 000 células/μl Varía, pero puede llegar a 5 000 a 8 000 células/μl Más de 3 000/μl En la erupción cutánea extensa En la larva migratoria visceral y la meningitis eosinofílica En la meningitis eosinofílica

En la migración larvaria en vasos mesentéricos

a Prácticamente todas las helmintosis conllevan eosinofilia. El cuadro incluye parásitos comunes y

poco comunes que suelen desencadenar tal signo durante su infección. b Wuchereria bancrofti, especies de Brugia, Loa loa y Onchocerca volvulus.

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CUADRO e16-8 PRUEBAS SEROLÓGICAS Y MOLECULARES EN LAS PARASITOSISa Parásito, infección Anticuerpos Antígeno o DNA/RNA

método de anticuerpos fluorescentes de diversos protozoos parásitos (cuadro e16-8).

Vermes planos

TÉCNICAS MOLECULARES

Equinococosis Cisticercosis

WB, EIA WB

Duelas Paragonimosis Esquistosomosis Fasciolosis

WB, EIAb EIA, WB EIAb

Vermes redondos Estrongiloidosis Triquinelosis Toxocarosis Filariosis

EIA EIA EIA EIAc

RAPIDc

Protozoos

PARTE 7 Enfermedades infecciosas

Amebosis Giardiosis Criptosporidiosis Paludismo (todas las especies) Babesiosis Enfermedad de Chagas Leishmaniosis Toxoplasmosis Micorosporidiosis Ciclosporosis Acantamebosis Naegleriosis Balmutiosis

IIFd

EIA,b RAPID,b PCR EIA,b RAPID,b DFA, PCR EIA,b DFA, RAPID,b PCR PCR

IIF IIF, EIA

PCR PCR

IIF, EIA IIF, EIA (IgM)e

PCRb PCRb PCR PCR DFA, PCR DFA, PCR DFA

EIA

a A menos que se indique de otra forma, todas las pruebas están disponibles en los Centers for Disease Control and Prevention (CDC) de Estados Unidos. b Sólo en laboratorios comerciales o de investigación. c Disponible en los NIH (301-496-5398)y comercialmente. d De uso limitado en el tratamiento de la enfermedad aguda. e La determinación de la infección en los últimos tres meses puede requerir pruebas adicionales en un laboratorio de investigación. Nota: EIA, enzimoinmunoanálisis; WB, western blot; IIF, inmunofluorescencia indirecta; DFA, anticuerpo fluorescente directo; PCR, reacción en cadena de la polimerasa; RAPID, prueba inmunográfica rápida. La mayor parte de los estuches de detección de anticuerpos y antígenos de parásitos están disponibles comercialmente. La mayor parte de las PCR enumeradas están actualmente disponibles en los CDC y en laboratorios, comerciales o de investigación. Contacto con el Dr. Alexandre da Silva en los CDC (770-488-4072).

Se cuenta con menos métodos de valoración de anticuerpos para el diagnóstico de infecciones por parásitos intestinales. E. histolytica sería la excepción importante. En el diagnóstico de amebosis resultan sobremanera de utilidad los métodos serológicos específicos y sensibles. En la actualidad se cuenta con estuches comerciales para identificar el antígeno mediante una técnica de inmunosorbencia enzimática o el microorganismo completo mediante el

Actualmente, la hibridación de DNA con sondas que se repiten muchas veces en el genoma de un parásito específico y la amplificación de un fragmento de DNA específico por la reacción en cadena de la polimerasa (polymerase chain reaction, PCR) se han impuesto como técnicas útiles para el diagnóstico de varias infecciones por protozoos (cuadro e16-8). Aunque la PCR es muy sensible, es un complemento de las técnicas convencionales para la detección de parásitos y debe solicitarse sólo cuando los procedimientos microscópicos e inmunodiagnósticos no puedan establecer el diagnóstico probable. Por ejemplo, sólo está justificada la realización de la PCR para el diagnóstico o el tratamiento adecuado del paludismo ante múltiples frotis de sangre negativos o si no se puede identificar la especie infectante. Además de la PCR de sangre anticoagulada, el CDC (contactar con el Dr. Alexandre da Silva, 770-488-4072, para los detalles) y varios laboratorios comerciales realizan ahora PCR para la detección de algunos parásitos específicos en muestras de heces, biopsias y líquido de lavado broncoalveolar (cuadro e16-8). Aunque en la actualidad se usa la PCR principalmente para la detección de protozoos, es probable que los activos esfuerzos de investigación establezcan su factibilidad para la detección de varios helmintos.

LECTURAS ADICIONALES Fleck SL, Moody AH: Diagnostic Techniques in Medical Parasitology. London, Wright, 1988 Freedman DO et al: Spectrum of disease and relation to place of exposure among ill returned travelers. N Engl J Med 354:119, 2006 Garcia LS: Laboratory identification of the microsporidia. J Clin Microbiol 40:1892, 2002 et al: Algorithms for detection and identification of parasites, in Manual of Clinical Microbiology, 9th ed, vol 2, PR Murray et al (eds). Washington, DC, ASM Press, 2007, pp 2020–2039 Herwaldt BL: Cyclospora cayetanensis: A review, focusing on the outbreaks of cyclosporiasis in the 1990s. Clin Infect Dis 31:1040, 2000 Seybolt LM et al: Diagnostic evaluation of newly arrived asymptomatic refugees with eosinophilia. Clin Infect Dis 42:363, 2006 Tanyuksel M et al: Laboratory diagnosis of amebiasis. Clin Microbiol Rev 16:713, 2003 Walker M et al: Parasitic central nervous system infections in immunocompromised hosts: Malaria, microsporidiosis, leishmaniasis, and African trypanosomiasis. Clin Infect Dis 42:115, 2006 Wilson M et al: Toxoplasma, in Manual of Clinical Microbiology, 9th ed, vol 2, PR Murray et al (eds). Washington, DC, ASM Press, 2007, pp 2070–2081 et al: Molecular immunological approaches to the diagnosis of parasitic infection, in Manual of Molecular and Clinical Laboratory Immunology, 7th ed, B Detrick et al (eds). Washington, DC, ASM Press, 2006, pp 557–568

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