MINISTERIO DE SALUD INSTITUTO NACIONAL DE SALUD CENTRO DE INFORMACIÓN Y DOCUMENTACIÓN CIENTÍFICA

IDENTIFICACIÓN DE FUENTES DE ALIMENTACION E INFECCIÓN POR TRYPANOSOMA CRUZI EN PANSTRONGYLUS HERRERI EN UTCUBAMBA , AMAZONAS - PERÚ SERIE INFORMES TÉCNICOS Nº41

ABRAHAM G. CÁCERES SILVIA VEGA CHIRINOS JESÚS ANTONIO PINTO CABALLERO ANTERO GONZÁLES PÉREZ CESAR NÁQUIRA VELARDE

2006

IDENTIFICACIÓN DE FUENTES DE ALIMENTACION E INFECCIÓN POR TRYPANOSOMA CRUZI PANSTRONGYLUS HERRERI EN UTCUBAMBA , AMAZONAS - PERÚ

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CODIGO OGITT: 2-01-05-03-056 IDENTIFICACIÓN DE FUENTES DE ALIMENTACION E INFECCIÓN POR TRYPANOSOMA CRUZI EN PANSTRONGYLUS HERRERI EN UTCUBAMBA , AMAZONAS - PERÚ

Abraham G. Cáceres, *Silvia Vega Chirinos, *Jesús Antonio Pinto Caballero, Antero Gonzáles Pérez**, +Cesar Náquira Velarde

Laboratorio de Entomología, Instituto Nacional de Salud e Instituto de Medicina Tropical “Daniel A. Carrión, UNMSM, *Laboratorio de Parasitología, INS, ** Instituto Nacional de Salud.

Correspondencia: Abraham G. Cáceres. División de Entomología, Centro Nacional de Salud Pública, INS. Teléfono: 4719920 - 458 E-mail: [email protected]

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RESUMEN

Objetivos: a) estandarizar la prueba de precipitina, b) conocer la fuente alimentaria de los triatominos capturados, c) captura de triatominos en ambientes intradomiciliarios, d) búsqueda

de la infección por T. cruzi en

triatominos colectados y e) adaptar colonias de triatominos al laboratorio. Material y Métodos: Localidades del distrito de Cajaruro, Utcubamba – Amazonas, fueron seleccionados para las capturas de los triatominos realizadas en el interior de viviendas (08:00 - 19:00 Horas), con linterna de mano y vasos colectores. La estandarización de la prueba de precipitina, se realizó en dos etapas: a) estandarización en la preparación de los antígenos y antisueros precipitantes y b) evaluación de la sensibilidad y especificidad de la prueba utilizando ninfas de Triatoma infestans de IV y V estadio, criadas en laboratorio y alimentadas con sangre de perro, cobayo y el hombre. Los ejemplares de P. herreri silvestres capturados en el distrito de Cajaruro, departamento de Amazonas, fueron evaluados utilizando la prueba de precipitina, para determinar sus fuentes de alimentación. El contenido intestinal de cada triatomino se impregno en papel filtro y se guardó a -20º C. Los antisueros utilizados fueron contra humano, perro, gato, cobayo y pollo, las cuales se enfrentaron con el contenido intestinal del triatomino. En los triatominos estudiados, se correlacionó, la fuente hemática con su infección intestinal por Trypanosoma. Los triatominos se adaptaron al laboratorio en cajas de tecnópor de 78 cm de largo X 59 cm de ancho X 25 cm de alto. Resultados. Se obtuvo títulos apropiados de antisueros para ejecutar la prueba, la cual resultó tener una mayor especificidad que sensibilidad. Se capturaron 102 ejemplares de P. herreri siendo todos de intradomiciliarios, de

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ellos 93 triatominos fueron examinados por la prueba de precipitina. La principal fuente de alimentación de P. herreri fue la sangre de cobayo, seguido de humano y de pollo. No se logró identificar la fuente de alimentación en 17 ejemplares de P. herreri. El índice trypano - triatomínico fue de 62,4%, estando asociado como principal fuente alimentaria al cobayo, seguido de pollo y de humano. Respecto a la adaptación de colonias al laboratorio, de los 79 ejemplares adultos de P. herreri se obtuvo 123 huevos de los cuales eclosionaron 70 y que a su vez dieron origen a 122 P. herreri de segunda generación. Discusión. La prueba de precipitina en tubos capilares, mostró mejor especificidad que sensibilidad debido a la absorción de los antisueros, con los sueros no correspondientes.

El alto índice de infección a T. cruzi

estuvo relacionado a la fuente de alimentación por cobayo, quien estaría contribuyendo a la presencia del vector en estas viviendas y como posible reservorio del parásito. Asimismo, el alto índice de infección relacionado a la fuente de identificación humana, indica que P. herreri tienen una alta antropofilia y una gran capacidad vectorial de la especie existiendo el peligro latente de transmisión de la Enfermedad de Chagas para esta zona.

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INTRODUCCIÓN

En el oriente del Perú existen áreas que presentan condiciones óptimas que favorecen para la presencia y proliferación de las diversas especies de triatominos, de las cuales, algunas especies están consideradas como vectores de la Enfermedad de Chagas; las condiciones óptimas son: clima, viviendas precarias, hacinamiento y escasa educación sanitaria de sus habitantes (9). Se conoce de la presencia de varias especies de vectores de la subfamilia Triatominae que tienen comportamiento domiciliario, destacando entre ellos el género Panstrongylus. En muchos casos las personas de estas áreas cohabitan con animales domésticos como: perros, gatos, aves de corral, cobayos, etc., que sirven de fuente de alimento de los triatominos y como reservorios del agente etiológico, favoreciendo así la presencia y colonización del vector; por lo tanto la aparición de la Enfermedad de Chagas en las personas; constituyendo un serio problema de salud pública. El desconocimiento de los diversos animales silvestres y domésticos de los cuales se alimentan los diversos triatominos y otros factores vinculados al hospedero, no permite llevar a cabo un efectivo control del vector, debido a que en la actualidad las medidas de control empleadas están dadas por el uso de insecticidas y van dirigidas únicamente a eliminar el vector.

En el Perú, solo se conoce un trabajo de investigación acerca de fuentes de alimentación en triatominos (Triatoma infestans) y que se realizo en la zona sur del Perú (16), resaltando la importancia de llevar a cabo mas estudios de este tipo, para lo cuál es necesario la estandarización de una técnica que pueda ser aplicada en forma rutinaria en la búsqueda del tipo de sangre ingerida por el

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vector. Para tal propósito, existe una prueba de precipitación en tubo capilar, conocida también como prueba de precipitina, que es sencilla, altamente específica y de bajo costo en comparación con otras, y que puede brindar datos de especial valor epidemiológico; como son el conocimiento de selección de hospederos, antropofilia por parte del vector, afinidad por los mamíferos, correlación entre infección trypanosómica y la fuente hemática, asimismo, esta información ayudará a diseñar y definir las estrategias de control del vector. Por otro lado, también cabe resaltar la importancia que tienen los triatominos de la zona, de estar infectado con T. cruzi, pues serian los responsables de la transmisión a las personas de la localidad.

En el presente trabajo se da a conocer: a) la estandarización de la prueba de precipitina con la finalidad de detectar cual o cuales son la (s)

fuente (s)

(animales) de alimentación (es) de P. herreri, b) el índice de infección Trypano triatomino (IITT) de los mismo triatominos utilizados en la prueba de precipitina, y c) el numero de generaciones de triatominos adaptados al laboratorio.

Objetivo General: Determinar las fuentes de alimentación e infección por T. cruzi de los triatominos intradomiciliarios del distrito de Cajaruro, Utcubamba, Amazonas - Perú. Objetivos Específicos: 

Estandarizar la prueba de precipitina.



Captura de triatominos en ambientes domiciliarios.



Conocer la fuente alimentaria de los triatominos capturados.



Búsqueda de la infección por T. cruzi en los triatominos colectados.



Adaptar colonias de triatominos al laboratorio.

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MATERIAL Y METODOS

Estandarización de la Prueba de Precipitina. Para la estandarización de esta prueba se utilizó la metodología de Siqueira, (1960) Preparación del Antígeno y Antisueros precipitante. Se utilizó suero de pollo como antígeno, con la finalidad de comprobar la reacción (control positivo A):

a) Antígenos. Se diluyo 5 mL de suero de pollo con 16 mL de agua destilada en un balón, adicionándole 18 mL de una solución al 10% de AlK(SO4).12H2O en agua destilada; ajustándose el pH a 6.5 con solución NaOH 5N. Se centrifugó la mezcla y se lavó el precipitado dos veces con solución fisiológica mertiolatada (1:10 000). El precipitado final se resuspendió en 20 mL de solución mertiolatada.

b) Método de Inmunización. El antisuero anti-pollo fue preparado en conejos (New Zelanda) con más de 2kg de peso y de aproximadamente dos meses de edad. Se inmunizó con 3 inoculaciones espaciadas en una semana y tres semana, siendo cada dosis de 1 mL de antígeno más 1 mL de adyuvante completo de freund colocando un volumen final de 3 en mL de antígeno La colecta del antisuero se realizó después de 10 días de la última dosis.

c) Titulación del Antisuero Precipitante. La titulación del antisuero antipollo, se realizó con la prueba de precipitina. Se hicieron diluciones del suero de pollo y se enfrento con el antisuero anti-pollo. El título fue definido por la

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mayor dilución del suero que provocó una formación de precipitado posterior a una hora de incubación con el respectivo antisuero.

Prueba de Precipitación. Para la prueba de precipitación se utilizaron tubos de 2,1 mm de diámetro x 40 mm de alto. El antisuero precipitante se tomó por capilaridad, hasta alcanzar una altura de 6 mm de alto; luego fueron colocados sobre un soporte de madera, el que se fijó con plastilina en el extremo basal adicionándole un volumen de suero similar al volumen de antisuero. Los tubos fueron incubados a temperatura ambiente por diferentes tiempos 1, 2 y 3 horas, así como a 37ºC por 1, 2 y 3 horas,

siendo positiva la prueba cuando se

observó la formación de un anillo blanco en el medio del tubo.

Prueba

de

Precipitación

empleando

Triatominos

alimentados

conservados en Laboratorio (control positivo B). Para esta prueba, también se ha utilizado la metodología de Siqueira (1960). Se utilizaron ejemplares de Triatoma infestans, (F1) criados en el laboratorio. 1. Preparación de antisueros precipitantes. a) Antígenos. Se utilizó suero de: humanos, perros, cobayos. Se obtuvo el suero de estos animales el cual se proceso siguiendo el método ya descrito, para la estandarización de la técnica. b) Método de Inmunización. Las inmunizaciones se realizaron de la misma manera que se realizó para la estandarización de la técnica, utilizando dos conejos por cada suero. c) Titulación de Anticuerpos Precipitantes. Las titulaciones de los antisueros se realizaron siguiendo el método ya descrito para estandarizar la técnica. Se hicieron diluciones de cada uno de los sueros correspondientes a

y

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cada antisuero. El título fue definido por la mayor dilución del suero que provocó una formación de precipitado posterior a una hora de incubación con el respectivo antisuero. d) Determinación de la Especificidad. La especificidad del antisuero para cada suero, se determinó cuando el antisuero no reaccionó con los sueros no correspondientes, en las diluciones 1:10 y 1:100 e) Absorción de Anticuerpos no Específicos. Se obtuvo una mezcla de todos los sueros no correspondientes a cada antisuero, luego se adicionó una parte de la mezcla a 100 partes del antisuero a ser absorbido. Seguidamente, se incubo por dos horas a 37° C y luego se dejó 12 horas a 4° C, luego se procedió a centrifugar y el sobrenadante se enfrento con cada suero no correspondiente usado para la absorción. f) Conservación del Suero Específico, con anticuerpos precipitantes. El antisuero se conservó en congelamiento a –20° C hasta el momento de su uso.

2. Prueba de Precipitación para la identificación del contenido intestinal en Triatoma infestans alimentadas en laboratorio. a) Triatoma infestans. Se utilizaron ninfas de III, IV y V estadio de T. infestans, criadas en laboratorio. Los antecesores de estos triatominos procedieron de la ciudad de Arequipa. b) Alimentación. Los triatominos fueron divididos en tres grupos de prueba (n=40) siendo en total 120 triatominos. Cada grupo de prueba fue alimentado durante 30 minutos con la sangre de perro, cobayo y humano. c) Preparación de los especimenes. Los triatominos fueron sacrificados en grupos a los 7, 14, 21 y 28 días después de su alimentación. Posteriormente se decapitaron obteniendo el contenido intestinal, el cual se trituró sobre papel

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filtro conservando en recipientes herméticos a –20° C (Gomes et al. 2001). Las manchas en papel filtro fueron recortadas un día anterior a la ejecución de la prueba y puestas al fondo de los tubos con 1,5mL de solución salina al 0,85%. Estos tubos fueron centrifugados por 5 minutos a 2000rpm. El sobrenadante se retiro y fue vertido sobre el antisuero precipitante en el interior de los tubos para llevar a cabo la prueba (Siqueira, 1960).

Aplicación de la Prueba de Precipitina en Panstrongylus herreri procedentes de la localidad de Cajaruro.

Captura de los triatominos en ambientes domiciliarios. Los ejemplares de P. herreri se obtuvo de las localidades del distrito de Cajaruro, provincia de Utcubamba (Amazonas). La búsqueda de los triatominos se realizó durante el día en el intradomicilio: a) dormitorios (sobre la cama, debajo de los colchones, grietas de las paredes, entre la ropa de cama, debajo de las mesas y detrás de los muebles); b) cocina-cuyero (donde permanecen cuyes, depositan los alimentos, hendiduras, grietas de las paredes), en la parte baja de la cocina; c) sala (debajo de las mesas, bancas, detrás de los afiches, almanaques o plásticos y grietas de las paredes. Para la captura de los triatominos se utilizó linterna de mano, pinzas y alambres removedores; estos fueron colocados en vasos de plástico con tapa cubierta con horganza. En el interior de los vasos se colocó papel bulki doblado en forma de pliegues para protegerlos de la luz. Todos los ejemplares capturados fueron trasladados al Laboratorio de Entomología del Instituto Nacional de Salud, donde fueron identificados de acuerdo al trabajo de Elliot et al. 1989. Para la identificación de estadios evolutivos se consideró el trabajo de Guillen et al., 1991.

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Preparación de los triatominos ya alimentados. Los ejemplares se sacrificaron para obtener su contenido intestinal, el cuál se impregno en papel filtro y guardados a -20º C hasta la ejecución de la prueba. El reconocimiento de la infección natural por Trypanosoma se realizó mediante la observación microscópica de las heces, y hemolinfa de los insectos.

Aplicación de la Prueba de Precipitina. Los antisueros que se usaron para la identificación de la fuente alimenticia, fueron antisueros contra sangre de humano, perro, gato, cobayo y pollo, los que a su vez fueron enfrentados con el contenido intestinal del triatomino en la búsqueda del antígeno correspondiente.

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RESULTADOS

A continuación se mencionan los resultados obtenidos de la estandarización de la prueba de precipitación:

El tiempo de incubación seleccionado fue de una hora a 37º C obteniéndose un precipitado en forma de anillo blanquecino en la interfase de ambos reactantes, lo que indicó la formación de los complejos antígeno-anticuerpo.

El esquema utilizado para obtener los antisueros precipitantes fue el apropiado, ya que se obtuvo títulos de hasta 1:30 000, que luego fueron absorbidos para evitar las reacciones cruzadas.

Los Antisueros precipitantes estándar obtenidos de los conejos a ser utilizados en la investigación, luego de su tratamiento para mejorar la especificidad, tuvieron los siguientes títulos: Anti-humano: 25,000; Anti-canino: 1:15,000; Antigato: 1:10,000; Anti-cobayo: 1:10,000; Anti-pollo: 1:15,000 (Se muestran en la Tabla 1.

La sensibilidad y la especificidad, fue determinada en ejemplares de Triatoma infestans criados y alimentados en laboratorio del INS con sangre de humano, canino y cobayo, cuyos resultado se muestra en la Tabla 2 y 3.

Para determinar las fuentes de alimentación se utilizó 93 ejemplares de P. herreri, capturados de las localidades de El Hebron y El Ron. De ellos en 16

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ejemplares no se identifico la fuente de alimentación y en 77 ejemplares si se identificaron las fuentes.

De los 77 ejemplares en 60 de identificó una sola fuente de alimentación, mientras que en 17 se identificaron mas de dos fuentes. Ver Tabla 4.

De los 60 ejemplares de P. herreri que se identificó una sola fuente de alimentación un 46.7% corresponde a cobayo y un 23.3% a humano (Tabla 5).

De los 17 ejemplares de P. herreri en que se identifico dos fuentes de alimentación, estas correspondieron a un 6.5% de preferencia por sangre de cobayo/pollo, un 5.2% por sangre de humano/cobayo. Ver Tabla 6.

En dos ejemplares de P. herreri de los 17 con alimentación múltiple, se identifico hasta tres fuentes de alimentación que correspondieron a sangre de humano/cobayo/pollo y humano/canino/cobayo.

Respecto a la infección a Trypanosoma cruzi en los ejemplares de P. herreri silvestres se observaron Trypanosomatideos compatibles a T. cruzi en 58 ejemplares de los 93 trabajados. Ver Tabla 7.

Respecto a la adaptación de Panstrongylus herreri al

laboratorio. En

Octubre del 2004, se realizo capturas de Triatominos en viviendas del El Hebrón, distrito de Cajaruro, provincia de Utcubamba, departamento de Amazonas, capturando 79 ejemplares adultos de P. herreri y después de 15 días de permanecer en cautiverio a 23º C de temperatura y 70% de humedad,

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se obtuvo 123 huevos de los cuales eclosionaron 70 (F1).

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De ellos en la

actualidad (Agosto, 2006) solo quedan 5 Adultos y 1 Ninfa V (F1). También se cuenta con 122 P. herreri (Ninfa II y III) de segunda generación (F2) que provienen de la eclosión de 150 huevos.

En agosto de 2005 se visito la localidad de El Hebrón, capturando 82 ejemplares de P. herreri que posteriormente se obtuvo 125 huevos y que hasta la actualidad (Febrero, 2006) se tienen adaptados al laboratorio 105 ejemplares correspondientes a Ninfa IV y Ninfa V.

En enero de 2006, en la misma localidad de de El Hebrón, se capturaron 109 ejemplares de P. herreri (45 Adultos y 64 Ninfas) y 69 ejemplares de la misma especie (31 Adultos y 38 Ninfas) en Jaén, Cajamarca y que hasta la actualidad se tiene 300 huevos en el laboratorio.

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DISCUSION

Estandarización de la prueba de Precipitina. Los tubos de vidrio de 2.1 mm

de diámetro por 40 mm de alto, fueron apropiados para la prueba. El antisuero (anti-pollo) se hizo ingresar a los tubos por capilaridad hasta una altura de 6 mm, (40 uL volumen de antisuero), para la cuál se utilizó los pozos de placas de ELISA, a los cuales se les agregó 300 uL del antisuero y se colocaban en los tubos, y por capilaridad, el antisuero ascendió hasta la altura óptima.

Como parte de la estandarización de la prueba de precipitina se incubó a temperatura ambiente por 1, 2, 3 horas así como a 37º C por 1, 2, y 3 horas se seleccionó la incubación a 37º por una hora, ya que se observo un buen anillo blanquecino en el centro de los tubos controles positivos.

Es importante tener en cuenta el título adecuado del antisuero precipitante para la realización de la prueba, y que en este trabajo hemos elegido 1:10 000 o más (14). Un alto título del antisuero nos asegura una alta sensibilidad de la prueba, sin embargo es importante también la especificidad para no tener reacciones cruzadas (falsos positivos). La especificidad estuvo dada cuando los antisueros no reaccionaron con los sueros no correspondientes en la dilución 1:10 y 1:100 (Casanova, comunicación personal). Una vez realizada la absorción de los antisueros estos se titularon nuevamente obteniendo títulos óptimos para realizar la prueba de precipitina (Tabla 3).

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Es importante tener en cuenta para la realización de esta prueba, la cantidad de muestra impregnada, ya que de esto también dependerá la sensibilidad de la prueba. En aquellos triatominos sometidos a ayunos prolongados, las manchas impregndas eran escasa y por tanto incoloras, de tal manera queno se pudo identificar la fuente de alimentación.

La sensibilidad

y especificidad de la prueba fue evaluada en triatominos

alimentados con sangre de humano, canino y cobayo a los 7, 14, 21 y 28 días obteniendo una especificidad del 100% en todos los intervalos de tiempo evaluados, mientras que la sensibilidad no es constante en los intervalos de tiempo evaluados, lo cual concuerda con otros trabajos reportados (11) que señalan la variación de la sensibilidad según el tiempo en que se realiza la prueba.

Aplicación de la Prueba de Precipitina en Panstrongylus herreri procedentes de la localidad de Cajaruro, provincia de Utcubamba. Entre los insectos reactivos (93 individuos), resultaron mas frecuentes las identificaciones sobre una fuente de alimentación (77 insectos) predominando la alimentación sobre cobayo (46,7%), seguida de humano (23,3%). Este resultado era de esperarse ya que en casi todas las viviendas escogidas para la captura de triatominos, hubo presencia de cobayos tanto en la cocina como en el dormitorio.

El hecho de obtener 17 triatominos con alimentación múltiple nos estaría indicando la movilidad que tienen estos insectos y al aprovechamiento de

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varias fuentes de alimentación disponibles en las viviendas, ya que muchas de estas tienes mas de 4 tipos de animales domésticos diferentes.

Las aves que resultaron terceras en frecuencia de identificación (18,3%) fueron los pollos muy abundantes en estas viviendas y relacionadas con los triatominos quienes se encuentran ubicados principalmente en las grietas de las paredes de adobe.

Se detecto en las ninfas de cuarto y quinto estadios y en los adultos la presencia de hemoproteínas humanas, no así en los estadios evolutivos más tempranos. Esto podría relacionarse a la mayor movilidad de los adultos y a una mayor agresividad alimentaria en las ninfas grandes, que colonizan la cocina, el dormitorio, los corrales (17).

El hecho de que 17% de los insectos examinados dieran resultados negativos por esta prueba de precipitina, ilustras las probables condiciones de ayuno en que pudieron estar sometidos estos triatominos y que fue avalado por la observación del abdomen comprimido y contenidos intestinal escaso e incoloro.

El alto índice de infección a T. cruzi por parte de P. herreri, estuvo relacionado a la fuente de alimentación por cobayo, quien estaría contribuyendo a la presencia del vector en estas viviendas y además

estaría comportándose

como un posible reservorio del parásito en el interior de las viviendas de la localidad de Cajaruro.

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El alto índice de infección relacionado a la fuente de identificación humana encontrada, nos estaría indicando una alta antropofilia y gran capacidad vectorial de P. herreri, existiendo como un peligro latente en la transmisión del Trypanosoma cruzi, agente etiológico de la Enfermedad de Chagas.

Adaptación de colonias al laboratorio. La frecuencia alimentaria fue una vez por mes lo cual influyo en el desarrollo del ciclo biológico, ya que aproximadamente tardaron 1 año en llegar a adultos. La eclosión de la F1 fue cerca del 60% (70/123), mientras que de la F2 fue del 81% (122/150), esto debido a que la frecuencia alimentaria de los adultos F1 fue de dos veces al mes.

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Tabla 1. Título de los anti-sueros precipitantes ANTISUEROS

TITULO

Anti- humano

1: 25 000

Anti- canino

1: 15 000

Anti- gato

1:10 000

Anti- cobayo

1:10 000

Anti- pollo

1: 15 000

Tabla 2. Sensibilidad de la prueba de precipitina, en ninfas III, IV y V de T. infestans alimentadas en el laboratorio con sangre: humano, canino y cobayo SENSIBILIDAD DE LA PRUEBA DE PRECIPITINA (%) Tiempo después de la alimentación (días) Antisuero

7d

14 d

21 d

28 d

Humano

100%

100%

80%

90%

Canino

100%

100%

100%

90%

Cobayo

100%

90%

100%

70%

EN

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EN

Tabla 3. Especificidad de la prueba de precipitina, en ninfas III, IV y V de T. infestans alimentadas en el laboratorio con sangre humano, canino y cobayo ESPECIFICIDAD DE LA PRUEBA DE PRECIPITINA (%) Tiempo después de la alimentación (días) Antisuero

7d

14 d

21 d

28 d

Humano

100%

100%

100%

100%

Canino

100%

100%

100%

100%

Cobayo

100%

100%

100%

100%

Tabla 4. Número de Ejemplares de P. herreri, por estadio evolutivo, examinados por la prueba de precipitina, según el número de fuentes alimentarias, 2004 N1

N2

N3

N4

N5

M

H

TOTAL

Ejemplares examinados

-

4

11

10

2

35

31

93

Ejemplares con fuente identificada

-

4

9

10

2

30

22

77

-

4

7

6

-

25

18

60

-

-

2

4

2

5

4

17

Ejemplares con una sola fuente identificada Ejemplares con varias fuentes identificadas N1: Ninfa 1; N2: Ninfa 2; N3: Ninfa 3; N4: Ninfa 4; N5: Ninfa 5; M: Macho; H: Hembra

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Tabla 5. Ejemplares de P. herreri con alimentación única. 2004 Fuente Alimentaria

Nº de especimenes

(%)

Humano

14

23,3

Canino

6

10

Gato

1

1,7

Cobayo

28

46,7

Pollo

11

18,3

TOTAL

60

100

Tabla 6. Índice de fuentes alimentarias de P. herreri, capturados en intradomicilios (Cajaruro, Utcubamba, Amazonas, 2004) Fuentes alimentarias

Nº de especimenes

(%)

Humano

14

18,2

Canino

6

7,8

Gato

1

1,3

Cobayo

28

36,3

Ave

11

14,3

Humano/Cobayo

4

5,2

Humano/Pollo

1

1,3

Canino/Cobayo

2

2,6

Gato/Cobayo

3

3,9

Cobayo/Pollo

5

6,5

Humano/Cobayo/Pollo

1

1,3

Humano/Canino/Cobayo

1

1,3

TOTAL

77

100

EN

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Tabla 7. Índice de infestación de P. herreri, según fuente alimentaria. (Cajaruro, Utcubamba, Amazonas, 2004) Positivo para Fuentes alimentarias

Nº de ejemplares T. cruzi %

Humano

4

4,3

Canino

3

3,2

Gato

1

1,1

Cobayo

22

23,6

Ave

6

6,4

Humano/Cobayo

2

2,2

Canino/Cobayo

2

2,2

Cobayo/Pollo

5

5,4

Gato/Cobayo

3

3,2

Humano/Canino/Cobayo

1

1,1

Otros

9

9,7

TOTAL

58/93

62,4

EN