ENFOQUE PARASITOLÓGICO DE LA DIARREAS INFECCIOSAS
Hospital Nacional de Clínicas Departamento de Parasitología Rodolfo CaseroCasero-Florencia Mongi
[email protected]
Síndrome diarreico (OMS) “Alteración en el contenido de agua, volumen o frecuencia de las deposiciones, disminución de la consistencia (blanda o líquida) y un aumento de la frecuencia ( ≥ 3 deposiciones /día) > 200grs /día” /día” Diarrea osmótica ( malabsorción, elimin. solutos y macromoléculas) Diarrea secretora ( pédida de H2O y electrolitos)
Diarrea con sangre evacuaciones pastosas o líquidas sangre visible.
PARÁSITOS
Diarrea invasora Enteritis con invasión mucosa intestinal, inflamación y daño tisular; presencia de PMN
Síndrome disentérico cólicos, pujo, tenesmo y fiebre, estado toxiinfeccioso. evacuaciones numerosas, de escasa cantidad, moco y sangre con poca materia fecal,
Abordaje de las diarreas infecciosas Diarreas Persistentes
Autolimitadas
Búsqueda de patógenos Identificación del patógeno ¿hallazgo es significativo ?
…si se investigan 20 microorganismos (virus, bacterias, parásitos)… …tasa de identificación 5050-70% (Laboratorios especializados) Generalmente alcanza el 55-10% (laboratorios no especializados) Tratamiento ?
DOSIS INFECCIOSAS DE PATÓGENOS ENTÉRICOS
Shigella spp
101 -2
Campylobacter jejuni 102 -6 Salmonella spp
105
Escherichia coli
108
Vibrio cholerae
108
Giardia lamblia
101 -2 quistes
Entamoeba histolytica 101 -2 quistes Cryptosporidium spp
102 ooquistes
PARÁSITO
SISTEMA INMUNE
HUÉSPED
placa de Peyer
DE MUCOSAS
Protege las membranas mucosas de microorganismos Controla la entrada de antígenos no degradados (alimentos y microorganismos) Evita una respuesta inmune potencialmente peligrosa .
Secrecion de mucus Secrecion de IgA Reclutamiento de neutrófilos/ eosinófilos Fagocitocis Degradacion de cutículas de larvas
COMO SOBREVIVEN DENTRO DEL HUESPED ??? GRACIAS A SUS MECANISMOS DE EVASION DE LA RESPUESTA INMUNE
1)Internalización celular
Cystoisospora
2)Membranas parasitóforas Cryptosporidium sp
Microsporidia
3) Transformación en quistes (Protozoos intestinales) intestinales)
5) Mec Mec.. no identificados ( Dientamoeba Dientamoeba,, Blastocystis)
4)Variación antigénica (Giardia duodenalis )
6) Secreción de proteasas (Entamoeba histolytica) 7) Act Act.. Policlonal (helmintos)
8) Mimetizar y/o recubrirse con Ags del hu (Schistosoma Schistosoma)) ………. 9)……
Epidemiologia de las diarrreas parasitarias Animales ( domésticos y silvestres )
Aguas contaminadas
Alimentos
Humano Humano Contaminación directa fecal-oral
Interrogar minuciosamente al paciente!!!!!!
Situaciones en que se debe investigar enteroparásitos ante EDA
ᴑ Disentería ,diarrea debilitante, síntomas sistémicos ᴑ Paciente relata eventuales epiodios diarreicos alternados de:
desórdenes en sus hábitos defecatorios cantidad de moco inusual cólicos, distensión abdominal, meteorismo, dispepsias ᴑDiarrea crónica o recidivantes (diferenciar infecciosas /no infecciosas) tumores ,colon irritable, celiaquía, SMA, diarrea medicamentosa ᴑ Brotes epidémicos /diarreas del viajero ᴑInmunocomprometidos
Diarrea pastosa o líquida Macroscópico Incremento en la cantidad de moco
ASPECTO de la diarrea Presencia variable de PMN (gralmente ), eosínófilos y/o cristales Charcot-Leyden Microscópico Formas tróficas, ooquistes y larvas >> quistes y huevos
Tipos deSecretoras infección entérica Invasivas
Osmóticas
Invasivas
Invasivas
Adherenciales
Enterotóxicas
Inflamatorias
Penetrantes
No inflamatorio
No inflamatorio
Invasión y destrucción del enterocito
Invasión de la mucosa
Localización
Intestino delgado y grueso
Intestino delgado proximal
Intestino grueso Colon
Intestino delgado distal
Enfermedad
Diarrea acuosa
Diarrea acuosa
Disentería
diseminacion sistémica
no
no
Si sangre
Si
Mecanismo
PMN
Diarrea del viajero
Contaminacion accidental
Cryptosporidium C.belli G. lamblia D. fragilis C. Cayetanensis
VIH Transplante
Strongyloides stercoralis Microsporidios Balantidium coli
S stercoralis T. spiralis E. histolytica
Paso Agua Negra, San Juan, Argentina.
Muchas Gracias
DIAGNOSTICO DE DIARREAS
INFECCIONES PARASITARIAS EN EPISODIOS DIARREICOS
Bioq. Florencia Mongi- 2015
[email protected] Laboratorio de Parasitología- HNC
¿Cuando sospechar de infecciones parasitarias en episodios diarreicos?
Pte sintomático + clínica + epidemiología: DIAGNOSTICO PRESUNTIVO
Laboratorio + muestra adecuada + método apropiado: DIAGNOSTICO CERTERO
Etapas del diagnóstico Etapa pre-analítica
• Datos del paciente • Indicaciones: Recolectar materia fecal en recipiente limpio y seco, NO del inodoro, NO contaminar con orina • Muestra rotulada
Etapa analítica
Etapa post-analítica
• Identificación de trofozoítos, • Validación e informe de los quistes, larvas, huevos y resultados adultos • Observaciones y • Análisis macro y microscópico, sugerencias método de concentración y cultivo
Toma de muestra Numero de muestras y frecuencia de recolección -Muestra fresca: 1 muestra remitida antes de las 2 horas de recolección CONCENTRAR!!!!
IDEAL: 1 muestra fresca/ día Mínimo 4 muestras -Muestra conservada: 4 muestras, 1/día, días consecutivos en líquido conservante
Solución conservante preparada
Kit comercial
Ventaja Mayor volumen de muestra a analizar
Relación conservante: muestra
3:1
Por qué muestra conservada? Comodidad para el paciente Comodidad para el analista
Conservantes Ventajas
Desventajas
• Preserva morfología de trofozoítos, quistes, huevos y larvas
•Interfiere en la extracción de ADN: técnicas de biología molecular (PCR)
• Apropiado para algunos métodos de concentración
•No permite el cultivo ni desarrollo de estadios in vitro
SAF (acetato de sodio-ácido acético- formaldheído) Solución salina o acuosa formolada (5 o 10 %) PVA (alcohol polivinílico)- Schaudinn Solución de dicromato de potasio (2,5%) Merthiolate-yodo-formaldehído (MIF)
Procesamiento de la muestra Método directo Macroscópico
Microscópico
Métodos de concentración Flotación
Faust Willis Sheather
Sedimentación
Espontánea Centrifugación Ritchie
Coloraciones húmedas Cultivo de larvas
Coloraciones permanentes
Baermann
Coloraciones: Húmedas * Lugol
* Tionina
* Azul de metileno
Solución fisiológica (SF) MUESTRA FRESCA!!
movilidad
Coloraciones: Permanentes Coccidios
Protozoos
Microsporidios
Kinyoun
+++
-
-
Ziehl-Neelsen (ZN)
+
-
-
Safranina
+
-
-
Tricrómica de Wheatley (TCR)
+/-
+++
+
Hematoxilina Férrica (HF)
-
+++
-
Weber
-
+/-
+++
Gram Cromotropo (GC)
-
+/-
+++
Coloraciones: Permanentes Coccidios
Protozoos
Microsporidios
Kinyoun
+++
-
-
Ziehl-Neelsen (ZN)
+
-
-
Safranina
+
-
-
Tricrómica de Wheatley (TCR)
+/-
+++
+
Hematoxilina Férrica (HF)
-
+++
-
Weber
-
+/-
+++
Gram Cromotropo (GC)
-
+/-
+++
Si no se cuenta con alguna de estas coloraciones y/o persisten dudas en el resultado
DERIVAR A CENTROS DE REFERENCIA
Métodos de concentración
Centrifugación
Centrifugación- Flotación
Flotación
Sedimentación espontánea (SE)
Cultivo de larvas: Baermann
Métodos de concentración
Método de Telemann modificado/ Ritchie/ FAE
Objetivo: Recuperar quistes, huevos
y larvas Coloraciones: * Húmedas: Lugol * Permanentes: TCR, Kinyoun, Safranina, GC
Solventes SAF
Sedimento
Métodos de concentración
Objetivo: Recuperar trofozoítos, quistes y huevos Coloraciones:
*Húmedas: Lugol *Permanentes: TCR, Kinyoun, Safranina, GC
Método sencillo Buena sensibilidad y especificidad EVALUACIÓN DE UNA TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN ESPONTÁNEA Y DEL EXÁMEN DIRECTO COMO MÉTODOS PARASITOLÓGICOS APLICABLES EN LABORATORIOS NO ESPECIALIZADOS Laconte L, Mongi F, Casero R. Departamento de Parasitología. Hospital Nacional de Clínicas, UNC
Conclusiones: La técnica de sedimentación espontánea (SE) demostró valores aceptables de Sensibilidad y Especificidad como método de identificación tanto para helmintos como protozoos. Nuestros resultados indican que la técnica de SE es un método válido, sencillo y económico para concentración e identificación de parásitos si no se contara con otras técnicas para diagnóstico parasitológico
Otros métodos de concentración
Sheather (sacarosa)
Willis/Faust (Na Cl/ ZnSO4)
Objetivo: concentración de ooquistes de coccidios
concentración de huevos de bajo peso específico/ no operculados Observación: En fresco
Otros métodos de concentración
Objetivo: recuperación de larvas
rhabditiformes de Strongyloides sp
Cultivo de larvas
Cultivo y aislamiento de larvas:
Método Harada- Mori
Objetivo: transformación de larvas
Rabhditoides
Filariformes (F1) (Strongyloides stercoralis)
Cultivo en Placa de agar (CPA) Objetivo: evidenciar larvas viables de S stercoralis y Uncinarias
Recomendaciones Métodos sencillos y de bajo costo Técnica de FAE (Formol-acetato de etilo) Sedimentación espontánea Técnica de Willis Técnica de Sheather
Métodos específicos Cultivo de Baermann Harada Mori Cultivo en Placa de Agar
DERIVAR Muestra fresca!!!
Fresco con Lugol
Coloración Tricromica de Wheatley
Blastocystis sp
Fresco con Lugol
Fresco con Lugol
Fresco con Tionina
Entamoeba histolytica/ dispar/ moshkovskii/ dysenteriae
Coloración Tricromica de Wheatley
Entamoeba histolytica/ dispar/ moshkovskii/ dysenteriae
Fresco con SF
Fresco con Lugol
Fresco con AM
Dientamoeba fragilis Col Tricromica de Wheatley
Fresco con Lugol
Giardia lamblia
Fresco con Lugol
Fresco con SF
ARTEFACTO Balantidium coli
Coloración Kinyoun
Fresco con SF
Cryptosporidium parvum
Fresco sin Lugol
Fresco con Lugol
Cystoisospora belli
Coloración Kinyoun
Coloración: Kinyoun
Cyclospora cayetanensis
Coloración Gram Cromotropo
Microporidios
Fresco con SF
Fresco con SF
Fresco con Lugol
Strongyloides stercoralis