1. INTRODUCCIÓN

El control de plagas en la agricultura chilena se ha caracterizado a través de los años por el uso de productos químicos, logrando grandes éxitos en el control de muchas de ellas. Sin embargo, el uso masivo de los pesticidas de síntesis química ha provocado ciertos desequilibrios en el ambiente llegando, incluso, a afectar la salud humana. Una de las hortalizas más afectadas por esta situación es el tomate cultivado en invernadero (Lycopersicon esculentum Mill), especialmente, en la Comuna de Quillota, cuya plaga primaria es la polilla del tomate (Tuta absoluta Meyrick), ya que al no ser controlada puede producir pérdidas en el rendimiento comercial del cultivo en cifras cercanas al 90% (ESTAY, 2000). Las pérdidas en el rendimiento y la aparición de resistencia de la plaga (SALAZAR y ARAYA, 2001) llevaron a los productores de tomate de la zona a incrementar masivamente el uso de pesticidas para el control de la polilla. En ocasiones, las aplicaciones se repiten cada cuatro a cinco días (DUIMOVIC, 1998), generando así problemas secundarios como contaminación ambiental, muerte de la fauna benéfica, residuos químicos en los frutos, riesgo de intoxicaciones agudas y crónicas, además de un incremento en los costos de producción (VARGAS, 1996). Una alternativa a esta problemática es el Manejo Integrado de Plagas. El MIP se encuentra fundamentalmente encaminado en reducir el uso de pesticidas, favorecer la acción de enemigos naturales, empleo de técnicas culturales y utilización de pesticidas más amigables con el medio ambiente, para así obtener una producción económica con productos de calidad, asegurando el medio ambiente y la salud humana.

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Una alternativa al uso de productos químicos son los biopesticidas. Estos productos a base de organismos entomopatógenos, presentan una serie de ventajas como, por ejemplo, no generar resistencias, ser altamente específicos para la plaga e inocuos para el medio ambiente y, además, pueden establecerse en el medio gracias a la capacidad de renovación del inóculo (DEVOTTO, GERDING y FRANCE, 2003). Si bien en Chile se comercializan biopesticidas, estos corresponden a aislados provenientes de otras zonas geográficas del planeta que, posiblemente, difieren en las características de clima y suelo de nuestro país. Entonces, el trabajar con entomopatógenos nativos, cuyo material genético está adaptado a las condiciones edafoclimáticas de nuestro país, puede resultar muy ventajoso. El presente estudio tiene por finalidad evaluar la efectividad de cepas nativas de los hongos entomopatógenos Beauveria sp y Metarhizium sp, sobre el control de la polilla del tomate Tuta absoluta Meyrick.

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2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1. Polilla del tomate (Tuta absoluta): 2.1.1. Origen y distribución geográfica: En 1917, la polilla del tomate fue descrita por primera vez por el entomólogo E. Meyrick a partir de un ejemplar macho colectado en Huancayo, Perú, denominándola Phthorimaea absoluta (ROJAS, 1981). Posteriormente, recibió otras cuatro

denominaciones:

Gnorimoschema

absoluta,

Scrobipalpula

absoluta,

Scrobipalpuloides absoluta y finalmente se la ha ubicado en el Género Tuta (BARRIENTOS, 1997). La polilla del tomate (Tuta absoluta Meyrick) está presente en toda América del Sur, donde se considera plaga clave para el tomate fresco e industrial. Se encuentra principalmente en las zonas montañosas de Los Andes, y en Chile se distribuye entre la Primera y Décima Regiones, en el Archipiélago de Juan Fernández y en la Isla de Pascua (UCHOA, DELLA LUCIA y VILELA, 1995; ARTIGAS, 1994). En la Región de Tarapacá, Chile, la plaga se detectó por primera vez en 1955 proveniente de Perú (ESTAY, 2002; ARTIGAS, 1994; PRADO, 1991). El mismo año comenzó a manifestarse como plaga importante (ROJAS, 1981). 2.1.2. Posición sistemática. Orden

Lepidóptera

Suborden

Glossata

Familia

Gelechiidae

Género

Tuta

Especie

absoluta

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2.1.3. Hospederos de Tuta absoluta: Los hospederos preferenciales de Tuta absoluta entre las especies vegetales cultivadas son: tomate (Lycopersicon esculentum Mill.), papa (Solanum tuberosum L.), pepino dulce (Solanum muricatum L.), berenjena (Solanum Melongena) y tabaco (Nicotiana tabacum L.). En cuanto a sus hospederos alternativos se encuentran las siguientes malezas solanáceas: tomatillo (Lycium chilense Bert.), hierba mora (Solanum nigrum L.) y chamico (Datura stramonium L.) (ESTAY, 2001; LARRAÍN, 1987a). Según LÓPEZ (2000), la polilla del tomate se caracteriza por tener un bajo número de hospederos en la zona de Quillota y, por consiguiente, se encuentra asociada casi exclusivamente al tomate. FERNÁNDEZ y MONTAGNE (1990b) compararon la preferencia de oviposición de las hembras de polilla en plantas de tomate con otras solanáceas, determinando que Tuta absoluta prefiere a la planta de tomate. 2.1.4. Ontogenia y etología de la plaga: 2.1.4.1. Adultos: Los adultos corresponden a polillas que alcanzan hasta 7 mm de longitud y una expansión alar de 10 mm en los machos hasta los 11 mm en las hembras. La polilla posee un primer par de alas angostas de color gris oscuro jaspeado con manchas pardas y un segundo par de alas de un tono gris brillante (ESTAY, 2002). Las antenas son largas y filiformes (LARRAÍN, 1987a), alternando anillos de escamas de color gris oscuro con anillos de escamas color crema (VARGAS, 1970). Las hembras presentan el abdomen de color café cremoso, más ancho y voluminoso que el de los machos (ESTAY, 2002).

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La longevidad de un adulto de polilla está influenciada por las condiciones ambientales. La vida media es de 10 a 15 días en las hembras y 6 a 7 días en los machos (ESTAY, 2002). Sin embargo, los machos no apareados presentan una longevidad significativamente mayor que los machos apareados y las hembras cualquiera sea su estado (FERNÁNDEZ y MONTAGNE, 1990a). Las hembras se aparean sólo una vez por día y llegan a tener hasta seis cópulas durante su vida. La cópula dura en promedio cuatro horas y cuarenta y cinco minutos. El periodo más prolífico es siete días después del primer apareo, cuando logran poner el 76% de los huevos (UCHOA, DELLA LUCIA y VILELA, 1995). UCHOA, DELLA LUCIA y VILELA (1995) señalan que la mayor actividad de la polilla es matinal-crepuscular. Dado lo anterior durante el día los adultos permanecen escondidos entre las hojas (FERNÁNDEZ y MONTAGNE, 1990a). La diseminación es realizada por el estado adulto llegando a los cultivos por vuelo propio. La detección de la planta hospedera es por medio del olfato (LÓPEZ, 2000). 2.1.4.2. Huevo: El huevo es de forma ovalada. Su color es blanco-cremoso al estar recién ovipuesto, luego se torna a un color anaranjado. Próximo a la eclosión toma un color oscuro, debido a la diferenciación de las placas cefálicas y del protórax del embrión. Sus medidas son 0,383 mm de largo y 0,211 mm de diámetro (VARGAS, 1970). SEGOVIA (1997) indica que la mayor oviposición se concentra en las plantas ubicadas en los bordes de los invernaderos y en la parte superior de la planta, es decir, en brotes y hojas recién desplegadas.

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La ovipostura siempre ocurre de día y se realiza preferentemente desde las 6:00 hasta las 18:00 horas, con preferencia entre las 15:00 y 18:00 horas (UCHOA, DELLA LUCIA y VILELA, 1995). Las hembras presentan una oviposición promedio de, aproximadamente, 40 a 50 huevos a lo largo de su vida (APABLAZA, 1992). En condiciones de campo, un 73% de los huevos son depositados en el haz o en el envés de la hoja; un 21% son depositados cercanos a las nervaduras, depresiones y márgenes de los tallos; y un 6% en frutos verdes, nunca en frutos maduros. En frutos, cerca de un 90% de los huevos son depositados en los sépalos (ESTAY, 2000). Las hembras pueden oviponer en la superficie de los frutos verdes en condición de cultivo forzado, donde muchas veces existen plantas débiles, muy deshojadas y con alta infestación de polilla (ESTAY, 2001). La postura de huevos se realiza en forma individual y pocas veces se encuentran agrupados hasta un máximo de cinco (FERNÁNDEZ y MONTAGNE, 1990b). Este comportamiento de oviposición aumenta el potencial daño de la plaga ya que los huevos son ovipuestos en un gran número de plantas (LÓPEZ, 1991). FERNÁNDEZ y MONTAGNE (1990a) señalan que la eclosión ocurre normalmente durante la mañana, entre las 6:00 y las 9:00 horas, lo que sugiere la ocurrencia de un ritmo de eclosión. 2.1.4.3. Larva: ESTAY (2000), FERNANDEZ y MONTAGNE (1990a) y VARGAS (1970) indican que la polilla del tomate presenta cuatro estadíos larvales bien definidos y diferentes en tamaño y color.

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El primer estadío comienza al momento de eclosar la larva, en donde presenta un color blanco y cabeza de color café oscuro. La forma es cilíndrica, levemente aplastada dorsoventralmente con la excepción de su cabeza que es prognata (VARGAS, 1970). La larva es eruciforme (APABLAZA, 1990) posee cinco pares de seudópodos y su cabeza es de coloración café oscuro (LARRAÍN, 1987a). Después de la eclosión, las larvas buscan un punto de entrada a las hojas (LARRAÍN, 1987a). Penetran entre las dos epidermis de la hoja y, en su avance, consumen

el

mesófilo,

dejando

áreas

traslúcidas

denominadas

galerías

(FERNÁNDEZ y MONTAGNE, 1990a). Estas galerías son de color blanco o transparente cuando se encuentra la larva en su interior. El tamaño de la galería aumenta a medida que la larva crece y, posteriormente, los tejidos de las hojas se oxidan y necrosan (LARRAÍN, 1992). A medida que se alimenta, se va tornando a un color verde. Cuando se encuentra cerca del momento de la muda para pasar al segundo estadio, la larva se torna nuevamente de color blanco. El largo promedio al finalizar el primer estadio larvario es de aproximadamente 1,61 mm (VARGAS, 1970). VARGAS (1970) señala que el segundo estadio mantiene la misma forma descrita anteriormente y también cambia de color verde a color blanco en el momento de la muda. Su tamaño promedio al terminar el segundo estadio es de 2,80 mm. La larva de tercer estadio presenta un color gris blanquecino en un primer momento, para pasar a verde y luego a blanco en el final del periodo. La longitud promedio es de 4,69 mm al final del periodo (VARGAS, 1970). Al llegar al cuarto estadio aparece una mancha rojiza dorsal que se extiende desde los ocelos hasta el margen posterior (GONZÁLEZ, 1989). La larva sigue

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manteniendo su forma original y alcanza al final de este periodo un largo de 7,72 mm (VARGAS, 1970). Cuando la larva cambia de estadío, la mayoría de las veces sale de la galería en que se encuentra para ingresar en otras hojas aumentando así el daño en la planta (ESTAY, 2002). La larva horada brotes, flores y frutos, pero prefiere las hojas en formación y los racimos florales, pudiendo ocasionar la pérdida de un racimo completo (LÓPEZ, 1991). Los frutos son penetrados en estado inmaduro, preferentemente, por el extremo peduncular dejando túneles que provocan deformaciones, facilitando así el ataque de agentes patógenos, potenciando su pudrición, además de dejarlos inservibles comercialmente (APABLAZA, 1995; RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ, 1990). En ocasiones, la larva puede salir de un fruto para ingresar a otro dentro de un mismo racimo (LÓPEZ, 1991). 2.1.4.4. Pupa: La crisálida o pupa es de tipo obtecta (se pueden diferenciar patas y alas), de forma cilíndrica y más ancha en el extremo anterior que el posterior. Su color es verde en un comienzo y se va tornando a un color café oscuro a medida que se aproxima a la emergencia (ESTAY 2002). Sus dimensiones alcanzan 4,35 mm de largo y 1,10 mm de diámetro horizontal (VARGAS, 1970). La mayoría de las veces se encuentra cubierta de capullos blancos y sedosos (APABLAZA, 1990). El periodo en el cual la larva se prepara para pupar es denominado precrisálida. En esta fase la larva deja de comer y forma un capullo, dejándose caer al suelo por medio de un hilo de seda para desarrollar el periodo de pupa (VARGAS, 1970).

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Una vez dentro del capullo, la larva se comprime y crece en diámetro (VARGAS, 1970). 2.2. Alternativas de control para Tuta absoluta: 2.2.1. Control cultural: El invernadero debe contar con una estructura adecuada que permita una correcta ventilación. Las estructuras de cubiertas deben estar en buen estado. En su interior, las plantas de tomate no se deben asociar a otros cultivos como flores, arbustos u otro tipo de plantas que puedan ser refugio de plagas, enfermedades e insectos vectores (RODRIGUEZ et al., 1993). Según LARRAÍN (1992), el control cultural son todas aquellas prácticas de limpieza tendientes a la reducción de los focos de infestación local. Estos manejos comienzan con una adecuada preparación de suelo. Las araduras profundas entierran las pupas y larvas en profundidad, evitando así la emergencia de los adultos y la continuación de los ciclos; posteriormente, mediante rastrajes muchas pupas y otros estados quedan expuestos al frío, calor, deshidratación y a la acción de enemigos naturales (LARRAÍN, 1992). Los plantines deben provenir de una cuidadosa selección, en donde se asegure que estén libres de huevos y larvas (LARRAÍN, 1992). En muchos invernaderos y viveros de plantines se utilizan mallas antiáfidos para disminuir el riesgo de ingreso de adultos de polilla desde el exterior (ESTAY, 2002). La eliminación del follaje senescente de la parte basal de la planta es una buena práctica ya que, generalmente, estas hojas presentan un alto grado de infestación con larvas de polilla (LARRAÍN, 1992). Esta labor es propia de los invernaderos, pero se debe tener especial cuidado con aquellas hojas cercanas al racimo frutal. Las hojas infestadas no deben acumularse en los pasillos, ya que las larvas salen

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de las galerías. Este es un factor clave en la disminución de la población del insecto (ESTAY, 2002). También existen otras opciones como la rotación de cultivo con otras familias o solanáceas no apetecidas por la polilla como son ají y pimentón (LARRAÍN, 1992), e iniciar los almácigos tempranamente para completar la cosecha antes que la población de la plaga sea muy alta (APABLAZA, 1992). Ambas decisiones deben ser tomadas bajo un carácter económico. 2.2.2. Control químico: El control químico representa un elevado costo en la producción agrícola y se caracteriza por la calendarización de los tratamientos, elaborada en base a experiencias previas del predio. El objetivo principal de la calendarización es mantener los cultivos protegidos de una posible infestación (RIPA y CALTIGIRONE, 1990). Actualmente, se requieren repetitivas aplicaciones de insecticidas por temporada para poder evitar una devastadora pérdida en la producción y calidad de los frutos (SALAZAR y ARAYA, 2001). En esta plaga no existen generaciones bien definidas puesto que la ovipostura se realiza de forma continua (RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ, 1990) El control tradicional de la polilla del tomate consiste, básicamente, en aplicaciones quincenales o semanales de algún insecticida. Éstas se realizan cuando aparecen los primeros adultos de la plaga o se detectan los primeros daños en las plantas (LARRAÍN, 1987b). RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ (1990) señalan que las larvas permanecen la mayor parte del tiempo en el interior de las galerías, protegidas de los insecticidas. Por lo

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tanto, el insecticida a aplicar debe ser de contacto y de acción translaminar (LARRAÍN, 1987b), poseer efecto residual y actuar por ingestión, de esta manera, la larva será controlada a medida que se alimenta de tejido vegetal tratado (LÓPEZ, 1991). Por ello toda acción que se realice para controlar a la larva de polilla tiene como objetivo la larva neonata (ESTAY, 1998), antes de su ingreso al fruto y a las hojas, ya que, una vez en su interior, no es posible controlarla (LÓPEZ, 1991). ESTAY (2002) y RIPA y ROJAS (1984) señalan que en el control químico es importante considerar las poblaciones de polilla, el número de generaciones, las temperaturas ambientales, la velocidad de crecimiento de la planta, la intensidad de ataque de la plaga, la época de plantación y los antecedentes históricos de infestación por polilla del sector. La mayor parte de los huevos se encuentran en el envés de las hojas, superficie que normalmente no queda bien mojada con los insecticidas (RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ, 1990). Dado lo anterior y como las hojas y el tallo de la planta de tomate presentan tricomas que impiden un buen mojamiento, es de vital importancia realizar el mojamiento con el volumen de agua suficiente acompañado de un surfactante adherente para cubrir la mayor cantidad de área foliar (RIPA y ROJAS, 1984). 2.2.3. Control biológico: 2.2.3.1. Insectos parasitoides: Los parasitoides son insectos que, generalmente, presentan un tamaño menor que su hospedero y completan su ciclo dentro de uno de los estadíos de la presa, la cual muere una vez terminado el desarrollo larvario del parasitoide (DE BACH, 1964). El

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estado adulto es libre, presenta una alta movilidad para localizar a sus hospederos, a los cuales parasita colocando huevos dentro o sobre ellos (GERDING, 2003). En el país, existen enemigos naturales que atacan a la polilla del tomate en distintas etapas de su desarrollo (LÓPEZ, 1991), pero sólo unos pocos tienen efecto sobre la reducción del daño, ya que su acción se ve disminuida por el uso indiscriminado de pesticidas (RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ, 1990). ROJAS (1981) señala, que en el año 1981, el enemigo natural más abundante en la zona de La Cruz y Quillota fue Retisympiesis phthorimaea (Himenóptera: Eulophidae), con un parasitismo natural cercano al 40% sobre larvas de Tuta absoluta. Esta microavispa actúa como ectoparásito de larvas de segundo y tercer estadío. La hembra encuentra a la larva al interior de la galería y la pincha a través de la epidermis de la hoja, produciendo una parálisis al mismo tiempo que deposita un huevo sobre su cuerpo. La larva parásita consume paulatinamente a la larva de polilla. ROJAS (1997) señala que el parasitoide Apanteles gelechiidivoris Marsh (Himenóptera: Braconidae), importado desde Colombia en 1984 y 1986, se ha encontrado asociado a la plaga en la zona norte del país, específicamente en el valle de Azapa. El mismo autor, en 1997, confirmó el establecimiento de Apanteles en la zona de Quillota y La Cruz, en cultivos de tomate al aire libre y de invernadero. También es posible encontrar Apanteles en la zona de Mallarauco (ESTAY, 2002). RIPA y ROJAS (1984) indican que Apanteles gelechiidivoris Marsh es capaz de parasitar larvas de Tuta absoluta en invierno logrando un gran éxito, incluso en cultivos que han recibido aplicaciones frecuentes de plaguicidas. El Centro Regional de Investigación Quilamapu produce varias especies de Trichograma entre las que se han destacado T. nerudai, T. pretiosum y Trichogramma-toidea bactrae en el control de plagas en tomate (ESTAY, 2002).

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ESTAY (1998) indica que Trichogramma pretiosum es la especie de mayor uso para el control de Tuta absoluta y es en Colombia donde se encuentra más difundido su uso. Las experiencias realizadas en el valle de Azapa con biotipos locales de esta especie, tanto en tomate de invernadero como al aire libre, han presentado niveles de parasitismo insuficientes (1,55 a 6,7% sobre huevos de Tuta absoluta), para lograr un control (JIMÉNEZ et al., 1998; TACO et al., 1998). En aquellos sectores donde no hay intervención de químicos, se observa la presencia del ectoparásito Dineulophus phthorimaeae (Himenóptera: Eulophidae) que parasita larvas de polilla del tomate de segundo y tercer estadío (ESTAY, 2001). Las evaluaciones realizadas en la Estación Experimental La Platina arrojaron un promedio de 39,5% de control efectivo de esta especie sobre larvas de Tuta absoluta (LARRAÍN, 1986a). 2.3. Biopesticidas: La alta perturbación del equilibrio ecológico provocada por los agrosistemas y la utilización masiva de productos plaguicidas de origen químico obligan a encontrar soluciones que restauren el equilibrio ecológico RIPA (1981). APABLAZA (1984) plantea que el control de la polilla del tomate se debe llevar a cabo por medio de una acción conjunta de pesticidas selectivos y control biológico, dentro del cual se deben considerar hongos y bacterias. Dado lo anterior, se puede decir que una alternativa a los productos químicos son los biopesticidas, a base de organismos entomopatógenos (MURPHY et al., 1998). 2.3.1. Definición de biopesticida: Un biopesticida es un agente de control biológico, aplicado de manera inundativa para controlar una plaga determinada (CHARUDATTAN et al., 2002).

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Enviromental Protection Agency (EPA)

indica que el ingrediente activo de un

biopesticida puede ser una sustancia natural de origen animal, vegetal, un organismo vivo, un virus o algún mineral (EPA, 2003). Los biopesticidas se clasifican en tres grandes grupos; los primeros,

llamados

pesticidas microbianos, debido a que su ingrediente activo puede ser un microorganismo como bacteria, hongo, virus o protozoo. Los PIPs (PlantIncorporated-protectans) corresponden al segundo grupo y son aquellas plantas que producen

sustancias

pesticidas,

gracias

al

material

genético

incorporado

previamente al genoma de la planta. El tercer grupo corresponde a los pesticidas bioquímicos en el cual se incluyen sustancias como las feromonas sintéticas que irrumpen en la ovipostura y los extractos de plantas que atraen los insectos plaga a las trampas (EPA, 2003). 2.3.2. Ventajas de los biopesticidas: Los

biopesticidas

son

inherentemente

menos

tóxicos

que

los

pesticidas

convencionales de origen químico. Por lo general, altamente específicos para la plaga, a diferencia del amplio espectro de acción de los pesticidas convencionales que afectan aves, insectos y mamíferos (EPA, 2003). Entre las características generales de los biopesticidas, se tiene que, a menudo, son efectivos en pequeñas cantidades, se descomponen rápidamente, presentando una baja exposición al medio y al utilizarlos en los programas de manejo integrado de plagas, pueden disminuir el uso de pesticidas convencionales (EPA, 2003). Además no generan resistencias, son inocuos para el medio ambiente y el ser humano, y presentan la posibilidad de establecerse en el medio dada la capacidad de renovar el inóculo (DEVOTTO, GERDING y FRANCE, 2003).

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2.4. Organismos entomopatógenos: Un entomopatógeno es aquel microorganismo (bacteria, hongo o nemátodo) o virus que es capaz de provocar la muerte de insectos (DEVOTTO, GERDING y FRANCE, 2003). El entomopatógeno más usado y conocido para el control de plagas es la bacteria Bacillus thuringiensis, debido a que la mayoría de sus cepas poseen actividad patógena contra larvas de lepidópteros. RIPA y ROJAS (1984) señalan que los bioinsecticidas a base de

Bacillus

thuringiensis han dado resultados alentadores en la zona central de Chile, presentando ventajas como una baja toxicidad para el consumidor y un corto periodo de carencia. El virus granulosis (GV) es considerado como una buena posibilidad para el control de Tuta absoluta, ya que en pruebas de laboratorio y en plantas cultivadas en invernaderos se han logrado resultados con mortalidades superiores a un 90% (ROJAS, 1981). Sin embargo, la alta patogenicidad encontrada en estos bioensayos no se repite bajo condiciones de campo (RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ, 1990). El Centro Regional de Investigación Quilamapu, Chillán, posee 400 aislaciones nativas de los hongos entomopatógenos Beauveria sp y Metarhizium spp., de las cuales, siete cepas de Beauveria sp. y seis de Metarhizium sp., poseen algún efecto notorio sobre Tuta absoluta (ESTAY, 2002). 2.4.1. Bacterias: En la mayoría de los biopesticidas a base de bacterias, el ingrediente activo más utilizado pertenece al género Bacillus. La especie más conocida y estudiada a nivel

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mundial es Bacillus thuringiensis. Existen otras bacterias pero son dañinas para el ser humano o son difíciles de multiplicar (GERDING, 2003). La variedades de Bacillus thuringiensis que poseen acción patógena sobre insectos son: var tenebrionis que afecta a larvas de coleópteros; var israelensis cuyo efecto es sobre larvas de dípteros y var kurstaki y var aizawai que actúan sobre larvas de lepidópteros (CORNELL UNIVERSITY, 2003). El efecto tóxico que posee Bacillus thuringiensis sobre los insectos, se debe a una proteína de cristal sintetizada en la fase de esporulación de la bacteria. Esta proteína llamada δ-endotoxina, surte efecto cuando la larva ingiere el cristal de proteína. Su degradación en el intestino del insecto (pH alcalino superior a 9) por la acción de proteasas, permite la liberación de la endotoxina que se liga a los sitios receptores de la pared del intestino. La toxina logra cambiar la condición semipermeable de la membrana, provocando, finalmente, la lísis celular y vaciado de su contenido al interior del insecto. Unas pocas horas después, el insecto se paraliza y muere en un tiempo de dos a cinco días (SMITS, 1997; MALAIS y RAVENSBERG, 1991). 2.4.2. Nemátodos: Las familias Steinernematidae y Heterorhabditidae son las que presentan un mayor grado de parasitismo obligado sobre numerosos insectos, dado a que presentan una simbiosis con bacterias del género Xenorhabdus y Photorhabdus (FRANCE et al., 1999). El nemátodo ingresa a través de aberturas naturales del insecto como boca, ano y espiráculos, y libera la bacteria simbionte que causa la muerte de la larva (SMITS, 1997). Estas bacterias excretan toxinas que producen una septicemia y la desintegración de los tejidos, exterminando al insecto en 48 horas (SMITS, 1997; JIMÉNEZ, GALLO y SILVA, 1989).

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La especie Steinernema carpoapsae posee el más amplio rango de hospederos. Su ciclo de vida es corto, y su reproducción y almacenaje son de fácil manejo. En pruebas de laboratorio se logra un 100% de control en Tuta absoluta (JIMÉNEZ, GALLO y SILVA, 1989). 2.4.3. Virus: La familia Baculovirus son los únicos virus que afectan exclusivamente a insectos, algunos crustáceos y ácaros y que son considerados absolutamente inocuos para el hombre y otros vertebrados. Afortunadamente, este grupo incluye los virus más eficientes en el control biológico (SMITS, 1997). Dentro de los Baculovirus, existen tres subgrupos morfológicos, entre ellos se tiene a los virus granulosis (GV), virus polihedrosis nuclear (NPV) y un pequeño grupo denominado baculovirus no protegidos (SMITS, 1997). Una de las características de los virus granulosis (GV) y los virus polihedrosis nuclear (NPV) es que la proteína de ADN se encuentra envuelta por cuerpos proteínicos de oclusión (OBs), los que protegen las particulas virales del ambiente, permitiendo que persistan por años el suelo (SMITS, 1997). Estos virus ingresan a la larva por medio del alimento y cuando se encuentran bajo las condiciones alcalinas en el intestino, la cápsula que envuelve las partículas virales se desintegra por la acción de enzimas. Luego, estas partículas virales son detectadas por receptores específicos en el epitelio intestinal, dando lugar a la infección de las células y muerte de la larva (SMITS, 1997).

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2.5. Hongos entomopatógenos: 2.5.1. Aspectos generales: FRANCE et al. (1999) señalan que un hongo entomopatógeno es un parásito obligado o facultativo de insectos, que presenta una alta capacidad de esporulación, sobrevivencia y parasitismo. Existen más de 750 especies de hongos asociados al control de insectos. El grupo más importante son los Deuteromycetes, cuya unidad infectiva son las conidias (SMITS, 1997). Además, poseen reproducción asexuada, logran alcanzar altas tasas de multiplicación en la naturaleza y en condiciones controladas (FRANCE et al., 1999), y presentan un gran potencial epizoótico en condiciones de humedad (CORNELL UNIVERSITY, 2003). SMITS (1997) señala que el entomopatógeno se diferencia de virus y bacterias patógenas de insectos, por su capacidad de penetrar la cutícula del insecto. Entre los hongos más importante se encuentran los géneros: Beauveria, Metarhizium,

Aschersonia,

Entomophthora,

Zoophthora,

Erynia,

Eryniopsis,

Akanthomyces, Fusarium, Hirsutella, Hymenostilbe, Paecelomyces y Verticillium (MONZÓN, 2001). DEVOTTO, GERDING y FRANCE (2003) señalan que las ventajas de los hongos entomopatógenos son: alta especificidad, persistencia en el medio ambiente bajo condiciones

adecuadas,

compatibilidad

con

insecticidas

y

con

otros

entomopatógenos e inocuidad ambiental. Además, son fáciles de manipular y se adaptan a diferentes ambientes (FRANCE et al., 1999). Sin embargo, existen ciertas limitaciones en su uso. Dentro de los factores ambientales, se tiene que son sensibles a temperaturas extremas, a la desecación y

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a la luz ultravioleta. El almacenamiento de las unidades infectivas requiere condiciones mucho más exigentes en comparación a moléculas inorgánicas. La velocidad de acción controladora que presentan es menor a la de los productos químicos, ya que no matan instantáneamente al insecto plaga (DEVOTTO, GERDING y FRANCE, 2003). 2.5.2. Modo de acción: SMITS (1997) y MONZÓN (2001) explican que la unidad infectiva está constituida por estructuras de reproducción sexual y asexual, es decir, esporas y conidias. DEVOTTO, GERDING y FRANCE (2003) indican que los entomopatógenos no actúan por vía digestiva, sino que la unidad infectiva debe adherirse a la cutícula del insecto. Los hongos invaden el cuerpo del huésped, penetrando su cutícula o exoesqueleto. Una vez en su interior se multiplican rápidamente y se dispersan a través del cuerpo del insecto parasitado (CORNELL UNIVERSITY, 2003). En la penetración de la cutícula participan mecanismos físico y químico. El mecanismo físico consiste en la presión ejercida por la estructura de penetración, rompiendo las áreas esclerosadas y membranosas de la cutícula. El mecanismo químico consiste en la acción enzimática de proteasas, lipasas y quitinasas, que causan la descomposición del tejido en la zona de penetración, facilitando así la penetración física (MONZÓN, 2001). La hifa penetra, se ensancha y se ramifica dentro de los tejidos del insecto, colonizando completamente el interior del cuerpo. La parte final del proceso de infección consiste en la formación de pequeñas colonias y estructuras del hongo, las cuales emergen por zonas blandas y aberturas naturales del insecto, tales como: ano boca y espiráculos (DEVOTTO, GERDING y FRANCE, 2003).

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La producción de toxinas por parte del hongo también causa la muerte del insecto. Las toxinas dextruxinas, demetildextruxina y protodextruxinas son sustancias de una alta actividad tóxica en insectos, ácaros y nemátodos (MONZÓN, 2001). 2.5.3. Género Beauveria: Beauveria bassiana (Bálsamo) Vuillemin pertenece a la clase Deuteromycetes, orden Moniliales, familia Moniliaceae (BARNETT y HUNTER, 1998). Los hongos del género Beauveria presentan un micelio blanco o levemente coloreado de un aspecto lanoso y polvoriento. Sus conidióforos son simples y se agrupan

irregularmente,

aunque

también

pueden

encontrarse

en

racimos

verticilados. Sus conidias son hialinas, redondeadas u ovales (BARNETT y HUNTER, 1998). Beauveria bassiana está relacionado con alrededor de 200 especies de insectos hospederos, incluyendo plagas de gran importancia agrícola (MONZÓN, 2001). Dentro de estos hospederos, se encuentran especies de Lepidóptera, Coleóptera y Hemíptera. Es uno de los pocos hongos que puede parasitar escarabeidos y curculiónidos (FRANCE et al., 1999). Además, este hongo puede llegar a parasitar coccinélidos,

conocidos

controladores

biológicos

de

áfidos

(CORNELL

UNIVERSITY, 2003). Dada su naturaleza heterocariótica, Beauveria bassiana expresa una alta variabilidad intraespecífica, lo que le confiere diferentes niveles de virulencia entre razas o biotipos sobre las distintas especies que parasita (HERNÁNDEZ-ROSAS y ALATORRE, 2001). En condiciones óptimas de temperatura y humedad relativa, las epizootias causadas por este hongo son favorecidas y así aumenta el poder infectivo de la población de hongos (MURPHY et al., 1998).

21

MURPHY et al., (1998) señala que la temperatura alcanzada en los invernaderos y la alta humedad relativa que se genera en su interior, son condiciones ideales para el uso de Beauveria bassiana. Beauveria bassiana es utilizado en formulaciones de biopesticidas en muchos países. En Chile, se comercializa sólo un producto a base de este hongo, su nombre comercial es Botanigard 22 WP (i.a. Beauveria bassiana strain GHA) cuyo fabricante es Mycotech Corporation (AFIPA, 2002). ACUÑA Y CARBALLO (2000) evaluaron el potencial de Beauveria bassiana sobre Plutella xylostella, en condiciones de invernadero, en concentraciones de 5x106, 5x107 y 5x108 conidias/ml, obteniendo mortalidades de 13,3%; 89,7% y 96,7% respectivamente. El tubo germinativo del hongo penetra a través del espiráculo del insecto, para luego proliferar extensamente en su interior, hasta alcanzar la hemolinfa (MESQUITA, PEREIRA y LUNA-ALVES ,1996). Las larvas parasitadas adoptan un color blanco algodonoso o gris, correspondiente a las esporas y micelio del hongo (MONZÓN, 2001; ACUÑA Y CARBALLO, 2000). La liberación de exuvia durante la muda del insecto es un obstáculo natural para la infección y contaminación por parte del hongo (GIUSTOLIN et al., 2001). GIUSTOLIN et al. (2001) señalan que Tuta absoluta es susceptible a Beauveria bassiana. En experiencias realizadas por los mismos autores en las que se alimentaron larvas de polilla del tomate durante 16 días con hojas de tomate tratadas con Beauveria bassiana, se logró una mortalidad cercana al 50% de ellas. La eficiencia del proceso de parasitismo del hongo puede verse mermada por la presencia de tomatina, sustancia aleloquímica presente en las hojas de la planta de tomate. El alcaloide tomatina es conocido por sus propiedades antifúngicas y según

22

(GIUSTOLIN et al., 2001) es capaz de retardar la infección causada por Beauveria bassiana. 2.5.4. Género Metarhizium: Al igual que Beauveria, Metarhizium pertenece a la clase Deuteromycetes, orden Moniliales, Familia Monilaceae (BARNETT y HUNTER, 1998). Metarhizium se caracteriza por poseer conidióforos hialinos y ramificados, los que forman una capa productora de esporas. Sus conidias se encuentran compactadas en columnas, presentan forma oval alargada a cilíndrica, son hialinas o levemente pigmentadas. El micelio es de color verde oliváceo (BARNETT y HUNTER, 1998). El género Metarhizium es conocido por ser parásito de insectos, aunque en el suelo puede actuar como saprófito (BARNETT y HUNTER, 1998). Puede llegar a atacar naturalmente a más de 300 especies de insectos de diversos órdenes (MONZÓN, 2001; GOMES, TINTI y LUNA ALVES, 1997). Su espectro de acción alcanza a especies de Ortóptera, Hemíptera, Coleóptera, Díptera y Lepidóptera (SEWIFY, ABOL-ELA y ELDIN, 2000; FRANCE et al., 1999). Los hongos de este género, junto con parasitar directamente a insectos, producen varios tipos de toxinas que paralizan o matan a su hospedero (FRANCE et al., 1999). Los insectos muertos por Metarhizium son cubiertos completamente por un micelio de color blanco, el cual se torna de color verde cuando el hongo esporula (MONZÓN, 2001). Este hongo presenta dos características que favorecen su uso en el control de plagas agrícolas: su inocuidad para el hombre y su facilidad para ser producido en

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grandes cantidades a un costo relativamente bajo (GOMES, TINTI y LUNA ALVES, 1997).

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3. MATERIAL Y MÉTODO

El ensayo se llevó a cabo en el laboratorio de Control Biológico de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Quillota, V Región. 3.1. Descripción de los manejos: El material vegetal utilizado para la realización del ensayo, correspondió a hojas de plantas de tomate de la variedad Madrila. Las plantas de tomate se establecieron en un invernadero de estructura metálica, semicircular, de 8,30 m de ancho, 20 m de largo y 4,20 m de alto, perteneciente a la empresa de Control Biológico Xilema S.A., ubicada en la Comuna de Quillota. El 20 de enero del 2003 se realizó el transplante de los plantines con cuatro hojas verdaderas, a macetas de 7 litros, con tierra de hoja desinfectada. Las plantas se distribuyeron en 4 hileras de 48 plantas. Con la finalidad de mantener un abastecimiento constante de Tuta absoluta para las plantas ubicadas en el invernadero destinado para el ensayo, se desarrolló una crianza primaria de Tuta absoluta en el Laboratorio de Control Biológico de la Facultad de Agronomía. La crianza se realizó de la misma manera descrita por PANIAGUA (2002). La obtención de los adultos para realizar la crianza primaria fue a partir de una trampa de luz, ubicada en un cultivo de tomate bajo invernadero perteneciente al fundo Quintil, que se encuentra en el sector de La Palma, en la Comuna de Quillota. Cuando la mayoría de las plantas alcanzaron una altura de 70 cm y alrededor de 14 hojas, comenzó la inoculación con adultos de Tuta absoluta, provenientes del módulo de crianza primaria. La inoculación se realizó una vez por semana, durante los meses de febrero a mayo del 2003, lo que aseguró una alta población de polilla

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en el invernadero de Xilema S.A. en el momento de realizar el ensayo. Se tomó esta precaución, ya que en el mes de mayo (momento de la aplicación de los tratamientos) se presentan las menores poblaciones de esta plaga, debido a las bajas temperaturas de la época (LARRAÍN, 1987a). 3.2. Tratamientos: Antes de la aplicación de los tratamientos se realizó un conteo de hojas de todas las plantas del invernadero, para determinar la presencia de Tuta absoluta. Para ello se eligió al azar una hoja por planta y se contó el número de larvas presentes. El número de larvas por hoja varío de 1 a 6, detectando la presencia de la plaga en todas las plantas. En ese momento se determinó la fecha de aplicación (16 de mayo del 2003) de los tratamientos. Los entomopatógenos destinados a la aplicación correspondieron a aislados de cepas nativas de los hongos Beauveria sp. y Metarhizium sp. Estos aislados pertenecen al banco de entomopatógenos del Instituto de Investigaciones Agropecuarias CRI Quilamapu. La aislación B 912 (Beauveria sp.) fue colectada en la localidad de Ura Uranga Te Mamiha, Isla de Pascua y M 558 (Metarhizium sp.) en Purranque, Décima Región. Los hongos entomopatógenos correspondían a esporas, contenidas en bolsas de polietileno transparentes y cerradas al vacío. Los tratamientos se describen a continuación: -

Tratamiento 1: sólo agua.

-

Tratamiento 2: B 912 (6x106 conidias /ml)

-

Tratamiento 3: M 558 (6x106 conidias /ml)

-

Tratamiento 4: B 912 (3x106 conidias /ml) + M 558(3x106 conidias /ml)

La aplicación se realizó con una bomba manual (marca Solo) con capacidad para 5 l y con una boquilla de abanico. La bomba se encontraba nueva en el momento de su

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uso, de manera de no afectar la viabilidad de las esporas con residuos de otros productos. En el momento de la aplicación, se agregó 1 ml de aceite mineral (p.c. Sunspray Ultrafine) y agua en cada bolsa con esporas. Todo el contenido de la bolsa se diluyó en agua hasta completar un volumen de 1 l de solución. Esta solución representó un stock a partir del cual se tomó 105 ml, que se diluyeron en 1,6 l de agua para obtener las dosis de los tratamientos. El volumen de mojamiento de cada parcela experimental fue de 1,7 l. El efecto del aceite mineral es proteger las esporas de los rayos ultravioleta y humectarlas, mejorando así su adherencia y evitar que floten en el interior de la bomba para permitir así una distribución homogénea en la solución (GERDING et al., 2003) Para realizar la aplicación y evitar la interferencia de los tratamientos dada por la deriva del producto, las plantas fueron removidas de su sitio, pero sólo por el tiempo que duró la aplicación, y luego, fueron devueltas a su sitio original. Para realizar la aplicación, las plantas de cada tratamiento fueron amarradas a un sistema de entutorado al exterior del invernadero. 3.3. Evaluaciones: 3.3.1. Efecto de los entomopatógenos sobre larvas de Tuta absoluta: Se muestreó una hoja de la parte media de cada planta. En cada repetición se tomaron hojas de 10 de las 12 plantas que la conforman. Las plantas de cada extremo no fueron muestreadas para evitar la interferencia entre los tratamientos. Las 10 hojas por repetición se colocaron en bolsas de papel rotuladas. La toma de muestras se realizó el mismo día de la aplicación de los tratamientos. Todas las muestras fueron llevadas al laboratorio de Control Biológico, donde se

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almacenaron en bandejas plásticas selladas. Las bandejas se depositaron en baterías de Flanders con una temperatura diurna máxima de 24 ºC +/- 3º C y nocturna mínima de 11 ºC +/- 3º C. En el pecíolo de cada hoja se colocó un algodón humedecido para mantener la hoja turgente por un mayor tiempo. Cuando las hojas ya no eran capaces de mantenerse hidratadas y se marchitaban, éstas eran cambiadas por hojas provenientes de los mismos tratamientos para evitar que las larvas dejaran de alimentarse. Se tomó la precaución de que estas hojas estuvieran libres de huevos y larvas. El mismo día se realizó un conteo de larvas de Tuta absoluta de cada muestra. Posteriormente, los conteos de larvas vivas y muertas, se realizaron diariamente durante 4 semanas sobre la población originalmente muestreada. 3.3.2. Efecto de los entomopatógenos sobre huevos de Tuta absoluta: La toma de muestras se realizó a los tres días de la aplicación de los tratamientos. Las muestras consistieron en 3 folíolos terminales de las hojas apicales y brotes de la planta, dado que la preferencia de ovipostura de la polilla es en brotes y hojas recién desplegadas (LÓPEZ, 2000). Solo se muestrearon cinco plantas del centro de cada parcela. Las muestras fueron llevadas al laboratorio de Control Biológico. Los huevos fueron enumerados y marcados en cada folíolo. A medida que eclosaban, las larvas neonatas se depositaron en placas de petri junto con el folíolo. Las placas fueron almacenadas en una sala con una temperatura máxima de 24º C +/- 3º C durante el día y una mínima de 11º C +/- 3º C durante la noche. Se realizó un conteo diario de huevos y larvas neonatas vivas y muertas por 4 semanas.

28

3.4. Diseño estadístico. Según SEGOVIA (1997), el hábito de oviposición de la polilla del tomate es regular en todo el cultivo. Sin embargo, el ensayo se condujo en bloques completamente al azar, con 4 bloques. El factor de bloqueo correspondió a la posición de la plaga dentro del invernadero, ya que ésta se podría haber visto afectada por una menor temperatura dentro de un sector de la nave. En cada tratamiento, la unidad experimental correspondió a 12 plantas en parcelas de 2.1 m2 (3.5 x 0.6 m) y la unidad de muestreo fue una hoja por planta en 10 plantas. El modelo matemático correspondiente fue:

Yij = µ ij + τ + β + ε ij donde:

Yij

Valor observado en cada unidad experimental.

µ ij

Efecto de la media general sobre cada observación.

τ

Efecto del tratamiento sobre cada observación.

β

Efecto de los bloques sobre cada observación.

ε ij

Efecto del error experimental aleatorio sobre cada observación.

3.5. Análisis de los datos: Los datos sobre la efectividad de los tratamientos en larvas y huevos de Tuta absoluta fueron analizados por medio del análisis de varianza de Fischer. Cuando el valor del F calculado es menor que el F de tabla no existe diferencia significativa entre los tratamientos.

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4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS

4.1. Efecto de los entomopatógenos sobre larvas de Tuta absoluta: El control sobre Tuta absoluta, de Beauveria sp. y Metarhizium sp. no presentó diferencias significativas entre los tratamientos y el testigo (Cuadro 2). Tampoco se observó variaciones en el control de las larvas a medida que transcurrió el tiempo. CUADRO 2. Efecto de los entomopatógenos Beauveria sp. y Metarhizium sp. sobre larvas de Tuta absoluta a los 7, 14, 21 y 28 días de aplicados los tratamientos. Porcentaje de larvas vivas Tratamientos

7 días

14 días

21 días

28 días

16/05/03

23/05/03

30/05/03

06/06/03

NS

98.6

NS

98.6

NS

98.6NS

Testigo

100

B 912

100

96.0

96.0

96.0

M 558

100

100

100

100

B912+ M558

100

100

100

100

NS: no significativo (P>0.05) Los resultados negativos en el control de larvas de Tuta absoluta, pueden atribuirse a diversos factores como: el modo de acción del producto y comportamiento de la plaga, tipo de formulación, equipo de aplicación, número de aplicaciones y efecto residual del producto. Con respecto al comportamiento de la plaga, se puede inferir, que los tratamientos no presentaron diferencias significativas, debido a que la larva permanece el mayor tiempo de su vida en el interior de las galerías, protegida por la epidermis de las hojas (RIPA, ROJAS y RODRIGUEZ, 1990). Esta situación determinó que las esporas de los hongos permanecieran sobre las hojas y no lograran crecer ni multiplicarse por falta de sustrato. CONTRERAS et al. (1997) señalan que en la

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medida que transcurre el tiempo las esporas que quedan sobre el follaje pierden viabilidad. Por lo tanto, el éxito de la aplicación dependerá del número de larvas que se encuentren fuera de la galería y del contacto directo entre la plaga y el hongo (MONZÓN, 2001). Con la finalidad de mejorar la adherencia de las esporas y también protegerlas de la luz ultravioleta, se adicionó un aceite mineral (p.c. Sunspray Ultrafine) cuyo ingrediente activo es un derivado de la destilación del petróleo. El aceite se aplicó directamente en la bolsa que contenía las esporas, logrando que éstas últimas se aglutinaran rápidamente, formando grumos. Además, la presencia de grumos refleja la heterogeneidad del cubrimiento de cada espora con el aceite, lo que se traduciría en una inadecuada dispersión del producto sobre el follaje dada su baja adherencia (ACUÑA y CARBALLO, 2000). La humectación de las conidias con el aceite mineral pudo hacer que el producto perdiera su viabilidad, ya que DAOUST et al. (1983) citado por CARBALLO (1998), señalan que los vehículos líquidos como aceites de petróleo, ácidos orgánicos y agua son detrimentales en la sobrevivencia de conidias. El agua destilada y los aceites vegetales como el aceite de maíz son recomendables para realizar formulaciones de entomopatógenos en campo (RODRIGUEZ et al., 2002). La solución de cada tratamiento presentó muchas esporas flotando. Al respecto OROZCO et al. (2000) y HERRERA, CARBALLO y SHANNON (1999) señalan que para aplicaciones de esporas dirigidas al follaje se debe utilizar una bomba motorizada para generar turbulencias en la solución que facilite la distribución homogénea de las esporas y así, evitar la sedimentación de las mismas en la solución. Si bien el equipo utilizado no correspondió a una bomba motorizada, la solución se mantenía agitada constantemente en forma manual, pero no es comparable con lo propuesto por el autor.

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Al no disponer de una mayor cantidad de inóculo, el ensayo contó con una sola aplicación. Esta situación disminuye la probabilidad de contacto del insecto con conidias viables y virulentas, tampoco permitió el aumento de la cantidad de inóculo sobre el follaje. En cambio, aplicaciones periódicas y repetitivas sobre la misma planta lograrían crear un ambiente con una alta presencia de hongos entomopatógenos (HERRERA, CARBALLO y SHANNON, 1999). FERRON (1978) señala que en invernadero es necesario renovar las aplicaciones de entomopatógenos cada 10 a 14 días puesto que la población de la plaga va en aumento gracias a la continua ovipostura en el tiempo. La eficiencia de los hongos entomopatógenos puede ser alterada por aleloquímicos presentes en las plantas hospederas. La tomatina presente en las hojas de tomate, posee una conocida acción antifúngica que puede retardar la infección por parte del hongo (GIUSTOLIN et al., 2001). 4.2. Efecto de entomopatógenos sobre huevos de Tuta absoluta: No existió diferencia significativa entre los tratamientos y el testigo sobre el control de huevos de Tuta absoluta (Cuadro 3). Se evaluaron 74 huevos durante 30 días, todos eclosaron y las larvas cumplieron su ciclo hasta el estado de pupa. Como la polilla del tomate ovipone, tanto en el haz como en el envés (ESTAY, 2002), los huevos que se encontraban en el envés, posiblemente, recibieron el producto en bajas dosis o, simplemente, no recibieron producto. Durante el periodo de tiempo transcurrido entre la aplicación y la toma de las muestras, correspondiente a tres días, es posible que haya habido oviposición. Por lo tanto, los huevos ovipuestos en ese lapso de tiempo no recibieron los tratamientos en forma directa, lo que podría haber afectado los resultados.

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Al tratarse de la misma aplicación para larvas y huevos es posible que los factores anteriormente referidos a la aplicación y viabilidad del producto en la evaluación de entomopatógenos sobre larvas, también pudieron haber influido en los resultados de la evaluación de entomopatógenos sobre huevos. CUADRO 3. Efecto de los entomopatógenos Beauveria sp. y Metarhizium sp. sobre huevos de Tuta absoluta a los 7, 14, 21 y 28 días de aplicados los tratamientos. Porcentaje de huevos vivos Tratamientos

7 días

14 días

21 días

28 días

16/05/03

23/05/03

30/05/03

06/06/03

Testigo

100NS

100NS

100NS

100NS

B 912

100

100

100

100

M 558

100

100

100

100

B912+ M558

100

100

100

100

NS: no significativo (P>0.05)

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5. CONCLUSIONES

Bajo las condiciones experimentalmente descritas no se observó un efecto positivo de las cepas nativas de los hongos entomopatógenos Beauveria sp. y Metarhizium sp., sobre el control de la polilla del tomate, Tuta absoluta Meyrick.

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6. RESUMEN El cultivo de tomate en invernadero en la zona de Quillota se realiza bajo una alta carga de pesticidas de origen químico, los que se encuentran orientados a controlar la polilla del tomate Tuta absoluta (Meyrick), plaga primaria del cultivo. La alta carga de pesticidas se debe a que T. absoluta ha adquirido resistencia a los pesticidas utilizados comúnmente para su control. Como opción a los pesticidas de síntesis química hoy existen los biopesticidas formulados en base a hongos entomopatógenos. En el presente trabajo se evaluó la efectividad de esporas de cepas nativas de los hongos entomopatógenos Beauveria sp, aislado 912 y Metarhizium sp, aislado 558, pertenecientes al banco de entomopatógenos nativos del Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias Quilamapu, sobre el control de T. absoluta en estado de larva y huevo. El ensayo tuvo lugar en el Laboratorio de Control Biológico de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, ubicada en La Palma, Quillota, V Región. Para la realización del ensayo se utilizó un invernadero frío de estructura metálica. El material vegetal correspondió a hojas de plantas de tomate de la variedad Madrila, transplantadas a macetas de 7 l con sustrato desinfectado el 20 de enero del 2003. Para disponer de una fuente de inóculo de T. absoluta se realizó una crianza en el laboratorio de Control Biológico de la Facultad de Agronomía. Cuando las plantas alcanzaron 14 hojas verdaderas se comenzaron a inocular semanalmente con adultos de T. absoluta provenientes del módulo de crianza. La aplicación de los hongos entomopatógenos se realizó el 16 de mayo del 2003, cuando las plantas habían alcanzado el 7º racimo y existía una alta presión de la plaga. El ensayo se condujo en bloques completamente al azar. El factor de bloqueo correspondió a la posición de la plaga dentro del invernadero. Las plantas fueron dispuestas en 16 parcelas de 2,1 m2 y cada tratamiento tuvo cuatro repeticiones. Los tratamientos fueron: T1: agua, T2: Beauveria 912, T3: Metarhizium 558 y T4: B 912 + M 558. Para los tratamientos 2 y 3 las dosis correspondieron a 6x106 conidias/ml. Para el tratamiento 4, la dosis de cada entomopatógeno fue de 3x106 conidias/ml. Las esporas fueron humectadas con Sunspray ultrafine y suspendidas en agua. Los tratamientos fueron aplicados con una bomba de espalda manual. Para ver el efecto sobre larvas, la muestra consistió en una hoja al azar por planta, de 10 plantas por parcela. Éstas fueron llevadas al laboratorio de Control Biológico, donde se contabilizó larvas vivas y muertas diariamente durante un mes. Para ver la efectividad en huevos se tomaron 3 foliolos terminales al azar de 5 plantas del centro de cada parcela. Los huevos se contabilizaron bajo lupa y fueron identificados y enumerados. Las larvas y huevos se colocaron en baterías de Flanders, las que se almacenaron a temperatura controlada de 24º C +/- 3º C como máxima diurna y 11 +/- 3º C como mínima nocturna. No hubo diferencia significativa de los tratamientos con el testigo, tanto en larvas como huevos. Sin embargo, con la mejora de aspectos técnicos y de una formulación adecuada que permita una mayor protección, viabilidad y virulencia de las esporas, es posible que se logre una efectividad en el control de T. absoluta.

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7. LITERATURA CITADA

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