4.2 COMPOSICIÓN LIPÍDICA DE ORGANISMOS DEL ZOOPLANCTON ASOCIADOS A LA DIETA ESTACIONAL EN CANALES Y FIORDOS DE LA XI REGIÓN Luis A. Pinto a, Víctor Aguilera a & Christian Bonert b Departamento de Oceanografía, Universidad de Concepción, Servicio Hidrográfico y Oceanográfico de la Armada de Chile, Valparaíso, Chile. a

b

INTRODUCCIÓN Todos los animales requieren lípidos en sus dietas que les provean energía para la función metabólica, que sirvan en la síntesis de membranas celulares y sean precursores de otros compuestos químicos (De Baar et al., 1983). El requerimiento de lípidos particularmente en los estados larvales de especies marinas aún es poco conocido. El contenido lipídico y composición de huevos de peces varía entre especies y puede cambiar durante las diferentes etapas de su desarrollo, de acuerdo a eventos fisiológicos y la energía que demandan los huevos (Rainuzzo et al., 1997). Aun cuando existen diferencias entre especies, se acepta que la calidad de la nutrición materna tiene una influencia directa en el desarrollo larval durante el período en que la larva depende de reservas energéticas endógenas (Gallagher et al., 1998). La dieta lipídica juega un rol importante como fuente de ácidos grasos esenciales que se necesitan para la sobrevivencia y desarrollo normal de la especie. Se ha demostrado que las larvas de muchos peces marinos requieren ácidos grasos altamente insaturados de la serie omega 3, tales como el ácido eicosapentenoico 20:5(n-3) y docosahexenoico 22:6(n-3) (Sargent et al., 1989; Nanton & Castell, 1999). Estos ácidos poseen un importante rol en funciones fisiológicas que incluyen la sobrevivencia, crecimiento y desarrollo de pigmentación, principalmente durante el inicio de los estados larvales del pez (Coutteau & Mourente, 1997). Variaciones estacionales en la dieta pueden reflejar la composición de ácidos grasos del zooplancton, aún cuando esto debe interpretarse cuidadosamente en relación a cambios ontogénicos y metabólicos (Kattner et al., 1994). Diferentes requerimientos energéticos han generado varias adaptaciones con respecto a la bioquímica de los lípidos. Estudios realizados en aguas antárticas muestran que el zooplancton que permanece en una fase de diapausa durante el invierno, tiende a almacenar lípidos como ésteres de ceras; en cambio, aquellos que están activos durante este período, tienden a almacenar triacilglicéridos (Cripps & Hill, 1998). Ácidos grasos presentes en material suspendido particulado en el canal Ninualac y una muestra de zooplancton obtenidos durante la campaña Cimar 8 Fiordos, 2ª etapa, muestran la presencia de 18 compuestos cuyo rango molecular va desde 16 hasta 25 carbonos (Pinto et al., 2002 y 2003). El ácido de mayor abundancia y distribución en el material suspendido corresponde al ácido docosahexenoico, siendo éste un biomarcador de dinoflagelados (Viso & Marti, 1993).

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Se presenta un avance de resultados de ácidos grasos presentes en distintas especies de zooplancton en diversos canales de la XI región con el fin de entender aspectos trofodinámicos del sistema de canales y fiordos. MATERIALES Y MÉTODOS Recolección de muestras Durante la campaña Cimar 9 Fiordos realizada a bordo del buque de investigación AGOR “Vidal Gormaz” se tomaron muestras de zoo e ictioplancton en diversos canales oceánicos de la XI Región (Tabla I), durante los períodos del 5-25 agosto y 621 noviembre de 2003. Tabla I. Estaciones de muestreo de zoo e ictioplancton. ESTACIÓN

CANAL

LATITUD

LONGITUD

Seno Aysén

45º 21,80

73º 22,78

Anfípodo

17A

Seno Aysén

45º 17,28

73º 10,13

Mezcla zooplancton

19

Seno Aysén

45º 26,43

72º 56,57

Camarón

19

Seno Aysén

45º 26,43

72º 56,57

Mezcla zooplancton

63

Ninualac

45º 02,90

74º 21,94

Mezcla zooplancton

75

Pulluche

45º 47,87

74º 26,72

Mezcla zooplancton

16

ESPÉCIMEN

El muestreo zoo e ictioplanctónico se realizó con una red Tucker de 1m2 de boca (red de 300 µm de apertura de malla), realizándose muestreos oblicuos integrados de los primeros 80 a 100 metros de la columna de agua. Estas muestras fueron almacenadas a –20 ºC en frascos de vidrio sellados con papel aluminio. El material de vidrio utilizado fue lavado rigurosamente con agua Milli Q, metanol y finalmente acondicionado con diclorometano. Se evitó el uso de material de plástico en la manipulación y almacenamiento de las muestras para evitar contaminación de ftalatos. Identificación de especímenes Una vez descongeladas las muestras se separaron algunos organismos que aparecían aportando con una alta biomasa. Se identificaron los ácidos grasos de una especie de camarón en la estación 19 y una de anfípodo en la estación 16, ambas del seno Aysén. Actualmente, éstas y otras especies zoo (Rhyncalanus sp., Sergestes sp.) e ictioplantónicas (Maurolicus sp.) están siendo caracterizadas a nivel de especie y sus ácidos grasos extraídos para su identificación. Extracción de lípidos La extracción de lípidos se realizó mediante ultrasonido y un sistema binario de solventes (metanol-diclorometano) (Prahl et al., 1996). El extracto orgánico se separó mediante cromatografía de columna utilizando una serie de solventes orgánicos de creciente polaridad (Prahl & Pinto, 1987). La fracción polar de lípidos extraídos de los organismos se derivatizó con BF3/MeOH.

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Análisis por cromatografía Posteriormente, diferentes fracciones lipídicas fueron analizadas mediante cromatografía gaseosa (HP-5960) con detector FID, equipado con columna capillar (30 m x 0,25 mm i.d., SPB-5). Los análisis fueron realizados usando inyección sin división (0,5 minutos de “sampling time”), hidrógeno como gas de arrastre (10 psi presión de entrada) y temperatura programada (75-130 oC a 10 oC/min, 130-300 oC a 5 oC/min y luego en modo isotermal por 20 minutos). La temperatura del inyector y detector fueron de 290 oC y 310 oC, respectivamente. RESULTADOS Y DISCUSIÓN Los ácidos grasos identificados mediante interpretación de fragmentogramas en las distintas muestras biológicas analizadas, presentan una gran variedad de estructuras, pudiendo distinguirse 4 grupos principales durante el período de primavera (Tabla II), siendo éstos: los ácidos grasos saturados, monoinsaturados, poliinsaturados (PUFA), los ramificados y otros. Dentro de los saturados el ácido palmítico (C16:0), importante biomarcador de diatomeas, aparece en todas las muestras analizadas hasta ahora, demostrando la importancia de ellas en la dieta del zooplancton de canales y fiordos. Sin embargo, la ausencia del ácido esteárico (C18:0) en la mezcla de zooplancton de los canales denominados oceánicos (Pulluche y Ninualac) llama la atención, requiriéndose información oceanográfica y de dinámica poblacional para dar una explicación adecuada a esta singular observación. Tampoco se observan ácidos grasos insaturados del tipo C18 en el canal Pulluche, escasos en el canal Ninualac y una mayor variedad en el seno Aysén, especialmente en la estación 19. Todas los especímenes analizados del seno Aysén en las tres estaciones muestreadas indican la presencia del ácido esteárico, componente de flagelados. Esta mayor variedad en la dieta puede tener importancia en el desarrollo larval del zoo e ictioplancton. En general, los ácidos grasos insaturados revisten principal importancia en la dieta altamente energética del zooplancton. Los ácidos grasos poli-insaturados (PUFA) de cadena larga son especiales biomarcadores ya que no pueden ser sintetizados de novo en cantidades suficientes por predadores planctónicos (Sargent & Whittle, 1981; Napolitano et al., 1997). La serie omega 3, representada principalmente por el ácido eicosapentenoico 20:5(n-3) y docosahexenoico 22:6(n-3), fue detectada en el espécimen camarón y no así en el espécimen anfípodo, indicando dietas diferenciadas para estos organismos del zooplancton. Tabla III. Comparación estacional de los principales ácidos grasos de zooplancton detectados en una muestra integrada del canal Pulluche (estación 75). Ácidos grasos

Pulluche (estación 75)

Invierno/primavera (Índice Estacional)

Ácido Ácido Ácido Ácido Ácido Ácido Ácido

tetradecanoico hexadecanoico octadecanoico fitánico eicosenoico docosenoico tetracosenoico

C14:0 C16:0 C18:0 3,7,11,15 tetrametil C16:0 C20:1 C22:1 C24:1

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0,47 2,29 1,08 0,58 1,65 3,11 1,20

Ácidos grasos obtenidos de muestras integradas en profundidad en el canal Pulluche muestran que no todos los ácidos tienen un comportamiento estacional similar (Tabla III). El ácido palmítico (C16:0), un indicador de diatomeas (Reuss & Poulsen, 2002), muestra una mayor presencia en invierno que en primavera tardía (índice estacional IE: 2,29) al igual que el ácido docosenoico (C22:1, IE: 3.11) que corresponde a un indicador de zooplancton. Sin embargo, el ácido esteárico (C18:0), indicador de flagelados (Falk-Petersen et al., 1998) presenta un valor similar de concentración en invierno y primavera tardía (IE: 1.08). Al comparar la prevalencia de diatomeas o flagelados, se obtiene una razón para la proporción de ácidos saturados (C16/C18) de 3,2 en agosto y 1,5 en noviembre, sugiriendo que la principal dieta del zooplancton durante el período de invierno en este canal son diatomeas; en cambio el muestreo de noviembre, aún cuando las diatomeas siguen siendo la dieta principal, los flagelados adquieren una importancia considerable. El ácido fitánico correspondiente a la oxidación del fitol que proviene de la cadena lineal de la clorofila, muestra una mayor concentración en primavera que invierno (IE: 0,58). Existe evidencia que demuestra que el ácido fitánico se produce en el interior del zooplancton durante el proceso de degradación metabólica de la molécula de clorofila (Viso & Marty, 1993). Estos valores coinciden con una mayor biomasa fitoplanctónica presente en los canales durante la primavera (Montecino et al., 2003). AGRADECIMIENTOS Los autores agradecen al comandante del buque AGOR “Vidal Gormaz”, sus oficiales y tripulación y al personal de apoyo técnico (CONA) a bordo en la recolección de muestras. Durante el análisis cromatográfico se contó con la valiosa colaboración de Lilian Núñez, para espectrometría de masa, José Becerra y Víctor Hernández, para identificación de organismos, Dr. Leonardo Castro y personal del Laboratorio de Oceanografía Pesquera y Ecología Larval. Financiamiento para el desarrollo de este estudio se obtuvo del Ministerio de Hacienda a través del Comité Oceanográfico Nacional y del Servicio Hidrográfico y Oceanográfico de la Armada. REFERENCIAS DE BAAR, FARRINGTON & WAKEHAM. 1983. Vertical flux of fatty acids in the North Atlantic Ocean. Journal of Marine Research, 41,19. COUTTEAU, P. & MOURENTE, G. 1997. Lipid classes and their content of n-3 highly unsaturated fatty acids (HUFA) in Artemia franciscana hatching, HUFAenrichment and subsequent starvation. Marine Biology, 130,91. CRIPPS, G. & HILL, H. 1998. Changes in lipid composition of copepods and Euphausia superba associated with diet and environmental conditions in the marginal ice zone, Bellingshausen Sea, Antarctica. Deep-Sea Research I, 45, 1.357. FALK-PETERSEN S. SARGENT, J. HENDERSON, J. HEGSETH, E. HOP, H. & OKOLODKOV, Y. 1998. Lipids and fatty acids in ice algae and phytoplankton from the Marginal Ice Zone in the Barents Sea. Polar Biology, 20: 41-47. GALLAGHER, M. PARAMORE, L. ALVES, D. & RULIFSON, R. 1998. Comparison of phospholipid and fatty acid composition of wild and cultured striped bass eggs. Journal of Fish Biology, 52, 1.218. — 106 —

KATTNER, G. GRAEVE, M. & HAGEN, W. 1994. Ontogenetic and seasonal changes in lipids and fatty acid/alcohol compositions of the dominant Antarctic copepods Calanus propinquus, Calanoides acutus and Rhincalanus gigas. Marine Biology, 118, 637. MONTECINO, V. PAREDES, M. VARGAS, C. MANLEY, M. & PIZARRO, G. 2003. Composición por tamaños del fitoplancton, abundancia de clorofila y gradientes de productividad primaria en la región de Aysén – Noviembre 2002. Revista Taller de Resultados Crucero Cimar 8 Fiordos, Comité Oceanográfico Nacional, pp. 123-137. NANTON, D. & CASTELL, J. 1999. The effects of temperature and dietary fatty acids on the fatty acid composition of harpacticoid copepods, for use as a live food for marine fish larvae. Aquaculture, 175, 167. NAPOLITANO, G. POLLERO, R. GAYOSO, A. MCDONALD, B. & THOMPSON, R. 1997. Fatty acids as trophic markers for phytoplankton blooms in the Bahía Blanca Estuary (Buenos Aires, Argentina) and in Trinity Bay (Newfoundland, Canada). Biochem. Syst. Ecol. 25: 739-755. PRAHL, F. & PINTO, L. 1987. A geochemical study of long-chain n-aldehydes in Washington coastal sediments. Geochimica et Cosmochimica Acta, 51: 1.5731.582. PRAHL, F.; PINTO, L. & SPARROW, M. 1996. Phytane from chemolytic analysis of modern marine sediments: A product of desulfurization or not? Geochimica et Cosmochimica Acta, 60: 1.065-1.073. PINTO, L. CANIUPAN, M. ESPINOSA, L. & BONERT, C. Presencia de ácidos grasos en material suspendido en canales oceánicos de la XI Región-Chile, Cimar 8 Fiordo (2002). XXIII Congreso de Ciencias del Mar, Punta Arenas, mayo 2003. PINTO, L. BONERT, C. CANIUPAN, M. & ESTRADA, R. Caracterización de la materia orgánica particulada en la columna de agua de canales oceánicos en la XI región Cimar 8 Fiordos (2002). RAINUZZO, J. REITAN, K. & OLSEN, Y. 1997. The significance of lipids at early stages of marine fish: a review. Aquaculture, 155,103. REUSS, N. & POULSEN, L. 2002. Evaluation of fatty acids as biomarkers for a natural bloom community. A field study of a spring bloom and a post-bloom period off West Greenland. Mar. Biol. 141, 423-434. SARGENT, J. HENDERSON, R. & TOCHER, D. 1989. The lipids. In: Alver, J (ed.) Fish Nutrition. Academic Press, London, pp. 153-217. SARGENT, J. & WHITTLE, K. 1981. Lipids and hydrocarbons in the marine food web.In: Longhurst A. R. (ed) Analysis of marine ecosystems Academic, London, pp. 491-533. Viso, A. & Marty, J. 1993. Fatty acids from 28 marine microalgae. Phytochemistry, 34: 1.521-1.533.

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— 108 —

N° 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32

ácido graso a. 4,8,12 trimetil-tridecanoico a. mirístico a. 9 metil-tetradecanoico a. 12 metil-tetradecanoico 12 metil-tetradecanoico a. pentadecanoico a. 14 metil-pentadecanoico a. palmítico a. palmitoleico a. hexadecenoico a. hexadecenoico a. hexadecenoico a. hexadecenoico a. 12 metil-hexadecanoico a. 14 metil-hexadecanoico a. 15 metil-hexadecanoico a. 7 metil-hexadecenoico a. fitánico a. heptadecanoico a. 16 metil-heptadecanoico a. esteárico 2 hexil-ciclopropaneooctadecanoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico a.octadecenoico

CIMAR 9 FIORDOS etapa 2 fórmula 4,8,12tm C13:0 C14:0 9m C14:0 12m C14:0 12m C14:0 C15:0 14m C15:0 C16:0 C16:1(n-9) C16:1(n-7) C16:1(n-7)(Z) C16:2(n-4) C16:2(n-7) 12m C16:0 14m C16:0 15m C16:0 7m C16:1(n-8) 3,7,11,15metil C16:0 C17:0 16m C17:0 C18:0 2h ciclopropan C18:0 C18:1(n-3) C18:1(n-6)(Z) C18:1(n-9) C18:1(n-10) C18:1(n-12) C18:1(n-13) C18:1(n-14) C18:1(n-15) C18:1(n-16) X X

X X

X

X X

X X

X

X

X X

X X X X

X X X

X X

X X

X X

X

Xc

X X (Z)c Xc

X X

X

X Xb X

X

X Xa Xa

X

X X

16 anfípodo 19 camarón

X

X X

63 mezcla

X X

X X

75 mezcla

X (Z)

X Xd

X

X

X Xa Xa Xb Xb Xd

X

19 mezcla

X Xc Xc X Xb Xb X(Z)b Xb Xb Xb Xb Xb Xb

X

X X X X

X

X X

17A mezcla

C anal Pulluche C anal Ninualac Seno Aysén Seno Aysén Seno Aysén Seno Aysén

Tabla II. Ácidos grasos identificados en muestras biológicas obtenidas durante el mes de noviembre de 2003 en canales y fiordos de la XI región, Chile.

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N° 33 34 35 36 37 38 39 40 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63

ácido graso a.octadecadienoico a.octadecadienoico a.octadecadienoico a.octadecadienoico a.octadecadienoico a.octadecadienoico a.octadecatrienoico 17 metil-octadecanoico 2 octilciclopropanooctadecanoico a. nonadecanoico a. nonadecenoico a. nonadecenoico a. araquídico a. 11 eicosenoico a. eicosatetraenoico a. eicosapentenoico a. eicosadienoico a. eicosadienoico a. eicosadienoico a. eicosadienoico a. 11 metil-eicosanoico a. heneicosanoico a. behénico a. docosenoico a. docosahexenoico a. tricosanoico a. tricosenoico a. lignocérico a. tetracosenoico a. 15 metil-tetradecanoico

CIMAR 9 FIORDOS etapa 2

Tabla II. Continuación.

C19:0 C19:1(n-10) C19:1(n-16) C20:0 C20:1(n-11) C20:4(n-5)[5,8,11,14] C20:5(n-3) C20:2(n-8)[8,11] C20:2(n-9)[9,11] C20:2(n-10)[10,13] C20:2(n-11)[11,13] 11m C20:0 C21:0 C22:0 C22:1(n-13)(Z) C22:6(n-3) C23:0 C23:1(n-15) C24:0 C24:1(n-15) 15m C24:0

fórmula C18:2(n-6)[6,9] C18:2(n-7)[7,10] C18:2(n-8)[8,11] C18:2(n-9)[9,11] C18:2(n-9)[9,12] C18:2(n-9)(ZZ)[9,12] C18:3(n-9)[9,12,15] 17m C18:0

Xa Xa

Xb Xb X X X X X X

X

X

X Xa

X Xb

X

X X X X

X X

X

X X

X X X X

Xa Xa

X

63 mezcla

75 mezcla

Xa

Canal Ninualac

Canal Pulluche

Seno Aysén

X X

X X X

X X X

X

X

X

16 anfípodo

Seno Aysén

X X X X X X X

X

X X X X

X

X

Xd Xd

X

19 camarón

X X

X

X X X(ZoT)

Xc

X

X

X X X

Xc Xc

X X X

X

Xa

Xa

X

17A mezcla

Seno Aysén

X

Xc X

Xc

19 mezcla

Seno Aysén