ANEXO: TOMA DE MUESTRAS El correcto diagnóstico del agente etiológico de las infecciones bacterianas depende en primer lugar de la adecuada selección, recolección y transporte de las muestras clínicas a analizar. En la elección de la muestra clínica se debe tener en cuenta: 1) si el espécimen clínico elegido puede incluir al potencial agente etiológico. 2) si el sitio anatómico del cual se recolectará la muestra posee además una flora bacteriana residente (normal), y 3) si el sitio anatómico del cual se recolectará la muestra es normalmente estéril (sin flora normal), pero para llegar a él es necesario atravesar una región con flora normal. Flora normal, estado de portación y colonización Los sitios anatómicos con flora residente son los epitelios de: 1) 2) 3) 4) 5) 6) 7) 8) 9)

boca, nariz, faringe, colon, vagina, piel (con variantes de acuerdo a la zona), extremo distal de la uretra, pabellón auditivo externo, conjuntiva y superficie ocular.

otras especies no frecuentemente patógenas del género que se nombra. También se debe tener en cuanta que en determinados sitios anatómicos puede existir el denominado estado de portación. El estado de portación de un individuo se produce cuando éste porta un patógeno reconocido (no perteneciente a la flora normal) sin sufrir la enfermedad (portador sano). Dicho estado se debe tener en cuenta para la interpretación de los resultados del cultivo. En la Tabla 1 se indican las bacterias que más frecuentemente pueden ser portadas. Otro estado que es necesario considerar, tanto cuando se recolecta una muestra clínica como cuando se interpretan los resultados del cultivo es que distintos sitios corporales de los pacientes hospitalizados por más de 48 horas pueden estar colonizados con la flora bacteriana hospitalaria. Para seleccionar el material cínico a estudiar, teniendo en cuenta la presencia o ausencia de flora normal y el estado de portación o de colonización de los diferentes sitios anatómicos, se analizarán las principales infecciones bacterianas y el tipo de patógenos que las ocasionan. Infecciones respiratorias A) Infecciones respiratorias altas

El resto de los sitios anatómicos son normalmente estériles. Las infecciones de garganta o fauces, tracto gastrointestinal, uretra, vagina y piel generalmente ocurren cuando bacterias potencialmente patógenas alcanzan tales sitios. La infección generalmente ocurre con un desplazamiento de la flora normal y la recolección de la muestra clínica a estudiar debe seguir todos los recaudos necesarios para incluir al agente etiológico de la infección, tal como se analizará en párrafos posteriores. Ciertas bacterias que forman parte de la flora normal pueden ocasionar infecciones locales o a distancia en individuos inmunodeficientes. Por tal motivo, en la Tabla 1 se citan las bacterias endógenas más frecuentes. Esta Tabla 1 sirve de orientación para interpretar los resultados de los cultivos de muestras provenientes de sitios anatómicos con flora residente normal. En esta Tabla 1, el nombre de la bacteria (género) seguido de las letras spp. (= especies) significa que se trata de

La muestra clínica para el diagnóstico de la faringitis bacteriana es el hisopado de fauces. Definimos fauces como el área de la cavidad oral profunda, situada entre los pilares tonsilares o amigdalinos. El hisopado de fauces se obtiene por visualización directa. Tanto las áreas tonsilares, la faringe posterior, como cualquier área de inflamación, ulceración, o exudación deben ser hisopadas. Generalmente la muestra se obtiene para el diagnóstico de la faringitis estreptocóccica, difteria, o faringitis gonorréica (esta última sólo cuando existe una alta sospecha clínica) (Tabla 2). En los ensayos de rutina no es necesario investigar otra especie bacteriana. Cuando se encuentra presente una pseudomembrana debe hacerse un hisopado de la misma para asegurar la posible recuperación de C. diphteriae. En el caso de las bacterias mencionadas, el hisopo puede ser de algodón, Dacrón o alginato de calcio y debe ser colocado inmediatamente en un medio de transporte para evitar su desecación.

Anexo - 1

Tabla 1. Sitios anatómicos con flora normal Sitio anatómico Flora normal Portación Boca (incluye cavidad Streptococcus grupo viridans, Staphylococcus spp. bucal, dientes, lengua, Anaerobios ( Peptostreptococcus spp., Peptococcus encías, paladar y saliva spp., Bacteroides spp., Veillonella spp., Fusobacterium spp., Eubacterium spp.). Neisseria spp., Haemophilus spp., Moraxella spp., Streptococcus spp., Leptotrichia bucalis (dientes), otros. Garganta (incluye Corynebacterium spp., Streptococcus grupo viridans, Neisseria meningitidis, Neisseria gonorrrhoeae, Streptococcus orofaringe, nasofaringe Neisseria spp., Staphylococcus epidermidis, Fusobacterium spp., Peptostreptococcus spp., pyogenes, Streptococccus y amígdalas) Peptococcus spp., Veillonella spp., Bacteroides spp. pneumoniae, Haemophilus (amígdalas), Campylobacter sputorum, otros. influenzae b, Otros (1) Fosas Nasales Staphylococcus spp., Moraxella spp. Staphylococcus aureus, Neisseria meningitidis (poco frecuente), Streptococcus pneumoniae (poco frecuente). Conducto auditivo Pseudomonas aeruginosa, Refleja la microflora de la piel externo (los oídos Streptococcus pneumoniae medio e interno son sitios normalmente estériles) Ojo (parte externa) Refleja la microflora de la piel Intestino (2) Anaerobios (Bacteroides fragilis, Bacteroides spp., Clostridium perfringens, Clostridium difficile, Clostridium spp., Peptostreptococcus spp., Peptococcus spp., Veillonella spp., Fusobacterium spp., Eubacterium spp.). Mycobacterium spp., Escherichia coli, otras Enterobacteriaceae, Enterococcus faecalis, Enterococcus spp., Staphylococcus spp., Bifidobacterium spp. (3). Superficie de los Streptococccus grupo viridans, Staphylococcus genitales coagulasa (-), Enterococcus spp., Enterobacteriaceae, Bacteroides spp., Fusobacterium spp., Corynebacterium spp., Neisseria spp., Mycobacterium spp., otros. Uretra anterior Idem anterior, Acinetobacter lwoffi (poco frecuente) Staphylococcus saprophyticus (especialmente en mujeres) Vagina Lactobacillus acidophilus (flora Döderlein, principal Listeria monocytogenes, componente de la flora normal), Staphylococcus spp., Streptococcus agalactiae, Enterococcus spp., Bacteroides spp., Veillonella spp. Clostridium perfringens, Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis. (1) Los pacientes hospitalizados pueden estar colonizados en sus fauces y garganta con flora hospitalaria, generalmente enterobacterias, Pseudomonas spp., Acinetobacter spp., Staphylococcus aureus meticilino-resistente, etc. (2) La parte del aparato gastrointestinal que indefectiblemente alberga la flora normal (flora fecal) es el intestino grueso. Sin embargo, en algunos individuos, del aspirado del contenido del íleo se pueden recuperar microorganismos fecales. Una vez atravesada la válvula iliocecal el contenido del intestino es la flora de la materia fecal y está formada principalmente por Bacteroides fragilis, Escherichia coli y enterocococos. (3) Constituye un 100% de la flora normal del recién nacido.

Para la toma de la muestra la lengua debe ser empujada hacia abajo con un bajalenguas para evitar la contaminación del hisopo con saliva, que disminuiría la calidad de la muestra. Como la orofaringe, la nasofaringe y las amígdalas son sitios anatómicos colonizados (Tabla 1) la muestra puede contener bacterias de la flora normal. Sin embargo, en la faringitis bacteriana

producida por alguna de las bacterias arriba mencionadas ocurre un desplazamiento de la flora normal, lo que permite aislar en mayor proporción al verdadero patógeno. Una muestra adecuada para el aislamiento de Bordetella pertussis (agente etiológico de la tos convulsa) es el aspirado nasofaríngeo. Se deno-

Anexo - 2

mina aspirado al producto de la remoción de secreciones o líquidos de una cavidad por succión.

alta proporción con respecto a la flora normal o a los potenciales patógenos en estado de portación.

El líquido aspirado debe colocarse en el medio de transporte adecuado. Los diferentes medios de transporte se especificarán en un párrafo aparte. El hisopado nasofaríngeo también es útil para investigar B pertussis. Es este caso, se debe utilizar un hisopo de alginato de calcio y no debe usarse uno de Dacrón.

Existen criterios para la aceptación o rechazo de una muestra de esputo. Estos criterios analizan la cantidad de células epiteliales bucales (indicativo de alta contaminación con saliva y por ende con flora endógena), en relación a los leucocitos polimorfonucleares (indicativos de infección baja). Tal control de calidad de la muestra se lleva a cabo mediante un extendido de la muestra coloreado con la tinción de Gram. Uno de los criterios de rechazo de la muestra es la presencia en el extendido coloreado de más de 10 células epiteliales y menos de 25 leucocitos por campo a 100x. Este criterio válido para el diagnóstico de las bacterias que habitualmente causan neumonías adquiridas en la comunidad (Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae tipo b, Staphylococcus aureus) no se aplica para la investigación de Mycobacterium tuberculosis, ya que esta bacteria nunca forma parte de la flora endógena y no existen portadores sanos. Para la detección de M. tuberculosis se debe recolectar la primera expectoración de la mañana en forma seriada durante tres días , las que deben procesarse individualmente. Para el diagnóstico de la psitacosis humana las muestras representativas son el esputo y el hemocultivo. (Tabla 2).

A pesar que Chlamydophila pneumoniae y Mycoplasma pneumoniae son agentes etiológicos de infecciones respiratorias bajas, el aspirado naso-faríngeo es útil para el diagnóstico de las neumonías. En el caso del análisis del aspirado nasofaríngeo para el diagnóstico de B pertussis, C pmeumoniae, M. pneumoniae no es importante la presencia de flora normal en la muestra pues tanto los medios de transporte adecuados como los medios de cultivo son selectivos para los patógenos mencionados. Para el diagnóstico de B. pertussis, C pneumoniae y M. pneumoniae el aspirado o el hisopado en los correspondientes medios de transporte deben ser refrigerados (transportados en hielo). Tanto el hisopado de fauces como el aspirado nasofaríngeo son útilies para la detección de portadores de Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae tipo b, Streptococcus pneumoniae y Streptococcus pyogenes (ver Tabla 13 para instrucciones para el transporte). La Tabla 13 está ordenada alfabéticamente. La sinusitis y la otitis media se consideran en otros párrafos, más adelante. B) Infecciones respiratorias bajas El esputo es una muestra adecuada para el diagnóstico bacteriológico de neumonías en individuos de la comunidad (extrahospitalarias) (Tabla 2). A pesar que la laringe, la tráquea, los bronquiolos y los alvéolos pulmonares carecen de flora endógena, el esputo debe atravesar la orofaringe. Esta contiene una flora residente normal como así también bacterias potencialmente patógenas de las vías respiratorias bajas que pueden ser portadas transitoriamente (Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae tipo b, Staphylococcus aureus). Pero al igual que con el hispoado de fauces, en el esputo representativo de una expectoración profunda el agente etiológico de la infección respiratoria baja se encuentra siempre en muy

El esputo se recolecta en un frasco estéril de boca ancha y debe ser refrigerado hasta el o momento de su cultivo (0-4 C). Se recomienda recolectar el primer esputo de la mañana luego de un cuidadoso cepillado dental. El esputo no es una muestra adecuada para el diagnóstico de neumonías causadas por bacterias anaeróbicas, lo que puede deducirse de la Tabla 1, en la cual se muestra la importante presencia de bacterias anaerobias en la flora normal de la cavidad orofaríngea. Tales bacterias pueden potencialmente causar una neumonía (por ejemplo, neumonía aspirativa en pacientes obnubilados), no pudiéndose diferenciar el agente etiológico de la bacteria endógena cuando se realizan los cultivos en condiciones anaeróbicas. El esputo tampoco es útil para el diagnóstico de las neumonías intrahospitalarias (aquellas que se desarrollan luego de las primeras 48 horas de internación del paciente en el hospital). En este

Anexo - 3

Tabla 2. Muestras clínicas y potenciales patógenos Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos Infecciones respiratorias altas (1) Streptococcus pyogenes (faringitis) 1) Hisopado de fauces Haemophilus influenzae (epiglotitis) 2) Aspirado nasofaríngeo (especialmente para Bordetella Neisseria gonorrhoeae (faringitis) pertussis) Corynebacterium diphteriae (difteria) 3) Recolección de la pseudomembrana peritonsilar Asociación fusoespirilar (la angina de (Corynebacterium diptheriae) Vincent se puede diagnosticar por una tinción de Gram) Infecciones pulmonares bacterianas A) Adquiridas en la comunidad 1) Esputo (2) Streptococcus pneumoniae, 2) Sangre Haemophilus influenzae, 3) Punción transtraqueal (especialmente cuando se sospechan Staphylococcus aureus, infecciones por bacterias anaerobias). Mycobacterium tuberculosis, 4) Esputo seriado (Mycobacterium tuberculosis). Chlamydia pneumoniae, 5) Broncoscopía (sólo para bacterias que no forman parte de la Chlamydia trachomatis, flora normal de la boca: M. tuberculosis, Legionella spp., etc.). Chlamydia psitacci, 6) Aspirado nasofaríngeo (sólo para Chlamydophila pneumoniae Mycoplasma pneumoniae, y Mycoplasma pneumoniae). Legionella pneumophila 7) Líquido pleural (si está presente). B) Adquiridas en el hospital (3). 1) Lavados broncoalveolares (broncoscopio de fibra óptica con 4 catéter envainado) (Recuento 10 UFC/ml de una determinada especie se considera positivo.. 2) Cepillado bronquial (cepillo envainado con catéter exterior). Para pacientes en los que se sospecha infección bacteriana con especies inusuales: alcohólicos, diabéticos, intubados, 3 bronquiectásicos, etc.). Recuento 10 UFC/ml de una determinada especie se considera positivo. 3) Punción pulmonar 4) Biopsia a cielo abierto (excepcionalmente). 5) Sangre

Anexo - 4

Klebsiella pneumoniae, Otras enterobacterias, Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Acinetobacter spp., Staphylococcus spp., Cualquier especie bacteriana que se aísle en cultivo puro.

(1) Fauces: área de la cavidad oral profunda situada entre los pilares tonsilares o amigdalinos. El hisopado de fauces se obtiene por visualización directa. Tanto las áreas tonsilares, la faringe posterior, como cualquier área de inflamación, ulceración o exudación debe ser investigada. Cuando se encuentra presente una pseudomembrana, ésta debe ser incluída en la muestra a analizar para asegurar la recuperación de Corynebacterium diptheriae. Se denomina aspirado a la remoción de secreciones o líquidos de una cavidad por succión. A pesar que C. trachomatis y M. pneumoniae son agentes etiológicos de infecciones respiratorias bajas (neumonías), el aspirado nasofaríngeo es útil para el diagnóstico de las neumonías por C. trachomatis en niños y por M. pneumoniae en adultos jóvenes. Tanto el hisopado de fauces como el aspirado nasofaríngeo son útiles para la detección de portadores de N. Meningitidis, H. influenzae tipo b, S. pneumoniae y S. pyogenes. (2) El esputo puede estar contaminado con la flora de la orofaringe. Para determinar si la muestra es adecuada es necesario realizar un control de calidad de la misma. Este se realiza mediante un extendido de la muestra coloreado con la tinción de Gram. Uno de los criterios de rechazo de la muestra es la presencia en el extendido coloreado de más de 10 células epiteliales y menos de 25 leucocitos polimorfonucleares por campo a 100X. El criterio anterior indica alta contaminación de la muestra con flora de la orofaringe y sugiere que el esputo puede no ser representativo de la infección respiratoria baja. Este criterio no es válido para la aceptación del esputo para la investigación de M. tuberculosis. Para la detección del M. tuberculosis se debe recolectar la primera expectoración de la mañana en forma seriada durante 3 días, y las muestras deben ser procesadas en forma individual. Para el diagnóstico de la psitacosis humana las muestras representativas son el esputo y el cultivo de sangre. (3) En las neumonías intrahospitalarias el cultivo de esputo conduce a interpretaciones erróneas. Se emplean técnicas invasivas para la recolección de una muestra representativa pues el paciente puede estar colonizado en sus fauces con la flora intrahospitalaria, siendo alguna de tales bacterias el agente etiológico de la infección. Los lavados broncoalveolares se realizan con 20-40 ml de solución fisiológica estéril, la cual es aspirada y colocada en un recipiente estéril. Se pueden realizar cultivos cualitativos. Un recuento de 100.000 o más UFC/ml de una especie bacteriana se considera clínicamente representativo. El cepillado bronquial consiste en la utilización de un cepillo dentro de un catéter el cual es ocluido por un tapón distal para su introducción en el tracto respiratorio. Con el cepillo se empuja el tapón de oclusión el cual se disuelve sobre las mucosas. De esta manera se evita la contaminación con la flora orofaríngea. Luego a se retira todo el dispositivo y el cepillo es cortado con tijeras estériles y depositado en un recipiente adecuado. El cultivo de sangre seriado puede ser de utilidad en el caso de neumonías.

caso, los agentes etiológicos (Tabla 2) llegan al sitio de la infección con posterioridad a una importante colonización de las fauces. Por tal motivo el cultivo del esputo tampoco diferencia entre bacterias patógenas y colonizantes. Para lograr el correcto diagnóstico microbiológico en estos casos se utilizan las denominadas técnicas invasivas de obtención de las muestras clínicas. Tales técnicas mencionadas en orden de menor a mayor riesgo o invasividad del procedimiento son: 1) punción transtraqueal (diagnóstico de bacterias anaerobias), 2) muestras obtenidas por broncoscopía, 3) punción pulmonar, y 4) biopsia pulmonar a cielo abierto. Luego de la punción transtraqueal, el aspirado se coloca en 1 ml de solución fisiológica estéril y/o medio de transporte para bacterias anaeróbicas. Con respecto a las muestras obtenidas por broncoscopía se deben tener en cuenta dos grandes categorías de bacterias a diagnosticar. 1) Las bacterias que no forman parte de la flora normal orofaríngea ni las que tampoco existen en un estado de portación o colonización (Mycobacetrium, Legionella). En este caso no es importante la contaminación del broncoscopio durante su pasaje por la orofaringe. Se aspiran las secreciones bronquiales o se realizan lavados broncoalveolares. En ciertos casos los cultivos cuantitativos de los lavados pueden ser

útiles para diferenciar el agente patógeno de un miembro de la flora normal. Generalmente el aislamiento en un lavado bronquial de 1000 UFC/ml de una bacteria en particular es considerado clínicamente significativo. Tanto las secreciones como los lavados se colocan en un frasco estéril y requieren refrigeración si no se los procesa de inmediato. 2) Las bacterias que forman parte de la flora normal o que pueden existir como colonizantes orofaríngeos (por ejemplo, bacterias intrahospitalarias). En estos casos es preferible el uso de un cepillo envainado para tomar la muestra. Una vez colocado el broncoscopio se introduce un cepillo protegido por un catéter. Luego de desinfectar las paredes externas del catéter, se extiende el cepillo fuera de éste último, se corta con tijeras estériles y se coloca en 1 ml de solución fisiológica estéril. El aislamiento de una bacteria particular en el orden de 1.000 UFC/ml se considera clínicamente representativo. Los trozos de tejido obtenidos por punción pulmonar o a cielo abierto se colocan en frascos estériles y no se requiere refrigeración. Estas muestras son útiles para el diagnóstico de cualquier especie bacteriana. En etapas tempra-nas de la neumonía las bacterias patógenas pueden

Anexo - 5

ser encontradas en la sangre, por lo que se puede realizar para su diagnóstico un hemocultivo (ver bacteriemias/sepsis). En las neumonías que cursan con derrame, el cultivo del líquido pleural es una muestra adecuada para el diagnóstico. En este caso se colocan unos mililitros del líquido en un frasco estéril que contenga anticoagulante y no debe refrigerarse. No

se requiere medio de transporte (ver Tabla 13 para toma y transporte de la muestra). Infección urinaria Para el diagnóstico de las infecciones urinarias (Tabla 3) se debe tener en cuenta la descontaminación del sitio anatómico previa a la recolección de la orina (Tabla 13), pues la muestra

Tabla 3. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados con las infecciones urinarias Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos Infecciones urinarias (1) Eschericia coli Proteus mirabilis . 1) Porción media de la primera orina de la maña-na Morganella morganii (2) con por lo menos tres horas de retención (micción Klebsiella pneumoniae (2) espontánea). Staphylococcus saprophyticus 2) Punción suprapúbica (3) (sospecha de anaerobios, Staphylococcus aureus resultados inciertos por otro método). Enterococcus faecalis 3) Cateterismo simple (sólo cuando sea realizado por Pseudomonas spp. (2) otra causa que no fuere la recolección de la orina). Mycobacterium tuberculosis 4) Orina por micción al acecho (niños/as). Bacterias anaerobias (poco frecuentes, se investi-gan sólo 5) Recolección seriada de orina (Mycobacterium en orina obtenida por punción suprapúbica) tuberculosis). Haemophilus influenzae no capsulados (en niños) Acinetobacter baumannii (2) Adquiridas en el Hospital Punción Proximal de la sonda ( paciente sondado): Se considera Positivo > 100 UFC/ml (1) La disuria (un síntoma de infección urinaria) también puede ser debida a la uretritis causada tanto por Neisseria gonorrhoeae como por Chlamydia trachomatis. La infección urinaria puede involucrar la uretra, los uréteres, la vejiga y los riñones. (2) Agente etiológico de infecciones urinarias mayormente adquiridas en el hospital. (3) Recolección por punción suprapúbica: orina aspirada con aguja y jeringa por punción directa de la vejiga.

atraviesa la uretra anterior y arrastra flora residente de ese sitio. La descontaminación se realiza mediante el lavado de los genitales externos con agua y jabón y por eliminación del primer chorro de orina que se emite. En el caso de mujeres se debe utilizar un tapón vaginal de algodón o un tampón para evitar la contaminación con la flora vaginal. La muestra adecuada es la porción media de la primera orina de la mañana. Como en

la uretra las bacterias anaerobias son parte de la flora normal es fácil deducir que la muestra de orina emitida por micción espontánea no es útil para diagnosticar infecciones causadas por bacterias anaeróbicas. En este caso es necesario recolectar la muestra por punción suprapúbica (toma directa de la vejiga) (Tabla 3). Es necesario recordar que la orina es un excelente medio de cultivo para la mayoría de las bacterias, por lo que debe refrigerarse la muestra de orina inmediatamente después de su recolección.

Tabla 4. Muestras clínicas y potenciales patógenos Asociados con las diferentes infecciones bacterianas Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos Meningitis bacteriana Adultos: Neisseria meningitidis, Streptococcus pneumoniae, Staphylococcus aureus, otros. Neonatos: Escherichia coli, otras enterobacterias, Listeria 1) Líquido cefalorraquídeo 2) Sangre monocytogenes, Streptococcus -hemolítico grupo B (agalactiae). 3) Tracto respiratorio superior (portación) Niños: Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae tipo b. Streptococcus pneumoniae, Bacteriemias/Sepsis Staphylococcus spp. Salmonella spp. Cultivo seriado de sangre venosa. Escherichia coli Klebsiella spp. Adultos: 3 cultivos de 5-10 ml, el intervalo de Otras enterobacterias

Anexo - 6

tiempo dependerá de la urgencia para instaurar el tratamiento antimicrobiano Niños: Cultivar en lo posible 1 a 2 ml de sangre (2 hemocultivos suelen ser suficientes). Endocarditis bacteriana Realizar 2 a 3 cultivos de sangre. Aumentar el número hasta 6 en el caso de pacientes con tratamiento antibiótico previo. Infecciones de huesos y articulaciones 1) 2)

Trozo de tejido óseo Aspiración de líquido articular (por ejemplo, líquido sinovial).

Pseudomonas spp. Bacteroides spp. (poco frecuente) Brucella spp. Enterococcus spp. Streptococcus pneumoniae Otras bacterias Staphylococcus spp. Streptococcus grupo viridans Enterococcus spp. Enterobacterias Bacterias anaerobias (poco frecuentes) Grupo HACEK Staphylococcus spp. Haemophilus influenzae (líquido articular) Neisseria gonorrhoeae (líquido articular) Streptococcus pneumoniae (líquido articular) Streptococcus spp Salmonella spp. Otras enterobacterias Pseudomonas spp.

Infecciones relacionadas con líquidos corporales no considerados previamente Aspirar en forma aséptica el líquido corporal en forma directa de la cavidad o durante la cirugía, Toda bacteria aerobia o anaerobia obtenida en cultivo puro, o si corresponde. bacterias aerobias y anaerobias cuando se sospecha una infección a) Líquido amniótico mixta. b) Líquido ascítico c) Líquido pericárdico d) Líquido peritoneal

Tabla 5. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados Con las infecciones bacterianas de transmisión sexual Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos Infecciones bacterianas de transmisión sexual en la mujer Lesiones de la vulva 1) Exudado de la lesión (limpiar la superficie y remover crostas Treponema pallidum si es que están presentes. Recolectar sobre portaobjetos Chlamydia trachomatis (L1, L2, L3; LGV) para campo oscuro o inmunofluorescencia directa). Calymmatobacterium granulomatis 2) Aspiración del nódulo linfático (sospecha de linfogranuloma venéreo, LGV). 3) Raspado o biopsia de la lesión (C. granulomatis) Infecciones de las glándulas de Bartholin Neisseria gonorrhoeae Aspirado del exudado con aguja y jeringa previa decontaChlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) minación de la zona de recolección con iodóforos Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas Cérvix Neisseria gonorrhoeae Hisopado de endocérvix (1) Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) Fondo vaginal Gardnerella vaginalis (vaginosis), (2) Hisopado del fondo de vagina (toma con colocación previa de Mobiluncus spp. un espéculo) Streptococcus -hemolíticos grupo B (impor-tancia obstétrica) Listeria monocytogenes (importancia obstétri-ca) Uretra Hisopado con un hisopo delgado Recto Hisopado rectal

Neisseria gonorrhoeae Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) Neisseria gonorrhoeae Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)

Anexo - 7

Endometrio Aspirado transabdominal

Neisseria gonorrhoeae Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas

Trompas de Falopio Aspirado del material purulento durante la cirugía Fondo de saco de Douglas Aspirado del material purulento durante la cirugía

Neisseria gonorrhoeae Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas Infecciones bacterianas de transmisión sexual en el hombre Uretra Neisseria gonorrhoeae Recolección del exudado (en caso de utilizar un hisopo, éste Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) debe tener pocos mm de diámetro, de manera de po-der ser Ureaplasma urealyticum insertado 2-3 cm dentro de la uretra, especial-mente para el Mycoplasma hominis diagnóstico de uretritis no gonocóccica. Pene Treponema pallidum Recolección del exudado de la lesión previa limpieza de la Haemophilus ducreyi superficie con solución fisiológica y remoción de las costas, si Calymmatobacterium granulomatis las hubiera. Recto Neisseria gonorrhoeae 1) Anoscopía: colección del material de las áreas que Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.) contienen exudado purulento. Treponema pallidum 2) Hisopado rectal (sospecha de gonorrea) Calymmatobacterium granulomatis 3) Recolección del exudado de la lesión previa limpieza de la superficie con solución fisiológica y remoción de crostas, si las hubiera (sospecha de sífilis) (1) Para la búsqueda de C. trachomatis, insertar el hisopo unos pocos milímetros en el endocérvix y rotarlo con firmeza para obtener células cervicales. Siempre que se recolecta la muestra mediante el hisopado de la zona anatómica se debe tratar de incluir células para el estudio de C. trachomatis. (2) La vaginosis bacteriana es un síndrome definido que se caracteriza por la presencia de flujo vaginal maloliente asociado a un incremento significativo de Gardnerella vaginalis y varias especies anaerobias estrictas, tales como Bacteroides spp., Mobiluncus spp. y Peptococcus spp., junto a una disminución de la cantidad de Lactobacillus spp. (flora normal de vagina). La portación de Streptococcus -hemolíticos grupo B y de Listeria monocytogenes puede ocasionar meningitis neonatal al recién nacido.

Meningitis, Bacteriemias/Sepsis, Endocarditis, Infecciones Articulares Desde el punto de vista de la toma de la muestra clínica las meningitis, bacteriemias/sepsis, endocarditis, e infecciones articulares, poseen en común que el espécimen clínico para realizar el diagnóstico debe obtenerse atravesando la piel, que es un sitio anatómico colonizado con una flora normal. Tanto la sangre como otros líquidos de punción normalmente no contienen microorganismos, por lo cual cualquier tipo de bacteria que se aísle puede ser considerado como el patógeno. De lo anterior se deduce la importancia de tener una estricta asepsia de la piel previa a la toma de la muestra, ya que una contaminación podría confundir la identificación del agente etiológico (Tabla 13, líquido cefalorraquídeo). Para el diagnóstico de bacteriemias continuas o discontinuas se realiza el cultivo de sangre (he-

mocultivo) (Tabla 13, sangre). Ningún líquido de punción necesita ser refrigerado. Es más, el líquido cefalorraquídeo no debe ser refrigerado pues el frío inactiva a algunas bacterias, como por ejemplo Neisseria meningitidis. Infecciones sexual

bacterianas

de

transmisión

Como muestra la Tabla 5, la toma de la muestra para las infecciones de transmisión sexual dependerá del sitio de infección y de los patógenos a diagnosticar en cada sitio. Para conocer las instrucciones a seguir en la toma de las diferentes muestras, ver Tabla 13, genitales. Se debe recordar que todo el material hisopado debe ser colocado en un medio de transporte adecuado. En la Tabla 13 también se indican las instrucciones para la toma de la muestra en el caso de existir pruebas de diagnóstico rápido.

Diarreas bacterianas Tabla 6. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados a las diarreas bacterianas.

Anexo - 8

Selección de la muestra clínica Materia fecal (1)

Potenciales patógenos más frecuentes Escherichia coli (enteropatógena, enteroinvasiva, enterohemorrágica, enterotoxigénica, enteroagregativa, de adherencia difusa), Salmonella spp., Shigella spp., Campylobacter jejuni, Vibrio cholerae, Vibrio spp., Yersinia enterocolitica, Aeromonas/Plesiomonas,Staphylococcus aureus (disbacteriosis), Klebsiella pneumoniae (disbacteriosis), Clostridium difficile ( detección de toxinas). (1) La materia fecal se recolecta en un frasco de boca ancha. En caso de niños, se utiliza el hisopado anal (ver Tabla 13 para instrucciones de toma y transporte de la muestra).

Infecciones oculares, de oído y sinusitis.

Infecciones de piel y de pacientes quemados

En las tomas de muestras para las infecciones de estos sitios anatómicos se debe recordar que el pabellón auditivo externo y la parte externa de los párpados oculares reflejan la microflora de la piel. Para las instrucciones sobre la toma y transporte de las muestras ver la Tabla 13 (oído, ojo). Recuérdese que los cultivos de hisopados nasofaríngeos no son predictivos de los agentes etiológicos de sinusitis u otitis media. Las muestras apropiadas se toman mediante procedimientos invasivos (tímpanocentesis y aspirados de los senos maxilares frontales. Los procedimientos invasivos (especialmente la tímpanocentesis) se reservan para pacientes con infecciones del oído medio complicadas (otitis recurrente u otitis crónica persistente). Las especies bacterianas que causan otitis media aguda en niños están perfectamente determinadas, por lo que se puede aplicar una terapéutica sin necesidad de realizar la técnica invasiva de rutina.

Las bacterias de la flora normal, como así otras bacterias patógenas, pueden causar infecciones tanto locales como sistémicas, con presencia de la bacteria en lesiones cutáneas. Cualquiera sea el caso, es necesario tomar la muestra por aspirado directo con aguja y/o jeringa u obtener un trozo de tejido (Tabla 8). Nunca se debe hisopar la lesión pues el material que así se obtiene es escaso y el agente etiológico queda diluído en la flora residente (Tabla 13 aspirados, tejidos trozos de). Similares precauciones deben adoptarse en la obtención de muestras de pacientes quemados. Como estos pacientes están frecuentemente colonizados con P. aeruginosa o S. aureus, el hisopado de las lesiones no representa un material adecuado para diferenciar colonización de infección. Para las lesiones de piel que hagan sospechar una sífilis debe colocarse el aspirado en un portaobjetos para el diagnóstico por microscopía de fondo oscuro y/o innmunofluorescencia directa (IFD).

Tabla 7. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados con las infecciones oculares y de oído Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos más frecuentes Infecciones oculares Haemophilus influenzae biotipo III 1) Secreción purulenta (1) Staphylococcus aureus 2) Fondo de saco conjuntival inferior Moraxella lacunata 3) Canto interno (el ángulo interno formado por la Moraxella spp. unión entre los párpados superior e inferior del Streptococcus spp. extremo nasal). Estas muestras se obtienen en Neisseria gonorrhoeae los casos de conjuntivitis y de queratitis supuraPseudomonas aeruginosa tiva. (1) Chlamydia trachomatis. Otitis media bacteriana aguda Streptococcus pneumoniae Aspiración a través de la membrana del tímpano Haemophilus influenzae (tímpanocentesis). Streptococcus pyogenes Branhamella catharralis, otros especies Otitis media bacteriana crónica Pseudomonas aeruginosa Material de drenaje Proteus spp. Bacterias anaerobias Sinusitis bacteriana (1) Aguda: Streptococcus pneumoniae, Streptococcus spp., Aspirado de los senos (nasales, paranasales, etc.) Branhamella catharralis, Staphylococcus spp., Haemophilus spp., Enterobacterias. Crónica: Las mismas especies anteriores, bacterias anaerobias.

Anexo - 9

(1) En el caso de una celulitis preseptal, o aguda debe drenarse el absceso y transportar el medio para aerobios y anaerobios. Frente a una canaliculitis, debe recolectarse el material canalicular. Para una queratitis, el oftalmólogo toma la muestra de la córnea. En la blefaritis, debe hisoparse el margen del párpado y en la dacriocistitis aguda debe recolectarse el material del drenaje.

Tabla 8. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados a las infecciones de piel y de pacientes quemados. Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos más frecuentes Infecciones de la piel Staphylococcus aureus, 1) Aspirado de las lesiones de impétigo Streptococcus spp. 2) Biopsias de los márgenes de úlceras Neisseria meningitidis 3) Aspirado de lesiones de tipo petequial o Enterobacterias purpúreo Treponema pallidum 4) Aspirado de bullas Mycobacterium spp. 5) Aspirado de pústulas Actinomycetales 6) Biopsia de celulitis Infecciones en pacientes quemados 1) Trozos de tejidos 2) Sangre

Infecciones de infecciones óseas

heridas,

abscesos

Pseudomonas aeruginosa Staphylococcus aureus Enterobacterias Streptococcus spp.

e

El cultivo de un trozo de tejido o del aspirado de la secreción del sitio anatómico involucrado posee siempre un mayor valor que el hisopado de la lesión como muestra para la identificación del agente etiológico de las infecciones de heridas y abscesos. En aquellas circunstancias en lsa cuales no se puede evitar el empleo del hisopo como forma de recolección, se debe hisopar una gran extensión de la lesión de manera de abarcar una muestra representativa

de la herida. El hisopado de las paredes de un absceso abierto nunca es válido como toma de muestra (ver Tabla 13 para instrucciones de toma y transporte de muestras). La biopsia es la muestra representativa de la infección. En pa-cientes con evidencias radiológicas claras de osteomielitis y con hemocultivos positivos a bac-terias compatibles con la infección (Tabla 11) la biopsia no es necesaria. En pacientes con cavi-dades o senos próximos al área ósea invo-lucrado que drenan, tampoco requieren biopsia.

Tabla 9. Muestras clínicas y potenciales patógenos Asociados a infecciones de heridas, óseas y abscesos. Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos más frecuentes Infecciones de heridas y abscesos Staphylococcus aureus, Enterobacterias 1) Aspirado de las secreción purulenta con Streptococcus spp. aguja y jeringa. Enterococcus spp. 2) Trozo de tejido afectado. Clostridium spp. 3) Aspiración de líquidos corporales. Otras bacterias anaerobias 4) Recolección de drenaje de abscesos. Pseudomonas aeruginosa 5) Márgenes de la herida. Otras bacterias no fermentadoras Otras bacterias Infecciones de huesos Staphylococcus aureus Streptococcus spp. 1) Trozos de tejido óseo Salmonella spp. 2) Sangre Otras enterobacterias Pseudomonas spp. Otras bacterias

Anexo - 10

Infecciones sistémicas en el recién nacido Ante la sospecha de este tipo de infecciones se debe "pancultivar" al paciente. Las muestras a

recolectar se describen en la Tabla 10. Los recaudos a tomar para la toma y el transporte de cada una de las muestras se encuentran en la Tabla 13.

Tabla 10. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados con las infecciones sistémicas del recién nacido. Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos más frecuentes Infecciones de heridas y abscesos Enterobacterias Staphylococcus aureus, 1. Sangre Streptococcus grupos A-B 2. Líquido cefalorraquídeo Enterococcus faecalis 3. Orina Haemophilus influenzae 4. Aspirado nasofaríngeo Listeria monocytogenes 5. Pliegues de la piel (1) Streptococcus pneumoniae 6. Considerar además: secreción ocular, Otras bacterias secreción de cualquier tipo de herida. (1) El cultivo del hisopado de pliegue cutáneo se puede utilizar para detectar el estado de portación o de colonización.

Infecciones por catéter intravascular Es importante el cultivo de la punta y de la parte media de los catéteres para conocer si representan la puerta de entrada de la infección. La Tabla 11 describe las principales especies

bacterianas relacionadas con las infecciones que tienen como punto de partida un catéter. En la tabla 13 se describen bajo el término "catéter" para las instrucciones para toma y transporte de las muestras.

Tabla 11. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados con las infecciones causadas por un catéter intravascular no permanente. Selección de la muestra clínica Potenciales patógenos más frecuentes 1) Punta y parte media del catéter Staphylococcus coagulasa -negativos (interfase piel-catéter). Enterobacterias 2) Sangre Pseudomonas spp. Toda otra bacteria que pueda contaminar los líquidos de infusión

Muestras clínicas para el diagnóstico de infecciones por bacterias anaerobias Las bacterias anaerobias, ya sean cocos Grampositivos o Gram-negativos, bacilos Gram-positivos formadores y no formadores de esporas, así como los bacilos Gram-negativos forman parte de la flora normal de la piel, superficies mucosas, boca, aparato respiratorio superior, intestino y tracto uogenital (Tabla 3). Asimismo, las bacterias anaerobias pueden ser agentes etiológicos de infecciones de piel y partes blandas, respiratorias, urinarias, de heridas, e inclusive de

infecciones sistémicas. Cuando se recolecta la muestra clínica para el diagnóstico de infecciones que puedan estar causadas por bacterias anaerobias se debe considerar que existen materiales que no pueden ser cultivados para el aislamiento de tales bacterias. La razón de lo anterior es que inevitablemente ciertas muestras clínicas incluyen las bacterias anaerobias que forman parte de la flora normal del sitio anatómico correspondiente. En la Tabla 4 se indican las muestras clínicas aceptables para el diagnóstico de infecciones a bacterias anaeróbicas y aquellas que son inaceptables.

Tabla 12. Muestras clínicas para el diagnóstico de infecciones a bacterias anaerobias. Aceptables Inaceptables Aspirado (abscesos, heridas) Lavado broncoalveolar sin protección Glándulas de Bartholin Hisopado de endocérvix Bilis Aspirado endotraqueal (paciente intubado)

Anexo - 11

Sangre Médula ósea Cepillado bronquial (con protección) Espécimen tomado por culdocentesis Biopsia de trompa de Falopio Dispositivo intrauterino (Actinomyces spp.) Placenta (vía cesárea) Biopsia de ovario Materia fecal (sólo para Clostridium difficile) Trozos de tejidos quirúrgicos Aspirado transtraqueal Aspirado endometral Orina (obtenida por punción suprapúbica)

Loquio Hisopado nasofaríngeo Hisopado perineal Líquido seminal o prostático Esputo espectorado o inducido Hisopados rectales Hisopado de fauces Aspirado de traqueostomía Hisopado uretral Orina obtenida por cateterización Orina obtenida por micción espontánea o al acecho Hisopado vaginal Hisopado de vulva

MEDIOS DE TRANSPORTE

Una vez recolectada la muestra se debe tener en cuenta que la mayoría de las especies bacterianas son vulnerables tanto a: 1) cambios en la temperatura, 2) la falta de humedad durante el transporte 3) el sobredesarrollo de la flora normal incluida en la muestra (puede enmascarar o eliminar al verdadero patógeno). Además, en ciertos materiales clínicos como por ejemplo orina, en donde es necesario realizar un recuento de bacterias para decidir si el germen aislado es el agente etiológico, la falta de inmediato procesamiento de la muestra conduce a un recuento inexacto. En la Tabla 13 se indican, cuando son necesarios, los medios de transporte adecuados para cada material y si resulta imprescindible refrigerar la muestra recolectada (refrigerar significa transportarlo en o hielo, 0 C). Los medios de transporte tienen como misión mantener vivo al agente etiológico y evitar la desecación y la proliferación de bacterias. Se conocen 3 medios de transporte semisólidos (bajo contenido de agar) que sirven para conservar todo material que haya sido recolectado mediante hisopado. Medio de Stuart: es un medio no nutritivo, útil para transportar la mayoría de las bacterias aerobias. Ciertos bacilos Gram-negativos pueden utilizar el glicerofosfato del medio y producir sobredesarrollo durante el transporte.

Medio de Amies: es una modificación del medio de Stuart. Reemplaza el glicerofosfato por una solución de sales balanceadas. Es un mejor transporte para la mayoría de las bacterias aerobias. Con el agregado de carbón activado es ideal para conservar Neisseria gonorrhoeae. Medio de Cary & Blair: es una modificación del medio de Stuart. El pH fue modificado de 7.4 a 8.4, haciendo a este medio un buen transporte para materia fecal, especialmente para preservar Campylobacter spp.

Dentro de los medios de transporte líquido se encuentran: Buffer glicerol salino. Ideado para materia fecal. No es útil cuando se sospecha Campylobacter spp. Agua peptonada: Ideal para transporte de materia fecal en infecciones en las que se sospecha la presencia de Vibrio cholerae. Medio de transporte para anaerobios: contiene componentes que disminuyen el poder de oxidoreducción del medio. Todo líquido, exudado, o aspirado que requiere cultivo para bacterias anaerobias debe ser inoculado en este medio que se denomina PRAS (Pre-Reduced Anaerobic System) o el medio denominado TAB. Los trozos de tejidos mantienen la viabilidad de las bacterias anaerobias y anaerobias por alrededor de 24

Anexo - 12

Medio de transporte para micoplasmas: contienen nutrientes para Mycoplasma spp. o Ureoplasma spp. y antibióticos que eliminan la flora normal que puede acompañarlas en las muestras recolectadas.

horas, por lo tanto sólo se recolectan en frasco estéril con tapa hermética. Medio de transporte para clamidias: contienen nutrientes para Chlamydia spp y antibióticos que eliminan la flora normal que puede acompañarlas en las muestras recolectadas.

Las tablas de la 1 a la 12 están destinadas a servir como guía durante el desarrollo del curso. La Tabla 13 además servirá para ser consultada ulteriormente cuando el médico necesite recordar las indicaciones para recolectar las muestras clínicas más frecuentes. Así, la utilidad de estos contenidos supera el alcance del curso, por lo que se recomienda conservar este ANEXO.

Muestras clínicas Absceso: Aspirado del material purulento con aguja y jeringa Absceso: Trozo de la pared del absceso Anaerobios, cultivo: Aspirado de material puruento (aguja y jeringa) Anaerobios, cultivo: Líquidos de cavidad Anaerobios,

Tabla 13. Contenedores/ Medios de transporte Frascos estériles y frascos degasificados conteniendo TAB Frasco estéril

Recolección y transporte de muestras clínicas

Frascos degasificados conteniendo TAB

No requiere refrigeración

Frascos degasificados conteniendo TAB

No requiere refrigeración

Eliminar el aire de la jeringa antes de la recolección

Frasco estéril

No requiere

Mantener en anaerobiosis (no crítico)

Transporte No requieren refrigeración

No requiere refrigeración

Instrucciones 1)

Si el absceso es abierto, no recolectar el material que drena porque puede estar contaminado con bacterias del sitio anatómico circundante. 2) En el momento de drenaje quirúrgico es ideal la recolección del material purulento. 3) En el caso de abscesos abiertos recolectar un trozo de pared del absceso Evitar exposición al oxígeno

Anexo - 13

cultivo: Trozo de tejido (bacterias viables no más de 24 hs.) Anaerobios, cultivo: Lavado broncoalveolar (broncofiberoscopio).

Frasco estéril

No requiere refrigeración

1) 2) 3)

Catéteres

Frasco estéril

No requieren refrigeración

1)

refrigeración

2)

3)

Cepillado bronquial: cepillo envainado con catéter exterior

Frascos conteniendo 1 ml de solución fisiológica estéril

No requiere refrigeración

Esputo

Frasco estéril con tapa a rosca

Requiere refrigeración si no se procesa de inmediato

1)

Insertar el hisopo en el medio de transporte (Stuart, Cary & Blair o Amies). No refrigerar. Refrigerar

1) 2) 3) 4) 5)

Fauces, hisopado Hisopo y medio de de transporte

Gástrico, lavado

Muestras clínicas Genitales: lesiones en vulva, pene, ano.

Genitales: Fondo de saco de Douglas,

Frasco estéril

1) 2)

2) 3)

Apto para investigar todo tipo de bacterias Procesar rápido El lavado bronquial realizado mediante el broncoscopio común sólo es adecuado para investigar infecciones por bacterias que no se encuentran en la orofaringe, ya sea como flora normal o en estado de portación, como por ejemplo Mycobacterium tuberculosis. Delimitar con hilo de sutura estéril la interfase pielcatéter. Retirar el catéter asépticamente, cortar el extremo distal y colocarlo en un frasco estéril. Rotular como punta de catéter. Cortar aproximadamente 1 cm por encima y por debajo de la zona delimitada por el hilo de sutura. Colocarlo en otro frasco estéril. Rotular como parte media. Luego de la recolección, desinfectar la parte externa del catéter protector. Empujar el cepillo fuera del catéter, cortar con tijera estéril el extremo del cepillo y colocarlo en el frasco con solución fisiológica. Instruir al paciente para que tosa profundamente, que no salive, previo correcto cepillado de los dientes. Es preferible la primera expectoración de la mañana. Para Micobacterium tuberculosis se debe recolectar la primera expectoración de la mañana durante tres días en frascos separados. Usar bajalengua. Examinar con cuidado las fauces. Evitar tocar mejillas, dientes, etc., con el hisopo. Incluir pseudomembrana, si está presente. Nunca transportar el hisopo seco.

Sólo es útil para la investigación de Mycobacterium tuberculosis.

Tabla 13. Recolección y transporte de muestras clínicas (continuación) Contenedores/ Medios de Transporte Instrucciones transporte Aspirado o No existe un me- 1) Limpiar la superficie de la lesión con solución fisiológihisopado del dio de transporte ca estéril y remover crostas si es que están presentes. para Haemophi- 2) Comprimir la base de la lesión hasta que se observe exudado de la lus ducreyi, Calylesión exudado. Evitar que sangre. mmatobacterium 3) Para búsqueda de T. pallidum colocar el exudado en granulomatis o un portaobjetos para campo oscuro o IFD. Treponema 4) Para búsqueda de H. ducreyi irrigar la lesión con 0,5 pallidum). ml de solución fisiológica y aspirarla con pipeta Pasteur. Inocular directamente una parte del aspirado con medio de cultivo. 5) Para búsqueda de C. granulomatis raspar los márgenes de la lesión o tomar un trozo de la misma por "punching". Colocarla en frasco estéril. Inocular directamente el medio de cultivo. Colocar el exudaVer para cada El exudado se recolecta por medio de técnicas invasivas do en un medios bacteria (quirúrgicas) de cultivo para

Anexo - 14

trompas de Falopio, endometrio.

Genitales: glándulas de Bartholin Genitales: uretra, endocérvix.

anaerobios, para Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae y Mycoplasma spp. Exudado en frasco estéril y en frasco para cultivo de clamidias. Hisopo en medio Amies o Stuart para Neisseria gonorrhoeae (preferentemente con carbón activado)

Ver para cada bacteria

Para la búsqueda de anaerobios comprimir el conducto y aspirar con aguja y jeringa el exudado purulento.

No refrigerar

1) 2)

Tomar la muestra mediante el uso de un espéculo. Suavemente comprimir el cuello del útero hasta que se observe el exudado. En caso contrario, introducir un hisopo pequeño unos milímetros en el endocérvix. 3) Si el exudado uretral es abundante, recolectar directamente con el hisopo. En caso contrario utilizar un hisopo delgado e introducirlo unos milímetros dentro de la uretra. Es importante rotar el hisopo para poder obtener suficiente cantidad de células para realizar el diagnóstico.

Refrigerar o congelar si no se procesa dentro de las 24 horas

Genitales: flujo vaginal

Hisopo o raspado de células para C. trachomatis en medio de transporte para clamidias. Hisopo con me-dio de transporte para Ureaplasma urealyticum Hisopo en medio de Stuart o Amies

Heridas, material de: (heridas quirúrgicas, úlceras, mate-rial de drenaje)

Frasco estéril y frasco desgasificado conteniendo TAB (material obtenido con aguja y jeringa)

No refrigerar. Si 1) se realiza un hisopado, el hisopo debe ser colocado en medio de transporte de Cary & Blair o de 2) Amies.

Refrigerar

No refrigerar

1) 2)

Usar espéculo Recolectar el material del fondo de vagina. No hisopar las paredes vaginales. Siempre es preferible aspirar el material de la herida antes que hisoparlo, pues se obtiene mayor cantidad. A pesar de contener al agente etiológico de la infección, la muestra puede contener otras bacterias que están colonizando o contaminando la lesión. Una muestra escasa, puede llevar a resultados erróneos. Si el material no se puede aspirar y no es posible la obtención de tejido, se debe hisopar una gran extensión de la herida o distintos sitios de la misma.

Tabla 13. Recolección y transporte de muestras clínicas (continuación) Muestras Contenedores/ Transporte Instrucciones clínicas Medios de transporte Huesos, biopsia Frasco estéril No requiere 1) La biopsia es la muestra más representativa. de: refrigeración 2) En pacientes con evidencias radiológicas (osteomielitis) claras de osteomielitis y con cultivos positivos a bacterias compatibles con la infección (Tabla 1) no es necesaria la biopsia. 3) En pacientes con cavidades o senos que drenan, próximos al área ósea involucrada, no requieren biopsia. Líquido Frasco con tapa a rosca, No refrigerar 1) La punción lumbar se realiza en condiciones cefalorraquídeo para evitar el derrame del de estricta asepsia. material) conteniendo el 2) La obtención de 4-5 ml en adultos y 0,5-1 ml anti-coagulante. en el niño es suficiente. 3) Rotular la muestra como "URGENTE". Otros líquidos corporales

Seguir las precauciones para bacterias anaerobias. Colocar en frasco con TAB y anticoagulante y en frasco

La punción debe realizarse en condiciones de estricta antisepsia.

Anexo - 15

Materia fecal

Nasofaríngeo, aspirado

Nasofaríngeo, hisopado

Oído, material de (otitis media)

Muestras clínicas Ojos (secreción)

Orina: micción espontánea o al acecho

con tapa a rosca con anticoagulante. Frasco estéril con tapa. Hisopo con medio de Cary & Blair (especialmente para Campylobacter spp. Frasco con solu-ción fisiológica y glicerol bufferado, no apto para Campylobacter spp. Frasco con agua peptonada alcalina (para Vibrio cholerae) Utilizar 1% de casaminoácidos (para Bordetella pertussis); procesar antes de las 2 hs. de tomada la muestra. Medio de transporte para Chlamydia. Medio de transpor-te para Mycoplasma. Frasco estéril (otras bacterias (Tabla 1). Hispo de alginato de calcio (no Dacrón) y medio de transporte con carbón activado (Bordetella pertussis) Medio para Chlamydia Medio para Mycoplasma Stuart, Amies o Cary & Blair Frasco estéril (aspirado por tímpanocentesis)

No refrigerar (Shigella spp. Es muy sensible al frío). Procesar en menos de 1 hora de haber sido emitida.

1) 2)

3) 4)

Recolectar una porción de materia fecal (es la muestra de elección). El hisopado se debe realizar insertando el hisopo hasta sobrepasar el esfínter anal (manera de recolección en bebés). El hisopo debe incluir materia fecal visible. Nunca recolectar la muestra desde los pañales. En ningún caso sirve el hisopado externo de ano.

o

Refrigerar a 4 C Realizar varios extendidos con el material que si se procesa queda en la tubuladura del aspirador para antes de las 48 diagnóstico por inmunofluorescencia hs. Si no, o congelar a -60 C.

No refrigerar

Tabla 13. Recolección y transporte de muestras clínicas (continuación) Contenedores/ Medios de Transporte Instrucciones transporte 1) Hisopo con 1) No tocar la piel exterior. No refrigerar medio de 2) Obtener la mayor cantidad de material. transporte 3) Hisopar ambos ojos, de acuerdo a la Tabla 1. (Stuart, Amies 4) Preparar extendidos para tinciones de Giemsa y o Cary & Blair) de Gram Refrigerar 2) Hisopo con medio para Chlamydia Frasco estéril con Refrigerar inmediatamen- 1) Asegurar el correcto lavado de los genitales extertapa a rosca. te (no más de 6 horas. nos con agua y jabón antes de tomar la muestra. 2) Hombre: Retraer el prepucio, lavar el pene con agua y jabón, enjuagar con agua y repetir la operación. Secar con gasa estéril, eliminar el primer chorro y recolectar la parte media de la primera orina de la mañana. 3) Mujer: Separar los labios mayores, lavar los genitales externos con agua y jabón, de adelante hacia

Anexo - 16

Orina: punción suprapúbica Orina: cateterismo permanente

Frasco estéril o en la misma jeringa

Refrigerar inmediatamente (no más de 6 horas)

Frasco estéril o en la misma jeringa

Refrigerar inmediatamente (no más de 6 horas)

atrás, enjuagar. Repetir la operación otra vez más. Colocar un tapón de algodón en la vagina. Comenzar a orinar manteniendo los labios mayores separados, eliminar el primer chorro y recolectar orina de la porción media de la micción. 4) Niñas: lavar los genitales externos de adelante hacia atrás tres veces antes de recolectar la orina. 5) Bebés: NO USAR BOLSAS RECOLECTORAS. Lavar los genitales 3 veces, secar con gasa estéril y recolectar orina al acecho. 6) En ningún caso recolectar antisépticos luego del lavado. Decontaminar adecuadamente la piel previo a la punción.

1) Descontaminar el área adecuada del catéter donde se punzará para extraer la muestra. Aspirar con aguja y jeringa aproximadamente 10 ml de orina. 2) No recolectar la muestra de la bolsa colectora de orina porque suele estar muy contaminada con bacterias del ambiente. 3) Nunca realizar el cultivo de la sonda vesical, pues no existe forma aséptica de extraer la sonda Sangre Frascos sellados Colocar 5 ml de sangre en 1) Decontaminar el sitio de la punción. (hemocultivos con para los frascos de 50 ml. Ino- 2) No palpar para ubicar la vena una vez seriados, ver hemocultivo de 50 cular caldos para bactedecontaminada la piel. Tabla 1). ml, con caldo, para rias aerobias y caldos 3) Decontaminar con iodóforos el tapón del frasco Bacteriemia, los adultos. Para para bacterias anaeroantes de inocular la sangre. septicemia, los niños, frascos bias. La dilución de la 4) El caldo contiene anticoagulante. El SPS endocarditis de 10-20 ml sangre en los caldos debe (polianetol sulfonato de sodio) es el anticoagulante ser 1/10. No refrigerar e de elección (al 0,025-0,050%). o incubar a 35-37 C cuanto antes. Tejidos, Frasco estéril No requiere refrigeración 1) Si la biopsia es muy pequeña es conveniente biopsia de (y (bacterias viables sumergirla en solución fisiológica estéril. piezas no más de 24 2) La recolección de la muestra en infecciones de tejiquirúrgicas). horas) dos blandos se debe realizar cuando la lesión es lo suficientemente fluctuante como para permitir su incisión y drenaje, o su aspiración con aguja y jeringa.

Anexo - 17