Hongos dermatofitos

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RESEÑA HISTÓRICA DEL DESCUBRIMIENTO DE LOS HONGOS DERMATOFITOS DESDE EL SIGLO 1 A. C. HASTA LOS TRABAJOS ACTUALES Lourdes Echevarría García, PhD Profesora conferenciante Escuela de Ciencias Naturales y Tecnología Departamento de Biología Universidad del Turabo Puerto Rico [email protected] Resumen Los hongos dermatofitos son un grupo taxonómicamente relacionados entre sí. Tienen la capacidad de invadir tejidos queratinizados. Estos tejidos son la piel, pelo y uñas, tanto en los seres humanos como en los animales. Los dermatofitos corresponden a un grupo de hongos filamentosos integrados dentro de los géneros: Microsporum, Trichophyton y Epidermophyton (Spiewak et al., 1998). Esta revisión describe todos los trabajos de científicos y micólogos que trabajaron desde comienzo de siglo hasta el presente, mostrando la historia y evolución de este grupo de hongos filamentosos en el pasar de los años. Se describe la identificación de los dermatofitos por su morfología, pruebas serológicas, técnicas moleculares y técnicas de identificación de ADN fúngico basado en la cadena de la polimerasa (PCR, por sus siglas en inglés). Palabras claves: hongos filamentosos, dermatofitos, micólogos, morfología Abstract Dermatophyte fungi are a group taxonomically related. They have the ability to invade keratinized tissues. These tissues are skin, hair and nails, in both humans and animals. Dermatophytes are a group of filamentous fungi integrated within genders; Microsporum, Trichophyton and Epidermophyton (Spiewak et al., 1998). This review describes all scientific and mycologists’ work from the beginning of the century to the present, showing the history and evolution of this group of filamentous fungi over the years. It describes the identification of the dermatophytes by their morphology, serology tests, molecular techniques and identification techniques of fungal DNA based on the polymerase chain reaction (PCR). Keywords: filamentous fungi, dermatophytes, mycologists, morphology Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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INTRODUCCIÓN

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l término “dermatofito” fue empleado por primera vez en el año 1882. Sin embargo, a través de la historia de la humanidad se evidencia que las infecciones causadas por estos hongos son tan antiguas como la existencia de la

misma. Los aspectos trascendentales de los dermatofitos, desde la perspectiva de los grandes descubrimientos, se muestran a modo de resumen para plasmar un orden cronológico en la secuencia del desarrollo de este grupo taxonómico. DESCUBRIMIENTOS Y APORTACIONES

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l primer científico en comenzar investigaciones con estos hongos lo fue Aulus Cornelius Celsus, quien trabajó con los aspectos clínicos de algunas micosis superficiales; estas fueron descritas desde la época de Hipócrates en el año 460-

377 a. C. Él fue el primero en documentar la candidosis seudomembranosa con el nombre de “afta alba”, lo cual fue corroborado posteriormente por Galeno en los años 130-200 d. C. Luego, Aulus Cornelius Celsus, en el Siglo 1 a. C., reconoció la tiña inflamatoria (querion) y el favus. Describió, en su tratado de medicina (Grive, 1837), la condición clínica de porrigo, que corresponde a la actual infección de tinea capitis tipo favus. Cassius, en el siglo V, indicó que los romanos acuñaron el término tinea, que significa “Apolillado”. El mismo fue utilizado por Cassius, en el siglo V, para referirse al cuadro clínico de la tinea capitis, creyendo que era causado por insectos o gusanos. En el siglo XVII, los grandes maestros de la pintura representaban en sus cuadros a niños con probables infecciones fúngicas en el cuero cabelludo que se confundían a menudo con la lepra. Bartolomé Esteban Murillo, en el siglo XVIII, plasmó en una pintura lo que representaban las clases sociales del siglo XVII y XVIII. La obra, Santa Isabel de Hungría, plasmaba a una monja que curaba a los enfermos tiñosos. Representaba las radioterapias, sales de talio y depilación mecánica que se utilizaban en la época como tratamiento. Fray Bernardino de Sahagún, en el siglo XVIII, fue autor de un gran número de obras en náhuatl, español y latín. En cada una, describe el padecimiento de dermatofitos en la piel de las personas. Robert Remark, en el 1834, trabajó en el Hospital La Charité de Berlín y demostró, por primera vez en la historia, que los escudetes fávicos estaban compuestos de cuerpos esféricos y fibras ramificadas, sin darse cuenta que se trataba de un hongo. Descubrió la tiña fávica que era causada por un hongo, al cual dio el nombre de Achorion shoenleinii, en Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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honor a su maestro alemán Schonlein. No se le otorgó el crédito correspondiente; hizo sus publicaciones en el año 1845, en lo que se considera el primer tratado de micología. En la actualidad, todavía existe una controversia acerca de quién es el fundador de la micología dermatológica. Johann Lukas Schonlein, en el año 1839, estudió el hongo del favus, aunque sospechaba de su existencia desde 1827. En el año 1839, reconoció el origen micótico de estas infecciones. En el año 1840, Remark se inoculó el agente etiológico del favus para demostrar que era infeccioso. David Gruby, en los años 1841 y 1842, aisló el hongo de favus y reprodujo la enfermedad. También, descubrió la tiña microscópica y cultivó Microsporum audouinii. Lo denominó así por el tamaño pequeño de las esporas y en honor a Víctor Audouin. Demostró que la infección de tinea tenía origen micótico. También, estudió las infecciones del cuero cabelludo y describió el parasitismo de tipo ectotrix, causado por Microsporum audouinii, y el tipo endotrix, causado por Trichophyton tonsurans. Entre sus escritos, publicó sus descubrimientos en “Memoire sur une vegetation qui constituie la vraie teigne”. En el año 1842, presentó el verdadero hongo del algodoncillo ante la Academia de Ciencias de Paris e instaló un consultorio con gran éxito social al dedicarse a la medicina. En el año 1884, publicó un estudio acerca de Trichophyton tonsurans como agente etiológico de tiña con parasitación endothrix. Nunca fue aceptado verdaderamente por los franceses y fue refutado por los húngaros. Otro científico fue P. H. Malmsteen quien, en el año 1845, describió el género Trichophyton y las especies mentagrophytes y tonsurans. Escribió el libro “Historie Naturelle des vegétaux parasites”. C. Eichstedt, en el año 1846, encontró escamas de la piel infectadas con pitiriasis versicolor (también llamada tiña versicolor), un hongo al que llamó Microsporum furfur. Carl Otto Harz, en el año 1870, descubrió el organismo E. floccosum y el grano actinomicético en la mandíbula de un buey, lo cual llamó Actinomyces bovis. El científico Majocchi, junto con sus alumnos, realizó una descripción completa sobre la clínica, histopatología y micología de las tiñas profundas o granulomas dermatofíticos. Raymond Sabouraud, considerado uno de los eminentes micólogos del siglo XIX, inició el estudio sistemático de las dermatofitosis y, en el año 1892, publicó su primer trabajo “Etude clinique, histologique et bacteriologique sur la pluralité desTrichophytons de I’homme”. En el año 1894, escribió los resultados de sus primeros tres años de investigación en el libro “Les Trichophyties humaines”. Clasificó los agentes causales de las dermatofitosis en cuatro grupos: Achorion, Epidermophyton, Trichophyton y Microsporum. Sostuvo la idea de que las dermatofitosis eran Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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causadas por más de una especie de hongos. En el año 1910 publicó la enciclopedia “Maladies du cuir chevelu”; el tercer volumen de “Les teignes” fue el primer manual de micología dermatológica, considerado hoy un clásico de la medicina y un modelo de observación científica. Libero Ajello y Nannizzi, en el año 1927, descubrieron el primer estado de ascospora del dermatofito M. gypseum. Su trabajo fue criticado por Langeron y Milochevich. El reconocimiento ocurrió 30 años después, cuando se volvió a encontrar el estado perfecto del mismo hongo, lo que llevó a los estudiosos a dar el nombre de Nannissia a la etapa de ascospora en los dermatofitos pertenecientes al género Microsporum. Tres años después, en el año 1930, Langeron y Milochevich reordenaron a los dermatofitos y eliminaron el género Achorion. Langeron, Maurice, Charles, Pierre y S. Milochevich, en el 1930, modificaron la clasificación de Sabouraud de los dermatofitos y reconocieron la importancia de añadir ingredientes al medio de cultivo utilizando sustancias naturales para incrementar la capacidad de esporulación de los hongos. Establecieron la base de la nomenclatura actual de los hongos, tomando en cuenta los modos de reproducción. Además, lucharon por la utilización del latín en el lenguaje micológico. Sus ideas fueron seguidas por los estadounidenses, de tal manera que Norman Conant y, sobre todo, Chester Emmons, en el año 1934 reordenaron la nomenclatura, con lo cual disminuyeron las confusiones. También, propusieron la taxonomía actual para los dermatofitos. Incluyeron todas las especies de dermatofitos en tres géneros: Microsporum, Trichophyton y Epidermophyton. Dicha clasificación está basada en las características de las conidias, células reproducidas mediante fase asexual y única forma de reproducción conocida hasta ese entonces. Vanbreuseghem, en el año 1952, aisló el primer dermatofito geofílico, creando al género Keratinomyces, pero su único miembro K. ajelloi fue reclasificado dentro del género Tricophyton. Vanbreuseghem estudió 25 especies de dermatofitos entre las cuales figura Microsporum canis, que él indica con el binomio abouraudites felineus. Estudió dos cepas que produjeron perforaciones de los pelos, pero el mismo autor declara que sería oportuno ensayar un número más grande de cepas para comprobar si esta modalidad de atacar el pelo in vitro es constante para la especie. En el laboratorio de Chamblee en Estados Unidos, la doctora Lucille K. Georg comunicó que también ella había realizado pruebas en este sentido y al estudiar 8 cepas de M. canis, cinco le dieron resultados positivos y tres negativos. Este trabajo fue presentado en la IX Convención Anual de la ASOVAC. La doctora Georg dijo que había realizado sus ensayos

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con una técnica un poco distinta de la que ella describió junto con el Dr. Ajello en el año 1957; es decir sin añadir a los cultivo las 2-3 gotas de solución de extracto de levaduras. J. C. Gentles, en el año 1958, descubrió el uso de griseofulvina como tratamiento en casos de dermatofitosis e inició un gran cambio en la terapia antimicótica. Dawson y Gentles, en el año 1959, descubren el estado teleomorfo (sexual) de Trichophyton. Griffin, en el año 1960, y Nannissi, en el año 1961, demostraron en varios estudios que los dermatofitos también podían reproducirse sexualmente mediante ascosporas. Así pasaron a ser clasificados como ascomicetos dentro de la familia Gymnoascaceae. Griffin, en el año 1960, y Stockdale, en el año 1961, describieron los teleomorfos (estado sexual) de Microsporum gypseum. Dawson y Gentles, en el año 1969, descubrieron la fase telemórfica del género Trichophyton. Realizaron una guía práctica de métodos de laboratorio para identificar dermatofitos. Trabajaron con la evaluación de agares para la identificación de Trichophyton soudanense. Los resultados fueron contrarios a los encontrados con otras especies de Trichophyton y sugirieron que el crecimiento en el agar Trichophyton no es una prueba adecuada para la identificación de T. soudanense. Excluyeron el último género al transferir su especie tipo al género Trichophyton. Luego de varios años ocurre el descubrimiento de la fase o estado telomórfico de T. Ajelloi. Libero Ajello, en el año 1968, revisó la taxonomía de los dermatofitos y aceptó 20 especies para Trichophyton, 14 para Microsporum y una para Epidermophyton. El científico C. M. Philpot, en el año 1978, demostró que la frecuencia de los aislamientos de las especies varía al relacionarlos con las áreas geográficas, formas clínicas, factores socioeconómicos, climáticos y demográficos de procedencia. H. J. Shadomy y C. M. Philpot, en el año 1980, trabajaron con la identificación de algunos dermatofitos para determinar un método simplificado mediante el uso de pruebas bioquímicas tales como la ureasa, requerimientos nutricionales (con los medios disponibles comercialmente) y el ensayo de penetración del cabello in vitro. Davidson, Mackenzie y Owen, en el año 1980, realizaron una comprensión más precisa de las relaciones taxonómicas entre los dermatofitos. Los investigadores utilizaron procedimientos de apareamiento de bases de ADN, estableciendo la validez de las especies definidas actualmente. Jones Noble, en el año 1981, y Jeffries, en el año 1982, trabajaron con la composición de ácidos grasos de 64 cepas de 15 especies de hongos dermatofitos que fueron analizadas mediante cromatografía de gas. Midieron las cantidades porcentuales de ácido palmítico, palmitoleico, esteárico, oleico y linoleico. Los resultados fueron Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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similares para todas las especies, con considerable variación intraespecífica. Como grupo, las cepas de Epidermophyton floccosum se podían distinguir, pero no le han podido asignar valores confiables a cualquier especie o género. Jeffries, en el año 1982, demostró que el método de Isoelectroenfoque de enzima y otros estudios apoyan la diferenciación de las especies morfológicamente similares, como ejemplo, M. canis, M. equinum, M. distortum, T. kuryangei y T. megninii. Davidson y Mackenzie, en el año 1984, utilizaron técnicas de hibridación de ADN en hongos con propósitos taxonómicos, encontrando acuerdos generales con la clasificación establecida, sobre todo en la asignación de especies a géneros distintos. El ADN, desde el estado de Trichophyton arthroderma, mostró el 71% y 76% de homología con el ADN de T. mentagrophytes y T. rubrum, respectivamente. T. terrestre presenta una baja homología de 25% en comparación con las otras especies de dermatofitos ensayados. Punsola et al., en el año 1984, descubrió que entre los dermatofitos geofílicos, M. gypseum es la única especie con clara capacidad patógena para el hombre con distribución mundial. Jeffries, R. Errol y Ajello, en el año 1984, descubrieron una proteína característica que está presente en las especies de Microsporum y ausente en las especies Trichophyton. El método analítico isoeléctrico utilizado demostró ser útil para distinguir entre las especies, utilizando el patrón de las proteínas secretadas presente en filtrados de cultivo. F. D. Currah, en el año 1985, estableció un esquema de clasificación taxonómica de los hongos queratiolíticos a partir de la morfología y tipo de las ascosporas, de la organización del peridio y del tipo de sustrato en que estos hongos se desarrollan (queratina o celulosa). M. Kawasaki y Ishizaki, en el año 1990, indican en su escrito que la secuencia entre Nannizzia incurvata, N. Gypsea, N. fulva y N. Otae, estudiando sus perfiles genéticos y utilizando enzimas de restricción demostraron que sólo N. fulva se subdivide en dos tipos de perfiles. Sugieren, además, que las relaciones filogenéticas de N. Gypsea están más estrechamente relacionadas con N. fulva que con N. incurvata. W. D. L. Tucker y Noble, en el año 1990, realizaron los estudios de apareamiento, mostraron que existía una variedad en los patrones de las proteínas y el mismo permitió concluir que se puede distinguir entre los patrones provenientes de origen clínico y los observados en hongos provenientes de un clon. Kawasaki, Aoki y Ishizaki, en el año 1995, identificaron 12 especies de Microsporum y 10 Arthroderma species (Nannizzia) mediante análisis de ADN mitocondrial. El árbol filogenético de los 13 grupos identificó una estrecha relación entre: M. audouinii, M. langeronii, M. rivalieri, M. distortum, M. equinum, M. ferrugineum y A. otae, A. gypseum, A. Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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fulvum, M. duboisii, M. reipariae, A. incurvatum, A. persicolor y A. obtusum. Una de las cinco ramas del árbol indicó que también existe una estrecha relación entre A. recemosum y A. cajetani. Liu, Coloe, Pedersen y Baird, en el año 1996, demostraron que el género Trichophyton es especialmente importante y complejo. Comprende al menos 15 especies reconocidas. Además, hay variantes diferentes en las especies T. mentagrophytes que se producen tanto en el hombre como en los animales. Los métodos actuales para la determinación de las variedades de T. mentagrophytes puede requerir varios medios de cultivo diferentes y procedimientos que requieren mucho tiempo, así como, habilidades especializadas. En este estudio se utilizó un cebador aleatorio, 5’-GAGCCCGACT-3’, en una reacción en cadena de la polimerasa arbitrada (AP-PCR) y mostró que las dos variedades comunes T. mentagrophytes (var. interdigitale y var. mentagrophytes) pueden ser claramente identificadas sobre la base de patrones característicos de bandas de ADN. Se concluyó que era fácil y se utilizó la precisión de este método como una valiosa herramienta en el diagnóstico de laboratorio de las condiciones de dermatofitosis humana. M. F. Simpanya y Baxter, en el año 1998, estudiaron la agrupación utilizando el método de vinculación promedio normalizado de acuerdo al porcentaje. Este reveló dos grupos, el M. cookei con dos subgrupos en el grupo 2. M. canis tenía tres divisiones principales grupos 3, 4 y 5 y Diheterospora que formó una división separada. La presencia de cepas de diferentes fuentes en el mismo grupo y falta de significancia estadística medida por el intervalo de confianza sugiere la existencia de cepas con el linaje común. Gräser et al., en el año 1998, comprobaron que los patrones generados por este método basado en el ADN permiten que se identifiquen las especies y cepas. Los métodos convencionales para identificar dermatofitos se basan en la expresión de rasgos morfológicos característicos, así como, varias propiedades fisiológicas, y uso de cebadores no específicos, tales como (CA) 10, (GTG) 5, (M13) secuencia central y (AP3). Se compararon las huellas digitales de “polymerase chain reaction” (PCR, por sus siglas en inglés), específicos de las especies de aislados clínicos, con las de las cepas de tipo morfológicos; estas especies podrían ser identificadas por sus huellas digitales de PCR, pero no podían ser identificadas por las características fenotípicas aceptadas. Y. Gräser, J. Kühnisch y W. Presber, en el año 1999, estudiaron la variabilidad genotípica entre 96 cepas de Trichophyton rubrum que muestran Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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diferentes morfologías, provenientes de cuatro continentes. Analizaron doce marcadores que representan 57 locus por PCR utilizando marcadores para la amplificación de fragmentos polimórficos y monomórficos de ADN escogidos al azar. Su conclusión fue que ninguno de los métodos utilizados reveló el polimorfismo del ADN, lo que indica que es estrictamente clonal su modo de reproducción y que tiene una fuerte adaptación a la piel humana. Rubio et al., en el año 1999, determinaron que las infecciones por dermatofitos de la piel no presentan una manifestación clínica única, su apariencia depende en gran medida de la zona del cuerpo afectado. Gräser et al., en el año 2000, trabajaron con la actual taxonomía de los dermatofitos basada en sus características morfológicas, ecológicas y genotípicas. Comprende diecinueve especies para el género Trichophyton, trece especies para el género Microsporum y una especie para el género Epidermophyton. Gräser et al. clasificaron los dermatofitos según su nicho ecológico, de acuerdo con su hábitat natural. Los dermatofitos se dividieron en tres grupos, los Antropofílicos, Zoofílicos y Geofílicos (Arenas, 2011, Davison et al., 1992, Gräser et al., 1999, Kawasaki et al., 1995, Liu, 1996, Ainsworth 1986). IDENTIFICACIÓN DE LOS DERMATOFITOS POR SU MORFOLOGÍA

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a taxonomía de los dermatofitos se basa fundamentalmente en criterios morfológicos en términos macroscópicos y microscópicos. Estos criterios están ligados a la fase de reproducción asexual, conocida también como fase

imperfecta, anamorfa o mitopórica de estos hongos. Estos, también se identifican utilizando técnicas adicionales como lo son: la observación directa de pelo, la prueba de ureasa, medio de arroz y ensayos nutricionales. Para su observación microscópica, se utiliza Hidróxido de potasio (KOH) y Lactofenol, entre otros tintes (Kane, 1997). PRUEBAS SEROLÓGICAS

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as pruebas serológicas se emplean generalmente en el diagnóstico de las micosis invasivas. Este tipo de prueba permite la detección tanto de antígenos fúngicos como la respuesta de anticuerpos que se producen durante el

desarrollo de una micosis. Estas son de gran utilidad para lograr la combinación de técnicas para detectar antígenos y anticuerpos, como por ejemplo, para el diagnóstico de candidiasis invasiva (Poston, 2002). El cultivo de la muestra clínica es el método más utilizado en el diagnóstico de Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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las micosis, ya que una vez aislado el hongo, este permite la identificación a nivel de especie unido a estudios de sensibilidad in vitro en antifúngicos y estudios de caracterización de unas pocas horas a varios días (Poston, 2002). TÉCNICAS DE IDENTIFICACIÓN MOLECULAR Y DE ADN FÚNGICO BASADA EN LA PCR

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as dos metodologías principales de diagnóstico molecular se basan principalmente en dos grandes principios: la hibridación de los ácidos nucleicos y los métodos de amplificación de los mismos. Estos métodos permiten

aumentar la sensibilidad y la rapidez de la detección fúngica, además de identificar al patógeno sin necesidad de cultivarlo. Para el diagnóstico de las infecciones fúngicas, se puede utilizar prácticamente cualquier tipo de muestra clínica, desde líquidos orgánicos hasta tejidos. Las muestras que más han sido estudiadas hasta el momento son sangre y suero (Chang et al., 2001). El PCR amplifica una región específica del genoma mediante unos cebadores, diferenciándose entre las que usan cebadores específicos y aquellas que usan cebadores universales para detectar cualquier tipo de ADN fúngico en la muestra. En el primer caso, cuando se usan cebadores específicos y se obtiene un resultado positivo, la PCR indica de forma precisa el género y especie fúngica. Sin embargo, cuando se utilizan cebadores universales, esta técnica sólo indica la presencia de un hongo en la muestra sin identificar su especie. Para poder conocer la especie se elige la técnica y cebadores adecuados para su identificación. La técnica de PCR permite la identificación de hongos en el ámbito del género o de la especie, a base de la utilización de sondas o cebadores diseñados específicamente para detectar una secuencia conocida de un hongo en particular. Algunos métodos son: PCR (Cadena de la Polimerasa) simple, PCR anidada, PCR múltiple y PCR con posterior hibridación utilizando sondas específicas. Otras técnicas de identificación no orientadas son PCR polimorfismos de tamaño, PCR- RFLP (polimorfismos en la longitud de los fragmentos de restricción), PCR-SSCP (Polimorfismo de conformación de cadena individual de ADN) y PCR a tiempo real (Fujita et al., 2001). El trabajo que presentó Cuenca (2003) identifica las técnicas de tipificación de las especies fúngicas más usadas, estas son: Análisis con enzimas de restricción (RFLP), Análisis de enzimas de restricción con métodos de simplificación de ADN “fingerprinting”, Análisis de enzimas de restricción con métodos de ampliación con “microsatélites’, Electroforesis en campo Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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pulsante, Electroforesis de enzimas multiloculares y Técnicas de PCR (RAPD “Randomly Amplified Polymorphic DNA”, SSDP “Sequence-Specific DNA primers”, PMM “Polymorphic Microsatellite Markers” y MLST “Multilocus Sequencing Typing”). Durante la búsqueda de literatura científica encontramos todo tipo de técnicas de detección de especies utilizando métodos moleculares. Algunos de estos trabajos se resumen a continuación. Comenzamos con Maso et al. (1994); este determinó el valor de antígeno y anticuerpo de detección en el diagnóstico serológico de la aspergilosis invasiva en pacientes con neoplasias malignas hematológicas. La prueba del antígeno fue menos sensible, pero muy específica y puede servir como una prueba de diagnóstico complementaria. Otro estudio fue el fragmento de ADN mitocondrial de 1450 bd que codifica para los genes ND4, ATP6 y SsrRNA, amplificando el fragmento estudiado en trabajos anteriores (Pereiro et al., 1999). Utilizaron iniciadores diseñados con anterioridad y una pareja de iniciadores universales que amplifican la región adyacente del SsrRNA, encontrando diferencias a nivel de especie. La técnica de PCR proporciona una herramienta rápida y práctica para la identificación de las cepas de dermatofitos, independientemente de las características morfológicas y bioquímicas (Liu et al., 2000). Otro estudio demostró que las especies de dermatofitos pueden ser fácilmente trabajadas sobre la base de una secuencia de ADN que codifica una parte de la subunidad grande (LSU) ARNr (28S rRNA), utilizando el kit de secuenciación MicroSeq D2 LSU ARNr fúngico (Ninet et al., 2003). Dos taxones que estaban causando dermatofitosis en distintos lugares se distinguen claramente en muestras del complejo de especies de Trichophyton mentagrophytes. Los resultados del estudio de Vergara et al. (2006) sugieren que la técnica de PCR es un método rápido, sensible y específico para la identificación de este grupo de hongos a partir de muestras provenientes de cultivos micológicos y muestras superficiales. En estudios de comparación entre el método tradicional de diagnóstico en uñas (microscopia y cultivo) con el de PCR utilizando ADN extraído directamente de las uñas, demostró una concordancia entre la microscopia y la PCR (Prieto et al., 2011). Utilizando el método de PCR, el número de muestras aumentó de un 20% a un 40%, para la identificación de T. rubrum por PCR, en muestras positivas por microscopia pero negativas en cultivo. Esta prueba de diagnóstico supone un notable incremento de la sensibilidad para la caracterización de las onicomicosis. Guarra (2012) también trabajó con un marcador molecular utilizado para la identificación de dermatofitos mediante secuenciación de ADN en la región ITS. Vol. 13 No. 3 · September-December 2016

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CONCLUSIÓN

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a historia taxonómica de este género nos mostró mucho de los cambios más significativos que se han producido en este género en los pasados años. Es importante seguir profundizando el conocimiento de la biología y taxonomía de

estos hongos, con el primordial objetivo de mejorar las condiciones de tratamiento de salud y medidas de control ambiental. Los esquemas de clasificación de los hongos patógenos en general han cambiado considerablemente en la última década, esto debido a las técnicas moleculares, las cuales han permitido un acceso más rápido a sus secuencias del ADN. La taxonomía clásica carece de una serie de factores, donde la reproducibilidad es uno de los caracteres fenotípicos que pueden variar con las condiciones ambientales existentes. La taxonomía molecular cuenta con varias técnicas moleculares para la identificación de hongos filamentosos debido a la rapidez, sensibilidad, reproducibilidad y de fácil ejecución. Estos sistemas en la actualidad, como se observa en los trabajos antes mencionados, se basan en establecer las diferencias existentes entre algunas de las moléculas de estos organismos. De esta manera, se logra verificar la composición de la pared celular, clasificación de quinonas de la cadena de transporte electrónico, comparación de patrones electroforéticos de enzimas y, además, de métodos basados en la comparación del ADN. El empleo de técnicas moleculares, en complemento con métodos fenotípicos, es necesario para los aislamientos atípicos o dificultosos. Con la utilización de las técnicas moleculares se puede obtener otra información como, por ejemplo, relaciones filogenéticas, estudios epidemiológicos y la identificación a nivel de especie, entre otros. REFERENCIAS Ainsworth GC. 1986. Aetiology, dermatophytes and taxonomic problem. In: Ainsworth GC. Introduction to the history of medical and veterinary mycology. Cambridge University Press.13-6. Arenas GR. 2011. Micología médica ilustrada. 4 ed. Mc Graw Hill. Mexico. P.1-8. Brasch J, Gräser Y. 2006. Trichophyton eboreum. A recently described dermatophyte. J Dtsch Dermatol Ges.4:646-9. Chang HC, Leaw SN, Huang AH, Wu Tl, Chang TC. 2001. Rapid identification of yeast in positive blood cultures by a multiplex PCR method. J. Clin Microbiol. 39:3466-3471. Cuenca EM, Mellado E. 2003. Are molecular techniques useful in aspergillosis surveillance and control? Enferm infecc Microbiol Clin. 21:469-471. Currah RS. 1985. Taxonomy of the Onygenales; Arthrodermataceae, Gymnoascaceae, Myxotrichaceaea, and Onygenaceae. Mycotaxon. 24:1-216.

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