PARASITOSIS EN PACIENTE ESPLENECTOMIZADO. CASO 612 Paciente varón de 25 años de edad, natural de Guinea Conakry, que ingresa en el servicio de urgencias de nuestro hospital por un cuadro de fiebre de hasta 39ºC y malestar general de una semana de evolución. Dos meses atrás fue intervenido quirúrgicamente para realizarle una esplenectomía por esplenomegalia gigante de causa desconocida. Se encuentra ictérico y con signos de anemia. En la analítica destaca: hematíes 4,34 x 1012/L, hemoglobina 118 g/L, hematocrito 35%, eosinófilos 1,2%, bilirrubina total 5,4 mg/dL, bilirrubina conjugada 2,7 mg/dL, sin elevación de transaminasas, el resto normal. Se hace una radiografía de tórax en la que no se evidencian alteraciones. Se extraen hemocultivos y muestras de orina y esputo que se procesan en el laboratorio de microbiología. En las tinciones de Gram y Ziehl-Neelsen del esputo no se aprecian microorganismos (a excepción de los habituales en flora orofaríngea). También se realizan pruebas serológicas que resultan negativas. A las pocas horas crece, en una de las 3 extracciones de hemocultivos, un microorganismo que será identificado como Staphylococcus epidermidis. Sin embargo, la pista definitiva del agente causal del cuadro clínico descrito es aportada por la imagen que se muestra en la figura 1 y que se visualizó al microscopio tras realizar una tinción de Giemsa en sangre periférica.

Figura 1. Tinción de Giemsa en frotis de sangre periférica (objetivo 100x).

¿Cuál es el probable agente causal del cuadro clínico descrito? ¿Cuál es el diagnóstico diferencial? Entre las causas infecciosas que pueden producir esplenomegalia se encuentran: – Virus: virus de Epstein-Barr y citomegalovirus. No se ha detectado aumento en el tamaño de los ganglios linfáticos, ni erupción cutánea o exantema. Además, la serología ha resultado negativa. – Bacterias: Brucella, Mycobacterium tuberculosis. La serología para Brucella también fue negativa y no se ha constatado una posible fuente de contagio mediante contacto directo con animales. Por otro lado, la tinción de Ziehl-Neelsen no evidenció bacilos ácido-alcohol resistentes en la muestra de esputo y la radiografía de tórax resultó ser normal, por lo que razonablemente puede descartarse tuberculosis. Aunque hay crecimiento bacteriano en el hemocultivo extraído (estafilococo coagulasa negativa), solamente se aísla en una de las 6 botellas, lo que sugiere que se trata de una contaminación con un microorganismo que se encuentra en la piel como flora saprofita, y que no tiene significación clínica. – Parásitos. Teniendo en cuenta el origen africano del paciente podría pensarse que la causa es parasitaria. En la analítica no hay signos de eosinofilia, y esto eliminaría los helmintos tisulares (filarias) como posibles agentes etiológicos. Tras valorar los datos analíticos (elevación de bilirrubina y anemia), junto al examen clínico del paciente (fiebre elevada en picos, ictericia) y sobre todo la visualización mediante microscopía de una forma poco frecuente pero muy característica del ciclo biológico del parásito (figura 1), se estableció que el cuadro clínico descrito estaba causado por Plasmodium falciparum.

¿Qué diferencias existen entre las especies patógenas para el hombre? ¿Cuáles son sus principales características microbiológicas? Aunque existen más de 100 especies distintas de Plasmodium, solamente 5 son patógenas para el ser humano, las 4 principales son: P. falciparum, P. vivax, P. ovale y P. malariae. En la mayoría de laboratorios el diagnóstico de malaria se realiza mediante visión directa del parásito tras tinción de Giemsa. No es sencilla la diferenciación, pero algunas características morfológicas nos pueden ayudar a realizar la identificación de especie: – P. falciparum. Causa la forma más grave de la enfermedad. Los hematíes parasitados tienen tamaño normal y pueden observarse hendiduras de Maurer. El trofozoíto precoz se ve como un anillo pequeño y filiforme, presenta a menudo dos puntos de cromatina y generalmente se detectan hematíes

multiparasitados (dos o más anillos). El esquizonte maduro tiene merozoítos pequeños y una masa única de pigmento. Los gametocitos son muy característicos de especie, con forma de media luna, extremos redondeados y núcleo único. – P. vivax. La parasitación de los hematíes aumenta su tamaño y se observan puntos de Schüffner en su interior. El trofozoíto precoz es bastante grande y generalmente no hay glóbulos rojos con más de un parásito. El esquizonte maduro es bastante grande, tiene forma de roseta y ocupa casi todo el eritrocito. – P. ovale. En el frotis de sangre parasitada puede observarse una mezcla de todas las formas evolutivas. Hematíes hipertrofiados e incoloros, forma ovalada con fimbrias y gran abundancia de gránulos de Schüffner. Trofozoíto grande ameboide. El esquizonte maduro suele tener pocos merozoítos. Los gametocitos son similares a los de P. vivax, pero de menor tamaño. – P. malariae. El glóbulo rojo infectado tiene un tamaño equiparable al resto o incluso algo menor. Un aspecto definitorio en esta especie es la presencia de trofozoítos maduros en forma de banda, donde la cromatina se extiende linealmente a lo largo de uno de los bordes. El esquizonte maduro presenta pocos merozoítos (a menudo 8) dispuestos en la periferia de la roseta y con pigmento en el centro, cuya forma recuerda una “margarita”. Los gametocitos son parecidos a los de P. vivax, pero más pequeños y sin gránulos de Schüffner.

¿Qué técnicas de diagnóstico rápido podrían ser útiles? La tinción de Giemsa y visualización por microscopía sigue siendo método de referencia para el diagnóstico de malaria en el laboratorio. Puede realizarse un frotis o una gota gruesa. Para el frotis se recoge una gota de sangre sobre un portaobjetos y con la ayuda de otro se hace una extensión con la finalidad de conseguir una monocapa. Esto permite conservar la estructura de los hematíes con lo que se facilita la identificación de la especie. La gota gruesa requiere mayor cantidad de sangre, y se realiza extendiendo 3 ó 4 gotas con la esquina de un portaobjetos con movimientos circulares rápidos hasta conseguir una capa gruesa. Presenta la ventaja de ser más sensible que la capa fina, ya que concentra más la muestra, lo cual es importante cuando la parasitemia es baja. Sin embargo, al destruir la estructura del glóbulo rojo, es más complicado distinguir la especie de Plasmodium. Existen también otras alternativas diagnósticas: – Detección de antígenos parasitarios mediante técnicas de inmunocromatografía. Hay pruebas comerciales que detectan la proteína-2 rica en histidina (HRP-2) de P. falciparum, antígeno panmalárico y lactato deshidrogenasa (LDH) parasitaria (presente en las cuatro especies principales de Plasmodium). Cuando la parasitemia es alta, tienen buena sensibilidad y especificidad. Sin embargo, en parasitemias bajas (