ESTRATEGIAS DE ARRANQUE DE UN BIOFILTRO SBR ANAEROBIO/AEROBIO PARA LA MINERALIZACIÓN DE NITROFENOLES Rosa Ma. Melgoza, Luis Juárez y Germán Buitrón Instituto de Ingeniería. Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM) Departamento de Bioprocesos Ambientales. Ap. Postal 70-472 04510 México, D.F. Tel. 5622-3325, Fax 5616-2798 E-mail: [email protected]

RESUMEN Muchos compuestos tóxicos son difíciles de remover usando sólo ambientes anaerobios o aerobios. Se ha sugerido que la mineralización de contaminantes recalcitrantes es posible integrando tratamientos anaerobios-aerobios secuenciados en un solo reactor. En este trabajo se realizó el arranque de un biofiltro SBR anaerobio/aerobio para la mineralización de p-nitrofenol (PNF) y 2,4-dinitrofenol (2,4-DNF) utilizando dos estrategias: tiempos de reacción fijos (estrategia 1) y eficiencias fijas (estrategia 2). En ambas estrategias se utilizó un reactor empacado con piedra volcánica y se inoculó con una mezcla microorganismos de sistemas lodos activados de plantas municipal e industrial. La concentración inicial fue de 15 mg/l de 2,4-DNF y 25 mg/l de PNP, adicionando acetato de sodio como donador de electrones en la etapa reductiva del proceso. Con la estrategia 1 no se logró la aclimatación de las bacterias responsables de reducción de los nitrofenoles. La estrategia 2 favoreció el establecimiento de un consorcio capas de producir aminas a partir del nitrofenol en la etapa anaerobia y mineralizar estas en la etapa aerobia..

INTRODUCCION Muchos compuestos que son difíciles de degradar en ambientes anaerobios o aerobios, pueden ser biotransformados acoplando los procesos anaerobio y aerobio (Field et al, 1995). En esta forma, la mineralización de algunos contaminantes recalcitrantes ha sido posible por el uso de tratamientos anaerobio-aerobio integrados o secuenciados (Zitomer y Speece, 1993). Los compuestos nitroaromáticos son tóxicos a los microorganismos e inhiben el tratamiento de aguas residuales, son resistentes a la biodegradación y tienden a acumularse en el ambiente. En el ámbito ambiental el PNF y el 2,4-DNF son contaminantes prioritarios según la clasificación de la U.S. E.P.A., presentan actividad mutagénica y carcinogénica y son ampliamente utilizados en la industria de síntesis orgánica y en la elaboración de plaguicidas.

Se ha observado que una etapa anaerobia biotransforma los nitrofenoles (reducción del grupo NO2 ) a aminofenoles, sin embargo el consorcio anaerobio no siempre mineraliza el derivado amino y la mineralización depende del tipo de inoculo que fue usado. Cuando se uso un lodo granular no aclimatado no se observó mineralización del PAF; sin embargo la aclimatación previa del lodo (a 2-nitrofenol) mineralizo el PAF (Razo-Flores et al., 1996). Donlon et. al., (1996) reportaron la mineralización parcial (22%) del PAF en condiciones anaerobias, usando una mezcla de ácidos grasos volátiles como cosubstrato. Las altas propiedades electrodonadoras del grupo NO2 son el factor principal que origina la recalcitrancia del rompimiento por oxidación del anillo aromático durante el proceso aerobio. El objetivo de este trabajo fue evaluar dos estrategias de arranque de un proceso SBR anaerobio/aerobio integrado en un reactor para la mineralización de PNF y 2,4-DNP. Aún cuándo alguna mineralización de los aminofenoles puede ser obtenida bajo condiciones anaerobias, es nuestra intención que una más rápida degradación aerobia de la amina permitirá tiempos de residencia hidráulica más cortos en el proceso combinado. Se utilizó un proceso discontinuo debido a que se ha observado la selección y enriquecimiento de las poblaciones bacterianas deseadas ene este tipo de sistemas.

METODOS Se probaron dos estrategias para el arranque del biofiltro SBR, En la primera estrategia se fijaron los tiempos de reacción (4 h anaerobio y 2 h aerobio); en la segunda no se fijó el tiempo de reacción, sino la eficiencia de degradación. Es decir, se dejó el tiempo necesario para que en la etapa anaerobia se produjera la mayor cantidad de aminas y en la aerobia estás se mineralizarán al máximo. Se aclimató la población bacteriana a las condiciones anaerobias/aerobias para permitir la selección de bacterias facultativas, ya que estas desarrollan sus funciones metabólicas en presencia o ausencia de oxígeno. Estrategia 1 (Tiempos de reacción fijos). El arranque del reactor por esta estrategia consistió en mantener tiempos de reacción fijos para las etapas anaerobia y aerobia, con el objetivo de lograr la aclimatación de microorganismos a cambios de ambientes anaerobio/aerobio en periodos cortos. Es decir, la adaptación de la biomasa se trato de realizar el menor tiempo posible. Los tiempos de reacción que se fijaron fueron: 4 h anaerobio y 2 h aerobio.

Al inicio de la aclimatación el reactor fue alimentado con acetato por un periodo de dos meses con el fin de que la biomasa colonizara el material de soporte, operando el reactor SBR 4 ciclos por día. Una vez desarrollada la biopelícula se inicio la aclimatación al 2,4DNF a concentración de 15 mg/l y 50 mg/l de acetato como fuente de protones.

Estrategia 2 (Eficiencias fijas). En esta estrategia la biomasa se aclimató al tóxico el tiempo necesario para alcanzar una determinada eficiencia en cada una de las etapas. Se fijó la eficiencia de remoción del PNF al 80 % en la fase anaerobia ya que ésta es la etapa limitante para la mineralización del PNF. La concentración inicial del PNF fue de 25 mg/l y de 100 mg/l de Ac. Na como fuente de protones. Sistema experimental En ambas estrategias de arranque se utilizó un reactor de 7 l, empacado con piedra volcánica (puzzolana) de 2-3 cm de diámetro. Los microorganismos utilizados como inoculo fueron de un sistema de lodos activados provenientes de una planta de tratamiento municipal y otra industrial en relación de 70:30 respectivamente. El PNF y el 2,4-DNF fueron usados como modelo tóxico (25 y 15 mg/l respectivamente). Se agregó acetato de sodio como donador de electrones en relación molar 1:4 (NF:Ac.Na). El agua residual sintética fue adicionada de medio mineral (N, P y oligoelementos). En la tabla 1 se muestran las condiciones de operación usadas en cada estrategia de arranque. Métodos analíticos Se determinaron las concentraciones de PNP, PAF, 2,4-DNF, oxígeno disuelto (O.D). También se monitorearon potencial redox (O.R.P.), pH, y temperatura. El PNP, PAF (método del p-aminobenzaldehido) y 2,4-DNF fueron analizados espectrofotométricamente en un espectrofotómetro U.V. BECKMAN a longitud de onda de 400, 440 y 422 nm respectivamente y por HPLC (Hewlett Packard Serie 1100) usando una columna C-18 de fase reversa (Spherisorb ODS2 5µmm). El pH y el potencial redox fueron analizados con un potenciómetro ORION 707 y el O.D. en un oxímetro YSI. Tabla 1. Estrategias de arranque en el biofiltro SBR anaerobio/aerobio. PARAMETRO

ESTRATEGIA 1

Eficiencia de remoción, %

Variable

Tiempo de llenado, min. Tiempo de reacción (anaerobio/aerobio), h. Tiempo de sedimentación, min. Tiempo de descarga, min. Flujo de aireación, l/min. Volumen de intercambio, %. Temperatura, ºC.

5 Anaerobio (4 h) Aerobio (2 h) 20 10 2.5 75 25

ESTRATEGIA 2 Fija, 80% ó más para la etapa anaerobia 20 Variable 5 5 1.90 70 27

RESULTADOS Y DISCUSION Estrategia 1 (Tiempos de reacción fijos). Los primeros días de aclimatación no se observó eliminación de 2,4-DNF (fig.1), el efluente al final del ciclo presentaba las mismas características que en la alimentación (color amarillo). Después de un periodo de aclimatación de 21 días (84 ciclos) se alcanzó eficiencia de eliminación del 96%. 100 80 Eficiencia (%)

Eficiencia (%)

100 80 60 40

60 40 20 0

20

0

0

4 6

5

8

11

13

18

21

26

28

Tiempo (Días) Anaerobio Aerobio Global

Figura 1. Aclimatación al 2,4-DNF con 0 2

1

Figura 2. Eficiencia de biodegradación

8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 Tiempo (Días)

tiempos fijos de operación.

2,4-DNF en fases de An/Ae.

Una vez que los microorganismos se aclimataron al tóxico, en la fase anaerobia se eliminó el 38%, sin biotransformación a las aminas correspondientes y durante la fase aerobia se tuvo la eliminación del 58 % restante del 2,4-DNF alimentado (fig. 2), únicamente se detectó la disminución de concentración del 2,4-DNF.

240 210 180 150 120 90 60 30 0

6 5

anaerobio

4 3

aerobio

2 1 0 0

1

2

3

4

5

Oxígeno Disuelto (mg/l)

Potencial Redox (mV) 2,4-DNF X10 (mg/l)

Paralelamente se monitoreo el perfil de O.R.P. esperando encontrar potenciales redox negativos propios de los procesos anaerobios, sin embargo el menor potencial redox registrado fue de +35mV, por lo que fue evidente que no existió proceso reductivo en el reactor (fig. 3). A pesar de que la concentración de oxígeno disuelto fue de 0 mg/l, no se dieron las condiciones necesarias para que se mantuviera una etapa anaerobia que propiciara la selección de microorganismos que transformen el 2,4-DNF a aminofenol.

6

Tiempo (h) Potencial Redox

2,4-DNF

Oxígeno Disuelto

Figura 3. Perfil de O.R.P. y oxígeno disuelto en la biodegradación de 2,4-DNF.

Estrategia 2 (Eficiencias fijas). Al inicio la producción de aminas fue escasa pero a medida que la población se fue aclimatando, la eficiencia de biotransformación aumentó al igual que la eficiencia de remoción del PNF, del mismo modo los tiempos de reacción an/ae se fueron reduciendo de 7 días (6 días anaerobio/1 día aerobio) a 40 horas (30 h anaerobio/10 h aerobio). En la figura 4 se muestran los resultados de la adaptación de los microorganismos a los ambientes anaerobios y aerobios y se observa la disminución del tiempo de reacción a medida que la aclimatación se alcanza. La concentración inicial de PNF fue de 25 mg/l. Para los primeros tres ciclos fueron necesarias mas de 70 h para tener una producción significativa de PAF (20%). Cuando la aclimatación se alcanzó, los tiempos de fase anaerobia fueron reducidos y las eficiencias de biotransformación de PAF se incrementaron (figura 5). En el ciclo número 10 el tiempo de reacción anaerobio fue reducido pero como consecuencia disminuyó la eficiencia de PAF, por lo que fue necesario incrementar la duración de la fase anaerobia a 72 h (ciclo 12). En este ciclo se incrementó la concentración de PNF a 55 mg/l. Como resultado del incremento en la biotransformación del PNF y a la mineralización del PAF, la duración de los ciclos fue reducida a 30 h (24 h anaerobia y 6 h aerobia) en el ciclo 24 (día 75). Después de este ciclo la concentración se incrementa a 60 – 62 mg/l.

Concentracióm, mg/l.

125

Tiempo, h.

100 75 50 25

100

100

80

80

60

60

40

40

20

20

0

0 0

0 0

5

10

15

20

25

Número de ciclo

Anaerobio

Aerobio

30

Eficiencia, %.

150

5

10

15

20

25

30

Número de ciclo Concentración inicial PNF PNP Initial concentration % Degradación PAF (Aerobio) PAP Degradation (Aerobic) % PNP Biotransformation (Anaerobic) % Biotransformación PNF (Anaerobio)

Figura 4. Tiempos de degradación usados Figura 5. Eficiencias de remoción, en la mineralización de PNF. biotransformación y mineralización del PNF y PAF.

El PAF producido fue biodegradado eficientemente por el inoculo de la primera fase aerobia (figura 5). La fase aerobia fue gradualmente reducida de 24 a 10 h sin ser importantes las variaciones en la eficiencia. Es claro que la producción de aminas (fase anaerobia) es la etapa limitante para la mineralización del PNF. Durante los periodos aerobios el oxígeno fue mantenido a concentraciones de 5.23 a 6.43 mg/l. El potencial redox fue de –380 mV en promedio durante etapa de reducción anaerobia y de +71.4 mV en la etapa de oxidación. El pH durante la operación del reactor se mantuvo entre 7.13 y 7.38 unidades en la fase aerobia y entre 7.53 y 8.40 mg/l en la fase aerobia. En la figura 5 se muestran las eficiencias de remoción para el arranque del reactor durante 29 ciclos (84 días de operación). Se puede observar un incremento progresivo de la biotransformación a PAF, el cual alcanza un máximo del 60 %. Para el caso de la fase aerobia se encontró la completa degradación del PAF formado durante la etapa anaerobia, obteniéndose eficiencias de remoción del 100 %.

Análisis espectral y mediciones O.R.P. Para asegurar la biotransformación del PNF a PAF, se hicieron análisis espectrales durante los ciclos operacionales. En la figura 6 se muestran los espectros del influente, con una absorbancia máxima a 400 nm correspondiente al PNF. Después de 4 h de reacción se observa la aparición de un compuesto a 300 nm que corresponde al PAF, producto de biotransformación del PNF durante la fase anaerobia. Al final del ciclo el efluente no contiene ninguno de los compuestos iniciales o de biotransformación, lo que indica que la biodegradación del tóxico se ha llevado a cabo en las respectivas etapas anaerobia y aerobia. 1.4

Absorbancia

1.2 1 0.8 0.6 0.4 0.2 0 200

300

400

500

600

Longitud de onda, nm. Influente (PNF)

Biotransformación (PAF)

Efluente

Figura 6. Análisis espectral del PNF y sus productos de biotransformación PAF y mineralización (ciclo 28).

Con relación a las mediciones O.R.P. en la figura 7 se muestran los perfiles típicos durante los ciclos experimentales. En la fase de sin aireación se puede observar que hay una reducción de +16 a –380 mV que indica que en el reactor prevalecen las condiciones reductoras de anaerobiosis, por otra parte en la fase de aireación se observa un aumento de – 380 a +70 mV alcanzándose condiciones aerobias en el reactor. Estos perfiles de O.R.P. sugieren que la biomasa se encuentra e aclimatada a los ambientes anaerobio y aerobio necesarios para la mineralización del PNF. Durante el experimento la concentración de oxígeno disuelto fue de 0 mg/l en la fase anaerobia y de 5.23 a 6.43 mg/l en la fase aerobia. 100

O.R.P. (mV)

0 -100

aerobio

anaerobio

-200 -300 -400 -500 0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

Tiempo, h. Ciclo 8

Ciclo 27

Ciclo 29

Figura 7. Perfil de mediciones de O.R.P. en los ciclos operacionales del biofiltro. CONCLUSIONES Con la estrategia 1 no se logró la etapa anaerobia en el reactor ya que el sistema operó en condiciones aerobias. En este caso, la biomasa no se adaptó a las condiciones anaerobias, a pesar de haber encontrado valores de 0 mg/l de oxígeno disuelto. Esto no fue suficiente para adaptar a las bacterias que transforman los nitrofenoles a aminofenoles. Por el contrario, en la estrategia 2, se aclimató la biomasa a las condiciones anaerobias esperando el tiempo necesario para su adaptación. Una vez aclimatadas las bacterias fueron capaces de biotransformar en un 60% el PNF al derivado amino PAF y posteriormente en la etapa oxidativa la mineralización total de este. De las dos estrategias de arranque probadas la primera no fue la adecuada ya que no se favorecieron las condiciones que permitieran el desarrollo de los microorganismos anaerobios responsables de la etapa reductiva para la producción de aminas. La segunda estrategia resulto mejor para favorecer la selección de bacterias facultativas que generen la producción de aminas en la etapa anaerobia y su mineralización en la aerobia. Lo anterior remarca que para la correcta degradación de los compuestos tóxicos es necesario proveer a las bacterias las condiciones adecuadas para su adaptación.

AGRADECIMIENTO Se agradece el apoyo financiero otorgado por CONACyT, Proyecto (27498T). REFERENCIAS Donlon B.A., Razo – Flores E., Lettinga G and Field J.A. (1996). Continuos Detoxification, transformation and degradation of nitrophenols in upflow anaerobic sludge blanket reactors. Biotechnology and Bioengineering.Vol (51) 4, 439-449. Erik-Jan Boots (1995). Toxicity and biodegradability of aromatic amines under anaerobic and aerobic conditions. Doktoraal Verslagen, Landbouwuniversiteit Wageningen. Field J.A., Stams A.J.M., Kato M. Schraa G. (1995).Enhanced biodegradation of aromatic pollutants in cocultures of anaerobic and aerobic bacterial consortia. Antoine Van Leeuwenhoek. Vol.(67), 47-77. Razo-Flores E., Donlon B., Field J. and Lettinga G. (1996) Biodegradability of Nsubstituted aromaticas and alkylphenols under methanogenic conditions using granular sludge. Wat. Sci. Technol., 33 (3), 47-57. Wimpenny, J.W.T. (1981) Spatial order in microbial ecosystems. Biol. Rev. Vol (56), 295342 Zitomer D.H., Speece R.E. (1993). Sequential environments for enhanced biotransformation of aqueous contaminants. Environ. Sci. Technol. Vol.(27) 2, 227-244