ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO DE LA LECHUGA (Lactuca sativa) EN DOS MUNICIPIOS PRODUCTORES DE CUNDINAMARCA

ZEIDY ALEJANDRA MARTÍNEZ PÉREZ

TRABAJO DE GRADO Presentado como requisito parcial para optar al título de

MICROBIÓLOGA INDUSTRIAL

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL Bogotá D.C. ENERO DEL 2008

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ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO DE LA LECHUGA (Lactuca sativa) EN DOS MUNICIPIOS PRODUCTORES DE CUNDINAMARCA

ZEIDY ALEJANDRA MARTÍNEZ PÉREZ

APROBADO

Carlos Andrés Moreno Velandia M.Sc

Camilo Rubén Beltrán Acosta B.Sc

Director

Codirector

María Clemencia Forero La Rota M.Sc

Juan Clímaco Hio Adm Agropecuario

Jurado

Jurado

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ALGUNOS ASPECTOS EPIDEMIOLOGICOS DEL MOHO BLANCO DE LA LECHUGA (Lactuca sativa) EN DOS MUNICIPIOS PRODUCTORES DE CUNDINAMARCA

ZEIDY ALEJANDRA MARTÍNEZ PÉREZ

APROBADO

Angela Umaña Muñoz M.Phil.

Janeth del Carmen Arias Palacios

Decana Académica

Director de Carrera

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NOTA DE ADVERTENCIA Artículo 23 de la Resolución N° 13 de Julio de 1946 “La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velará porque no se publique nada contrario al dogma y a la moral católica y porque las tesis no contengan ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia”.

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A mi familia, su confianza y respaldo hizo posible culminar con éxito este trabajo

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AGRADECIMIENTOS

A

los financiadores de éste trabajo La Corporación Colombiana de Investigación

Agropecuaria (Corpoica), La Asociación Colombiana de Productores de Hortalizas y Frutas (Asohofrucol) y El Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural (MADR). A la doctora Alba Marina Cotes por brindarme la oportunidad de trabajar junto a su excelente grupo de investigadores durante todo este tiempo. A Carlos Andrés Moreno Velandia por su dirección, apoyo y paciencia durante la ejecución de este trabajo. A Camilo Beltrán Acosta por sus valiosos aportes y sugerencias durante el desarrollo de este trabajo. A Jorge Argüelles por su oportuna asesoría en el análisis estadístico de este trabajo. A todos los investigadores, estudiantes y auxiliares de laboratorio de control biológico por su amistad, colaboración y momentos agradables que me brindaron durante el desarrollo del trabajo.

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TABLA DE CONTENIDO

RESUMEN....................................................................................................................... 12 ABSTRACT...................................................................................................................... 14 1. INTRODUCCIÓN ......................................................................................................... 15 2. MARCO TEÓRICO Y REVISIÓN DE LITERATURA .................................................... 19 2.1. Cultivo de la lechuga................................................................................................. 19 2.1.1. Origen ................................................................................................................ 19 2.1.2. Clasificación taxonómica.................................................................................... 19 2.1.3. Morfología. ......................................................................................................... 20 2.1.4. Condiciones agroecológicas............................................................................... 20 2.1.4.1. Temperatura y humedad relativa................................................................. 20 2.1.4.2. Suelo........................................................................................................... 20 2.1.5. Siembra.............................................................................................................. 21 2.1.5.1. Transplante ................................................................................................. 21 2.1.5.2. Desarrollo de la planta................................................................................. 22 2.1.5.3. Riegos......................................................................................................... 23 2.1.6. Situación actual del cultivo de la lechuga en Colombia. ..................................... 24 2.2. Plagas y enfermedades ............................................................................................ 25 2. 3. Moho blanco de la lechuga ...................................................................................... 27 2.3.1. Sclerotinia minor Jagger..................................................................................... 27 2.3.1.1. Taxonomía .................................................................................................. 27 2.3.1.2. Características generales............................................................................ 27 2.3.1.3. Rango de huéspedes .................................................................................. 28 2.3.1.4. Etiología y epidemiología ............................................................................ 28 2.3.2. Sclerotinia sclerotiorum De Bary ........................................................................ 29 2.3.2.1. Taxonomía .................................................................................................. 29

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2.3.2.1. Características Generales ........................................................................... 29 2.3.2.2. Rango de huéspedes .................................................................................. 30 2.3.2.3. Etiología y epidemiología ............................................................................ 30 2.3.2.4. Fisiología..................................................................................................... 31 2.3.3. Biología del esclerocio ....................................................................................... 31 2.3.4. Mecanismos de patogénesis de Sclerotinia spp. ................................................ 32 2.3.4.1. Enzimas de la patogénesis.......................................................................... 32 2.3.4.2. Acido oxálico ............................................................................................... 33 2.4. Métodos de Control................................................................................................... 35 2.4.1. Métodos físicos y culturales ............................................................................... 35 2.4.2. Métodos Químicos ............................................................................................. 38 2.4.3. Control biológico. ............................................................................................... 40 2.5. Técnicas de análisis del desarrollo de epidemias...................................................... 42 2.5.1. Incidencia de plantas enfermas.......................................................................... 45 2.5.2. Geoestadística ................................................................................................... 47 2.5.2.1. Semivariograma. ......................................................................................... 47 2.5.2.2. Kriging......................................................................................................... 48 3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN ............................................... 49 4. OBJETIVOS................................................................................................................. 51 4.1. Objetivo General. ...................................................................................................... 51 4.2. Objetivos Específicos................................................................................................ 51 5. MATERIALES Y MÉTODOS........................................................................................ 52 5.2. Métodos.................................................................................................................... 53 5.2.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga....................... 53 5.2.2. Determinación de la población de esclerocios en el suelo.................................. 54 5.2.3. Seguimiento de la enfermedad del moho blanco de la lechuga en el tiempo.... 55 5.2.4. Análisis de Datos. .............................................................................................. 57

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5.2.5. Prueba de patogenicidad in planta ..................................................................... 57 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN..................................................................................... 59 6.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga. ............................ 59 6.2. Prueba de patogenicidad in planta............................................................................ 63 6.3. Población de esclerocios. ......................................................................................... 67 6.4. Seguimiento a la enfermedad moho blanco de la lechuga ........................................ 71 6.5. Dinámica espacial de la incidencia del moho blanco................................................. 74 6.5.1. Semivariogramas. .............................................................................................. 74 6.5.2. Mapas en contorno ............................................................................................ 77 7. CONCLUSIONES ........................................................................................................ 86 8. RECOMENDACIONES ................................................................................................ 87 9. REFERENCIAS BIBLIOGRAFÍAS................................................................................ 88 10. ANEXO ...................................................................................................................... 98 10.1. Anexo 1. Valores promedio de la temperatura y de la humedad relativa registrados por la estación meteorológica Tibaitatá............................................................................ 98 10.2. Anexo 2. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Mosquera. Parámetros del semivariograma ...................................................................................... 99 10.3. Anexo 3. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Funza Parámetros del semivariograma ...................................................................................... 99

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LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Diseño del toma muestra de suelo.................................................................... 54 Figura 2. Diagrama de cuadrantes para determinar incidencia de la enfermedad............ 56 Figura 3. Aislamiento de Sclerotinia minor proveniente del cultivo de lechuga del municipio de Mosquera ............................................................................................................ 59 Figura 4. Hifas de Sclerotinia minor vista a 40X. A. Granulaciones.................................. 60 Figura 5. Aislamiento de Sclerotinia sclerotiorum proveniente del cultivo de lechuga del municipio de Funza.. ................................................................................................ 60 Figura 6. Hifas de Sclerotinia sclerotiorum. Vista a 40X................................................... 61 Figura 7. Esclerocios de Sclerotinia minor provenientes de aislamientos del cultivo del municipio de Mosquera ............................................................................................ 61 Figura 8. Esclerocio de Sclerotinia sclerotiorum proveniente de aislamientos del cultivo del municipio de Funza .................................................................................................. 61 Figura 9. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia minor en hojas de lechuga tipo batavia ........................................................................................................................................ 63 Figura 10. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia sclerotiorum en hojas de lechuga tipo batavia.. ................................................................................................................... 65 Figura 11. Tejido foliar infectado 15 días después de la inoculación................................ 66 Figura 12. Cultivo de lechuga en la finca de Mosquera a los 88 días después del transplante. .............................................................................................................. 68 Figura 13. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de Mosquera................................................................................................................. 71 Figura 14. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de Funza....................................................................................................................... 72 Figura 15. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia minor los 42 días después del transplante en el cultivo de lechuga Mosquera.................................................................................... 75 Figura 16. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º, 90º y 135º de la incidencia de la enfermedad a los Sclerotinia minor a los 72 días después del transplante en el cultivo de lechuga en Mosquera.......................................................................................... 75 Figura 17. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 36 días después del transplante en el cultivo de lechuga en Funza.......................................................... 76 Figura 18. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 74 días después del transplante en el cultivo de lechuga Funza............................................................... 76 Figura 19. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia minor para el cultivo de Mosquera............................................................................ 78 Figura 20. Mapa de contorno de la mortalidad causada por Sclerotinia minor para el cultivo de Mosquera. ................................................................................................ 79 Figura 21. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum para el cultivo de Funza. ...................................................................... 80 Figura 22. Mapa de contorno para la mortalidad causada por Sclerotinia sclerotiorum en el cultivo de Funza. .................................................................................................. 81

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LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Clasificación taxonómica de la lechuga.............................................................. 19 Tabla 2. Fases de crecimiento de la lechuga ................................................................... 22 Tabla 3. Enfermedades en el cultivo de la lechuga causada por hongos. ........................ 26 Tabla 4. Clasificación taxonómica de Sclerotinia spp....................................................... 27 Tabla 5. Fungicidas recomendados para el control de Sclerotinia spp............................. 38 Tabla 6. Producción de esclerocios de Sclerotinia minor. ................................................ 64 Tabla 7. Producción de esclerocios de Sclerotinia sclerotiorum. ...................................... 65 Tabla 8. Densidad de esclerocios de Sclerotinia minor en las muestras de suelo tomadas a los 42 días después del transplante en Mosquera................................................. 67

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RESUMEN

La enfermedad moho blanco de la lechuga, es causada por dos especies estrechamente relacionadas Sclerotinia sclerotiorum y S. minor, las cuales causan pérdidas hasta del 70% en el cultivo. Las dos especies presentan dinámicas de infección diferentes, mientras S. sclerotiorum infecta principalmente por ascosporas, S. minor lo hace por esclerocios. El objetivo de este trabajo fue determinar algunos aspectos epidemiológicos de la enfermedad moho blanco de la lechuga. En los municipios de Funza y Mosquera (Cund.) se seleccionaron dos fincas hortícolas y en lotes cultivados con lechuga tipo batavia variedad coolguard, con antecedentes previos de la enfermedad, se estableció una red de muestreo en un área de 1000m2. Se determinó la densidad de esclerocios del patógeno en el suelo y el patrón de distribución espacial de la enfermedad en el cultivo. En los dos campos comerciales se tomaron muestras de plantas de lechuga con los síntomas y signos característicos de la enfermedad, a partir de éste material se realizaron aislamientos de Sclerotinia spp. Mediante el estudio de rasgos macro y microscópicos se determinó la especie predominante en cada lote, también se efectuaron pruebas de patogenicidad in planta para determinar la correspondencia de los síntomas y signos de la enfermedad observados en campo con los reproducidos en laboratorio. Se determinó que la especie predominante en el lote comercial en el municipio de Mosquera fue S. minor, mientras que en el municipio de Funza fue S. sclerotiorum; en el primer caso la enfermedad presentó una incidencia del 52%, mientras que en el segundo el patógeno afectó el 32% de la población de plantas en el área demarcada. La densidad de esclerocios en las muestras de suelo fue baja. En las pruebas de patogenicidad las dos especies de Sclerotinia causaron infección en las hojas de lechuga en condiciones

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controladas y sobre éste material vegetal se produjeron esclerocios con igual morfología a los esclerocios utilizados para la inoculación. El análisis geoestadístico determinó que el modelo espacial de la enfermedad moho blanco en los dos campos comerciales presentó alta dependencia espacial y permitió localizar los focos de infección. La información generada en el presente estudio constituye una herramienta útil para aumentar la eficiencia de las estrategias de control de la enfermedad moho blanco.

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ABSTRACT

Lettuce white mold is a disease caused by S. minor and S. sclerotiorum two species slightly related and they are one of limitants on this hortalize production. Two species have diferents sources of infection, while S. sclerotiorum infects lettuce primarily by ascospores from the carpogenic germination of sclerotia, S. minor infects exclusively by mycelium from eruptively germinating sclerotia.

Specific objective of this work were to determine some epidemiologic aspects of lettuce white mold disease in two comertial field of two municipalities of Cundinamarca. Initially localized two lettuce batavia var coolguard producers fields with previous antecedents of the disease for the municipalities of Mosquera and Funza for each one used a grid system for density inoculum and disease incidence determination for geostatistic analysis. In addition for each field samples of plants with sings and simptoms characteristics of the disease were taken and several isolates were made until obtain pure isolates to determine predominat specie for macro and microscopic details and after that patogenicity in planta test was made to comprobe sings and simpthoms of the disease observed in field were similar as the laboratory reproduced.

The predominant specie was S. minor for Mosquera field with an incidence 52% and S. sclerotiorum for Funza field with 32%, also the inoculum density was poor for each field. In planta pathogenicity tests reflected accurancy with sings and simptoms that observed in field. Geostatistic analysis determined

indidence

model presented high

spatial

dependence for S. Sclerotiorum and S. minor and the foci localization.

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1. INTRODUCCIÓN

La horticultura en Colombia ha venido adquiriendo gran importancia en los últimos años por presentarse como uno de los sectores que ha contribuido en la generación de cerca de 500 mil empleos directos en áreas rurales (Ministerio de Medio Ambiente, 2002) y quizás porque se ha venido consolidando como una de las áreas más promisorias en materia de exportaciones.

Debido al incremento del consumo de hortalizas y a la demanda de alimentos libres de sustancias que representan un riesgo para la salud del hombre y para el ambiente, surge la necesidad de implementar herramientas tecnológicas que permitan a los agricultores adquirir competitividad y cumplir con las exigencias de inocuidad en el mercado.

Actualmente la lechuga es una de las hortalizas con mayor área sembrada en el departamento de Cundinamarca ocupando el 72% de ésta, es uno de los productos de mayor importancia en materia de oferta hortícola, pero su rendimiento promedio de 14,75 Ton/Ha es muy bajo, debido a la alta incidencia de enfermedades e insectos plaga (Ministerio de agricultura, 2003 citado por Arias, 2006).

Las enfermedades se constituyen como parte importante de la problemática fitosanitaria en la producción de lechuga. Sclerotinia spp. produce la enfermedad moho blanco causada por el hongo y es responsable de pérdidas por encima del 70% (Ministerio de agricultura, 2003 citado por Arias, 2006).

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Para el control del moho blanco se han utilizado principalmente fungicidas de síntesis química, lo cual representa cerca del 20% de los costos directos de producción. Sumado a esto, su uso inadecuado conduce al detrimento en la calidad y la competitividad del producto de consumo provocando el rechazo en los mercados (Ministerio de agricultura, 2006).

Los agentes causales del moho blanco de la lechuga son dos especies estrechamente relacionadas, Sclerotinia minor Jagger y Sclerotinia sclerotiorum (Lib) de Bary (Abawi y Grogan, 1979; Subbarao, 1998). Aunque los síntomas generales de la enfermedad causados por las dos especies en la lechuga son

similares, varios estudios han

demostrado diferencias inherentes a la infección de cada especie. Estas diferencias son el resultado de diferentes modos de acción empleados por las dos especies para la infección, así se ha reportado que S. minor infecta exclusivamente por micelio proveniente de la germinación eruptiva de los esclerocios que están localizados cerca a las raíces o a la corona de la planta (Imolehim et al. 1980; Dillard y Grogan, 1985; Melzer y Boland, 1994; Subbarao et al. 1995; Subbarao et al. 1996), por lo cual se afirma que éste es un patógeno típicamente de suelo. Las infecciones primarias causadas por S. sclerotiorum en lechuga son ocasionadas por ascosporas (Newton y Sequeira. 1972; Ritterson y Grogan, 1985; Ben-Yephet et al. 1993) mientras que las infecciones por micelio germinado de esclerocios se presenta en baja frecuencia (Abawi y Grogan ,1979). Las infecciones por ascosporas generan áreas acuosas sobre la cabeza de la planta, la formación de una capa de micelio y con el tiempo desarrollo de esclerocios (Ben-Yephet et al. 1993). La infección por la germinación directa de esclerocios de S. sclerotiorum es similar a la causada por S. minor pero diferenciándose fácilmente por el tamaño de los esclerocios formados sobre las plantas.

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Debido a que S. sclerotiorum y S. minor poseen ciertas diferencias en los modos de infección, se esperaría que la enfermedad causada por estas dos especies presente un patrón de distribución espacial diferente en el tiempo (Marois y Adams, 1985; Nelson y Campbell, 1993; Subbarao et al. 1996). Sin embargo, Hao y Subbarao (2005) encontraron el mismo patrón de distribución de la incidencia de la enfermedad para los dos tipos de infección antes descritos. Del mismo modo, dado que S. minor es considerado típicamente un patógeno de suelo, se esperaría que la incidencia de la enfermedad refleje la distribución de esclerocios en el suelo, debido a la alta correlación que existe entre la densidad de inóculo y la incidencia de la enfermedad (Campbell y Noe, 1985; Dillard y Grogan, 1985; Hao et al. 2003). El patrón de distribución de la enfermedad causado por S. sclerotiorum no sólo depende de las distribución de los esclerocios, sino también de la temperatura y de la humedad del suelo, que afectan la producción de apotecios y de la velocidad y dirección del viento que afectan la descarga y dispersión de las ascosporas (Schwartz y Steadman, 1978; Abawi y Grogan, 1979).

Aunque estos aspectos epidemiológicos han sido ampliamente estudiados en diferentes países, en Colombia son pocas las investigaciones que se han realizado al respecto, al igual que no se conoce con certeza cuales son las especies de Sclerotinia predominantes en los campos productores de lechuga ni de la fuente de inóculo primario. El trabajo de Smith (2007) fue uno de los primeros que abordó el tema de distribución espacial de esclerocios en el suelo. Dilucidar estos aspectos en las condiciones de producción del país, contribuiría al desarrollo de estrategias de muestreo y de control más eficientes a las que existen actualmente. Por tal motivo, el presente estudio pretendió determinar el agente causal del moho blanco de la lechuga predominante en dos campos comerciales de lechuga en dos municipios productores de Cundinamarca, determinar el patrón de

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distribución espacial de la enfermedad y describir la relación entre la densidad de inóculo y la incidencia de la enfermedad del moho blanco de la lechuga.

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2. MARCO TEÓRICO Y REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Cultivo de la lechuga 2.1.1. Origen La lechuga como cultivo se originó probablemente en la cuenca mediterránea, una prueba evidente es la existencia de una forma primitiva de lechuga, casi silvestre a partir de la lechuga silvestre Lactuca serviola L., comúnmente llamada lechuga espinosa (Davis et al, 2002). Los primeros informes escritos referentes al cultivo de la lechuga se atribuyen a Herodoto, en el que menciona que la lechuga aparecía en las mesas reales de Persia en el año 550 (a. C.) Posteriormente fue descrita por autores griegos como Hipócrates, quien en el año 430 (a. C.) le atribuyó propiedades medicinales; Aristóteles en el año 356 (a.C.) y Galeno, quien en el año164 después de J.C. la describió como una hortaliza popular. La lechuga fue popular en la antigua Roma y se cultivaron varias formas (Davis et al, 2002).

2.1.2. Clasificación taxonómica. La lechuga es una planta anual, autógama, perteneciente a la familia Asteraceae y cuyo nombre botánico es Lactuca sativa L. (Tabla 1). Diploide con 2n=18 cromosomas Tabla 1. Clasificación taxonómica de la lechuga.

Plantae – Plantas

Reino Subreino Superdivisión División Clase Subclase Orden

Tracheobionta – Plantas Vasculares Spermatophyta – Plantas con semilla Magnoliophyta – Plantas con flores Magnoliopsida – Dicotiledóneas Asteridae Asterales

Asteraceae Lactuca L. Especie Lactuca sativa L.

Familia Genero

Tomado de USDA, NRCS. 2006

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2.1.3. Morfología. La plante de lechuga se caracteriza porque la raíz no sobrepasa los 25cm de profundidad, es pivotante y con ramificaciones. Las hojas están dispuestas en roseta, desplegadas al principio en unos casos siguen así durante todo su desarrollo (variedades romanas) y en algunos casos acogollan mas tarde. El borde de los limbos puede ser liso, ondulado o aserrado. Su tallo es cilíndrico. La inflorescencia presenta capítulos florales amarillos dispuestos en racimos o corimbos. Las semillas están provistas de un vilano plumoso (Chávez y Medina, 2003).

2.1.4. Condiciones agroecológicas 2.1.4.1. Temperatura y humedad relativa La temperatura media óptima para el desarrollo normal de la planta de lechuga es de 15 a 18ºC con máximas de 21ºC y mínimas de 7ºC. Las temperaturas extremas inducen la emisión prematura de los tallos florales y afectan la calidad del producto de consumo, debido a la acumulación de látex en las venas (Osorio y Lobo, 1983).

La humedad relativa conveniente para el cultivo de la lechuga es de 60 a 80%. La humedad ambiental excesiva favorece el desarrollo de enfermedades (Chávez y Medina, 2003).

2.1.4.2. Suelo En general todos los suelos son buenos para el cultivo de la lechuga, sin embargo se desarrolla muy bien en suelos con alto contenido de materia orgánica (Osorio y Lobo, 1983). Teniendo en cuenta que el sistema radicular de la lechuga no es muy extenso los

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suelos que retienen la humedad y que a la vez presentan buen drenaje son los mejores; las mejores texturas son las franco-arcillosas y franco-arenosas. El pH más apropiado es de 5.2 a 5.8 en suelos orgánicos y de 5.5 a 6.7 en suelos minerales. En general, si el suelo mineral tiene un pH menor de 6.0, es recomendable aplicar cal (Osorio y Lobo, 1983).

2.1.5. Siembra. La lechuga es una hortaliza típicamente de transplante, aunque también puede sembrarse en forma directa (Valades, 1994; Lucero, 2000). Tradicionalmente la siembra se hace en semilleros, en épocas frías en las que son ligeramente protegidos. Como el tamaño de la semilla es muy pequeño, suele cubrirse con una capa delgada de suelo (Corpoica, 1992; Ortiz, 2001).

Toda la semilla que se consume para siembra en Colombia es importada, especialmente la producida por las casas de Norte América, tales como Morse y Asgrow (CCI, 2007). La semilla de la lechuga germina mejor en suelos con temperatura entre 20 y 26ºC con óptimas de 24ºC. En estas condiciones las plántulas emergen a los dos o tres días después de sembradas. La semilla de un año de edad germina mejor que la nueva a una temperatura del suelo de 30ºC (Osorio y Lobo, 1983).

2.1.5.1. Transplante El transplante se realiza cuando las plántulas han alcanzado una altura de 8 a 12cm. También se puede transplantar cuando las plántulas hayan desarrollado de 4 a 6 hojas verdaderas (Sarli, 1980 citado por Jiménez y Rodas, 1996;).

El trasplante se puede

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realizar en hileras separadas de 40 a 50cm y entre plantas 25cm, en camas de 1 a 1.2m de ancho.

2.1.5.2. Desarrollo de la planta Las plantas de lechuga pasan por tres fases de desarrollo; plántula, un periodo de roseta y formación de cogollo (Tabla 2).

Tabla 2. Fases de crecimiento de la lechuga

Fase Germinación Cotiledón Aumento de las hojas verdaderas Roseta Formación del Cogollo

Madurez Sobremadurez Formación del tallo floral Floración Producción de Semillas

Observaciones La radícula emerge de la semilla Los cotiledones emergen y se expanden Las hojas emergen y se expanden Hojas con estructura aplanada a erguida (todavía no curvada) Comienza cuando emerge una hoja curvada y se expande. Hojas sucesivas más curvadas hasta que son completamente envueltas por las hojas exteriores Se han desarrollado un gran número de hojas en el interior de modo que se forma un cogollo esférico cada vez más firme. Requiere de 60-120 días dependiendo de la estación Las hojas del cogollo continúan expandiéndose hasta que se forman grietas por la presión El punto de crecimiento se alarga y emerge a través de la parte superior del cogollo Se inicia con la formación de la yema terminal y la apertura de la flor. Continúan formándose nuevas flores diariamente durante 50-70 días Empieza con la flor terminal, el involucro se seca y se abre en unos 12-14 días

Traducido de Davis et al. 2002

Durante el desarrollo de la plántula, desde la germinación hasta el momento de transplante, las condiciones de germinación son críticas para una producción adecuada de lechugas. Para la germinación de las semillas se requiere unas condiciones adecuadas de humedad y oxígeno y unas temperaturas favorables. Una vez que la semilla de lechuga embebe agua, germina rápido; la emergencia depende de las temperaturas. Las

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raíces jóvenes se alargan típicamente hasta unos 25cm en la primera etapa de desarrollo. Las primeras hojas verdaderas emergen inmediatamente después de los cotiledones y se inicia la fotosíntesis, aunque la lechuga desarrolla una raíz principal, existe un considerable crecimiento de las raíces laterales. La mayor parte de las raíces tiene menos de 0,5mm de diámetro. La profundidad real de enraizamiento está en función del tipo de suelo, del suministro de oxígeno y del drenaje. El transplante se realiza generalmente en la fase de tres a cuatro hojas, que aproximadamente tiene lugar 3 a 4 semanas después de realizado el semillero (Davis et al. 2002).

Durante la fase de roseta, se forman continuamente hojas en el punto de crecimiento del tallo relativamente corto, que raramente excede los 10cm en la lechuga acogollada. Las hojas de esta lechuga tienen pecíolos cortos y se expanden normalmente durante el primer crecimiento. El acogollamiento comienza cuando las hojas de la roseta comienzan a curvarse hacia dentro. Las hojas nuevas se forman continuamente y llenan el interior hasta que se forma un cogollo sólido y maduro. Las lechugas se recolectan cuando alcanzan la madurez, formando un cogollo sólido después de 120 a 160 días. La lechuga se cosecha manualmente (Davis et al. 2002).

2.1.5.3. Riegos La frecuencia y cantidad de riegos depende del tipo de suelo, del tamaño de la planta y del clima. Se debe tener cuidado de no aplicar agua en exceso. La lechuga requiere de 300 a 600mm de agua durante todo su ciclo, para su normal desarrollo (Osorio y Lobo, 1983).

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El momento oportuno para el riego es en las primeras horas de la mañana o en las últimas de la tarde; si se riega cuando el suelo y la planta tienen una temperatura elevada, pueden originarse desequilibrios que den lugar al amarillamiento de las hojas y al cese de la vegetación (Cervantes y Alvarado, 1996).

2.1.6. Situación actual del cultivo de la lechuga en Colombia. En Colombia se siembran más de 65 especies hortícolas, las cuales en el año 2004 se cultivaron en 119 mil hectáreas y produjeron 1’348 811 toneladas (Corpoica, 2005). Las especies más cultivadas son la arveja (28,8% del área sembrada), las aliáceas (cebollas y ajo, 23,9%) y el tomate (15,9%). Otras especies importantes son la zanahoria (7%), las hortalizas de hoja (2,1%), las crucíferas (repollo, brócoli, coliflor, etc., 3,8%) y el pimentón. Tanto el área sembrada como la producción aumentaron en 3% como promedio anual entre el año 2001 y el 2004 (Corpoica, 2005).

La lechuga es una de las hortalizas de hoja de

mayor consumo en Colombia. Es

producida en los departamentos de Antioquia, Boyacá, Norte de Santander, Valle del Cauca y Cundinamarca, este último posee el 72% del área total sembrada a nivel nacional debido a las condiciones agroecológicas óptimas (Ministerio de Agricultura, 2003).

Los resultados del censo hortícola realizado por el Departamento Administrativo Nacional de Estadística (2002) efectuado en el departamento de Cundinamarca, muestran que en la sabana de Bogotá se consideran 11 cultivos por su importancia dentro de la canasta hortícola, en el que se destaca la lechuga como el cultivo con mayor área sembrada, 383 Ha aproximadamente, con un área cosechada bastante reducida de 189 Ha y ocupa el quinto lugar en rendimiento con 21,59 Ton/Ha.

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2.2. Plagas y enfermedades La resistencia de un cultivo o susceptibilidad en los cultivares de la lechuga y la virulencia o avirulencia de un patógeno, son consideradas fundamentales en el desarrollo de las enfermedades de la lechuga. Las enfermedades infecciosas pueden ser causadas por agentes como lo son bacterias, virus, fitoplasmas, hongos y nematodos (Davis et al. 2002).

Dentro de las enfermedades causadas por bacterias la más común es la pudrición bacteriana que se caracteriza por la aparición de un color verde oscuro en las hojas que se torna a negro, los haces vasculares se encuentran ennegrecidos. En la sabana de Bogotá se ha presentado esta enfermedad con una incidencia del 20% donde el agente causal presenta algunas características de Erwinia carotovora (Ávila et al. 1996).

Algunos insectos plaga que atacan el cultivo son Copitarsia sp. (Muque de la papa) considerado como el principal insecto plaga del cultivo. Actúa como trozador de plántulas sin consumirlas, como raspador en los primeros instares y comedor de follaje en los dos últimos instares. Un áfido de importancia económica es Myzus persicae o más conocido como pulgón verde de la papa, es un insecto chupador (Sanchez y Moreno, 2004).

Los virus de alto impacto que se presentan en el cultivo son el Virus de la clorosis de la lechuga que causa el amarillamiento, enrollamiento, raquitismo, subsecuente aclareo nerval y fragilidad de las hojas; también se encuentra el Potyvirus del mosaico de la lechuga que se caracteriza por el desarrollo de moteado o mosaico verde pálido, aclareo nerval, motas necróticas y el rizado hacia abajo de las hojas exteriores (Davis et al. 2002).

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A continuación se presenta una tabla que resume las enfermedades causadas por los diferentes hongos patógenos del cultivo de lechuga (Tabla 3).

Tabla 3. Enfermedades en el cultivo de la lechuga causada por hongos.

Enfermedad

Organismo causal

Antracnosis

Microdochium panattonianum

Pudrición de las plántulas

Rhizoctonia solana

Mildeo Velloso

Bremia lactucae

Moho blanco de la lechuga

Sclerotinia minor S. sclerotiorum

Fusariosis

Fusarium oxysporum F. lactucum

Moho gris

Botrytis cinerea

Mancha foliar por Septoria

Septoria lactucae

Marchitez southern

Sclerotium rolfsii

Mancha foliar por Stemphyllium

Stemphyllium botryosum f. sp.lactucum

Verticiliosis

Verticillum dahliae

Síntomas Pequeñas manchas marrones y acuosas en el follaje exterior. Pobre desarrollo del cogollo. La planta puede ser destruida antes de la germinación. Cuando las plántulas se hacen mayores destruyen la capa adyacente del tallo. Lesiones de color verde pálido o ligeramente cloróticas en las hojas, volviéndose amarillas o necróticas Marchitamiento en la capa exterior de las hojas, pudrición blanda acuosa. Formación de esclerocios. Las plantas presentan una raya de color pardo rojizo que se extiende desde la raíz principal hasta el cortex de la corona Pudrición blanda, acuosa y de color gris parduzco en las hojas y tallo dañados o senescentes Pequeñas manchas irregulares y cloróticas, que están algo delimitadas por los nervios. Necrosis extensivas. Áreas acuosas alrededor del tallo, cierre de la copa y pudrición de los pecíolos. Toda la planta colapsa. Desarrollo de esclerocios. Aparecen como pequeñas manchas redondas, pardas, hundidas en el centro debido a la necrosis del tejido Formación de estrías verticales de color verde o negro en la corona y raíz principal. Decoloración verde pardusca del tejido vascular. Forma microesclerocios en las nervaduras.

Tomado de Plagas y enfermedades de la lechuga, Davis et al (2002)

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2. 3. Moho blanco de la lechuga La enfermedad del moho blanco ocurre a nivel mundial y causa pérdidas significativas en los cultivos de lechuga, cuyo agente causal son dos especies estrechamente relacionadas, S. minor Jagger y S. sclerotiorum de Bary (Hao y Subbarao, 2005).

2.3.1. Sclerotinia minor Jagger 2.3.1.1. Taxonomía Es un patógeno cuya clasificación taxonómica aparece en la tabla 4 Tabla 4. Clasificación taxonómica de Sclerotinia spp.

Reino Filum Clase Orden Familia Genero Especie

Fungi Ascomycota Ascomycetes Helioteliales Scleriotiniaceae Sclerotinia S.minor. S. sclerotiorum.

Tomado de Globalbiodiversity information, 2006

2.3.1.2. Características generales Se caracteriza por producir esclerocios esféricos con un diámetro entre 0.5mm a 2mm aproximadamente (Melzer et al. 1994). Infecta primariamente la lechuga por la germinación de esclerocios, los cuales producen masas de hifas que entran en contacto con las raíces, corona y hojas senescentes de la planta. Las condiciones óptimas para la germinación de los esclerocios es a una temperatura de 15ºC y una humedad del suelo correspondiente a -0.03MPa a -1,5MPa (Hao et al. 2003). Los esclerocios presentan germinación carpogénica, aunque rara vez ha sido observada en la naturaleza,

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presentando ascosporas que se caracterizan por contener cada una 4 núcleos (USDA, 2006).

2.3.1.3. Rango de huéspedes Este índice contiene 21 familias, 66 géneros y 94 especies de plantas. Todos los huéspedes de S. minor se encuentran dentro de la clase Angiospermae de la division de plantas Espermatófita. Dos de las plantas huéspedes, cada una de las familias Liliaceae como el espárrago y Musaceae como el banano pertenecientes a la subclase Monocotiledoneae. Todos los otros huéspedes se encuentran en 19 familias de la subclase Dicotiledoneae. Las familias Asteraceae, plantas como la lechuga y el girasol; en Fabaceae alfalfa, fríjol, soya y arveja; en Brassicaceae como el coliflor, la col y el rábano; en Apiaceae como apio, zanahoria y perejil y en Cariofiliaceae flores como la calabacilla y el clavel (Melzer et al. 1997).

2.3.1.4. Etiología y epidemiología La infección ocurre principalmente por la emergencia de micelio cerca a la planta infectada. Las plantas pueden ser atacadas desde la etapa de semillero hasta la madurez (Willets y Wong, 1980). Bajo condiciones de frío y alta humedad, el patógeno invade rápidamente los tejidos del hospedero, en los cuales se desarrolla una pudrición acuosa de color café claro y crece micelio blanco de aspecto algodonoso sobre el tejido infectado. Después de varios días de crecimiento miceliar, se desarrollan agregados de micelio sobre la superficie y en las cavidades del huésped, siendo estructuras vegetativas jóvenes resistentes denominados esclerocios. Al inicio se presentan de color blanco pero cuando maduran su color es negro. Un gran número de esclerocios se acumulan en los restos de plantas y en el suelo, donde permanecerán dormanes por largos períodos de tiempo,

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hasta 11 años (Willets y Wong, 1980). Bajo condiciones óptimas los esclerocios germinan produciendo masas de hifas que entran en contacto con raíces, tallos y hojas senescentes de las plantas iniciando un nuevo ciclo de infección (Wu y Subbarao, 2003).

La incidencia de la enfermedad esta correlacionada con el número de esclerocios en el suelo, aunque un sólo esclerocio viable dentro de una zona de competencia puede causar infección (Subbarao et al. 1996). La zona de competencia está definida como la máxima distancia y profundidad a las cuales el esclerocio puede causar infección. La mayoría de infecciones de la pudrición de la lechuga, causadas por la germinación eruptiva de los esclerocios de S. minor, ocurren cuando éstos están ubicados a 8 cm de la superficie del suelo y localizados a 2 cm de la corona de las plantas (Subbarao et al. 1996).

2.3.2. Sclerotinia sclerotiorum De Bary 2.3.2.1. Taxonomía La taxonomía se puede observar en la tabla 4.

2.3.2.1. Características Generales Se caracteriza por producir esclerocios de textura suave, de forma alargada y con un tamaño que oscila entre 2mm a 10mm aproximadamente. Infecta primariamente la lechuga por ascosporas provenientes del aire, las cuales se caracterizan por ser binucleadas (Young et al. 2004). La infección por esclerocios aunque rara vez es observada se presenta en condiciones de temperatura de 10ºC y una humedad del suelo en un rango de 0 a -0,6MPa (Hao et al. 2003), lo que equivale a una mayor tolerancia a la saturación del suelo 0MPa, como condiciones de baja de humedad -0,6MPa el cual es un

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rango de tolerancia mucho más amplio que el presentado por S. minor el cual es de -0,3MPa (Subbarao et al. 1996).

2.3.2.2. Rango de huéspedes Incluye 408 especies, 278 géneros y 75 familias de plantas. La mayoría de las especies reportadas están en las plantas herbáceas de la subclase Angiospermae de las Dicotiledóneas. Familias que contienen un gran número de huéspedes que incluyen Asteraceae, Fabaceae, Brassicaceae, Solanaceae, Apiaceae y Ranunculaceae, en orden decreciente. Dentro de las monocotiledóneas hay por lo menos 25 huéspedes clasificados dentro de las familias Dipsacaceae, Iridaceae, Liliaceae, Musaceae y Poaceae (Boland y Hall, 1994).

2.3.2.3. Etiología y epidemiología La infección puede ocurrir por la germinación carpogénica o miceliogénica, dependiendo de las condiciones del ambiente. Los esclerocios que germinan carpogenicamente producen ascosporas que infectan la superficie de los tejidos de la planta. Las ascosporas requieren de alta humedad y tejido senescente que sirve como fuente de nutrientes para que se produzca la germinación e infección de los tejidos de la superficie (Bardin y Huang, 2000). La infección se caracteriza por formar lesiones acuosas, en las cuales se desarrolla tejido necrótico con subsecuente aparición de micelio blanco que forma esclerocios. Estos últimos pueden germinar carpogénica o miceliogenicamente y así iniciar un nuevo ciclo de infección (Bolton et al. 2006).

La incidencia de la enfermedad depende no sólo de los esclerocios, sino también de las condiciones tales como la temperatura del suelo y la humedad, que afectan la producción

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de apotecios, y de la dirección y velocidad de viento que afecta la descarga y dispersión de ascosporas.

2.3.2.4. Fisiología El crecimiento de éste hongo presenta un rango óptimo de temperatura de 20 a 30ºC y pH entre 3,4 a 4. En cuanto a los requerimientos nutricionales de S. sclerotiorum, presenta un mayor crecimiento en fuentes de nitrógeno dentro de las que se encuentra y 12 aminoácidos, sales de amonio, nitrato, urea, peptona y caseína hidrolizada; como fuentes de carbono se encuentran la sacarosa, manitol, almidón y celobiosa. En concentraciones de 2,7% de oxígeno se ve fuertemente inhibido el crecimiento del hongo (Willets y Wong, 1980).

2.3.3. Biología del esclerocio Son estructuras duras y resistentes, formadas por agregación de hifas, usualmente consisten en continuas capas de células pseudoparenquimatosas melanizadas conocidas como corteza, las cuales se forman en la superficie externa y encapsulan la hifa. El desarrollo del esclerocio comprende tres etapas: iniciación, en la que la hifa comienza a agregarse; desarrollo o crecimiento a un tamaño determinado y maduración la cuál involucra la delimitación de la superficie y pigmentación de la hifa periférica (Willetts y Bullock et al. 1992). Durante el desarrollo del esclerocio se acumulan reservas endógenas de trehalosa, manitol y arabinol, además de pequeñas cantidades de glucosa, fructosa y manosa que le sirven de sostén durante el período de latencia y eventualmente durante la germinación. Entre las mayores reservas citoplasmáticas que han sido detectadas están el glicógeno y los polifosfatos, los cuales son depositados como gránulos en el

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citoplasma. La composición de la pared de las hifas del esclerocio contiene quitina como el mayor componente junto con ß-glucanos de uniones 1-3 y 1-6 (Willetts y Bullock et al. 1992).

La longevidad de los esclerocios en el suelo por lo general es de 2 años, algunos estudios sugieren que el amplio rango de las condiciones del suelo exhiben rangos de viabilidad esclerotial menores de dos años hasta once años (Vannacci et al. 1988).

2.3.4. Mecanismos de patogénesis de Sclerotinia spp. 2.3.4.1. Enzimas de la patogénesis La patogénesis puede ser facilitada en sus huéspedes por la producción de un amplio rango de enzimas degradadoras de la pared celular, en las que se incluyen pectinasas, β1,3-glucanasas, glicosidasas, celulasas, xilanasas y cutinasas, dando una gran flexibilidad al patógeno para la penetración y colonización del huésped (Bolton et al. 2006)

Las proteínas extracelulares secretadas por el hongo son capaces de degradar el tejido vegetal, al igual que los componentes de la pared celular especialmente los polisacáridos (Riou et al. 1991). La pectina es el mayor constituyente de la pared celular, cuenta con un esqueleto conformado por residuos del acido D-galacturonico con enlaces α-1,4 con varios grados de metil-esterificación, por lo que su degradación requiere la combinación de varias pectinasas (Juge, 2006).

S. sclerotiorum posee un complejo de enzimas exocelulares pécticas, dentro de las que se encuentran las exopoligalacturonas y las exopolimetilgalacturonasas (Riou et al. 1992), las cuales se encargan de fragmentar los grupos de dímeros o monómeros glicosilados de

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los polisacáridos de la pared celular péctica, resultando en la fragmentación del sustrato y obtención potencial de nutrientes (Kars y van Kan, 2004 citados por Bolton et al. 2006).

Las endopoligalacturonasas han sido ampliamente estudiadas, debido a que su acción aleatoria en el ataque del sustrato que esta estrechamente relacionado con la degradación del tejido (Riou et al. 1991), en un estudio realizado por Kasza et al. (2004) citado por Bolton et al. (2006), mediante el análisis de PCR-TR se identificó el gen pg5, que codifica para la expresión de endopoligalacturonasas las 48 y 72 horas después de la inoculación del tejido de plantas sanas, el cuál se relaciona con la fase de degradación del tejido.

Otro grupo de enzimas líticas que juegan un papel importante en la patogénesis son las proteasas, no sólo en la degradación de proteinas de la planta hospedera que son la principal fuente de nitrógeno para el hongo, sino también porque degradada enzimas antifúngicas producidas como defensa por la planta infectada (Billon-Grand et al. 2002).

2.3.4.2. Acido oxálico El ácido oxálico es un compuesto que se puede encontrar como ácido libre, en forma soluble como oxalato de sodio o potasio e insoluble como oxalato de calcio, el cual es frecuentemente asociado a desordenes metabólicos como enfermedades infecciosas (Guimarães y Stotz, 2004). Una amplio número de hongos fitopátogenos secreta ácido oxálico incluyendo a S. sclerotiorum y S minor (Malcom et al. 2005).

La capacidad de sintetizar ácido oxálico se ha considerado un factor determinante para la patogénesis, estudios previos realizados por Noyes y Haoncock (1981); Marciano et al.

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(1983) citados por Dias et al. (2005) en el que se trataron plantas de fríjol común y girasol con ácido oxálico sintético y el filtrado de un cultivo fúngico de S. sclerotiorum, obteniendo como resultado los mismos síntomas exhibidos por las plantas naturalmente infectadas en campo. Otro estudio realizado por Godoy et al. (1990) en el que se trataron pétalos de girasol con micelio de S. sclerotiorum tipo silvestre (OA+) y mutantes deficientes en la biosíntesis de ácido oxálico (OA-),

los cuales resultaron ser menos patogénicos,

presentar un crecimiento de un 19 a 28% más bajo (OA+) y la incapacidad de formar esclerocios.

Aunque el mecanismo específico del ácido oxálico durante la infección no es muy claro, todavía se valida la propuesta de su papel se centra en tres modos de acción: Primero, la secreción del ácido oxálico causa un descenso apoplástico del pH, que favorece la actividad de varias enzimas fúngicas secretadas durante la invasión de tejidos de la planta como las poligalacturonasas que cuya máxima expresión es posible a pH bajo (Bateman y Beer, 1965 citados Cessna et al. 2000), del mismo modo las condiciones de bajo pH favorecen la formación de esclerocios (Rollins y Dickman; Chen et al. 2003). Segundo, el ácido oxálico puede ser directamente tóxico a las plantas hospederas debido a la acidez debilitando la planta y haciéndola más susceptible al subsecuente crecimiento fúngico (Bolton et al. 2006). Tercero, la quelación del calcio (Ca2+) de la pared celular por parte del anión oxalato, comprometiendo las respuestas de defensa de la planta dependientes de Ca2+ (Dias et al. 2005), al igual que debilita la pared celular ya que las poligalacturonasas son incapaces de hidrolizar péctato de calcio (Bolton et al. 2006).

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2.4. Métodos de Control La incidencia de la enfermedad se puede reducir si se previene la formación de los esclerocios en el suelo y en los residuos de plantas. Muchos estudios de la biología de Sclerotinia spp. han brindado información para la implementación de métodos de control (Willetts y Wong, 1980).

2.4.1. Métodos físicos y culturales Dentro de estos métodos se encuentran prácticas culturales como el arado y el riego que afectan enormemente la distribución de los esclerocios (Wu y Subbarao, 2003). El riego puede ser uno de los factores de mayor impacto en la pudrición de la lechuga, ya que condiciona la temperatura y humedad del suelo, los cuales son factores críticos para la germinación de los esclerocios y subsecuente infección de la lechuga; varios sistemas de riego han sido empleados, como el riego por goteo subsuperficial el cual sólo requiere la mitad del volumen del agua necesitada en el riego por aspersión y donde la humedad bajo el suelo es significativamente baja (Wu y Subbarao, 2003).

El arado profundo ha sido empleado como una estrategia para el manejo de la enfermedad, éste busca enterrar los esclerocios a profundidades de 25 a 30cm de la superficie del suelo, de ésta forma se reduce la viabilidad de los esclerocios (Subbarao et al. 1996).

En un estudio realizado por Wu y Subbarao (2003), en lotes comerciales de lechuga del estado de California en los años de 1993 a 1995 en las épocas de primavera y otoño, se probó el efecto combinado del arado y el sistema de riego sobre la incidencia y la producción de esclerocios de S. minor. Estos autores encontraron que al emplear un

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arado mínimo, combinado con riego subsuperficial, la incidencia registro valores menores al 20% durante los tres años para la época de primavera y menor a 30% para otoño de 1993 llegando a reducirse a un 10% para el año 1995. En contraste el tratamiento que incluía arado convencional y riego por aspersión presentó los porcentajes de la incidencia del 40% para la época de primavera y para otoño del 50%. Con respecto a la producción de esclerocios, la cual se determinó tomando 100cm3 de suelo, en un sistema de 24 cuadrantes de 1m2 cada uno y posterior cernimiento húmedo de las muestras, en los lotes donde se combinó riego subsuperficial y arado mínimo, no superó una densidad superior a los 9 esclerocios por 100cm3 de suelo para los tres años, en las diferentes épocas del estudio, mientras que el tratamiento de riego por aspersión y arado convencional se encontró densidades de 24 hasta superiores a 74 esclerocios por 100cm3 de suelo. De este modo se puede corroborar que el empleo del riego subsuperficial es un método apropiado no sólo en la reducción de la incidencia de la enfermedad, sino que reduce la formación de esclerocios.

La rotación de cultivos con plantas supresivas del patógeno, ha venido adquiriendo atención en años recientes como una importante herramienta de manejo sostenible de la enfermedad. Estudios internacionales han reportado que un gran número de especies del género Brassica como el brócoli y el coliflor son candidatos para la rotación de cultivos, debido a las propiedades supresivas de sus componentes químicos especialmente glucosinolatos, los cuales mediante el rompimiento enzimático se transforman en isotiocianatos, tiocianatos, nitrilos e isonitrilos en el suelo, que resultan ser tóxicos para los hongos, además de su consecuente habilidad para reducir la viabilidad de los propágulos y la incidencia de la enfermedad causada por S. minor (Hao y Subbarao,

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2006). Una limitación al usar este método es el número de candidatos para la rotación, debido al amplio rango de huéspedes del patógeno (Hao y Subbarao, 2003).

Un estudio realizado por Hao y Subbarao (2006) en el que se evaluó el brócoli como un candidato para la rotación en cultivos de lechuga con el fin de disminuir la incidencia de la pudrición de la planta causada por S. minor, donde emplearon 4 tratamientos con la siguiente secuencia de cultivos: lechuga-lechuga-lechuga-lechuga (LLLL), brócolilechuga-brócoli-lechuga (BLBL), brócoli-brócoli-lechuga-lechuga (BBLL) y lechuga-sin cultivo-lechuga-sin cultivo (LFLF), se determinó que al emplear las secuencias de rotación de cultivo que incluían al brócoli, se disminuyó la incidencia de la enfermedad, con respecto a los otros tratamientos, encontrándose valores de 30% a 48% para BBLL y BLBL, mientras que para LLLL fue del 60% y para LFLF fue del 50%.

Otro método disponible es la solarización del suelo éste es un método físico para la desinfección del suelo que resulta por el calentamiento de las capas superficiales del mismo, por lo tanto mata o inhibe el desarrollo de microorganismos fitopatógenos, además de controlar las malezas (Patricio et al. 2005). Es bien conocido que la solarización reduce el inóculo de hongos formadores de esclerocios (Vannacci et al. 1988).

En un estudio realizado por Swaminathan et al. (1999) se determinó que la solarización reduce la viabilidad de los esclerocios de S. sclerotiorum en un 52% con respecto a lotes de suelo sin solarizar en el cual la viabilidad fue del 90%. Otro estudio realizado por Patricio et al. (2005) éste autor demostró una reducción de la incidencia de la pudrición de la lechuga por S. minor en un suelo sin solarizar del 50%, a una incidencia del 5 % en los

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suelos solarizados. En contraste un estudio realizado por Arias (2006), para determinar el efecto de tres tratamientos en los que incluía la solarización sobre la incidencia de Sclerotinia sclerotiorum en lechuga, en el cual el tratamiento de solarización no redujo la incidencia del hongo con respecto al tratamiento químico empleado.

2.4.2. Métodos Químicos Es el principal método aplicado para el control de Sclerotinia spp. Existe gran variedad de sustancias químicas que han sido desarrollados. Entre ellos, el dicloran, la ipridona y el vinclozolin han sido reportados eficaces en la reducción de la incidencia de la enfermedad cuando se aplican inmediatamente después del arado y el transplante en otros países (Matheron y Porchas, 2004). Los fungicidas recomendados para control de Sclerotinia spp se presentan en la tabla 5. Tabla 5. Fungicidas recomendados para el control de Sclerotinia spp.

Ingrediente Activo

GRUPO QUÍMICO

MECANISMOS DE ACCIÓN

Benomil

Benzimidazoles

Mitosis: ensamble de la b-tubulina

Ipridona Vinclozolin Procimidona

Dicarboximidas

NADH citocromo C reductasa en la peroxidación de lípidos

Tebuconazole

Triazoles

Boscalid

Carboximidas

Fluazinam

2,6-dinitroanilinas

Fenhexamida

Hidroxianilidas

Demetilación del C14 en la biosíntesis del esterol Complejo II en la respiración del hongo (succinato-deshidrogenasa) Desacoplador de la fosforilación oxidativa 3-keto reductasa durante la demetilación del C4 en la biosíntesis del esterol

Tomado de FRAC, 2006.

Debido al uso continuo de éstas sustancias, se ha reportado el desarrollado de resistencia por parte del hongo a fungicidas específicos. Ésta resistencia aparece como

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consecuencia de los largos períodos y frecuencias de la exposición del patógeno como lo mencionan reportes tempranos como el realizado por Porter y Phipps, (1985) quienes proveen evidencia de la resistencia de S.minor a los fungicidas cuyo ingrediente activo era benomil, dicloran y procimidona.

Otros estudios como el de Walter et al. (2005) probaron la inhibición del crecimiento miceliar para S. sclerotiorum y S. minor adicionando al medio PDA ingredientes activos empleados en varios fungicidas en partes por millón (ppm), obteniendo valores de inhibición miceliar mayores del 90% en S. minor para los ingredientes activos ipridona, procimidona a una concentración de 0.5ppm, seguido de tebuconazol, carbendazim y dicloran a 5ppm, mientras que para S. sclerotiorum fueron procimidona al 0.5 ppm, tebuconazol, carbendazim e ipridona al 1ppm y dicloran a 5ppm. Para ambas especies el trifloxitrobin presentó baja actividad en la inhibición del crecimiento miceliar. Matheron y Porchas, (2004) en un estudio de campo en lotes de lechuga infestados artificialmente con esclerocios de S. sclerotiorum y S. minor tratados con diferentes ingredientes activos de fungicidas, con el fin de comprobar su eficiencia en el control de la enfermedad en donde los lotes infestados con esclerocios de S. minor, ingredientes activos como el boscalid y el fluazinam presentaron los porcentajes más altos de control de la enfermedad del 60,5% y 55,5% respectivamente en contraste los porcentajes más bajos de control fueron para el fludioxonil, vinclozolin y fenhexamida con porcentajes del 37.4%, 34.9% y 27.3% respectivamente. En los lotes infestados con esclerocios de S. sclerotiorum, ingredientes activos como vinclozolin, fludioxonil y fluazinam presentaron los porcentajes más altos de control de la enfermedad con valores del 52.4, 47.2, y 43.8 % respectivamente, mientras que el valor más bajo de control de la enfermedad fue del 13.8% para fenhexamida.

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2.4.3. Control biológico. Muchos programas de manejo de Sclerotinia spp., se han enfocado en la aplicación de agentes biocontroladores en la lechuga, fríjol y canola (Bardin y Huang, 2000). Los agentes ampliamente estudiados han sido hongos micopárasitos, cepas hipovirulentas de Sclerotinia spp, bacterias e insectos micófagos (Bardin y Huang, 2000).

El control y/o supresión de la enfermedad ejercida por agentes biocontroladores se ha basado en competición por fuentes de nutrientes y espacio, antibiosis, inducción de resistencia en las plantas huésped, reducción de la habilidad saprofítica, reducción de la diseminación de esporas, restricción de los factores de patogenicidad del patógeno y micoparasitismo (Bardin y Huang, 2000). Además enzimas degradadoras de la pared tales como quitinasas y B-1,3 glucanasas han sido implicadas en el control de Sclerotinia spp. (El-Tara Bari et al. 2000). Giczey et al. (2001) mediante la expresión del gen CMG1 que codifica para la expresión de la enzima eso-β-1,3-lucanaza de Coniothyrium minitans en cultivos miceliares de S. sclerotiorum, encontró que al aplicar concentraciones de 300 y 600ug de cmg1 causaban la inhibición del crecimiento en un 35% y 85% respectivamente.

Dentro de los hongos micopárasitos de Sclerotinia spp., se encuentran Coniothyrium minitans Campbell, Clonostachys rosea (sin. Glicocadium roseum) y Trichoderma spp., los cuales son capaces de parasitar y degradar esclerocios de Sclerotinia spp. (Rabeedran et al. 2006; Bolton et al. 2006).

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Se ha reportado que Coniothyrium minitans crecido en el sustrato sólido de crecimiento y aplicado al suelo controla el moho blanco de la lechuga causado por S. sclerotiorum en experimentos bajo invernadero (Bardin y Huang, 2000). También ha sido probado en ensayos con aplicaciones en suelos durante múltiples años en cultivos comerciales de maní para reducir la infección causada por S. minor al reducir la viabilidad de los esclerocios en un rango del 23 al 67% pero contrastando con lotes

en los que la

reducción de la viabilidad llegó tan solo al 5% (Partridge et al. 2006). Clonostachys rosea ha sido reportado como parásito de esclerocios de S. sclerotiorum. Igualmente el género Trichoderma spp. ha sido evaluado en tratamientos aplicados en semillas para reducir la enfermedad causada por S. minor y S. sclerotiorum en el girasol (Rabeedran et al. 2006). Burgess y Hepworth (1995), lograron disminuir la incidencia de la enfermedad causada por S. minor en girasol del 58,8% al 17.7% mediante el tratamiento de las semillas las cuales fueron sumergidas en una suspensión de conidios de T. virens a una concentración de 2x108 conidios/mL por 2 horas. Especies como T. koningii y T. harzianum han demostrado ser eficientes degradadoras de esclerocios de S. sclerotiorum en tratamientos en los que se inocularon 110 esclerocios a 2 cm de profundidad en bandejas con suelo previamente esterilizado y posterior inoculación de 20 gramos de medio a base de salvado donde crecieron las especies de Trichoderma, al cabo de 90 días la cantidad de esclerocios degradados por T. koningii fue de 68, mientras que T. harzianum logro degradar 80 por lo que la población de esclerocios presentó un descenso del 63 y 82% respectivamente (Mónaco et al. 1998).

A nivel comercial, para el control de Sclerotinia spp. en campo se encuentran varios productos a base de hongos antagonistas registrados por la EPA (Agencia de protección Ambiental de los Estados Unidos) como Primastop ® y Prestop ® biofungicidas que tienen

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como principio activo G. catenulatum cepa J1446; Contans WG® cuyo principio activo es Coniothyrium minitans cepa CON/M/91-08; WRC-AP-1® cuyo principio activo es T. virens cepa G-21; T-22 PLANTER BOX® cuyo ingrediente activo es T. harzianum Rifai cepa T22 (EPA, 2006).

2.5. Técnicas de análisis del desarrollo de epidemias Desde los trabajos de Vaderplank (1963), el análisis epidemiológico principalmente ha hecho referencia a la fluctuación de la enfermedad en el tiempo. Sin embargo, la naturaleza espacial de las enfermedades cada vez gana más relevancia y obliga a definir y describir el concepto de foco (Castaño, 2002). Considerando que una epidemia es el desarrollo extenso y destructivo de la enfermedad sobre una o varias poblaciones de plantas obteniendo como consecuencia en la mayoría de los casos la pérdida de los cultivos por lo que conocer el potencial epidemiológico de los patógenos, permite diseñar y optimizar las estrategias para lo protección integrada del cultivo (Llácer, 2000).

El estudio de modelos espaciales incluye para un fitopatógeno las características específicas del mismo (agresividad, fecundidad, motilidad); asociaciones interespecíficas y factores biológicos; influencia ambiental, y numerosas interacciones complejas de todos estos factores (Campbell y Noe, 1985), determinaron que por ejemplo al tratar de modelar a Blumeria graminalis en cereales, se debe tener en cuenta que tres componentes en lo que a inóculo se refiere que son esporas, micelio y cleistotecio, (Mannen y Xu, 2003); en la modelación de enfermedad en frambuesa causado por Monillia vaccinii-comborosi el aumento de la enfermedad está estrechamente ligado a de forma linear al aumento de la temperatura y este factor es determinante en la germinación de los pseudoesclerocios (Lovell et al. 2004) .

42

Los cambios en el modelo espacial deben ser considerados con los cambios en el tamaño de la población (densidad de propágulo o incidencia de la enfermedad/severidad) cuando se interpreta el comportamiento de la población (dinámica), del mismo modo que provee información cuantitativa de la influencia de labores culturales, biología y factores ambientales sobre la conducta de la población del patógeno (Goodell y Ferris, 1980 citados por Campell y Noe, 1985). En S. sclerotiorum el patrón de distribución espacial no sólo depende de los esclerocios sino de la temperatura y humedad del sustrato que influyen sobre la viabilidad de apotecios, al igual que la velocidad y dirección del viento la afectan la descarga y deposición de ascosporas (Hao y Subbarao, 2005).

Las técnicas para describir los modelos espaciales pueden ser clasificadas en dos grandes categorías de acuerdo al tipo de dato adquirido; la primera basada en cuadrantes o recuento de terreno y el otro basado en la medición de la distancia (Campell y Noe, 1985).

El análisis del modelo espacial basado en el conteo de datos por cuadrante pueden ser divididos en cuatro métodos básicos de acuerdo a su base estadística y contenido de información en:

•

Mapeo: Consiste en el mapeo de la población en dos o tres dimensiones para la evaluación e interpretación visual. Es un método manual en el que se emplea un número variado de puntos de muestreo, este proceso también puede ser asistido por computador, en el que las plantas enfermas y la densidad de la población del

43

patógeno son representadas por un patrón de matices de color en una cuadrícula, por picos tridimensionales. Ha sido empleado para demostrar

mediante mapas de

incidencia de la enfermedad causada por S. rolfsii presenta un modelo de distribución agrupado de la población (Hau et al. 1982 citados por Campell y Noe, 1985).

•

Distribución de frecuencias: Los datos por analizar a través de este método frecuentemente consisten en una colección de altos provenientes de un sistema de cuadrantes contiguos como en el mapeo. La más empleada es la distribución binomial negativa, la cual ha sido empleada para comprobar el modelo espacial de la densidad de inóculo de Cylindrocladium crotalariae, Pythium aphanidertmatum en el que se encontró estabilidad de la población a través del tiempo (Campell y Noe, 1985).

•

Cálculo de índices de dispersión: Proveen una medida del grado de agregación o agrupación en una población. Estos índices pueden ser comparados con los efectos evaluados con las prácticas de manejo cultural y variables ecológicas. Entre estos índices encontramos el índice de Lloyd y Morisita. El índice de Lloyd ha sido usado para describir el modelo espacial de la densidad de inóculo agregada para Cylindrocladium spp (Campell y Noe, 1985).

•

Autocorrelación espacial: Incluye técnicas como el análisis espectral y correlación lag. Este método ha sido empleado para determinar los modelos espaciales directamente, suministrando información en el tamaño físico y orientación en los grupos de poblaciones. El análisis espectral es usado en la medición de escalas de periodicidad

44

de los datos proveniente de una secuencia de observaciones espaciales o temporales (Campell y Noe, 1985).

2.5.1. Incidencia de plantas enfermas La evaluación de la intensidad de la enfermedad es requerida en todo estudio epidemiológico, sin la cuantificación de la enfermedad, no sería posible la evaluación de las pérdidas en los cultivos y el desarrollo de los estudios epidemiológicos (Madden y Hughes, 1995).

La incidencia es el número o proporción de plantas enfermas y que generalmente ha sido basada por la expresión visual de la enfermedad (Madden y Hughes, 1999). El conocimiento de su distribución es necesario al evaluar los efectos de los tratamientos apropiados para el control de la enfermedad, para describir los modelos espaciales y determinar la eficiencia del plan de muestreo (Madden y Hughes, 1995). A continuación se mencionan algunos métodos estadísticos de distribución

en la incidencia de la

enfermedad:

•

Distribución Binomial: Cuando hay un modelo de dispersión de individuos enfermos (plantas u hojas), la distribución binomial es generalmente apropiada para representar la frecuencia de individuos por unidad de muestra. En este contexto la aleatoriedad significa que todos los individuos tienen igual y constante probabilidad de presentar la enfermedad (Madden y Hughes, 1999).

45

•

Distribución Beta-Binomial: La probabilidad de que una planta pueda estar enferma no es constante en un modelo de distribución aleatorio de individuos enfermos (Madden y Hughes, 1999).

•

Distribución de Poisson: Apropiada para un modelo de distribución aleatorio de individuos enfermos, incluye una simple fórmula matemática y se requiere que la media y la varianza sean iguales (Madden y Hughes, 1995).

•

Frecuencias: Cuando no se puede determinar la distribución de la incidencia por distribución binomial es apropiado el uso de frecuencias, sí los datos son recolectados con una aleatoriedad ilimitada en la muestra de plantas individuales, debido a que la información es insuficiente para la distribución observada (Madden y Hughes, 1995).

La caracterización de la incidencia de la enfermedad a través del tiempo es de fundamental importancia para entender y describir el curso de la enfermedad. Los datos de la incidencia generalmente se recolectan a través del tiempo y donde se espera el aumento de la enfermedad durante una época de cultivo o de una estación a otra. El análisis de ésta cuantificación se hace frecuentemente a través de las curvas del progreso de la enfermedad que son una secuencia ordenada de los valores de la enfermedad en el tiempo (Madden y Hughes, 1995).

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2.5.2. Geoestadística En general los estudios epidemiológicos que describen patrones espaciales han hecho uso de diferentes metodologías estadísticas, las cuales se limita a determinar si la característica de distribución de la enfermedad es aleatoria, agregada o uniforme, ignorando la localización espacial. Es así como la geoestadística considera la localización y el grado de dependencia espacial a través de variables regionalizadas (densidad de la enfermedad en un tiempo y espacio determinado), en diferentes direcciones (Willem, 2002).

2.5.2.1. Semivariograma. Se encarga de la descripción del proceso espacial en términos de grado de dependencia (correlación espacial; capacidad de diseminación de la epidemia) y de la dependencia de la distancia en los puntos muestreados (rango de correlación; distancia de la diseminación de la epidemia). Matemáticamente hablando se calcula a partir de la ecuación y(h)=∑(Z(x+h)-Z(x)2/ 2n(h) donde y(h) se denomina la función de semivarianza (mitad del variograma) o de la correlación espacial; Z es el valor de la variable medida en el espacio, ya sea en la posición de origen Z(x) o en la posición Z(x+h), es decir h unidades más allá del punto de origen; n corresponde al número de parejas de puntos tomados. Los parámetros del semivariogramas caracterizan tres elementos importantes en la variabilidad del atributo que son: la discontinuidad del origen (efecto pepita), el valor máximo de la variabilidad (meseta), y el área de la influencia de la correlación (alcance o rango) (Willem, 2002).

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2.5.2.2. Kriging Opera a partir de la información que provee el semivariograma para las realizar las predicciones del modelo espacial en lugares no muestreados y dentro de las aplicaciones se destacan la simulación y el diseño de redes optimas de muestreo (Willem, 2002).

Algunos trabajos destacados en geoestadística están el de Orum et al. (1997) quien empleó el uso del kriging en el estado de Arizona para obtener mapas que predijeran la ubicación de Aspergillus flavus, un hongo altamente toxigénico por la producción de aflatoxinas, lo que permitió

mejorar las estrategias de control de la enfermedad en

campo.

En los trabajos de Nelson et al. (1994 y 1999), citados por Willem, (2002) en un programa para el manejo del virus del tomate en el Valle de Sinaloa, México en el que relacionaron la estructura espacial del paisaje, con el progreso de la epidemia, generando de este modo mapas de valoración de riesgo que orientan al agricultor sobre las estrategias de manejo que debe aplicar de acuerdo a las características de riesgo que presenta el lote antes de iniciar el transplante del cultivo.

Esto demuestra que a través de las metodologías empleadas en la geoestadística no sólo se pude caracterizar el modelo de la epidemia de un patógeno, sino proveer una herramienta útil de predicción que constituye un recurso sólido en la elaboración de planes adecuados para el manejo de las enfermedades.

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3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN

La enfermedad moho blanco es una de las problemáticas más persistentes no solo para el cultivo de lechuga, sino en general para muchos productos vegetales actualmente cultivables, debido a su alta permanencia en el suelo mediante la producción de esclerocios como estructuras de resistencia del patógeno y a que los sistemas de control implementados han presentado resultados poco eficientes.

Se conoce que la enfermedad moho blanco puede ser causada por las especies S. minor y S. sclerotiorum. Una vez se han desarrollado un gran número de esclerocios sobre el tejido colonizado de la lechuga, son liberados al suelo y sirven como inóculo para el siguiente ciclo de cultivo (Patterson y Grogan, 1985). La incidencia de la enfermedad al finalizar el cultivo se ha correlacionado con la densidad de esclerocios en el suelo al momento del transplante y durante el desarrollo del cultivo se puede presentar la dispersión de la enfermedad por contacto planta a planta (Subbarao, 1998). La incidencia de la enfermedad puede estar afectada por la distribución espacial de los esclerocios en el suelo, ya que se ha demostrado que aquellos esclerocios ubicados en los primeros 8cm de profundidad y a una distancia horizontal de 2cm de la corona de la planta puede causar infección (Imolehin et al. 1980).

En la sabana de Bogotá la enfermedad ha causado pérdidas del 20% en los rendimientos de la Lechuga llegando a incrementarse en ocasiones hasta el 50% y 70% (Pérez, 2003). Gran parte del incremento de estas pérdidas surge como consecuencia del uso inadecuado de productos químicos para su control, la aplicación de ingredientes áctivos que no están recomendados para el cultivo, ni para el control del patógeno blanco; altas

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dosis de aplicación; mezclas de productos incompatibles; y el uso de productos para el control de plagas con categoría toxicológica I y II en un cultivo, cuyo producto esta destinado para el consumo fresco, son frecuentes en los sistemas de producción de lechuga del país (Sánchez y Moreno, 2004).

Otros métodos de control reportados para el moho blanco de la lechuga son: la solarización del suelo cuyo fin es la inactivación de plagas y patógenos por el incremento de la temperatura en el suelo, a causa de la captura de energía de la radiación solar cuando se coloca una lámina de polietileno sobre éste suelo (Braicovich, 2004 citado por Arias, 2006); la remoción de residuos vegetales infectados y de residuos de cosecha con el fin de reducir la producción de inóculo secundario y de estructuras de resistencia y el control biológico usando microorganismos antagonistas. Sin embargo, ninguno de estos métodos ha sido ampliamente utilizado, debido quizás a altos costos en la mano de obra que pueden generar, al escaso desarrollo y mínima difusión con que ellos cuentan.

De esta forma, no solamente la incidencia de la enfermedad y la densidad espacial de los esclerocios viables, sino también los patrones espaciales de las plantas enfermas y de los esclerocios en el suelo tienen gran importancia epidemiológica. A pesar de la importancia socioeconómica que representa la producción de lechuga en Colombia, estos aspectos no han sido estudiados en las condiciones de los sistemas de producción en Cundinamaca; el conocimiento del agente causal predominante y de los patrones espaciales de los esclerocios puede aplicarse para mejorar los métodos de muestreo y para proporcionar un mejor entendimiento de las epidemias de la enfermedad, a su vez también puede utilizarse para mejorar la eficacia de las estrategias de manejo.

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4. OBJETIVOS

4.1. Objetivo General.

∗

Estudiar algunos aspectos epidemiológicos de la enfermedad moho blanco de la lechuga causada por Sclerotinia spp. en dos municipios productores de Cundinamarca.

4.2. Objetivos Específicos

∗

Determinar por características morfológicas la especie de Sclerotinia predominante

∗

Estudiar los patrones de distribución espacio-temporal de la enfermedad moho blanco de la lechuga.

∗

Establecer la relación entre la densidad de inóculo de esclerocios y la incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga.

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5. MATERIALES Y MÉTODOS

5.1. Localización El trabajo de laboratorio se llevó a cabo en el Laboratorio de Control Biológico del Centro de

Biotecnología

y

Bioindustrias

de

CORPOICA

(Corporación

Colombiana

de

Investigación Agropecuaria), ubicado en el centro de investigación Tibaitatá Km 14 vía Mosquera, Cundinamarca.

La investigación de campo se realizó en lotes comerciales, en los que se cultivó lechuga (Lactuca sativa) tipo Batavia, variedad Coolguard localizados en los municipios de Funza y Mosquera, (Cundinamarca) respectivamente. Funza cuenta con una altitud de 2548 msnm y una temperatura media de 13ºC, con una precipitación media anual de 713 mm. Mosquera cuenta con una altitud de 2516 msnm y una temperatura de 14 ºC, con una precipitación media anual de 640 mm.

El trabajo comprendió un periodo desde agosto del 2006 hasta enero del 2007 y se llevó a cabo para el municipio de Mosquera en la finca La Fragua ubicada en el Km 14 de la carretera central de occidente sobre la vía que comunica la ciudad de Bogotá con el municipio de Mosquera, con un área total del cultivo de lechuga de 6400m2, mientras que en el municipio de Funza fue en la finca Lagunilla, la cual contaba con un área total de cultivo de lechuga tipo batavia de 51200m2 ubicada en el sector de tres esquinas. Los lotes comerciales se seleccionaron por sus antecedentes históricos de la incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga causado por Sclerotinia spp (Anexo 1).

52

5.2. Métodos 5.2.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga Para el aislamiento de Sclerotinia spp. se recolectaron hojas de plantas de lechuga que presentaron síntomas característicos de la enfermedad, en los cultivo y se llevaron al laboratorio donde se desinfectaron con hipoclorito de sodio al 2.5% por 2 minutos, ejerciendo agitación constante, tratando de cubrir las hojas con el desinfectante. Posteriormente se realizaron dos lavados consecutivos con agua destilada estéril. Se permitió el secado de las hojas, colocándolas sobre toallas de papel absorbente y luego se ubicaron en una cámara húmeda, que consistió en un recipiente plástico con tapa con dos toallas de papel absorbente humedecido con 10ml de agua destilada ésta se llevó a incubación por 5 días a una temperatura promedio de 18ºC.

De la parcela experimental del municipio de Mosquera, se tomaron 5 muestras al azar de tejido foliar dentro del cultivo de lechuga, para cada muestra se realizaron dos aislamientos en medio PDA (agar papa dextrosa) a pH 5 e incubados a 24ºC, tomando con un asa recta micelio color blanco crecido sobre el material vegetal. Para la parcela experimental del municipio de Funza, se realizaron en total 8 aislamientos del hongo. Los aislamientos obtenidos se cultivaron en medio de cultivo PDA. Después de 8 días de crecimiento todas las cepas aisladas fueron críoconservadas en tubos ependorf (2ml) con 1.5mL de una solución de glicerol al 10% y agua peptonada al 0,1%, para lo cual se tomaron 4 trozos de agar de 1cm2 los cuales se depositaron en dichos tubos.

La diferenciación de la especie predominante en cada cultivo, se realizo mediante el registro de las características microscópicas y macroscópicas durante el crecimiento del

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patógeno en los diferentes aislamientos, para lo cual se tuvo como referencia las características descritas por Willets y Wong (1980).

5.2.2. Determinación de la población de esclerocios en el suelo Se demarcó un área de 1000m2 aproximadamente, para cada uno de los lotes del respectivo municipio. Dentro de ésta área se tomaron muestras de suelo para determinar la densidad de inóculo entendido como el número de esclerocios por 100cm3 de suelo. Los análisis se efectuaron a los 43 días del transplante de las plántulas de lechuga para el lote del municipio de Mosquera y de 37 días para el Municipio de Funza.

Para el muestreo de suelo el área experimental se dividió en una cuadricula de 136 cuadrantes de un tamaño de 3m de largo por 2m de longitud para el cultivo de Mosquera, mientras para el cultivo de Funza fue de 3,6m de largo por 2m de longitud.

En cada cuadrante se tomó una muestra de suelo de 100cm3 de acuerdo con la metodología descrita por Subbarao y Hao (2005). La muestra estuvo compuesta por 4 submuestras tomadas al azar con ayuda de un toma muestra para el monitoreo que consistió en un tubo de PVC de 2cm de diámetro y 8cm de largo (Figura 1), el cual fue diseñado para tomar 25cm3 de volumen de suelo.

Figura 1. Diseño del toma muestra de suelo

54

Cada muestra se depositó en una bolsa de polietileno debidamente etiquetada con la coordenada respectiva (número de cama y número de cuadrante).

Para la recuperación de esclerocios del suelo se empleó la metodología de flotación descrito por Dhingra et al. (1987) modificada para este estudio. Dicha metodología que consistió en pasar la muestra de suelo por una batería de tamices de 2,8; 2; 1 y 0,85mm de tamaño de poro. Las fracciones retenidas en cada tamiz se transfirieron a un beaker de 250mL con 100mL de una solución de sacarosa (5%). Se agitó y se recolectaron las partículas flotantes en un tiempo máximo de 10 minutos, empleando una tela muselina de 7cm2.

Las partículas recuperadas se observaron al estereoscopio, los esclerocios encontrados se recuperaron con pinzas y su viabilidad se probó en agar agua, para lo cual los esclerocios se desinfectaron sumergiéndolos en hipoclorito de sodio al 2.5% durante 2 minutos y dos lavados posteriores en agua destilada estéril.

5.2.3. Seguimiento de la enfermedad del moho blanco de la lechuga en el tiempo. Se empleó una cuadricula de 272 cuadrantes con un tamaño de 1,3m de ancho por 2m de largo para el cultivo de Mosquera y de 1,50m de ancho por 2m de largo para el cultivo de Funza (Ver Figura 2).

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Figura 2. Diagrama de cuadrantes para determinar incidencia de la enfermedad enumerado de izquierda a derecha cada cama del 1 al 16 y de abajo hacia arriba cada cuadrante del 1 al 17.

En cada cuadrante se contaron el número de plantas de lechuga con síntomas y signos de la enfermedad moho blanco, con una periodicidad de semanal. También se registró el número de plantas muertas por la misma causa.

Para este análisis se tuvo en cuenta los siguientes parámetros: a. Densidad total de plantas de lechuga en cada cuadrante. b. Plantas enfermas con los síntomas característicos causados por Sclerotinia spp. (hojas con pérdida de turgencia, presencia de micelio de color blanco, hojas cloróticas y pudrición acuosa de la cabeza). c. Plantas muertas por la enfermedad (tejido necrótico y pudrición generalizada)

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5.2.4. Análisis de Datos. Para cada parcela se construyó una curva del progreso de la enfermedad a partir de los datos obtenidos del seguimiento de la enfermedad del moho blanco de la lechuga. Para caracterizar el modelo espacial de la incidencia se aplicaron herramientas del análisis geoestadístico como los mapas de contorno y los semivariogramas proporcionado por el programa GS plus versión 8.0.

Adicional a esto se determinó la relación entre la incidencia de la enfermedad y la densidad de inóculo mediante una regresión lineal (Hao y Subbarao, 2006).

5.2.5. Prueba de patogenicidad in planta Este bioensayo se realizó con el fin de determinar la habilidad de los aislamientos de Sclerotinia spp. para causar infección en el tejido foliar de lechuga y de esta misma forma corroborar la morfología de los esclerocios producidos in vitro.

Para esto se tomaron trozos de hojas sanas de lechuga tipo batavia variedad coolguard de 12cm de largo por 12cm de ancho, las cuales se desinfectaron previamente sumergiéndolas en hipoclorito de sodio (2,5%) durante dos minutos y posteriormente se lavaron con agua destilada estéril dos veces consecutivas. Se ubicó un trozo de hoja en una cámara húmeda, la cual consistió en un recipiente plástico con dos toallas de papel absorbente en el fondo humedecidas con 20ml de agua destilada estéril. Las hojas de lechuga se inocularon con 1 y 2 esclerocios provenientes de los aislamientos de Sclerotinia spp. de los lotes comerciales de Funza y Mosquera, los cuales fueron crecidos en medio PDA durante 8 días en condiciones de 24ºC y luz constante. Después de la inoculación las cámaras húmedas se llevaron a incubación en un cuarto oscuro con

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temperatura promedio de 18ºC. Se incluyó un testigo sin inóculo. La unidad experimental consistió en una cámara húmeda, se utilizó un diseño experimental completamente al azar con tres repeticiones. Con el fin de observar la consistencia de los resultados todo el experimento se repitió una vez.

Se registraron los síntomas y los signos de la enfermedad en las hojas inoculadas cada 48h durante 8 días y se contaron los esclerocios producidos después de 15 días de la inoculación.

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6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

6.1. Determinación del agente causal del moho blanco de la lechuga. Se determinó que en el cultivo de lechuga ubicado en la parcela experimental de Mosquera, la especie predominante que causó la enfermedad moho blanco de la lechuga fue S. minor, ya que todos los aislamientos del material vegetal muestreado presentaron las características macroscópicas como micelio blanco, tanto en anverso como reverso de la caja de petri con medio PDA, la formación de esclerocios con un tamaño promedio de 0,87± 0,1mm de diámetro, y distribución concéntrica a uniforme de los mismos en el medio de cultivo (Figura 3) Estas características concuerdan con las descripciones para ésta especie realizadas por autores como Willets y Wong (1980); Melzer (1994) y Subbarao et al. (2003).

A

B

Figura 3. Aislamiento de Sclerotinia minor proveniente del cultivo de lechuga del municipio de Mosquera, obsérvese la distribución concéntrica de esclerocios (A) y distribución uniforme de esclerocios (B).

Con respecto a las características microscópicas del hongo, se observó que éste presentó hifas septadas, hialinas y con granulaciones (Figura 4), las cuales se deben al almacenamiento de sustancias como polífosfatos y glicógeno (Willetts y Bullock ,1994).

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Figura 4. Hifas de Sclerotinia minor vista a 40X. A. Granulaciones

Para la parcela experimental de Funza se determinó que la especie predominante causante de la enfermedad en el cultivo fue S. sclerotiorum, ya que los aislamientos presentaron micelio blanco tanto en anverso como en reverso en cajas de petri con medio PDA, de aspecto algodonoso y esclerocios de forma irregular, con un tamaño promedio de 3,6 ± 0,44mm de largo por 2,47± 0,32mm de ancho dispuestos en su mayoría hacia el borde de la caja de petri (Figura 5), características previamente descritas para ésta especie por Domsch y Gams (1980), Boland et al. (1994) y Bolton et al. (2006).

Figura 5. Aislamiento de Sclerotinia sclerotiorum proveniente del cultivo de lechuga del municipio de Funza. Obsérvese la distribución de esclerocios en su mayoría hacia el borde de la caja.

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Dentro de las características microscópicas, se observó que éste hongo presentó hifas septadas y hialinas, aunque con poca presencia de granulaciones (Figura 6), en comparación con las observadas en las hifas de S. minor. Esto se debe a que las características microscópicas de las especies pertenecientes al género Sclerotinia presentan las mismas particularidades, por lo cual éste es un parámetro poco confiable para diferenciar las especies (Willets y Wong, 1980).

Figura 6. Hifas de Sclerotinia sclerotiorum. Vista a 40X.

Dentro de los rasgos de crecimiento observados, se encontró que los aislamientos de S. minor incubados a 24ºC en medio PDA, presentaron la formación de micelio de 3 a 5 días después de la inoculación y se observaron agregaciones de micelio que posteriormente conformaron los esclerocios, esto ocurrió entre 6 a 8 días después de la inoculación. Los aislamientos de S. sclerotiorum presentaron la formación de micelio de 4 a 6 días después de la inoculación y la formación de esclerocios desde la compactación de micelio hasta la formación total del esclerocio, con la corteza consistente y de color negro tuvo una duración de 8 a 10 días después de la inoculación.

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La morfología de los esclerocios es el principal parámetro para diferenciar las especies de Sclerotinia (Ekins et al. 2005 citado por Smith, 2007). Los reportes científicos mencionan que para la especie de S. sclerotiorum los esclerocios presentan forma irregular y con un diámetro de 2 a 10mm (Gams y Domsch1980; Young et al. 2004), mientras que en el caso de los esclerocios de S. minor tienen forma ovalada con un diámetro de 0,5 a 2mm (Subbarao et al. 1996). Teniendo en cuenta la información citada, las características que presentaron los aislamientos de Sclerotinia spp, obtenidos de los dos cultivos de lechuga en el presente estudio, permitieron determinarlos como S. minor en el caso de los aislamientos del municipio de Mosquera y de S. sclerotiorum en el caso de los aislamientos del municipio de Funza (Figuras 7 y 8).

0,5mm

Figura 7. Esclerocios de Sclerotinia minor de aislamientos provenientes del cultivo de lechuga del municipio de Mosquera. Vista en .

estereoscopio a 3X.

0,5mm

Figura 8. Esclerocio de Sclerotinia sclerotiorum de aislamientos provenientes del cultivo de lechuga del municipio de Funza. Vista en estereoscopio a 3X.

Cabe destacar que el presente estudio es uno de los pocos trabajos en los que se reporta a la especie de S. minor, como agente causal de la enfermedad moho blanco de la lechuga en cultivos comerciales de Cundinamarca. El reporte de Pardo (1990) fue uno de los primeros en mencionar a S. minor como fitopatógeno de la lechuga en Colombia. Smith (2007) reportó que S. minor fue uno de los agentes causales de la enfermedad en lechuga batavia var. Capitata en el municipio de Cota, (Cundinamarca), mientras que la

62

especie S. sclerotiorum fue reportada como agente causal de la enfermedad en el cultivo de lechuga en el municipio de Mosquera (Cundinamarca) por Torres (2006) y por Arias (2006).

6.2. Prueba de patogenicidad in planta En el caso de S. minor los síntomas de la enfermedad se evidenciaron entre 3 a 4 días después de la inoculación de los esclerocios, en donde se observó un halo de color marrón en la zona de la inoculación; seis días después de la inoculación se presentó emergencia de micelio desde los esclerocios inoculados y pudrición acuosa generalizada del tejido foliar, lo cuál coincide con lo reportado por Willets y Wong (1980), Hao et al. (2003) y Wu y Subbarao (2003) (Figura 9).

Figura 9. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia minor en hojas de lechuga tipo batavia. A. Hoja sin síntomas. B. Halo de infección. C. Producción de micelio. D. Producción de esclerocios

63

Se observó que el hongo colonizó completamente el tejido vegetal hacia los 10 días después de la inoculación de los esclerocios; la formación de agregaciones de micelio hasta el desarrollo de esclerocios maduros, que presentaron una corteza consistente de color negro, ocurrió en el período de 8 a 15 días después de inoculación, tiempo en el que se cuantificó la producción de esclerocios sobre el tejido vegetal (Tabla 6).

Tabla 6. Producción de esclerocios de Sclerotinia minor.

Tratamiento

Promedio de esclerocios en 2 144cm de área foliar

1

14,34± 14,5

2

167 ± 6

Tratamiento 1: Inoculación con 1 esclerocio. Tratamiento 2: Inoculación con 2 esclerocios.

En el caso de S. sclerotiorum se observaron los síntomas de la enfermedad entre 4 a 5 días después de la inoculación, éstos se caracterizaron por presentar lesiones también de color marrón en la zona de inoculación; posteriormente se apreció la emergencia de micelio color blanco de aspecto algodonoso desde los esclerocios. Durante el período de 6 a 12 días después de la inoculación se observó el tejido foliar completamente colonizando por el hongo, mostrando el aspecto de pudrición generalizada tal como lo referenciaron Boland y Hall (1994), Hao et al. (2005) y Bolton et al. (2006) (Figura10).

La formación de esclerocios demoró ente 10 a 15 días después de la inoculación tiempo en el cual se realizó la determinación de inóculo secundario (Tabla 7).

64

Tabla 7. Producción de esclerocios de Sclerotinia sclerotiorum.

Tratamiento

Promedio de esclerocios en 2 144cm de área foliar

1

7,16± 2,17

2

16,17 ± 5,17

Tratamiento1: Inoculación con 1 esclerocio. Tratamiento 2: Inoculación con 2 esclerocios.

Figura 10. Prueba de patogenicidad de Sclerotinia sclerotiorum en hojas de lechuga tipo batavia. A. Hoja sin síntomas. B. Halo de infección. C. Producción de micelio. D. Producción de esclerocios.

Cabe destacar que el modo de infección de las especies de Sclerotinia aisladas de campo presenta diferencias en la expresión de los síntomas y signos de la enfermedad; S. minor logra la degradación del tejido, dando un aspecto de macerado con poca producción de micelio mientras que S. sclerotiorum logró la pudrición del tejido vegetal sin la degradación del tejido pero con la emergencia abundante de micelio blanco y algodonoso que cubre todo el tejido, el cual perdura hasta el final de las observaciones (Figura 11).

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A

B

Figura 11. Tejido foliar infectado 15 días después de la inoculación. A. S. minor B. S. sclerotiorum

La producción de esclerocios fue mayor para S. minor comparado con lo ocurrido en el caso de S. sclerotiorum. Tal como se presentó en el tratamiento 2, con un promedio de 1,16 esclerocios/cm2 de área foliar, mientras que en el caso de S. sclerotiorum ésta producción fue de 0,11 esclerocios/cm2 de área foliar para el mismo tratamiento. Estos resultados concuerdan con lo reportado por la literatura científica, en la que S. minor se caracteriza por producir numerosos esclerocios mientras que S. Sclerotiorum produce pocos esclerocios (Mihail, 1992), además que los esclerocios constituyen la fuente de inóculo primario de la enfermedad causada por S. minor mientras que en el caso de S. sclerotiorum el inóculo primario lo constituyen las ascosporas (Hao et al. 2003, Porchas et al. 2004).

Por medio de esta prueba se comprobó el postulado 3 de Koch, el cual menciona que cuando se tiene el aislamiento puro del agente causal de la enfermedad y éste al ser inoculado en el huésped susceptible del que fue aislado, debe reproducir la enfermedad específica (Agrios, 2006). El ensayo de patogenicidad en el cual se inocularon esclerocios de las dos especies de Sclerotinia aisladas, mostró que éstas causaron infección en el tejido vegetal y se presentaron síntomas y signos de la enfermedad observada en campo.

66

Las características morfológicas de los esclerocios producidos sobre el material vegetal fueron las mismas del inóculo empleado inicialmente, por lo que esta prueba permitió confirmar la identidad de las especies de Sclerotinia de los dos campos comerciales de Funza y Mosquera.

6.3. Población de esclerocios. En la finca de Mosquera el primer muestreo se realizó a los 42 días después del transplante y se encontró una densidad de inóculo bastante baja, la cual se presenta en la tabla 8, mientras que para las muestras de suelo tomadas a los 185 días después del transplante no se detectaron esclerocios del hongo. Tabla 8. Densidad de esclerocios de Sclerotinia minor en las muestras de suelo tomadas a los 42 días después del transplante en Mosquera.

Cama

Cuadrante

Tamaño de Poro en tamiz (mm)

Esclerocios recuperados (No.)

1 1 1 1 1 1 3

1 1 2 3 4 14 4

1 2 2 0,85 0,50 0,85 0,50

1 1 1 1 1 1 1

En la finca del municipio de Funza el primer muestreo se realizó a los 36 días después del transplante mientras que el segundo muestreo fue a los 130 días después del transplante, sin embargo, en los dos tiempos de muestreo no se detectaron esclerocios en las muestras de suelo.

La baja densidad de inóculo presente en los campos muestreados se pudo presentar debido a que la enfermedad fue un evento reciente para los cultivos anteriores en éstos

67

lotes, lo cual se ve reflejado en una baja acumulación de esclerocios en el suelo. Cabe destacar que las muestras de suelo se tomaron a los 42 días después del transplante para la finca del municipio de Mosquera y de 36 días después del transplante para el municipio de Funza, tiempo en el cual se evidenció la enfermedad, a través de la presencia de síntomas y signos en las plantas, lo cual sugiere que para este tiempo ya habría ocurrido la germinación de los esclerocios presentes en el suelo (Subbarao et al. 1996), por lo cual no fue posible detectarlos. La germinación del micelio ocasiona la fragmentación del esclerocio, tal como lo describieron Wiletts y Bullock (1992) donde comprobaron que durante la germinación eruptiva de esclerocios de Sclerotinia minor, éstos se desintegran debido a que la emergencia del micelio rompe la corteza.

En el caso del segundo muestreo, se dificultó la detección de esclerocios en el suelo debido a que en la fase final del ciclo de cultivo se presentó una época de invierno, lo cual proporcionó alta humedad en el campo (Figura 12), condición que pudo afectar la sobrevivencia de los esclerocios en el suelo (Hao et al. 2003).

Figura 12. Cultivo de lechuga en la finca de Mosquera a los 88 días después del transplante. Obsérvese la inundación de las calles durante la época de invierno.

68

En suelos saturados los esclerocios sobreviven cortos periodos, hasta de 2 meses (Hao et al. 2003). Matheron y Porchas (2005), estudiaron el efecto de la humedad y la temperatura en suelo sobre la integridad y la germinación de esclerocios de S. sclerotiorum y S. minor y determinaron que los esclerocios enterrados en suelos bajo riego, a 0, 5 y 10cm de profundidad con un potencial de agua en un rango de -0,02 a -2MPa, presentaron germinaciones inferiores del 22% a partir de la segunda semana, detección de esclerocios en estado de descomposición desde la cuarta semana e inhibición de su viabilidad para el final del estudio en las dos especies, mientras que en el suelo sin riegos con un potencial de agua mayor de -100Mpa a las mismas profundidades, el porcentaje de germinación de los esclerocios fue del 50% al 70% para S. minor y del 68% al 40% para S. sclerotiorum después de 8 semanas. Lo que sugiere que la humedad como un factor determinante para la cuantificación de la densidad de inoculo presente en el suelo.

La actividad de la flora edáfica es otro de los factores que se debe considerar en la detección de esclerocios en el campo. Duncan et al. (2006) determinaron que el descenso de la viabilidad de los esclerocios esta estrechamente relacionada con que el aumento de la población microbiana, ya que al realizar un estudio en parcelas experimentales en donde sometieron esclerocios de S. sclerotiorum a profundidades de 0, 5 y 10cm, y evaluaron su porcentaje de germinación y colonización bacteriana durante 12 meses, encontrado que la viabilidad para el primer mes fue del 100% para las profundidades 0 y 5cm y del 85% para 10cm, mientras que para el final del estudio la germinación descendió al 60%, 15% y 5% para 0, 5 y 10cm de profundidad. La población bacteriana inicial fue de 3,98 log10 UFC/mL·esclerocio y aumentó 5.5 log10 UFC/mL·esclerocio para las tres profundidades al finalizar el estudio. Entre la población bacteriana se identificaron

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especies de los géneros Bacillus, Hafnia y Pseudomonas, con marcado efecto inhibitorio de crecimiento miceliar de S. sclerotiorum del 77% por parte de B. amyloliquefaciens en pruebas in vitro, por lo que la actividad de la flora edáfica propia de cada campo pudo influenciar en el proceso de detección de esclerocios.

Otras causales como las labores culturales tales como el arado pudieron afectar la ubicación de esclerocios en el perfil del suelo para el presente estudio, dificultando su detección, puesto que el muestreo se realizó posterior a la ejecución de esta práctica a una profundidad de 8cm del perfil del suelo. Al respecto Muller et al. (2002), reportaron que el arado del suelo destinado para el cultivo soya redujo la densidad de los esclerocios de S. sclerotiorum de 2,9 a 0,4 esclerocios·L-1 a una profundidad entre 2 y 10cm; Kurle et al. (2001) reportaron una reducción de la densidad de los esclerocios de S. sclerotiorum de 4,5 a 2,5 esclerocios·L-1 a 10cm de profundidad del perfil del suelo después del arado.

Sin embargo, en un estudio realizado por Smith (2007), para determinar la abundancia de esclerocios en suelos agrícolas en el municipio de Cota, (Cundinamarca), este autor encontró las especies de S. sclerotiorum y S. minor con predominancia de S. minor con una densidad de inóculo de 1-31 esclerocios por 1000g de suelo mientras que para S. sclerotiorum la densidad fue de 1-3 esclerocios por 1000g de suelo posterior a la cosecha y después de la labranza con rastrillo, tomando 96 muestras de 1000g a 10cm de profundidad cada 5m y aplicando la técnica de cernimiento húmedo en la detección de esclerocios. En contraste para este estudio, se recolectó un total de 136 de muestras 100g a 8cm de profundidad de acuerdo a lo sugerido por Subbarao et al. (1996), quienes proponen como distancia efectiva para infección de plantas de lechuga y aplicando la técnica de cernimiento y flotación para la detección de esclerocios. Posiblemente la

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cantidad de muestra tomada en los campos pudo influir en la detección de esclerocios en suelo al igual que el arado efectuado por el agricultor, que para los dos cultivos muestreados en este estudio se empleó un arado de disco, el cual hace un volteo de la tierra a 25cm de profundidad, mientras que con el arado de rastrillo no se hace un volteo de la tierra pero si puede afectar la distribución del inóculo presente en la superficie del suelo.

6.4. Seguimiento a la enfermedad moho blanco de la lechuga Para la finca de Mosquera el registro de la incidencia de la enfermedad y la proporción de plantas muertas por la enfermedad comenzó a los 42 días después del transplante y culminó a los 72 días, encontrándose un 10,30% de plantas enfermas al inicio del muestreo y aumentó progresivamente hasta el 51% al finalizar el muestreo, mientras que la población de plantas muertas fue del 1,16% al inicio del muestreo y aumentó hasta el 5,12% al finalizar el muestreo (Figura 13).

50 S. minor (%)

Plantas afectadas por

60

40 30 20 10 0 42

49

56

64

72

Tiempo depués del transplante (días) I

M

Figura 13. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de Mosquera. I. Incidencia (Proporción de plantas enfermas). M. Mortalidad (proporción de plantas muertas).

71

Para la finca de Funza el seguimiento de la enfermedad comenzó a los 36 días después del transplante y culminó a los 74 días, encontrándose un 2.67% de plantas enfermas al inicio del muestreo y del 33.32% al finalizar el seguimiento, mientras que la población de plantas muertas fue del 0,88% al inicio del monitoreo y aumentado al 6,54% al finalizar el seguimiento (Figura 14).

Plantas afectadas por S. sclerotiorum (%)

60 50 40 30 20 10 0 36

42

49

56

66

74

Tiempo después del transplante (días) I

M

Figura 14. Incidencia de la enfermedad moho blanco de la lechuga en el cultivo de Funza. I. Incidencia (Proporción de plantas enfermas). M. Mortalidad (proporción de plantas muertas).

Al finalizar el ciclo productivo, en la finca de Mosquera se presentó una incidencia de 18% superior al presentado en la finca de Funza, mientras que el porcentaje de mortalidad no presentó diferencias significativas para los dos campos.

Posiblemente las diferencias en la incidencia se presentó debido a la especie predominante para cada campo, ya que S. minor tiene una mayor capacidad de producción de esclerocios que S. sclerotiorum, tal como lo sugieren Subbarao et al. (1996) y Wu y Subbarao (2003). Por lo cual aumenta la probabilidad de que S. minor de infecte una mayor cantidad de plantas que S. sclerotiorum.

72

Dentro de las actividades agronómicas empleadas por los agricultores, que pudieron influir en el desarrollo de la enfermedad, esta la aplicación de fungicidas. En el cultivo de Mosquera el agricultor hizo una aplicación foliar después del transplante del fungicida Validacin® (1L·Ha), mientras que para el cultivo de Funza se hicieron dos aplicaciones foliares del fungicida Sumilex® (0,5Kg ·Ha), la primera después del transplante y la segunda 30 días después del transplante. El fungicida Validacin® cuyo ingrediente activo es la validamicina, que impide la descomposición de la trehalosa, disminuyendo la producción de glucosa, vital en el proceso de respiración y generación de energía del patógeno, esta recomendado para el control de Rhizoctonia solani, Peronospora sparsa, Sphaerotheca panosa y Cladosporium echinulatum en cultivos de arroz, papa, rosa y clavel (Fedearroz, 2007). Según el International Rice Research Institute (2007) su actividad ha reducido la incidencia de R. solani en el cultivo de arroz del 25%, mientras que Lai et al. (2001) registraron una disminución de la incidencia del 40% para R. solani en el cultivo de arroz. Sumilex® cuyo ingrediente activo es la procimidona perteneciente al grupo de las dicarboximidas, actúa sobre el NADH de la C reductasa en la peroxidación lípidica, que es uno de los mecanismos de defensa al estrés oxidativo (FRAC, 2006), su actividad en la reducción de la incidencia del moho blanco

ha sido descrita por Arias

(2003), quien determinó que la incidencia de la enfermedad causada por S. sclerotiorum en lechuga desciende considerablemente del 18,33% en el testigo no tratado a 3.33% cuando se aplica 0,5 Kg·Ha-1 de procimidona; Matheron y Porchas (2004) al aplicar otra dicarboximida como el vinclozolin a una dosis de 1,12 Kg· Ha-1 logró un control de la enfermedad causada por S. sclerotiorum en lechuga del 52.2%, Bradley et al. (2006) al aplicar vinclozolin a una dosis de 4,2 Kg· Ha-1 reduce la incidencia de la enfermedad en el cultivo de canola ocasionado por S. sclerotiorum del 19% en comparación con el testigo no tratado el cual presentó el 59%.de incidencia Posiblemente la incidencia de la

73

enfermedad en el cultivo de Funza fue menor en comparación al cultivo de Mosquera ya que se empleó un fungicida que no tiene actividad sobre Sclerotinia spp.

Al finalizar la cosecha, 92 días después del transplante para el cultivo de Mosquera y de 96 días para el cultivo de Funza, se realizó un último muestreo para determinar la pérdida de plantas causada por las especies de Sclerotinia, y se determinó mediante el conteo de las cabezas de lechuga no cosechadas, magnitud que se sumó con el número de las plantas muertas a lo largo del ciclo de crecimiento. Encontrándose que para el cultivo de Mosquera la pérdida de plantas debida a S. minor fue del 16,22% mientras que para el cultivo de Funza la pérdida de plantas debida a S. sclerotiorum fue del 17,61%.

Las pérdidas en rendimientos aunque no fueron considerablemente altas, para este estudio fueron inferiores en comparación con pérdidas reportadas por Pérez (2003), quien menciona que los porcentajes de pérdidas para los municipios de Cota y Mosquera (Cundinamarca) registran pérdidas del 20% llegando a incrementarse hasta el 50 y 70% en el cultivo de lechuga a causa de S. sclerotiorum, mientras que Arias (2003) reportó pérdidas del orden del 36,7% por la misma especie en el cultivo de lechuga en la vereda de San José en el municipio de Mosquera.

6.5. Dinámica espacial de la incidencia del moho blanco. 6.5.1. Semivariogramas. El comportamiento de la enfermedad moho blanco para el municipio de Mosquera presentó para todas las fechas dependencia espacial, la variable fue autocorrelacionada espacialmente con un modelo de semivariograma ajustado a la función exponencial. Los rangos para los semivariogramas del modelo se presentaron entre 96 y 176m. El rango

74

más bajo ocurrió a los 49 y 56 días después del transplante (Figura 15, 16 y anexo 2). La variable en los semivariogramas direccionales (0º, 45º, 90º y 135º) para los diferentes tiempos presentó una tendencia similar al semivariograma de isotropía.

Figura 15. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia minor los 42 días después del transplante en el cultivo de lechuga Mosquera.

Figura 16. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º, 90º y 135º de la incidencia de la enfermedad a los Sclerotinia minor a los 72 días después del transplante en el cultivo de lechuga en Mosquera.

El comportamiento de la incidencia de la enfermedad moho blanco para el municipio de Funza a los 36 días después del transplante no presentó dependencia espacial tanto en el semivariograma de isotropía como en los semivariogramas direccionales, ajustándose el modelo del semivariograma a una función de tipo lineal (Figura17), para las posteriores fechas seguimiento de la enfermedad, la variable fue autocorrelacionada espacialmente y el modelo del semivariograma se ajustó a la función exponencial. Los rangos efectivos para los semivariogramas del modelo se presentaron entre 64 y 208m. El rango más bajo

75

se dio a los 42 días después del transplante (Figuras 18, 19 y anexo 2). La variable en los semivariogramas direccionales para los diferentes tiempos del seguimiento de la enfermedad presentó una tendencia similar al semivariograma de isotropía (Figuras17, 18 y anexo3).

Figura 17. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 36 días después del transplante en el cultivo de lechuga en Funza.

Figura 18. Semivariogramas de isotropía y a 0º, 45º,90º y 135º de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum a los 74 días después del transplante en el cultivo de lechuga Funza.

El modelo espacial determinado para las dos especies presentó un alto grado de correlación espacial, lo cual concuerda con lo reportado por Hao y Subbarao (2003), quienes determinaron que el modelo de la incidencia de la enfermedad de S. minor fue agregado, al realizar un muestreo bajo un sistema de cuadrantes y aplicado el índice de dispersión de Lloyd, Mueller et al. (1998) reportan que la incidencia en cultivo de soya causado por S. sclerotiorum presenta un modelo espacial agregado mediante el índice de dispersión de Lloyd. Hao y Subbarao (2005) en un estudio comparativo de la incidencia

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S. sclerotiorum y S. minor en cultivo de lechuga bajo un sistema de cuadrantes determinando su grado de agregación mediante el índice de Lloyd, encontraron que para las dos especies se presentó agregación espacial. En contraste con el índice de dispersión Lloyd, los semivariogramas permitieron determinar la máxima distancia de influencia de la enfermedad para cada tiempo expresado por el rango efectivo, además de direccionalidad de la variable constituyendo al semivariograma en una herramienta de importancia para el agricultor en el control de la enfermedad en los cultivos estudiados.

6.5.2. Mapas en contorno Mediante el kriging se elaboraron los mapas en contorno permitiendo hacer predicciones de los sitios no muestreados, además de representar rasgos espaciales particulares de la epidemia de las dos especies de Sclerotinia para los dos campos evaluados.

Para el cultivo de Mosquera se presentaron 3 focos de la enfermedad a los 42 días después del transplante, que gradualmente aumentó de tamaño y se localizó hacia el norte del área de cultivo muestreada, los focos observados en los mapas de la incidencia de la enfermedad coincidieron con las áreas en el mapa de contorno donde se presentaron los porcentajes de mortalidad mas altos para cada fecha de muestreo (Figuras 19 y 20). Para el cultivo de Funza se presentó un foco de la enfermedad hacia el noreste

con 7 parches de menor tamaño adyacentes al mismo para los 36 días

después del transplante, para las épocas posteriores el foco aumentó de tamaño, pero su posición se concentró en la parte media del campo hacia el oriente de área en estudio. Del mismo modo, las áreas con altos valores de la incidencia en los mapas de contorno concordaron con las áreas en el campo altos valores de la mortalidad (Figuras 21 y 22).

77

D

B

E

C

78

Figura 19. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia minor para el cultivo de Mosquera. A. 42 días después del transplante (ddt) y escala de incidencia (EI) 6,9 a 14,7. B.49ddt y EI de12 a 23,3. C. 56ddt y EI de 12 a 23,3. D. 64ddt y EI de 23,7 a 41,1. E. 72ddt y EI de 42,1 a 52,6.

A

D

B

E

C

79

Figura 20. Mapa de contorno de la mortalidad causada por Sclerotinia minor para el cultivo de Mosquera. A. 42 días después del transplante (ddt) y escala de incidencia (EI) 0,26 a 3,86. B.49ddt y EI de 0,31 a 4,59. C. 56ddt y EI de 0,53 a 7,54. D. 64ddt y EI de 1 a 14,3. E. 72ddt y EI de 1,2 a 16,3.

A

E

D

Figura 21. Mapa de contorno de la incidencia de la enfermedad causada por Sclerotinia sclerotiorum para el cultivo de Funza. A. 36 días después del transplante (ddt) y escala de incidencia (EI) de 1,21 a 4,81. B. 42 ddt y EI de 3,3 a 12,6. C. 49ddt y EI de 8 a 20. D. 56 ddt y EI de 12 a 25,6. E. 66 ddt y EI de 21 a 38,1. F. 74 ddt y EI de 27,3 a 43,9.

B

A

F

C

80

E

D

F

C

81

Figura 22. Mapa de contorno para la mortalidad causada por Sclerotinia sclerotiorum en el cultivo de Funza. A. 36 días después del transplante (ddt) y escala d de incidencia (EI) de 0,14 a 2,09. B. 42 ddt y EI de 0,34 a 2,64. C. 49ddt y EI de 0,85 a 4,45. D. 56 ddt y EI de 1,16 a 6,11. E. 66 ddt y EI de 2,4 a 10,6. F. 74ddt y EI de 2,8 a 11,7.

B

A

A pesar de que el estudio se llevó a cabo en dos municipios diferentes con diferentes especies de Sclerotinia, estas presentaron no sólo la tendencia de dependencia espacial, sino que la dirección de los puntos más altos de la incidencia se ubicaron al sur-oriente del área evaluada sobre los 17m de distancia, fenómeno que se conservó a través del tiempo. Una de las causas por las cuales la alta correlación espacial de la incidencia de la enfermedad se presentó sin diferir en la especie, posiblemente se debe al origen del inóculo, que para ambos casos fueron esclerocios, ya que durante el tiempo de evaluación de la enfermedad no se observó la presencia de apotecios y los síntomas de la enfermedad manifestados en la planta se presentaron en las hojas en contacto con el suelo y no sobre la superficie de la corona para el caso de S. sclerotiorum en el cultivo de Funza, que quizás sería uno de los factores que podría influir en el hallazgo diferencias espaciales en los modelos tal como lo han reportado Hao y Subbarao (2005), que el inóculo proveniente del aire como son las ascosporas generan modelos de distribución con baja dependencia espacial de la enfermedad.

Condiciones como las precipitaciones presentadas en campo pudieron influenciar en la orientación de los focos hacia un solo costado debido a que el movimiento del agua pudo arrastrar esclerocios hacia ésta dirección generando la localización de la enfermedad en este punto tal como lo menciona Gumpertz (2000), citado por Murcia y Huertas (2002) que la forma del foco para un patógeno de suelo puede estar influenciada por el agua lluvia. Además que la inclinación de los campos ocasionó que el recorrido del agua se dirigiera hacia el sureste de los campos. Otro factor importante es el arado de la tierra previo al transplante de las plantas, es cual pudo influir en la distribución de inóculo presente en suelo, tal como lo reporta Subbarao y colaboradores (1996) mediante la aplicación de un arado profundo el modelo de distribución de esclerocios de S. minor cambia de un modelo agregado a un modelo uniforme.

82

Cabe destacar que la información proporcionada por los semivariogramas en cuanto a la direccionalidad de la enfermedad y las distancias máximas de correlación espacial para los respectivos campos, en conjunto con los mapas de contorno, son una herramienta útil que permite identificar en campo los focos o agrupación de la enfermedad. Es claro que no existe un método de control contundente para el tratamiento de la enfermedad moho blanco, de esta forma con la modelación espacial es posible establecer estrategias para un control eficiente de la enfermedad en campo y la reducción de costos a causa de la aplicación de grandes cantidades de fungicidas en campo, principal método de control empleado por los agricultores. Sin embargo es indispensable aplicar estrategias de control integrado ya que la acción de sólo el fungicida en campo no garantiza la supresión del patógeno, debido al potencial de Sclerotinia spp de desarrollar resistencia a los fungicidas aplicados por el agricultor.

El control biológico combinado con la acción del fungicida es una de las alternativas para la reducción de inóculo en campo que conlleva a la reducción en la incidencia y producción de nueva fuente de inóculo quienes

al

combinar

la

acción

tal como lo reportan Kartthabi et al. (2001) del

ingrediente

activo

Himexasol

con

T. harzianum obtuvieron un porcentaje del 67 al 90% de esclerocios no viables de S. rolfsii., mientras que la acción del fungicida como único método de control logra una inhibición de la viabilidad de los esclerocios del 19,82% al 57,5%. Cotes et al. (2007), al emplear un sistema de manejo integrado de la enfermedad causada por S. sclerotiorum en un cultivo de lechuga, que incluyó la aplicación de T. koningii cada 15 días, combinada con la solarización y la remoción de plantas logró la reducción de la enfermedad en un 91% en contraste con el tratamiento químico (Benomil 200 g·Ha-1 y Mancozeb 1kg·Ha-1) que tuvo una reducción de la enfermedad del 28%.

83

Actividades culturales como el arado y la rotación de cultivos en el lugar del foco podrían contribuir a disminuir la densidad de inóculo presente y la generación de inóculo secundario.

84

85

7. CONCLUSIONES

• De acuerdo a las características macroscópicas y pruebas de patogenicidad in planta se determinó que la especie predominante para la finca de Funza correspondió a la especie de S. sclerotiorum y para la finca del municipio de Mosquera S. minor.

• Se estableció que la enfermedad presenta alta correlación espacial para las dos especies aisladas, a través de los semivariogramas de isotropía y que el atributo se conserva a 0º, 45º, 90 y 135º del punto de origen

• No se determinó la relación entre la incidencia de la enfermedad y la densidad de inóculo debido a la escasa presencia de esclerocios en campo.

86

8. RECOMENDACIONES

• Evaluar volúmenes de muestra de suelo mayores de 100cm3

• Determinar la densidad de inóculo con la toma de muestras del suelo antes y después de las prácticas de labranza a profundidades de 8cm, 10cm y 20cm del perfil del suelo.

• Comprobar la influencia de la humedad en suelo con respecto a la viabilidad e integridad de los esclerocios, a través de pruebas en invernadero en suelos con un sistema de riego convencional, suelos saturados y suelos sin riego.

• Evaluar el control de la enfermedad mediante el tratamiento de focos.

• Realizar estudios del modelo espacial de la enfermedad moho blanco en otros campos comerciales de lechuga de diversos municipios

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9. REFERENCIAS BIBLIOGRAFÍAS

• Abawi, G. S., and Grogan, R. G. 1979. Epidemiology of diseases caused by Sclerotinia species. Phytopathology 69:899-904. • Arias, A. 2006. Evaluación de tres métodos de control para el manejo de Sclerotinia (Sclerotinia sclerotiorum. Tesis de Pregrado. Carrera de Ingeniería Agronómica Facultad de Agronomía. Universidad Nacional. Pág. 3-7. • Ávila, C., Velandia, J. y López, A. 1996. Enfermedades de las plagas de las hortalizas y su manejo. Instituto Colombiano Agropecuario ICA. Bogotá D.C. Pág 15-20. • Bardin, S.D. y Huang, H.C. 2001. Research on biology and control of Sclerotinia diseases in Canada. Can. J. Plant Pathol. 23: 88–98. • Ben-Yephet, Y., Genizi, A., y Siti, E. 1993. Sclerotial survival and apothecial production

by

Sclerotinia

sclerotiorum following

outbreaks

of

lettuce

drop.

Phytopathology 83:509-513. • Billon-Grand, G., Poussereau, N. Y Fe`vre, M. 2002. The Extracellular Proteases Secreted in vitro and “in planta” by the Phytopathogenic Fungus Sclerotinia sclerotiorum. J. Phytopathology 150, 507–511. • Boland, G.J., and Hall, R. 1994. Index of plant hosts of Sclerotinia sclerotiorum. Can. J. Plant Pathol. 16: 93–108. • Bolton, M. D., B. Thomma, y B. D. Nelson. 2006. Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary: biology and molecular traits of a cosmopolitan pathogen. Mol. Plant Pathol. 7:116.

88

• Bradley, C. A., Lamey, H. A., Endres., Henson, B.K., MacKay, K.R., Halvorson, M., LeGare, D.G. y Porter, P.M. 2006. Efficacy of fungicides for control of Sclerotinia stem rot of canola. Plant Dis 90:1129-1134. • Campell, C.L. y Huges 1990. Introduction to Plant Disease Epidemiology. John Wiley & Sons, New York. • Campell, C. L., y Noe, J. P. 1985. The spatial analysis of soilborne pathogens and root diseases Ann. Rev. Phytopathol. 1985. 23:129-148 • Castro, J. 2002 Enfermedad: Tiempo vs Espacio. XII Congreso ASCOLFI nuevas tendencias en fitopatología. Bogotá D.C. Pág 20-22. • Cesna, S. G., Sears, E. V., Dickman, M. B. y Low, P. S. 2000. Oxalic acid a pathogenicity factor Sclerotia sclerotiorum, supress, the oxidative burst of the host plan. The plant cell. 12: 2191-2199. • Chávez, G. y Medina, I. 2003. Diseño de un clorinador eléctrico para la producción de agua electrolizada oxidadora y su utilización en la destrucción de microorganismos presentes en Lechuga (Lactuca sativa). Tesis de Pregrado. Carrera de Microbiología Industrial. Facultad de Ciencias. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá D:C., Colombia. Pág. 6-11. • Chen, C., Harel, A., Gorovoits, R., Yarden, O. y Dickman, M. B. 2004. MAPK regulation of sclerotia development in Sclerotinia sclerotiorum is linked with pH and cAMP sensing. Molecular Plant-Microbe Interactions 17: 404-413. • Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria Corpoica 2005. Informe Anual Bogota D.C., Pág 40-43, 85, 95-97. • Corporación Colombiana de Investigación. Lista de insumos (http://www.cci.gov.co) 22 abril 2007.

89

• Cotes, A. M., Moreno, C. A., 1, Molano, L. F., Villamizar, L. F., Piedrahita, W. 2007. Prospects for integrated management of Sclerotinia sclerotiorum in lettuce. Biological control of fungal and bacterial plant pathogens Vol. 30 (6) : 391-394. • Davis, M., Subbarao, K., Raid, R. y Kurtz, E. 2002. Plagas y enfermedades de la lechuga. Ediciones Mundi Prensa. Madrid, España. Pág 1-11, 14-24 • Departamento Administrativo Nacional de Estadística – DANE. 2002. Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural. Censo Hortícola Sabana de Bogotá. 28 p. • Dhingra, O., D., y Sinclair, J., B. Basic plant pathology method CRC Press Inc Boca Raton Florida 1987 fourth printing. pp 76-77. • Dias, B. B., Cunha, W. G., Morais, L. S., Vianna, G. R., Rech, E. L., Capdeville, G. y Aragao, F. J. 2006. Expresión of an oxalate descarboxylase gene from Flamulina sp. In transgenic lettuce (Lactuca sativa) plants and resistance to Sclerotinia sclerotiorum. Plant Pathology 55: 187-193.

• Dillard, H. R., y Grogan, R. G. 1985. Relationship between sclerotial spatial pattern and density of Sclerotinia minor and the incidence of lettuce drop. Phytopathology 75:90-94. • Domsch K. H. y Gams W. 1980. Compendium of soil fungi. Academic Press. London. Vol 1. pp 712-716. • Duncan, R. W., Dilantha. W.G y Rashi, K. Y. 2006. Time and burial depth influencing the viability and bacterial colonization of sclerotia of Sclerotinia sclerotiorum. Soil Biology & Biochemistry 38:275–28. • El-Tarabily, K. A., Soliman, M. H., Nassar, Al-Hassani, H. A. Sivasithamparam, K. McKenna, Hardy. F.G. E. ST. 2000. Biological control of Sclerotinia minor using a chitinolytic bacterium and actinomycetes. Plant Pathology 49 (5), 573–583.

90

• Environmental Protection Agency EPA. Biopesticide Ingredient & Product Lists (http://www.epa.gov/pesticides/biopesticides/product_lists/index.htm) 27 de febrero 2007 • Fungicide Resistance Action Committee FRAC. Fungicides sorted by mode of action (http://www.frac.info/frac/index.htm) 27 de febrero 2007. • Federación nacional de productores de arroz (Fedearroz).Lista de insumosFungicidas-Validacín. ( http://www.fedearroz.gov.com) 14 de noviembre 2007. • Giczey, G., Kerényi, Z., Fulop, L y Hornok, L. 2001. Expresión of cmg1, and Exo-β1,3-glucanase gene fron Cniothyrium minitans, increases during sclerotial parasitism. Applied Environm Microbiol. 67:865-871. • Global Biodiversity Information Facility GBIF, Catalogue of Life: Species 2000: Species Fungorum 2006. Species: Sclerotinia spp. (http://www.secretariat.gbif.net, 23 de febrero 2007). • Godoy, G., Steadman, J. R., Dickman, M. B., and Dam, R. 1990. Use of mutants to demonstrate the role of oxalic acid in pathogenicity of Sclerotinia sclerotiorum on Phaseolus vulgaris. Physiol. Mol. Plant Pathol. 37:179–191. • Guimarães, L. R. y Stotz, H. U. 2004. Oxalate production by Sclerotinia sclerotiorum deregulates guard cells during infection. Plant Physiology 136: 3703-3711. • Hao, J. J., Subbarao, K. S., y Duniway, J. M. 2003. Germination of Sclerotinia minor and Sclerotinia sclerotiorum sclerotia under various soil moisture and temperature combinations. Phytopathology 93:443-450. • Hao, J. J., Subbarao, K. V., Hubbard, J. C., y Koike, S. T. 2003. Effects of broccoli rotation on lettuce drop caused by Sclerotinia minor and on the sclerotial population in soil. Plant Dis. 87:159-166.

91

• Hao, J. J., y Subbarao, K. V. 2005. Comparative analyses of lettuce drop epidemics caused by Sclerotinia minor and S. sclerotiorum. Plant Dis. 89:717-725. • Hao, J. J., y Subbarao, K. V. 2006. Dynamics of lettuce drop incidence and Sclerotinia minor inoculum under varied crop rotations. Plant Dis. 90:269-278. • Imolehin, E. D., Grogan, R. G., y Duniway, J. M. 1980. Effects of temperature and moisture tension on growth, sclerotial production, germination, and infection by Sclerotinia minor. Phytopathology 70:1153-1157. • Internacional rice research institute (IRRI) Exploiting biodiversity for sustainable pest management (http://www.irri.org/science.asp) 3 de Noviembre 2007. • Jiménez, J. y Rodas, L., 1996. Evaluación agroeconómica de cinco clases de cobertura de la lechuga (Lactuca sativa). Tesis de Pregrado. Carrera de Ingeniería Agronómica Facultad de Agronomía. Universidad de Caldas. Pág. 26-37. • Juge, N. 2006. Plant protein inhibitors of cell wall-degrading enzymes.Trends in Plant Science Vol.11 No.7. • Khattabi, N., Ezzahiri, B., Louali, L y Ohiabi, A. 2001. Effect of fungicides and Trichoderma harzianum on sclerotia of Sclerotium rolfsii. Phytopathol. Mediterr 40: 143-148. • Kurle, J.E., Grau, C. R., Oplinger, E. S. y Mengistu A. 2001. Tillage, crop sequence, and cultivar effects on sclerotinia stem rot incidence and yield in soybean. Agron. J. 93:973–982. • Lai, V. E., Nguyen, Pham, V. D. y Mew, T.W. 2001. Current status and future prospects in biological control of rice sheath blight in Mekong Delta. Omonrice 9: 79-86.

92

• Lovell, D.J., Powers, S.J., Welham, S.J. y Parker, R. 2004. A perspective

on

mesurament of time in plant disease epidemiology. Plant Pathol 53:705-712. • Lucero, M. 2000. Generación de alternatvas para el control biológico de Sclerotinia sclerotiorum causante de la pudrición en la Lechuga (Lactuca sativa) mediante el empleo de antagonistas Tesis de Pregrado. Carrera de Microbiología Industrial. Facultad de Ciencias. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá D.C., Colombia.. Pág 4-8. • Maanen, A. V. and Xu, X.-M. 2003. Modelling plant disease epidemics. European Journal of Plant Pathology 109: 669–682. • Madden, L. V. y Hughes, G. 1995. Plant disease incidence: Distributions, heterogeneity, and temporal analysis. Annu. Rev. Phytopathol. 33: 529-564. • Madden, L. V. y Hughes. 1999. Sampling for plant disease incidence. Phytopathology 89:1088-1103. • Malcolm D., Hampton J., Phipps P. y Grabau E. 2005. Enhancing Resistance to Sclerotinia minor in Peanut by Expressing a Barley Oxalate Oxidase Gene Plant Physiology137: 1354–1362. • Marois, J. J., y Adams, P. B. 1985. Frequency distribution analyses of lettuce drop caused by Sclerotinia minor. Phytopathology 75:957-961. • Matheron, M.E., y Porchas, M. 2004. Acitivity of boscalid, fenhexamid, fluazinam, fludioxonil, and vinclozolin on growth of Sclerotinia minor and S. sclerotiorum and development of lettuce drop. Plant Dis. 88:665-668. • Matheron, M. E., y Porchas, M. 2005. Influence of soil temperature and moisture on eruptive germination and viability of sclerotia of Sclerotinia minor and S. sclerotiorum. Plant Dis. 89:50-54.

93

• Melzer, M. S., y Boland, G. J. 1994. Epidemiology of lettuce drop caused by Sclerotinia minor. Can. J. Plant Pathol. 16:170-176. • Melzer MS, Smith EA, Boland GJ, 1997. Index of plant hosts of Sclerotinia minor. Canadian Journal of Plant Pathology 19, 272-280. • Mihail, Charles M. 1992. Methods for research on soilborne phytopathogenic fungi. Editorial American Phytopathological Society. St. Paul, Minnesota. Pág 74-77. • Ministerio de Agricultura. 2006. Acuerdo de competitividad para el sector hortícola. Bogotá D.C., Colombia. • Ministerio del Medio Ambiente. 2002. Guía ambiental para el cultivo de frutas y hortalizas. Bogotá D.C., Colombia. Pág. 10-12. • Mónaco, C., Rollán, M. C. y Nico A. I. 1998. Efecto de micopárasitos sobre la capacidad reproductiva de Sclerotinia sclerotiorum. Rev. Iberoam. Micol 15: 61-84. • Mueller, D.S., Hartman, G.L. y Pedersen, W.L. 2002.Effect of crop rotation and tillage on sclerotinia stem rot on soybean. Can. J. Plant Pathol. 24:450-456. • Murcia, L. B. y Huertas, W. F. 2002. Análisis de la distribución espacial de Spongospora subterranea f. sp. subterranea en una zona productora de papa utilizando DAS-ELISA y geoestadítica. Tesis de pregrado. Carrera de Ingeniería Agronomia. Facultad de Agronomía. Universidad Nacional Bogota D. C., Colombia. Pág. 55-58. • Newton, H. C., y Sequeira, L. 1972. Ascospores as the primary infective propagule of Sclerotinia sclerotiorum in Wisconsin. Plant Dis. Rep. 56:798-802. • Ortiz, P. 2001. Efecto de las micorrizas arbusculares en la aclimatación de Vitroplántulas de Papa (Solanum tuberosum) y plántulas de Lechuga (Lactuca sativa).

94

Tesis de Pregrado. Carrera de Microbiología Industrial. Facultad de Ciencias. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá D.C., Colombia. Pág. 56-60. • Osorio, J. y Lobo, M. 1983. Hortalizas. Manual de asistencia técnica No 28. Instituto Colombiano Agropecuario. ICA. • Patridge, D. E., Sutton, T. B., Jordan, A. L., Curtis, V. L. y Bailey, J. E. 2006. Manangement of sclerotinia blight of peanut with biological control agent Coniothyrium minitans. Plant disease 90: 957-963. • Pardo, V. M., 1990. Índice de los hongos fitopatógenos de las plantas cultivadas en Colombia. Universidad Nacional Facultad de Ciencias de Medellín. Pág 42. • Pérez, S. 2003. La pudrición blanda de la lechuga causada por el hongo Sclerotinia sclerotiorum (LIB.) de bary. Tesis de Pregrado. Carrera de Ingeniería Agronómica Facultad de Agronomía. Universidad Nacional. Pág. 63-67, 163-167. • Porter, D. M., y Phipps, P. M. 1985. Effects of three fungicides on mycelial growth, sclerotial production, and development of fungicide-tolerant isolates of Sclerotinia minor. Plant Dis. 69:143-146. • Raabeendran, N., Jones E. y Steward, A. 2006. Biocontrol of Sclerotinia lettuce drop by Coniothyrium minitans and Trichoderma hamatum. Biological control 39:352-362. • Riou, C., Freyssinet, G. And Fèvre, M. 1991. Production of cell wall-degrading enzymes by phytophatogenic fungus Sclerotinia sclerotiorum. Appl. Environ. Microbiol. 57:1478-1484. • Riou, C., Freyssinet, G. And Fèvre, M. 1992. Purification and characterization of extracellular pectinolytic enzimes produced by Sclerotinia sclerotiorum. Appl. Environ. Microbiol. 58:578-583.

95

• Rollins, J. A., y Dickman, M. B. 2001. pH signaling in Sclerotina sclerotiorum: Identification of a pacC/RIM1 homolog. Appl. Environ. Microbiol. 67:75-81. • Sánchez G y Moreno M. 2004. Manejo integrado de plagas de crucíferas y lechuga en la Sabana de Bogotá. Editorial. Corpoica, Bogotá D. C. • Smith A. 2007. Caracterización, análisis espacial y manejo integrado del moho blanco de la lechuga (Sclerotinia minor Jager y Sclerotinia sclerotiorum (Lib) Bary en lechuga batavia (Lactuca sativa var capitata L) en la vereda la Moya Cota Cundinamarca. Tesis de Pregrado. Carrera de Microbiología Agrícola y Veterinaria. Facultad de Ciencias. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá D.C., Colombia. Pág. 55-60 • Subbarao, K.V., Hubbard, J. C., Hao, J. J., y Schulbach, K. F. 1995. Effects of irrigation and tillage on spatial dynamics of Sclerotinia minor sclerotia and lettuce drop incidence. Phytopathology 85:1122. • Subbarao, K. V., Koike, S. T., y Hubbard, J. C. 1996. Effects of deep plowing on the distribution and density of Sclerotinia minor sclerotia and lettuce drop incidence. Plant Dis. 80:28-33. • Schwartz, H. F., y Steadman, J. R. 1978. Factors affecting sclerotium populations of, and apothecium production by, Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology 68:383-388. • USDA, NRCS. 2006. The PLANTS Database (http://plants.usda.gov/, 23 febrero 2007). National Plant Data Center, Baton Rouge, LA 70874-4490 USA. • Vannacci G., Triolo E. y Materazzi A. 1988 Survival of Sclerotinia minor Jagger sclerotia in solarized soil. Plant and soil 109:49-55. • Willem, T. 2002 Enfermedad: Tiempo vs Espacio. XII Congreso ASCOLFI nuevas tendencias en fitopatología. Bogotá D.C. Pág 20-22.

96

• Willetts H.J; Bullock S. 1992. Developmental biology of sclerotia. Mycological Research. 96:801-816. • Willetts H.J, Wong LAJ. 1980. The biology of Sclerotinia sclerotiorum, S. trifoliorum, and S. minor with emphasis on specific nomenclature. Bot Rev 46:101–65. • Wyngaarden, W.2002. Geoestadística una visión intuitiva. XII Congreso ASCOLFI nuevas tendencias en fitopatología. Bogotá D.C. Pág 22-28 • Wu, B. M., y Subbarao, K. V. 2003. Effects of irrigation and tillage on temporal and spatial dynamics of Sclerotinia minor sclerotia and lettuce drop incidence. Phytopathology 93:1572-1580. • Young, C. S., Clarkson, J. P., Smith, J. A., Watling, M., Phelps, K. y Whipps J. M. 2004. Environmental conditions influencing Sclerotinia sclerotiorum infection and disease development in lettuce Plant Pathology 53 (4), 387–397.

97

10. ANEXO

10.1. Anexo 1. Valores promedio de la temperatura y de la humedad relativa registrados por la estación meteorológica Tibaitatá. Agosto-Noviembre 20

Temperatura (ºC)

18 16 14 12 10 8 6 1

7

13

19

25

31

37

43

49

55

61

67

73

79

85

91

97 103 109 115 121

Período de los estudios en campo (días)

Agosto-Noviembre 100

Humedad Relativa (%)

95 90 85 80 75 70 65 60 55 50

1

7

13 19 25

31 37 43 49

55 61 67 73

79 85 91

97 103 109 115 121

Período de los estudios en campo (días)

98

10.2. Anexo 2. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Mosquera. Parámetros del semivariograma Muestreos (días después del transplante 42 49 56 64 72

Nugget (Co)

Silla (Co+C)

Rango Efectivo

R2

24,5900 26.9500 26.9500 24,5900 117,3000

78,1790 76.1269,09 76.1269,09 78,1790 298,8377

107,400 96.0000 96.0000 107,400 176,1000

0,439 0,632 0,632 0,439 0,515

10.3. Anexo 3. Análisis geoestadístico de la incidencia para el municipio de Funza Parámetros del semivariograma Muestreos (días después del transplante 36 42 49 56 66 74

Nugget (Co)

Silla (Co+C)

Rango Efectivo

R2

7,2000 7,1100 21,6300 32,2000 28,6100 43,4300

15,6049 32,7994 55,2717 79,3114 106, 0109 125,1116

45,9000 64,7800 149,3000 208,9000 80,4000 113,5000

0,263 0.804 0,439 0,541 0,501 0,386

99