BENEMÉRITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA

FACULTAD DE INGENIERÍA AGROHIDRÁULICA INGENIERÍA AGRONÓMICA Y ZOOTECNIA

Utilización de un β-Adrenérgico vs. Vasodilatador en el comportamiento productivo en ovinos de pelo.

TESIS PROFECIONAL PARA OBTENER EL TITULO DE LICENCIADA EN INGENIERIA AGRONOMICA Y ZOOTECNIA

PRESENTA URSULA ANDREA MACUIL PRIEGO.

DIRECTOR DE TESIS DR. MARCOS PEREZ SATO ASESORES DR. MARCELINO BECERRIL HERRERA MC. EUTIQUIO SONI GUILLERMO

Tlatlauquitepec, Puebla, México. Noviembre del 2011

La presente tesis titulada “UTILIZACIÓN DE UN β- Adrenérgico vs. Vasodilatador EN EL COMPORTAMIENTO PRODUCTIVO EN OVINOS DE PELO” realizado por, Ursula Andrea Macuil Priego, ha sido revisado y aprobado por el siguiente consejo particular:

LICENCIADO EN: INGENIERÍA AGRONÓMICA Y ZOOTECNIA

Facultad de Ingeniería Agrohidráulica

Nombre

Firma

Director: DR. Marcos Pérez Sato

_______________________

Asesor: Dr. Marcelino Becerril Herrera.

_______________________

Asesor: MC.EutiquioSoni Guillermo

_______________________

Tlatlauquitepec, Puebla, México. Noviembre del 2011.

DEDICATORIA

A mi mamáElo que me siempre me impulsado a hacer lo que me gusta y a luchar por lo que quiero, eso ayudo para tomar la decisión de estudiar esta carrera dándome su apoyo incondicional en todo momento, confianza, comprensión y amor que en toda mi vida me has demostrado, que esta tesis es un logro del cual espero y te sientas orgullosa, que también es un logro tuyo como mi mamá por mi formación, te quiero mucho.

A mis abuelos Rosendo Priego y Socorro Rosas que siempre me han apoyado y me han demostrado con su ejemplo hasta dónde se puede llegar uno cuando tienen las ganas y las fuerzas necesarias, teniendo como base el trabajo y dedicación.

A mi hermano Iván: Que siempre me has demostrado tu apoyo cuando lo necesito, muy a tu manera.

A la Fundación Espinoza Rugarcia en especial a la Dr. Amparo Espinoza Rugarcia por todo el apoyo brindado para que pudiera terminar esta carrera.

AGRADECIMIENTOS.

A Dios por permitirme la vida para poder llegar hasta estos días en los cuales termino un ciclo más en mi vida, en cual conocí a personas maravillosas, también por la familia que me dio la cual quiero mucho.

A mi mamá en primer lugar por darme la vida, apoyarme en todo momento y más al estudiar esta carrera. Gracias por darme fuerzas, desde lejos, por darme tu confianza.

A mis compañeros Rebe, Juan Carlos, Jose Luis, Chucho, Ime, Pipys, Enrrique, Miguel Angel, Charly, Miguel, Memote, Mia, Nelly, Itzel, Mary, Nery, Lalo, Merary, Nacho por todos los buenos momento juntos. A mis amigos que formaron parte como de mi familia con los cuales hice una amistad única y la cual espero perdure por mucho tiempo, gracias por estar mi lado y soportar mis loqueras por momentos inigualables que nadie me los quita los quiero mucho y adoro : Uriel, Belén (Prima), Uriel mi chaparrito, David, Miguel Alejandro, Sol, Salatiel, German, Karen, Jahir, Aldo, Jorge, Juan Carlos, Martin, Dulce, Platas, a los Ingenieros Ulisses, Chely, Jaime, Gerardo, Laura Massiel. A Juan Carlos Rivera López por el tiempo que compartimos juntos y por ser una persona importante en mi vida y nuestra amistad siga así de bien y dure mucho tiempo gracias mi Karlitos por tu apoyo desde lejos, por tus palabras de ánimo. A mis IAH, que también me acompañaron y los cuales también quiero mucho: Esau, Yazmar, Jovita, Mayra, Ixchel, Viry, Ivan, Angel, Issack, Paco, Marco, Azalia, Bricio, Benito, Salvador, Jorge, Yare.

Al Dr. Marcos Perez Sato, por toda la confianza, comprensión, paciencia, para la realización de esta tesis, y durante toda mi estancia en la universidad, por el respeto brindado hacia mi persona, por su amistad. Muchas gracias.

Al Dr. Marcelino Becerril Herrera gracias por el apoyo y la amistad que me brindo usted en mi estancia en la licenciatura gracias por la formación que me ha dado.

Al MC. Eutiquio Soni Guillermo por la amistad, enseñanza y confianza que me brindo en mi estancia en la licenciatura, se le quiere y respeta mucho, mucho éxito en el Doctorado.

Al MC. Ramiro Escobar, MVZ. Numa P. Castro, por formar parte de mi formación como estudiante de ingeniería agronómica y zootecnia, gracias por su confianza y consejos, reflexiones para ser una mejor persona, gracias por su amistad.

Silvia, Martita, a Doña Gina por su apoyo, amistad por consentirmedurante mi estancia en la licenciatura, se les quiere mucho a las tres que Dios les mande muchas bendiciones ¡gracias!

A Fátima y Liz de la fundación por ayudarme para la finalización de esta tesis sin ustedes no sé qué hubiera hecho muchas muchas gracias.

El presente trabajo de investigación forma parte del Cuerpo Académico denominado: Producción Pecuaria Integral de la línea de investigación: Producción de Rumiantes y No Rumiantes. Dicho trabajo, fue financiado por: Recursos otorgados por la Fundación Espinoza Rugarcia

i INDICE GENERAL Contenido

Pagina

INDICE DE CUADROS……………………………………………………………

Iii

INDICE DE FIGURAS…………………………………………………………......

Iv

RESUMEN………………………………………………………………………......

V

ABSTRACT…………………………………………………………………………

Vi

I.INTRODUCCIÓN…………………………………………………………………

1

II.OBJETIVO………………………………………………………………………..

3

III.HIPOTESIS………………………………………………………………………

3

IV.REVISIÓN DE LITERATURA………………………………………………...

4

4.1Clorhidrato de Ractopamina……………………………………………………

4

4.2 β-Adrenérgicos Agonistas………………………………………………………

5

4.2.1 Mecanismos de acción…………………………………………………

5

4.2.2 Mecanismo de acción en tejido adiposo………………………………

6

4.2.3 Mecanismo de acción en tejido muscular…………………………….

6

4.3 Efecto de clorhidrato de ractopamina en cerdos………………………………

7

4.4 Efecto de clorhidrato de ractopamina en rumiantes………………………….

7

4.5 Usos del citrato de Sildenafil……………………………………………………

9

4.5.1 Farmacodinamia………………………………………………………

9

4.5.2 Farmacocinética……………………………………………………….

11

V. MATERIALES Y MÉTODOS…………………………………………………

13

5.1 Ubicación geográfica……………………………………………………………

13

5.2 Clima……………………………………………………………………………..

13

5.3 Animales…………………………………………………………………………

13

5.4 Dieta…………………………………………………………………………………..

14

5.5 Alimentación de los animales……………………………………………………….

14

5.6 Tratamientos experimentales…………………………………………………..

15

5.7 Administración del citrato de Sildenafil a los borregos…………………………...

15

5.8 Muestreo de líquido ruminal……………………………………………………

15

5.9 Determinación del análisis químico proximal (AQP) de la dieta……………..

15

5.9.1 Materia seca (MS)…………………………………………………….

15

5.9.2 Proteína cruda (PC)……………………………………………….....

16

5.9.3 Fibra detergente neutro (FDN)………………………………………

16

ii 5.9.4 Fibra detergente ácido (FDA)………………………………………..

17

5.9.5 Cenizas (CZ)…………………………………………………………………..

18

5.10 Variables evaluadas…………………………………………………………...

18

5.10.1 Consumo de materia seca (CMS) y rechazo del alimento…………

18

5.10.2 Ganancia diaria de peso (GDP)……………………………………

18

5.10.3 Conversión alimenticia (CA)……………………………………….

19

5.10.4 pH ruminal……………………………………………………………

19

5.10.5 Concentración de protozoarios ruminales totales………………….

19

5.11 Análisis estadístico……………………………………………………………..

19

VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………………..

21

6.1 Análisis químico proximal (AQP) de la dieta………………………………….

21

6.2 Consumo de Materia seca (CMS)………………………………………………

21

6.3 Ganancia diaria de peso (GDP)………………………………………………...

22

6.4 Conversión Alimenticia (CA)…………………………………………………...

23

6.5 pH ruminal……………………………………………………………………….

24

6.6 Concentración de protozoarios ruminales……………………………………..

25

VII. CONCLUSION…………………………………………………………………

26

VIII. LITERATURA CITADA……………………………………………………..

27

IX. ANEXOS…………………………………………………………………………

37

iii

INDICE DE CUADROS Contenido Cuadro 1

Pagina

Composición de la dieta experimental utilizada para la alimentación de borregos con la utilización de un β-Adrenérgico vs.

Un

vasodilatador.

En

Tlatlauquitepec,

Puebla,

2011…………………………………………………. Cuadro 2

14

Composición química de la dieta utilizada para la alimentación de borregos con la utilización de un β-Adrenérgico vs. Un vasodilatador.

En

Tlatlauquitepec,

Puebla,

2011…………………………………………………. Cuadro 3

21

Consumo de materia seca en gr (CMS) de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil. En

Tlatlauquitepec,

Puebla,

2011………………………………………………………….. Cuadro 4

22

Ganancia diaria de peso (GDP) de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil.En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011………………

Cuadro 5

23

Conversión alimenticia (CA) de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil.En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011…………………………..

Cuadro 6

24

pH del líquido ruminal de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil.En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011…………………………...

25

iv

INDICE DE FIGURAS Pagina Figura 1.

Estructura química del citrato de Sildenafil. Perfil farmacológico de Sildenafilo…………………………………………..

10

v

RESUMEN En la presente investigación se evaluó el efecto de la utilización de un βAdrenérgico(Clorhidrato de Ractopamina) y la respuesta de un vaso dilatador (Clorhidrato de Zildenafil) en el comportamiento productivo y microbiológico de ovinos de pelo; El experimento se realizó en el municipio de Tlatlauquitepec, Puebla, lugar en donde se encuentra la unidad experimental de la Benemérita Universidad Autónoma de Puebla se utilizaron 12 borregos con un peso promedio de 13.45 ± 0.5 los cuales se distribuyeron en jaulas con comederos y bebederos individuales bajo un diseño completamente al azar con tres tratamientos y cuatro repeticiones. Los tratamientos (T) experimentales fueron: T1 dieta testigo, T2 dieta con Clorhidrato de Ractopamina adicionando el 0.15% a la dieta, T3 dieta con Clorhidrato de Zildenafil administrando 7 mg por animal. La comparación de medias se realizó mediante una prueba te Tukey. Para la concentración de protozoarios ruminales se utilizó la Cámara de Neubauer.La concentración de protozoarios 9.86 x 10 4mL totales no presento diferencias significativas; el consumo de materia seca (CMS) no fue diferente significativamente entre tratamientos (697.33 vs 716.81 vs 800.93), mismo comportamiento mostró la ganancia diaria de peso (GDP) (0.136 vs 0.169 vs 0.190) el comportamiento de conversión alimenticia (CA) (5.1 vs 4.3 vs 3.9). En cuanto al pH ruminal el comportamiento fue similar a lo reportado en la literatura (6.49). Se concluye que la utilización de un vasodilatador vs un β-Adrenérgico no mejoran las variables productivas de borregos; estos comparados con el tratamiento testigo. Palabras clave: vasodilatador, β-Adrenérgico, protozoarios, comportamiento productivo

vi

ABSTRACT In this investigation, the effect of the utilization of a β-Adrenergic (Ractopamine Hydrocloride) and the response of a vasodilator (Sildenafil Citrate) in the productive and micrological behavior of hair sheep was evaluated; the trial was conducted in the municipality of Tlatlauquitepec, Puebla, in the experimental unit of the BeneméritaUniversidad Autónoma de Puebla. In a completely randomized design, twelve sheep, with an average weight of 13.45 ± 0.5 were distributed in cages with individual feeding and water troughs with three treatments and four replications. Theexperimental treatments (T) were: T1 control diet; T2 diet administered with 0.15%of Ractopamine Hydrocloride;and a T3 diet administered with7 mg of Sildenafil Citrate for each animal. The comparison of measurements was done using the Tukey Test. For the concentration of the rumen protozoa, the Neubauer Chamber was used. The concentration of protozoa, a total of 9.86 x 10 4 mL, presented no significant differences; average feed in take was not significantly different among the treatments (697.33 vs 716.81 vs 800.93), the behavior of the same alimentary conversion (AC)(5.1 vs 4.3 vs 3.9) revealed a daily weight gain (DWG) of 0.136 vs 0.169 vs 0.190. Regarding the rumen pH, the behavior was similar to that reported in the literature (6.49). In conclusion, the use of a vasodilator versus that of aβ-Adrenergic does not improve the productive variablesof sheep. Key words: vasodilator, β-Adrenergic, protozoa, productive behavior

1 I. INTRODUCCIÓN

La alimentación de los seres humanos es actualmente el reto más importante a cubrir en lo que respecta a la producción animal, y cada vez más existe un incremento de la demanda por parte de los consumidores, de calidad y cantidad. A través de los mejoramientos genéticos, adelantos tecnológicos y farmacológicos se ha conseguido mejorar la producción. Lo más común desde los 50´s fue la aplicación de sustancias que permitían mejorar la asimilación del alimento tales como antibióticos, probióticos, enzimas, antimicrobianos, modificadores del sistema inmunitario, modificadores metabólicos o agentes anabólicos. (Sumano, et al., 2002). En el ámbito internacional el uso de estos últimos se está incrementando para mejorar el rendimiento en canal de varias especies domésticas. Destacando el clenbuterol, zilpaterol y la ractopamina (Beermann, 2009; Etherton, 2009).Se mencionan la características químicas y farmacológicas del Clorhidrato de Ractopamina, así como la comparación de cada uno de ellos y como afectan al equilibrio de las especies animales y como repercuten en el bienestar de la salud pública. Uno de los efectos más obvios derivados de la administración oral de los agonistas β- Adrenérgicos (β-AR) en el ganado, ovino, es el aumento en la masa muscular. En condiciones fisiológicas el crecimiento postnatal del musculo esquelético es el resultado primario de una hipertrofia y se reconoce que un aumento en la síntesis proteínica muscular y una disminución en la degradación de proteína muscular o una combinación de ambos producen aumento de la masa muscular. La aplicación de agonistas β-AR amplifica estos efectos, ya que el tratamiento de los mamíferos con β- Adrenérgicos causa incremento en la cantidad de ARNt para varias proteínas del musculo esquelético (Sillence, 2004; Dikeman, 2007). El tratamiento con β- Adrenérgicos incrementa: el ARNm para la miosina de cadena ligera; el ARNm de la α- actina y el inhibidor de la proteasa calapínacalpastatina. Los βAdrenérgicos pueden incrementar el flujo sanguíneo a ciertas regiones del cuerpo. Este aumento permite el proceso de hipertrofia en el músculo esquelético al transportar mayor cantidad de sustratos y fuentes de energía para la síntesis de proteína (Moodyet al., 2000). Los programas de estudios acerca del Citrato de Sildenafilo comenzaron en 1985, intentando su aprobación en 1988 para su utilización en la medicina humana el objetivo del proyecto inicial fue el diseño y síntesis de nuevos inhibidores de fosfodiesterasas (PDES) que pudieran incrementar los niveles tisulares de guanosina monofosfato 3´, 5´-ciclo (cGMP), de forma que

2 fueran útiles en el tratamiento de padecimientos cardiovasculares. Una de las dos rutas sintéticas más importantes para la generación de cGMP a partir de guanosina 5´-trifosfato (GTF), es directamente por péptidos natriureticos atriales (PNA), tipo –B (PNB) y tipo C (PNC), que activan su vía con los receptores de membrana guanilato ciclasas GC-A y GC- B. Las PNA y PNB están relacionados con el corazón por mecanismos estrechos en respuesta a un incremento atrial de presión/volumen y PNC, relacionados a partir del endotelio; todos ellos pueden causar relajación y vasodilatación del músculo. (Campbell, 2000; Müzelet al, 2003). En cuanto al uso del Citrato de Sildenafilo en la producción animal se tienen estudios donde se han utilizado en ovejas gestantes en el crecimiento fetaldebido principalmente a que se le atribuye un incremento del flujo sanguíneo y por consecuencia una mayor cantidad de aminoácidos esenciales y nutrientes necesarios en el desarrollo fetal (Spencer, 2003).

3 II. OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GENRAL

Evaluar el comportamiento productivo de borregos con la inclusión de Clorhidrato de Ractopamina y la utilización de Citrato de Sildenafil en el ciclo de engorda.

III.HIPOTESIS

La administración de Citrato de Sildenafilo en la dieta mejorará las variables productivas en borregos de engorda.

4 IV. REVISIÓN DE LITERATURA

4.1Clorhidrato de Ractopamina El Clorhidrato de Ractopamina (RAC) pertenece a la familia de β-Adrenérgicos, ya que es un aditivo agonista de la familia de la fenotanolamina. Actúa sobre los receptores βAdrenérgicos de células adiposas y del músculo esquelético promoviendo la lipólisis, disminuyendo la cantidad de grasa en el cuerpo de los animales y aumentando el crecimiento de tejido magro. Esto también afecta la calidad y composición de la carne magra en la canal, ya que toma nutrientes utilizados para sintetizar grasa y los dirige hacia la acumulación de músculo, favoreciendo así la disminución de la deposición de grasa y una mayor síntesis de proteína (Whittemore, 1993), lo cual lo define como un promotor de crecimiento.

El Clorhidrato de Ractopamina actúa incrementando el flujo sanguíneo, dando como resultado una hipertrofia de las fibras musculares esqueléticas, un incremento de la síntesis proteica y una disminución en la degradación de la proteína muscular. Además, el Clorhidrato de Ractopamina ejerce una activación directa para promover la hidrólisis de los triglicéridos y disminuir la síntesis de ácidos grasos y triglicéridos, lo que provoca una menor acumulación de grasa (PISA, 2006).

La Organización Mundial de la Salud define el término agente promotor del crecimientocomo aquellas sustancias distintas de los nutrientes de la ración que aumentan el ritmo de crecimiento y mejoran el índice de conversión de los animales sanos y correctamente alimentados. Por esta razón el término promotor del crecimiento se puede aplicar a más de un tipo de sustancias utilizadas en la producción animal.

Las respuestas esperadas de este producto es tener una mayor eficiencia alimenticia en los animales. Al adicionarlo a la dieta de los animales se trata de obtener mejores resultados como: Mejor eficiencia alimenticia, Aumento en la ganancia diaria de peso y un incremento del rendimiento de la canal.

5 4.2 β-Adrenérgicos Agonistas Existe una gran variedad de β-Adrenérgicos (BA) que han sido evaluados en los animales. Las estructuras de estos compuestos son diferentes y sugieren que los efectos de estos compuestos β-Adrenérgicos pueden ser muy constantes aumentando el porcentaje de carne magra del ovino, cerdo, vacuno y aves de corral. El aumento está relacionado con la mayor masa muscular, la disminución de la grasa y los efectos limitados en los subproductos (McKeith, 1989). Numerosos estudios han evaluado la eficiencia de los β-Adrenérgicos en el crecimiento y composición de la carne de los animales. Como resultado de estos estudios se observaron cambios en la composición porcentual de proteína y grasa del músculo. La mayoría de dichos estudios sugieren que los β-Adrenérgicos reducen el contenido de grasa en la canal del 5 al 10% y aumenta la masa muscular en la misma medida (McKeith, 1989; Lopezet al. 2010).

4.2.1 Mecanismos de acción El Clorhidrato de Ractopamina es una molécula orgánica que se une a los receptores βAdrenérgicos a nivel de la membrana celular dando lugar al complejo agonista-receptor, que activa a la proteína Gs. La subunidad α de la proteína Gs activa a la adenilato ciclasa, enzima que produce monofosfato de adenosina cíclico (AMPc), una de las principales moléculas de señalización intracelular. Esta molécula se une a la subunidad reguladora de la quinasa proteína A, para la liberación de la subunidad catalítica que fosforila a un gran número de proteínas intracelulares. Las proteínas intracelulares tienen papeles funcionales vitales para una cantidad de funciones que van desde permitir la entrada del Ca2+ a la célula, hasta mediar la síntesis de proteínas, importantes para el funcionamiento celular (PISA, 2010).

El clorhidrato de Ractopamina incrementa la cantidad de carne magra, así como el peso de algunos cortes. Actúa directamente sobre la redirección de los nutrientes de la acumulación de grasa hacia la síntesis de proteína, con esta acción se muestra un incremento en la carne magra contenida en las canales de los animales que fueron alimentados con dietas adicionadas con este producto (PISA, 2010).

6 4.2.2Mecanismo de acción en tejido adiposo

Aumentan marcadamente el metabolismo degradativo de los lípidos en el adipocito, por lo tanto, impiden y reducen la deposición de grasa (Mersmann, 1998; 2002; Van Hoofet al., 2005). La activación de los receptores βAA, causa un aumento en el AMPc, que activa a la proteinkinasa A, la cual a su vez fosforila a la hormona sensible a la lipasa. La lipasa fosforilada es la forma activa que inicia la lipólisis (Mersmann, 2002).

Los ácidos grasos son producidos y exportados del adipocito para ser usados como fuentes oxidativas por otros tejidos. La síntesis de ácidos grasos y la esterificación de ácidos grasos dentro del triacilglicerol, que es la primera molécula energética almacenada en el adipocito, ambos procesos son inhibidas por los βAA. Por lo tanto, un aumento en el catabolismo (lipólisis) y una reducción en el anabolismo (lipogénesis) de los lípidos en el adipocito, conducirá a una hipertrofia reducida del adipocito y en consecuencia a una reducción del depósito de grasa en la canal (Smith, 1998; Mersmann, 1998). Sin embargo, se han indicado algunos βAA en adipocitos de determinados animales, los cuales no han tenido efecto alguno (Mills y Mersmann, 1995).

En cerdos alimentados con clorhidrato de Ractopamina se reduce el porcentaje de grasa en la canal, lo cual también puede ser consecuencia de una dilución debido a un incremento en la síntesis de proteína, más que un efecto directo sobre el tejido adiposo. La activación directa en los receptores β-Adrenérgicos de los adipocitos promueve la hidrolisis de triglicéridos y disminuye la síntesis de ácidos grasos, lo que ocasiona una menor acumulación de lípidos. Lo que a su vez se bloquea la absorción de glucosa en los adipocitos (PISA, 2010).

4.2.3 Mecanismo de acción en tejido muscular

El efecto primario del Clorhidrato de Ractopamina es participar como enlace de los rectores β-Adrenérgicos ocasionando una hipertrofia de las fibras musculares por medio de un incremento en la síntesis proteica ocasionada por el flujo de glucosa y aminoácidos hacia los miocitos, de manera que el número de fibras musculares se mantiene, pero el tamaño y el

7 diámetro de las fibras incrementa que a su vez existe una disminución de la degradación de proteína. También existe un incrementamiento del ARNm para la síntesis de proteína miofibrilar, la cual favorece un incremento de la síntesis y una reducción en la degradación del musculo (PISA, 2010).

4.3 Efecto de clorhidrato de ractopamina en cerdos

La inclusión del Clorhidrato de Ractopamina en la dieta (Elanco Animal Health, Greenfield, Indiana) de cerdos en finalización, mostro mejoría en la tasa de crecimiento y el rendimiento de carne magra de la canal sin efectos perjudiciales en la calidad del musculo longissimus (LM) (Stiteset al, 1991) encontraron que el Clorhidrato de Ractopamina no afecto el espesor de pared ventral o propiedades de cocción.

Otros estudios demostraron un efecto del Clorhidrato de Ractopamina aumentando el peso final (Armstrong et al., 2004; Carret al., 2005; Weber et al., 2006;Xionget al., 2006) y la ganancia de peso de los animales (Adeolaet al ., 1990; Watkins et al ., 1990;Guet al., 1990; Crome et al., 1996;Marinhoet al., 2007). En otros experimentos no se observaron efectos sobre el peso final (Schinckelet al., 2003;Mimbset al.,2005;Carret al., 2005) o la ganancia diaria de peso de los cerdos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina (Yen et al., 1990:Aalhuset al., 1990; Mimbset al., 2005; Carret al., 2005). Según Dunsheaet al 1993 la interacción entre el clorhidrato de Ractopamina, el genotipo y el manejo nutricional, explica esta variabilidad en los resultados.

4.4 Efecto de clorhidrato de ractopamina en rumiantes En estudios realizados conovinos alimentados con el β-Adrenérgico CZ (Anaya et al.,2005; López et al., 2003; Salinas et al.,2006; Mondragón, 2008),no se mejoró la respuesta productiva. En contraste, en un estudio en ovinos que recibieron CZ (Salinas et al.,2004) se mejoró la ganancia de peso en 60%. También en bovinos se han observado efectos sobre la ganancia de peso atribuible al CZ (Garza et al.,1997; Garcés et al., 1998; Placenciaet al., 1999; Castellanos et al.,2006; Avendaño et al.,2006). Cunningham (1965) demostró que podía

8 aumentarse latasa de crecimiento animal al darle sustancias que promueven mayores concentraciones de AMPc en la célula, por ejemplo, cafeína, teofilina, nicotina y epinefrina. Posteriormente, Rickset al. (1984) indicaron que podía manipularse el crecimiento animal con el uso de clembuterol en la dieta. Mersmann (1998) señaló que determinados β-Adrenérgicos no inducenel mismo efecto en todas las especies, debido posiblemente a que los receptores β-adrenérgicos del tejido “blanco” no se activan adecuadamente, o porque los mismos receptores se inactivan rápido; o posiblemente porque algunas especies tienen un número limitado de estos receptores, lo cual disminuye la respuesta. Debido a estas variaciones, los efectos producidos en el metabolismo de los nutrientes, por el suministro de un β-Adrenérgicos, son difíciles de comprender, por lo que se han aprovechado con fines prácticos en la producción animal. En cuanto a las características de la canal Los β-Adrenérgicosdisminuyen el contenido de grasa en la canal de ovinos (Koohmaraieet al.,1996) y bovinos (Moloneyet al., 1990; Castellanos et al.,2006). También se ha

observado que aumenta el

área del

Longissimusdorsien ovinos (Salinas et al., 2004; Shackelfordet al., 1992; Mondragón, 2008) y bovinos (Garcés et al., 1998; Plascencia et al., 1999; Avendaño et al., 2006; Castellanos et al., 2006); además, en bovinos (Moloneyet al., 1990) y ovinos (Li et al., 2000; Mondragón, 2008), aumenta la retención de proteína muscular. En la actualidad, estos efectos han tenido un impacto importante, debido a la creciente demanda de carne magra por parte del consumidor, enfatizando en la composición de la canal con menos grasa, tanto intramuscular como de cobertura y mayor masa muscular (Nouroziet al.,2005; Mohammadiet al.,2006). Todo esto se traduce en mayor beneficio económico (Cañeque y Sañudo, 2000).

Sin embargo, en otros estudios, no se ha encontrado efecto alguno sobre la disminución de grasa en la canal de ovinos (Shackelfordet al.,1992; Koohmaraieet al., 1996) y en bovinos (Garza et al.,1997; Zorrilla et al., 1998); así como en el área del Longissimusdorsiy la retención de proteína muscular en ovinos (Salinas et al.,2006; Koohmaraieet al., 1996). Las características deseables o indeseables de la canaldependerán, según el destino de la carne (López etal., 2000). La carne destinada para barbacoa requiere canales con determinado

9 contenido de grasa, lo que no sucede con los cortes finos, por la preferencia de carne marmoleada o con determinado contenido de grasa intramuscular, que le permita mantener buena textura, jugosidad y sabor; por lo tanto, la calidad de la carne que se obtiene, en términos de sus propiedades físicas y químicas, al utilizar βAA, puede representar una oportunidad de mercado. Otra característica de la carne, que le confiere buena aceptación por parte del consumidor, es su terneza (medida como la fuerza necesaria para cortarla). Referente a estudios de sensorial en la carne de rumiantes tratados con βAA hay poca información en México. Mondragón (2008) indicó que la barbacoa de ovinos en engorda tratados con CZ no presentó diferencias en el estudio sensorial. En carne de cerdos tratados con

ractopamina,

tampoco

se

modificó

la

palatabilidad

del

músculo

Longissimusdorsi(Stolleret al., 2003).

4.5 Usos del citrato de Sildenafil

Fue sintetizado en la década de los 80. En unprincipio se estudió su aplicación en hipertensión arterial sistémica y cardiopatía isquémica; posteriormente se demostraron sus efectos sobre la fosfodiesterasa-5 PDE5 a nivel del cuerpo cavernoso con incremento de la función eréctil. El citrato de Sildenafil por vía oral se patentó en 1996 y en marzo de 1998 fue aprobado por la Administración de Drogas y Alimentos (FDA) de los Estados Unidos para disfunción eréctil.

4.5.1 Farmacodinamia

El Sildenafil es un inhibidor selectivo de fofostodiesterasa-5 PDE5, esta última se encuentra en altas concentraciones en la vasculatura pulmonar. La inhibición de PDE5 incrementa los efectosvasodilatadores del óxido nítrico (NO) en la hipertensión arterial pulmonar(PAH) y previene la degradación de monofosfato de cGMP, esto promueve la relajación vascular del músculo liso e incrementa el flujo sanguíneo.

10 La fórmula química del citrato de sildenafil es 1-[[3- (6,7-dihidro-1-metil-7-oxo-3propil-1Hpirazolo[4,3- d]pirimidin-5-yl)-4-etoxifenil]sulfoni]-4-citrato de metilpiperazina.

Es un polvo blanco cristalino con una solubilidad en agua de 3.5 mg/mL y un peso molecular de 666.7 (Figura 1).

Figura 1. Estructura química del citrato de Sildenafil.Perfil farmacológico de Sildenafilo, (Falconi, 1999.)

Estudios in vitro demostraron que el Sildenafil tienealta selectividad para fosfodiesterasa 5 (PDE5) de aproximadamente 4,000 veces en comparación con fosfodiesterasa 3 (PDE3), esta última involucrada en el control de la contractilidad cardiaca(Goldsteinet al, 1998).Sildenafil tiene variados efectos farmacológicos en los diferentes sistemas:

a) Hematológicos: La inhibición de fosfodiesterasa 5(PDE5) por Sildenafil incrementa la actividad antiagregante de las plaquetas secundarias a oxido nítrico(NO) y la inhibición en la formación de trombo (Wallis et al., 1999).

b) Hemodinámicos: Produce vasodilatación arterial-venosa in vivo, con disminución de la presión arterial en posición supina hasta 8 mmHg aproximadamente 1-2 h después de su administración, con desaparición de dicho efecto aproximado a las 8 h. Produce disminución de la presión arterial pulmonar (mPAP), la presión auricular derecha (RAP), la resistencia vascular pulmonar (PVR). En voluntarios jóvenes, puede producir disminucióndel gasto cardiaco (CO) e índice cardiaco (CI) secundario a los cambios hemodinámicos vasculares, efecto que puede ser equilibrado; no así en el paciente anciano o con factores de riesgo. En

11 pacientes con PAH, al reducir la PVR y la poscarga, incrementa el CO y mejora la función ventricular (Ghofraniet al., 2002)(Forresteret al., 1999) Su efecto sobre la circulación pulmonar es secundario a la expresión de la PDE5 a nivel pulmonar. Cuando se administra por vía oral, tiene un efecto vasodilatador pulmonar potente y selectivo con eficacia similar al NO inhalado en la reducción de la mPAP y PVR (Ghofraniet al., 2002).

c) Pulmonares: A dosis mayores de 225 mg/día, incrementa los cortocircuitos intrapulmonares, lo que resulta en hipoxemia (Stiebellehneret al., 2003)(Lobato, 2001).

d) Respuesta eréctil: Produce incremento de los niveles de NO en el cuerpo cavernoso, con relajación de músculo liso e incremento del flujo sanguíneo e incremento de la respuesta eréctil(Boolellet al., 1996).

e) Visión: Produce alteraciones en la discriminación de colores (azul/verde), ya que existe leve efecto inhibitorio sobre fosfodiesterasa 6 (PDE6), que está involucrada en la fototraducción a nivel de la retina(Vobiget al., 1999).

4.5.2 Farmacocinética

Cuenta con rápida absorción, alcanza una concentración plasmática máxima a los 60 minutos, con una biodisponibilidad del 40%, y se retrasa por los alimentos ricos en grasas hasta en 1 hora. Sildenafil y su metabolito principal N-desmetilSildenafil se unen a proteínas plasmáticas en 96%, cuentan con volumen de distribución de 105 L.

En la producción animal se tienen estudios sobrelos tratamientos fisiológicos y metabólicos en fetos y neonatos nacidos de hembras de cerdas y borregas tratadas con Sildenafil en el último tercio de la gestación, pueden ayudar a caracterizar la tolerancia a la asfixia de neonatos para su posterior aplicación en el área de perinatología humana.

E incluso en borregas gestantes obteniendo como resultados de un estudio a largo plazocon el uso de Citrato de Sildenafil mejoro el peso del feto en las borregas con una

12 alimentación adecuada y nutritiva. Una mayor concentración de aminoácidos y poliaminas en la sangre del feto y la placenta se encuentran los líquidos, llevando a los investigadores a sugerir que el Citrato de Sildenafil altera el tráfico de los nutrientes de la oveja hembra para el feto. También se observó que el citrato de Sildenafil no afecta a los cambios en el peso materno, condición corporal, masa hepática materna o el peso muscular.(Guoyao, 2003).

13

V. MATERIALES Y MÉTODOS 5.1 Ubicación geográfica Este trabajo se realizó en las instalaciones de la Facultad de Ingeniería Agrohidraulica, del programa de Ingeniería Agronómica y Zootecnia de la Benemérita Universidad Autónoma de Puebla, la cual se ubica en el municipio de Tlatlauquitepec puebla, que se localiza en la parte noreste del estado de puebla, sus coordenadas son: los paralelos 19º 36’24” y 20º03’18” de latitud norte y los meridianos 97º14’42” y 97º28’06” de longitud occidental. Colindancias al norte con Cuetzálan del Progreso, al este con Chignautla, Atempan y Yaonáhuac, al sur con Cuyoaco y al oeste con Zautla, Zaragoza y Zacapoaxtla (INEGI, 2006). 5.2 Clima. Por su localización y extensión, presenta una gran variedad de climas, que señala la transición entre los climas templados de la sierra norte y los cálidos del declive del golfo. Se identifica el siguiente clima: Semifrío subhúmedo con lluvias en verano, se localiza en las áreas montañosas del sureste, templado subhúmedo con lluvias en verano, ocupa una franja al sur, templado húmedo con abundantes lluvias en verano en un área de la parte central, templado húmedo con lluvias todo el año. 5.3 Animales. Se utilizaron12 borregos machos de la cruza Katahdin – Pelibuey con un peso promedio de 13.45 ± 0.5 kg los cuales. Se desparasitaron de forma intramuscular, 2 mL/animal de ivermectina y se vitaminaron. Los animales se aretarón para su identificaron y se alojaron en jaulas metabólicas individuales, a cada uno se le coloco un comedero y bebedero. Antes de iniciar el experimento se sometieron a un periodo de adaptación de 10 días con la dieta.

14

5.4 Dieta

La dieta (Cuadro1) se formuló con el programa computacional UsedFeedFormulation Done Again, UFFDA (Pestiet al., 1992),para ovinos machos con un peso promedio de 13.45 ± 0.5 Kg para esperar una ganancia diaria de peso (GDP) de 250 g, de acuerdo con los requerimientos nutritivos de ovinosde la NRC (1985).

Cuadro 1. Composición de la dieta experimental utilizada para la alimentación de borregos con la utilización de un β-Adrenérgico vs. Un vasodilatador. En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011. Ingrediente

% en la Dieta

Pasta de soya

11

Sorgo entero

32

Maíz molido

34

Melaza

4.5

Urea

1.5

Rastrojo de maíz

15

Minerales *

2

*Cloruro de Sodio, carbonato de calcio, sulfato de manganeso, sulfato de hierro, sulfato de zinc, selenio de sodio, vitamina A, vitamina D3, vitamina E, vitamina B1, yodo 130 ppm y subproductos de cereales.

5.5 Alimentación de los animales.

La alimentación de los borregos fue con una dieta isoproteica-isoenergetica la cual se ofreció dos veces al día (8:00 am) y (16:00 pm) durante los 60 días que duró la fase experimental.

15 5.6 Tratamientos experimentales. Los tratamientos (T) experimentales fueron: T1 dieta (isoproteica- isoenergetica) testigo, T2 dieta con Clorhidrato de Ractopamina adicionando el 0.15% a la dieta, T3 dieta con Clorhidrato de Sildenafil administrando 7 mg por animal. 5.7 Administración del citrato de Sildenafil a los borregos Se molieron las pastillas en un mortero para después pesar 7mg de citrato de Sildenafilo en una balanza analítica, los 7 mg se colocaron el papel china para ofrecer por vía oral a los animales para asegurar su consumo. El citrato de Sildenafilo se ofreció cada tercer día en las mañana antes de ofrecer el alimento.

5.8 Muestreo de líquido ruminal Las muestras se recolectaron mediante una sonda esofágica cada 30 días después de iniciar el experimento, 3 a 4 horas después de la alimentación, se muestrearon los seis borregos de cada tratamiento (20 - 40 mL de líquido por animal).

5.9 Determinación del análisis químico proximal (AQP) de la dieta

5.9.1 Materia seca (MS)

Se recolectó la muestra y se pesó con una báscula granataria y se secaron en una estufa de aire forzado a 550 C hasta que las muestras alcanzaron su peso constante, después de secar las muestras a peso constante se pesaron en la balanza granataria. Para obtener el porcentaje de MS se hicieron los cálculos con la siguiente formula (AOAC, 1980):

16 5.9.2 Proteína cruda (PC)

La muestra ya seca se molióen un molino pulvex 100, se pesó0.1 g de muestra y posteriormente se depositó en un matraz de digestión kjendahl de 100 mL con 1 g de selenio (catalizador) más 3 mL de H2SO4, se procedió a la digestión hasta que la muestra presentó un color definido y se trasladó a un tubo de destilación con pequeñas porciones de agua destilada, en el extremo del condensador se colocó un matraz Erlenmeyer de 250 mL al cual se le adicionaron 10 mL de solución de ácido bórico al 4 % con mezcla de indicadores, cuidando que la parte final del condensador quedara sumergido dentro de la solución. Posteriormente se adicionaron 10 mL de hidróxido de sodio (NaOH) 10 N y se destiló durante 7 minutos. Transcurridos los 7 minutos, se retiró el matraz Erlenmeyer que se colocó en el extremo del condensador y se tituló con una solución valorada de ácido sulfúrico al 0.0508 N, tomando la lectura del gasto. El % de PC se calculó con la siguiente formula (AOAC, 1980):

Dónde: %N= Porcentaje de nitrógeno mL= Gasto de la titulación

El porcentaje nitrógeno resultante de la operación se multiplicó por el factor 6.25 y el resultado obtenido fue la proteína calculada.

5.9.3 Fibra detergente neutro (FDN)

Se estimó con un equipo Soxhlet, donde se colocaron en un matraz balón de fondo plano en estufa de aire forzado a 550 C durante 1 h, se dejó enfriar y después se pesó en la balanza analítica. Después se procedió a pesar 0.35 g de muestra, misma que se agregó al matraz con 35 mL de solución FDN, dejando calentar la solución por 1 h a partir de cuándo empezó a hervir.

17

Posteriormente se filtró en un papel filtro Wathman del No. 4, previamente seco y pesado, mismo que se colocó en el embudo de filtrado. Se mantuvo agitando el matraz para suspender los sólidos y llenar el embudo y después se procedió a agregarle agua caliente, este procedimiento se realizó tres veces. Posteriormente se lavó con acetona dos veces y se filtró utilizando una bomba de vacío, finalmente se secó el papel filtro en una estufa de aire forzado a 55º C durante una hora y se dejó enfriar en un desecador y por último se pesó el papel filtro más la muestra. El % de FDN se calculó con la siguiente formula (Van Soestet al., 1991):

Dónde: %FDN= Porcentaje de Fibra Detergente Neutro PCF= Peso seco del papel filtro en la estufa PIC= Peso seco inicial del papel filtro PS= Peso seco de la muestra secada en la estufa

5.9.4 Fibra detergente ácido (FDA)

Se realizó el mismo procedimiento para obtener FDA pero en este caso se utilizaron 35 mL de solución de FDA y dos gotas de decahidronaftaleno (antiespumante). El % de FDA se calculó con la siguiente formula (Van Soestet al., 1991):

18 Dónde: %FDA= Porcentaje de fibra ácido detergente PCF= Peso seco del papel filtro en la estufa PIC= Peso seco inicial del papel filtro PS= Peso seco de la muestra secada en la estufa

5.9.5 Cenizas (CZ) Se colocaron los crisoles en la estufa durante 1 h a 1000 C, se dejaron enfriar en el desecador y posteriormente se pesaron, después se pesaron 3 g de la muestra ya seca y se combustionaron en la mufla a 6000 C durante 5 h, una vez ya incineradas las muestras se dejaron enfriar los crisoles en el desecador para evitar la entrada de humedad y se pesaron en una balanza analítica (AOAC, 1980). El % de cenizas se calculó con la siguiente formula:

5.10 Variables evaluadas

5.10.1 Consumo de materia seca (CMS) y rechazo del alimento

Se pesó diariamente el alimento durante toda la fase experimental; se registró la cantidad de alimento ofrecido y el rechazado al siguiente día. Para estimar esta variable se utilizó una báscula granataria con capacidad de 4 kg.

5.10.2 Ganancia diaria de peso (GDP)

Los borregos se pesaron al inicio del experimento y posteriormente se pesaron cada 15 días antes de ofrecer el alimento. La GDP se obtuvo por la diferencia entre el peso final menos el peso inicial dividido entre los días del periodo.

19

5.10.3 Conversión alimenticia (CA)

Se utilizaron los datos de los pesos (Kg) de los borregos y el consumo de alimento. La CA se calculó como el producto del consumo de alimento entre la ganancia de peso en kg.

5.10.4 pH ruminal

Se midió inmediatamente después de ser colectado el líquido ruminal con un potenciómetro marca CODUCTRONIC modelo PC18, calibrado a dos valores de pH (4.0 y 7.0). Una vez que se medió el pH se tomaron 10 mL de líquido ruminal de cada muestra para el conteo de protozoarios y bacterias ruminales totales.

5.10.5 Concentración de protozoarios ruminales totales.

Para llevar a cabo el conteo de protozoarios se utilizó una cámara de Neubauer y un microscopio WF10X-18MM a una magnificación total de 10X. Para estimar la concentración se usó la fórmula propuesta por Dehority (1984).

5.11 Análisis estadístico Sé un utilizó un diseño completamente al azaranalizando GDP, CMS, CA, pH ruminal y concentración de protozoarios, con 3 tratamientos y 4 repeticiones. Los cuales se analizaron con

una comparación de medias con el procedimiento de Tukey.

20

Modelo estadístico empleado:

i = 1, 2, 3 (tratamientos) J = 1, 2, 3, 4(repeticiones) Dónde: Yij= Variable respuesta en el i ésimo tratamiento de la j ésima repetición μ = Media general t = Efecto del i ésimo tratamiento Eij= Error aleatorio.

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VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

6.1 Análisisquímico proximal (AQP) de la dieta.

Los resultados del Análisis Químico Proximal que se muestran en el Cuadro 2 se observa que el contenido de proteína (18.97%) corresponde con los requerimientos de las tablas del NRC 1985 para ovinos machos enteros de un peso promedio de 13.45 ± 0.5 kg. En NRC indica que la cantidad de proteína para ovinos de este peso es de 16-18 %. Se observa además que al utilizar una dieta integral la cantidad de carbohidratos de fácil fermentación son mayores con respecto a los estructurales y esto se ve reflejado con la cantidad de FDN y FDA (72.06 vs 28.94).

Cuadro 2. Composición química de la dieta utilizada para la alimentación de borregos con la utilización de un β-Adrenérgico vs. Un vasodilatador. En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011. Componente

%

MS

88.40

PC

1 8.97

FDN

72.06

FDA

28.94

E.E

9.812

Cenizas

0.05327

6.2 Consumo de Materia seca (CMS).

El consumo de materia seca es un parámetro de suma importancia en la nutrición debido a que este establece la cantidad de nutrientes disponibles para cubrir las demandas del animal. La estimación real o segura del CMS es importante para la formulación, la prevención de

22 deficiencias o excesos en el consumo de nutrientes y en promover el uso eficiente de los insumos (NRC, 2001).

Como se observa en el Cuadro 3 el consumo de materia seca (CMS) no fue diferente significativamente entre tratamientos (697.33 vs 716.81 vs 800.93), los resultados anteriores nos indican que para este experimento no es necesario el uso de algún beta adrenérgico o un vasodilatador para incrementar el CMS; de manera general se esperaría que al utilizar un beta adrenérgico se incrementarían las ganancias diarias de peso y por consiguiente el CMS, los resultados del presente experimento indican todo lo contrario.

Cuadro 3. Consumo de materia seca en gr (CMS) de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil. En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011.

Periodo* 1 2 3 4 PROMEDIO

1 483.78 699.56 678.2 927.8 697.33

TRATAMIENTOS 2 397.00 624.44 744.7 1083.1 716.81

3 413.33 742.22 873.3 1174.9 800.93

EEM 103.44 116.37 196.15 216.47 158.10

*Periodo de 15 días EEM= Error Estándar de la Media no existieron diferencias significativas.

6.3 Ganancia diaria de peso (GDP) Con respecto a la ganancia diaria de peso (GDP) promedio no existieron diferencias significativas entre los tratamientos (0.136 vs 0.169 vs 0.190) dichos resultados concuerdan con los reportados por (Salinas et al., 2006) los cuales al alimentar ovinos con un βadrenérgico (Clorhidrato de Zilpaterol) no se mejoró la respuesta productiva. Se encontró que en un estudio en ovinos los cuales fueron alimentados con Clorhidrato de Zilpaterol se mejoró la ganancia de peso en 65 (Salinas et al., 2004).

23 Cunningham (1965) demostró que podía aumentarse latasa de crecimiento animal al darle sustancias que promueven mayores concentraciones de AMPc en la célula, por ejemplo,cafeína, teofilina, nicotina y epinefrina. Posteriormente, Rickset al. (1984) indicaron que podía manipularse el crecimiento animal con el uso de clembuterol en la dieta. Mersmann (1998) señaló que determinados βAA no inducen el mismo efecto en todas las especies, debido posiblemente a que los receptores β-adrenérgicos del tejido “blanco” no se activan adecuadamente, o bien, porque los mismosreceptores se inactivan rápido; o tal vez porque algunas especies tienen un número limitado de estos receptores, lo cual disminuye la respuesta. Debido a estas variaciones, los efectos producidos en el metabolismo de los nutrientes, por el suministro de un βAA, son difíciles de comprender, pero se han aprovechado con fines prácticos en la producción animal.

Cuadro 4. Ganancia diaria de peso (GDP) de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil.En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011

Periodo* 1 2 3 4 Promedio

1 -0.016 0.200 0.151 0.209 0.136

TRATAMIENTOS 2 -0.031 0.115 0.253 0.342 0.169

3 0.018 0.235 0.213 0.297 0.190

EEM 0.040 0.011 0.007 0.013 0.071

*Periodo de 15 días EEM=Error Estándar dela Media no existieron diferencias significativas.

6.4 Conversión Alimenticia (CA).

La conversión alimenticia se define como la ganancia diaria de peso entre el consumo de materia seca lo que da kilogramos de alimento consumido por kilogramo de carne, en el cuadro 5 se muestra que no hubo diferencia significativa (p>0.05) entre tratamientos. La conversión alimenticia promedio se encuentra dentro de los rangos marcados en literatura lo cual indica una conversión de 4:1,lo que significa que para ganar un kg de peso el animal necesita consumir cuatro kg de alimento,(Rojo et al.,2001). La conversión alimenticia para el tratamiento 1 (5.1), la CA del tratamiento 2 (4.3) y de tratamiento 3 (3.9).

En ovinos y bovinos se ha

24 observado que aumenta el peso de los músculos en 40%, y que la magnitud de la respuesta varía dependiendo del βAA suministrado, así como de la influencia de factores como la especie, la raza, la edad, el sexo y la dieta (Mersmann, 1998).

Cuadro 5 Conversión alimenticia (CA)de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil.En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011

TRATAMIENTOS

CA*

PROMEDIO

1

2

3

5.1

4.3

3.9

4.43

*Conversión a los 60 días. No existió diferencia significativa.

6.5 pH ruminal.

La capacidad amortiguadora de los bicarbonatos y fosfatos presentes en la saliva del rumiante, mantienen el pH entre 6 y 7 en condiciones normales de fermentación (Yokoyama y Johnson, 1988). Sin embargo, en sistemas cerrados de fermentación el pH desciende debido a la acumulación de ácidos orgánicos en el medio y la saturación de los sistemas amortiguadores que componen los medios de cultivo. En este estudio el pH de los tratamientos inicio con 6.26 por lo cual no hubo diferencia significativa (6.36 vs 6.34 vs 6.34).

25

Cuadro 6 pH del líquido ruminal de borregos alimentados con Clorhidrato de Ractopamina y Clorhidrato de Sildenafil.En Tlatlauquitepec, Puebla, 2011

Periodos

Tratamientos 1

2

3

1

6.30

6.37

6.26

2

6.36

6.34

6.34

Promedio

6.33

6.35

6.30

6.6 Concentración de protozoarios ruminales. La concentración de protozoarios fue de 9.86 x 10 4mL de fluido ruminal con la utilización de clorhidrato de Ractopamina y citrato Sildenafil, la concentración no fue afectada significativamente (p>0.05) en ningún tratamiento.

26

VII. CONCLUSION

Se concluye que la utilización de Clorhidrato de Ractopamina y Citrato de Sildenafilo en dietas para borregos no mejoró las variables productivas (CMS, GDP y CA), sin embargo tampoco se vieron afectadas las variables ruminales (pH y concentración de protozoarios).

27

VIII. LITERATURA CITADA

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37 IX. ANEXOS.

Fotografía 1. Instalaciones de la Escuela Ingeniería Agronómica y Zootecnia, perteneciente a la Facultad de Ingeniería Agrohidraulica.

Fotografía 2. Elaboración de la dieta.

38

Fotografía 3. Mezclado el clorhidrato de ractopamina 0.15% a la dieta.

Fotografía 4. Aplicación de melaza a la dieta.

Fotografía 5. Pesado de los borregos al inicio y final del experimento.

39

Fotografía 6. Pesado del consumo y rechazo de alimento.

Fotografía 7. Alimentación de los borregos con los diferentes tratamientos.

40

Fotografía 8. El citrato de Sildenafil moliéndose en mortero.

Fotografía 9. Citrato de Sildenafil en polvo.

41

Fotografía 10. Trabajando en el laboratorio pesando el citrato de Sildenafil.

Fotografía 11. Se pesaron 7mg de citrato de Sildenafil.

42

Fotografía 12. Dando la toma de los 7mg por animal cada tercer día