UNIVERSIDAD DE ZARAGOZA

FACULTAD DE VETERINARIA DEPARTAMENTO DE PATOLOGÍA ANIMAL

CONTRIBUCIÓN AL CONOCIMIENTO EPIDEMIOLÓGICO DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS EN HUMANOS Y PERROS (Canis familiaris)

Memoria presentada por Don Alexander Antonio Mogollón Saldivia, para optar al Grado de Doctor

Zaragoza. Diciembre. 2010

UNIVERSIDAD DE ZARAGOZA Departamento de Patología Animal. Facultad de Veterinaria

Doña Caridad Sánchez Acedo, Catedrática del Área de Sanidad Animal de la Facultad de Veterinaria de la Universidad de Zaragoza Don Joaquín Quílez Cinca, Prof. Titular del Área de Sanidad Animal de la Facultad de Veterinaria de la Universidad de Zaragoza

INFORMAN: Que la Tesis doctoral titulada: CONTRIBUCIÓN AL CONOCIMIENTO EPIDEMIOLÓGICO DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS EN HUMANOS Y PERROS (Canis familiaris), presentada por Don Alexander Antonio Mogollón Saldivia, ha sido realizada bajo la dirección de los abajo firmantes y se ajusta al proyecto de Tesis Doctoral inicialmente presentado.

Y para que conste a los efectos oportunos, firman en Zaragoza a 22 de diciembre de 2010.

Caridad Sánchez Acedo

Joaquín Quilez Cinca

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AGRADECIMIENTOS

A mis padres Juan Ramòn y Alcira Elias, por darme el ser y enseñarme que en la perseverancia está el éxito.

A mi esposa Rovibel y mis hijos Katherine Andrea y Manuel Alexander pilares de mi razòn de ser. Gracias por su comprensiòn y apoyo. A mis hermanos por sus sabios consejos y palabras de aliento cuando más las necesitaba. A los profesores Caridad Sánchez Acedo y Joaquín Quílez, por toda su valiosa ayuda, amistad y gran paciencia, este triunfo también es suyo.

A los profesores Rafael Bonfante, Claudina de Bonfante, Elis Aldana, Juan Luis Concepciòn, Aparecido A. Camacho, José Noriega, Mirlenis Pérez, Spiridione Puzzar, Franklin Mujica, Carlos Medina, Ortelio Mosquera, Judith Ontiveros por su invaluable apoyo y tutela para alcanzar esta meta. A los técnicos Alexis Gil, Carmen Álvarez, Maria Álvarez, Darwin Castañeda, Carmelo Linarez, Eliécer Lizano mil gracias por su ayuda y apoyo constante. A los bachilleres Carlos Aramburu, Erimar Soto, Jesús Pereira por estar siempre dispuestos a prestarme su valiosa colaboraciòn. A los señores Miguel y Juan Bautista de la Comunidad de La Primavera y Berta, Luzbert y Lizbeth de la comunidad de Guariquito por su abnegada vocaciòn de trabajo y gran colaboraciòn. A todas aquellas personas que me prestaron su valiosa colaboraciòn, mil gracias.

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ÍNDICE Pág. AGRADECIMIENTOS .............................................................................................. v I.- INTRODUCCIÓN.................................................................................................. 3 II.- REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ........................................................................... 9 II.1.- Referencias históricas ........................................................................................ 9 II.2.- Biología General .............................................................................................. 15 II.2.1.- Origen y evolución .................................................................................. 15 II.2.2.- Taxonomía............................................................................................... 16 II.2.2.1.- Género Trypanosoma. Subgénero Schizotrypanum .......................... 17 II.2.2.2.- Caracteres morfológicos.................................................................... 19 II.2.2.3.- Características estructurales............................................................. 21 II.2.2.4.- Composición Química y Metabolismo .............................................. 23 II.2.2.5.- Requerimientos de Trypanosoma cruzi ............................................. 25 II.2.2.6.- Mecanismos de penetración de Trypanosoma cruzi.......................... 25 II.3.- Taxonomía del vector ...................................................................................... 27 II.3.1.- Familia Reduviidae ................................................................................. 27 II.3.1.1.- Triatominos: Biología general........................................................... 27 II.3.1.2- Subfamilia Triatominae. Morfología................................................. 30 II.3.1.3- Subfamilia Triatominae. Epidemiología............................................ 31 II.3.1.4.- Rhodnius prolixus .............................................................................. 32 II.3.1.4.1.- Morfología de R. prolixus ............................................................ 32 II.3.1.4.2.- Ciclo evolutivo de R. prolixus ...................................................... 33 II.3.1.4.3.- Distribución geográfica de R. prolixus ........................................ 33 II.3.1.4.4.- Hábitat de R. prolixus .................................................................. 34 II.3.1.4.5.- Epidemiología de R. prolixus ....................................................... 35 II.3.1.5.- Panstrongylus geniculatus ................................................................. 36 II.3.1.5.1- Morfología de P. geniculatus ........................................................ 36 II.3.1.5.2- Ciclo evolutivo de P. geniculatus .................................................. 37 II.3.1.5.3- Distribución geográfica de P. geniculatus .................................... 38 II.3.1.5.4- Hábitat de P. geniculatus .............................................................. 38 II.3.1.5.5- Epidemiología de P.geniculatus.................................................... 39 II.4.- Ciclo evolutivo.................................................................................................. 40 II.5.- Epidemiología .................................................................................................. 42 II.5.1.- Aspectos epidemiológicos de la enfermedad de Chagas......................... 42 II.5.1.1.- Importancia económica y social........................................................ 46 II.5.2.- Reservorios .............................................................................................. 47 II.5.3.- Mecanismos de transmisión .................................................................... 49 II.5.3.1.- Transmisión vectorial........................................................................ 50 II.5.3.2.- Transmisión / Transfusión ................................................................ 51 II.5.3.3.- Transmisión/ Transplante de órganos .............................................. 53 II.5.3.4.- Transmisión / Congénita ................................................................... 54 II.5.3.5.- Transmisión / Vía galactógena.......................................................... 56 II.5.3.6.- Transmisión / Otras vías ................................................................... 56 vii

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II.6.- Patogenia.......................................................................................................... 56 II.6.1.- Manifestaciones clínicas y lesiones en el hombre ................................... 57 II.6.1.1.- Forma aguda...................................................................................... 57 II.6.1.2.- Forma asintomática........................................................................... 58 II.6.1.3.- Forma crónica ................................................................................... 58 II.6.1.4.- Infección congénita............................................................................ 61 II.6.2.- Complejo Chagas – SIDA ....................................................................... 61 II.6.3.- Manifestaciones clínicas y lesiones en el perro....................................... 62 II.6.3.1.- Fase aguda ......................................................................................... 62 II.6.3.2.- Fase asintomática .............................................................................. 64 II.6.3.3.- Fase crónica ....................................................................................... 64 II.7.- Diagnóstico....................................................................................................... 65 II.7.1- Pruebas directas ....................................................................................... 65 II.7.1.1- Inmediatas .......................................................................................... 66 II.7.1.2.- Tardías............................................................................................... 66 II.7.2- Pruebas Indirectas ................................................................................... 68 II.7.3.- Diagnóstico / Imagen............................................................................... 69 II.8.- Tratamiento ..................................................................................................... 70 II.8.1.- Tratamiento en humanos ........................................................................ 71 II.8.2.- Tratamiento en perros ............................................................................ 72 II.9.- Control y prevención de la enfermedad .......................................................... 73 III.- OBJETIVOS...................................................................................................... 77 III.1.- OBJETIVO GENERAL ........................................................................... 77 III.1.1.- OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................ 77 IV.- MATERIAL Y MÉTODOS .............................................................................. 81 IV.1.- Área geográfica de estudio ............................................................................. 81 IV.2.- Distribución de la población humana ............................................................ 81 IV.2.1.- Criterios de selección ............................................................................. 81 IV.2.2.- Estudio epidemiológico .......................................................................... 82 IV.2.3.- Encuesta ................................................................................................. 82 IV.3.- Datos epidemiológicos de los perros (Canis familiaris) ................................. 83 IV.4.- Estimación del tamaño de la muestra ............................................................ 84 IV.4.1.- Población humana ................................................................................. 84 IV.4.2.- Perros (Canis familiaris) ........................................................................ 84 IV.5.- Captura de Triatominos................................................................................. 85 IV.6.- Detección de anticuerpos anti-T. cruzi ........................................................... 86 IV.6.1- Obtención de las muestras de sangre ..................................................... 86 IV.6.2.- Técnicas serológicas ............................................................................... 86 IV.6.2.1.- Técnica Inmunoenzimática (ELISA)............................................... 87 IV.6.2.2.- Técnica de Inmunoblotting (MABA)............................................... 88 IV.7.- Xenodiagnóstico.............................................................................................. 90 IV.8.- Identificación de triatominos/aislamiento e identificación de epimastigotes 90 IV.9.- Cálculo de Índices Entomológicos.................................................................. 91 IV.10.- Análisis estadístico........................................................................................ 93 IV.10.1.- Análisis de componentes principales ................................................... 94 IV.10.2.- Regresión logística ............................................................................... 94 IV.10.3.- Cálculo e Interpretación de Odd Ratio ............................................... 95

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V.- RESULTADOS ................................................................................................... 99 V.1.- Población humana............................................................................................ 99 V.2.- Determinación de anticuerpos. Población humana ..................................... 107 V.2.1. Seroprevalencia global y concordancia entre pruebas serológicas ....... 107 V.2.2. Influencia de factores individuales, demográficos y socioculturales. Seroprevalencia en humanos....................................................................... 108 V.2.2.1.- Sexo .................................................................................................. 108 V.2.2.2.- Edad ................................................................................................. 109 V.2.2.3.- Lugar de residencia ......................................................................... 111 V.2.2.4.- Nivel de Escolaridad........................................................................ 111 V.2.2.5.- Actividad Laboral............................................................................ 112 V.2.2.6.- Nivel de conocimiento de la enfermedad de Chagas ...................... 114 V.2.3. Seroprevalencia y características de la vivienda ................................... 116 V.2.3.1.- Tipo de vivienda............................................................................... 116 V.2.3.2.- Higiene y limpieza de la vivienda .................................................... 117 V.2.3.3.- Construcciones anejas a la vivienda................................................ 118 V.3.- Población canina ............................................................................................ 121 V.4. Determinación de la infección por T. cruzi en la población canina ............... 123 V.4.1. Prevalencia global y concordancia de pruebas diagnósticas................. 123 V.4.2. Influencia de diversos factores. Prevalencia de infección por T. cruzi en perros ........................................................................................................... 125 V.4.2.1. Sexo ................................................................................................... 125 V.4.2.2. Edad .................................................................................................. 125 V.4.2.3. Lugar de residencia .......................................................................... 127 V.4.2.4. Tipo de vivienda................................................................................ 127 V.4.2.5. Aptitud ............................................................................................. 129 V.4.3.- Perros. Examen clínico y electrocardiográfico..................................... 132 V.5.- Triatominos .................................................................................................... 134 V.5.1.- Identicación de triatominos y aislamiento e identificación de epimastigotes................................................................................................ 134 V.5.2. Índices entomológicos y carga parasitaria............................................. 138 V.6.- Interrelación entre diversas variables........................................................... 139 V.6.1.- Seroprevalencia en humanos / seroprevalencia y xenodiagnóstico en perros ........................................................................................................... 139 V.6.2. Seroprevalencia en humanos presencia de triatominos en la vivienda. 140 V.6.3. Seroprevalencia en perros y triatominos en la vivienda...................... 141 V.6.4. Xenodiagnóstico en perros y presencia de triatominos en la vivienda . 142 V.6.5. Serología en humanos: serología/xenodiagnóstico en perros y presencia de triatominos infectados en la vivienda..................................................... 143 VI. DISCUSIÓN...................................................................................................... 149 VI.1. Población humana ......................................................................................... 149 VI.1.1. Seroprevalencia: población humana y concordancia entre pruebas serológicas.................................................................................................... 149 VI.1.2. Influencia de factores individuales, demográficos y socioculturales sobre la seroprevalencia en humanos ................................................................... 151 VI.1.2.1. Sexo .................................................................................................. 151 VI.1.2.2. Edad................................................................................................. 152 VI.1.2.3. Nivel de escolarización .................................................................... 152 VI.1.2.4. Actividad laboral................................................................................ 153 ix

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VI.1.2.5. Nivel de conocimiento de la enfermedad de Chagas ......................... 153 VI.1.2.6. Tipo de vivienda ................................................................................. 154 VI.1.2.7. Construcciones anejas a la vivienda .................................................. 154 VI.2. Población canina ............................................................................................ 154 VI.2.1. Prevalencia de infección por T. cruzi: población canina y concordancia de técnicas diagnósticas ............................................................................... 154 VI.2.2. Influencia de diversos factores sobre la prevalencia de infección por T. cruzi en perros ............................................................................................. 156 VI.3. Triatominos.................................................................................................... 157 VI.3.1. Aislamiento de Triatominos.................................................................. 157 VI. 3.2 Índice de Infestación de triatominos .................................................... 159 VI.3.3 Triatominos infectados por T. cruzi....................................................... 159 VI. 4.- Cuadro clínico en humanos ......................................................................... 160 VI.4.2 - Cuadro clínico en perros ..................................................................... 161 VII- CONCLUSIONES .......................................................................................... 165 VIII- RESUMEN..................................................................................................... 169 VIII- SUMMARY ................................................................................................... 173 IX- REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................ 177 X.- ANEXOS ........................................................................................................... 205 Anexo 1 Signo de Romaña ...................................................................................... 205 Anexo 2 Comunidades: Guariquito y La Primavera............................................. 206 Anexo 3. Historia Clínica........................................................................................ 208 Anexo 4. Condiciones y características de las viviendas........................................ 209 Anexo 5. Condiciones higiénicas de las viviendas ................................................ 210 Anexo 6.- Datos demográficos. ............................................................................... 211 Anexo 7a. Conocimiento de la Enfermedad de Chagas ........................................ 212 Anexo 7-b.- Placa de Petri con triatominos............................................................ 213 Anexo 8. Perros/Datos clínicos/ Otros datos ......................................................... 214 Anexo 9. Evaluación cardiológica .......................................................................... 215 Anexo 10. Registros electrocardiográficos ............................................................. 215 Anexo 11: Técnica ELISA ...................................................................................... 216 Anexo 12. Técnica de MABA................................................................................. 216 Anexo 13. Xenodiagnóstico.................................................................................... 217

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ÍNDICE DETABLAS Pág. Tabla 1. Cronología / Enfermedad de Chagas en América ..................................... 13 Tabla 2. Seroprevalencia / Humanos (1992 – 2000)................................................. 45 Tabla 3. Seroprevalencia / Humanos / Estados de Venezuela (1999)...................... 46 Tabla 4. Mecanismos de transmisión del T. cruzi .................................................... 49 Tabla 5. Seroprevalencia de T. cruzi en donantes de sangre en Latinoamérica ..... 52 Tabla 6. Prevalencia de infección materna y congénita por T. cruzi / América Latina ............................................................................................................. 55 Tabla 7. Casas Seleccionadas/ Comunidad de Guariquito. ..................................... 85 Tabla 8. Casas Seleccionadas/Comunidad La Primavera. ...................................... 85 Tabla 9. Distribución de la población encuestada por residencia, sexo y edad ...... 99 Tabla 10. Distribución de la población encuestada por sexo/nivel de escolaridad100 Tabla 11. Distribución de la población encuestada por sexo y actividad laboral . 100 Tabla 12. Distribución de la población encuestada según su conocimiento de la enfermedad de Chagas ................................................................................ 101 Tabla 13. Distribución de la población encuestada: conocimiento e identificación del vector...................................................................................................... 102 Tabla 14. Reconocimiento del vector en función de la edad.................................. 103 Tabla 15. Distribución de la población encuestada. Factores predisponentes en la transmisión de la enfermedad de Chagas ................................................... 103 Tabla 16. Distribución de viviendas encuestadas según el tipo de construcción .. 104 Tabla 17. Distribución de la población encuestada según el tipo de vivienda ...... 104 Tabla 18. Distribución de las viviendas según diversos factores: distribución y limpieza de la vivienda y el entorno ............................................................ 105 Tabla 19. Distribución del tipo de viviendas según la presencia de anejos y plantaciones en el entorno ........................................................................... 105 Tabla 20. Distribución de las viviendas según la presencia de animales en el entorno ......................................................................................................... 106 Tabla 21. Humanos. Anticuerpos anti- T. cruzi mediante las técnicas ELISA y MABA .......................................................................................................... 107 Tabla 22. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en humanos. Lugar de residencia ..................................................................................................... 108 Tabla 23. Evaluación clínica/actividad laboral de los individuos seropositivos ... 109 Tabla 24. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en humanos. Edad.............. 110 Tabla 25- Distribución de seropositivos. Residencia y sexo................................... 111 Tabla 26. Seroprevalencia de infección por T. cruzi según nivel de escolaridad .. 111 Tabla 27. Seroprevalencia de infección por T. cruzi. Actividad laboral ............... 112 Tabla 28. Análisis regresión logística / humanos. .................................................. 113 Tabla 29. Distribución de los individuos seropositivos según su conocimiento de la enfermedad de Chagas ................................................................................ 114 Tabla 30. Relación entre diversos factores de riesgo epidemiológico y el resultado de la serología frente a T. cruzi en humanos............................................... 116 Tabla 31. Relación entre el tipo de vivienda y la presencia/ausencia de individuos seropositivos................................................................................................. 117 Tabla 32. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en humanos según el tipo de vivienda ........................................................................................................ 117

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Tabla 33. Relación entre la limpieza/higiene de la vivienda y la presencia/ausencia de individuos seropositivos.......................................................................... 117 Tabla 34. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en humanos según la higiene/limpieza de la vivienda.................................................................... 118 Tabla 35. Relación entre la existencia de construcciones ajenas a la vivienda y la presencia/ausencia de individuos seropositivos .......................................... 118 Tabla 36. Seroprevalencia de infección por T. cruzi según la presencia de construcciones anejas en la vivienda........................................................... 119 Tabla 37. Análisis univariante de la asociación entre diversos factores de riesgo potenciales y la seroprevalencia de T. cruzi (n = 350)................................. 120 Tabla 38. Análisis multivariante de la asociación entre diversos factores de riesgo potenciales y la seroprevalencia de T. cruzi (n = 350)................................. 121 Tabla 39. Distribución de la población canina por edad y sexo ............................ 122 Tabla 40. Distribución de la población canina según su aptitud y condiciones de la vivienda ........................................................................................................ 122 Tabla 41. Perros seropositivos (técnicas de ELISA y MABA) y resultado de la prueba de xenodiagnóstico. Distribución por sexo y edad ......................... 124 Tabla 42. Comparación de los resultados obtenidos mediante serología (ELISA / MABA) y Xenodiagnóstico en perros ......................................................... 124 Tabla 43. Parámetros diagnósticos de la técnica de xenodiagnóstico en comparación con las pruebas serológicas ................................................... 124 Tabla 44. Seroprevalencia de infección por T. cruzi según el sexo de los perros.. 125 Tabla 45. Distribución de perros positivos según el sexo. Técnica de xenodiagnóstico............................................................................................ 125 Tabla 46. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en perros según edad y sexo 126 Tabla 47. Distribución de perros positivos según la edad y sexo. Técnica de xenodiagnóstico............................................................................................ 126 Tabla 48. Distribución de perros seropositivos según sexo/lugar de residencia ... 127 Tabla 49. Distribución de perros positivos según el sexo y lugar de residencia. Técnica de xenodiagnóstico ......................................................................... 127 Tabla 50. Distribución de viviendas donde se identificaron perros seropositivos 128 Tabla 51. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en perros según el tipo de vivienda ........................................................................................................ 128 Tabla 52. Distribución de viviendas con perros positivos con la técnica de xenodiagnóstico............................................................................................ 128 Tabla 53. Distribución de perros positivos con la técnica de xenodiagnóstico según el tipo de vivienda ........................................................................................ 129 Tabla 54. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en perros según su aptitud.. 129 Tabla 55. Distribución de los perros positivos a la prueba de xenodiagnóstico según su aptitud ..................................................................................................... 129 Tabla 56. Seroprevalencia de infección por T. cruzi en perros según su aptitud y tipo de vivienda............................................................................................ 130 Tabla 57. Distribución de perros positivos con la técnica de xenodiagnóstico según su aptitud y tipo de vivienda ....................................................................... 130 Tabla 58. Análisis de regresión logística / Perros .................................................. 131 Tabla 59. Perros seropositivos /Seronegativos y Signos clínicos ........................... 132 Tabla 60. Alteraciones electrocardiográficas / perros seropositivos ..................... 133 Tabla 61. Alteraciones electrocardiográficas observadas en los perros seronegativos................................................................................................ 133

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Tabla 62. Número de ejemplares de triatominos capturados. Distribución por comunidades ................................................................................................ 134 Tabla 63. Viviendas donde se capturaron triatominos. Distribución por tipo de construcción................................................................................................. 135 Tabla 64. Viviendas donde se capturaron triatominos. Distribución por comunidad, tipo de construcción y lugar de captura ................................. 135 Tabla 65. Viviendas donde se capturaron triatominos. Distribución según la higiene y limpieza de la vivienda................................................................. 136 Tabla 66. Viviendas donde se capturaron triatominos. Distribución según la presencia de construcciones anejas............................................................. 136 Tabla 67. Índices entomológicos . Especies de triatominos capturados ................ 138 Tabla 68. Carga parasitaria en las especies de triatominos capturados ............... 138 Tabla 69. Distribución del número de viviendas en función del resultado serológicohumanos y perros........................................................................ 139 Tabla 70. Distribución del número de viviendas en función del resultado serológico en humanos y la técnica de xenodiagnóstico en perros .............................. 140 Tabla 71. Distribución del número de viviendas: Serología en humanos y presencia de triatominos .............................................................................................. 140 Tabla 72. Distribución del número de viviendas en función del resultado serológico en humanos y triatominos infectados........................................................ 141 Tabla 73. Distribución del número de viviendas: resultado serológico en perros y la presencia de triatominos ............................................................................. 141 Tabla 74 Distribución de viviendas: serología en perros y presencia de triatominos infectados ..................................................................................................... 142 Tabla 75 Distribución del número de viviendas en función del resultado del xenodiagnóstico en perros y la presencia de triatominos ........................... 142 Tabla 76 Distribución del número de viviendas: xenodiagnóstico en perros y la presencia de triatominos infectados............................................................ 143 Tabla 77. Distribución del número de viviendas: resultado serológico en humanos y perros y presencia de triatominos infectados .......................................... 143 Tabla 79. Análisis de correlación entre la totalidad de variables analizadas ....... 144 Tabla 80.Análisis de Componentes Principales / Datos estandarizados ............... 145

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ÍNDICE DEFIGURAS Pág. Figura 1. Clasificación taxonómica: Trypanosoma cruzi ......................................... 17 Figura 2. Esquema representativo de los diferentes estadíos de T. cruzi ................ 21 Figura 3. Representación esquemática: Trypanosoma............................................ 22 Figura 4. Triatominos: Clasificación taxonómica.................................................... 27 Figura 5. Imagen de Rhodnius prolixus.................................................................... 32 Figura 6. Imagen de Panstrongylus geniculatus....................................................... 36 Figura 7. Hembra (izquierda) y macho (derecha) de Panstrongylus geniculatus ... 37 Figura 8. Ciclo biológico de Trypanosoma cruzi....................................................... 41 Figura 9. Pérdidas económicas asociadas/ enfermedad de Chagas en Argentina/ incapacidad .................................................................................................... 47 Figura 10. Distribución de las viviendas por comunidades .Construcciones anejas y plantaciones en el entorno ........................................................................ 106 Figura 11. Distribución de personas seropositivas. Sexo...................................... 109 Figura 12. Distribución de seropositivos . Edad y sexo ........................................ 110 Figura 13. Distribución de seropositivos y seronegativos. Actividad laboral ...... 112 Figura 14. Análisis de Correspondencias Múltiple / Humanos ............................. 113 Figura 15. Distribución de la población canina por sexo y lugar de residencia ... 122 Figura 16. Análisis de correspondencia múltiple / Perros..................................... 131 Figura 17. Análisis de correspondencia múltiple / triatominos............................. 137 Figura 18. Diagrama de componentes principales (CP1-CP2).............................. 145

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INTRODUCCIÓN

INTRODUCCIÓN

INTRODUCCIÓN

INTRODUCCIÓN

I.- INTRODUCCIÓN

La enfermedad de Chagas, Trypanosomosis Americana o Esquizotripanosomosis, es una zoonosis endémica de evoluciòn esencialmente crònica, causada por Trypanosoma cruzi y transmitida al hombre y otros animales mediante insectos hematòfagos de la familia Triatomidae. Corresponde al médico brasileño Carlos Ribeiro Justiniano Das Chagas, la primera descripciòn de la enfermedad en 1909, con motivo de su trabajo durante la campaña antimalárica en el Estado de Minas Gerais, Brasil. Este investigador descubriò el agente etiològico (Trypanosoma cruzi), el vector (reduvídeos), los reservorios domésticos y silvestres, así como los animales de laboratorio receptivos a la infecciòn. Asimismo, demostrò que las heces de los insectos estaban infectadas con formas flageladas, a las que denominò Trypanosoma cruzi en honor a su profesor Oswaldo Cruz (Chagas, 1909; Rassi, 1991).

La enfermedad de Chagas es la principal causa de enfermedad cardiaca en Centro y Sudamérica, estando afectadas entre 16 y 18 millones de personas. La infecciòn se extiende desde la zona sur de Estados Unidos hasta la Patagonia de Argentina y Chile, al igual que en la mayor parte de la regiòn del Caribe, anteriormente considerada libre de la infecciòn (O.P.S, 1990; Miles y col., 2003).En el momento actual, se ha dispersado como consecuencia de las migraciones y la asociaciòn con otros procesos (HIV/SIDA) a países como Canadá, EEUU e incluso a diversos países de la Uniòn Europea (Schumunis, 1991, 1997. cit. Chassagnade, 2009). Por otra parte, la distribuciòn de la infecciòn no es uniforme en una zona determinada, sino fluctuante y de intensidad variable, por lo cual está delimitada en micro-regiones, definidas principalmente por su carácter rural, presencia de triatominos y condiciones socio-culturales de la poblaciòn relacionadas con el tipo de viviendas, higiene y desnutriciòn entre otras (Dias, 1944; Freitas, 1952; Dias, 1987; Storino y Milei, 1994) (cit. Chassagnade, 2009). Su carácter endémico está relacionado con la amplia gama de hospedadores, ya 3

INTRODUCCIÓN

que se han encontrado infectadas más de 100 especies de mamíferos tanto domésticos como silvestres, los cuales actúan como reservorios en diferentes situaciones ecològicas. Según Brener y Gazzinelli (1997), la tripanosomosis americana afectaba originalmente a animales silvestres, entre los cuales se transmitía mediante especies de triatominos también silvestres. Posteriormente se transmitiò al hombre, cuando éste entrò en contacto con focos naturales, alterando el equilibrio biològico y facilitando a su vez la invasiòn de las viviendas por parte de los triatominos. La adaptaciòn a la vivienda humana de diversas especies de triatominos permitiò finalmente la transmisiòn del parásito a los animales domésticos (fundamentalmente perro y gato). Por todo ello, el mantenimiento de la infecciòn en estos países no depende únicamente de los animales silvestres, sino que también están implicados los animales domésticos. Los primeros diagnòsticos de la enfermedad en Venezuela fueron realizados por el Dr. Enrique Tejera (1919) en los estados de Zulia y Trujillo. Posteriormente, el Dr. José Francisco Torrealba (1935, 1943) (cit. Acquatella, 2003) confirmò la grave situaciòn y extensiòn de esta parasitosis en los Llanos Centrales, con una elevada prevalencia (25%) que diezmaba la poblaciòn joven, junto con el paludismo y otras enfermedades parasitarias. En las últimas décadas, la enfermedad de Chagas ha sufrido un incremento en Venezuela, según refiere Acquatella (1987) en un trabajo realizado en los estados de Carabobo, Falcòn, Miranda, Cojedes, Portuguesa, Guárico y Nueva Esparta, donde la infecciòn afecta a 43,9% de la poblaciòn. En el estado de Lara, Bonfante y col. (1995) (cit. Briceño-Moreno, 2003) indican que la prevalencia en la poblaciòn humana oscila entre 8 y 22%, mientras que Briceño-Moreno (2003) indica 6-7% en las comunidades de Guariquito y La Primavera, respectivamente. Según estudios realizados en 1998 por el Ministerio de Sanidad y Asistencia Social, la prevalencia en todo el país es del 5,5%. Por otra parte, los estudios epidemiològicos en animales son muy escasos, a pesar de que Telford (1981) señala que 50% de los caninos examinados son positivos con la técnica de xenodiagnòstico en el Valle de Yaracuy.

Un informe del Banco Mundial, indica que la Enfermedad de Chagas ocupa el cuarto puesto en relaciòn con las pérdidas econòmicas por morbilidad en América Latina, cuando se mide en años de vida perdidos por discapacidad (AVADS) (Moncayo, 4

INTRODUCCIÓN

1999) y se estima que es la enfermedad parasitaria con mayor impacto econòmico de América (Schofield y col., 2000). Las pérdidas econòmicas ocasionadas por esta enfermedad en Argentina solamente están precedidas por las enfermedades respiratorias agudas, los procesos diarreicos y el SIDA (Bundy y Guyatti, 1996; Moncayo, 1999). En Venezuela no existen datos oficiales referentes a la poblaciòn en riesgo de contraer la enfermedad y las tasas de mortalidad que ésta ocasiona. Por otra parte, los estudios epidemiològicos realizados hasta el momento se limitan a determinadas zonas, principalmente las de mayor endemicidad, lo cual no refleja una imagen global de la difusiòn de la enfermedad. Finalmente, cabe añadir las dificultades en el tratamiento y control de la enfermedad, que no han resultado suficientemente eficaces en las zonas endémicas Todos estos antecedentes nos han inducido a la realizaciòn del presente trabajo, con el fin de conocer la prevalencia de parasitaciòn en la poblaciòn humana y en perros (Canis familiaris) en el estado de Lara (Venezuela) y plantear posteriormente métodos de control y prevenciòn.

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INTRODUCCIÓN

REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

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II.- REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA II.1.- Referencias históricas El descubrimiento de la enfermedad de Chagas constituye uno de los trabajos de investigaciòn más completos en la historia de la biología, ecología y parasitología humana y animal. El doctor Carlos Ribeiro Justiniano Das Chagas aislò por primera vez unas formas flageladas en el intestino de un hemíptero (Panstrongylus megistus) durante una campaña antimalárica en el Estado de Minas Gerais (Brasil) en 1909. Posteriormente, estas formas fueron identificadas por el Doctor Oswaldo Cruz, en la sangre periférica de un simio después de ser picado por estos artròpodos (Chagas, 1909). En el mismo año, el propio doctor Chagas, aislò en la sangre de una niña con fiebre y linfoadenopatía unas formas flageladas a las que denominò inicialmente Schyzotrypanum y posteriormente Trypanosoma cruzi, en honor a Oswaldo Cruz, demostrando que este parásito era la causa de una enfermedad endémica en ciertas regiones de Brasil (Chagas, 1909, 1922). Este es el único caso en que el agente etiològico y el artròpodo transmisor se descubrieron antes de conocer la enfermedad como entidad nosològica, denominada en honor a su descubridor Enfermedad de Chagas o Tripanosomosis sudamericana. Se trata sin duda de una de las parasitosis de mayor relevancia, confinada inicialmente en Brasil y posteriormente diagnosticada en otros países como el Salvador (Segovia, 1914), Venezuela (Tejera-Paris, 1919) (cit. Acquatella, 2003), Argentina (Mazza, 1926) (cit. Chassagnade, 2009), Colombia (1929) y Uruguay (Talice y col., 1930) (cit. Talice y col., 1940), dònde se incrementò considerablemente hasta alcanzar un total de cien pacientes en 1939 (Talice y col., 1940). En la década de los años 50 y 60, la infecciòn en este país se redujo a un promedio de cinco o seis casos anuales, manteniéndose constante durante las dos décadas siguientes, sin que se hayan notificado nuevos casos desde 1984 (Franca, 1986). En Perú, Escomel (1919) (cit. García-Cáceres, 1951) aisla T. cruzi en un paciente procedente de la zona selvática fronteriza con Brasil y Ciotola (1937) (cit. García9

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Cáceres, 1951) diagnostica la enfermedad en una mujer procedente de Jauja, localidad donde no existen triatominos. Sin embargo, la enfermedad no se confirma hasta 1944, año en que Ayulo y Herrera, que prestaban sus servicios médicos en el Instituto Nacional de Higiene y Salud Pública de Perú, demuestran la existencia de triatominos infectados por Trypanosoma cruzi en el Departamento de Arequipa, así como un caso humano con tripanosomas circulantes en sangre, además de un perro y numerosos cobayas infectados. Las primeras publicaciones científicas sobre la infecciòn en animales domésticos, silvestres y reservorios en Colombia fueron realizadas por Cesar Uribe Piedrahita en 1929 (cit. Serpa-Flores, 2000), aunque las primeras aportaciones sobre casos humanos no se realizan hasta1939 (García-Cáceres, 1951). En 1975 se publica una recopilaciòn de los estudios epidemiològicos realizados en dicho país y en 1990 se realiza el primer estudio nacional sobre la distribuciòn de triatominos en domicilios y en 1995, se publican los primeros resultados de ámbito nacional donde se señala la prevalencia de infecciòn por T. cruzi en donantes de sangre, a partir de un estudio realizado en bancos de sangre (Gulh y col., 1995). Los primeros diagnòsticos en Bolivia fueron realizados en 1943, al identificar S. cruzi en la sangre de una niña de dos meses (Mazza y Chacon, 1943) (cit. Chassagnade, 2009), a pesar de que la presencia y los hábitos de la chinche besucona o Vinchuca en el valle de Cochabamba ya fueron descritos en el siglo XVI por Fray Ferdinando de Lizarraga. Por otra parte, los trabajos realizados por Salvador Mazza en la década de 1920 en Argentina, marcan un hito històrico en el conocimiento de esta enfermedad. Mazza que había conocido a Chagas en Alemania y estaba muy impresionado por la claridad y solidez de sus argumentos sobre la enfermedad, impulsò numerosos estudios que pronto confirmaron la presencia e importancia de esta patología en Argentina. En 1926 aislò T. cruzi en un perro y en 1927 diagnosticò clínicamente el primer caso agudo. En 1935 Cecilio Romaña describe el síndrome denominado complejo oftalmoganglionar, chacoma ocular o signo de Romaña (Anexo 1). Junto con los países anteriormente mencionados, la infecciòn también ha sido descrita en Guatemala (Reichenow, 1933), Chile (Noé y Neghme, 1937) Paraguay (González y Rivarola, 1939), México (Mazzoti, 1940), Costa Rica (Bullow, 1941), 10

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Panamá (Calero, 1948), Ecuador (Rodríguez y Torrico, 1959), Honduras (Laínez y Fernández, 1960) y EEUU (Woody, 1955) (cit. Chassagnade, 2009). Por lo que respecta a Venezuela, cuatro años antes de la primera descripciòn realizada en Brasil por Carlos Chagas, el investigador Rafael Rangel (1905) describe la Tripanosomosis equina, producida por T. equinum. No obstante, la primera descripciòn de la enfermedad de Chagas en este país fue realizada por Risquez (1911) y unos años más tarde, PinoPou (1919) confirma la existencia de la misma ante la sociedad médica. Su exposiciòn fue recibida con sorna y sarcasmos, según señala este investigador, hasta que en el mismo año, Tejera-París (1919) identifica la presencia del parásito en humanos y vectores. Posteriormente, Torrealba (1935, 1943) (cit. Acquatella, 2003) demostrò la grave situaciòn y extensiòn de la parasitosis en los Llanos Centrales, al comprobar còmo la enfermedad diezmaba la poblaciòn infantil junto con el paludismo y otras enfermedades parasitarias, alcanzando una prevalencia del 25% y describe el primer caso de miocarditis chagásica en una niña campesina (De Suárez, 2004). Los estudios epidemiològicos son más numerosos a partir de 1933, destacando las publicaciones de los investigadores Torrealba y Pifano, cuyos trabajos han servido de referencia en las últimas cinco décadas (De Suárez, 2004). Más recientemente, destacan los trabajos de Briceño-Moreno y col. (2003), quienes señalan seroprevalencias (mediante las técnicas de ELISA y MABA) de 11,4%, 6,8% y 5,6% en las comunidades de Cauderales y Guariquito (estado Lara) y Nirgua (estado Yaracuy), respectivamente. Valores similares han sido obtenidos en el municipio Urdaneta (comunidad de La Uniòn) (9,3%) y las comunidades de San Pedro de Montserrat y San Miguel (7,4%), mientras que la prevalencia es sensiblemente inferior en la regiòn Centro-Occidental (1,5%) (Quero y col., 2005; Gòmez y col., 2005; Rojas y col., 2007). Asimismo, cabe destacar los estudios anatomopatològicos realizados en Venezuela por Drayer y Carbonell (1947) y Carbonell (1949) en pacientes con miocarditis crònica, de acuerdo con la descripciòn de Torres (1917) y Chagas (1922) (cit. De Suárez, 2004). Entre 1960 y 1970 comienza lo que se ha denominado la época de oro de la miocarditis chagásica, con estudios epidemiològicos e investigaciones 11

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anatomopatològicas realizadas en el Instituto de Medicina Tropical y la Universidad Central de Venezuela, coordinados por el Centro de Enfermedades Cardiovasculares del entonces Ministerio de Sanidad y Asistencia Social. Por otra parte, cabe señalar los trabajos experimentales y las autopsias realizadas en el Instituto Anatomopatològico y Servicio de Anatomía Patològica del Hospital Vargas de Caracas (cit. De Suárez, 2004). Teniendo en cuenta el carácter endémico de esta enfermedad, Romaña clasificò a los países de Oriente Medio y América del Sur en tres grupos: Grupo I, constituído por países con programas nacionales contra la enfermedad de Chagas (Argentina, Brasil, Uruguay, Chile y Venezuela); Grupo II, compuesto por países donde existía informaciòn acerca de la misma (Guatemala, Panamá, Ecuador y Perú) y en el Grupo III, incluye los países y territorios donde se desconocía su importancia (México, Belice, El Salvador, Honduras, Nicaragua, Costa Rica, Colombia, Guyana, Surinam, Guayana Francesa, Bolivia y Paraguay) (Romaña, 1963). En el momento actual y como consecuencia de la migraciòn, la enfermedad de Chagas está presente en diversos países donde anteriormente no había sido descrita. Es el caso de los EEUU, donde las estimaciones realizadas en 1990 indicaban la existencia de 100.000 personas residentes infectadas, aunque únicamente se han descrito cinco casos autòctonos (Herwaldt y col., 1999). No obstante, se considera que un gran número de inmigrantes latinoamericanos están infectados, por lo que es necesario descartar la presencia del parásito en donantes de sangre y òrganos (Hagar y Shahbudin, 1991; Acquatella, 2003).

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Tabla 1. Cronología/Enfermedad de Chagas en América PAÍS

AÑO

INVESTIGADOR

Brasil El Salvador Venezuela

1909 1914 1919

C. Chagas J. V. Segovia E. Tejera

Argentina Colombia

1926 1929

Mazza Cesar Uribe P.

Uruguay Guatemala

1929 1933

Talice Reichenow

Chile Paraguay

1937 1939

Noé y Neghme González y Rivarola

Méjico Costa Rica Bolivia Perú Panamá Estados Unidos

1940 1941 1943 1944 1948 1955

L. Mazzoti Bullow Mazza. S y Chacon. R. Ayulo y Herrer Calero N. Woody

Ecuador Honduras

1959 1960

Rodríguez Laínez y Fernández

(Chagas, 1909; Segovia, 1914; Talice y col., 1930; Reichenow, 1933; Mazzoti, 1940; Bullow, 1941, Mazza y Chacon, 1943; Calero, 1948, García-Caceres, 1951; Woody, 1955; Laínez y Fernández, 1960; Serpa-Florez, 2000; Acquatella, 2003; Chassagnade, 2009)

Por otra parte, el conocimiento de los hospedadores reservorios de T. cruzi ha sido de gran interés en la epidemiología de la Enfermedad de Chagas, entre las que cabe citar diversas especies de mamíferos, en particular carnívoros y félidos (González y col., 1995, 1998) (cit. Chassagnade, 2009). Se han encontrado más de 150 especies

naturalmente infectadas, incluida la humana. En Argentina, se han descrito infecciones naturales por T. cruzi en carnívoros, marsupiales, armadillos, quiròpteros y varias especies de primates (Peters y Giles, 1989) (cit. Chassagnade, 2009), así como diversos animales domésticos entre los que destacan caninos y felinos (Minter, 1976, Gail y col., 1977; Barr y col., 1991; Bradley y col., 2000) (cit. Chassagnade, 2009). Numerosos estudios realizados en este país han puesto de manifiesto que los perros son los principales reservorios, ya que se mantienen infectados durante largos períodos de tiempo. La prevalencia de infecciòn en esta especie es de 23-34% en la zona norte y 15,2% en el Chaco (Gurtler y col., 1996) (Chassagnade, 2009) (Castañera y col., 1998), mientras que un estudio más reciente señala valores del 12,7% mediante la técnica de Hemoaglutinaciòn indirecta y 10,8% 13

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con inmunofluorescencia indirecta. Por lo que respecta a los valores de seropositividad en perros en otros países, cabe señalar los registrados en Méjico (10%), Costa Rica (hasta 27,7% en áreas rurales), Panamá (12,2%) o Costa Rica (6,2%) (Blandon y col., 1995; Montenegro y col., 2002; Reyes y col. 2002; Sosa-Jurado, 2004) (cit. Chassagnade, 2009). Porcentajes más elevados se han descrito en zonas endémicas de Brasil (68%) y Colombia (61,1%-70%) (Baldini-Lucheis, 2003). En este último país, Turriago-Gòmez y col. (2008) señalan 10,7% de animales positivos mediante la técnica de inmunofluorescencia indirecta y 2,2% con la prueba de xenodiagnòstico estableciendo una asociaciòn significativa entre las características de la vivienda, la presencia de locales anejos a esta y la prevalencia de infecciòn por T. cruzi en perros. En relaciòn con los estudios seroepidemiològicos llevados a cabo en otras especies animales, cabe señalar el realizado por Correa y col. (1982) en Chile, donde identificaron anticuerpos anti-T. cruzi mediante la técnica de hemoaglutinaciòn en ganado caprino (7,8%), ovino (4,8%), conejos (11,7%), perros (9,1%) y gatos (11,9%), mientras que en la poblaciòn humana se registraron valores del 8,4%. En Venezuela también se han realizado diversos estudios epidemiològicos en animales. Concretamente, los primeros estudios experimentales en perros infectados con T. cruzi se inician en1962 por parte de los investigadores Domínguez, Suárez y Alemán (Instituto de Medicina Tropical) (cit. De Suárez, 2004), quienes determinaron las alteraciones del sistema parasimpático en corazones con miocarditis crònica chagásica, base morfològica de la disautonomía neurovegetativa que presentan los enfermos portadores de la enfermedad. Los resultados preliminares fueron publicados en Alemania y desgraciadamente no se dispone de publicaciones en Venezuela. (Anselmi y col., 1962; Pifano y col., 1962) (cit. De Suárez, 2004).

Las primeras publicaciones del Instituto de Medicina Tropical de Venezuela sobre infecciones experimentales en perros y ratones datan de 1965, algunas de las cuales relacionan las alteraciones histopatològicas, las lesiones tisulares, así como las zonas de adelgazamiento de la pared ventricular y otros hallazgos electrocardiográficos, radiográficos y clínicos con la sintomatología cardiaca de la enfermedad (Pifano y col., 14

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1965; Anselmi y col., 1967) (cit. De Suárez, 2004). En relaciòn con la prevalencia de infecciòn en perros en este país, destacan los estudios realizados por Telford y col. (1981), al observar còmo la mitad de los perros muestreados en el Valle de Yaracuy (70/140) eran positivos mediante la técnica de xenodiagnòstico. Por su parte, Quero y col. (2005) señalan valores de seroprevalencia del 3% en 122 perros del Municipio Urdaneta (Estado Lara), porcentaje similar al observado en otros estudios realizados en el mismo Estado (Municipio Urdaneta) (68%) por Gòmez y col. (2005) y Cerrada y col. (2005), si bien todas las pruebas de xenodiagnòstico realizadas por estos investigadores fueron negativas.

Por su parte, Rojas y col. (2007) detectaron la presencia de anticuerpos anti-T. cruzi con las técnicas ELISA Y MABA en 6,4 % de los perros analizados, siendo la seroprevalencia superior en animales de 2-3 y 6-7 años mientras que los mayores de 10 años o menores de 1 año eran negativos. Los mismos autores capturaron en la zona circundante a las viviendas un total de 545 triatominos, observando un claro predominio de la especie Triatoma maculata (97,8%) en comparaciòn con Eratyrus mucronatus (1,65%) y Panstrongylus geniculatus (0,36%), estos últimos dentro de las viviendas. T. cruzi únicamente fue identificado en dos ejemplares de Triatoma maculata.

Autores como Machado y col. (2001) indican que la presencia de perros infectados en las viviendas multiplica al menos por cuatro el riesgo de infecciòn en niños, por lo cual son considerados como centinelas naturales de la infecciòn (Lauricella y col., 1986) (cit. Chassagnade, 2009). II.2.- Biología General II.2.1.- Origen y evolución Los seres vivos pueden ser clasificados en cinco reinos: Monera, Protista, Fungi, Plantae y Animalia. El subreino Protozoo, incluido en el reino Protista, comprende esencialmente organismos unicelulares eucariotas, provistos de un núcleo diferenciado y otras organelas membranosas (mitocondrias, aparato de Golgi, lisosomas, vacuolas, entre otros) que soportan o confieren actividades celulares específicas, además de carecer de pared celular rígida externa, lo cual los diferencia de otros eucariotas 15

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inferiores (Rey, 2001). Según Strickberger (1996) resulta difícil conocer el origen de los Eucariotas, pues prácticamente no existen fòsiles de los mismos, por lo cual se han propuesto numerosas hipòtesis basadas en métodos tradicionales de anatomía comparada y paleontología, así como el uso de técnicas modernas de geoquímica orgánica, bioquímica comparada y más recientemente de biología molecular, gracias a la cual se ha podido llegar a la conclusiòn de que la totalidad de los seres vivos actuales pertenecen a tres linajes unitarios: Archeabacterias, Eubacterias y Eucariotas y que el origen de estos últimos se produjo mediante asociaciones mutuales.

En base al estudio de la subunidad ribosomal 16S del RNA, algunos autores sostienen que el grupo amitocondriata (protozoarios carentes de mitocondria) representan el linaje más antiguo, a partir del cual se produjo la divergencia del grupo mitocondriata desde los que se originaron primero los òrdenes Euglenophyta y Kinetoplastida, en el cual se incluyen los Trypanosoma (Leipe y col., 1993). Según otras teorías, el Eucariota actual más antiguo fue la Euglena, que puede alternar una nutriciòn heteròtrofa y autòtrofa. La pérdida de cloroplastos dio origen a una gran diversidad de protozoos heteròtrofos y el primer linaje divergente estaría representado por los Trypanosomas (Strickberge, 1996). Ambas teorías sitúan filogenéticamente muy pròximos los òrdenes Euglenophyta y

Kinetoplastida,

que

incluyen

pequeños

flagelados

heterotròficos.

Estos

microorganismos fueron inicialmente formas de vida libre que habitaron ambientes tanto microaeròfilos como anaerobios, para evolucionar después hacia el parasitismo. Casi 10.000 de las más de 65.000 especies identificadas de protozoarios son parásitos específicos de un abanico más o menos amplio de hospedadores (Leipe y col., 1993; Schofield, 2000). Por su parte, Atias (1998) indica que el género Trypanosoma apareciò en el período Cámbrico hace aproximadamente 500 millones de años. II.2.2.- Taxonomía Según el Comité de Sistemática y Evoluciòn de la Sociedad de Protozoología, la clasificaciòn taxonòmica más comúnmente aceptada de Trypanosoma cruzi es la que describe a continuaciòn. 16

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Reino Protista Subreino Protozoa Phylum Sarcomastigophora Sub phylum Mastigophora Clase Zoomastogophorea Orden Kinetoplastida Familia Trypanosomatidae Género Trypanosoma Sub género Schizotrypanum Secciòn Stercoraria Especie Trypanosoma cruzi Figura 1. Clasificación taxonómica: Trypanosoma cruzi (Adaptado de Levine y col., 1980; Corliss, 1994; Rey, 2001)

Hoare (1972) (cit. Brener, 1973) clasifica los tripanosomas de los mamíferos en dos secciones en base al comportamiento del parásito, inicialmente en el vector y secundariamente en el hospedador vertebrado: secciòn Salivaria y secciòn Estercoraría. Esta última incluye los trypanosomas que se multiplican en el tubo digestivo de vectores y cuya transmisiòn se realiza a través de las heces, como es el caso de T. cruzi. Cuando se multiplica en los mamíferos, T. cruzi adopta las formas de amastigote y tripomastigote, mientras que en el insecto vector adquiere la forma de epimastigote, que se multiplica repetidamente por fisiòn binaria simple y se desplaza gradualmente hasta colonizar la parte posterior del intestino, donde se desarrollan los tripomastigotes metacíclicos que son eliminados con las heces. Dentro del género Trypanosoma se incluyen 3 subgéneros, Megatrypanum, Herpetosoma y Schizotrypanum, en el último de los cuales está incluida la especie, T. cruzi (Kreier y Baker, 1987). Según Kreier y Baker (1987), la única especie de interés médico en el subgénero Schizotrypanum es Trypanosoma cruzi, parásita del hombre y de otros mamíferos en América Central y del Sur. Este subgénero comprende esencialmente un grupo de parásitos de quiròpteros, aunque una de la especies, T. cruzi, se ha adaptado a nuevos hospedadores, convirtiéndose en patògena para ellos y especialmente para el hombre. II.2.2.1.- Género Trypanosoma. Subgénero Schizotrypanum Carlos Justiniano Das Chagas (1909) realizò uno los descubrimientos más importantes en el mundo de la Parasitología, al describir la morfología de un 17

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protozoario al cual denominò T. cruzi en honor a su maestro Oswaldo Cruz. Dicho protozoario fue aislado del tubo digestivo de un insecto hematòfago (reduvídeo), concretamente Panstrongylus megistus. En ese mismo año, Chagas aislò el parásito en la sangre de una niña de 2 años, la cual presentaba linfoadenopatia, fiebre e infiltraciòn edematosa de la cara y hepato-esplenomegalia. La descripciòn original de esta especie la incluye en el género Trypanosoma y por entonces solamente se conocían las formas circulantes en sangre en los vertebrados. Posteriormente se observaron las formas tisulares y Chagas (1911) creyò ver formas esquizogònicas de multiplicaciòn, creando entonces el género Schizotrypanum. Al poco tiempo, este autor comprobò que lo que en realidad había observado eran formas de Pneumocystis carinii. En 1911, Vianna (cit Diaz-Ungria, 1970) demostrò la multiplicaciòn intracelular del parásito en forma de amastigote circunstancia que motivò su inclusiòn en el género Trypanosoma. Trypanosoma cruzi es un protozoario flagelado pleomòrfico de ciclo evolutivo complejo, durante el cual experimenta diversas transformaciones tanto en el hospedador vertebrado como en el vector triatomino (Miles, 1996) (cit. Feliciangeli, 2002). La reproducciòn es predominantemente clonal, aunque en el ciclo selvático existe evidencia de intercambios genéticos (Tibayrenc, 1995, Carrasco, 1996). Considerado como un organismo diploide, la interacciòn sexual de T. cruzi se restringe a algunas poblaciones selváticas. Mediante ensayos con isoenzimas y microsatélites se ha comprobado que las cepas de este protozoo son frecuentemente multiclonales y posiblemente, los pacientes y vectores se infectan al menos con dos clones genéticamente diferentes (Tibayrenc y Ward, 1986; Tibayrenc y Ayala, 1988; Briones y col., 1999). Los estudios filogenéticos han demostrado que Trypanosoma (Schyzotrypanum) cruzi ya se encontraba en América hace 80 millones de años, aunque su presencia parece que estaba restringida a regiones de selva tropical del continente americano (Diaz-Ungria, 1970; Guhl y Nicholls, 2001). Mediante análisis de corazòn, riñòn e intestino de 27 cuerpos momificado provenientes del desierto de Atacama al norte de Chile, Guhl y col. (1997; 1999) lograron extraer un segmento de DNA correspondiente al kinetoplasto de T. cruzi. El segmento fue amplificado utilizando la reacciòn en 18

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cadena de la polimerasa (PCR) en 11 de estas momias. Estos hallazgos constituyen la documentaciòn más antigua de la presencia de T. cruzi en el planeta, ya que los cuerpos tenían entre 2000 y 4000 años de antigüedad. Mediante estudios filogenéticos realizados a partir de las secuencias de subunidades de rDNA, Briones y col. (1999) han confirmado que T. rangeli está estrechamente interrelacionado con T. cruzi y T. brucei, por lo que sugieren la existencia de dos linajes de T. cruzi, entre los cuales existe una divergencia que oscila entre 88 y 37 millones de años. La hipòtesis que señalan dichos autores es que el linaje 2 pertenece originalmente a los indígenas de Sudamérica, mientras que el linaje 1 fue introducido desde Norteamérica a través de mamíferos, tras la conexiòn de las Américas en el Plioceno (5 mil millones de años) o a partir de roedores caviomorfos y primates en el Oligoceno (38 mil millones de años). Esta hipòtesis explicaría la asociaciòn preferencial del linaje 2 de T. cruzi con los marsupiales y del linaje 1 con humanos.

En este sentido, uno de los principales problemas planteados consiste en determinar si las diferencias geográficas en los cuadros clínicos-patològicos y en la respuesta de los pacientes al tratamiento son consecuencia de las diferencias en las cepas de T. cruzi que prevalecen en cada regiòn. Un interesante avance se ha obtenido con la electroforesis de isoenzimas 1, que ha permitido identificar y agrupar cepas de T. cruzi según sus perfiles isoenzimáticos bajo el nombre de zimodemas, es decir, una poblaciòn de parásitos con perfiles isoenzimáticos idénticos. El introductor de esta técnica en el estudio de T. cruzi identificò tres zimodemas en Brasil: zimodema 1 (Z1), de origen selvático, zimodema 2 (Z2), de ciclo doméstico y zimodema 3 (Z3), también de ciclo selvático (Miles, 1983). En Venezuela se han encontrado los zimodemas Z1 y Z3, con predominio del primero (Miles, 1983). II.2.2.2.- Caracteres morfológicos Cazzulo (1990) y De Souza (2002) (cit. Mateo-Carrasco, 2007) han señalado que T. cruzi es un parásito pleomòrfico durante su ciclo vital, aspecto que refleja su gran capacidad adaptativa. Adopta diversas morfologías durante su desarrollo en hospedadores vertebrados e invertebrados, las cuales reciben diversas denominaciones de acuerdo con el tamaño y la posiciòn del kinetoplasto, el nacimiento y longitud del 19

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flagelo con relaciòn al núcleo y la extensiòn de la membrana ondulante (MateoCarrasco, 2007). Estadío Amastigote, también conocido como esferomastigote o micromastigote,

forma aflagelada o forma de Leishmania o “leishmanoide” de Wenyon. Este estadio de pequeñas dimensiones (2 µm) y contorno aproximadamente circular tiene escaso citoplasma y un núcleo relativamente grande, redondo y excéntrico (Figura 2). El kinetoplasto es bien visible y el flagelo se reduce al segmento intracelular, por lo que no es reconocible en las preparaciones coloreadas y examinadas al microscopio òptico. Es una forma inmòvil que adopta el parásito como organismo intracelular en los mamíferos. (Horae, 1972; Rey, 2001). Este estadío de amastigote intracelular es la única forma replicativa en el hospedador vertebrado (Stevens y col, 2001; MateoCarrasco, 2007).  Estadío Epimastigote: denominado inicialmente Crithidia, tiene aspecto fusiforme y

longitud de 20- 40 µm (Figura 2). El kinetoplasto está situado en la proximidad del núcleo y la bolsa flagelar, siempre estrecha, se abre lateralmente. El flagelo emerge a lo largo de la extremidad anterior, aunque se mantiene unido a la membrana del citosoma por una porciòn de vaina flagelar denominada membrana ondulante, que acompaña en los movimientos flagelares. El flagelo es libre después de traspasar el polo anterior de la célula. Es la forma que adopta el parásito cuando se multiplica en el intestino de los triatominos y en los medios de cultivo sintéticos, así como en la fase final del ciclo intracelular del parásito en los hospedadores vertebrados. Es un estadio poco infectante (Smyth, 1994; Mateo-Carrasco, 2007). Estadío Tripomastigote: corresponde a la forma “Trypanosòmica” de Wenyon

(Horae, 1972), tiene aspecto fusiforme, una longitud de 15-25 µm y diámetro de 2 µm (Figura 2). Su citoplasma es granuloso y el núcleo oval, central y vesiculoso; posee un kinetoplasto voluminoso sub-terminal posterior al núcleo, que contiene 30% del DNA del parásito. Este último y la bolsa flagelar están ubicados en la regiòn situada entre el núcleo y el extremo posterior del parásito; el flagelo recorre externamente todo el citoplasma al que está adherido por su larga membrana ondulante. Esta forma se encuentra en la parte posterior del intestino o ampolla rectal (Tripomastigote metacíclico), heces y orina de los hospedadores invertebrados, así como en la fase 20

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líquida de los cultivos celulares y también libres en el torrente sanguíneo de los hospedadores mamíferos (tripomastigotes sanguíneos) (Chia-Tung Pan, 1978; Atias, 1998; Mateo-Carrasco, 2007). Los tripomastigotes son capaces de dividirse y constituyen la forma infectante tanto para los mamíferos como para los triatominos, cuando éstos ingieren sangre de un mamífero infectado (Rey, 2001; Mateo-Carrasco, 2007).

Figura 2. Esquema representativo de los diferentes estadíos de T. cruzi (Rey, 2001).

II.2.2.3.- Características estructurales El núcleo de T. cruzi es denso, de configuraciòn esférica, ovoide o elipsoide y aspecto granuloso y se sitúa en la parte anterior, media o posterior, dependiendo del estadío del parásito. La membrana celular está sustentada en su cara interna por numerosos microtúbulos paralelos, que se extienden de forma levemente helicoidal de un extremo al otro del protozoo. Esta membrana presenta glicoproteínas que desempeñan un importante papel de reconocimiento y penetraciòn celular, con variaciones que dependen del estadío del parásito (Figura 3) (Mehlhorn y col., 1977).

Los tripanosomas poseen una organela propia del Orden Trypanosomatida denominada Glicosoma, identificada por primera vez en T. brucei (Opperdoes y col., 1997a; 1997b) y más recientemente en T. cruzi (Taylor y col., 1980; Cannata y col., 1982). Dicha organela contiene la mayor parte de las enzimas glucolíticas (7), algunas relacionadas con la biosíntesis de las pirimidinas y otras relacionadas con la fijaciòn de CO2) (Cannata y Cazzulo, 1984).

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El complejo kinetoplasto-mitocondria y el flagelo representan las características estructurales de mayor importancia. La mitocondria de forma tubular única y ramificada tiene una pared irregular que se continúa con la pared del kinetoplasto (Rey, 2001). El flagelo constituye junto al cuerpo basal o cinetosoma el òrgano de movimiento del parásito (Ormerod y Venkatesan, 1971). El cuerpo basal está formado por 9 tripletes de microtúbulos, es totalmente intracitoplasmático en su parte proximal y en su parte distal se proyecta sobre la bolsa flagelar, que realmente es una extensiòn tubular de la membrana celular. A partir de allí recibe el nombre de flagelo, constituido por 9 pares de microtúbulos periféricos y uno central que se continúa con el axonema (Figura 3).

El kinetoplasto es una organela exclusiva del Orden Kinetoplastida y una de las estructuras más estudiadas por métodos moleculares con el fin de identificar y clasificar las diferentes especies de Trypanosoma. El kinetoplasto está representado por una regiòn rica en DNA, ya que contiene cerca del 30% del DNA del parásito, el cual también es conocido como kDNA. Estructuralmente está formado por una red de moléculas interligadas, de conformaciòn circular de dos tamaños, designados como maxi-círculos y mini-círculos. La amplificaciòn de la regiòn de los mini-círculos de kDNA de T. cruzi mediante los primers P35/P36 produce una banda característica de 330 pares de bases (pb), permitiendo la detecciòn del equivalente a una milésima de una única célula del parásito. (González- Cappa y col., 1996; Vallejo y col., 1999) (cit. Chasegnade, 2009).

Figura 3. Representación esquemática: Trypanosoma. (Rey, 2001).

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II.2.2.4.- Composición Química y Metabolismo Los estudios sobre la composiciòn química y el metabolismo de T. cruzi son numerosos. Los epimastigotes contienen 50% de proteínas y 20% de lípidos. El parásito metaboliza la glucosa y otros azúcares, realizando una fermentaciòn aeròbica con excreciòn de ácidos orgánicos (Cazzulo, 1990).

Asimismo, los tripanosomas dependen de fuentes de carbono presentes en el hospedador para su metabolismo energético. Concretamente, los tripomastigotes de T. brucei y T. cruzi utilizan la glucosa extracelular del hospedador vertebrado. Por su parte, las formas presentes en el insecto vector utilizan el catabolismo de aminoácidos para producir energía, con preferencia por la L-prolina, aunque T. cruzi puede utilizar también D-prolina y L-histidina. No obstante, tanto T. brucei como T. cruzi consumen preferiblemente glucosa cuando ésta se encuentra en el medio (Bringaudy col., 2006; Castillo-Acosta, 2007). Los parásitos pertenecientes a los géneros Trypanosoma y Leishmania presentan algunas diferencias en el metabolismo de los aminoácidos. Los transportadores de aminoácidos constituyen una de las grandes familias de permeasas en estos parásitos, con un número de miembros que alcanza 29, 38 y 42 en Leishmania, T. brucei y T. cruzi, respectivamente. Este hecho está en consonancia con la falta de rutas biosintéticas de aminoácidos esenciales en estos parásitos, por lo que precisan de una fuente exògena energética de prolina (excepto en la forma sanguínea de T. brucei), de glutamina para varias rutas biosintéticas, de cisteína como fuente adicional de azufre y de tirosina para la síntesis de proteínas (Castillo-Acosta, 2007). La mayoría de las enzimas de la ruta clásica de oxidaciòn de aminoácidos aromáticos están ausentes, aunque en todas las especies se han identificado genes para la transaminaciòn y reducciòn al derivado aromático de lactato correspondiente. El catabolismo de la histidina parece que no está presente en T. brucei, sin embargo, en T. cruzi existe una ruta típicamente eucariota excepto para la última enzima, la glutamato formimino-aminotransferasa, que sòlo se encuentra en T. cruzi y en Tetrahymena. La arginina quinasa presente en T. brucei y T. cruzi ha sido propuesta como una posible diana terapéutica, mientras que la fosfoarginina podría ser utilizada como fuente 23

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transitoria de energía para la renovaciòn de ATP al igual que ocurre con la fosfocreatina en vertebrados (Castillo-Acosta, 2007). Por otra parte, la mayoría de los organismos contienen concentraciones milimolares de poliaminas, implicadas en el crecimiento y diferenciaciòn celular. Sin embargo, los tripanosomátidos contienen tripanotiòn en vez de glutatiòn, sintetizado a partir de espermidina y glutatiòn, que junto con la tripanotiòn reductasa y el sistema peroxidasa dependiente de tripanotiòn tienen un papel importante en la defensa frente al estrés oxidativo, el mantenimiento de un adecuado balance redox intracelular, la síntesis de desoxirribonucleòtidos y la resistencia a compuestos antimoniales trivalentes (Castillo-Acosta, 2007). Los tripanosomátidos carecen de catalasa y peroxidasas dependientes de selenio, por lo que las peroxidasas dependientes de tripanotiòn son imprescindibles para la eliminaciòn de los peròxidos. Por este motivo, estas proteínas junto con las triparedoxinas, homòlogas de la tioredoxinas, son consideradas como dianas de fármacos (Castillo-Acosta, 2007). A diferencia de algunas células de mamíferos, en las que el esteroide fundamental es el colesterol, los principales componentes de las membranas celulares de hongos, plantas y parásitos protozoos como Leishmania spp. y T. cruzi son el ergosterol y los 24-alquil esteroles. En el caso de T. brucei, la forma procíclica del parásito sintetiza ergosterol y otros 24-alquil esteroles, mientras que la forma sanguínea utiliza el colesterol del hospedador mediante su introducciòn por los receptores LDL. Estas importantes diferencias en el metabolismo de esteroles entre parásitos y células del mamífero podrían ser utilizadas en el diseño de agentes antiparasitarios (Grosy col., 2006; Castillo-Acosta, 2007). Otra característica destacable es la incapacidad que presentan los tripanosomátidos para llevar a cabo la síntesis de purinas, por lo que dependen absolutamente de la incorporaciòn de purinas preformadas presentes en sus hospedadores mediante una ruta de recuperaciòn de purinas. Esta observaciòn está reforzada por el hecho de que nueve de los diez genes requeridos para sintetizar inopina monofosfato (IMP) a partir de fosforribosil pirofosfato (PRPP) no están presentes en el genoma. El único gen que se ha encontrado es el que codifica la adenilsuccinato liasa, la cual convierte IMP en AMP 24

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en la ruta de recuperaciòn de purinas. Por ello, los nucleòsidos o nucleobases purínicos presentes en el hospedador son utilizados como fuente de purinas por el parásito (Castillo-Acosta, 2007). Esta incorporaciòn es mediada por transportadores de nucleòsidos o nucleobases localizados en la membrana plasmática del parásito, los cuales proporcionan rutas de penetraciòn específicas de sustrato. Por el contrario, estos protozoos obtienen la fuente de pirimidinas mediante la síntesis de novo. En esta ruta, donde están implicadas varias enzimas, existen múltiples puntos que divergen de los encontrados en células de mamíferos, característica que también podría ser utilizada en el diseño de nuevos fármacos antiprotozoarios (Castillo-Acosta, 2007). II.2.2.5.- Requerimientos de Trypanosoma cruzi T. cruzi tiene una gran capacidad para sobrevivir en distintos medios y condiciones de temperatura, osmolaridad, composiciòn iònica y pH (Mehlhorn y Piekarski, 1993) (cit. Rodríguez, 2009). Un buen ejemplo de este hecho es que los epimastigotes se propagan naturalmente en el tracto intestinal de los triatominos, donde el pH es ácido (pH 5-6) y pueden habitar en la sangre con un pH aproximadamente neutro (Ribeiro y Pereira, 1984) (cit. Rodríguez, 2009). Asímismo, cuando los parásitos invaden las células del hospedador mamífero se localizan en los lisosomas, en un medio considerablemente ácido (pH 4,5-5,5) y posteriormente pasan al citoplasma donde el pH oscila entre 7 y 7,2. (Vanderhexden y col., 1996) (cit. Rodríguez, 2009).

II.2.2.6.- Mecanismos de penetración de Trypanosoma cruzi. La posibilidad de acceder al interior de las células del hospedador es un proceso de vital importancia para la supervivencia y replicaciòn de muchos protozoos parásitos, puesto que en el medio extracelular se encuentran expuestos a la respuesta inmune del hospedador y sin los nutrientes necesarios para sus procesos metabòlicos. Para ello, el parásito debe eludir la barrera física representada por la membrana celular y una vez dentro evitar el efecto citotòxico de las enzimas lisosòmicas (Rodríguez, 2009). En el caso de la invasiòn celular por parte de T. cruzi, inicialmente se asumía que el proceso de entrada era similar al de las bacterias al movilizar el esqueleto de actina 25

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en un proceso tipo fagocitosis. Sin embargo, estudios posteriores han determinado que la presencia de actina no polimerizada alrededor de las vacuolas parasitarias recientemente formadas, determina la desorganizaciòn de los microfilamentos de la célula hospedadora en el momento de la invasiòn, lo que ha conducido a diversos postulados para explicar este fenòmeno (Rodríguez, 2009). El estudio realizado durante el proceso de invasiòn en fibroblastos, ha revelado que se produce un acúmulo gradual de lisosomas en el lugar de penetraciòn del parásito en la célula hospedadora y la fusiòn progresiva de los mismos con la membrana plasmática, mecanismo que supuestamente es utilizado por T. cruzi para facilitar su entrada. Posteriormente, se ha ratificado que este proceso es necesario en condiciones fisiològicas para reparar las membranas celulares, siendo dicha migraciòn lisosomal dependiente del calcio (Gerasimenko y col., 2001; McNeil, 2002; Meldolesi, 2003) (cit. Rodríguez, 2009). Estas observaciones indican que la fusiòn de los lisosomas con la membrana plasmática es imprescindible para que T. cruzi pueda penetrar en las células y este proceso se activa mediante el incremento del calcio intracelular libre, inducido por factores solubles y secreciones liberadas por el parásito. Burleigh (2002) (cit. Rodríguez 2009) señala que junto con estas corrientes de calcio, los tripomastigotes de T. cruzi también incrementan el AMP cíclico en la célula hospedadora, lo cual desempeña un papel decisivo en los mecanismos de invasiòn, puesto que la entrada de los tripomastigotes se reduce considerablemente en células tratadas con inhibidores de la adenilato ciclasa. El incremento de AMP cíclico estimula la exocitosis regulada por calcio en varios tipos celulares. Aunque los mecanismos responsables de este efecto no se conocen con exactitud, se supone que la invasiòn de la barrera física representada por el citoesqueleto de actina puede estar facilitada por las vesículas de la membrana plasmática. Por otra parte, existe gran controversia en relaciòn con la funciòn de la actina en el proceso de invasiòn de T. cruzi. Según Barbosa y col. (1995); Burleigh y col. (1995, 1998) y Mortara (1999) (cit. Rodríguez, 2009), la actina interfiere el proceso de invasiòn, mientras que Caler (2000) y Sibley (2000) (cit. Rodríguez, 2009) indican que la citocalasina lo estimula.

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En resumen, se puede concluir que el proceso de invasiòn de T. cruzi en las células hospedadoras es multifactorial, complejo y requiere la modulaciòn de varias rutas celulares normales. Una de estas rutas está relacionada con la fusiòn de los lisosomas a la membrana celular y requiere la reorganizaciòn del citoesqueleto cortical de actina. Además, el parásito puede acceder mediante endocitosis por medio de vacuolas ricas en fosfolípidos, en un proceso independiente del citoesqueleto de actina pero que a la larga requiere que tales vacuolas se fusionen con lisosomas para producir la infecciòn, aunque se desconocen los mecanismos a través de los cuales el parásito modula la respuesta celular (Rodríguez, 2009).

II.3.- Taxonomía del vector II.3.1.- Familia Reduviidae II.3.1.1.- Triatominos: Biología general La transmisiòn de T. cruzi requiere la participaciòn de un vector. Aunque diversos artròpodos han sido infectados experimentalmente con T. cruzi, solamente los triatominos son epidemiològicamente importantes en la transmisiòn de la enfermedad de Chagas (Carcavallo, 1977) (cit. Soto y col., 2001). Reino Animal Subreino Eumetazoa Super Phylum Protostomia Phylum Artropoda Sub Phylum Mandibulata Clase Insecta Subclase Pterygota Divisiòn Exopterygota Orden Hemiptera Suborden Prosorrhyncha Superfamilia Reduvioidea Familia Reduviidae Subfamilia Triatominae Tribu Rhodmini Triatomini Gêneros Rhodnius Triatoma Panstrongylus Figura 4. Triatominos: Clasificación taxonómica (adaptado de Borror y col., 1981)

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La familia Reduviidae está constituida por 17 subfamilias, dos de las cuales no están presentes en el continente americano. La subfamilia Triatominae es la más importante dentro de los depredadores Reduviideos, caracterizados por su hábito terrestre, depredador y hematòfago obligado. Actualmente existen 139 especies agrupadas en 5 tribus y 14 géneros. Todos ellos se alimentan de sangre de vertebrados y algunas incluso de invertebrados (Carcavallo, 1977) (cit. Soto y col., 2001). Por su parte, Galvão y col. (2004) (cit. Chassagnade, 2009) únicamente reconocen 3 géneros en la subfamilia Triatominae, que agrupan un total de 67 especies de Triatoma, 13 de Panstrongylus y 16 de Rhodnius. Su clasificaciòn taxonòmica aparece reflejada en la Figura 4.

Las especies descritas en el género Triatoma (Laporte, 1832) incluyen T. amicitiae, T. arthurneivai, T. baratai, T. barberi, T. bolivari, T. bouvieri, T. brailovskyi, T. brasiliensis, T. breyeri, T. caracvalloi, T. carrioni, T. cavernícola, T. circummaculata, T. costalimai, T. deaneorum, T. delpontei, T. dimidiata, T. dispar, T. eratyrusiformis, T. garciabesi, T. gerstaeckeri, T. gomeznunezi, T. guasayana, T. guazu, T. hegneri, T. incrassate, T. indictiva, T. infestans infestans, T. infestans melanosoma, T. jurbergi, T. klugi, T. lecticularia, T. lenti, T. Leopoldo, T. limai, T. maculata, T. matogrossensis, T. melanocephala, T. mexicana, T. migrans, T. neotomae, T. nigromaculata, T. nitida, T. oliveirai, T. patagónica, T. peninsulares, T. petrochiao, T. protacta, T. pseudomaculata, T. pugasi, T. recurva, T. rubida, T. rubrofasciata, T. rubrovaria, T. ryckmani, T. sanguisuga, T. sherlocki, T. sinaloenses, T. sinica, T. sordida, T. tibiamaculata, T. vandae, T. veneosa, T. vitticeps, T. williami, T. wygodzinskyi (Chassagnade, 2009). Entre las especies descritas en el género Rhodnius, considerado uno de los principales responsables de la transmisiòn intradomiciliaria de la enfermedad de Chagas, cabe destacar R. ecuadoriensis, R. pictipes, R. nasutus, R. neglectus, R. amazonicus, R. brethesi, R. domesticus, R. neivai, R. pallescens, R. paraensis y en Venezuela, R. prolixus. El género Panstrongylus es por su parte uno de los principales transmisores de la infecciòn selvática en América e incluye las especies P. chinai, P. diasi, P. guentheri, P. herreri, P. howardi, P. humaralis, P. lenti, P. lignarius, P. lutzi, P. megistus, P. tupynambai y en Venezuela P. rufotuberculatus y P. geniculatus (Brener y Andrade, 1979; Guillén y col., 1994). 28

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El género Triatoma ha sido objeto del más amplio número de investigaciones y publicaciones como vector de T. cruzi y Triatoma infestans es la especie de mayor importancia epidemiològica en la enfermedad de Chagas. Existen sin embargo otras muchas especies que pueden participar en la transmisiòn: T. guasayana, T. melanocephala, T. venosa, T. brasiliensis, T. sordida, T. dimidiata, así como especies pertenecientes a los géneros Rhodnius (R. pallescens, R. prolixus) y Panstrongylus (P. megistus y P. geniculatus).En cualquier caso y de acuerdo con la OPS /WHO (2001), las especies más importantes como transmisoras de T. cruzi son por orden de importancia: T. infestans, R. prolixus, P. megistus, T. brasiliensis, T. sordida y T. dimidiata. En Centroamérica y Panamá es Rhodnius pallescens la especie de mayor interés, pues allí ha adoptado hábitos domésticos. R. prolixus también se aisla en Centroamérica y en los países ubicados al Norte del Amazonas, como Venezuela y Colombia. Por otra parte, T. dimidiata está distribuída desde México hasta el Norte de Perú por la costa del Pacífico y es el principal vector en Costa Rica y Colombia (Molina y col., 2000; Barboza-Arguello y col., 2006). En algunos países del cono sur, tales como Argentina y Brasil, T. sórdida ha adquirido un interés creciente al colonizar las casas de las zonas rurales, especialmente donde el principal vector de la enfermedad de Chagas, T. infestans, ha sido eliminado gracias a campañas de control (Dias, 1987; Garcia-Zapata y Marsden, 1992; Bar y col., 1993; Crocco y Catala, 1997). Las principales especies de vectores presentes en Venezuela, Colombia, Ecuador y norte de Perú tienen similitudes importantes, circunstancia que permite abordarlas de forma conjunta en toda la regiòn basándose en las estrategias desarrolladas en Venezuela durante la década de los años 60. Estas estrategias fueron adoptadas progresivamente en el Cono Sur y Centroamérica y pusieron de manifiesto que entre las especies de mayor interés se incluyen R. prolixus en Colombia y Venezuela, T. dimidiata en Colombia y Ecuador, y R. ecuadoriensis en Ecuador y Perú (OPS /WHO, 2001). Machado (1967) (cit. Soto. y col., 2001) señala la presencia de 7 géneros con potencial capacidad vectorial de la enfermedad de Chagas en Venezuela, incluyendo Rhodnius, Stal (1859), Psammolestes, Bergroth (1911), Cavernicola, Barber (1937), Eratyrus, Stal (1859), Belminus, Stal (1859), Triatoma, Laporte (1833) y Panstrongylus, Berg (1879) (Soto. y col., 2001). No obstante, entre las especies de 29

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mayor importancia epidemiològica en este país se encuentran R. prolixus (intradomiciliario), T. maculata (vector en torno a la vivienda) y P. geniculatus (vector silvestre).

La presencia de la especie T. maculata, Erichson (1848), vector secundario de la enfermedad de Chagas en Venezuela, ha sido relacionada con la zarigüeya (Didelphys marsupiales), considerada como importante fuente de alimentaciòn de esta especie de triatomino. Esta circunstancia es relevante por cuanto dicho vertebrado ha sido implicado por Perruelo y Morales (1987) (cit. Soto y col., 2001) como el principal reservorio de la enfermedad de Chagas en la zona norte del estado de Táchira.

Por otra parte, se ha comprobado que una especie adaptada a la vivienda como T. rubrofasciata, presente en grandes zonas de la Amazonía brasileña y que se suponía epidemiològicamente poco importante al estar casi exclusivamente asociada a roedores, ha sido la responsable de numerosos casos humanos en la ciudad de San Luis (Estado de Marañòn, Brasil). Esta especie también ha sido encontrada en comunidades del Municipio Morán en Venezuela, aunque realmente se desconoce su importancia en este país (Traviezo-Valles y col., 2008).

Es evidente que los triatominos se han adaptado a nuevos ecotopos artificiales, como son las viviendas, lo cual es debido a la acciòn del hombre sobre el medio ambiente. Es por esta circunstancia por lo que en áreas de la Amazonía, donde todavía se conserva el medio natural, los triatominos conservan sus hábitos y no se han adaptado a las viviendas y por lo tanto la transmisiòn de T. cruzi es escasa (Gorla, 2004). En Venezuela, la fauna de triatominos en los estados amazònicos está bastante diversificada y se ha comprobado que varias de las especies presentes están infectadas (Coura y col., 1994; Gorla, 2004). II.3.1.2- Subfamilia Triatominae. Morfología Los Triatominos son insectos grandes, hematòfagos obligados, con una longitud de 1-4 cm., aplanados dorso-ventralmente, con 3 pares de patas, dos antenas (la modalidad de implantaciòn de las mismas permite su identificaciòn) y alados o ápteros dependiendo del estadio en que se encuentren. Poseen una cabeza alargada con aparato 30

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bucal picador-chupador, constituido por un par de mandíbulas en forma de estiletes y un par de maxilas escavadas en la cara interna. Cuando se encuentran yuxtapuestas, las maxilas forman un canal de succiòn y otro por donde inyecta la saliva anticoagulante. Estas piezas picadoras se encuentran envueltas en una vaina denominada probòscide, la cual es rectilínea y formada por tres segmentos articulados. Esta pieza se dobla debajo de la cabeza mientras está en reposo. En la regiòn cefálica exhiben dos grandes ojos y detrás de éstos, dos ocelos Rey (2001); (Durante de Isola y col., 1994; Morrone, 1998) (cit. Chasagnade, 2009). El aparato digestivo está constituido por tres secciones, intestino anterior, medio y posterior. El primero comprende a su vez el ducto faringeo que une el canal alimenticio con la faringe y el esòfago. Este último desemboca en el ventrículo, primera porciòn del intestino medio que se continúa con el estòmago. El estòmago se dilata y ocupa gran parte de la cavidad general del insecto cuando éste se alimenta. En la porciòn posterior se encuentra la ampolla rectal, lugar donde desembocan los tubos de Malpighi, cuya funciòn es absorber diversas sustancias y eliminar metabolitos. Es a este nivel donde los epimastigotes de T. cruzi se diferencian morfològicamente en tripomastigotes metacíclicos, realizando así parte de su ciclo evolutivo (Sherlock y col., 1986; Zeledòn y col., 1997). Los Triatominos son ovíparos y su metamorfosis es incompleta o gradual, polimorfismo controlado genéticamente y estimulado por factores químicos y hormonales (Zeledòn y col., 1997). II.3.1.3- Subfamilia Triatominae. Epidemiología Los triatominos vectores de la enfermedad de Chagas se han adaptado progresivamente a nuevos hábitat, como consecuencia de la acciòn del hombre sobre el medio ambiente, entre las que cabe citar la deforestaciòn, el establecimiento de nuevos asentamientos humanos y la explotaciòn de nuevos territorios que en definitiva favorecen la ocupaciòn de nuevos ecosistemas por parte de estos insectos, aunque todavía persisten medios naturales como por ejemplo en la Amazonía (Gorla, 2004). Por todo ello, los mecanismos de transmisiòn en algunas regiones son distintos a 31

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los de las zonas endémicas, con la "instalaciòn y permanencia" del vector colonizando las viviendas o irrumpiendo periòdica o regularmente en éstas, ya que pueden contaminar los alimentos con sus heces o también ocasionalmente durante las incursiones humanas en los bosques dònde se encuentran triatominos silvestres (Cohen y Gürtler, 2001; Gorla, 2004).

Los triatominos silvestres tienen una gran importancia en el mantenimiento de la infecciòn (Romaña y col., 1999; Noireau y col., 2000), por lo cual en estos momentos se llevan a cabo programas con marcado de los vectores y de las poblaciones selváticas, con el fin de conocer sus movimientos y hábitos (WHO, 2002; Miles y col., 2003; Morel y Lazdins, 2003; Abad-Franch y col., 2005).

II.3.1.4.- Rhodnius prolixus II.3.1.4.1.- Morfología de R. prolixus Los insectos del género Rhodnius son de color castaño-amarillento con manchas de tonalidad castaño oscuro en varias regiones del cuerpo y en los apéndices. Las hembras miden entre 19,5 y 21,5 mm de longitud y entre 6-7 mm en la parte más ancha del abdomen. Los machos miden 1-2 mm menos. La cabeza es más larga que el pronoto. Una franja clara recorre centralmente toda la regiòn dorsal, desde el clípeo hasta el occipucio, mientras que en el pronoto presentan 6 manchas oscuras, longitudinales, que se extienden a lo largo de las alas (Ramírez-Pérez, 1969) (Figura 5).

Figura 5. Imagen de Rhodnius prolixus (Fuente: propia)

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II. 3.1.4.2.- Ciclo evolutivo de R. prolixus Las especies del género Rhodnius pasan por distintos estadíos. El huevo es de coloraciòn rosada en el momento de la oviposiciòn y se torna de color gris durante el momento de la eclosiòn. El período de incubaciòn puede durar de 10 a 15 días, dependiendo de la humedad y temperatura. Las ninfas experimentan 5 mudas durante el período post-embrionario, antes de llegar al estado adulto o imago. Las ninfas desde el primero hasta el cuarto estadío son incapaces de volar. Según Cova-García y Suárez (1959) (cit. Ramírez-Pérez, 1969), el tiempo que transcurre desde el momento de la puesta hasta su transformaciòn en adulto puede estimarse entre 90 y 120 días, a una temperatura media de 24-30°C y alrededor de 70% de humedad. No obstante, este período puede variar dependiendo de la alimentaciòn. Esta última incluye exclusivamente sangre de humanos o animales, desde que nacen hasta su muerte, necesitando alimentarse hasta la repleciòn para poder pasar al siguiente estadío (Ramírez-Pérez, 1969; Luz y col., 1999). En condiciones naturales, soportan un elevado número de epimastigotes de T. cruzi. Sin embargo, en infecciones experimentales y dependiendo de la dosis infectante y de diversos factores externos, pueden experimentar diversas alteraciones entre las que cabe destacar la disminuciòn de la respuesta celular (Schaub, 1992). II.3.1.4.3.- Distribución geográfica de R. prolixus Desde la descripciòn inicial de R. prolixus a partir de material procedente de La Guaira (Estado Vargas) por parte de Stal (1959), esta especie quedò en el olvido hasta el año 1919, cuando Tejera-Paris la señala como el principal vector de la enfermedad de Chagas en Venezuela (cit. Ramírez-Pérez, 1969). En Colombia y Venezuela, su hábitat se extiende desde 0 hasta 2600 metros sobre el nivel del mar, con temperaturas de 11 a 29ºC y precipitaciones anuales de 250 a 2000 mm (Carcavallo y col., 1978; Lent y Wygodzinsky, 1979). R. prolixus es responsable de la transmisiòn de la enfermedad en parte de Centroamérica, así como Venezuela, Colombia, Ecuador, Perú, Bolivia y Brasil, incluyendo la regiòn amazònica (Abad-Franch y col., 2005).

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Dujardin y col. (2000) señalan que la enfermedad de Chagas es endémica y rural en Venezuela, donde los programas de control se fundamentan en el control químico del vector y la mejora de las viviendas. Estas estrategias se basan en el hecho de que el principal vector, R. prolixus, es una especie intradomiciliaria, aspecto que puede ser definido por diversos criterios: se adapta muy bien a la vivienda humana, en particular si el techo de la misma es de palmas y una gran parte de la poblaciòn es renuente a regresar a la vida selvática (Gòmez-Núñez, 1963, Gòmez-Núñez y Fernández, 1969) (cit. Feliciangeli y col., 2002). Durante el día, los ejemplares de esta especie se refugian en las grietas del techo, piso y paredes, especialmente bajo papel o pintura. Por el contrario, durante la noche son especialmente activos y se alimentan de sangre humana mientras duermen, regresando posteriormente a sus lugares de refugio (Feliciangeli y col., 2002). Según Rodríguez-Bonfante y col. (2006), R. prolixus ha sido identificado en 79,1% de los municipios de Venezuela durante 1992, lo que representa 71,1% del territorio nacional y un espacio donde habita 72% de la poblaciòn. II.3.1.4.4.- Hábitat de R. prolixus García (1986), Coimbra (1988) y Curtler (1992) (cit. Williams-Blangero, 1997) indican que la domiciliaciòn de los insectos triatominos hematòfagos que transmiten T. cruzi data de los tiempos de la prehistoria y es uno de los principales riesgos de contraer la enfermedad, teniendo en cuenta que en general las casas tienen techos de paja y paredes de barro compactado, lugares ideales para que estos insectos habiten. Los triatominos se encontraban inicialmente en ecotopos silvestres, conocidos como ecotopos naturales: palmeras, troncos de árboles, nidos de aves y grutas de piedra cercanos a una fuente de alimentaciòn, representada generalmente por mamíferos silvestres y donde la infecciòn humana era ocasional y de escasa importancia (Zeledòn y col., 1975). Diversos acontecimientos, tales como incendios y deforestaciones, pudieron causar la muerte de numerosos hospedadores vertebrados fuente de alimentaciòn de los triatominos, por lo cual se produjo la migraciòn y adaptaciòn de éstos hacia nuevas fuentes alimenticias y hábitats, lo cual motivò la invasiòn de las viviendas humanas (Galliard, 1935). 34

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Señalan Lent y Wygodzinsky (1979) (cit. Matias y col., 2003) que Rhodnius se mantiene en el hábitat selvático, desarrollando su ciclo de vida en las palmeras y en algunas plantas epifitas como las Bromelias. Por esta circunstancia, Feliciangeli y col. (2002) y Matias y col. (2003) indican que la presencia de palmeras en el entorno de las viviendas puede ser un factor de gran importancia (Abad-Franch y col., 2005), así como los nidos de pájaros en la copa de las palmas, factores todos ellos que pueden favorecer la infestaciòn de las viviendas (Gurgel-Goncalves y col., 2004; Abad-Franch y col., 2005). A este respecto, Feliciangeli y col. (2002) señalan una alta prevalencia de triatominos del género Rhodnius en cinco localidades del estado de Mérida, en los límites con el estado Zulia (Venezuela), dònde existen cultivos de mango (Manguifera indica), banana (Musa sp.), parchita (Pasiflora sp), café (Cofea arabiga), y cacao (Teobroma cacao) en los alrededores de las viviendas. El hábitat silvestre de R. prolixus, principal vector doméstico de la enfermedad de Chagas en Venezuela, se encuentra en Copernitia tectorium (Palmae) en los Llanos Centrales. Este descubrimiento permitiò identificar los dos principales lugares donde se encuentra, el rancho o vivienda rural y diversas variedades de palmeras no cultivadas (Carcavallo y col., 1978). Algunos hechos, como la deforestaciòn selectiva de palmeras y su utilizaciòn para construir viviendas en algunas regiones, son la razòn por la cual algunas especies de triatominos, como el género Rhodnius, se han adaptado a las viviendas humanas alimentándose del hombre y algunas especies animales domésticas (Whitlaw y Chaniotis, 1978; Palomeque y col., 2000; Gurgel-Goncalves y col., 2004; Abad-Franch y col., 2005). II.3.1.4.5.- Epidemiología de R. prolixus En general, las especies del género Rhodnius tienen gran importancia epidemiològica como vectores domésticos de T. cruzi. En Venezuela, Colombia y algunos otros países de América Central, R. prolixus constituye la especie de mayor interés (Schofield y Dujardin, 1997), mientras que R. pallescens lo es en Panamá y norte de Colombia (Christensen y Vasquez, 1981) y R. ecuadoriensis predomina en el suroeste de Ecuador y noroeste de Perú (Defranc, 1987; Barreda, 1995; Matias y col., 2003). 35

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No obstante, especies distintas a R. prolixus también participan en la transmisiòn de la enfermedad de Chagas en Venezuela. En este sentido, Feliciangeli (2002) señala el papel de R. robustus en el entorno de las viviendas en el oeste venezolano, al identificar la presencia de T. cruzi en 18% de los ejemplares de esta especie recolectados en palmeras. Según esta investigadora, R. robustus entraría en las casas para alimentarse de la sangre de las personas atraída por la luz artificial, aunque también puede picar fuera de las viviendas. Los programas intensivos de eliminaciòn de vectores a través del rociado con insecticidas residuales y la sustituciòn de ranchos por casas iniciada por el Dr. Arnoldo Gabaldòn en la década de los años 60, supusieron una disminuciòn significativa de los índices de infestaciòn de las viviendas por parte de R. prolixus. En este sentido, Torrealba (1943) (cit. Acquatella, 2003) ha señalado que como consecuencia de este hecho, algunos vectores considerados hasta ahora como secundarios están ocupando paulatinamente las áreas que R. prolixus ha dejado libres. II.3.1.5.- Panstrongylus geniculatus II.3.1.5.1- Morfología de P. geniculatus Los insectos del género Panstrongylus son de color castaño claro a castañoanaranjado claro, con manchas castaño oscuro o negras en varias regiones del cuerpo. No obstante, tanto la coloraciòn como el tamaño varían según la procedencia. Las hembras miden entre 22,5 y 29,5 mm de longitud y 12-14 mm en la parte más ancha del abdomen. Los machos tienen una longitud de 22 a 28 mm. La cabeza es uniformemente clara o muestra dos estrías longitudinales oscuras y es convexa en la parte superior de los ojos (Rey, 2001) (Figuras 6 y 7).

Figura 6. Imagen de Panstrongylus geniculatus (Fuente:

propia)

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Figura 7. Hembra (izquierda) y macho (derecha) de Panstrongylus geniculatus (Fuente: propia)

II.3.1.5.2- Ciclo evolutivo de P. geniculatus Los huevos de P. geniculatus son de coloraciòn rosada en el momento de la oviposiciòn y se tornan de color blanco en el momento de la eclosiòn. El tiempo medio de incubaciòn desde la oviposiciòn hasta la eclosiòn es de aproximadamente tres semanas. Tras experimentar varias mudas durante el periodo post-embrionario, las ninfas alcanzan el estadio adulto o imago. Después de entrar a la etapa adulta, los machos viven una media de 1,1 veces más que las hembras, con una longevidad media de 39,8 semanas para los machos (máx. 73 semanas) y 33,7 semanas para las hembras (máx. 65 semanas) (Cabello y Galíndez, 1998).

La mortalidad es muy alta durante la primera fase del ciclo (huevo y primer estadio ninfal), mientras que los otros cuatro estadios ninfales son más resistentes. Los cuatro primeros estadios ninfales son incapaces de volar (Cabello y Galíndez, 1998). La edad de la primera reproducciòn es de 34 semanas y cada hembra deposita a lo largo de su vida una media de 61,6 huevos, a un ritmo de 8,8 semanales durante la fase de máxima reproducciòn (Cabello y Galíndez, 1998). Un trabajo experimental realizado por Borda (1972) (cit. Cabello y Galíndez, 1998) pone de manifiesto que los adultos de esta especie sobreviven entre 33,7 y 39,8 semanas, tienen escasa resistencia a la inaniciòn y solamente se desplazan en torno a 15m en ausencia de hospedadores vertebrados. Este mismo año, Rabinovich indica que la especie podría aumentar su potencial de dispersiòn, ya que recientemente se ha encontrado colonizando nuevos habitats asociadas al hombre y animales domésticos (Valente y col., 1994) (cit. Cabello y Galíndez, 1998).

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II.3.1.5.3- Distribución geográfica de P. geniculatus La distribuciòn geográfica de P. geniculatus en Sudamérica es muy amplia y su presencia en el ambiente doméstico es frecuente, realizando ingestas sanguíneas de animales y humanos, todo lo cual ha generado opiniones contradictorias en cuanto a su eventual domesticaciòn (Barreto, 1967; Zeledòn, 1974; Pifano, 1986; Schofield, 1994) (cit. Reyes-Lugo e Irauzquin, 1997). En la regiòn amazònica, se mantiene un ciclo enzoòtico con diversas especies de triatominos infectados naturalmente con epimastigotes de T. cruzi. Hasta el momento no existe constancia de que los triatominos de esta zona hayan invadido las viviendas, aunque según algunos autores es posible (Gorla, 2004). Concretamente, P. geniculatus se ha confirmado como una especie de distribuciòn peridoméstica en la regiòn de Marajo, estado de Pará (Brasil) y diversos trabajos la responsabilizan como agente transmisor de la enfermedad de Chagas en diferentes zonas de Venezuela, tales como la comunidad de Guariquito, municipio Morán (Briceño-Moreno y col., 2003; Gorla, 2004).

Asimismo, un informe de CORPOSALUD-ARAGUA (2004) indica la presencia de P. geniculatus en algunos municipios del Estado Aragua, con evidencias de contacto hombre-vector (reacciones alérgicas a picaduras del insecto) y presencia de T. cruzi en 50% de los triatominos capturados. Cerrada y col. (2005), Gòmez y col. (2005) y Quero y col. (2005) señalan esta especie en la parroquia San Miguel del Municipio Urdaneta (Estado Lara). En el mismo municipio, Rojas y col. (2007) notifican la captura de 545 ejemplares de triatominos en la Parroquia Xaguas, de los que 0,37% pertenecían a la especie P. geniculatus. II.3.1.5.4- Hábitat de P. geniculatus En la Amazonía, se sabe que la presencia de algunas plantas de palma están asociadas a casos agudos autòctonos de tripanosomosis, tales como Leopoldinia piassaba, ecotopo natural de Rhodnius brethesi y ejemplares de Maximiliana regia, Scheelea martiana o Acrochomia speciosa, principales hábitats de triatominos como R.

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pictipes y P. geniculatus (Gorla, 2004). En este sentido, P. geniculatus ha sido encontrada más frecuentemente en zonas selváticas, aunque ocasionalmente también ha sido capturada en viviendas y asociada con Rattus rattus (Reyes-Lugo e Irauzquin, 1997; Reyes-Lugo, 1999). En Venezuela, no existen trabajos que confirmen la presencia de P. geniculatus en las viviendas, a diferencia de lo que ocurre con T. maculata y R. prolixus (Rojas y col., 2007). En relaciòn con otras especies del mismo género, Dujardin y col. (1998) indican que la aparente ausencia de infecciòn en los ejemplares de P. rufotuberculatus capturados, así como los ejemplares analizados por Noireau y col. (1994), apoyan la hipòtesis de la reciente domesticaciòn de esta especie. El mismo investigador indica que la presencia de estadíos ninfales de P. rufotuberculatus en las casas estudiadas pone de manifiesto que dicha especie se está reproduciendo en las mismas, lo que demuestra la domesticaciòn de esta especie. II.3.1.5.5- Epidemiología de P. geniculatus Diversos autores han confirmado la presencia de P. geniculatus en varias zonas de Venezuela. Briceño-Moreno y col. (2003) señalan haber capturado en la Comunidad de Guariquito, Municipio Moran, 60 ejemplares de esta especie, 15% de los cuales estaban infectados por T. cruzi. Asimismo y según datos de CORPOSALUD-ARAGUA (2004), durante el primer trimestre de 2004 se registrò la presencia de este vector en algunos municipios del Estado Aragua, con evidencias de contacto hombre-vector (reacciones alérgicas a picaduras del insecto) y la presencia de T. cruzi en 50% de los triatominos. En la comunidad de La Uniòn (Municipio Urdaneta), Quero y col. (2005) registraron una prevalencia de la enfermedad de Chagas del 9,3% en humanos y 3% en perros, actuando como vectores P. geniculatus y T. maculata. En el mismo municipio, Gòmez y col. (2005) señalan 7,4% y 6% en humanos y perros respectivamente, en las comunidades de San Pedro de Montserrat y San Miguel e indican los mismos vectores como responsables de la transmisiòn. En el año 2007 se detectò un brote agudo por consumo de alimentos contaminados con heces de P. geniculatus en el estado de Miranda. Este hallazgo motivò la realizaciòn 39

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de una serie de investigaciones, en base a lo cual la zona se declarò área endémica como consecuencia de la colonizaciòn de las viviendas y sus alrededores por triatominos infectados (MPPS- GBV, 2007). II.4.- Ciclo evolutivo Los hospedadores invertebrados (triatominos) se infectan con T. cruzi al alimentarse sobre un mamífero infectado, ingiriendo junto con la sangre los tripomastigotes metacíclicos. Los parásitos se multiplican en el intestino del insecto en forma de epimastigotes (critidias) y entre 15 y 30 días más tarde se desarrollan en el recto los tripomastigotes metacíclicos (tripanosomas metacíclicos). Este es el estadio que los triatominos eliminan con las heces cuando se alimentan sobre un humano u otro hospedador vertebrado (Rey, 2001). Posteriormente, los tripomastigotes metacíclicos invaden el organismo del hospedador a través de la punciòn ocasionada por el triatomino, en piel y mucosas. De este modo la transmisiòn se denomina “de estaciòn posterior” o “por contaminaciòn”, a diferencia de la Tripanosomosis africana (enfermedad del sueño) en la que la transmisiòn es “anterior” o “por inoculaciòn”. Los vertebrados inferiores también pueden infectarse por ingestiòn de triatominos o de sus heces (Rey, 2001) (Figura 7). Los tripomastigotes metacíclicos que infectan al hospedador vertebrado tienen forma de “C” o “S”, 20 µm de longitud y 1-2 µm de anchura y un núcleo más pròximo a su extremidad anterior. Dichos estadíos penetran en los macròfagos del tejido conjuntivo de la dermis o tejido subcutáneo donde se transforman en amastigotes (forma leishmanoide), considerados como la única forma replicativa que tiene lugar en el hospedador vertebrado. Esta forma intracelular, sin flagelo, se multiplica por fisiòn binaria durante 4-5 días y desintegra la célula hospedadora para infectar a otros macròfagos (Rey, 2001) (Figura 8). Otros tripomastigotes metacíclicos del foco primario alcanzan el torrente circulatorio y se transforman en tripomastigotes (formas flageladas), para diseminarse posteriormente por el organismo e invadir el protoplasma de las células de diferentes vísceras, donde también adquieren la forma leishmanoide de amastigote y se 40

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multiplican (Rey, 2001; Stevens y col., 2001) y posteriormente adoptan la forma de tripomastigote en el torrente circulatorio, siendo ingeridas por los vectores triatominos cuando se alimentan sobre el hospedador infectado y reinician el ciclo vital.

Figura 8. Ciclo biológico de Trypanosoma cruzi. 1. vector, 2. Tripomastigote sanguíneo / humanos; 3: amastigotes en tejidos. 4. tripomastigotes sanguíneos. 5. picadura e ingestiòn de tripomastigotes. 6. epimastigote en el estòmago del vector. 7. multiplicaciòn. 8. tripomastigote metacíclico en el intestino del vector. Fuente: C.D.C.www.dpd.cdc.gov/dpdx, 2009.

Dos son las formas que pueden observarse en la sangre de los vertebrados, una larga, delgada y mòvil y otra más gruesa y menos activa. Algunos autores confieren a este dimorfismo un significado sexual, denominando el tipo de reproducciòn con el nombre de singamia (Diaz-Ungria, 1970; Rey, 2001). La forma de tripomastigote que aparece en la fase inicial de la enfermedad únicamente persiste en sangre entre 1 y 2 meses, localizándose posteriormente en los tejidos profundos, a partir de cuyo momento es raro que vuelvan a la sangre y por tanto es muy difícil evidenciarlas mediante extensiones de sangre (Diaz-Ungria, 1970).

Los estudios realizados con diversas cepas de T. cruzi evidencian diferencias morfològicas, en su constituciòn antigénica, virulencia, receptividad a fármacos e infectividad de las células parasitadas (Brener, 1982). 41

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II.5.- Epidemiología II.5.1.- Aspectos epidemiológicos de la enfermedad de Chagas Según

Brener

y

Gazzinelli

(1997),

la

tripanosomosis

americana

era

primitivamente una enzootía propia de animales silvestres y trasmitidos por diferentes especies de triatominos, también silvestres. La enfermedad se convirtiò posteriormente en un proceso zoonòtico, cuando el hombre entrò en contacto con focos naturales y alterò el equilibrio biològico, facilitando a su vez la invasiòn de las viviendas y la consiguiente adaptaciòn a estas por parte de los triatominos. Todo ello permitiò la transmisiòn del parásito entre humanos y también entre el hombre y diversas especies de animales domésticos (sobre todo en perros, gatos y cobayas), de tal modo que ya no dependía exclusivamente de los animales silvestres. De esta forma, la infecciòn se mantiene actualmente mediante dos ciclos, que son modificados constantemente por la actividad humana: uno silvestre zooantroponòtico y un segundo antroponòtico o doméstico (Texeira y col., 2001). Los procesos urbano-industriales han provocado la reducciòn progresiva de las áreas selváticas en Latinoamérica y con ello la concentraciòn de reservorios silvestres de T. cruzi y de sus vectores en espacios pròximos a la poblaciòn humana, de modo que se generan nuevas áreas para el "triatomismo" doméstico. Este hecho convierte el hábitat de los triatominos en un factor importante en la epidemiología, debido a que los vectores principales de la enfermedad de Chagas son especies con marcada antropofilia, que pueden presentar un elevado porcentaje de infecciòn por T. cruzi y alcanzar elevada densidad en el interior de las viviendas. Por el contrario, los vectores secundarios, generalmente catalogados como nativos de las regiones, presentan diferentes grados de antropofilia y se encuentran en menor densidad en las viviendas, siendo incapaces de colonizarlas en presencia de una especie primaria. Estos últimos ocupan generalmente hábitats naturales y artificiales cerca de las viviendas, como es el caso de Eratyrus mucronatus (Stal. 1959), especie descrita en Venezuela por Soto y col. (2001). De acuerdo con Gorla (2004), la alteraciòn del medio natural ha producido el desplazamiento de los triatominos desde sus ecòtopos silvestres primitivos hacia las viviendas humanas, por lo cual la transmisiòn de la Enfermedad de Chagas en numerosas ocasiones se produce en el interior, por adaptaciòn de los propios vectores. 42

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Las anteriores consideraciones ponen de manifiesto que los triatominos selváticos se encuentran en una gran variedad de hábitats de América Latina, en los cuales tienen abrigo y acceso a fuentes suficientes de sangre (Schofield, 1994). No obstante, el flujo de estas especies desde sus ecotopos silvestres hacia el ámbito doméstico es un fenòmeno continuo, donde las modificaciones que el hombre introduce en los hábitats naturales son en definitiva la causa de la alteraciòn en el ciclo de transmisiòn entre el parásito, los artròpodos hematòfagos y los animales silvestres. Todo ello también justifica que pasado un siglo desde su descubrimiento, la enfermedad de Chagas continue siendo uno de los principales problemas de salud pública en América Latina (WHO, 1991). No obstante, las condiciones ecològicas anteriormente mencionadas son insuficientes para justificar este proceso de adaptaciòn, por lo cual probablemente se trata de un efecto multifactorial, entre los que cabe citar las propias condiciones físicas de la casa y su entorno, con disponibilidad de alimento, aparte de las características biològicas de estos artròpodos, tales como la hematofagia, y especialmente su antropofilia a la hora de valorar su poder transmisor al hombre (Gorla, 2004). Según Brener y Andrade (1979), la transmisiòn de T. cruzi en áreas endémicas está íntimamente relacionada con la densidad y tipo de triatominos. A este respecto, Aché y Matos (2001) indican que los índices de infestaciòn por triatominos en Venezuela durante el período 1958-1968 incluyen elevados valores en el porcentaje de casas infestadas (60-80%), índice de infecciòn (8-11%) e índice de densidad de triatominos por casa (30-50). Por su parte, los Servicios de Saneamiento Ambiental del Ministerio de Salud y Desarrollo Social señalaron altos porcentajes de infestaciòn por triatominos en tres comunidades (25,1%, 20% y 19,1%) y en las viviendas de cada una de ellas (2,7%, 2,2% y 4,1%) durante los años 1997, 1998 y 1999, respectivamente (García y col., 2001). En el año 2007, Rojas y col., registraron un índice de colonizaciòn por T. maculata de 39,1% en la parroquia Xaguas del Municipio Urdaneta (Estado Lara, Venezuela). El hallazgo de estos vectores estuvo asociado a la presencia de gallinas, caprinos y locales anejos a las viviendas. Asimismo, también se ha observado un incremento en los indicadores entomològicos de infestaciòn por R. prolixus en 43

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Venezuela, con un índice de infestaciòn de las casas que ha ascendido de 0,7% en 1990 a 5.2% en el año 2000 (MPPS - GBV, 2007). Esta circunstancia justifica la vigilancia entomològica como medida de control, en regiones donde la enfermedad es endémica (Gorla, 2004). Las tasas de prevalencia y los índices vectoriales de la enfermedad son variables en otros países. R. ecuadoriensis es el segundo vector de importancia en la transmisiòn de la enfermedad de Chagas en Ecuador y norte del Perú, donde esta especie ha establecido colonias en las viviendas y el porcentaje de triatominos infectados por T. cruzi alcanza valores que en algunos casos superan el 56%. En áreas donde R. ecuadoriensis es el vector sinantròpico predominante o el único, la prevalencia de anticuerpos anti-T. cruzi en humanos supera el 5% y alcanza 10% en algunos casos (Abad-Franch y col., 2005). Según (Angulo y col., 1993, Guhl y col., 1999), la enfermedad de Chagas es endémica en 15 de 33 departamentos de Colombia, donde el número de pacientes chagásicos es de unos 3 millones de individuos y 20% de la poblaciòn tiene riesgo de adquirir la infecciòn. El principal vector es R. prolixus, cuyo contacto con los humanos está favorecido por la baja calidad de los alojamientos humanos, que son habitualmente colonizados por estos insectos. De acuerdo con un informe de la Organizaciòn Mundial de la Salud, la enfermedad de Chagas es endémica en Brasil, Venezuela, Argentina y Colombia, países donde la prevalencia global asciende a10% de la poblaciòn, aunque los valores se incrementan en las zonas rurales hasta alcanzar cifras comprendidas entre 25% y 75% de infectados. (WHO, 1985). Las estimaciones sobre la prevalencia de infecciòn por T. cruzi en la poblaciòn humana en Venezuela son variables, lo cual está probablemente relacionado con la zona de estudio. Pifano y col. (1960, 1965) indican que las estimaciones sobre la prevalencia de parasitaciòn por T. cruzi en 1960 eran de 500.000 personas sobre un total de 7 millones, con valores de hasta el 45% en algunos municipios y porcentajes de miocardiopatía chagásica del 50% de las personas infectadas. Por su parte, Aché (2001) registrò un descenso en la prevalencia de infecciòn en el hombre (44.5% a 9.5%) durante el período 1958-1998, mientras que Feliciangelli y col. (2002) han observado más recientemente un incremento significativo en niños menores de 15. 44

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Parada y col. (1997) también refieren el diagnòstico de 59 casos agudos en los estados centroccidentales del país durante el periodo 1988-1996, la mitad de los cuales tenían menos de 15 años, circunstancia que sugiere un incremento en las regiones de los estados Falcòn, Portuguesa, Yaracuy, Cojedes y Lara, siendo este último estado en el que hemos centrado el presente estudio. En el año 2000, el índice de seroprevalencia global en Venezuela fue de 8,3%, siendo las regiones occidental y central donde se registraron los mayores porcentajes. Asimismo, se pudo constatar un incremento de la seroprevalencia en niños menores de 10 años, en comparaciòn con el periodo 1996-99, alcanzando hasta 1% de infectados en el año 2000. En este mismo periodo también se observò un notable incremento de determinados índices parasitològicos, tales como el índice de infestaciòn- casa, que pasò del 0,04% hasta 0,5% en el mencionado año (MPPS - GBV, 2007). El estudio anterior también recoge variaciones en los valores de seroprevalencia en diferentes estados de Venezuela, siendo los de Carabobo y Lara en los que se registraron prevalencias más altas (Tabla 2), lo cual ha sido corroborado posteriormente por Añez (1999) y Bonfante-Garrido y col. (1999) en el estado de Lara (Tabla 3).

Tabla 2. Seroprevalencia / Humanos (1992 – 2000) (MPPS - GBV, 2007) ESTADO Carabobo Lara Anzoátegui Portuguesa Táchira Cojedes

SEROPREVALENCIA % 35,7 15,8 9,9 9,7 9,5 8,9

45

REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA Tabla 3. Seroprevalencia/ Humanos / Estados de Venezuela (1999) (Añez y col., 1999;

Bonfante-Garrido y col., 1999).

Monagas Cojedes

SEROPREVALENCIA % 55 30,8

Barinas Trujillo

25,7 23,8

Lara Portuguesa Mérida Falcòn

8 - 22 19,4 7,3 1,5

ESTADO

II.5.1.1.- Importancia económica y social La infecciòn por T. cruzi se circunscribe al continente americano, extendiéndose desde la zona sur de los Estados Unidos hasta Argentina y Chile, así como gran parte del Caribe considerado anteriormente libre de la enfermedad (OPS, 1984). La enfermedad de Chagas es la principal causa de trastornos cardiacos en Sur y Centro América, estando afectadas entre 16 y 18 millones de personas y en riesgo de padecerla entre 80-100 millones de las que viven en zonas endémicas (OPS, 1990; Rocha y col., 1994; Schmuñis, 1991, 1999; Miles y col., 2003). Las estimaciones globales señalan que 25% de los 24 millones de personas infectadas por T. cruzi desarrollará algún tipo de trastornos cardiacos, por lo que la enfermedad puede ocasionar en las zonas endémicas la muerte de unas 45.000 personas y diversas incapacidades en 670.000 (Storino y Miguel, 2002; Morel y Lazdins, 2003). Las estimaciones para el año 2007 señalaban en torno a 41200 nuevos casos de infecciòn como consecuencia de la transmisiòn vectorial (MPPS – GBV, 2007).

Un informe reciente del Banco Mundial indica que la enfermedad de Chagas ocupa el cuarto puesto en relaciòn con las pérdidas econòmicas por morbilidad en América Latina, cuando se mide en años de vida perdidos por discapacidad (AVADS), estando considerada como la enfermedad parasitaria con mayor impacto econòmico de América (Moncayo, 1999; Schofield y col., 2000). En Argentina, las pérdidas econòmicas asociadas a esta patología se calculan en torno a 6500 millones de dòlares (equivalente al 1,3% de la deuda externa de toda Sudamérica en 1993), donde 46

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únicamente están precedidas por las enfermedades respiratorias agudas, los procesos diarreicos y el SIDA (Bundy y Guyatti, 1996; Moncayo, 1999) (Figura 9).

AVADS (Millones) 7 6 5 4 3 2 1 0 RESP

DIA

Enfermidade HIV

CHA

TBC

HELM

MAL

ESQ

HAN

LEI

* AVADS - años de vida perdidos por incapacidades .

Figura 9.. Pérdidas económicas asociadas/enfermedad asociadas de Chagas en Argentina/ incapacidad (World Bank, World Development Report, 1993).

II.5.2.- Reservorios El conocimiento de los reservorios de T. cruzi es de gran valor para poder determinar el riesgo de infecciòn. ecciòn. Los triatominos se alimentan de un elevado elevad número de mamíferos, tanto domésticos como silvestres, entre los que se incluyen la zarigüeya (Didelphys sp), cabra (Capra Capra hircus), hircus carnero (Ovis aries), cobaya (Cavias Cavias porcellius porcellius), rata (Rattus sp), ratòn (Mus Mus musculus), musculus perro (Canis familiaris) y gato (Felis Felis catus). Por esta circunstancia, el mantenimiento en el ámbito doméstico de cualquiera de ellos incrementa la presencia de triatominos y por tanto el riesgo de infecciòn por T. cruzi (Williams-Blangero Blangero y col., 1997). 1997 Las aves también son utilizadas por or los triatominos como fuente de alimentaciòn y por tanto también constituyen un reservorio importante, aunque no son receptivas a la infecciòn debido a la capacidad que tiene su complemento de lisar las formas sanguíneas de T. cruzi (Kierszenbaum y col., 1976). Por otra parte, all riesgo que supone la mera presencia de reservorios domésticos se debe añadir que la parasitemia es en ellos prolongada (entre (entre 8 y 15 meses) y el número de tripomastigotes que albergan en la sangre es elevado (Brener y Gazinelli, 1997; Machado y col., 2001). Algunos autores han destacado el papel de los perros ((Canis 47

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familiaris) como reservorios de T. cruzi, puesto que constituyen una fuente de sangre para los triatominos en las viviendas y su entorno, siendo considerados como centinelas naturales en la transmisiòn del parásito (Minter, 1976; Gürtler y col., 1991, 1997; Castañera y col., 1998).

Los perros se consideran importantes reservorios de la enfermedad de Chagas en áreas de alta endemicidad de Brasil, Argentina, Chile y Venezuela, donde se encuentran frecuentemente parasitados y donde sus índices de infecciòn natural muchas veces superan a los del hombre (Aché, 2001). Por otra parte, estudios realizados en Argentina y Brasil por Freitas (1950) y Wisnivesky-Colli y col. (1982) han demostrado que los triatominos que se alimentan con sangre de perros infectados tienen niveles de infecciòn mayores que los que alimentados de portadores humanos. En un estudio serològico mediante la técnica de hemoaglutinaciòn realizado en 34 localidades rurales de la IV Regiòn de Chile, se detectaron anticuerpos anti T. cruzi en el 7,8, 11,7 y 4,8% de caprinos, conejos y ovinos, respectivamente. Los valores de seropositividad también fueron elevados en perros y gatos (9,1 y 11,9%, respectivamente), en comparaciòn con 8,4% seropositivos entre la poblaciòn humana (Correa y col., 1982). De hecho, como norma general se considera que la prevalencia de infecciòn por T. cruzi en diversas especies animales que actúan como reservorios es superior a la registrada en el hombre en zonas endémicas.

En diversas zonas de Brasil y Argentina, los estudios realizados mediante la técnica de xenodiagnòstico señalan valores de prevalencia en perros y gatos que oscilan entre 3 y 68%, sin que existan diferencias significativas en funciòn del sexo, procedencia (rural o urbana) o edad de los animales, si bien 75% de los perros positivos tenían entre 0 y 2 años de edad (Díaz, 1997; Baldini-Lucheis, 2003).Otros investigadores sí han encontrado diferencias en funciòn del sexo de los animales. Por ejemplo, Grossman (1990) diagnosticò nueve casos mortales de Tripanosomosis en perros de los cuales 8 eran machos, lo que le llevò a concluir que la incidencia y gravedad de la infecciòn es mayor en éstos. Williams y col. (1977) también observaron una prevalencia superior en perros machos que en hembras (88,4% frente a 83,3%) con las técnicas de hemocultivo y xenodiagnòstico (Baldini-Lucheis, 2003).

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La informaciòn existente en Venezuela acerca de la prevalencia de la enfermedad de Chagas en perros es escasa y los estudios realizados han proporcionado resultados variables. En el valle de Yaracuy, 50% de los perros analizados resultaron positivos mediante la técnica de xenodiagnòstico (Telford y col., 1981), mientras que en diversas poblaciones del estado Lara la seroprevalencia en perros alcanza el 9%, lo cual indica la exposiciòn de los animales al parásito, si bien la técnica de xenodiagnòstico resultò negativa (Gòmez y col., 2005; Cerrada y col., 2005; Rojas y col., 2007). El porcentaje de parasitaciòn en perros en otros países de Centro y Sudamérica oscila entre 10 y 30%, lo que sugiere circunstancias epidemiològicas diferentes en funciòn de la regiòn (Wisnivesky-Colli y col., 1985) (cit. Baldini-Lucheis, 2003). Entre éstas cabría señalar la diversidad del comportamiento e interacciòn entre el canino y su dueño, la proximidad entre ambos, la posibilidad de existencia de animales silvestres en el entorno de las viviendas y/ o los propios hábitos del animal, como el lugar donde duerme. Por ejemplo, cuando los animales permanecen la mayor parte del tiempo fuera de la casa hay que considerar el riesgo que representan los animales silvestres cerca de las viviendas, como zarigüeyas (Didelphys marsupialis) y roedores reservorios potenciales de T. cruzi (Baldini-Lucheis, 2003). II.5.3.- Mecanismos de transmisión Los mecanismos de transmisiòn de T. cruzi son muy diversos, describiéndose formas de transmisiòn vectoriales y no vectoriales que se indican en la Tabla 4.

Tabla 4. Mecanismos de transmisión del T. cruzi Mecanismo de Transmisión

Vectorial

No Vectorial

Extradomiciliar Domiciliar sin domesticaciòn (triatominos) Domiciliar con domesticaciòn (triatominos) Oral Transfusiòn Transplante de òrganos Congénita Vía galactògena Otras vías

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II.5.3.1.- Transmisión vectorial Las heces de los triatominos infectados por T. cruzi constituyen el mecanismo de transmisiòn más importante al ser humano y otros mamíferos. De hecho, estimaciones realizadas en 2007 señalan que anualmente se producen 41.200 nuevos casos de infecciòn en humanos en América como consecuencia de este mecanismo (MPPS – GBV, 2007). Las heces de los triatominos infectados son ricas en formas infectantes, eliminadas por el insecto en el momento de la picadura y penetran a través del orificio de la picadura o excoriaciones que el hospedador se produce en la piel como consecuencia del rascado, pudiendo también contaminar los alimentos ingeridos por éste. Este tipo de contaminaciòn recibe el nombre de transmisiòn posterior y estercoraria con multiplicaciòn de epimastigotes, por lo que está íntimamente relacionada con la presencia de los triatominos infectados en las viviendas, donde las características socio-culturales, y el tipo de construcciòn favorecen la multiplicaciòn de estos artròpodos (Rey, 2001). Básicamente, Gorla (2004) considera la existencia de cuatro mecanismos de transmisiòn: -

Extradoméstico: por los triatominos ambientales. Vectorial doméstico sin colonizaciòn, por la incursiòn periòdica de ejemplares que invaden las casas. Vectorial extra doméstico, por la presencia frecuente y regular del hombre en el entorno de las viviendas, el bosque y su contacto con triatominos. Oral, que indirecta o pasivamente se podría entender como vectorial, ya que suele ocurrir por la contaminaciòn de alimentos por heces de triatominos infectados.

La transmisiòn de T. cruzi por vía oral puede ocurrir por consumo de alimentos contaminados con las deyecciones del vector o mediante la ingesta de los propios insectos por parte de animales domésticos como perros (lo cual podría considerarse también como transmisiòn vectorial) o pequeños mamíferos insectívoros, como monos y marsupiales (Wendel y Pinto-Díaz, 1992). El consumo de pequeños mamíferos infectados también constituye una vía de contagio, lo cual se relaciona con los hábitos gastronòmicos de algunos países donde se consumen pequeños roedores, así como el 50

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consumo de carne cruda o insuficientemente cocinada de especies de caza infectadas con T. cruzi (Diaz-Ungria y Soto-Bracho, 1970; Carvalho y col., 2003). Los hábitos depredadores e insectívoros de los perros hacen que la transmisiòn vía oral sea también en ellos posible. Experiencias en ese sentido se remontan a las observaciones de Brump (1913) (cit. Baldini-Lucheis, 2003), quien contaminò ratones con heces de triatominos infectados. Por su parte, Diaz (1940) (cit. Baldini-Lucheis, 2003) comunicò la infecciòn de un gato adulto tras ser alimentado con ratones blancos infectados, en los que se identificò T. cruzi mediante examen de sangre fresca. Asimismo, Mayer (1961) (cit. Baldini-Lucheis, 2003), consiguiò infectar ratones, ratas, perros y gatos con leche contaminada con heces de T. infestan capturados dentro de las viviendas. Finalmente, se ha sugerido que los perros pueden infectarse al lamerse el cuerpo si éste está contaminado con deyecciones de triatominos infectados (BaldiniLucheis, 2003). II.5.3.2.- Transmisión / Transfusión Entre los mecanismos de transmisiòn de la enfermedad de Chagas sin participaciòn del insecto vector, la transfusiòn de sangre de donantes infectados es probablemente la más importante. Su relevancia es fácil de comprender si se considera que la mayoría de las personas infectadas permanecen asintomáticas durante toda su vida, así como el frecuente empleo de la hemoterapia (Cerisola y col., 1972; Kirchoff, 1993). El riesgo de infecciòn mediante la transfusiòn de sangre oscila entre el 14 y 49%, dependiendo del estado inmunològico del receptor, número de unidades de productos sanguíneos infectados transfundidos, concentraciòn del parásito en la unidad transfundida y cepa del parásito. Esta forma de contagio se ve favorecida por la supervivencia de las formas infectantes en diversos preparados de sangre (sangre total, hemoderivados, concentrado de glòbulos rojos, crioprecipitados), que puede prolongarse hasta 250 días en sangre con citrato, mientras que a temperatura ambiente y en sangre refrigerada es de unos 18 días (Wendel y Pinto-Díaz, 1992; Wendel y Gonzaga, 1993, Wendel, 1995; Rosa y col., 2001).

Diversos factores socio-econòmicos propios de América Latina también favorecen 51

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la transmisiòn de la enfermedad de Chagasmediante transfusiones, tales como el incremento de la emigraciòn a zonas urbanas en las últimas seis décadas, que ha provocado que más del 60% de la poblaciòn de la mayoría de países latinoamericanos viva en las ciudades (Schmuñis, 1999). Estos mismos factores han incrementado la emigraciòn a países no endémicos, con el consiguiente peligro de transmisiòn por vía transfusional. Todo ello hace que la seroprevalencia tenga una relaciòn directa con la poblaciòn de inmigrantes que ha estado expuesta en áreas endémicas (Wendel y Gonzaga, 1993; Shulman y col., 1997; Leiby y col., 1999; Schmuñis, 1999). La emigraciòn de individuos infectados hacia los Estados Unidos de Norteamérica y diversos países de Europa y Asia también ha originado la contaminaciòn de los bancos de sangre y el riesgo de infecciones de origen transfusional en estas zonas del mundo (Schmuñis, 1991; Wendel y Gonzaga, 1993; Ribeiro- Dos Santos y col., 1999). De hecho, el número de personas infectadas por T. cruzi en Estados Unidos se ha incrementado en los últimos años (Kerndt y col., 1991; Da Silveira y col., 2005). La primera investigaciòn en bancos de sangre de Venezuela en 1950 determinò que 12% de los donantes estaban infectados por T. cruzi, siendo los estados de Portuguesa, Lara, Trujillo, Cojedes y Carabobo, situados en las zonas sudeste y central del país, en los que se registrò mayor prevalencia (Aché, 1993). Posteriormente, el período 1990 - 1997, se procesaron un total de 797.090 muestras de sangre, de las que 1,06% resultaron seropositivas (Blejer-Jorgelina y col., 2002). En la Tabla5 se señala la seroprevalencia de infecciòn por T. cruzi en donantes de sangre en algunos países de América del Sur. Tabla 5. Seroprevalencia de T. cruzi en donantes de sangre en Latinoamérica Países

Donantes (miles de personas)

Prevalencia %

Bolivia Argentina

43.469 384.583

8,26 4,47

Paraguay Venezuela

47.994 797.090

4,46 1,06

Chile Brasil

218.371 3.660.155

0,97 0,62

Uruguay

84.790

0,47

Datos aportados por los países a la 12° Reuniòn INCOSUR/Chagas,Stgo de Chile, Marzo 2003 (modificado de Muñoz y Gascòn, 2005)

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En el momento actual, los avances en el control de la transmisiòn por triatominos han incrementando el riesgo de transmisiòn no vectorial, motivo por el cual la vigilancia de esta última forma de contagio debe ser reforzada o implantada en zonas donde todavía no exista. Lo mismo puede decirse de aquellas áreas donde la enfermedad está presente como consecuencia de la llegada de poblaciòn emigrante procedente de zonas endémicas. Entre los puntos de vigilancia se debe destacar el control de sangre

en

bancos de sangre, de donantes y receptores de òrganos, junto con el diagnòstico en mujeres embarazadas, así como el seguimiento de los hijos de mujeres portadoras de T. cruzi (OPS, 2003). II.5.3.3.- Transmisión/Transplante de órganos El trasplante de òrganos adquiere en nuestros tiempos cada día mayor vigencia, como una forma de salvar las vidas de pacientes que requieran de este procedimiento. Sin embargo, los tratamientos consecutivos al trasplante que se prescriben en estos pacientes ocasionan grados variables de inmunodepresiòn, por lo que la enfermedad de Chagas puede representar en ellos una seria complicaciòn (Leiguarda y col., 1990). De hecho, la relaciòn de la enfermedad de Chagas con los estados de inmunosupresiòn ha sido descrita en pacientes trasplantados, con enfermedades hematològicas o neoplasias (Kolhl y col., 1982; Leiguarda y col., 1990). Esta asociaciòn no está únicamente ligada a países donde la enfermedad de Chagas es endémica, ya que ha sido descrita en Europa en trasplantados de médula òsea (Geiseler y col., 1987; Villalba y col., 1992) y en Estados Unidos en trasplantes cardíacos y de otro tipo (Blanche y col., 1995). En definitiva, las migraciones de personas procedentes de zonas endémicas ha convertido la enfermedad de Chagas en un gran riesgo para los receptores de òrganos en países no endémicos, aunque en Venezuela no se ha descrito por el momento esta forma de contagio. Estudios realizados a principios de los años 1970, sugirieron que la enfermedad de Chagas asociada a inmunosupresiòn podría ser de evoluciòn letal (Rivero y col., 1974) (cit. Leiguarda y col., 1990). A finales de 1980, el Instituto Nacional de Parasitología Dr. M. Fatalan Chabén de Buenos Aires realizò un ensayo de trasplante cardíaco ortotòpico en perros infectados crònicamente con T. cruzi, a los cuales se les aplicò un 53

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protocolo de inmunosupresiòn similar al de humanos sometidos a trasplantes. El fallecimiento posterior de todos los perros infectados confirma que la infecciòn puede ser reactivada por inmunosupresiòn (Boullon y col., 1988). Sin embargo, otros estudios realizados en la misma década en pacientes crònicos inmunosuprimidos por diferentes tipos de neoplasias, enfermedades autoinmunes y transplantes renales demostraron que la infecciòn no siempre se reactiva como consecuencia de la inmunosupresiòn (Barouse y col., 1980; González-Cappa y col., 1991). II.5.3.4.- Transmisión / Congénita La presencia de la enfermedad de Chagas en momias Chilenas datadas entre 600 A.C y 470 D.C permite considerarla una patología muy antigua y sugiere que la transmisiòn congénita pudo igualmente acompañar al hombre y a los animales desde la antigüedad (Guhl, 1997; Bittencourt, 1992). Sin embargo, el primer hallazgo de una infecciòn congénita por T. cruzi corresponde al doctor Carlos Chagas (1911) (cit. Chasagnade, 2009), gracias a la observaciòn de crisis convulsivas en dos recién nacidos que posteriormente fallecieron y en cuyas autopsias se evidenciò la presencia del parásito. El primer caso de infecciòn congénita en Venezuela fue descrito por Dao (1949), a partir de la sangre periférica de un niño recién nacido cuya madre estaba infectada. Casos similares han sido descritos por Bittencourt (1960) en Brasil, Howard (1962) en Chile, Jôrg (1992) en Argentina y Guzman-Bracho (1998) en México (cit. Chasagnade, 2009). La prevalencia de infecciòn en mujeres embarazadas de diversos países de América Latina oscila entre 2-51% en zonas urbanas y 23-81% en áreas endémicas y diversas estimaciones señalan que se producen 14.385 casos anuales de transmisiòn congénita (Pifano, 1960; Bittencourt, 1992; MPPS – GBV, 2007) (Tabla 6).

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REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA Tabla 6. Prevalencia de infección materna y congénita por T. cruzi /América Latina

(Lisboa, 2000) Área Geográfica

Período

Bolivia (Sta. Cruz) Chile (Salamanca) Chile (Santiago) Brasil (Salvador) Argentina (Salta) Argentina (Santa Fe) Argentina (Tucuman) Honduras

1988-89 1990 1990 1981-82 1981-85 1976-91 1995 1995

Infección Materna % 51 26,5 1,2 8,5 16 14,6 5,5 16,5

Infección Congénita % 18,5 2,1 9 1,6 4 2,6 4,5 4,9

Brener y col. (2000) y Moreno y col. (2003) han señalado que la transmisiòn vertical se puede producir en cualquier fase de la infecciòn materna y en embarazos sucesivos o gemelares, aunque el riesgo es mayor en la fase aguda por la presencia de parásitos circulantes en la madre gestante. Las formas del parásito presentes en sangre alcanzan el embriòn por vía hematògena, tras atravesar la placenta. Los tripomastigotes se transforman en amastigotes en las células de Hofbauer, donde se multiplican activamente y transforman en tripomastigotes, que son liberados y atraviesan el trofoblasto produciendo la infecciòn del feto. El paso a través de la placenta se produce probablemente como consecuencia de una placentitis provocada durante la multiplicaciòn del parásito o bien por la penetraciòn activa hacia la circulaciòn fetal. En otros casos, los fetos pueden contaminarse al aspirar porciones de líquido amniòtico infectado con parásitos, que puede ocasionar fetopatías pero no aborto (Bittencourt y col., 1981; Lorca, 2001). Schenone y col. (2001) demuestran la transmisiòn congénita de segunda generaciòn, en niños de madres que también la habían adquirido por vía transplacentaria. Las estimaciones de Gürtler y col. (2003) demuestran la importancia de esta vía de contagio. Según estos autores, por cada caso notificado de infecciòn congénita existen entre 6 y 12 que no se registran y por cada caso de transmisiòn vectorial habría alrededor de 10 casos congénitos, generalmente asintomáticos. Estos mismos investigadores han sugerido que los diagnòsticos positivos en perros menores de un año de edad pueden ser indicativos de transmisiòn congénita o lactogénica (Gürtler y col., 55

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1986). En Venezuela, no existen datos relativos a la prevalencia de transmisiòn congénita en humanos o animales domésticos. II.5.3.5.- Transmisión / Vía galactógena La transmisiòn de T. cruzi mediante leche materna es difícil de diferenciar de la anterior, ya que ambas están frecuentemente asociadas. Jôrg (1992) señala el hallazgo de tripomastigotes en leche materna de pacientes con infecciòn aguda, aunque se considera que la transmisiòn galactògena depende fundamentalmente de la cepa de T. cruzi. Las anteriores consideraciones demuestran que la suspensiòn de la lactancia materna no siempre excluye el riesgo de contagio, puesto que el recién nacido puede ya estar infectado, siendo prácticamente imposible determinar el momento preciso y la vía de contaminaciòn en los niños infectados a los pocos días de vida.

II.5.3.6.- Transmisión /Otras vías Los accidentes laborales consecutivos al manejo de animales de laboratorio infectados experimentalmente con T. cruzi y en fase de parasitemia también constituyen una vía de contagio potencial, puesto que al manipular los instrumentales y equipos de protecciòn se pueden inocular sangre, heces contaminadas o cultivos del parásito por descuido o accidente (Storino y Milei, 1994) (cit. Chassagnade, 2009). Carpintero (1982) ha descrito el hallazgo de T. cruzi en frotis vaginales y sugiere la posibilidad de transmisiòn sexual. II.6.- Patogenia La infecciòn por T. cruzi ocasiona una patología multisistémica que debilita particularmente el sistema inmune, aunque los mecanismos inmunològicos involucrados tanto en la resistencia del hospedador humano a la infecciòn como en la patogénesis de la enfermedad crònica no se conocen exactamente. Por otra parte, la patogenia de las alteraciones miocárdicas ha sido ampliamente debatida durante años, estando implicados tanto los efectos directos del parásito sobre los tejidos cardíacos como los mecanismos mediados por autoinmunidad, mecanismos 56

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de denervaciòn autonòmica, anormalidades de la matriz extra-celular, alteraciones vasculares y también otros factores relacionados con el medio ambiente y el propio hospedador (Hagar y Rahintoola, 1995).

II.6.1.- Manifestaciones clínicas y lesiones en el hombre La enfermedad de Chagas presenta una sintomatología muy variable tanto en humanos como en perros. La infecciòn evoluciona dando lugar a 3 formas clínicas bien diferenciadas: aguda, crònica y una tercera denominada indeterminada o asintomática (Añez y col., 2001). II.6.1.1.- Forma aguda Esta fase es asintomática en 95% de los casos y su período de incubaciòn oscila entre 5 y 12 días en caso de transmisiòn vectorial y de 25 a 45 días si es transfusional. Las inmunoglobulinas son detectables en sangre aproximadamente a los 20 días postinoculaciòn del parásito (Pellegrino y Lobo-Rezendo, 1953; Añez y col., 1999). La sintomatología incluye apariciòn súbita de fiebre persistente y variable, desde febrícula vespertina a hipertermia de 40°C, la cual suele coincidir con elevada parasitemia. Entre otros síntomas puede observarse miocarditis focal, malestar general, astenia, edema subcutáneo, adenomegalias, hepato-esplenomegalia, taquicardia, hipotensiòn arterial, soplo sistòlico, exantema y síndromes neurològicos acompañados de meningoencefalitis (Franca, 1986; Rassi y col., 1991). En el punto de entrada del parásito se encuentra el chagoma de inoculaciòn, denominaciòn que recibe la zona de engrosamiento cutáneo prácticamente indoloro con alta temperatura (Anexo 1). Cuando la infecciòn es por vía ocular o conjuntival se produce edema bipalpebral unilateral, de inicio brusco y coloraciòn rosada o morada e inflamaciòn del ganglio satélite, conjunto de síntomas denominados complejo oftalmoganglionar, signo de Romaña o conjuntivitis esquizotripanòsica, la cual tiene como característica el no presentar signo de Godet (Bergoglio, 1972, 1987).

Storino y Milei (1994) (cit Chassagnade, 2009) y Andrade y col. (1999) indican que el corazòn es el òrgano más frecuentemente afectado en la fase aguda, pudiendo 57

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producirse muerte súbita como consecuencia de arritmia cardiaca. La diversidad de síntomas

y estados

de

gravedad pueden evidenciarse

en

las

alteraciones

electrocardiográficas en pacientes con muerte súbita. Esta gran variabilidad de la enfermedad cardiaca puede deberse a varios factores, tales como la intensidad de parasitaciòn durante la infecciòn inicial o en caso de reinfecciones (Dias, 1963; Macedo, 1976; Fernández y col., 1996; Prata, 2001; Bustamante y col., 2002; Camacho, 2006).

Piekarski (1989) indica que existen formas graves de miocarditis aguda que determinan la muerte del paciente en dos a cuatro semanas, en cuyo caso se produce infiltraciòn linfocitaria y destrucciòn celular. La falta de correlaciòn entre la presencia o ausencia del parásito y el daño cardiaco observado durante las necropsias en la fase aguda ha inducido a algunos autores a señalar un mecanismo inmuno-alérgico en la patogenia de este proceso (Andrade y col., 1978; Torres y col., 1995). Por otra parte, la meningoencefalitis, de comienzo agudo y curso habitualmente mortal, no es infrecuente en los pacientes inmunocompetentes durante la infecciòn aguda (Rocha y col., 1994). II.6.1.2.- Forma asintomática También denominada latente, en esta forma clínica se evidencia la persistencia de baja parasitemia y la presencia de anticuerpos. Algunos pacientes manifiestan signos cardiacos o gastrointestinales subyacentes antes de que la enfermedad sea asintomática (Andrade y col., 1999; Diez y col., 2006). Andrade (1988) señala que esta forma clínica es la más frecuente y de gran importancia epidemiològica en áreas endémicas, ya que los portadores asintomáticos pueden mantenerse infectados hasta 40 años antes de evolucionar a la forma crònica (Andrade y col., 1999; Diez y col., 2006). II.6.1.3.- Forma crónica Un elevado porcentaje de pacientes infectados por T. cruzi terminan desarrollando lo que se conoce como cardiomiopatía chagásica crònica (CCC), que se puede manifestar entre 15 y 30 años después de la infecciòn aguda (Andrade y col., 1999; Diez y col., 2006). El momento en que aparece depende de diversos factores tales como las características genéticas o zimodema de la cepa del parásito, reinfecciones, así como la edad o estado nutricional del paciente (Dávila y col., 1987; Apt y col., 1988; Montamat y col., 1996; Cruz-Robles y col., 2004; Risso y col., 2004; Diez y col., 2006). 58

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La forma crònica la padecen 30% - 40% de las personas infectadas y presenta como una de sus manifestaciones más importantes la miocarditis crònica, con alteraciones electrocardiográficas e insuficiencia cardiaca progresiva e irreversible, que puede persistir durante toda la vida (Castagnino y Thompson, 1980; Pinto, 1985; Bestetti y col., 1987; Postan y col., 1999; Caliari y col., 2002). Entre los síntomas que pueden observarse se incluyen extra-sístoles, que aumentan con el esfuerzo, dolor precordial difuso, desdoblamiento del segundo ruido en el foco pulmonar, aumento de la silueta cardiaca, aneurisma de la punta del corazòn, soplos e insuficiencia pulmonar, mitral y tricúspide, junto con otros síntomas como megacolon y megaesòfago (Rassi y col.,1991). Los pacientes presentan cardiopatía fibrosa (descompensada o no) que es la principal causa de muerte (Caliari y col., 2002). La patogénesis de la forma crònica no se conoce exactamente, especialmente por la dificultad de identificar el parásito o establecer correlaciòn entre el parasitismo y el proceso inflamatorio. Entre los factores potencialmente implicados en el desarrollo de la cardiopatía chagásica se incluyen la destrucciòn directa del tejido muscular por el parásito, lesiones del sistema nervioso intracardíaco o microangiopatias y procesos autoinmunes, aunque quizá sea la fibrosis cardiaca uno de los factores más importantes a tener en cuenta (Caliari y col., 2002). En Venezuela, la cardiomiopatía chagásica es la manifestaciòn más frecuente de la enfermedad de Chagas (Kirchoff, 1996; Moncayo, 2003). Habitualmente afecta a pacientes mayores de 40 años y se caracteriza por infiltraciòn linfocitaria compatible con miocarditis crònica, que finalmente ocasiona cardiomegalia, aneurisma ventricular, fallo cardiaco y trastornos de la conducciòn con arritmia (Corredor y col., 1990; Tanowitz y col., 1992). Las manifestaciones clínicas pueden ser más graves y conllevan peor pronòstico en pacientes menores de 30 años (Guhl y col., 1997). En el grupo de la miocarditis crònica chagásica se distinguen dos tipos morfològicos, caracterizados por presentar diferentes tipos de remodelaciòn ventricular izquierda: uno con atrofia ventricular, concéntrica y adelgazamiento apical en "saca bocado" y otro con hipertrofia excéntrica. Éste último cursa con adelgazamiento apical extendido a las caras laterales y septal, así como trombosis. El primero corresponde 59

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generalmente a pacientes en los que la infecciòn no cursa con insuficiencia cardiaca, sino con arritmia o fenòmenos tromboembòlicos y el segundo, a casos en fase terminal de la enfermedad, con insuficiencia cardiaca congestiva grave (Puigbò y col., 1967; 1968). Barboza-Arguello y col. (2006) también señalan que la presentaciòn clínica de la enfermedad cardiaca consecutiva a la enfermedad de Chagas en el hombre puede adquirir distintas formas, tales como: a) arritmias y trastornos de conducciòn, principalmente contracciones ventriculares prematuras, hemibloqueo anterior izquierdo o bloqueo de la rama derecha del Haz de His, bloqueo atrio- ventricular (AV) completo, bloqueo avanzado de la rama izquierda del Haz de His y fibrilaciòn atrial. b) fenòmenos tromboembòlicos, resultado de estasis sanguíneo intracavitario consecutivo a hipocontractilidad miocárdica o fibrilaciòn atrial. c) hipocinesia miocárdica y la consiguiente fibrosis y formaciòn de aneurismas ventriculares, sobre todo apicalmente (Barboza-Arguello y col., 2006). Entre las alteraciones electrocardiográficas observadas en la forma crònica, Quiroz y col. (2006) señalan las alteraciones del ritmo sinusal (85% de la poblaciòn examinada), del ritmo de marcapaso (7%), aleteo auricular (2%), fibrilaciòn auricular (4%), bigeminismo ventricular (1%) y otras arritmias (1%). La hipertrofia ventricular izquierda es la anomalía más frecuente según estos autores (34,3%), asociada a trastornos de repolarizaciòn en 14,7% de los pacientes y trastornos de conducciòn en 18,7%, con los bloqueo de rama derecha (63.1%). La presencia de ondas Q patològicas se evidenciò en 10.8% de los pacientes, principalmente en la cara anteroseptal e inferior.

De acuerdo con lo anteriormente expuesto, Hayes y Schofield (1990) definen como chagásicos crònicos a los pacientes con o sin síndrome de insuficiencia cardiaca, megaesòfago, megaestòmago y megacolon, junto con antecedentes de procedencia o residencia en áreas endémicas y diagnòstico de laboratorio que confirme la infecciòn por T. cruzi.

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II.6.1.4.- Infección congénita

La infecciòn congénita puede producirse en cualquier momento de la gestaciòn y el neonato permanecer como portador subclínico o manifestar síntomas semanas o meses después del nacimiento. De hecho, la presentaciòn clínica puede variar desde niños prematuros con elevada mortalidad hasta neonatos a término y asintomáticos, dependiendo de las áreas endémicas y no endémicas y del estado nutricional e inmunològico de la madre, además de la cepa del parásito (Wendel y Pinto-Diaz, 1992). Cabe destacar que la presencia de anticuerpos específicos IgG en el suero del recién nacido no indica necesariamente la presencia de enfermedad, particularmente durante los primeros cuatro o cinco meses de vida, ya que este tipo de inmunoglobulinas se transmiten de la madre infectada al feto. El diagnòstico de la enfermedad de Chagas congénita se realiza mediante métodos parasitològicos y la detecciòn de anticuerpos IgM específicos. Cuando no se puede disponer de estos métodos, una prueba serològica positiva (IgG) a los 6 ò 12 meses de edad aconseja el tratamiento urgente (Wendel y Pinto-Diaz, 1992). Los niños recién nacidos de madres infectadas generalmente presentan la forma típica de la enfermedad aguda, asociada con parto prematuro, hipotonía muscular, fiebre y frecuentemente hepato-esplenomegalia, con parasitemia y presencia de anticuerpos IgM específicos (Wendel y Pinto-Diaz, 1992). En casos aislados se observan cuadros de insuficiencia cardiaca o meningoencefalitis con crisis convulsivas, taquicardia persistente y miocarditis (Zaidenberg, 1999). Saleme y col. (1971) indican la elevada incidencia de niños prematuros en Tucumán, con un cuadro clínico grave caracterizado por hepato-esplenomegalia, insuficiencia cardiaca, meningoencefalitis, anemia e hiperbilirrubinemia con infecciones asociadas y elevada mortalidad. II.6.2.- Complejo Chagas – SIDA Numerosas publicaciones han documentado la invasiòn del sistema nervioso central por parte del parásito en pacientes afectados de SIDA, aunque en Venezuela no se ha descrito hasta el momento. El primer caso en que se asociò la enfermedad de 61

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Chagas y el SIDA fue descrito por Del Castillo y col. (1990) en un paciente hemofílico con trastornos neurològicos. Casos similares han sido señalados posteriormente por Rosemberg y col. (1992) y Oddò y col. (1992).

Garcia-Messina y Bases (1997) indican que la inmunodeficiencia producida por el virus del SIDA altera el equilibrio parásito-hospedador, puesto que el virus destruye las células del sistema inmune encargadas de limitar la multiplicaciòn de T. cruzi, permitiendo que la infecciòn se reactive con la consiguiente parasitemia y el subsiguiente riesgo de meninfoencefalitis aguda y miocarditis (Del Castillo y col., 1990; Leiguarda y col., 1990; Rosemberg y col., 1992; Metze y Maciel, 1993; Rocha y col., 1994; Sartori y col., 1999). De hecho, en presencia de SIDA se han observado no sòlo las formas agudas más graves de la enfermedad de Chagas, sino también infecciones crònicas reactivadas con alteraciones neurològicas (Del Castillo y col., 1990; Glucktein y col., 1992). El desarrollo de la infecciòn aguda o la reactivaciòn de la misma en pacientes con infecciòn por HIV son semejantes a las observadas en niños menores de cuatro años, con meningoencefalitis aguda o lesiones neurològicas focales o multifocales.

Al igual que en la toxoplasmosis cerebral, en la enfermedad de Chagas tampoco se producen lesiones patognomònicas identificables mediante técnicas de imagen, como tomografía computarizada o resonancia magnética nuclear (Del Castillo y col., 1990). Las lesiones histopatològicas se caracterizan por encefalitis extensa multifocal, necrohemorrágica, con angeitis obliterante, donde se observan numerosos amastigotes en células gliales, macròfagos y células endoteliales (Apt y col., 2008). II.6.3.- Manifestaciones clínicas y lesiones en el perro Al igual que en el hombre, la enfermedad de Chagas en perros puede presentarse en forma aguda, asintomática o crònica, aunque el curso es habitualmente asintomático en animales silvestres (Añez y col., 2001). II.6.3.1.- Fase aguda La forma aguda se manifiesta tras un periodo de incubaciòn de 5-42 días y se caracteriza por la apariciòn de fiebre moderada, con o sin edema palpebral, deterioro 62

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progresivo, hepatomegalia, adenopatías y alteraciones cardíacas y nerviosas (Camacho, 2006). Estos síntomas pueden persistir más de 30 días, aunque la parasitemia alcanza su punto máximo a las 2-3 semanas post-infecciòn, pudiendo evidenciarse mediante pruebas directas tales como frotis de sangre teñidos, microhematocrito y gota gruesa (Bittencourt y col., 1981; Meurs, 2000). Los cachorros inoculados con dosis infectantes altas de T. cruzi mueren en 2-3 semanas con un cuadro agudo en el que destaca la insuficiencia cardiaca, aunque también puede cursar con muerte súbita (Andrade y col., 1997; Camacho, 2006). En perros experimentalmente infectados con 6.000 tripomastigotes/kg de una cepa boliviana de T. cruzi, De Oliveira-Alves (2003) ha señalado que el periodo de parasitemia se sitúa entre 19 y 33 días post inoculaciòn. Las únicas alteraciones clínicas relevantes consisten en episodios de hipertermia e hiperplasia de los nòdulos linfáticos en el período de parasitemia y no se observan alteraciones de la frecuencia cardiaca o el apetito. A las cuatro semanas de infecciòn, desciende el volumen globular y la concentraciòn de hemoglobina, aunque estos valores se sitúan dentro de los mínimos normales, y además disminuye el número de plaquetas y leucocitos. Resultados similares a los anteriormente descritos han sido señalados por Camacho (2006) en trabajos experimentales realizados con cepas de T. cruzi procedentes de Colombia, Bolivia y Brasil, con presencia de linfoadenopatias, hiperemia y secreciòn ocular bilateral, mucosas pálidas, apatía, anorexia, vòmitos, diarrea, distensiòn abdominal, caída del pelo y edema pulmonar. Por otra parte, las alteraciones electrocardiográficas observadas permiten concluir que los perros también pueden desarrollar miocarditis, con disminuciòn de voltaje de la onda P, incremento de la frecuencia cardiaca y del intervalo P-R, ondas Q profundas, signos de hipoxia, desviaciòn del eje a la derecha, supresiòn del milivoltaje, alternancia eléctrica, arritmias tipo

bloqueo

atrio-ventricular

y

fibrilaciòn

ventricular.

Mediante

estudios

ecocardiográficos se ha descrito dilataciòn de la aurícula y ventrículo derecho. Los cambios electrocardiográfico durante la fase aguda reflejan la progresiòn y distribuciòn del proceso inflamatorio en el atrio, porciòn derecha del septum interventricular y/o pared del ventrículo derecho. Asimismo, se ha comprobado que el número de cambios electrocardiográficos y la magnitud de los mismos mantienen una 63

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estrecha relaciòn con la carga parasitaria y el desarrollo de la infecciòn (PizzigattiKlein, 1995). De Oliveira-Alves (2003) también señala alteraciones bioquímicas séricas indicativas de miocarditis, con incremento de la actividad enzimática aspartato amino transferasa (AST), alanino amino transferasa (ALT), deshidrogenasa láctica (LDH) y creatitinin kinasa (CK), especialmente a partir de la cuarta semana de infecciòn, lo que sugiere graves lesiones de la musculatura miocárdica. II.6.3.2.- Fase asintomática La fase aguda persiste durante unos 40 días, evolucionando posteriormente a una fase crònica o más frecuentemente, asintomática caracterizada por la remisiòn de los síntomas (Andrade y col., 1981), la cual puede prolongarse durante años, manteniéndose la serología positiva (Añez y col., 2001).

En los perros sacrificados durante esta fase se puede observar miocarditis leve crònica focal, con escasos focos microscòpicos de fibrosis. En varias partes del sistema conductor, especialmente en el ganglio atrio ventricular y en la porciòn distal del haz de His se pueden observar lesiones de fibrosis focal o difusa y escleroatrofia, consideradas como secuelas de la inflamaciòn y necrosis que tiene lugar en la fase aguda (Andrade y col., 1997).

En un estudio realizado en perros que sobrevivieron a la fase aguda de la enfermedad, Mora y col. (1999) observaron lesiones celulares que afectan fundamentalmente al nodo sinoauricular, nodo auriculoventricular, haz de His, ramal derecho y zonas del miocardio. Estas alteraciones hacen pensar que durante la evoluciòn de la miocardiopatía se producen interrupciones locales tempranas de la conducciòn ventricular. No obstante, el efecto eléctrico que éstas tienen sobre el ECG no es observable a menos que comprometan grandes áreas de tejido. II.6.3.3.- Fase crónica Al igual que en el hombre, la fase crònica se manifiesta con miocarditis crònica, megalovísceras (megaesòfago, megacolon) y alteraciones del sistema nervioso, lesiones que en ocasiones pueden resultar mortales para el perro Añez y col. (2001). Laranja 64

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(1985) y Lana y col. (1992) señalan que pueden transcurrir entre 3 y 55 meses hasta que la fase crònica se manifiesta clínicamente. En infecciones experimentales se ha comprobado que este periodo oscila entre 24 y 76 meses (Schenone y col., 1974; Andrade y col., 1981; Lana y col., 1992).

A diferencia de la especie humana, la fase aguda de la infecciòn por T. cruzi en los perros es generalmente asintomática, siendo en la fase crònica cuando se observan los signos cardíacos con alteraciones electrocardiográficas (supresiòn del milivoltaje del complejo QRS) (Camacho y col., 2000). II.7.- Diagnóstico Durante la fase aguda, la enfermedad de Chagas se acompaña de la presencia de un gran número de tripomastigotes en el torrente sanguíneo, por lo que el diagnòstico de laboratorio durante este periodo se basa en la detecciòn de los mismos mediante técnicas directas, tanto en el hombre como en el perro. Por el contrario, la cantidad de tripomastigotes en sangre es muy escasa durante la fase crònica, etapa caracterizada por la presencia de anticuerpos frente a antígenos de T. cruzi. Por este motivo, las pruebas laboratoriales para hacer el diagnòstico durante este último periodo se basan en la detecciòn de dichos anticuerpos mediante pruebas serològicas indirectas. Junto a ellas se incluyen diversas pruebas de imagen que permiten confirmar el diagnòstico clínico (Storino y col., 2002). II.7.1- Pruebas directas Estas pruebas permiten visualizar, aislar e identificar el parásito, siendo por ello los métodos más seguros para el diagnòstico de la infecciòn por T. cruzi. Su sensibilidad puede ser del 100% en la fase aguda de la infecciòn y en los primeros meses de una infecciòn congénita, etapas donde la parasitemia es muy elevada. Sin embargo, su sensibilidad se reduce un 50% durante las fases asintomática y crònica (Kahn y col., 1983; Blanco y col., 1993). Las pruebas directas se clasifican a su vez en inmediatas o tardías, dependiendo del momento en que es más aconsejable su empleo (Storino y col., 2002).

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II.7.1.1- Inmediatas Estas técnicas permiten la visualizaciòn microscòpica de los parásitos en sangre circulante mediante diversos procedimientos. Entre ellos se incluyen la técnica de la gota gruesa, donde se desfibrina la sangre en un portaobjetos y posteriormente se colorea con tinciòn de Giemsa o mediante el método de concentraciòn de Strout, en el cual se realizan dos centrifugaciones del suero sanguíneo para obtener el sedimento en el que se concentran los tripomastigotes. Se estima que este método tiene una sensibilidad del 95% (Strout, 1962) (cit. Storino y col., 2002). En la técnica de la gota gruesa se utiliza una sola gota de sangre y se recomienda observar el frotis al microscopio durante unos 45 min (Storino y col., 2002). Por su parte, la sensibilidad de la técnica del microhematocrito es alta, aunque solamente requiere un pequeño volumen de sangre (0,3 ml) y necesita poco tiempo para su realizaciòn (30 min.). Esta técnica diagnòstica se considera de elecciòn por los organismos de Salud Pública en los recién nacidos hijos de madres infectadas (Freilij y Storino, 1994). II.7.1.2.- Tardías La técnica de Xenodiagnòstico, descrita por Brumpt en 1914, ha sido uno de los procedimientos diagnòsticos más utilizados en humanos y su empleo todavía está permitido en animales. Este método consiste en la reproducciòn en condiciones de laboratorio del ciclo natural del parásito en triatominos no infectados, a los que se alimenta con sangre del paciente, examinando las deyecciones de estos artròpodos 30 y 60 días después de la ingesta de sangre.

Tanto la especificidad como la sensibilidad son del 100% cuando se utilizan en la fase aguda o tras una reinfecciòn, mientras que la sensibilidad se reduce (50%) durante la fase crònica (Cerisola y col., 1971; Schenone y col., 1974). Esta técnica menos sensible que el método de concentraciòn de Strout exige entrenamiento y capacitaciòn de los técnicos que efectúan las pruebas (Cerisola y col., 1971). Entre sus ventajas cabe destacar que permite confirmar la parasitemia, por lo que es especialmente utilizada en ensayos clínicos, para la selecciòn de perros y en la valoraciòn de fármacos tripanocidas (Baldini-Lucheis, 2003). 66

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Cerisola (1971) (cit. Machado y col., 2001) indica que los resultados obtenidos en perros con la prueba de xenodiagnòstico, tanto en la primera como en posteriores reinfecciones, son similares a los de humanos. Los experimentos realizados durante la fase crònica evidencian que el promedio de parasitemia puede presentar variaciones individuales, de forma que los resultados en algunos animales son reiteradamente positivos mientras otros resultan negativos. Otras de las pruebas diagnòsticas directas incluyen el Hemocultivo en diferentes medios (NNN, Peckchanian, Bonacci, Davis, Rasga, Reichenow, LIT, Warren y otros) (Paolasso y Basso, 1979), así como la infecciòn experimental en ratones jòvenes, procedimientos que requieren mayor cuidado que el xenodiagnòstico por tener alto riesgo de contaminaciòn. Esta última técnica ha sido utilizada para determinar la parasitemia y los efectos producidos por T. cruzi y también resulta útil en la evaluaciòn de medicamentos. De hecho, el propio Doctor Carlos Chagas realizò la infecciòn en animales de laboratorio en 1924.

La sensibilidad de las técnicas diagnòsticas varía en funciòn de la zona de estudio. Uno de los motivos que justifican esta circunstancia pueden ser las diferencias genéticas entre las cepas de T. cruzi en cada zona (Coura y col., 1984, 1991). De hecho, diversos estudios han puesto de manifiesto que la sensibilidad de la prueba de xenodiagnòstico es variable (13% - 50%) y oscila entre 19% y 79% para el hemocultivo, dependiendo de la regiòn donde se realice el estudio (Cerisola y col., 1971; Baldini-Lucheis, 2003). Diversas pruebas moleculares como la Reacciòn en Cadena de la Polimerasa (PCR) y la técnica de ADN polimòrfico amplificado (RAPD) también permiten determinar la presencia del parásito en el torrente sanguíneo o en diferentes òrganos. Con ambas técnicas se amplifican diferentes fragmentos del ADN parasitario y su sensibilidad puede alcanzar el 100%, por lo que pueden demostrar la presencia del parásito incluso cuando éste se encuentra en muy baja cantidad (Mejía y Triana, 2005). Además de su elevada sensibilidad, la amplificaciòn del ADN por PCR también destaca por su especificidad, sencillez y versatilidad, ya que puede aplicarse a diversos tipos de

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muestras biològicas, incluyendo organismos vivos, muertos, momificados o restos fòsiles (Mullis y col., 1994) (cit. Maldonado, 2000).

II.7.2- Pruebas Indirectas Existen numerosas técnicas serològicas basadas en la detecciòn de anticuerpos frente a T. cruzi, entre las cuales cabe citar la reacciòn de Fijaciòn del Complemento (FC), Hemaglutinaciòn indirecta (HAI), Inmunofluorescencia indirecta (IFI) y pruebas Inmunoenzimáticas (ELISA) (Storino y col., 1998). Estos métodos han hecho posible el control de los bancos de sangre, aunque no permiten pronosticar su evoluciòn (Freilij y Storino, 1994). La reacciòn de Fijaciòn de Complemento (FC) se basa en la capacidad de todo complejo antígeno-anticuerpo (Ag – Ac) de fijar el complemento. La alta sensibilidad de esta prueba (90 y 95%) a las 4-6 semanas de infecciòn contrasta con su baja especificidad, razòn por la cual se ha sustituido por otros métodos más precisos (Guerreiro y Machado, 1913) ( Rosenbaum y Cerisola, 1958) (cit. Chassagnade, 2009). La Hemaglutinaciòn indirecta (HAI), basada en los trabajos de Boyden (1951) (cit. Chassagnade, 2009), consiste en la posibilidad de modificar la membrana de los glòbulos rojos con ácido tánico ya que una vez tratados se comportan como partículas inertes capaces de absorber los antígenos (Ags) parasitarios. Tiene alta sensibilidad (95%), aunque su especificidad es variable. Es un procedimiento sencillo aunque puede existir subjetividad en la lectura (Camargo y col., 1986) (cit. Chassagnade, 2009). La reacciòn de inmunofluorescencia indirecta (IFI) ha sido utilizada a partir de la década de los 60 y destaca por su elevada sensibilidad (90 -100%) y especificidad (80%), aunque pueden producirse reacciones cruzadas con otros tripanosomatidos como Leishmania.

El radioinmunoensayo fue desarrollado en 1959 por Yalow y Berson y es el precursor de los ensayos inmunoenzimáticos descritos originalmente en 1971 por Engvall y Perlmann, y Van Wemen y Schuurs. Entre las técnicas basadas en el inmunoensayo enzimático (EIA) cabe destacar dos: el ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA) y el ensayo inmunològico multiplicado por enzimas (EMIT) (cit.Guzmán-Vázquez, 2004). La técnica ELISA tiene aplicaciones universales y puede 68

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utilizarse para detectar antígenos o anticuerpos, destacando por su elevada sensibilidad y especificidad. Además permite el análisis de muestras de poblaciones en un corto plazo y de manera sencilla y rutinaria, sin la utilizaciòn de material radiactivo (Machicado y Casas, 2004). La técnica ELISA se basa en el uso de antígenos (AG) o anticuerpos (AC) marcados con una enzima, de tal manera que los conjugados resultantes tengan actividad tanto inmunològica como enzimática (Machicado y Casas, 2004). Al estar uno de los componentes (antígeno o anticuerpo) marcado con una enzima e insolubilizado en un soporte (inmunoabsorbente), la relaciòn AG-AC queda inmovilizada y puede ser fácilmente revelada mediante adiciòn de un sustrato específico, que al actuar con la enzima produce color observable a simple vista o cuantificable mediante espectrofotòmetro o colorímetro (Machicado y Casas, 2004). Finalmente, en este grupo de pruebas indirectas cabe citar la utilizaciòn del ADN recombinante (antígenos recombinantes), que permite aislar los genes de T. cruzi que codifican para las proteínas antigénicas y una vez clonados en los vectores adecuados, se

expresan

en

sistemas

bacterianos

para

detectarlos

mediante

ensayos

inmunoenzimáticos, utilizando suero de ratones, conejos o suero de pacientes infectados. Esta técnica ha permitido purificar y caracterizar antígenos bien definidos, los antígenos recombinantes, que en los últimos años han supuesto un gran avance en el diagnòstico de la enfermedad de Chagas (Abate, 1997).

II.7.3.- Diagnóstico /Imagen Junto con la evaluaciòn de la sintomatología, el diagnòstico clínico de la tripanosomosis incluye la valoraciòn del estado físico y fisiològico del corazòn mediante diversas técnicas de diagnòstico por imagen. Los parámetros que sugieren la presencia de la enfermedad son:

- Rx de tòrax: cardiomegalia (relaciòn cardiotorácica igual o superior a 0,5 en

humanos y mayor a 10,5 vertebras en el índice vertebral en caninos). - Electrocardiograma:

taquicardia

sinusal,

arritmias

supraventriculares

o

ventriculares, bloqueo AV, bloqueo de rama, desviaciòn del eje, complejo de 69

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bajo voltaje, cambios inespecíficos del segmento ST y de la onda T (Camacho, 2000). - Ecocardiograma: sòlo si hay alteraciòn cardiovascular (MPPS-GBV, 2007).

Darke (1996) (cit. Soares y col., 2004) indica que la radiografía también permite analizar el aspecto del parénquima y los vasos pulmonares. En casos de insuficiencia cardiaca izquierda se puede observar hipervascularizaciòn pulmonar, con congestiòn venosa e infiltrado intersticial y alveolar. La insuficiencia cardiaca derecha está relacionada con distensiòn de la vena cava caudal, hepatomegalia, ascitis y a veces hidrotòrax. La ecocardiografía constituye un método de gran importancia y utilidad en el diagnòstico y control evolutivo de la cardiopatía chagásica, debido a su sensibilidad, rapidez de ejecuciòn y carácter no invasivo, permitiendo en ocasiones visualizar determinadas alteraciones en pacientes chagásicos en los que el electrocardiograma y radiografías de tòrax son normales (Acquatella y col., 1987). La imagen producida por los ultrasonidos permite diferenciar diversas estructuras entre las cámaras cardiacas que no se observan radiográficamente. Asimismo, los ultrasonidos permiten registrar la actividad cardiaca durante la sístole y la diástole, observando detalladamente la anatomía interna cardiaca, el movimiento y la capacidad de contracciòn (Darke, 1992; Kienle y Thomas, 1995). Las pruebas anteriormente citadas también pueden utilizarse en perros con el fin de diagnosticar la cardiopatía chagásica, valorar la evoluciòn de la enfermedad, orientar sobre el tratamiento y establecer un pronòstico, incluyendo el riesgo de muerte súbita (Oliveira, 1983).

II.8.- Tratamiento Aunque la enfermedad de Chagas fue descubierta hace más de 100 años, en la actualidad todavía no existe un tratamiento eficaz, econòmico, accesible y con pocos efectos adversos. Esta circunstancia, junto con el hecho de afectar mayoritariamente a personas de escasos recursos que viven en zonas rurales, hace que la esperanza de 70

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obtener un tratamiento a corto plazo sea muy reducida, ya que la investigaciòn en este campo es escasa, poco rentable y los gobiernos no reconocen la verdadera importancia epidemiològica de la enfermedad de Chagas. Bien lo decía el sabio Carlos Chagas cuando expreso “Hable de ella y tendrá a todos en contra”. La tendencia actual consiste en administrar tratamientos sintomáticos como forma de mejorar la calidad de vida de los pacientes con miocardiopatía chagásica crònica (CCC). No obstante, la necesidad de encontrar fármacos realmente eficaces resulta decisiva en algunos grupos de pacientes en que la enfermedad puede ser especialmente grave, como los enfermos de SIDA (Marino, 1998).

II.8.1.- Tratamiento en humanos Los productos empleados como antichagásicos se pueden clasificar en diferentes grupos: a) Productos de utilidad clínica reconocida: Nifurtimox y Benznidazol (Dias, 1997). Ambos fármacos son eficaces durante la fase aguda de la enfermedad, aunque a menudo no inhiben el desarrollo del parásito en la fase crònica y sus efectos terapéuticos varían en funciòn de la cepa del parásito (Cançado, 1979; Neal, 1988) (cit. Chassagnade, 2009). Tanto Nifurtimox (8-10 mg/kg/día/60 a 90 días) como Benznidazol (5 mg/kg/día/30 días) tienen elevada actividad tripanosomicida, aunque el primero dejò de producirse en 1990 y ambos han desaparecido de las farmacias en casi todos los países endémicos (Dias, 1997). La dosis recomendada de Benznidazol en niños con infecciòn congenita es de 7-8 mg/kg/día cada 12 horas (Storino y col., 2002). Estos fármacos actúan a través de su uniòn a macromoléculas que inhiben la síntesis de ADN, ARN y proteínas de T. cruzi (Gugliotta y col, 1980; González, 1989). Entre sus efectos adversos cabe citar náuseas, temblores, vòmitos, pérdida de peso, reacciones cutáneas (exantema macular pruriginoso), síndrome febril, cefalea y vértigo (25%) y 40% en la fase crònica (Barclay y col., 1978) (cit. Storino y col., 2002).

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b) Productos eficaces en modelos experimentales in vivo sin aplicaciòn clínica: Ketoconazole, Itraconazol, Allopurinol, Anfotericina B.

La actividad de algunos Azoles fungicidas frente a T. cruzi ha sido ampliamente investigada, entre los que cabe señalar la Anfotericina B (Abitbol y col., 1964) (cit. Chassagnade, 2009), Ketoconazole (Urbina y col., 1988) (cit. Chassagnade, 2009) y los triazoles Itraconazol y Allopurinol (Abt y col., 1998). Estos compuestos actúan inhibiendo la multiplicaciòn intracelular del parásito y alteran la permeabilidad de las membranas, reduciendo la parasitemia. Los resultados obtenidos mediante estudios in vitro son relativamente buenos, aunque algunos (Anfotericina B) son muy tòxicos. Su uso clínico está todavía supeditado a nuevas investigaciones (Stoppani, 1999) (cit. Chassagnade, 2009).

c) Otros productos: En

los

últimos

años,

se

está

investigando

en

animales

infectados

experimentalmente la posible utilidad clínica de péptidos inhibidores de la cisteína proteasa (cruzipaina y cruceina) de T. cruzi. (Cazzulo, 1999) Asimismo, mediante estudios in vitro se ha determinado la acciòn tripanocida del cristal violeta a una diluciòn de 1/4000, aunque puede resultar tòxico (500 mg) y colorear la piel de un tono azul (Arago, 1986; Stoppani, 1999) (cit. Chassagnade, 2009)

II.8.2.- Tratamiento en perros El tratamiento de la enfermedad de Chagas en perros varía según el curso de la infecciòn. En la fase aguda, el tratamiento recomendado incluye Nifurtimox (2-7 mg/kg/día) y Prednisona (0,5 mg/kg/día) durante varios meses, aunque con graves efectos secundarios. Por el contrario, el tratamiento en la fase crònica está dirigido fundamentalmente a paliar los síntomas derivados de la insuficiencia cardiaca. Algunos Imidazoles, han sido utilizados experimentalmente en ratones, sin que se hayan evaluado en perros naturalmente infectados (Barr y col., 1991).

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II.9.- Control y prevención de la enfermedad El principal objetivo en la lucha contra la enfermedad de Chagas es la interrupciòn de la transmisiòn mediante el control de los principales vectores, que en Venezuela son R. prolixus y T. maculata. En el año 1945, el doctor Arnoldo Gabaldòn iniciò una campaña de eliminaciòn de triatominos en este país rociando con insecticidas el interior de las viviendas y sustituyendo las casas de barro por casas de cemento, iniciativas que posteriormente fueron seguidas por otros países como Brasil y Argentina y que continúan hasta nuestros días (Gabaldòn, 1972; Acquatella, 2003).

En

la

lucha

vectorial

se

utilizò

inicialmente

el

insecticida

diclorodifeniltricloroetano (DDT), al cual los triatominos son poco sensibles, hasta tal punto

que

aumentaron

sus

poblaciones.

Posteriormente

fue

sustituido

por

Hexaclorociclohexano (HCH) y más tarde por Dieldrin, empleándose en la actualidad compuestos piretroides, carbamatos y òrganosfosforados con los cuales se han obtenido buenos resultados (Acquatella, 2003).

Por otra parte, la lucha indirecta relacionada con la mejora de las viviendas en las zonas rurales ha sido de gran importancia, ya que en el año 2000 se habían construido 443.522 casas rurales en Venezuela, que albergaban a 2.400.000 personas. El área afectada originalmente por la enfermedad de Chagas se estimò en 750.000 Km2, superficie que 50 años después se ha reducido a 365.000 Km2 (Acquatella, 2003). En el mes de Abril de 1999 tuvo lugar en Venezuela la segunda reuniòn de la comisiòn intergubernamental de los países andinos, con el fin evaluar los progresos realizados en la transmisiòn de la enfermedad de Chagas. En dicha reuniòn se constatò que la incidencia en niños de hasta 4 años en Venezuela se había reducido en un 90% y que el índice de infecciòn del principal vector en este país (R. prolixus) oscilaba entre 0,1% y 0,6% en todos los estados, exceptuando el de Barinas donde alcanzaba 3,4% (PTITCDV, 1999) (cit. Acquatella, 2003). A pesar de que Venezuela fue uno de los primeros países donde se diagnosticò la enfermedad, los proyectos de control iniciados no se han mantenido con el paso del tiempo ni se han creado nuevas iniciativas. Tanto es así, que si bien durante los años 73

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cincuenta se produjo un descenso significativo en la incidencia de la enfermedad, hasta alcanzar valores inferiores a 1%, el porcentaje se está incrementando en la actualidad (Añez y col., 2004). En un estudio de 3.835 personas de 75 localidades, Urbina (2005) ha confirmado recientemente que la infecciòn por T. cruzi afecta a 11,7% de la poblaciòn general y 8,5% de los niños menores de 10 años. La erradicaciòn de la infecciòn por T. cruzi es muy compleja, al tratarse de una zoonosis con un amplio ciclo silvestre. No obstante, sí resulta factible eliminar la transmisiòn vectorial doméstica mediante la lucha frente a los vectores, así como la transmisiòn vertical y transfusional realizando el diagnòstico en mujeres embarazadas, recién nacidos y examen sistemático de donantes de sangre (MPPS-GBV, 2007). Asimismo, también resulta imprescindible la declaraciòn obligatoria de casos agudos, ya que permite la detecciòn precoz de los focos y la introducciòn de medidas preventivas (MPPS-GBV, 2007).

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OBJETIVOS

OBJETIVOS

OBJETIVOS

OBJETIVOS

III.- OBJETIVOS III.1.- OBJETIVO GENERAL

Como objetivo general, nos planteamos aportar datos al conocimiento de la enfermedad de Chagas mediante la realizaciòn de un estudio epidemiològico en humanos y perros (Canis familiaris) en las comunidades rurales de Guariquito y La Primavera (Municipio de Moran, Estado de Lara, Venezuela), al objeto de establecer medidas de control y prevenciòn.

III.1.1.- OBJETIVOS ESPECÍFICOS

-

Determinar la seroprevalencia de infecciòn por Trypanosoma cruzi en la poblaciòn humana del estado de Lara (comunidades de Guariquito y la Primavera)

mediante

dos

técnicas

serològicas

con

antígenos

recombinantes (ELISA y MABA) y comparar los resultados obtenidos con las mismas. -

Analizar la influencia de diversos factores individuales y socioculturales en la seroprevalencia de infecciòn por T. cruzi en la poblaciòn humana objeto de estudio.

-

Realizar un estudio epidemiològico en perros (Canis familiaris) para determinar la prevalencia de infecciòn por T. cruzi mediante la aplicaciòn de diversas técnicas diagnòsticas (ELISA, MABA, Xenodiagnòstico), comparando los resultados obtenidos con las mismas.

-

Identificar las especies y distribuciòn de los triatominos implicados en la transmisiòn de la enfermedad de Chagas en la zona de estudio, analizando la presencia de epimastigotes de T. cruzi en sus deyecciones.

-

Analizar la interacciòn entre diversos factores de riesgo implicados en la transmisiòn de la enfermedad de Chagas en las dos comunidades referidas anteriormente.

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OBJETIVOS

MATERIALES Y M ÉTODOS

MATERIAL Y MÉTODOS

MATERIALES Y M ÉTODOS

MATERIALES Y M ÉTODOS

IV.- MATERIAL Y MÉTODOS El estudio epidemiològico se ha realizado en las comunidades de Guariquito y La Primavera del Municipio Moran, situado en la zona sur del estado de Lara, en Venezuela.

La zona ha sido seleccionada teniendo en cuenta la endemicidad de la enfermedad de Chagas en Venezuela y más concretamente en la zona indicada, donde la prevalencia de parasitaciòn humana puede considerarse media (6,8 y 6,5% en Guariquito y La Primavera, respectivamente), según estudios previos realizados por Briceño-Moreno y col. (2003). Para llevar a cabo el estudio se ha contado con la colaboraciòn de los dirigentes y encargados de los ambulatorios locales en ambas comunidades, pròximas a la Universidad Centroccidental “Lisandro Alvarado” donde se han procesado las muestras. IV.1.- Área geográfica de estudio Las comunidades de Guariquito y La Primavera del Municipio Moran pertenecen a la parroquia Guárico. Este municipio cuenta con una superficie de 2.231 km y 112.484 habitantes. Ambas comunidades se encuentran en una zona montañosa situada a 800 metros sobre el nivel del mar, con vegetaciòn boscosa seca. Son zonas agrícolas muy similares, con cultivos de hortalizas, legumbres y café, donde la temperatura media es de 18-24ºC y las precipitaciones anuales están comprendidas entre 550 a1100 mm. Ewel, 1976) (Anexo 2). IV.2.- Distribución de la población humana En las dos comunidades únicamente se seleccionaron viviendas en las que convivían perros (Canis familiaris) y personas. Concretamente, la comunidad de Guariquito está dividida en siete sectores con un total de 138 casas, en 127 de las cuales convivía una poblaciòn de 714 personas y 129 perros. La comunidad de La Primavera está dividida a su vez en trece sectores con 290 casas, en 261 de las cuales convivia una poblaciòn de 1260 personas y 322 perros sin raza definida. IV.2.1.- Criterios de selección Los criterios de selecciòn utilizados para incluir una vivienda en el estudio 81

MATERIALES Y M ÉTODOS

epidemiològico han sido los siguientes: a) Poblaciòn con domicilio permanente. b) Presencia de perros que convivan con las familias. c) Incluir al menos tres casas por cada uno de los sectores estudiados, para lo cual se ha realizado un muestreo aleatorio simple asignando un número a cada una de las viviendas. IV.2.2.- Estudio epidemiológico El estudio se ha realizado en dos fases. Inicialmente, se han realizado reuniones con los jefes comunales, docentes y habitantes de las dos comunidades, explicando las características del estudio, objetivos y metas propuestas. Asimismo, se ha informado sobre la enfermedad de Chagas con el fin de motivar a la poblaciòn y obtener la aprobaciòn de los cabezas de familia para realizar la toma de muestras durante el desarrollo de la investigaciòn. La segunda fase ha consistido en la realizaciòn del trabajo epidemiològico, efectuando el censo de la poblaciòn, encuestas epidemiològicas y toma de muestras de sangre, tanto de humanos como de perros. Todas las muestras y las encuestas han sido procesadas y analizadas en el Área de Toxicología del Departamento de Medicina y Cirugía, del Decanato de Ciencias Veterinarias así como en el Decanato de Medicina, ambos de la Universidad Centroccidental “Lisandro Alvarado”. IV.2.3.- Encuesta Una vez realizado el censo y seleccionados los domicilios, se ha efectuado la visita de las viviendas con el fin de elaborar la historia clínica (Anexo 3) y proceder a la toma de muestras. Posteriormente, se realizò la encuesta concerniente a las condiciones y características de viviendas y locales anejos a la mismas, así como la presencia de animales (Anexo 4), tipificando las viviendas según los criterios propuestos por Guhl y col. (1999) (cit. Chassagnade) en tres categorías: 1.- Construcciòn buena: con paredes, piso, techo de cemento y frisado. 2.- Construcciòn regular/intermedia: paredes sin friso, piso de cemento y techo de zinc. 3.- Rancho: paredes de adobe, piso de tierra, y techo de zinc o paja. 82

MATERIALES Y M ÉTODOS

En las construcciones anejas y en las viviendas se ha evaluado el estado sanitario y otros factores que pueden contribuir al mantenimiento y reproducciòn de triatominos (Anexo 5). Asimismo, se han registrado diversos datos demográficos de la poblaciòn (composiciòn del grupo familiar, nivel de escolaridad, migraciòn rural, actividad laboral) (Anexo 6) y otros concernientes al conocimiento de la enfermedad de Chagas (mecanismo de transmisiòn, agente etiològico, síntomas) y conocimiento e identificaciòn del vector, mostrando una capsula de Petri con las tres especies de triatominos existentes en la zona (Anexo 7a y 7b). IV.3.- Datos epidemiológicos de los perros (Canis familiaris) En el momento de realizar la visita de las viviendas seleccionadas, se ha investigado la presencia de perros que conviven en ellas de forma permanente, tanto en la propia vivienda como en el exterior de la misma. Para realizar el estudio se seleccionaron perros de 3 meses a 11 años de edad, de diversa raza y sexo, dedicados a la guarda de viviendas o la caza. Asimismo, se completò la historia clínica a fin de poder evaluar la relaciòn entre seropositividad, xenodiagnòstico y diversos aspectos clínicos (Anexo 8). En los perros seleccionados se realizò el examen clínico y evaluaciòn general de piel, mucosas, ganglios, sistema respiratorio, gastrointestinal, genitourinario y cardiovascular. El examen cardiològico se complementò mediante electrocardiograma convencional con un electrocardiògrafo electrònico (Cardimax FX- 121) (Anexo 9), colocando el perro en decúbito lateral derecho y corriendo 6 derivaciones con el fin de determinar en la derivaciòn bipolar II el ritmo cardíaco, frecuencia cardíaca, onda P, onda Q, duraciòn del intervalo PR, complejo QRS, onda R, duraciòn del intervalo QT, onda T, segmento ST y valor del eje medio de P y QRS, de acuerdo con Tilley (1992)(Anexo 10). La estandarizaciòn de los registros electrocardiográficos se ha realizado de forma que la deflexiòn de 1 cm. de la aguja fuese igual a 1 milivoltio (1 mV), realizando el recorrido en el papel a una velocidad de 25 mm/seg en las 6 derivaciones, más un registro largo en la derivaciòn II a una velocidad de 50mm/seg, a fin de visualizar mejor los complejos. 83

MATERIALES Y M ÉTODOS

IV.4.- Estimación del tamaño de la muestra IV.4.1.- Población humana La estimaciòn del tamaño de la muestra se ha realizado mediante el programa estadístico Epi Info 2002, sobre una poblaciòn total de 1974 personas, 714 de Guariquito y 1260 de La Primavera (Censo realizado en los dispensarios de salud de ambas comunidades). En base a estudios previos realizados por Briceño-Moreno y col. (2003), consideramos una prevalencia estimada de 6,6% en la especie humana. Tomando como condiciones básicas un intervalo de confianza del 99% y error 3%, el número mínimo de personas que se deben analizar asciende a 350, que fueron distribuidas de forma proporcional en las comunidades de Guariquito (138) y La Primavera (212). 2

n

N * Z * p*q

d

2

* ( N  1)  Z  * p * q 2

Zα/22 = 2,492 (seguridad de 99,36%) p = proporciòn esperada (en este caso 6,6% = 0.066) q = 1 – p (en este caso 1 – 0.066 = 0.934) d = precisiòn (en este caso deseamos un 3%) IV.4.2.- Perros (Canis familiaris) La estimaciòn del tamaño de la muestra se ha realizado de forma similar a la poblaciòn humana, utilizando el programa Epi Info 2002, sobre una poblaciòn total de 451 perros de los que 129 corresponden a la comunidad de Guariquito y 322 a La Primavera. Según estudios previos realizados por Cerrada y col. (2005) en el Municipio Urdaneta (estado Lara), que se encuentra pròximo a los estados anteriormente citados, tiene características climáticas y orográficas semejantes, consideramos una prevalencia de infecciòn por T. cruzi en perros del 8%. Tomando como condiciones básicas un intervalo de confianza del 99% y error 5%, el número mínimo de animales deberá ser de 137 perros. 2

n

N * Z * p*q

d

2

* ( N  1)  Z  * p * q 2

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MATERIALES Y M ÉTODOS

Zα/22 = 1.552 (seguridad de 93,9%) p = proporciòn esperada (en este caso 8% = 0.08) q = 1 – p (en este caso 1 – 0.08 = 0.92) d = precisiòn (en este caso deseamos un 3%)

El diseño utilizado se define como muestreo probabilístico estratificado bietápico. En la primera etapa, las viviendas fueron seleccionadas aleatoriamente, en la segunda etapa se tomaron datos del total de los habitantes de las viviendas y sus perros, concretamente 25 casas en la comunidad de Guariquito y 46 en la comunidad de La Primavera, que en conjunto representan 18,3% de las viviendas en las que conviven caninos y humanos (tablas 7 y 8). Tabla 7. Casas Seleccionadas/ Comunidad de Guariquito. 02 71 109

10 79 110

13 82 112

21 83 118

43 86 119

44 87 122

54 91 123

64 95

66 99

Tabla 8. Casas Seleccionadas/Comunidad La Primavera. 1 58 113 182 217 289

02 58-A 125 186 218

03 66 130 188 225

17 74 146 191 237

29 83 153 194 240

33 92 166 195 251

33-A 100 174 196 254

38 105 176 200 261

51 110 178 209 285

IV.5.- Captura de Triatominos La captura de triatominos se ha realizado en diversas fases. Inicialmente, en el momento de visitar las casas seleccionadas, examinamos la totalidad de la vivienda, incluidos orificios y ranuras del techo y paredes mediante linterna y pinzas para extraer los insectos. Cuando los triatominos se encontraban en ranuras de difícil acceso se utilizaron insecticidas piretroides diluidos al 10%, con máscara y guantes. Asimismo, se revisaron las camas y locales anejos a las viviendas (gallineros, corrales, etc.), así como los alrededores de la casa hasta el límite de la cerca y cuando ésta no existía, se examinò un perímetro de 10 metros. Los ejemplares obtenidos se han conservado en

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MATERIALES Y M ÉTODOS

envases de plástico, debidamente identificados con el nombre de la comunidad, número de casa, así como la zona de captura, fecha y hora de la misma.

Otra parte de los triatominos fue recogida por los propios habitantes de las viviendas durante los tres meses siguientes a la visita anteriormente mencionada, una vez observado còmo se realiza la búsqueda y recolecciòn. Para ello, a cada familia se le hizo entrega de seis envases de plástico donde debían conservar los insectos y se les dieron instrucciones sobre la adecuada identificaciòn de los tubos (zona de captura, fecha, hora).

IV.6.- Detección de anticuerpos anti-T. cruzi IV.6.1- Obtención de las muestras de sangre Con el fin de determinar la seroprevalencia de parasitaciòn por T. cruzi en la zona de estudio, se recogieron 10 ml de sangre periférica con jeringa estéril desechable en las 350 personas seleccionadas procedentes de las comunidades de Guariquito y La Primavera. En los niños menores de 5 años, las muestras de sangre fueron obtenidas con tubo capilar heparinizado mediante punciòn con lanceta en el dedo índice o pulgar. Todas las muestras fueron centrifugadas para obtener el suero, que fue distribuido en 4 microtubos tipo Eppendorff debidamente identificados y transportados al laboratorio, donde se conservaron a -20ºC hasta su análisis. Las muestras de sangre en los 137 perros objeto de estudio fueron obtenidas mediante punciòn de la vena cefálica, procediendo posteriormente a la obtenciòn del suero para su identificaciòn y análisis tal como se ha señalado anteriormente. IV.6.2.- Técnicas serológicas Siguiendo las recomendaciones de la Organizaciòn Mundial de la Salud relativas al empleo de dos técnicas serològicas para determinar valores de seroprevalencia de la enfermedad de Chagas en zonas endémicas, la detecciòn de anticuerpos anti-T. cruzi en las muestras séricas de humanos y perros en el presente estudio se ha realizado mediante dos técnicas, ambas con los antígenos recombinantes PGR 24-His, PGR 30-His y PGR 31-His.

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MATERIALES Y M ÉTODOS

-

ELISA (Enzyme-Linked Immunoabsorbent Assay)

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MABA (Multiple Antigen Blot Assay) La concordancia entre los resultados obtenidos con ambas técnicas ha sido

determinada mediante el índice de Kappa (K) k> 0,50 (Lòpez de Ullibarri y PitaFernández, 2001). IV.6.2.1.- Técnica Inmunoenzimática (ELISA) La técnica ELISA se ha realizado con los antígenos recombinantes PGR 24 His, PGR 30 His y PGR 31 His, obtenidos a partir de la membrana de T. cruzi en el Laboratorio de enzimología de la Facultad de Ciencias de la Universidad de los Andes en (Venezuela) por el Doctor D. Juan Luis Concepciòn (técnica estandarizada en 2008). Esta técnica se utiliza como prueba oficial para el diagnòstico de la Enfermedad de Chagas en Venezuela por su alta especificidad y sensibilidad (100% y 95%, respectivamente), con lo cual se evitan reacciones cruzadas (Márquez y col., 2002; Márquez y Concepciòn, 2004; Rojas y col., 2007).

Fundamento: La técnica conocida como CRUZIELISA es un ensayo inmunoenzimático indirecto en cuya fase sòlida se recubren los pocillos con antígenos citosòlicos, membrana plasmática y membrana del glicosoma de T. cruzi, obtenidos de ADN recombinante. La fase sòlida se trata con la muestra diluida, fijándose los anticuerpos anti-T. cruzi al antígeno y posteriormente se añaden anticuerpos anti-IgG (humana o canina en funciòn del hospedador de procedencia) marcados con peroxidasa (HRP). La coloraciòn azul que se produce es proporcional a la cantidad de anticuerpos. La reacciòn se detiene con ácido clorhídrico, tornándose en un color amarillo (Anexo 11).

Procedimiento: Los antígenos recombinantes (PGR 24-His, PGR 30-His y PGR 31-His) se emplearon para sensibilizar la placa de ELISA. Seguidamente se coloco en cada pocillo de la placa: 87

MATERIALES Y M ÉTODOS

Soluciòn blanco Control positivo Control negativo Muestras a valorar

200 μl 10 μl + 190 μl de diluyente 10 μl + 190 μl de diluyente 10 μl + 190 μl de diluyente

Una vez agregadas las muestras, se homogeniza cada una en el pocillo con la ayuda de una micropipeta o con golpecitos suaves por los lados de la placa durante 10 segundos. Posteriormente se cubre la placa con envoplast e incuba a 37°C. durante 30 minutos. A continuaciòn se aspira el líquido, se realizan 5 lavados con 250 μl de tampòn de lavado (soluciòn concentrada 6× con tampòn fosfato y agente tensioactivo) y se retira el excedente golpeando la placa sobre papel absorbente. Seguidamente se agrega en cada pocillo 100 μl de sustrato/revelador (soluciòn con peròxido de hidrògeno (H2O2) y 3,3´, 5,5 tetrametilbenzidina (TMB) como estabilizante), mezclando suavemente durante 10 segundos e incubando durante 5 minutos a temperatura ambiente. Una vez transcurrido este tiempo se detiene la reacciòn enzimática adicionando 50 μl de ácido clorhídrico 0,5N. La lectura se realizò en un lector de ELISA previamente calibrado a 450 nm. El punto de corte (Cut Off) se determinò mediante la siguiente fòrmula: Cut Off  0.35 x (XC- + XC+) XC- = Promedio de absorbancia del control negativo XC+ = Promedio de absorbancia del control positivo bajo. Se han considerado positivas todas aquellas muestras con una absorbancia superior al punto de corte más tres desviaciones estándar. IV.6.2.2.- Técnica de Inmunoblotting (MABA) Se ha utilizado la técnica de MABA (“Multiple Antigen Blot Assay”) con los antígenos recombinantes (PGR 24-His, PGR 30-His y PGR 31-His), obtenidos y purificados de epimastogotes de T. cruzi siguiendo el protocolo del Laboratorio de Enzimología de Parásitos de la Universidad de Los Andes (ULA-MPPS-GBV), laboratorio de referencia para el diagnòstico serològico de la enfermedad de Chagas en Venezuela (Rosales y col., 1997, 1999) Fundamento: Esta técnica se basa en la sensibilizaciòn de una sola tira de nitrocelulosa con los 88

MATERIALES Y M ÉTODOS

diferentes antígenos recombinantes, los cuales reaccionan cuando son expuestos a un suero inmune, revelando posteriormente la reacciòn con el anticuerpo secundario correspondiente conjugado con peroxidasa y un sustrato. Las tiras de nitrocelulosa se impregnan con los antígenos citosòlicos inmunodominantes, de membrana plasmática y membrana del glicosoma de T. cruzi, obtenidos por tecnología de ADN recombinante. La reacciòn positiva a los diferentes antígenos se registra por la presencia de cuadrados de color negro en una película de negativo fotográfico cuando se utiliza un sustrato quimioluminiscente o bien como puntos azules si se emplea un sustrato colorimétrico precipitable. Esta técnica permite investigar la presencia de reacciòn a diferentes antígenos de forma simultánea (péptidos, moléculas recombinantes y preparados crudo) y posee elevada sensibilidad y especificidad (Noya y col. 2009). Procedimiento: En una cubeta de 10 ×10 cm con agua destilada, se coloca una tira de papel de nitrocelulosa de 7,5 ×4,5 cm y se humedece durante 10 minutos (Schleicher & Schuell/Bio RAD de 45 mm). Posteriormente, se coloca el papel de nitrocelulosa en la cámara de miniblotter 28 S1 (Inmunetics Inc.) y se cierra. En cada pocillo de la cámara se añaden 60 μl del antígeno recombinante diluido en buffer carbonato-Bicarbonato (10 µg/ml), dejándolo incubar en agitaciòn durante 60 minutos a temperatura ambiente, realizando posteriormente 3 lavados con soluciòn de lavado. Se retira y se coloca la membrana de nitrocelulosa en una cubeta con 50 ml de soluciòn de lavado, agitando durante 5 minutos. Posteriormente, se detiene la reacciòn con soluciòn de bloqueo (PBS Leche descremada al 5%), agitando durante dos horas a temperatura ambiente. Seguidamente se cortan tiras de dos milímetros de ancho y se colocan por separado en cada canal de la bandeja para incubaciòn. Se diluyen los sueros problema 1:100 ò 1:200 (dependiendo de la estandarizaciòn previa) en PBS-Tween (PBST=PBS pH = 7.2 + Tween 20 al 0.05%) y se depositan 700-800 μl por canal de la bandeja, incubando durante 90 minutos en agitaciòn a temperatura ambiente. A continuaciòn, se realizan 3 lavados con PBSTween (PBST=PBS pH = 7.2 + Tween 20 al 0.05%) durante 10 minutos. Se incorpora el conjugado anti-IgG con peroxidasa (Sigma®) diluido 1:20.000 en PBST (PBST=PBS 89

MATERIALES Y M ÉTODOS

pH = 7.2 + Tween 20 al 0.05%) y se incuba durante 90 minutos en agitaciòn a temperatura ambiente. Posteriormente, se realizan tres lavados durante diez minutos a temperatura ambiente y se añade la soluciòn de revelado (0,5 ml reactivo 1+ 0,5 ml de reactivo 2) durante un minuto, ordenando a continuaciòn las tiras sobre vidrio para cubrirlas con papel y realizar el revelado de la película (Hyperfilm- ECL de Amersham) en cuarto oscuro. Consideramos positivos la presencia de al menos 2 bandas oscuras en la tira de nitrocelulosa. (Anexo 12). IV.7.- Xenodiagnóstico Junto con las técnicas serològicas ELISA y MABA, se ha realizado el diagnòstico directo de la infecciòn por T. cruzi mediante la técnica de Xenodiagnòstico en 137 perros (Brumpt, 1914). Para ello, se han utilizado ninfas de tercer estadío de R. prolixus (no infectadas por T. cruzi), suministradas por el insectario del Laboratorio de Entomología Hernan Lent de la Facultad de Ciencias de la Universidad de Los Andes (Venezuela).

Para realizar la prueba en cada uno de los perros, se introdujeron 10 ninfas en un frasco con papel kraf de 5×4 cm., para cubrirlo posteriormente con malla y sellarlo con goma elástica. El frasco se coloca a continuaciòn en la cara interna del muslo y se cubre con tela de color negro, dejándolo el tiempo necesario hasta comprobar que todas las ninfas se han alimentado (mínimo 10 minutos) (Anexo 13). Posteriormente, las ninfas se mantienen durante dos semanas en estufa a29º C y 50-60% de humedad relativa y transcurrido dicho periodo, se depositan en frascos de vidrio para alimentarlas con sangre de ratòn durante 10 minutos al objeto de que defequen. A las heces así obtenidas se adicionan 10 µl de soluciòn salina fisiològica, procediendo finalmente a la observaciòn microscòpica a 400× para identificar la presencia de epimastigotes. El procedimiento se repite a los quince días en aquellos triatominos que resultan negativos en el primer examen. IV.8.- Identificación de triatominos y aislamiento e identificación de epimastigotes La identificaciòn morfològica de los triatominos capturados en el interior y en el entorno de las viviendas se ha realizado mediante las claves de Lent y Wygodzinsky, 1979. Asimismo, todos los triatominos recogidos se han mantenido en laboratorio 90

MATERIALES Y M ÉTODOS

alimentándolos con sangre de ratòn durante 15-30 días para determinar posteriormente la presencia de epimastigotes en sus heces mediante examen microscòpico, siguiendo la metodología descrita anteriormente. La determinaciòn del número de epimastigotes se ha efectuado mediante diluciòn de 2 µl de las deyecciones en 50 µl de soluciòn salina. A partir de esta diluciòn se aspira una alícuota de 10 µl para llenar una cámara de recuento celular (Cámara de Neubauer), y realizar posteriormente el exámen al microscopio (400×). El recuento se realiza en el cuadrante central y en los cuadrantes de las cuatro esquinas, obteniendo un promedio que se multiplica por 10.000 para obtener el número de parásitos por mililitro (Schalm, 1964). Para determinar el número de epimastigotes presentes en 1 ml de las deyecciones de los triatominos, se ha aplicado la siguiente fòrmula:

C  V  C V 1

C

1

1

2

 C2

2

V 2

V

1

V1= 2 μl de deyecciones C2= Número de epimastigotes por ml / cámara de Neubauer. V2= 52 μl (diluciòn de 2 μl de deyecciones en 50 μl de soluciòn salina) IV.9.- Cálculo de Índices Entomológicos A partir de los triatominos capturados en el interior y entorno de las viviendas se han determinado diversos índices entomològicos según los cálculos que se señalan a continuaciòn, de acuerdo con la Guía de Muestreo en Actividades de Vigilancia y Control Vectorial de la Enfermedad de Chagas recomendada por la OPS/OMS (2003) (Silveira y Sánches, 2003). Las proporciones se expresan en porcentajes.

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MATERIALES Y M ÉTODOS 1. Índice de Densidad de Triatominos (Nº triatominos/vivienda)

Este índice representa el promedio de triatominos capturados en el total de casas estudiadas y se calcula según la siguiente fòrmula Nº triatominos capturados / Nº viviendas estudiadas 2. Índice de Hacinamiento de Triatominos (Nº triatominos/vivienda infestada) Este índice representa el promedio de triatominos capturados por vivienda infestada y se calcula según la siguiente fòrmula Nº triatominos capturados/Nº viviendas infestadas con triatominos 3. Índice de infestación de la Vivienda (%) Representa el porcentaje de viviendas en las que se han aislado e identificado triatominos en relaciòn con el total de viviendas estudiadas, de acuerdo con la siguiente fòrmula: (Nº Viviendas infestadas / Nº viviendas estudiadas) x 100 4. Índice de infestación /construcciones anejas a las viviendas (%) Representa el porcentaje de viviendas con construcciones anejas en las que aíslan triatominos en relaciòn con el total de viviendas estudiadas según la siguiente fòrmula (Nº Viviendas infestadas con construcciones anejas / Nº viviendas estudiadas) x 100 5. Índice de co-infestación (%) Representa el porcentaje de viviendas con más de 2 especies de triatominos en relaciòn al total de viviendas infestadas. El cálculo se realiza según la siguiente fòrmula (Nº Viviendas con más de 2 especies de triatominos / Nº viviendas infestadas) x 100

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MATERIALES Y M ÉTODOS

6. Índice de infección natural de triatominos por T. cruzi (%) Representa el porcentaje de triatominos infectados en relaciòn al total de triatominos estudiados. El cálculo se realiza según la siguiente fòrmula (Nº Triatominos infectados / Nº triatominos estudiados) x 100 7. Índice de infección / vivienda (%) Representa el porcentaje de viviendas con triatominos infectados en relaciòn con el total de viviendas con triatominos, según la siguiente fòrmula: (Nº Viviendas con triatominos infectados / Nº viviendas con triatominos) x 100 8. Índice de colonización (%) Representa el porcentaje de viviendas donde se encuentran generaciones nuevas de triatominos, es decir, el lugar dònde se están reproduciendo los vectores. (Nº Viviendas con ninfas / Nº viviendas con triatominos) x 100

IV.10.- Análisis estadístico Los resultados de las encuestas, pruebas y observaciones se han analizado mediante estadística descriptiva, pruebas de asociaciòn no paramétricas (Chi2), tablas de frecuencia y tablas de doble entrada. El grado de asociaciòn entre la presencia de anticuerpos anti-T. cruzi y diversos factores se ha realizado mediante un estudio epidemiològico transversal, partiendo de una poblaciòn inicial en la cual los datos sobre parasitaciòn y diversos factores epidemiològicos hacen referencia a un momento determinado del tiempo. La determinaciòn de la concordancia en las pruebas serològicas se ha realizado según el índice Kappa (κ), considerando un valor de κ ≥ 0,50 como indicativo de nivel de concordancia moderado (Lòpez De Ullibarri y Pita-Fernández, 1999).

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MATERIALES Y M ÉTODOS

IV.10.1.- Análisis de componentes principales Por otra parte, se ha realizado un análisis de componentes principales de los resultados obtenidos con humanos, perros y triatominos, que permiten establecer el grupo de variables más significativas en cuanto a su aporte para la comprensiòn de la variaciòn observada en la positividad de cada grupo. Se ha utilizado la técnica de Regresiòn Logística (Pla, 1986; Boggio, 1997, Feliciangeli y col., 2007) sobre las variables asociadas o relacionadas según análisis anteriores, con la finalidad de establecer el nivel de riesgo o protecciòn que tiene cada una, en cuanto a la presencia de positividad en los grupos (serología positiva humanos, serología positiva perro, xenodiagnòstico positivo perros y xenodiagnòstico positivo en triatominos). Todas las pruebas se han realizado según el método estadístico PAWS (SPSS 18), considerando un nivel de significaciòn del 5%. IV.10.2.- Regresión logística El objetivo que se persigue con la aplicaciòn de la regresiòn logística es estimar la probabilidad de ocurrencia de un evento que se ha convertido en una variable dependiente dicotòmica (alta incidencia, baja incidencia) a partir de variables independientes. Se trata de obtener la probabilidad de que cada individuo pertenezca a cada uno de los grupos que define la variable dependiente (González, 2006) La regresiòn logística es el método de análisis adecuado cuando se necesita modelizar una variable respuesta binaria del tipo presencia o ausencia de enfermedad y permite el uso conjunto de covariables de tipo categòrico y continuo, proporcionando interpretaciòn biològica a sus parámetros (Hosmer & Lemeshow, 1989) (cit. Boggio, 1997).

En ella se suele simbolizar con Y a la variable respuesta, del tipo presencia (Y = 1) o ausencia (Y = 0) de enfermedad y con p(X) a la siguiente probabilidad: P (Y = 1/X), donde X es un vector de p covariables. El modelo de regresiòn logística múltiple está dado por: g(X) = b0 + b1X1 + bpX donde: g(X) = 1n p(X)1 - p(X)

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MATERIALES Y M ÉTODOS

En el proceso de selecciòn del modelo se tienen en cuenta los siguientes aspectos: a) análisis univariado de las variables; b) selecciòn de escala apropiada para las variables continuas, para elegir la expresiòn funcional más lògica para el modelo y c) consideraciòn de términos de interacciòn, basada tanto en criterios estadísticos como teòricos (Boggio, 1997). IV.10.3.- Cálculo e Interpretación de Odd Ratio El Odd Ratio es un cociente de la probabilidad de ocurrencia de un evento entre la posibilidad de no ocurrencia (Chalco, 2004). El grado de asociaciòn se determina mediante el parámetro Odds Ratio (OR). Si dicho parámetro tiene el valor de 1, no existe asociaciòn entre la infecciòn y la exposiciòn al factor; si el valor de OR es mayor de 1, el factor estudiado actúa como factor de riesgo, mientras que si es menor de 1 actúa como factor protector. Asimismo, determinamos el intervalo de confianza del 95% del Odds Ratio (IC 95%) por aproximaciòn basada en la prueba de Chi2. Dicho intervalo proporciona una escala de valores que contendrá el verdadero valor de la medida de asociaciòn (OR). Si en el intervalo se incluye el valor 1, el valor del OR no es significativo. Los límites obtenidos para dicho intervalo son válidos si al calcular las frecuencias esperadas en la prueba de Chi2, ninguno de los valores es menor de 4.

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MATERIALES Y M ÉTODOS

RESULTADOS

RESULTADOS

RESULTADOS

RESULTADOS

V.- RESULTADOS V.1.- Población humana El estudio epidemiològico se ha realizado en 350 humanos residentes en 71 casas previamente seleccionadas de las comunidades de Guariquito (138) y La Primavera (212), de los que 54,9% de la poblaciòn son mujeres (192) y 45,1% varones (158), de10 meses a 94 años de edad. La media de edad es de 27 años y la relaciòn mujer-hombre 1,2:1. La distribuciòn por comunidades indica que en Guariquito se han evaluado 78 mujeres (56,5%) y 60 varones (43,5%), con una edad media de 25 años y máximo de 94 años, siendo la relaciòn mujer-hombre de 1,3:1. En La Primavera se estudiaron 114 mujeres (53,8%) y 98 Varones (46,2%), con 29 años de media y máxima de 80, siendo la relaciòn mujer-hombre de 1,16:1 (Tabla 9). Cabe destacar que el mayor porcentaje de la poblaciòn analizada se concentra entre 11-20 años (23,71%) y 21- 30 años (17,14%), con predominio del sexo femenino hasta los 40 años. Este patròn se invierte a favor del sexo masculino a partir de esta edad y la diferencia se hace más evidente a partir de los 60 años, en que la relaciòn mujerhombre es de 1:1,9 (Tabla 9) Tabla 9. Distribución de la población encuestada por residencia, sexo y edad

Edad (años)

Comunidades Guariquito (n= 138) La Primavera (n= 212) Varones n % 6 10

Mujeres n % 9 11,5

Varones n % 4 4,1

Mujeres n % 6 5,3

6 a 10 11 a 20

13 11

21,6 18,3

16 17

20,5 21,8

13 18

13,3 18,4

11 37

21 a 30 31 a 40

8 5

13,3 8,3

16 9

20,5 11,5

16 13

16,3 13,3

41 a 50 51 a 60 Mayores de 60

5 4 8

8,3 6,7 13,3

4 3 4

5,1 3,9 5,1

14 9 11

Total

60

100

78

100

98

0 a5

Total (n= 350) n 25

% 7,1

9,7 32,5

53 83

15,1 23,7

20 15

17,5 13,2

60 42

17,1 12,0

14,3 9,2 11,2

13 6 6

11,4 5,3 5,3

36 22 29

10,3 6,3 8,3

100

114

100

350

100

El análisis del nivel de escolaridad de la poblaciòn objeto de estudio refleja que un porcentaje mayoritario no ha completado los estudios primarios (36%) o es 99

RESULTADOS

analfabeta (13,4%), mientras que una minoría tiene formaciòn universitaria (1,7%) (Tabla 10). El estudio estadístico revela que no existen diferencias significativas relacionadas con el sexo en ninguno de los niveles de escolaridad. Tabla 10. Distribución de la población encuestada por sexo y nivel de escolaridad Varones

NIVEL EDUCATIVO (NE)

Mujeres

Total

Menor de 5 años Analfabeta Primaria incompleta Primaria

n 10 26 55 45

% 6,3 16,5 34,8 28,5

n 15 21 71 64

% 7,8 10,9 37,0 33,3

n 25 47 126 109

% 7,1 13,4 36,0 31,1

Secundaria Universitaria

20 2

12,7 1,3

17 4

8,9 2,1

37 6

10,6 1,7

Total

158

100

192

100

350

100

En relaciòn con la actividad laboral, un porcentaje mayoritario de la poblaciòn masculina (60,8%) realiza actividades agrícolas, mientras en el sexo femenino predominan las dedicadas a tareas del hogar (45,8%), Asimismo, un alto porcentaje de ambos sexos realiza estudios de diferente nivel (Tabla 11). Tabla 11. Distribución de la población encuestada por sexo y actividad laboral

Actividad Laboral

Varones (n= 158)

Mujeres (n= 192)

Total (n= 350)

Niños Estudiantes Del Hogar Agricultor Otros

n 10 45 0 96 7

% 6,3 28,5 0 60,8 4,4

n 15 76 88 1 12

% 7,8 39,6 45,8 0,5 6,3

n 25 121 88 97 19

% 7,1 34,6 25,1 27,7 5,4

Total

158

100

192

100

350

100

Las encuestas realizadas para determinar el conocimiento de la enfermedad de Chagas por parte de la poblaciòn investigada ponen de manifiesto que 19 de los 71 cabezas de familia (26,8%) relacionan la picadura como vía de transmisiòn de la enfermedad. Sin embargo, todos desconocen cuál es el agente etiològico y un bajo porcentaje es capaz de reconocer alguno de los síntomas característicos de la enfermedad, excepto 23,9% que es capaz de identificar el corazòn como òrgano más afectado (Tabla 12). 100

RESULTADOS

Tabla 12. Distribución de la población encuestada según su conocimiento de la enfermedad de Chagas Total de encuestados= 71 (una persona por casa) Preguntas Conoce el mecanismo de transmisión NS/NC Picadura Comer animales de caza Quien produce esta enfermedad NS/NC Trypanosoma Triatomino Otros Conoce los síntomas que caracterizan a esta enfermedad en humanos? NS/NC Mareos Dolor Varios Cuáles son los órganos más afectados en esta enfermedad NS/NC Corazòn Otros òrganos A qué edad se manifiestan los primeros síntomas NS/NC 0 a 20 años 21 a 40 años 41 a 60 años Mayor de 60 años A cualquier edad Qué síntomas se observan en estados avanzados NS/NC Mareos Dolores generalizados Varios Sabe Ud. si la Enfermedad de Chagas tiene cura No Si Cuando Ud. o su perro consume carne de caza de animales silvestres puede sufrir la Enfermedad de Chagas No Si Padecen caninos y felinos la Enfermedad de Chagas No Si Las aves padecen la Enfermedad de Chagas NS/NC No. Si Los animales silvestres padecen la Enfermedad de Chagas No Si Todos los Triatominos están infectados No Si Sabe donde se alojan los triatominos NS/NC

101

n

%

51 19 1

71,8 26,8 1,4

54 0 16 1

76,1 0 22,5 1,4

64 1 4 2

90,1 1,4 5,6 2,8

53 17 1

74,6 23,9 1,4

53 3 6 6 3 0

74,6 4,2 8,5 8,5 4,2 0

57 2 2 10

80,3 2,8 2,8 14,1

66 5

93 7

49 22

69 31

58 13

81,7 18,3

52 8 11

73,2 11,3 15,5

51 20

71,8 28,2

51 20

71,8 28,2

36

50,7

RESULTADOS Total de encuestados= 71 (una persona por casa) Preguntas Paredes Ranuras Piso Plantas Varios Sabe cómo puede evitar la presencia de triatominos en su casa NS/NC Fumigado Limpieza Otros métodos Sabe Ud. que tipos de casa prefieren los triatominos NS/NC Bahareque Varios * NS/NC: No sabe / No contesta

n 6 2 2 13 12

% 8,5 2,8 2,8 18,3 16,9

42 24 3 2

59,2 33,8 4,2 2,8

41 27 3

57,7 38 4,2

Las cuestiones relativas a la epidemiología de la enfermedad de Chagas también confirman que la mayor parte de la poblaciòn desconoce los mecanismos implicados en su transmisiòn, aunque la mayoría de los encuestados ha residido en comunidades con triatominos (98%) y muchos eran capaces de identificar al menos una especie (75,1%). Panstrongylus geniculatus era el triatomino más fácilmente identificado por la poblaciòn encuestada (28,3%) y el 18,2% fueron capaces de identificar más de una especie. Así mismo, cabe destacar que más del 75% de la poblaciòn había identificado ejemplares en su casa o en el entorno (Tabla 13). Tabla 13. Distribución de la población encuestada: conocimiento e identificación del vector Total de encuestados = 325* Preguntas Han vivido en comunidades donde han sido identificados triatominos No han vivido en comunidades donde han sido identificados triatominos Identifican triatominos No saben identificar los triatominos Reconocimiento e Identificación de Triatominos No reconoce ninguno Reconoce Rhodnius prolixus Reconoce Triatoma maculata Reconoce Panstrongylus geniculatus Reconoce más de una especie Lugar de identificación En ningún lugar En casa Locales anejos a la vivienda Sin especificar En varios lugares * Se excluyen los niños menores de 5 años

102

n 319 6 244 81

% 98,2 1,8 75,1 24,9

81 82 11 92 59

24,9 25,2 3,4 28,3 18,2

77 78 43 102 25

23,7 24,0 13,2 31,4 7,7

RESULTADOS

Al investigar la distribuciòn entre los individuos que reconocen alguna especie de triatomino se puede evidenciar que P. geniculatus y Rhodnius prolixus fueron especialmente reconocidos por individuos de 11 a 30 años, mientras que la mayoría de personas capaces de identificar Triatoma maculata pertenecen al grupo etario de 21-40 años. La mayoría de individuos capaces de identificar más de una especie se concentra en el grupo de 21 a 50 años. (Tabla 14). Tabla 14. Reconocimiento del vector en función de la edad

6 a 10 11 a 20 21 a 30

Reconocimiento del vector (%) P. Más de una R. prolixus T. maculata geniculatus especie n % n % n % n % 6 7,3 0 0 6 6,5 4 6,8 21 25,6 1 9,1 32 34,8 9 15,3 17 20,7 4 36,4 17 18,5 11 18,6

31 a 40 41 a 50

12 8

14,6 9,8

3 1

27,3 9,1

14 12

15,2 13,0

10 11

16,9 18,6

39 32

16,0 13,1

3 4

3,7 4,9

51 a 60 > de60

8 10

9,8 12,2

1 1

9,1 9,1

7 4

7,6 4,3

4 10

6,8 19,9

20 25

8,2 10,2

2 4

2,5 4,9

Total

82

100

11

100

92

100

59

100

244

100

81

100

Edad (años)

Total

n 16 63 49

% 6,6 25,8 20,1

No Reconocen n % 37 45,7 20 24,7 11 13,6

Reconocen

* Se excluyen los niños menores de 5 años

Finalmente, las cuestiones relativas a algunos factores predisponentes en la transmisiòn de T. cruzi reflejan que un elevado porcentaje de la poblaciòn (71,7%) vive o ha vivido en casas de bahareque, 26,5% reconoce haber sido picado por triatominos y más de la mitad había consumido carne de animales salvajes, mientras que sòlo un reducido número (3,1%) ha recibido transfusiones de sangre (Tabla 15). Tabla 15. Distribución de la población encuestada. Factores predisponentes en la transmisión de la enfermedad de Chagas Total de encuestados = 325* Preguntas Ha vivido anteriormente en viviendas con paredes de bahareque Ha vivido anteriormente en viviendas con techo o paredes de palma o acho Ha sido picado por el “triatomino o “quipito” (Triatominos) Se ha realizado análisis para diagnosticar la enfermedad de Chagas Ha recibido transfusiones de sangre Ha donado sangre alguna vez Ha consumido carne de animales de caza Su madre fue picada por Triatominos * Se excluyen los niños menores de 5 años

103

n 233 28 86 70 10 28 188 94

% 71,7 8,6 26,5 21,5 3,1 8,6 57,8 28,9

RESULTADOS

En relaciòn con las características de las viviendas seleccionadas, más de la mitad son ranchos y un elevado porcentaje (42%) han sido catalogadas como viviendas de “buena construcciòn”. Por comunidades, el rancho es también la vivienda predominante en Guariquito, mientras que en La Primavera se observò un ligero predominio de las viviendas catalogadas como “buenas” (Tabla 16). Al evaluar la distribuciòn de la poblaciòn encuestada según las condiciones de la vivienda en la que residían, se observa que la mitad de la poblaciòn vive en ranchos y un elevado porcentaje en casas de buena construcciòn (46%). Al comparar por comunidades la mayor parte de la poblaciòn de Guariquito vive en ranchos (55,1%) (P