UNIVERSIDADE DA CORUÑA

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ANALÍTICA

Campus da Zapateira s/n. 15071 A Coruña. España. Telf. 981167000. Fax 981167065

DESARROLLO DE MÉTODOS DE ANÁLISIS DE PESTICIDAS ORGANOCLORADOS EN MATRICES AMBIENTALES

Memoria presentada por Estefanía Concha Graña para optar al Grado de Doctora en Química A Coruña, julio de 2004

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

360000 ^

270000

17

7

TCMH

OCBF

t0

^

180000

a

N

61

^

90000

21

19

0

10

20

30

40

50

60

70

Tiempo (min)

1 a-HCH 2 y-HCH

7Isodrín 13 Dieldrín 8 Heptaclorepóxido 14 Endrín

19 Endosulfán sulfato 20 Metoxicloro

3(3-HCH 4 Heptacloro 5 S-HCH 6 Aldrín

9 y-Clordano 10 a-Clordano 11 a-Endosulfán 12 p,p'-DDE

21 Endrín cetona

15 p,p'-DDD 16 j3-Endosulfán 17 Endrín aldehído 18 p,p'-DDT

Figura IV-21. Cromatograma obtenido al procesar una muestra de agua Milli-Q sobrecargada a un nivel de 0.03 µg/L y analizada con el método propuesto de microextracción líquido-líquido (LVOCI-GC-ECD).

Con el método propuesto se ha conseguido reducir el volumen de muestra procesado a 10 mL, así como el consumo de disolventes. Se reduce asimismo el tiempo empleado en el procesado de las muestras. Los límites de detección que se han calculado como xb + 3sb , tomando como blanco el fondo que se obtiene al inyectar un extracto de agua de río (tabla IV-6), son satisfactorios, y suficientes para determinar los pesticidas a los niveles requeridos por la legislación, como ya se había comprobado a la vista de la figura IV-21.

175

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Tabla IV-6. Límites de detección (LD) y cuantificación (LC) obtenidos con el método de microextracción líquido-líquido LVOCI-GC-ECD propuesto. Pesticidas

( ►D )

^►^L)

Pesticidas

(gD )

( ►^L)

a-HCH

1.76

3.05

p,p'-DDE

1.23

1.95

y-HCH

1.74

3.09

Dieldrín

1.14

2.05

(3-HCH

25.2

28.7

Endrín

1.13

1.74

Heptacloro

0.21

1.36

p,p'-DDD

2.81

3.50

S-HCH

17.0

18.1

(3-Endosulfán

0.86

1.56

Aldrín

2.60

2.94

p,p'-DDT

4.10

7.71

Isodrín

1.44

2.74

Endrín aldehído

1.82

3.11

Heptaclorepóxido

0.52

1.34

Endosulfán sulfato

0.84

2.56

y-Clordano

0.46

1.60

Metoxicloro

2.59

5.90

a-Clordano

0.30

1.32

Endrín cetona

0.42

1.55

a-Endosulfán

1.52

2.18

Como ejemplo de aplicación del método propuesto, se ha analizado una muestra de agua de grifo y una muestra de agua de un arroyo situado en A Zapateira (A Coruña), no detectándose ninguno de los compuestos estudiados (figura IV-22).

176

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

450000 ,

380000 ^

S

._. z7ooou .

DCBF

TCMx

90000

0

D

10

20

30

40

50

BO

70

Tiempo (min)

450000 ^

360000

B

OCBF

rcMx

90000

0

10

20

30

40

50

80

70

Tiempo (min)

Figura IV-22. Cromatogramas correspondientes a una muestra de agua de grifo (A), y agua de arroyo (B) analizadas según el método de microextracción líquido-líquido propuesto (LVOCI-GC-ECD).

Además se ha realizado el análisis de una misma muestra de agua de río siguiendo los dos procedimientos propuestos en este capítulo. Así se analizó una

177

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

alicuota de 100 mL mediante el método de extracción en fase sólida con discos laminares, con posterior determinación mediante PSS-GC-MS en modo SIM, detectándose (3-HCH en una concentración de 4.42 µg/L. Otra alicuota (10 mL) se analizó mediante microextracción líquido-líquido y posterior determinación cromatográfica con LVOCI-GC-ECD, detectandose el mismo compuesto en una concentración de 4.29 µg/L. A la vista de estos resultados se puede concluir que existe una buena concordancia entre los resultados que se obtienen con ambos procedimientos.

178

Extracción de pesticidas en nlatrices acuosas

8. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Agnihotri N.P. (1994). Organochlorine insecticide residues in Ganga [Ganges] River water near Farrukhabad, India. Environmental Monitoring and Assessment, 30, 105­ 112. Aguilar

C.,

Borrull

F.,

Marcé R.M. (1997).

Determination of pesticides in

environmental waters by solid-phase extraction and gas chromatography with electron-capture and mass spectrometry detection. Journal of Chromatography A, 771,221-231. Aguilar C., Ferrer L, Borrull F., Marcé R.M., Barceló D. (1999). Monitoring of pesticides in river water based on samples previously stored in polymeric cartridges followed by on-line solid-phase extraction-liquid chromatography-diode array detection and confirmation by atmospheric pressure chemical ionization mass spectometry. Analytica Chimica Acta, 386, 237-248. Albanis T.A., Hela D.G., Sakellarides T.M., Konstantinou I.K. (1998). Monitoring of pesticide residues and their metabolites in surface and underground waters of Imathia (N. Greece) by means of solid-phase extraction disks and gas chromatography. Journal of Chromatography A, 823, 59-71. Almeida-Azevedo D. de, Lacorte S., Vinhas T., Viana P., Barceló D. (2000). Monitoring of priority pesticides and other organic pollutants in river water from Portugal by gas chromatography-mass spectrometry and liquid chromatography-atmospheric pressure chemical ionization-mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 879, 13-26. Anelli L., Munari F., Trisciani A., Castanho J.R. (2000). Analysis of water contaminants at trace levels using large volume sampling techniques. Comparison of PTV, LVI, OCLVI and SPME. 23 RD International Symposium on capillary chromatography. Riva de Garda. Italia. Anelli L., Munari F., Trisciani A., Castanho J.R. (2001). Determination of water contaminants at trace levels using large-volume sampling techniques: Comparison of LVPTVI, LVOCI, and SPME. American Laboraton^, May, 45-47.

179

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Ang C., Meleady K., Wallace L. (1989). Pesticide residues in drinking water in the North Coast region of New South Wales, Australia, 1986-87.

Bulletin

of

Environmental Contamination and Toxicology, 42, 595-602.

Arthur C.L., Pawliszyn J. (1990). Solid phase microextraction with thermal desorption using fused silica optical fibers. Analytical Chemistry, 62, 2145-2148. Balinova A. (1996). Strategies for chromatographic analysis of pesticide residues in water. Journal of Chromatography A, 754,125-135. Baltussen E., David F., Sandra P., Janssen H.G., Cramers C.A. (1998). Retention model for sorptive extraction-thermal desorption of aqueous samples: aplication to the automated analysis of pesticides and polyaromatic hydrocarbons in water samples. Journal of Chromatography A, 805, 237-247. Baltussen E., Sandra P., David F., Cramers C. (1999). Stir bar sorptive extraction (SBSE), a novel technique for aqueous samples: theory and principles. J. Microcolumn Separations, 11(10), 737-747. Barceló D., Hennion M.C. (1997). Trace determination of pesticides and their degradation products in water. Elsevier, The Netherlands. Barnabas I.J., Dean J.R., Hitchen S.M., Owen S.P. (1994). Supercritical fluid extraction of organochlorine pesticides from an aqueous matrix. Journal of Chromatography A, 665, 307-315. Beltran J., López F.J., Forcada M., Hernández F. (1997). Determination of triazine herbicides by capillary gas chromatography with large-volume on-column injection. Chromatographia, 44, 274-278. Bidleman T.F., Falconer R.L., Walla M.D. (1995). Toxaphene and other organochlorine compounds in air and water at Resolute Bay, N.W.T., Canada. The Science of the Total Environment, 160/161, 55-63. Biziuk M., Przyjazny A. (1996). Methods of isolation and determination of volatile organohalogen compounds in natural and treated waters. Journal of Chromatography A, 733, 417-448.

180

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Biziuk M., Przyjazny A., Czerwinski J.L., M.Wiergowski (1996). Occurrence and determination of pesticides in natural and treated waters. Journal of Chrornatography A, 754,103-123. Caldas E.D., Coelho R., Souza L.C.K.R., Silva S.C. (1999). Organochlorine pesticides in water, sediment, and fish of Paranoa lake of Brasilia, Brazil.

Bulletin

of

Environmental Contamination and Toxicology, 62,199-206. Camel V. (1998). Supercritical fluid extraction as a useful method for pesticides determination. Analusis, 26, M99-M111. Chee K.K., Wong M.K., Lee H.K. (1996). Determination of organochlorine pesticides in water by membranous solid-phase extraction, and sediment by microwave­ assisted solvent extraction with gas chromatography and electron-capture and mass spectrometric detection. Journal of Chromatography A, 736, 211-218. Cid-Montanes j.F., Risebrough R.W., De Lappe B.W., Marino M.G., Albaiges J. (1990). Estimated inputs of organochlorines from the River Ebro into the northwestern Mediterranean. Marine Pollution Bulletin, 21, 518-523. Colina C. de la, Peña A., Mingorance M.D., Rasero F.S. (1996). Influence of the solid­ phase extraction processs on calibration and performance parameters for the determination of pesticide residues in water by gas chromatography. Journal of Chromatography A, 733, 275-281. Couillard D. ( 1982). Organochlorine compounds in the Saint Lawrence River, Estuary, and Gulf, Canada. Environmental Pollution, Series B: Chemical and Physical, 3, 239­ 270. Crescenzi C., di Corcia A., Guerriero E., Samperi R. (1997). Development of a multiresidue method for analyzing pesticide traces in water based on solid-phase extraction

and

electrospray

liquid

chromatography

mass spectrometry.

Environmental Science and Technology, 31, 479-488. Crockett-Butler J., Anderson R., Ragsdale J. (1999). Full scan GC/MS analysis of drinki ► ig water using large volume on-column injection.

Application note. Thermo Finnigan,

AN 9142. Dean J.R. (1998). Extraction methods for Environmental Analysis. (England).

181

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Doong R.A., Liao P.L. (2001). Determination of organochlorine pesticides and their metabolites in soil samples using headspace solid-phase microextraction. Journal of Chromatography A, 918,177-188. EPA-505 (1995). Analysis of organohalide pesticides and commercial polychlorinated biphenyl (PCB) products in water by microextraction and gas chromatography.

EPA-508 (1995). Method 508. Determination of chlorinated pesticides in water by gas chromatography with an electorn capture detector. EPA-508.1 (1995). Method 508.1. Determination of chlorinated pesticides, herbicides, and organohalides by liquid-solid extraction and electron capture gas chromatography. Fernández D.P., Fernández-Prini R. (1997). Fluidos Supercríticos. Ciencia Hoy, 8. Fernández-Alba A.R., Agiiera A., Contreras M., Peñuela G., Ferrer Y., Barceló D.

(1998). Comparison of various sample handling and analytical procedures for the monitoring

of

pesticides

and

metabolites in ground waters.

Journal

of

Chromatography A, 823, 35-47. Foster G.D., Gates P.M., Foreman W.T., McKenzie S.W., Rinella F.A. (1993). Determination of dissolved-phase pesticides in surface water from the Yakima River basin, Washigton, using the Goulden Large-Sample Extractor and gas chromatography/mass spectrometry. Environmental Science and Technology, 27, 1911-1917. Fournier J.B., El'Hourch M., Fournier J. (1999). An evaluation of the use of laminar C18 disks employed as part of the solid phase extraction process. Simultaneous capillary gas chromatography-mass spectrometry determination of triazines, organochlorine pesticides and polyaromatic hydrocarbons. Analusis, 27, 726-734. Franson M.A.H. (1992). Métodos Normalizados para el análisis de aguas potables y residuales. Díaz de Santos, España. Fritz J.S. (1999). Analytical solid-phase extraction. John Wiley & Sons, Inc., USA. Getenga Z.M., Kengara F.O., Wandiga S.O. (2004). Determination of organochlorine

pesticide residues in soil and water from River Nyando drainage system within

182

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Lake Victoria basin, Kenya. Bulletin of Environtnental Contarrtittation and Toxicology, 72, 335-343. Gonçalves C., Alpendurada M.F. (2002). Multiresidue method for the simultaneous determination of four groups of pesticides in ground and drinking waters, using solid

phase

microextraction-gas

chromatogray

with

electron-capture

and

thermoionic specific detection. Journal of Chromatography A, 968, 177-190. Ho J.S., Tang P.H., Eichelberger J.W., Budde W.L. (1995). Liquid-solid disk extraction followed by SFE and GC-Ion -Trap MS for the determination of trace organic pollutants in water. Journal of Chromatographic Science, 33, 1-8. House W.A., Ou Z. (1992). Determination of pesticides on suspended solids and sediments: investigations on the handling and separation. Chernosphere, 24, 819-832. Iwata H., Tanabe S., Ueda K., Tatsukawa R. (1995). Persistent organochlorine residues in air, water, sediments, and soils from the Lake Baikal Region, Russia. Environmental Science and Technology, 29, 792-801. Jager L.S. de, Andrews A.R.J. (2000). Development of a rapid screening technique for organochlorine pesticides using solvent microextraction (SME) and fast gas chromatography (GC). The Analyst, 125, 1943-1948. Jiménez J.J., Bernal J.L., del Nozal M.J., Toribio L., Arias E. (2001). Analysis of pesticide residues in wine by solid-phase extraction and gas chromatography with electron capture and nitrogen-phosphorus detection. Journnl of Chromntogrnphy A, 919, 147-156. Jinno K., Muramatsu T., Saito Y., Kiso Y., Magdic S., Pawliszyn J. (1996). Analysis of pesticides in environmental water samples by solid-phase micro-extraction-high­ performance liquid chromatography. Journal of Chromatography A, 754, 137-144. Lacorte S., Guiffard I., Fraisse D., Barceló D. (2000). Broad spectrum analysis of 109 priority compounds listed in the 76/464/CEE Council Directive using solid-phase extraction GC/EI/MS. Analytical Cltemistry, 72,1430-1440. Lalah J.O., Yugi P.O., Jumba I.O., Wandiga S.O. (2003). Organochlorine pesticide residues in Tana and Sabaki Rivers in Kenya.

Bulletin

of Environmental

Contamination and Toxicology, 71, 298-307.

183

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

León V.M., Álvarez B., Cobollo M.A., Muñoz S., Valor I. (2003). Analysis of 35 priority semivolatile

compounds in water by

desorption-gas

stir

bar

sorptive

chromatography-mass spectrometry. I.

extraction-thermal

Method

optimisation.

Journal of Chromatography A, 999, 91-101. Leoni V., Cremisini C., Casuccio A., Gullotti A. (1991). Separation of pesticides, related compounds, polychlorobiphenyls and other pollutants into four groups by silica­ gel microcolumn chromatography (application to surface water analysis). Pesticide Science, 31, 209-220.

Li H.P., Li G.C., Jen J.F. (2003). Determination of organochlorine pesticides in water using microwave assisted headspace solid-phase

microextraction and gas

chromatography. Journal of Chromatography A, 1012,129-137. Llompart M., Li K., Fingas M. (1998). Solid-phase microextraction and headspace solid-phase microextraction for the determination of polychlorinated biphenyls in water samples. Analytical Chemistry, 70, 2510-2515. Louter A.J.H., van Beekvel C.A., Montanes P.C., Slobodonik J., Vreuls J.J., Brinkman U.A.T. (1996). Analysis of microcontaminants in aqueous samples by fully automated on-line solid-phase extraction-gas

chromatography-mass

selective

detection. Journal of Chromatography A, 725, 67-83. Luo X., Mai B., Yang Q., Fu J., Sheng G., Wang Z. (2004). Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) and organochlorine pesticides in water columns from the Pearl River and the Macao harbor in the Pearl River Delta in South China. Marine Pollution Bulletin, 48, 1102-1115. Magdic S., Pawliszyn J.B. (1996). Analysis of organochlorine pesticides using solid­ phase microextraction. Journal of Chromatography A, 723,111-122. Marchand M., Caprais J.C., Pignet P., Porot V. (1989). Organic pollutants in urban sewage and pollutant inputs to the marine environment. Application to the French shoreline. Water Research, 23, 461-470. Martín-Esteban A., Fernández-Hernando P. (2002). Preparación de la muestra para la determinación de analitos orgánicos. En: Toma y Tratamiento de muestras. Sintesis, Madrid.

184

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Masqué N., Galiá M., Marcé R.M., Borrul F. (1998). New chemically modified polymeric resin for solid-phase extraction of pesticides and phenolic compounds from water. Journal of Chromatography A, 803, 147-155. Merk E. (1988). Análisis del agua. Darmstadt (Alemania). Miliadis G.E. (1998). Analysis of pesticide residues in water samples by gas capillary chromatography. Bulletin of Environmental Contaminntion and Toxicolo^^, 61, 255­ 260. Miller J.C., Miller J.N. (1993). Estadística en química analítica. Addison-Wesley Iberoamericana S.A., Wilmington, USA. Mothes S., Popp P., Wennrich R. (2003). Analysis of organophosphorous insecticides in natural waters by use of Stir-Bar-Sorptive extraction then gas chromatography with atomic emission detection. Chromatographia, 57 (Suppl.), S/249-S/252. 011ers S., Singer H.P., Fássler P., Miiller S.R. (2001). Simultaneous quantification of neutral and acidic pharmaceuticals and pesticides at the low-ng/I level in suface and waste water. Journal of Chromatography A, 911, 225-234. Patsias J., Papadopoulou-Mourkidou E. (1996). Rapid method for the analysis of a variety of chemical classes of pesticides in surface and ground waters by off-line solid-phase extraction and gas chromatography-ion trap mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 740, 83-98. Peñuela G.A., Barceló D. (1998).

Application of Clg disks followed by gas

chromatography techniques to degradation kinetics, stability and monitoring of endosulfan in water. Journal of Chromatography A, 795, 93-104. Pérez-Trujillo J.P., Frías S., Conde J.E., Rodríguez-Delgado M.A. (2002). Comparison of different coatings in solid-phase microextraction for the determination of organochlorine pesticides in ground water. Journal of Chrornatography A, 963, 95­ 105. Petty J.D., Orazio C.E., Huckins J.N., Gale R.W., Lebo J.A., Meadows J.C., Echols K.R., Cranor W.L. (2000). Considerations involved with the use of semipermeable membrane devices for monitoring environmental contaminants. Review. Journal of Chromatography A, 879, 83-95.

185

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Pichon V. (1998). Multiresidue solid-phase extraction for trace analysis for pesticides and their metabolites in environmental water. Analusis, 26, M91-M98. Pichon V., Charpak M., Hennion M.C. (1998). Multiresidue analysis of pesticides using new laminar extraction disks and liquid chomatography and application to the French priority list. Journal of Chromatography A, 795, 83-92. Pocurull E., Agular C., Borrull F., Marcé R.M. (1998). On-line coupling of solid-phase extraction to gas chromatography with mass spectrometric detection to determine pesticides in water. Journal of Chromatography A, 818, 85-93. Popp P., Bauer C., Hauser B., Keil P., Wennrich L. (2003). Extraction of polycyclic aromatic hydrocarbons and organochlorine compounds from water: A comparison between solid-phase microextraction and stir bar sorptive extraction. Journal of Separation Science, 26 (9/10), 961-967. Popp P., Bauer C., Wenrich L. (2001). Application of stir bar sorptive extraction in combination with column liquid chromatography for the determination of polycyclic hydrocarbons in water samples. Analytica Chimica Acta, 436,1. Provini A., Di Maio E., Galassi S. (1991). Pesticide contamination in some tributaires of the Tyrrhenian Sea. Toxicological and Environmental Chemistry, 31-32,157-165. Quintana J., Martí I., Ventura F. (2001). Monitoring of pesticides in drinking and related waters in NE Spain with a multiresidue SPE-GC-MS method including an estimation of the uncertainty of the analytical results. Journal of Chromatography A, 938, 3-13. Rico

M.C.,

Henández L., Fernández M., González M.J., Montero M. (1989).

Organochlorine contamination in water of the Doñana National Park. Water Research, 23, 57-60. Sandra P., Tienpont B., Vercammen J., Tredoux A., Sandra T., David F. (2001). Stir bar sorptive extraction applied to the determination of dicarboximide fungicides in wine. Journal of Chromatography A, 928,117-126. Singh A.K., Spassova D., White T. (1998). Quantitative analysis of polychlorinated biphenyls,

organochlorine insecticides,

polycyclic

aromatic

hydrocarbons,

polychlorinated hydrocarbons and polynitrohydrocarbons in spiked samples of

186

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

soil, water and plasma by selected-ion monitoring gas chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatography B, 706, 231-244.

Suffet I.H., Faust S.D. (1972). The p-value approach to quantitative liquid-liquid extraction of pesticides from water. 1. Organophosphates. Choice of pH and solvent. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 20, 52-56. Sun C., Dong Y., Xu S., Yao S., Dai J., Han S., Wang L. (2002). Trace analysis of dissolved polychlorinated organic compounds in the water of the Yangtse Ruver (Nanjing, China). Environmental Pollution, 117, 9-14. Tanabe A., Mitobe H., Kawata K., Sakai M., Yasuhara A. (2000). New monitoring system for ninety pesticides and related compounds in river water by solid-phase extraction with determination by gas chromatography/mass spectrometry. Journal of AOAC International, 83, 61-77. Teske J., Efer J., Engewald W. (1998). Large-volume PTV injection: comparison of direct water injection and in-vial extraction

for GC analysis of triazines.

Chromatographia, 47, 35-41. Thompson T.S., Miller B.D. (1998). Use of solid phase extraction disks for the GC-MS analysis of acidic and neutral herbicides in drinking water. Chemosphere, 36, 2867­ 2878. Tomkins B.A., Barnard A.R. (2002). Determination of organochlorine pesticides in ground water using solid-phase microextraction followed by dual-column gas chromatography with electron-capture detection. Journal of Chromatograph^ A, 964, 21-33. Vassilakis Y., Tsipi D., Scoullos M. (1998). Determination of a variety of chemical classes of pesticides in surface and ground waters by off-line solid-phase extraction, gas chromatography with electron capture and nitrogen-phosphorus detection,

and high performance liquid chromatography with post-column

derivatization and fluorescence detection. Journal of Chromatography A, 823, 49-58. Verweij F., Booij K., Satumalay K., van der Molen N., van der Oost R. (2004). Assessment of bioavailable PAH, PCB and OCP concentrations in water, using semipermeable

membrane devices (SPMDs), sediments and caged carp.

Chemosphere, 54,1675-1689.

187

Extracción de pesticidas en matrices acuosas

Viana E., Redondo M.J., Font G., Moltó j.C. (1996). Disks versus columns in the solid­ phase extraction of pesticides from water. Journal of Chromatography A, 733, 267-274. Vojinovic

M.B.,

organochlorine

Pavkov S.T., Buzarov D.D. (1990). Residues of persistent compounds in selected aquatic ecosystems of Vojvodina

(Yugoslavia). Water Science and Technology, 22, 107-111. Vreuls J.J., Louter A.H.J., Brinkman V.A.T. (1999). On-line combination of aqueous­ sample preparation and capillary gas chromatography. Journal of Chromatography, 856, 279-314. Wolska L., Galer K., Górecki T., Namiesnik j. (1999a). Surface water preparation procedure for chromatographic determination of polycyclic aromatic hydrocarbons and polychlorinated biphenyls. Talanta, 50, 981-991. Wolska L., Wiergowski M., Goecki T., Namiesnik j. (1999b). Sample Preparation for GC analysis of selected pesticides in surface water. Chemosphere, 39,1477-1486. Zhang Z., Huang J., Yu G., Hong H. (2004). Occurrence of PAHs, PCBs and organochlorine pesticides in the Tonghui River of Beijing, China. Environmental Pollution, 130, 249-261. Zhang Z., Yang M.J., Pawliszyn J. (1994). Solid-phase microextraction. A solvent-free alternative for sample preparation. Analytical Chemistry, 66, 844A-852A.

188

CAPÍTULO V: EXTRACCIÓN DE PESTICIDAS EN MATRICES SÓLIDAS

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

CAPÍTULO V: EXTRACCIÓN DE PESTICIDAS EN MATRICES SÓLIDAS 1.

INTRODUCCIÓN ........................................................................................................193

1.1.

2.

Extracción sólido-liquido ................................................................................194

1.1.1.

Extracción mediante agitación ...............................................................194

1.1.2.

Extracción Soxhlet ................................................................................... 195

1.1.3.

Extracción mediante energía de microondas (MAE) ..........................198

1.1.4.

Extracción con líquidos a presión (PLE) ............................................... 205

1.2.

Extracción con fluidos supercríticos (SFE) .................................................... 211

1.3.

Extracción con agua subcrítica (SBWE) ......................................................... 212

MATERIAL, INSTRUMENTAL Y REACTIVOS ..................................................... 213

2.1.

Material e Instrumental ................................................................................... 213

2.2.

Reactivos ............................................................................................................213

3.

EXTRACCIÓN CON AGITACIÓN ........................................................................... 215

4.

EXTRACCIÓN CON ENERGÍA DE MICROONDAS (MAE) ............................... 218

4.1.

Características del horno microondas empleado ......................................... 218

4.2.

Limpieza de los reactores ................................................................................ 219

4.3.

Preparación de la muestra y procesado posterior ........................................ 220

4.4.

Estudio de las condiciones de extracción ...................................................... 222

4.5.

Resumen del método de extracción mediante energía de microondas y

características analíticas ............................................................................................. 227

5.

EXTRACCIÓN CON LÍQUIDOS A PRESIÓN (PLE) ............................................. 231

5.1.

Características del equipo de PLE empleado ............................................... 231

5.2.

Estudio de los blancos de celda ...................................................................... 232

191

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

6.

5.3.

Preparación de la muestra y procesado posterior ........................................235

5.4.

Estudio de las condiciones de extracción ......................................................235

5.5.

Resumen del método de extracción y características analíticas .................242

ESTUDIO DE LA ETAPA DE PURIFICACIÓN ......................................................246

6.1.

Introducción a las técnicas de purificación ...................................................246

6.2.

Ensayos de purificación ...................................................................................251

7.­ COMPARACIÓN ENTRE LOS DISTINTOS MÉTODOS DE EXTRACCIÓN

OPTIMIZADOS ......................................................................................................262

8.­

APLICACIÓN DEL MÉTODO DE PLE AL ANÁLISIS DE OTRAS MATRICES

SÓLIDAS .................................................................................................................. 266

9.

192

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...........................................................................272

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

1.

INTRODUCCIÓN En el análisis de pesticidas a niveles traza en muestras sólidas, la gran

complejidad que presenta la matriz en cuanto a su composición y presencia de sustancias interferentes, hace necesario un proceso de preparación de muestra con el fin de separar lo mejor posible el analito de interés de la matriz y las sustancias interferentes.

Normalmente este proceso implica tres etapas: extracción,

preconcentración y purificación. Durante este proceso se deben tomar todas las precauciones

necesarias

para

evitar

pérdidas

del

analito,

así

como

contaminaciones. Las técnicas de extracción que se pueden emplear para el análisis de compuestos orgánicos de matrices sólidas, y en particular para el análisis de pesticidas organoclorados, pueden agruparse del siguiente modo [Martín-Esteban y Fernández-Hernando, 2002]:

- Extracción con disolventes: •

Agitación.

•

Extracción Soxhlet.

•

Energía de microondas (MAE, microwave assisted extraction).

•

Extracción con líquidos a presión (PLE, pressurized liquid extraction).

- Extracción con fluidos supercríticos (SFE, supercritical fluid extraction). - Extracción con agua subcrítica (SBWE, subcritical water extraction). De estas técnicas, en esta memoria se desarrollarán métodos para la extracción de pesticidas organoclorados empleando agitación, energía de microondas, y la extracción con líquidos a presión. A continuación se describen las metodologías antes citadas.

193

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

1.1. Extracción sólido-líquido Éste es el proceso de extracción que más se ha empleado en el análisis de compuestos orgánicos en matrices sólidas. Consiste en poner en contacto una cantidad de muestra con un disolvente adecuado, sometiendo la mezcla a distintos procesos: agitación, calentamiento, calentamiento mediante energía de microondas, calentamiento a alta presión, etc. Según cual sea el proceso aplicado para llevar a cabo la extracción de la muestra surgen las distintas técnicas. 1.1.1.

Extracción mediante agitación En la extracción mediante agitación, la muestra se somete a la acción del

disolvente de un modo suave. Esta agitación en ocasiones es mecánica (mediante bandejas de agitación, o bien a mano) lo cual puede dar lugar a bajas recuperaciones si el analito se haya fuertemente unido a la matriz, o bien se emplea energía de ultrasonidos que provoca la vibración de las moléculas aumentando la eficacia de la extracción (figura V-1).

Figura V-1. Bandeja agitadora, sonda de ultrasonidos y baño de ultrasonidos. Hay dos sistemas para llevar a cabo la extracción con ultrasonidos que son los baños y las sondas. Aunque los más utilizados son los baños, presentan algunos inconvenientes que disminuyen su repetibilidad y reproducibilidad ya que la distribución de energía no es uniforme, y su potencia disminuye con el tiempo [Luque-García y Luque-de-Castro, 2003b].

Los procesos de extracción con agitación emplean gran cantidad de disolventes, y un largo tiempo de extracción. Además precisan de un proceso de

194

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

filtración posterior a la extracción, y la evaporación del disolvente, aumentando los riesgos de contaminación y/o pérdida de analitos, y haciendo el proceso laborioso. A pesar de estos inconvenientes, esta técnica ha sido aplicada con éxito durante años debido a su bajo coste y su sencillez. La agitación mecánica se ha aplicado a la extracción de pesticidas de algunas matrices complicadas como son frutas y vegetales [Cook y cols., 1999; Dogheim y coLs., 1999]. También la energía de ultrasonidos se empleó en la extracción

de pesticidas de especias [Manirakiza y cols., 2000] y plantas

medicinales [Lino y cols., 1999]. Ambos métodos, agitación mecánica [Cheng, 1990] y con ultrasonidos [Babic y cols., 1998; Concha-Graña y coLs., 2001], se han aplicado a la extracción de pesticidas de suelos.

1.1.2.

Extracción Soxhlet La extracción Soxhlet fue desarrollada por F. Soxhlet en 1879 y ha sido

durante muchos años el método estándar o de referencia de preparación de un extracto a partir de matrices sólidas. Debido a esto, es una técnica ampliamente desarrollada, que se ha utilizado para la certificación de materiales por diversos organismos como el NIST (National Institute of Standards and Technology) o el BCR (Community Bureau of Reference of European Comission) y está recomendada en el método EPA 3540 (Environmental Protection Agency) [EPA-3540, 1996].

La muestra sólida se coloca en un cartucho de celulosa, que a su vez se sitúa en el interior de un cuerpo Soxhlet. Éste se conecta a un balón o matraz que contiene el disolvente elegido, y por la parte superior a un refrigerante, que condensará el disolvente evaporado. El matraz que contiene el disolvente se calienta en un baño de agua termostatizada, y llega en fase vapor al tubo refrigerante donde condensa y cae sobre la muestra que se encuentra en el cartucho de celulosa. El disolvente va llenando de este modo el cuerpo del Soxhlet, y retorna de forma discontinua al matraz mediante un mecanismo de sifón. De este modo la muestra entra en contacto con porciones de disolvente limpio favoreciendo así el equilibrio de transferencia. El proceso se repite numerosas veces, por eso la extracción con Soxhlet se realiza en periodos largos

195

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

de tiempo que varían entre 6 y 48 horas [Dean,1998]. En la figura V-2 se muestra un esquema de un Soxhlet.

l Disolvente en

fase líquida

Figura V-2. Esquema de un Soxhlet.

Los principales inconvenientes que presenta este sistema son el elevado tiempo necesario para completar la extracción y la gran cantidad de disolventes orgánicos empleados, que supone un gasto significativo además de un problema ambiental. Además, dado que los analitos una vez extraídos permanecen durante horas en el matraz sometido a calentamiento, hay riesgo de degradación de los termolábiles [Martín-Esteban y cols., 1998]. Por otro lado, el gran volumen resultante implica normalmente la necesidad de una etapa de evaporación o concentración, lo cual puede producir pérdidas de los compuestos más volátiles. La extracción Soxhlet tiene un rango de aplicación muy amplio abarcando diversos tipos de compuestos orgánicos en casi cualquier matriz sólida, como pesticidas organoclorados y PCBs en pescado [Manirakiza y cols., 2002], pesticidas organoclorados en sedimentos [Tan y Vijayaletchumy, 1994; Awofolu y Fatoki, 2003], suelos [Luchini y cols., 2000; Titus y cols., 2001; Covaci y cols., 2002], o en tejidos biológicos [Bedi y cols., 2003], pesticidas en alimentos [Rosenblum y cols.,

196

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

2001] y también insecticidas clorados y bencenos de muestras de suelo y vegetación [Veningerova y cols., 1997]. Actualmente, y debido a la aparición de técnicas como la extracción mediante energía de microondas, o la extracción con líquidos a presión, la extracción Soxhlet se usa principalmente como método de referencia para validar la eficacia de las nuevas técnicas [Snyder y cols., 1992; Vázquez-Blanco y cols., 2000; Zuloaga y coLs., 2000; Rosenblum y cols., 2002; BarriadaPereira y cols., 2003]. Se han hecho varios intentos de mejorar la extracción Soxhlet con el fin de reducir los largos tiempos de extracción. Así se han diseñado equipos comerciales automáticos como baterías de Soxhlet automatizadas o el Soxtec System HT (figura V-3). En el sistema Soxtec la muestra se introduce en el interior de un disolvente en ebullición durante 30-60 min y después se lava recirculando disolvente limpio sobre la muestra. Es más rápido que el Soxhlet, reduciendo el tiempo de extracción en al menos 4 0 5 horas, y también el volumen de disolvente utilizado (40 0 50 mL por extracción) con el cual se obtienen resultados similares a los obtenidos con la extracción Soxhlet [Martín-Esteban y Fernández-Hernando, 2002]. Así, por ejemplo, se ha empleado un equipo Soxtec para la extracción de compuestos

orgánicos (7 compuestos nitroaromáticos, 3 haloéteres, 7

hidrocarburos clorados y 12 pesticidas organoclorados) de suelos y sedimentos. Los resultados obtenidos dependieron de la naturaleza de los compuestos [LÓpezÁvila y cols., 1993]. También se ha aplicado a la extracción de DDT de agujas de coníferas [Guardo y coLs., 2003]. Las baterías automatizadas de Soxhlet también han sido aplicadas a la extracción de pesticidas organoclorados de suelos [Manirakiza y cols., 2001], y está contemplado en el método EPA 3541 [EPA-3541, 1997].

197

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Figura V-3. Extractor Soxtec (A) y batería de Soxhlet automatizada (B).

1.1.3.

Extracción mediante energía de microondas (MAE) Los sistemas de extracción mediante energía de microondas aparecen

como una alternativa a la extracción Soxhlet. El empleo de un horno microondas doméstico por primera vez en un laboratorio para llevar a cabo el análisis de metales traza en muestras biológicas fue documentado en 1975 [Abu-Samra y cols., 1975]. Sin embargo, no es hasta 1986 cuando aparecen los primeros trabajos en los que se emplea la energía de microondas para la extracción de compuestos orgánicos [Ganzler y cols.,1986]. Desde entonces esta técnica ha sido ampliamente utilizada, con notables mejoras instrumentales en los equipos, proponiéndose en el método EPA 3546 [EPA-3546, 2000] su utilización para la extracción de compuestos semivolátiles,

pesticidas

organofosforados

y organoclorados,

herbicidas fenoxiácidos, fenoles sustituidos, PCBs, dioxinas y furanos en muestras sólidas.

El proceso de extracción con energía de microondas consiste en colocar la muestra con el disolvente en un recipiente adecuado y someterlo a la energía de microondas. La radiación de microondas constituye una parte del espectro electromagnético de longitudes de onda comprendidas entre 1 mm y 1 m, lo que la sitúa entre la radiación infrarroja y la de las ondas de radio con una frecuencia

198

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

de 3x104 a 3x102 MHz, siendo 2450 MHz la frecuencia más ampliamente utilizada [Neas y Collins, 1988].

El calentamiento se produce como consecuencia de dos efectos: - la conducción iónica, que consiste en la migración de los iones disueltos en el campo electromagnético aplicado y supone una disipación de energía, en forma de calor, correspondiente a un valor de IxR2, debido a la resistencia al flujo de los iones. Depende de la naturaleza y movilidad de los iones y de su concentración en la disolución. Además, la disipación de la radiación de microondas por este mecanismo aumenta al aumentar la temperatura, por lo que en la etapa final de calentamiento de muestras en disolución éste es el mecanismo que controla los procesos de digestión. - la rotación dipolar se debe a la alineación, debido al campo eléctrico creado, de las moléculas que poseen un momento dipolar permanente o inducido. Con el calentamiento mediante energía de microondas, la radiación se disipa térmicamente en la propia muestra, generando calor en todas direcciones sin que haya disipación en el recipiente ni en los lentos procesos de convección que rigen el calentamiento desde una fuente externa (figura V-4) [Letellier y Budzinski,1999].

Muestre (absorbe radiación de microondas)

Corrientes comectivas `- -.°° \'°°-..

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rsdiación ds

microondas)

Calor conductivo

^ ^ Temperatura en la supeficie supera el punto da ebullición de la muestra

Figura V-4. Calentamiento por conducción (A) y por energía de microondas (B).

199

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Para llevar a cabo la extracción, se introduce la muestra con el disolvente dentro de un reactor que puede ser cerrado o abierto. En los reactores cerrados el disolvente se puede calentar por encima de su punto de ebullición a presión atmosférica, aumentando así tanto la velocidad como la eficacia de la extracción, y evitando posibles pérdidas de compuestos volátiles. Además, emplea menos cantidad de disolvente que los sistemas abiertos. Con los reactores abiertos, la extracción tiene lugar a presión atmosférica, y por ello, la máxima temperatura viene dada por el punto de ebullición del disolvente a dicha presión. Estos reactores abiertos se emplean en sistemas con radiación de microondas focalizadas (FMAE, focused microwave assisted extraction) (figura V-5).

Figura V-5. Esquema de un sistema de radiación de microondas focalizadas con reactores abiertos.

El material de los reactores ha de ser transparente a la radiación, es decir, deja pasar la radiación de microondas a su través sin que se produzca absorción, y por lo tanto calentamiento. Los recipientes de vidrio, cerámica y algunos plásticos son transparentes. El politetrafluoretileno (Teflón) es el material más adecuado para la construcción de los reactores, ya que es totalmente transparente a la radiación de microondas, tiene una gran estabilidad térmica (soporta hasta 200°C) y es menos frágil que el vidrio o la cerámica. Además, dado que se trata de un

200

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

material muy poco conductor del calor, una vez calentada la muestra las paredes del mismo actúan como aislantes. Existen dos modos de extracción. El primero de ellos consiste en el calentamiento directo de la matriz de muestra, que absorbe la radiación de microondas liberando los analitos en un disolvente que es trasparente a la radiación. El segundo, y el más utilizado, consiste en el calentamiento de un disolvente polar para alcanzar su punto de ebullición y extraer los compuestos con dicho disolvente en caliente [Letellier y Budzinski,1999]. Dado que en la mayoría de los casos es el disolvente el que ha de calentarse, la elección del mismo es muy importante para lograr una extracción eficaz. A la hora de elegirlo es necesario tener en cuenta su comportamiento ante la radiación de microondas, su interacción con la matriz y la solubilidad de los analitos en él. Normalmente la capacidad de extracción del disolvente será mayor cuanto mayor sea su momento dipolar. Aquellos disolventes transparentes a la radiación de microondas, como el hexano, no se calentarán, por lo que en caso de que se quiera emplear ha de mezclarse en menor o mayor proporción con otro disolvente que sea polar, como acetona, metanol, etc... De hecho, el disolvente más utilizado para llevar a cabo la extracción de compuestos orgánicos mediante energía de microondas es la mezcla hexano:acetona, que permite aprovechar la gran solubilidad de la mayoría de los compuestos orgánicos en hexano con el calentamiento que favorece la acetona [Martín-Esteban y Fernández-Hernando, 2002]. En otras ocasiones se incorpora un pequeño porcentaje de agua (1-10%) al disolvente apolar, que suele ser hexano, xileno o tolueno para aumentar la velocidad de calentamiento y la polaridad. El volumen de disolvente debe ser el suficiente para que la muestra esté completamente inmersa, oscilando entre 10 y 30 mL, sin que el uso de un mayor volumen de disolvente conlleve necesariamente una mayor eficacia de extracción [Sparr-Eskilsson y Bjórklund, 2000]. Los equipos comerciales disponibles en la actualidad permiten un perfecto control de la temperatura (mediante sonda de fibra óptica o sensor infrarrojo), la presión (en recipientes cerrados) y la potencia de radiación empleada. Todos estos

201

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

parámetros deben ser estudiados para cada aplicación [Martín-Esteban y Fernández-Hernando, 2002].

El uso de la extracción mediante energía de microondas presenta numerosas ventajas frente a las técnicas clásicas de extracción como las citadas en los apartados anteriores, como es la reducción sustancial del tiempo empleado en la extracción, que pasa de ser de varias horas a menos de media hora. Además se produce una disminución del consumo de disolvente. Como inconvenientes podría citarse la necesidad de usar un disolvente que absorba radiación de microondas. Desde su incorporación a los laboratorios, el empleo de la energía de microondas se ha aplicado al análisis de compuestos orgánicos en muestras sólidas de naturaleza tan diversa como se puede ver en los siguientes ejemplos. Se han analizado hidrocarburos aromáticos policíclicos en muestras de madera [Pensado y cols., 2000], en sedimentos marinos [Chee y coLs., 1996b; Vázquez-Blanco y coLs., 2000], en particulado atmosférico [Piñeiro-Iglesias y cols., 2000], o en suelos y sedimentos en los cuales también se determinan fenoles, compuestos básicos y neutros y pesticidas organoclorados [López-Ávila y cols.,1994]. En el análisis de pesticidas organoclorados esta técnica también ha sido ampliamente aplicada en múltiples matrices como plantas [Barriada-Pereira y cols., 2003], sedimentos [Onuska y Terry, 1993; Chee y cols., 1996a; Pastor y cols., 1997; Silgoner y cols., 1998], pescado [Weichbrodt y cols., 2000], y en suelos [López-Ávila y cols.,1994; Zuloaga y cols., 2000; Concha-Graña y cols., 2003].

Las variables que hay que tener en cuenta a la hora de poner a punto un método de extracción mediante energía de microondas son: elección del disolvente o disolventes a utilizar, la potencia y/ o la temperatura de extracción y el tiempo de extracción principalmente, aunque pueden estudiarse otros factores como la cantidad de muestra y el volumen de disolvente empleado. En la tabla V­ 1 se muestran algunos ejemplos de la extracción de pesticidas organoclorados en muestras sólidas mediante energía de microondas.

202

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

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^ ANILLO "PEEK"

Figura V-7. Celda de extracción donde se introduce la muestra.

206

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

La muestra ha de mezclarse y homogeneizarse con un agente dispersante y desecante, que permite un mejor contacto entre el disolvente y la matriz, al eliminar las posibles interfases acuosas que se pudieran formar en el caso de que la muestra contuviera humedad; además evita las interacciones entre las propias particulas de la muestra que provocan que ésta se compacte y reduce el volumen muerto de la celda de extracción. Los más utilizados son la tierra de diatomeas y el sulfato sódico anhidro, de los cuales se suelen emplear las siguientes proporciones: •­

Muestras secas: 1 g de tierra de diatomeas o 4 g de sulfato sódico por cada 4 g de muestra.

•­

Muestras húmedas: 2 g de tierra de diatomeas o 8 g de sulfato sódico por cada 4 g de muestra. Una vez se han mezclado completamente la muestra con el agente

dispersante/desecante en un mortero, se introducen en la celda de extracción. Las extracciones con líquidos a presión pueden llevarse a cabo en modo prellenado 0 en modo precalentamiento. En el modo prellenado se añade el disolvente en la celda antes de introducirla en el horno y calentarla. Esto permite eliminar el aire intersticial y prevenir así la degradación de compuestos térmicamente lábiles. En el modo precalentamiento el horno se calienta a una temperatura predeterminada y posteriormente se introduce la celda y se llena con el disolvente. A1 calentarse el disolvente se expande incrementando la presión, que se regula mediante una válvula situada entre la celda de extracción y el vial colector, que genera impulsos durante el tiempo de calentamiento permitiendo que pasen al vial pequeños volúmenes de disolvente, y mediante la entrada de disolvente "fresco° mantiene la presión y el volumen del disolvente constantes. A continuación debe marcarse un tiempo (tiempo de equilibrio) que permita alcanzar el equilibrio térmico, que dependerá del grado de contacto de la celda con la fuente de calor, de la transferencia de las paredes de la celda y de la temperatura seleccionada. Para una extracción a 100°C, cinco minutos es un tiempo suficiente para calentar la muestra en una celda de acero inoxidable con las paredes de 2 mm de espesor. Éste es seguido por un proceso estático de

207

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

extracción durante el cual los analitos se aíslan de la matriz. Este proceso puede repetirse varias veces si se obtienen bajas recuperaciones de los analitos en una sola extracción. En ocasiones el trabajar en modo precalentamiento puede producir una pérdida de los compuestos orgánicos más volátiles [Giergielewicz-Mozajska y cols., 2001]. Una vez terminado el proceso de extracción, la válvula de salida se abre y unos mL de disolvente limpio pasan a través de la celda de extracción expulsando el volumen previo del interior de la misma al vial colector. Estos lavados son incrementados por el paso de nitrógeno para purgar las celdas y las líneas de transferencia de acero [Camel, 2001]. Este técnica presenta las mismas ventajas frente a los sistemas clásicos que la extracción

mediante energía de microondas (rapidez, automatización,

disminución en el consumo de disolvente...), y algunas otras que la técnica MAE no tiene como: la posibilidad de analizar compuestos térmicamente lábiles debido al uso de altas presiones, el empleo en la extracción de casi cualquier tipo de disolvente, no precisa de una etapa de filtración posterior a la extracción, y es posible realizar ciclos de extracción sobre la misma muestra empleando disolventes distintos. Sin embargo presenta también algunos inconvenientes importantes, como son el elevado coste de los equipos, el tedioso proceso de preparación de la muestra (la mezcla con el agente dispersante/desecante) y la falta de reproducibilidad en el volumen del extracto obtenido [Giergielewicz-Mozajska y cols., 2001]. Desde su desarrollo y comercialización esta técnica ha logrado una rápida aceptación en análisis

medioambientales y en industrias alimentarias y

farmacéuticas. Se ha aplicado a la extracción de hidrocarburos aromáticos policíclicos en cenizas [Kenny y Olesik, 2000] y suelos [Saim y cols., 1998; Ong y cols.,

2003], así como aplicaciones al análisis

multirresiduo (PAH, PCBs,

pesticidas...) en residuos sólidos [Popp y cols., 1997], agujas de pino y musgos [Wenzel y cols., 1998], y suelos [Hubert y cols., 2000]. También ha sido ampliamente

208

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

utilizada en el análisis de pesticidas, en fresas [Wennrich y cols., 2001b], pescado [Weichbrodt y cols., 2000], tabaco [Haib y coLs., 2003], frutas y vegetales [Adou y cols., 2001], suelos [Gan y cols., 1999; Zuloaga y cols., 2000], y junto con PCBs en sedimentos [Dabrowski y cols., 2002]. Además desde 19951a Agencia de Protección del Medio Ambiente de los Estados Unidos (USEPA, Environmental Protection Agency) la propone como técnica de extracción en su método 3545, como ya se ha comentado.

En la extracción con líquidos a presión los principales parámetros a estudiar son: tipo y volumen de disolvente, presión, temperatura, tiempo de extracción, y número de ciclos. A continuación en la tabla V-2 se muestran las condiciones empleadas por diferentes autores para el análisis de pesticidas en muestras sólidas mediante esta técnica de extracción.

209

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

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Extracción de pesHcidas en matrices sólidas

1.2. Extracción con fluidos supercríticos (SFE) Los fundamentos de la técnica de extracción con fluidos supercríticos (SFE, supercritical fluid extraction) ya han sido comentados en el capítulo anterior, por lo que en éste solamente se comentarán las aplicaciones de la extracción con fluidos supercríticos al análisis de muestras sólidas. Entre las ventajas que presenta esta técnica frente a otras se pueden citar las siguientes: los fluidos supercríticos penetran más fácilmente en los poros de la matriz sólida que los disolventes líquidos, y los solutos pueden ser fácilmente separados por despresurización. Como se lleva a cabo a bajas temperaturas, es ideal para el análisis de compuestos termolábiles. Además, permite el acoplamiento directo con un método cromatográfico [Lang y Wai, 2001]. Sin embargo, debido a las fuertes interacciones que existen entre los sitios activos de ciertas matrices y los pesticidas, normalmente en el análisis mediante SFE, es necesario añadir modificadores (por ejemplo metanol)[Came1,1998]. Son numerosas las aplicaciones de esta técnica al análisis de compuestos orgánicos (PCBs, fenoles, pesticidas, compuestos organometálicos, lípidos, compuestos

volátiles,

productos

naturales,

aditivos,

etc.)

en

muestras

medioambientales, alimentos, grasas y polímeros [Camel, 2001]. Está recomendado en métodos de la USEPA de extracción de PAH [EPA-3561, 1996], PCBs y pesticidas organoclorados [EPA-3562,1998]. Algunos ejemplos de su uso son la extracción de clorofenoles en suelos [Santos y cols., 1998], PCBs en muestras grasas [J^remo y cols., 2000], PAH en cenizas [Kenny y Olesik, 2000] y con PCBs y pesticidas en lodos de depuradora [Berset y Holzer,1999]. En el caso de los pesticidas se ha aplicado a la extracción de muestras de alimentos [France y King, 1991; Lehotay y cols., 1995; Lehotay y Eller, 1995; Pearce y cols., 1997; Wang y cols., 1998], plantas [Ling y cols., 1999; Poustka y cols., 2003], suelos [van-der-Velde y cols., 1994; Reimer y cols., 1995] y en anfibios [Nerín y cols., 2002].

211

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

1.3. Extracción con agua subcrítica (SBWE) La necesidad de contar con técnicas de análisis cada vez más efectivas y menos contaminantes, hace que se intente reducir al máximo el uso de disolventes orgánicos, que una vez empleados en la extracción han de ser reciclados, ya que en el análisis de trazas raramente son reutilizados. La sustitución de las técnicas clásicas de extracción (Soxhlet, ultrasonidos) por otras como la extracción con energía de microondas o la extracción con líquidos a presión, ya supone una gran mejoría a este respecto, ya que se pasa de consumir volúmenes de disolventes de 50-100 mL a volúmenes en torno a 10 mL. Por lo mencionado anteriormente, el disolvente ideal a utilizar en los procesos de extracción sería el agua, ya que además es económica. Sin embargo la baja solubilidad en ella de la mayoría de los compuestos orgánicos hace que su uso como agente extractante sea solo posible si se modifican sus propiedades como disolvente. Para llevar a cabo un cambio en la polaridad del agua que aumente su eficacia para extraer compuestos orgánicos, es necesario variar su constante dieléctrica y su tensión superficial. Esto se consigue aumentando la temperatura de la misma, a la vez que se aumenta la presión con el fin de que se mantenga en estado líquido. Dado que el agua en estado supercrítico (T>374°C y P>221 bar) es corrosiva y altamente reactiva, los estudios se han centrado en el uso de agua "subcrítica", es decir, agua a alta temperatura y presión, manteniendo su estado líquido [Martín-Esteban y Fernández-Hernando, 2002].

Las extracciones con agua subcrítica (SBWE, subcritical water extraction) pueden llevarse a cabo utilizando los mismos equipos que en las técnica de PLE y SFE, pero también se han empleado en ocasiones equipos caseros [Smith, 2002]. A pesar de ser una técnica relativamente reciente, ya se ha aplicado con éxito a la extracción de pesticidas organoclorados en suelos [Lou y cols., 2000; Richter y cols., 2003] y en frutas y vegetales [Wennrich y cols., 2001a].

212

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

2.­ MATERIAL, INSTRUMENTAL Y REACTIVOS 2.1. Material e Instrumental •­

Horno de microondas Anton Paar Multiwave con control de presión Y de temperatura por infrarrojos.

•­

Equipo de extracción acelerada con disolventes ASE® 200 de Dionex.

•­

Baño de ultrasonidos Ultrasons-H de J.P. Selecta de 40kHz.

•­

Bandeja agitadora Ika-Vibrax-VXR Janke & Kunkel (0-2200 r.p.m.).

•­

Batería Soxhlet PREIS-BAT modelo S-147.

•­

Sistema distribuidor de vacío Visiprep de Supelco.

•­

Rotavapor B►chi modelo R-3000.

•­

Bomba Waters.

•­

Balanza Analítica AND modelo ER-180, de precisión 0.0001 g.

•­

Micropipetas Eppendorf con puntas desechables.

•­

Columnas de vidrio de 26 cm x 1 cm de Pobel.

•­

Material fungible de uso corriente en laboratorio.

2.2. Reactivos •­

n-Hexano 95 % SpS, Romil.

•­

Acetato de Etilo (PAR), Panreac.

•­

Acetona SpS, Romil.

•­

Diclorometano SpS, Romil.

•­

Filtros de celulosa de 1.983 cm de Dionex, para las celdas del ASE de 11 mL y de 13 mm para las de 5 mL.

•­

Filtro de fibra de vidrio (MNGF-6) con tamaño de poro 0.6 µm Macherey Nagel. 27 3

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

•­

Tierra de diatomeas lavada con ácido no totalmente calcinada de Sigma.

•­

Sep-Pak Plus (1 g) y Sep-Pak Vac 20 cc (5 g) Florisil de Waters.

•­

Superclean Envi-Florisil SPE 6 mL (1 g) y LC-Alumina-N (1 g) de Supelco.

•­

Envi-Carb 12 mL (1g)100 m2/g y Envi-Carb C 10 m2/g, Supelco.

•­

Sep-Pak Plus Silica (1 g) Waters.

•­

Alúmina neutra y gel de sílice (70-230 mesh), para cromatografía en columna, Sigma.

•­

Cobre metálico purísimo en polvo suministrado por Panreac. Fue activado previamente a su uso con ácido clorhídrico 2N.

•­

Patrones de pesticidas CLP Organochlorine Pesticide Mix, 2 mg/mL en tolueno:hexano (1:1) y patrones de cis-nonaclor y trans-nonaclor 100 µg/mL en hexano de Supelco.

•­

Patrones sólidos individuales de p,p'-DDE; o,p'-DDD; p,p'-DDT; a-HCH; isodrín y heptacloro Pestanal de Riedel-de-Haén. HCB (hexaclorobenceno); p,p'-DDD; o,p'-DDE; a-clordano, y-clordano y patrón interno 2,4,5,6­ tetracloro-m-xileno (TCMX) sólidos de Supelco.

•­

Los materiales certificados que se han empleado son: Pesticides on soils CRM804-050 de Resource Technology Corporation. New York/New Jersey Waterway Sediment SRM 1944, Organics in Marine Sediment SRM 1941b y Urban Dust SRM 1649a fueron suministrados por NIST (National Institute of Standards and Technology). Las disoluciones madre a partir de los patrones sólidos se prepararon en

acetato de etilo con una concentración de 1000 µg/mL, y los patrones de trabajo por dilución de éstas en hexano.

214

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

3. EXTRACCIÓN CON AGITACIÓN Como ya se ha comentado en la introducción de este capítulo, las técnicas clásicas de extracción mediante agitación, ya sea mecánica o con ultrasonidos, han sido sustituidas por las técnicas modernas de extracción mediante energía de microondas, extracción con líquidos a presión o extracción con fluidos supercríticos. Aun así, en ocasiones estas técnicas son útiles, y por ello en este trabajo se ha realizado un estudio de la eficacia de la extracción, mediante agitación mecánica y con energía de ultrasonidos, de elevadas concentraciones de pesticidas organoclorados en muestras de suelo. Se ha llevado a cabo la extracción empleando hexano:acetona (1:1) de alícuotas de 0.4 g de una muestra de suelo sobrecargadas con 200 µL de disolución de patrón de pesticidas de 1000 µg/mL. Se ha escogido esta mezcla de disolventes porque es la más habitual cuando se lleva a cabo la extracción de compuestos orgánicos de muestras sólidas. Los ensayos realizados son los siguientes: Bandeja agitadora y 20 mL de disolvente. Se tomaron alícuotas a las 3, 6 y 8 horas de extracción. Con el fin de determinar el tiempo necesario para llevar a cabo la extracción eficiente de los analitos. -

Bandeja agitadora y 40 mL de disolvente. Se tomaron alícuotas del mismo modo que en el caso anterior.

-

Baño ultrasonidos con 20 mL de disolvente y 30 min de extracción. Se centrifuga 5 min a 3000 rpm. Se cambia el disolvente por 20 mL de disolvente kesco y se extrae otros 30 min (tiempo total de extracción 60 min). Baño de ultrasonidos con 20 mL de disolvente y 30 min de tiempo de extracción.

-

Baño de ultrasonidos con 30 mL de disolvente y 30 min de tiempo de extracción. 215

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

En todos los casos las muestras se introdujeron en matraces Erlenmeyer de 100 mL. En los ensayos con bandeja agitadora las alícuotas tomadas a las 3 horas ya dieron lugar a buenas recuperaciones analíticas, y un aumento del tiempo de extracción no produjo mejoras sustanciales, por lo que los resultados de las alícuotas tomadas a las 6 y 8 horas ya no se representan en la figura V-8, en la que puede verse un resumen de los resultados obtenidos. Los datos representados son el promedio de 2 réplicas. n B 20 mL q B 40 mL q US 20-1^ q US 20-2a n US 20 mL q US 30 mL ,..,160 ° 140

^ 120 ^° loo

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Figura V-8. Resultados obtenidos en los ensayos de extracción mediante agitación para una concentración de 500 µg/g de pesticidas en suelos. B: ensayos en bandeja agitadora. US: ensayos en baño de ultrasonidos.

Como puede verse en la figura, la extracción con 20 mL de disolvente en bandeja agitadora, y la extracción en ultrasonidos en una sola etapa, ya sea con 20 0 30 mL de disolvente, dio lugar a buenas recuperaciones analíticas. Se descartó por tanto el uso de la bandeja agitadora como método de extracción, ya que el proceso de extracción es más largo (3 h) que con la agitación con ultrasonidos (30 min). Las recuperaciones analíticas que se obtuvieron en la extracción mediante ultrasonidos en dos etapas fueron peores que las obtenidas con ese mismo volumen en una sola etapa de extracción, posiblemente debido a la mayor manipulación a la que se sometió el extracto (centrifugado y cambio de

216

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

^

disolvente). De los ensayos en ultrasonidos en una sola etapa se escoge la extracción con 30 mL de disolvente ya que proporciona mejores resultados. El esquema completo del proceso de extracción es el que se muestra en la figura V-9.

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Figura V-9. Esquema del proceso de extracción en baño de ultrasonidos.

Las recuperaciones analíticas que se obtienen con este método de extracción realizando la adición de patrón a una concentración más baja que la empleada en el estudio (250 µL de un patrón de 10 µg/mL), son las que se muestran en la tabla V-3. Como se observa, las recuperaciones analíticas obtenidas son buenas en general y muy reproducibles.

217

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Tabla V-3. Recuperaciones analiticas (%) obtenidas en la extracción mediante agitación con ultrasonidos para una concentración de 6.25 µg/g (n=2). Pesticidas

Recuperaciones

Pesticidas

Recuperaciones

(%►

^%^

a-HCH

83-85

p,p'-DDE

99-99

R-HCH

94-95

Dieldrín

96-96

y-HCH

87-88

Endrín

S-HCH

76-84

(3-Endosulfán

86-97

Heptacloro

92-95

p,p'-DDD

97-101

Aldrín

78-82

Endrín aldehído

71-80

Isodrín

92-92

Endosulfán sulfato

86-86

Heptaclorepóxido

96-97

p,p'-DDT

72-83

y-Clordano

97-98

Endrín cetona

93-94

a-Clordano

99-100

Metoxicloro

80-82

a-Endosulfán

98-98

104-113

4.­ EXTRACC16N CON ENERGÍA DE MICROONDAS (MAE) 4.1.­ Características del horno microondas empleado En este trabajo se ha llevado a cabo un estudio de la eficacia de la extracción de pesticidas organoclorados de muestras sólidas mediante energía de microondas. Para ello se emplea un horno microondas Anton Paar Multiwave equipado con un sensor infrarrojo que mide la temperatura en la base de los reactores. Además posee un sistema medidor de presión en el interior de cada reactor. Las muestras son extraídas en el interior de vasos de reacción cerrados de TFM (fluoroplástico), que es un Teflón modificado, que en el caso de las usadas en este trabajo LF 100, soportan presiones de hasta 20 bares. Este vaso de reacción se introduce en unas carcasas cerámicas, y todo el conjunto en el interior de unas camisas con tapón de rosca dentro del rotor (figura V-10).

218

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Tapón de acem

Figura V-10. Esquema y fotografía de un reactor de microondas modelo MF 100 (Anton Paar) y de un rotor.

Además un flujo de aire, entre la camisa protectora y las carcasas cerámicas, previene el sobrecalentamiento y permite el enfriamiento rápido de los reactores.

El

reactor

empleado

permite la extracción de 6 reactores

simultáneamente, y consta de un sistema de agitación magnética en cada reactor.

4.2. Limpieza de los reactores Los reactores se lavan después de cada extracción primero con acetona para eliminar todos los residuos de la muestra, y después con un jabón neutro y una esponja suave que no raye el material, aclarando con agua Milli-Q. Después de secarlos se añade entre 10 y 15 mL de acetona:hexano (1:1) y se someten al mismo programa que se aplicó para extraer la muestra. En el caso de extraer materiales muy contaminados, se realizarán varias extracciones de lavado con disolvente limpio.

219

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

4.3. Preparación de la muestra y procesado posterior Para realizar los ensayos, y estudiar las recuperaciones analíticas del proceso, se realizó la adición de las muestras (1g) con una disolución patrón de pesticidas a un nivel de 0.1 µg/g. A continuación el reactor se agita durante 3 min en un baño de ultrasonidos, y por último se deja al aire durante 17 min para eliminar el disolvente. Después de la extracción de las muestras, los extractos se filtraron a través de un filtro de fibra de vidrio de 0.6 µm y se concentraron en rotavapor hasta una gota (aproximadamente 0.2 mL) del mismo modo que se indicó en el capítulo IV dedicado a la extracción de muestras acuosas. Los extractos se purificaron haciéndolos pasar a través de un cartucho Sep-pack de Florisil de 1 g. Se ha escogido este adsorbente teniendo en cuenta la experiencia previa del grupo investigador [Vázquez-Blanco y cols., 2000] y que es el más habitual entre los que se encuentran en la bibliografía para llevar a cabo la limpieza de los extractos de suelos y sedimentos [Hubert y cols., 2000; Zuloaga y cols., 2000; Fu y cols., 2001; Kim y Smith, 2001]. Los cartuchos se lavaron, previamente a su uso, con la mezcla que se empleará posteriormente en la elución, y se deja secar mediante aspiración de aire durante un tiempo, que también se estudia, antes de realizar la carga del mismo. Para la elución se probaron dos mezclas de disolventes: -Ensayo A: 2 mL de hexano seguido por 5 mL de hexano:acetato de etilo (70:30) recogidos en un único extracto. En este ensayo el tiempo de secado del cartucho después del lavado es de 15 min. -Ensayo B: 5 mL de hexano:acetato de etilo (80:20). Tiempo de secado 15 min.

-Ensayo C: 5 mL de hexano:acetato de etilo (80:20), y secado del cartucho 30 min. Los resultados de estos ensayos se muestran en la figura V-11.

220

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

n ENSAYO A

140 ^

q ENSAYO B

q ENSAYO C

120 -I

n

n n n

n

m

n

20 ­ o^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^.^^ ^^^.^ 1

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Figura V-11. Recuperaciones analíticas (%) obtenidas en los ensayos de elución.

Como puede verse en la figura, la mezcla con la que se eluyen más eficazmente los pesticidas es la mezcla hexano:acetato de etilo (80:20) (ensayos B y C). Comparando ambos ensayos se observa que de los dos tiempos de secado ensayados (15 y 30 min), el que da lugar a los mejores resultados es 30 min (ensayo C). Por todo esto, en el estudio de la etapa de extracción, la purificación se realizará del siguiente modo: antes de su utilización el cartucho se lava con 5 mL de hexano:acetato de etilo (80:20), se seca haciendo pasar aire (mediante una bomba de vacío) a través del cartucho durante 30 min. El cartucho se eluye con 5 mL de hexano:acetato de etilo (80:20). El eluato así obtenido se concentra en rotavapor a una gota y a sequedad en corriente de nitrógeno del modo descrito en el capítulo IV, se redisuelve en 1 mL de hexano, se añaden 10 µL de TCMX (patrón interno) de 10 µg/mL, y se inyecta en modo splitless en el cromatógrafo (GC-ECD).

221

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

4.4.­ Estudio de las condiciones de extracción Se ensayaron tres programas de potencia y para cada programa dos mezclas de disolventes distintas para comprobar con cual de ellas se extraen mejor los compuestos de interés. Las mezclas ensayadas fueron: hexano:acetona (1:1) (Mezcla A) y hexano:acetato de etilo (1:1) (mezcla B), y el volumen empleado en todos los casos fue de 10 mL. Para cada programa de potencia se colocaron en el carro 2 muestras adicionadas y un blanco por cada mezcla de disolventes (total 6 reactores). Los programas aplicados se muestran en la figura V-12. Se ha introducido un imán agitador dentro de cada reactor con el fin de potenciar el contacto entre la matriz y el disolvente. Además, mediante el sistema de sonda de infrarrojos del equipo se ha llevado un control de la temperatura alcanzada con cada programa y cada disolvente. A1 finalizar cada programa de potencia, se ha establecido un tiempo de 20 min a potencia 0 W con un máximo de ventilación con el fin de enfriar los reactores rápidamente.

Programa 2

Programa 1 1000

1000 ,^ 800 ^'.

^ 800 1

600 ^ I 400 y

A

w á

200

a 200 ^

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600 ^

U

m

0

400 ^,

0 0

5

10

0

15

5

Tiempo (min)

--^ 10 15 Tiempo (min)

Programa 3 600 ,

._ 500

^ 400 ­ 9

^ 300 ­ ó 200 ^^ a 100 ^i 0 ' 0

5

10

15

Tiempo (min)

Figura V-12. Programas de potencia de radiación de microondas ensayados. Los resultados de las recuperaciones analíticas promedio obtenidas en los ensayos realizados por duplicado, se recogen en la figura V-13, y en la tabla V-4.

222

Extracción de pesricidas en matrices sólidas

n

q

1-A

1-B

q

2-A

q 2-B

n

3-A

O 3-B

L

20 ^ oI

a-HCH

160

n

y-HCH

1-A

q

p-HCH

1-B

^

heptacloro

2-A

q 2-B

S-HCH

n

aldrín

3-A

isodrín

^ 3-B

140

120 -^

100 ^

80 '

60 ^.

40 ^I

20 ^

OI

heptacloro y-clordano cx-clordano a-endosulfán p,p'-DDE dieldrín epóxido

endrin

Figura V-13. Recuperaciones analíticas obtenidas con cada método ensayado. 1,2 y 3: programas de la figura V-12. A: hexano:acetona (1:1), B: hexano:acetato de etilo (1:1) (continúa).

223

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

160 ,^ 140 I 120 ^

n 1-A

q 1-B

q 2-A­

q 2-B

n 3-A

q 3-B

^

100 ­

60

40

20

0

Endosulfán metoxiclom Endrín p,p'-DDD (3-endosulfán p,p'-DDT­ Endrín aldehído sulfato cetona

Figura V-13. Recuperaciones analíticas obtenidas con cada método ensayado. 1,2 y 3: programas de la figura V-12. A: hexano:acetona (1:1), B: hexano:acetato de etilo (1:1).

224

Extracción de pesHcidas en matrices sólidas

Tabla V-4. Recuperaciones analíticas (%) obtenidas con los 3 programas de potencia de radiación de microondas ensayados para las mezclas de disolventes A

(hexano:acetona 1:1) y B (hexano:acetato de etilo 1:1) (n=2). Pesticidas

Programa 1

Programa 2

Programa 3

A

B

A

B

A

B

a-HCH

109-116

113-117

100-107

100-102

99-100

87-96

y-HCH

108-115

109-114

97-104

100-101

98-96

86-94

(3-HCH

87-93

87-90

79-94

85-96

102-107

94-103

Heptacloro

98-108

126-134

112-122

105-107

131-140

123-131

S-HCH

107-116

113-115

95-108

94-98

91-95

80-92

Aldrín

91-96

91-94

102-110

99-102

91-94

84-90

Isodrín

91-100

92-97

90-96

90-90

87-91

78-87

Heptaclorepóxido

92-99

100-100

100-104

97-97

93-97

82-92

y-Clordano

95-102

95-98

99-105

96-98

93-98

83-93

a-Clordano

96-102

94-100

97-103

92-94

89-92

77-89

a-Endosulfán

95-105

98-103

98-105

93-96

88-93

79-90

p,p'-DDE

102-114

114-121

109-117

104-109

93-105

81-95

Dieldrín

92-102

110-112

106-112

92-94

89-98

84-91

Endrín

140-169

149-161

115-129

118-128

104-110

90-106

p,p'-DDD

131-144

144-148

100-110

96-99

90-95

78-89

(3-Endosulfán

102-111

107-110

92-104

91-92

84-91

76-85

p,p'-DDT

86-110

86-100

102-116

109-113

82-94

72-92

Endrín aldehído

81-100

91-96

87-95

86-89

83-90

80-87

Endosulfán sulfato

131-160

116-118

123-139

94-102

73-86

80-90

Metoxicloro

127-170

138-157

113-135

117-124

72-78

82-91

Endrín cetona

100-112

102-107

98-120

100-100

87-97

81-90

Analizando los resultados que se presentan en la figura y la tabla se observa que las recuperaciones analíticas más bajas son las que se obtienen con el programa de potencias 3, siendo más bajas cuanto más pesados son los compuestos. Representando la gráfica de las temperaturas medias alcanzadas por

225

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

los reactores en cada ensayo se comprueba que con los ensayos 1 y 2(y para ambas mezclas de disolventes) se alcanza un mínimo de 90°C, mientras que con el programa 31a temperatura alcanzada no llega a los 80 °C. Asimismo puede verse que la temperatura de los ensayos en los que se usó la mezcla A(hexano:acetona 1:1) es siempre un poco mayor a la alcanzada con la mezcla B en cada ensayo (figura V-14).

• MEZCLA A

MEZCLA B

120 ^ 100

s

!

80 _ 60 40 20 0 1

2 PROGRAMA

3

Figura V-14. Temperaturas alcanzadas con cada programa ensayado.

De los programas de potencia 1 y 2 se escoge el programa número 2(100W hasta 800W en 2 min, y mantener esa potencia durante 8 min), ya que proporciona buenas recuperaciones analíticas y es un programa más sencillo y corto (10 min) que el programa número 1(13 min). Dado que las recuperaciones obtenidas con ambos disolventes son igualmente satisfactorias, se ha seleccionado la mezcla A por su mayor volatilidad, que acorta considerablemente la etapa posterior de concentración del extracto. Una vez estudiado el proceso de extracción se comprobó que los extractos que se obtienen presentan un color amarillo que persiste después de la purificación realizada con el Sep-pack de Florisil. Por este motivo se ha llevado a cabo un estudio más profundo de la etapa de purificación, que se detalla en el apartado 6 del presente capítulo. Los resultados de dicho estudio concluyen que

226

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

la etapa de purificación ha de realizarse empleando cartuchos con carbón grafitizado de 100 m2/g, lavado previamente con 20 mL de hexano:acetato de etilo (80:20), secado durante 30 min en corriente de nitrógeno y mediante aspiración con una bomba de vacío. Los pesticidas se eluyen con 10 mL de hexano:acetato de etilo (80:20).

4.5.­ Resumen del método de extracción mediante energía de microondas y características analíticas A continuación se presenta un esquema (figura V-15) que resume el proceso de extracción propuesto, y en el que se incluyen los resultados definitivos de la etapa de purificación que se detalla en el apartado 6.

227

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

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Figura V-15. Esquema del proceso de extracción empleando energía de microondas.

Las recuperaciones analíticas obtenidas con el método desarrollado extrayendo un suelo adicionado a una concentración de 0.1 µg/ g pueden verse en la tabla V-5 en la columna A. Las recuperaciones, así como la desviación estándar

228

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

son satisfactorias, aunque algo elevadas para algunos de los compuestos estudiados. Además se han comparado estos datos con los obtenidos por otros autores que emplean la energía de microondas para extraer pesticidas organoclorados. Las recuperaciones y desviaciones estándar (n= 3) que se presentan en la columna B corresponden a muestras de suelo (0.05 µg/g, 5 g de suelo) extraídas con 30 mL de hexano:acetona (1:1) durante 10 min a 115°C [LÓpez-Ávila y cols., 1995b]. En la columna C se muestran las recuperaciones y desviaciones estándar relativas obtenidas al extraer con 50 mL de tetrahidrofurano muestras de sedimentos (5 g) con una concentración de pesticidas de 0.05 µg/g y sometidas a 100 °C durante 30 min [Silgoner y cols.,1998]. Los datos de la columna D corresponden a los resultados obtenidos mediante extracción siguiendo el método EPA 3546 [Paré y cols., 2001] en comparación con los resultados obtenidos al extraer el mismo suelo contaminado mediante Soxhlet. Dichos análisis fueron realizados por triplicado, obteniéndose desviaciones estándar relativas comprendidas entre 10 y 15 %. Asimismo se han obtenido recuperaciones analíticas del 81 % para a­ clordano y y-clordano y del 107 % para p,p'-DDT, mediante extracción en microondas de muestras de suelo (0.15 g) con una concentración de 140 µg/ g y extraídas con 4 mL de hexano:acetona (1:1) durante 3 minutos a una potencia de 900 W [Kramer y Ryan, 2000].

229

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Tabla V-5. Recuperaciones analíticas (%) y desviaciones estándar (DE) obtenidas con el método propuesto A(n=5) y por otros autores (B,C y D). Pesticidas

A

B

C

D

a-HCH

109 (5)

66 (5)

90 (4)

-

y-HCH

108 (4)

67 (2)

86 (4)

-

R-HCH

102 (14)

69 (5)

74 (4)

-

Heptacloro

108 (2)

80 (6)

-

-

S-HCH

109 (4)

72 (4)

-

-

Aldrín

102 (4)

66 (11)

80 (3)

-

Isodrín

109 (4)

-

-

-

Heptaclorepóxido

113 (4)

71 (3)

-

-

y-Clordano

115 (4)

72 (7)

-

74

a-Clordano

114 (4)

66 (5)

-

97

a-Endosulfán

105 (5)

59 (3)

86 (1)

-

p,p'-DDE

104 (4)

67 (2)

81 (5)

48*

Dieldrín

106 (4)

72 (6)

94 (3)

Endrín

127 (5)

80 (8)

99 (4)

98

p,p'-DDD

108 (4)

69 (5)

82 (2)

89

(3-Endosulfán

104 (5)

64 (6)

13 (6)

-

p,p'-DDT

118 (9)

103 (8)

89 (3)

101

Endrín aldehído

95 (8)

42 (5)

-

-

Endosulfán sulfato

95 (5)

103 (9)

-

-

Metoxicloro

171 (11)

101 (15)

-

103

Endrín cetona

104 (5)

70 (7)

-

^ Sumatorio de DDE y Dieldrin

A la vista de los resultados que se muestran en la tabla anterior se puede afirmar que las recuperaciones analíticas obtenidas con el método propuesto son satisfactorias, mejorando los publicados por otros autores. En el caso del metoxicloro la recuperación obtenida es muy elevada, en parte debida al propio carbón que se emplea en la purificación (apartado 6 del presente capítulo). La precisión del método (expresada como desviación estándar) es también satisfactoria.

230

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Los límites de detección y de cuantificación del método propuesto, se calculan como xb + 3sb (valor medio y desviación estándar del blanco respectivamente) y Xb +lOsb respectivamente, tomando como blanco el fondo que se obtiene al inyectar un extracto de una muestra de suelo analizada con dicho método (tabla V-6).

Tabla V-6. Límites de detección (LD) y de cuantificación (LC) (ng/g) obtenidos mediante la extracción con ener^ía de microondas y determinación splitless-GC-ECD. Pesticidas

LD

LC

Pesticidas

LD

LC

a-HCH

5.3

6.6

p,p'-DDE

7.4

9.2

y-HCH

5.3

6.8

Dieldrín

7.8

9.4

(3-HCH

0.39

3.9

Endrín

7.2

9.7

Heptacloro

4.7

6.3

p,p'-DDD

8.9

12

S-HCH

7.7

9.3

(3-Endosulfán

7.8

10

Aldrín

4.7

5.9

p,p'-DDT

10

13

Isodrín

5.3

7.1

Endrín aldehído

4.7

7.4

Heptaclorepóxido

4.9

6.6

Endosulfán sulfato

3.4

6.4

y-Clordano

5.3

6.8

Metoxicloro

10

18

a-Clordano

5.0

6.8

Endrín cetona

6.9

9.1

a-Endosulfán

6.1

7.6

5.­ EXTRACCIÓN CON LÍQUIDOS A PRESIÓN (PLE) 5.1.­ Características del equipo de PLE empleado El objetivo de esta parte del trabajo consiste en estudiar los factores que influyen en la eficacia de la extracción con líquidos a presión empleando un equipo

ASE® 200

(Accelerated

Solvent

Extractor)

y

trabajando en

modo

precalentamiento.

231

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

5.2. Estudio de los blancos de celda Se ha llevado a cabo, en primer lugar, un estudio de los blancos de las celdas de acero (figura V-7), con el fin de evitar la presencia de picos interferentes procedentes del material empleado en el proceso de extracción (filtros, celdas de extracción, etc.). Para obtener los blancos de celda de PLE, se colocó un filtro de celulosa sobre la frita de la tapa inferior de una celda de 11 mL. Se extrajo con hexano: acetona (1:1), en un ciclo de 5 minutos de calentamiento y 5 minutos de extracción estática, a una presión de 2000 psi y a 100°C. El extracto se concentró hasta una gota en rotavapor y se llevó a sequedad en corriente de nitrógeno. Finalmente el residuo se redisuelve en 1 mL de hexano y se inyecta en el cromatógrafo de gases con detector de captura de electrones. El cromatograma obtenido se muestra en la figura V-16. Como se puede observar, se obtienen numerosos picos interferentes.

tiempo de elución de los pestic^das estudiados

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n

Figura V-16. Blanco de celda de extracción PLE inyectado en splitless-GC-ECD.

Con el fin de determinar la naturaleza de estos picos, se inyectó este extracto en un GC-MS en modo full, detectándose la presencia de siliconas, ácidos 232

Extracción de pesricidas en matrices sálidas

orgánicos y algún ftalato (figura V-17). Estos compuestos suelen proceder de materiales de naturaleza polimérica que entran en contacto con el disolvente durante los procesos de extracción, purificación, etc...

Ácido orgánico

NL:

1.71t/

10

TIC MS 200306100

^

9 11.98-83.03 SM:11G

7

Siliconas

i

1

►

Ftalato

I

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Ftalato

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Siliconac ^^

Mido

Siluonac

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S.

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Tiempo (min)

Figura V-17. Cromatograma obtenido al inyectar el blanco de celda de extracción en

PSS-GC-MS en modo full.

Para determinar la causa de la contaminación, 20 mL de la mezcla de disolventes utilizada fueron recogidos después de pasar por el sistema distribuidor de disolventes del equipo, se concentraron del mismo modo descrito anteriormente y se inyectaron en el cromatógrafo, descartándose así como posibles causantes de los picos interferentes (figura V-18).

233

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

so-^

40^

10

0

0

1

2

8

10 11 72 13 14 15 i6 17 18 19 20

Tiempo (min)

Figura V-18. Blanco de disolventes inyectado en splitless-GC-ECD. Extrayendo una celda dos veces consecutivas, e inyectando ambos extractos se ha observado que e12° extracto da lugar a un cromatograma libre de picos (figura V-19). Así, el problema de la presencia de picos interferentes procedentes de las celdas de extracción fue resuelto incluyendo una etapa de limpieza previa que consiste en extraer la celda (junto con el filtro de celulosa), antes de introducir la muestra, empleando el mismo programa y disolventes que posteriormente se aplicará en la extracción de las muestras.

Figura V-19. Cromatograma obtenido después de lavar la celda antes de la extracción (spli tless-GC-ECD).

234

Extracción de pesricidas en matrices sólidas

5.3. Preparación de la muestra y procesado posterior Para realizar los ensayos, y conocer las recuperaciones del proceso analítico, se realizó la adición de muestras de suelo con una disolución patrón de pesticidas. Como ya se ha comentado en la introducción, la muestra (1 g) ha de mezclarse y homogeneizarse con un agente dispersante y desecante antes de la extracción. En este caso se emplearán 0.25 g de tierra de diatomea previamente lavada en Soxhlet durante 12 horas con diclorometano:metanol (2:1) y otras 12 horas con diclorometano:hexano (30:70). Una vez mezcladas se introducen en la celda de extracción y se añaden 100 µL de patrón de 1 µg/mL, dejando secar al aire hasta que se evapore todo el disolvente. Como disolvente de extracción se emplea hexano:acetona (1:1), por ser la mezcla que mejores resultados había proporcionado en la extracción con energía de microondas. Después de la extracción de las muestras, los extractos se concentran en rotavapor hasta una gota (aproximadamente 0.2 mL). El extracto que se obtiene no precisa ser filtrado, al contrario de lo que sucedía en la extracciones con microondas. Los extractos se purifican haciéndolos pasar a través de un cartucho de carbón (1 g, 100 mz/g) mediante un sistema distribuidor de vacío Visiprep de acuerdo con las condiciones de purificación seleccionadas, y cuyo estudio se recoge en el apartado 6 de este capítulo. El eluato obtenido se concentra en rotavapor a una gota y a sequedad en corriente de nitrógeno, se redisuelve en 1 mL de hexano, se añaden 10 µL de TCMX (patrón interno) de 10 µg/mL, y se inyecta en splitless-GC-ECD.

5.4. Estudio de las condiciones de extracción Los parámetros que se deben estudiar con el fin de conseguir una buena eficacia de extracción son: el tipo de disolventes empleados y el volumen de los mismos, la temperatura del horno, la presión aplicada y el tiempo de calentamiento. Los disolventes o mezcla de disolventes se escogen en función de su afinidad por los compuestos a extraer. En este caso no se han estudiado distintos disolventes y todos los ensayos se realizaron empleando la mezcla hexano: acetona (1:1), que además de ser la mezcla más comúnmente utilizada en

235

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

la extracción de estos compuestos en matrices sólidas, proporcionó buenos resultados en los estudios realizados con energía de microondas. El volumen de disolvente que se emplea en la extracción viene definido por el tamaño de la celda y grado de llenado de la misma, ya que el equipo bombea disolvente hasta que la celda está completamente llena. Por ello, para llevar a cabo el estudio del volumen de disolvente se han ensayado dos tamaños distintos de celda de extracción: 5 y 11 mL. La presión aplicada en el horno ha de ser la suficiente para que el disolvente se mantenga en estado líquido a la temperatura empleada, y por ello se estudiará una vez se fije la temperatura de extracción más adecuada. La temperatura del horno va a favorecer la transferencia de los analitos desde la matriz hacia el disolvente. Por último, ha de estudiarse el tiempo de extracción estática, que es el tiempo durante el cual la celda permanece sometida a las condiciones de presión y temperatura marcadas una vez que ya se alcanzó el equilibrio. Además es posible programar varios ciclos de extracción de la misma celda incluso cambiando el tipo de disolvente, en el caso de que un único ciclo no sea suficiente para la correcta recuperación de los analitos, aunque en este caso se recogerían los extractos por separado, lo que complicaría las etapas posteriores del proceso de análisis. E{ecto de la temperatura del horno El primer parámetro que se estudió fue la temperatura del horno. Para ello se fijaron el resto de las condiciones en los siguientes valores: presión 1500 psi; tiempo de extracción estática 5 min; tamaño de celda 5 mL, y se ensayaron 65,100 y 150°C de temperatura del horno. Todos los ensayos se realizaron por triplicado, presentándose en las gráficas el promedio de las tres extracciones junto con la desviación estándar. Las recuperaciones que se obtienen para cada compuesto a cada temperatura se representan en la figura V-20. Tanto en esta figura como en las gráficas siguientes no se representan las recuperaciones obtenidas para (3HCH, DDT, endrín y metoxicloro dado que se han obtenido valores anormalmente altos debido a problemas con los blancos que se corrigieron posteriormente realizando algunos cambios en el proceso de purificación (apartado 6).

236

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

160 ^

n 65°C

q 100°C

q

150°C

140 ^

120 -I ^ 100 á. ^

80

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^ 60

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Figura V-20. Efecto de la temperatura del horno sobre la recuperación analítica en la extracción mediante PLE (n=3).

Las elevadas desviaciones estándar que se obtienen para el heptacloro a las tres temperaturas pueden deberse a las dificultades en la integración de este pico, muy próximo al pico de (3-HCH. Como se observa en la figura, con la temperatura más baja se obtienen bajas recuperaciones para los compuestos más pesados. Por el contrario a 150°C se observa una ligera disminución de las recuperaciones de los compuestos más volátiles. Además el cromatograma que se obtiene a temperatura elevada muestra mayor número de picos interferentes, como puede verse en la figura V-21.

237

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

120^

T:65°C

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3°^

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00

10

20

30

9.0

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130

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15.0

Tiempo (min)

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T:100°C

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130

140

150

Tiempo (min)

Figura V-21. Cromatogramas obtenidos al extraer una muestra de suelo mediante PLE con temperaturas del horno de 65°C, 100°C y 150°C (continúa).

238

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

T:150°C

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1A

30

30

00

3.0

30

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10A

1t0

13A

13A

190

t3.0

Tiempo (min)

Figura V-21. Cromatogramas obtenidos al extraer una muestra de suelo mediante PLE con temperaturas del horno de 65°C, 100°C y 150°C.

Por todo esto se ha seleccionado una temperatura del horno de 100°C como la más apropiada. E ecto de la presión Una vez establecida la temperatura del horno a emplear, se estudió el efecto de la presión sobre la eficacia de la extracción. Ésta ha de ser lo suficientemente elevada como para mantener en estado líquido la mezcla hexano:acetona (1:1) durante el proceso de extracción. Se han ensayado dos valores diferentes para la presión:1500 psi y 2000 psi, fijándose la temperatura del horno en 100 °C y los demás parámetros en los mismos valores que en el ensayo anterior. Los resultados obtenidos se presentan en la figura V-22. Apenas se observan diferencias entre las recuperaciones analíticas obtenidas para los distintos compuestos con ambas presiones como se ha comprobado al realizar un test-t de Student de comparación de pares de valores para una confianza de195%. Sin embargo, teniendo en cuenta la precisión de los resultados obtenidos para ambas presiones, se selecciona una presión de 1500 psi.

239

Extracción de pesticidas en matrices sólidas 140 ^ q 1500 psi­

n 2000 psi

120 ^

100 ^

40 ^

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Figura V-22. Efecto de la presión sobre las recuperaciones analíticas en la extracción mediante PLE (n=3).

Efecto del tiempo de extracción estática A continuación se llevó a cabo el estudio del tiempo de extracción estática, fijando los factores ya estudiados en los valores seleccionados, y el tamaño de celda en 5 mL como en los casos anteriores. Aunque en un principio se iban a ensayar 5, 10 y 15 min, a la vista de que no se producía una mejora sustancial de los resultados al pasar de 5 a 10 min, ya no se realizó el ensayo con 15 min (figura V-23). El tiempo seleccionado es 5 min, ya que la pequeña mejora que se produce en las recuperaciones de algunos compuestos no compensa la duplicación del tiempo de extracción.

240

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

n

5 min

q

10 min

120

100

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20 ^

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Figura V-23. Efecto del tiempo de extracción estática sobre las recuperaciones analíticas en la extracción mediante PLE (n=3).

Efecto del volumen de disolvente Por último, una vez fijados todos los demás parámetros, se ha estudiado el efecto del volumen de disolvente sobre la eficacia de la extracción. Como ya se ha dicho, el volumen depende del tamaño y del grado de llenado de la celda. Para variar el grado de llenado sin variar la cantidad de muestra extraída es necesario aumentar la cantidad de agente dispersante empleado. Esto puede ser problemático, ya que a pesar de que la tierra de diatomeas se lava previamente a su utilización, siempre es una fuente más de contaminación, y por lo tanto, al aumentar su porcentaje los blancos obtenidos tienden a ser más sucios. En este caso y dado que se dispone de dos tamaños de celda diferentes se ha optado por modificar así el volumen de disolvente. Se realizaron 3 réplicas empleando celdas de 5 mL y otras 3 con celdas de 11 mL. Los resultados obtenidos se muestran en la figura V-24.

241

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

n 5 mL

120 ^

q

11 mL

^

100 1

20 1

c`° G^^ ^.^ cç G^ `o`o G^► aso ^a roço .^o ao ^^a° ^bç 04 qw ^c^ ro^ o^ o} ^L ^ aQ OL^ ^ q ^ á oaoro^,r^ mt+ y ^o ti^ ^Z ^a, ^Q ^ ^`a ^^ ^ `ot ao`' .a ^^ ^q a ^,c o^ c.C a r r^,Q ^ ^ ^,c ^a

á

Q

Figura V-24. Efecto del volumen de disolvente sobre las recuperaciones analíticas en la extracción mediante PLE (n=3).

No se han observado diferencias entre las recuperaciones analíticas obtenidas en ambos casos cuando se realizó el test-t de comparación de pares de valores (P=95%), aunque la variación entre réplicas en el caso de la celda de 5 mL es algo menor que para la celda de 11 mL para la mayoría de los pesticidas estudiados. Esto significa que una mayor cantidad de disolventes no produce una mayor extracción de los analitos estudiados. Por este motivo y teniendo en cuenta que se produce un menor consumo de disolvente se ha elegido 5 mL como tamaño de celda.

5.5. Resumen del método de extracción y características analíticas En el esquema que se muestra a continuación (figura V-25) se expone de modo resumido el proceso completo de extracción de las muestras de suelos.

242

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Adición de cobre activado 10 min en ultrasonidos

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Figura V-25. Esquema del proceso de análisis empleando PLE.

Como se puede ver en la figura, se ha incluido una etapa en la que se añade cobre activado al extracto, con el fin de eliminar la interferencia del azufre. Las recuperaciones analíticas que se obtienen con el método de extracción resumido en la figura V-25 y las desviaciones estándar relativas (n=5) son las que se muestran en la columna A de la tabla V-7. El nivel de concentración de

243

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

pesticidas es de 0.1 µg/g. En la tabla ya se incluyen las recuperaciones obtenidas para (3-HCH, endrín, p,p'-DDT y metoxicloro, una vez se han mejorado los resultados que se obtienen para estos compuestos realizando modificaciones en el proceso de purificación (apartado 6). A1 igual que se hizo en los apartados anteriores, los resultados obtenidos se compararon con los de otros autores (columnas B-D) para los mismos compuestos y la misma metodología de extracción. Los datos que se presentan en la columna B corresponden a porcentajes de recuperación promedio para tres tipos de suelo (arenoso, lodoso y arcilloso) en comparación con la extracción Soxhlet [Dionex,1999]. El promedio de desviaciones estándar relativas es de 8.3%. En la columna C se muestran las recuperaciones analíticas obtenidas mediante la extracción de sedimentos mediante PLE [Dabrowski y cols., 2002]. El nivel de sobrecarga en este ejemplo es de 0.015 µg/g. Por último, los datos de la columna D corresponden a las recuperaciones analíticas obtenidas para la PLE de muestras de tabaco, siendo la concentración de entre 0.04 y 0.09 µg/g según el pesticida. Asimismo aparece en esta columna la desviación estándar relativa (%DER) obtenida para n=6.

244

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Tabla V-7. Recuperaciones analíticas (%) y desviaciones estándar relativas (DER %) obtenidas en este trabajo (A) y por otros autores (B-D).

Pesticidas

A

B

C

D

a-HCH

97 (4)

93

125

96 (7.2)

y-HCH

96 (4)

96

-

97 (6.1)

(3-HCH

130 (16)

99

-

99 (4.4)

Heptacloro

110 (3)

88

-

87 (2.9)

S-HCH

103 (4)

100

-

95 (4.8)

Aldrín

97 (4)

95

95

71 (5.3)

Isodrín

98 (5)

-

-

-

Heptaclorepóxido

101 (4)

101

95

85 (6.9)

y-Clordano

100 (4)

100

-

97 (4.5)

a-Clordano

100 (4)

102

-

-

a-Endosulfán

98 (4)

100

-

101 (5.2)

p,p'-DDE

101 (5)

99

109

77 (4.4)

Dieldrín

103 (4)

101

-

90 (4.8)

Endrín

116 (7)

97

109

88 (6.1)

p,p'-DDD

103 (6)

105

108

-

R-Endosulfán

93 (5)

106

-

108 (4.8)

131 (11)

75

-

94 (5.3)

Endrín aldehído

83 (9)

104

-

-

Endosulfán sulfato

96 (9)

105

-

97 (3.5)

142 (20)

80

-

-

96 (6)

103

-

-

p,p'-DDT

Metoxicloro Endrín cetona

Como se puede comprobar a la vista de la tabla V-7, los resultados alcanzados con el método propuesto de extracción con líquidos a presión son satisfactorios, aunque se han obtenido recuperaciones superiores al 120% para (3HCH, p,p'-DDT y metoxicloro. Como se verá a continuación, estos valores tan elevados pueden deberse en parte al carbón empleado en la purificación. Estos resultados son comparables a los publicados por otros autores con la misma

2-15

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

técnica de extracción y con varias matrices. La precisión obtenida también fue satisfactoria, aunque las desviaciones estándar relativas para los compuestos antes citados ((3-HCH, p,p'-DDT y metoxicloro) son algo elevadas. Se han calculado además los límites de detección (LD) y cuantificación (LC) de este método de extracción, tomando como blanco un extracto de suelo obtenido mediante extracción con líquidos a presión (tabla V-8).

Tabla V-8. Límites de detección (LD) y cuantificación (LC) (ng/g) obtenidos con el método de extracción mediante PLE propuesto y determinación splitless-GC-ECD. Pesticidas

LD

LC

Pesticidas

LD

LC

a-HCH

6.1

11

p,p'-DDE

6.0

16

y-HCH

2.9

9.1

Dieldrín

5.8

14

(3-HCH

8.1

22

Endrín

10

28

Heptacloro

7.6

16

p,p'-DDD

9.7

27

S-HCH

7.9

14

(3-Endosulfán

0.18

12

Aldrín

2.6

8.8

p,p'-DDT

16

37

Isodrín

4.9

10

Endrín aldehído

11

22

Heptaclorepóxido

7.0

14

Endosulfán sulfato

7.8

20

y-Clordano

7.0

14

Metoxicloro

45

111

a-Clordano

7.2

15

Endrín cetona

9.2

18

a-Endosulfán

4.4

12

6.

ESTUDIO DE LA ETAPA DE PURIFICACIÓN 6.1. Introducción a las técnicas de purificación Desde el punto de vista analítico, la determinación de compuestos

orgánicos a niveles traza en una matriz de gran complejidad como el suelo o los sedimentos, puede presentar problemas de interferencias producidas por otros componentes presentes en la matriz, por lo que se hace necesario su aislamiento. Esta separación del analito o grupo de analitos de otros compuestos que están

246

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

presentes en la muestra, normalmente en niveles más altos, es la etapa más difícil en la mayor parte de los análisis de trazas. Existe un número infinito de posibles coextractos y con elevada probabilidad de que, al menos alguno de ellos, sea químicamente similar al analito o analitos de interés. En estos casos lo más habitual es el empleo de técnicas de separación para aislar el analito. Otra posibilidad sería elegir una técnica de determinación final selectiva, en la cual no interfieran los coextractos, pero esto no es siempre posible por disponibilidad y coste. Además, estas sustancias presentes en los extractos, aunque en ocasiones no son detectadas y por lo tanto no afecten a la determinación de los compuestos de interés, pueden dañar el sistema cromatográfico, por lo que de igual modo deben ser eliminadas, en la medida de lo posible, antes de introducir la muestra en el cromatógrafo. Una de las técnicas más utilizadas en el análisis traza de compuestos orgánicos para llevar a cabo los procesos de purificación es la cromatografía de adsorción en columna. Esta técnica es apropiada para la purificación de compuestos que presenten características de polaridad similares entre sí, y diferentes a las de las sustancias interferentes. Algunos de los adsorbentes para llevar a cabo la purificación de compuestos orgánicos son el gel de sílice, el Florisil, la alúmina y el carbón activo.

Las columnas de purificación pueden ser preparadas en el laboratorio, para lo cual es necesario lavar el adsorbente con disolventes adecuados, y posteriormente activarlos sometiéndolos a temperatura elevada (dependiendo del adsorbente), y en ocasiones desactivándolo en cierto grado añadiéndole un pequeño porcentaje de agua. Una vez preparados los adsorbentes, la columna debe empaquetarse firmemente y a continuación taparse con un desecante como sulfato sódico anhidro para minimizar la exposición al aire y eliminar restos de humedad del extracto. Todo este proceso resulta muy laborioso y en ocasiones poco reproducible. Una técnica que proporciona una rápida alternativa a las columnas de adsorción es el uso de cartuchos o jeringas de extracción de fase sólida (SPE) desechables. Como ya se ha comentado en el capítulo IV, consisten en tubos de

247

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

plástico de polietileno o polipropileno de elevada pureza, rellenos con la fase estacionaria compactada. Estos cartuchos pueden ser acoplados en serie, de modo que nos permite pasar la muestra por distintos adsorbentes. Esta técnica comparada con los procedimientos convencionales de preparación de muestra, ofrece múltiples ventajas: costes más bajos, reducción del tiempo de purificación y fácil automatización [Poole y cols.,1990]. La utilización de estos dispositivos comerciales acoplados en un sistema de distribuidor de vacío como el Visiprep (figura V-26) permite realizar la purificación de varias muestras simultáneamente y de un modo cómodo.

Figura V-26. Dispositivos comerciales para la purificación colocados en un sistema distribuidor de vacío Visiprep.

A pesar de la importancia de esta etapa en el proceso global de análisis, en la mayoría de las ocasiones no se hace un estudio pormenorizado de la misma, utilizándose los adsorbentes y condiciones más comunes que se encuentran en la bibliografía. Sin embargo sí existen algunos trabajos en los que se detalla un estudio de la purificación para la determinación de pesticidas en alimentos [Schenck y Lehotay, 2000], plantas medicinales [Lino y Silveira, 1997], o suelos y sedimentos [Dabrowska y cols., 2003]. En este último trabajo se estudia un método que permite realizar durante la purificación el fraccionamiento del extracto en varios grupos y así poder determinar simultáneamente PAH, PCBs y pesticidas organoclorados, organonitrogenados, y organofosforados. Finalmente, de las

248

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

combinaciones de adsorbentes ensayadas, la que resulta ser más adecuada es la combinación de tres adsorbentes: gel de sílice enlazada con grupos fenilo (Ph), gel de sílice enlazada con grupos octadecilo, y alúmina. Los adsorbentes más comúnmente utilizados en la purificación de extractos de muestras de suelos en el análisis de pesticidas organoclorados son la alúmina [Polese y coLs., 1996; Harner y coLs., 1999; Singh, 2001] y el Florisil [Hubert y cols., 2000; Zuloaga y cols., 2000; Fu y coLs., 2001; Kim y Smith, 2001]. Otros adsorbentes como el gel de sílice o el carbón son menos utilizados, aunque en ocasiones se emplean juntos [Haib y cols., 2003], o en combinación con alúmina o Florisil [Adou y cols., 2001].

A continuación se presentan en la tabla V-9 los adsorbentes y disolventes de elución empleados por algunos autores en la purificación de extractos procedentes de muestras de suelos o sedimentos.

249

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

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Extracción de pesticidas en matrices sólidas

6.2. Ensayos de purificación Los extractos de muestras de suelos obtenidos por extracción en microondas o extracción con líquidos a presión (PLE) son de color amarillo intenso y contienen numerosos compuestos que pueden interferir en la determinación de los pesticidas. Cuando se emplea un detector selectivo como el ECD, este problema no es tan importante, pero sin embargo los compuestos que no son detectados pueden perjudicar el sistema cromatográfico. Por este motivo se ha realizado un estudio exhaustivo de la etapa de purificación probando diversos adsorbentes incluyendo los más habituales, y alguno no tan utilizado en el análisis de pesticidas. Los volúmenes de elución empleados en estos ensayos se han seleccionado en base a los resultados obtenidos en ensayos previos. Para realizar los ensayos de purificación se utiliza el extracto de 1 g de suelo obtenido mediante PLE con el método optimizado. Los adsorbentes empleados fueron Florisil, gel de sílice, alúmina, carbón grafitizado, así como combinaciones de los mismos.

El tratamiento previo de los adsorbentes varía según se empleen cartuchos comerciales (SPE) o columnas preparadas en el laboratorio. Así la alúmina neutra y el gel de sílice que se han empleado en la preparación de columnas de vidrio fueron

previamente lavados en Soxhlet durante 12h con una mezcla

diclorometano:metanol (2:1), y otras 12 con diclorometano:hexano (30:70). Posteriormente ambos adsorbentes se activaron durante 12 horas, la alúmina a 550°C en un horno mufla y el gel de sílice a 130°C en estufa. Por último, se desactivaron parcialmente justo antes de su utilización añadiéndoles un 5% de agua Milli-Q. En el caso de los cartuchos comerciales de SPE, fueron lavados con la mezcla de disolventes que se emplean en la elución. Inicialmente los cartuchos se secaban haciendo pasar aire a su través mediante una bomba de aspiración. Sin embargo, se ha optado por llevar a cabo el secado mediante corriente de nitrógeno y aspiración con una bomba durante 30 min, evitando así introducir posibles sustancias interferentes durante esta etapa.

251

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Los ensayos realizados se muestran en la tabla V-10. Como se puede observar, se ha incluido algún ensayo en el cual se introduce 1 g de gel de sílice dentro de la celda de extracción del ASE° 200 como método de purificación único (ensayo 10) o bien como purificación previa (ensayo 9) tal y como proponen algunos autores [Hubert y cols., 2000; Kim y cols., 2003]. También se realizó algún ensayo variando los disolventes de elución.

Tabla V-10. Ensayos de purificación realizados. H: hexano, AE: acetato de etilo, DCM: diclorometano. Ensayo

Dispositivo/Adsorbente/Cantidad

Elución

1

Cartucho Florisil5g

25 mL H/AE (80/20)

2

Columna vidrio Gel de sílice 1g +Alúmina 1g

10 mL H/AE (80/20)

3

Sep-pack Florisillg+ cartucho Alúmina 1g

8 mL H/ AE (80/ 20)

4

2 Sep-pack Florisil lg

5 mL H/AE (80/20)

5

2 Sep-pack Florisillg

5 mL H/DCM (1/2)

6

Sep-pack Silica lg + Sep-pack Florisil lg

5 mL H/AE (80/20)

7

Cartucho Envi-Florisillg

5 mL H/AE (80/20)

8

Sep-pack Florisil lg

5 mL H/AE (80/20)

9

3g gel de sílice en celda ASE® + Sep-pack Florisillg

5 mL H/AE (80/20)

10

3g gel de sílice en celda ASE°

5 mL Hex/AE (80/20)

11

Cartucho Envi-Carb 100 mz/g

30 mL Hex/AE (80/20)

12

Cartucho Envi-Carb 100 mz/g

10 mL Hex/AE (80/20)

13

Cartucho Envi-Carb 10 mz/g

30 mL Hex/AE (80/20)

En la figura V-27 se presentan las fotografías correspondientes a un extracto sin purificar (A), un extracto purificado con carbón (B), y un extracto realizando la purificación con los demás adsorbentes (C) (ensayos del 1 al 10).

252

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Como se comprueba a la vista de la figura, el extracto obtenido al purificar con carbón es totalmente incoloro y transparente.

.

Figura V-27. Extractos obtenidos después de purificar con distintos adsorbentes. A: sin purificar. B: purificación con carbón. C: purificación con los demás adsorbentes.

Todos los extractos purificados fueron concentrados en rotavapor (hasta 1 gota) y en corriente de nitrógeno (35 mL/min) hasta llevarlos a sequedad, y posteriormente se redisolvieron en 1 mL de hexano.

A continuación en la figura V-28 se muestra el cromatograma obtenido al inyectar, mediante splitless-GC-ECD, un extracto sin someterlo a ningún proceso de purificación, así como el cromatograma de un patrón. Comparando ambos cromatogramas se comprueba la presencia de picos interferentes en la zona en la cual eluyen los pesticidas.

253

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Identificación de los picos 7 Aldrín 1 TCMX (IS) 8 Isodrín 2 a-HCH 9 Heptaclorepóxido 3 y-HCH 10 y-Clordano 4 j3-HCH 11 a-Clordano 5 Heptacloro 12 a-Endosulfán 6 S-HCH

13 p,p'-DDE 14 Dieldrín 15 Endrín 16 p,p'-DDD 17 (3-Endosulfán

19 Endrín aldehído 20 Endosulfán sulfato 21 Metoxicloro 22 Endrín cetona

18 p,p'-DDT

Figura V-28. Cromatogramas obtenidos al inyectar en splitless-GC-ECD un patrón de 0.1 µg/mL ( arriba) y un extracto de suelo sin purificar.

254

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Los cromatogramas con mayor presencia de picos interferentes se obtienen en el ensayo 2, en el cual se utiliza una columna de vidrio no comercial, debido probablemente a la mayor manipulación a la que se han sometido los adsorbentes, y los ensayos 1 y 3 en los que se utiliza un mayor volumen de elución, que puede arrastrar una mayor cantidad de sustancias interferentes (figura V-29).

Encayo 2

Sulfato sódico anhidm tllímtina

Columna de vidrio

gel de olice Frita I1ave

(min) ^s ^a m:^ :: n^ m x Tiempo

Encayo 3

^ Alíanuia

.^

^

^ Florisil lg

^ r

Tiempo (min)

^^

m

s^

zv

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a.

ze

^e

n

Figura V-29. Cromatogramas obtenidos al inyectar en splitless-GC-ECD los extractos de suelo purificados (ensayos 2 y 3, según tabla V-10).

255

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Para el resto de los ensayos realizados se obtienen cromatogramas muy similares entre sí, con escasos compuestos interferentes. Como puede apreciarse en los ejemplos de la figura V-30.

Eosayo B

L Florisil lg

Tiempo (min) ^^

,<

^^

,^

^^

,^

^^

Ensaya l0

lg suelo + 0.25g tierra de diatomea

3g silica

e

,

•

^

Tiempo(min)^

13

•

Figura V-30. Cromatogramas obtenidos al inyectar en splitless-GC-ECD los extractos de suelo purificados (ensayos 8, 10 y 12, según tabla V-10) (continúa).

256

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Ensayo 12

^ Grbón ]00 m2/c Elución ]0 mL

o­

.

.

e

.

.

.

o Yiempo (^^z

,.

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m

,.

,.

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Figura V-30. Cromatogramas obtenidos al inyectar en splitless-GC-ECD los extractos de suelo purificados (ensayos 8, 10 y 12, según tabla V-l0)

Con el fin de identificar las posibles sustancias interferentes presentes en los extractos y que no son detectadas con el detector de captura de electrones, y apreciar las posibles diferencias entre los distintos adsorbentes, se han inyectado los extractos en un cromatógrafo con detección por espectrometría de masas de trampa iónica (GC-ITMS), en modo full adquiriendo entre 50-450 uma. Para este análisis se ha utilizado la columna DB-XLB en las condiciones descritas en el capítulo III. Algunos de los cromatogramas obtenidos se presentan en la figura V­ 31.

257

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

hidroce^buros eliféticoe

t0o 95

^

Eneayo 8

NE 558E8 TIC M9

1

90 hidrocarturos ciclicos

05 90 ]5

^Rango de nempo de eluc;bn da los peshcidas

q l0 q 65

^ ► 60 ^ 55 ^ 50 -04 e5 e0

0

10

10

15

30 Tiempo (mmJ

ioo

NL 991E8 T1C MS

B5

BO

85

En6ayo10

00

q 05

r eo

9

^ 55

• 50 .q^

a IS

^0

35

30

15

1a

ts

io

s

tó

ia

u Trmpo(mm)

Figura V-31. Cromatogramas obtenidos al inyectar los extractos purificados en PSSGC-TTMS (ensayos según tabla V-10) (continúa).

258

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

^^ 1 09E] TIC MS

Ensaya 11

10

JS

30

]5

10

15

10

30 35 Tnnpo (m^n)

190

1 1eEr TIC MS

95 90 85

Encayo 12

eo rs ^ ia ^ fi5 g 80 ^ q^ 55 ^ 50 e5 e0 35 30 15 10 15 10 5 0 30 Tiempo (mm)

Figura V-31. Cromatogramas obtenidos al inyectar los extractos purificados en PSSGC-ITMS (ensayos según tabla V-10).

Los cromatogramas que se obtienen para todos los adsorbentes excepto para los ensayos 12 y 13 son muy similares, y presentan numerosos picos interferentes

que

corresponden

a

diferentes

hidrocarburos

alifáticos,

hidrocarburos cíclicos y ftalatos. Cuando el adsorbente empleado es carbón grafitizado, se obtienen cromatogramas libres de interferencias, aunque como se 259

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

puede ver en el cromatograma del ensayo 12 se obtiene un pico a 39 min que corresponde a un ftalato, y que puede proceder del septum del inyector. En el caso del carbón de 100 mz/ g, cuando se eluye el cartucho con 30 mL de disolvente (ensayo 11) se obtiene un cromatograma con numerosos picos similar a los que se obtiene para los ensayos 1-10, posiblemente debido a que un mayor volumen de disolvente consigue arrastrar más interferencias. Sin embargo cuando se eluye con 10 mL (ensayo 12), el cromatograma obtenido no presenta apenas sustancias interferentes. En el caso del carbón de 10 mz/ g, el cromatograma es similar al obtenido en el ensayo 12, a pesar de eluir con 30 mL de disolvente. A la vista de los cromatogramas que se presentan en las figuras V-29, V­ 30, y V-31 se han escogido las condiciones del ensayo 12 para llevar a cabo la purificación de los extractos de suelos. Con el fin de determinar si se producen pérdidas de alguno de los compuestos de interés, y si 10 mL de mezcla de disolventes es suficiente para eluir totalmente los pesticidas se ha llevado a cabo un estudio de la recuperación analítica en esta etapa de purificación. Para ello se añadió 1 mL de patrón de 0.1 µg/mL de cada pesticida sobre el cartucho de carbón de 100 m2/g, y posteriormente se se eluyó con 10 mL de hexano:acetato de etilo (80:20). Las recuperaciones analíticas obtenidas (promedio de 5 réplicas) son satisfactorias para todos los pesticidas estudiados como se muestra en la tabla V­ 11, así como sus desviaciones estándar relativas. Como puede verse se obtienen valores algo elevados para (3-HCH, endrín, p,p'-DDT y metoxicloro, lo que podría explicar las recuperaciones analíticas obtenidas para estos compuestos con los métodos de extracción propuestos para la extracción con energía de microondas y la extracción con líquidos a presión (PLE).

260

Extracción de pesricidas en matrices sólidas

Tabla V-11. Recuperaciones analíticas (%) y desviaciones estándar relativas (DER %) del proceso de purificación seleccionado. Recuperaciones (%)

DER (%)

99

2.5

a-HCH

y-HCH

102

2.7

R-HCH

122

4.3

Heptacloro

109

S-HCH

102

3.8 2.3

Aldrín

104

2.

Isodrín

102

2.3

Heptaclorepóxido

4.8

y-Clordano

106 103

a-Clordano

104

3.0

a-Endosulfán

104

3.2

p,p'-DDE

103 106

3.2 2.3

Dieldrín Endrín

3.3

118

4.3

p,p'-DDD

106

2.2

(3-Endosulfán p,p'-DDT

102

2.4 6.3

Endrin aldehído Endosulfán sulfato Metoxicloro

90 106 110

8.0

Endrín cetona

106

3.5

111

6.9 5.2

Así las condiciones definitivas que se aplicarán para llevar a cabo la purificación de los extractos de suelos obtenidos por alguno de los métodos de extracción propuestos será la siguiente. •­

Cartuchos empleados: Envi-carb 100 m2/g.

•­

Lavado del cartucho Envi-carb con 20 mL de la mezcla hexano:acetato de etilo 80:20.

•­

Secado 30 min en corriente de nitrógeno y mediante aspiración con bomba.

•­

Elución del cartucho con 10 mL de hexano:acetato de etilo 80:20.

267

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

7.­ COMPARACIÓN ENTRE LOS DISTINTOS MÉTODOS DE EXTRACCIÓN OPTIMIZADOS En este capítulo se ha realizado el estudio de diferentes métodos de extracción para el análisis de pesticidas organoclorados en matrices sólidas, con técnicas clásicas como la extracción mediante ultrasonidos, y con técnicas modernas como la extracción mediante energía de microondas y la extracción con líquidos a presión. En este apartado se realiza la comparación entre los métodos estudiados, y a su vez con la extracción Soxhlet (hexano:acetona 1:1, durante 20 h), que es un método de referencia. En la tabla V-12 se muestran las distintas características (consumo de reactivos, tiempo, etc...), la eficacia de extracción y la precisión de cada uno de estos métodos.

262

Extracción de pesticidas en matrices só(idas

x

0

p.

O

R

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^

v ^ ^ cC

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263

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Los datos presentes en esta tabla corresponden a los equipos empleados en este trabajo y en las condiciones de análisis desarrolladas. Como se puede observar, los tres métodos desarrollados en el presente trabajo implican un menor consumo de disolvente, y un tiempo de extracción mucho menor que el Soxhlet. La

extracción

con

ultrasonidos

permite

extraer

múltiples

muestras

simultáneamente, y el consumo de disolventes no es muy elevado, sin embargo, presenta ciertas dificultades a la hora de controlar las condiciones de la extracción: la temperatura del baño tiende a subir durante el proceso de extracción y depende de la temperatura ambiente. Además, al realizarse la extracción en recipientes abiertos, pueden llegar a producirse pérdidas de compuestos volátiles. La extracción de 6 muestras con energía de microondas tiene lugar en 30 minutos. En el caso de la extracción PLE, al ser un proceso secuencial, el tiempo de extracción de 6 muestras sería de 90 min, sin embargo cada muestra puede someterse a las siguientes etapas del proceso de análisis en cuanto es extraída, sin necesidad de esperar a que se extraigan todas. El tiempo que supone el tener que realizar una etapa de filtración del extracto, cuando se emplea la extracción MAE se ve compensada por la etapa de preparación previa de la muestra que tiene lugar en la extracción PLE. Por todo esto ambos métodos de extracción presentan una duración similar del proceso de extracción. Hay que tener en cuenta que la extracción con líquidos a presión implica una mayor inversión económica que la extracción con energía de microondas, no solo por el coste del equipo, y de las celdas de extracción, sino también por el consumo de agente dispersante/desecante, septum de viales, filtros de las celdas... Con el fin de validar los tres procedimientos de extracción propuestos se ha analizado un material de referencia certificado de pesticidas en suelos CRM804-050. Los valores de referencia del presente material fueron determinados mediante los métodos de la USEPA de extracción con Soxhlet, y ultrasonidos. Este material es una muestra contaminada real procedente de una región agrícola del oeste de los Estados Unidos, y por este motivo se ve afectada por los problemas de preparación de muestra, las interferencias analíticas, y las mismas interacciones compuesto de interés-matriz que son típicas de las muestras que se reciben en el

264

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

laboratorio, y por lo tanto es un material idóneo para llevar a cabo la evaluación de la eficacia de extracción de los métodos estudiados. Asimismo, se ha analizado el material realizando la extracción con Soxhlet con el método que figura en la tabla V-9. La extracción mediante agitación con ultrasonidos (US) del material certificado se ha realizado tomando 1 g de muestra y el extracto ha sido preconcentrado y posteriormente purificado. La purificación se ha realizado del mismo modo en todos los casos, según el procedimiento descrito en el apartado anterior. Los resultados obtenidos se muestran en la figura V-32.

n certificado

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0

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150 i

100 1

50 1

aldrín

C

^

endrín

Figura V-32. Resultados obtenidos al analizar un material de referencia certificado de pesticidas en suelos con los métodos de extracción estudiados.

265

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Como se observa en la figura V-32, las concentraciones más elevadas, en ocasiones incluso mayores al valor certificado, se obtienen mediante la extracción con Soxhlet. Por el contrario, cuando se emplea la extracción con ultrasonidos se han obtenido concentraciones bajas, aunque para la mayoría de los pesticidas los valores obtenidos se encuentran comprendidos dentro del intervalo de confianza del material certificado. En cuanto a la extracción con energía de microondas y mediante líquidos a presión, los resultados obtenidos se encuentran contenidos en los intervalos de confianza del material certificado para todos los pesticidas excepto para y-HCH y de un modo más claro para a-endosulfán. Para este último compuesto también se han obtenido valores más bajos con la extracción Soxhlet. Además las desviaciones estándar son bastante buenas, sobre todo teniendo en cuenta las desviaciones del material certificado. Se puede concluir por tanto que estos métodos han demostrado ser aplicables al análisis de pesticidas organoclorados en muestras de suelo.

8.­ APLICACIÓN DEL MÉTODO DE PLE AL ANÁLISIS DE OTRAS MATRICES SÓLIDAS Una vez que se ha demostrado la capacidad del método de extracción con líquidos a presión (PLE) desarrollado para llevar a cabo el análisis de pesticidas organoclorados en muestras de suelos, se ha intentado evaluar su eficacia para la extracción de otras matrices sólidas como sedimentos o particulado atmosférico. De este modo se dispondrá de un único método de análisis que permita procesar diversas matrices.

El estudio de la eficacia de la PLE para otras matrices se ha llevado a cabo mediante el análisis de materiales de referencia certificados de sedimentos: SRM 1941b "Organics in marine sediment" y SRM 1944 "New York,/New Jersey waterway sediment"; y de particulado atmosférico SRM 1649a.

266

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Estos materiales incluyen algunos pesticidas que no habían sido estudiados en este trabajo (hexaclorobenceno; cis-nonaclor; trans-nonaclor; o,pDDD; o,p-DDE y o,p-DDT), por lo que para poder llevar a cabo su determinación se han modificado ligeramente las condiciones cromatográficas respecto a las descritas en el capítulo III. Las muestras se extrajeron y purificaron según el procedimiento que se recoge en el esquema de la figura V-25 y posteriormente fueron inyectadas por PSS-GC-ECD y también por PTV-GC-MS. La complejidad de las matrices analizadas, con numerosos compuestos que pueden ser extraídos junto con los analitos de interés, puede complicar la identificación de los mismos cuando se emplea el detector de captura de electrones, por lo que el uso de la detección por espectrometría de masas resulta muy útil. Debido al bajo nivel de concentración en el que se encuentran los pesticidas en estos materiales, en ambos casos se empleó la inyección con temperatura programada. A continuación se resumen las condiciones y los equipos empleados en cada caso: PSS-GC-ECD: PE Autosystem XL. Condiciones del inyector PSS: 60°C (0.1 min) con rampa de 120°C/min hasta 300°C, siendo el volumen inyectado de 20 µL. La columna empleada fue DB-35MS y el programa de horno: 60°C (2 min) hasta 300°C (5 min) con una rampa de 4.5°C/min. PTV-GC-MS: Thermo Finnigan con inyector PTV y detector Polaris Q MSIT en modo SIM. El volumen de inyección es de 8 µL y el programa del inyector 80°C (0.5 min) hasta 255°C (10 min) con rampa de 5°C/s. La columna empleada fue la DB-XLB con el siguiente programa de temperatura del horno: 60°C (2 min) hasta 300°C(5 min) a 4.5°C/min.

En la figura V-34 se muestra el cromatograma obtenido al inyectar en PSSGC-ECD un patrón con todos los pesticidas organoclorados que contienen los materiales de referencia certificados que se van a analizar. Como se puede ver en la figura, se consigue la correcta separación de todos los compuestos.

267

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

65^j

HCB

a -HCH

p,p-DDE ttane-nonaclor Jw Q p á

heptxdoro Y-clordano ^

cie-nonaclor p,p-DDD

ó

^ o ^

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p,P-^/DT

TCMX

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^ ^--".ti^^.____J`',^^

s 24

25

26

27

28

29

30

31

32

33

34

35

36

37

39

39

4D

41

42

Tiempo (min)

Figura V-33. Cromatograma obtenido en las condiciones seleccionadas para separar los pesticidas que aparecen en los materiales de referencia certificados (GC-ECD, DB­ 35MS).

El material SRM 1941b "Organics in marine sediments" es un sedimento marino natural liofilizado procedente de la boca del puerto de Baltimore (EEUU), en el cual se dan valores certificados y valores de referencia de diversos compuestos (PAH, PCBs, y pesticidas organoclorados). Para la certificación del contenido en pesticidas de dicho material, éste fue extraído con Soxhlet y también por PLE usando como disolventes diclorometano o una mezcla hexano:acetona (1:1), y purificando con extracción en fase sólida o mediante cromatografía de líquidos. El análisis cromatográfico se lleva a cabo por GC-ECD y GC-MS. El contenido orgánico total es de 2.99% t 0.24% de la fracción másica.En este material certificado los pesticidas se encuentran en un nivel de concentración muy bajo, por lo que, a pesar de analizar los extractos mediante inyectores de grandes volúmenes, algunos de los pesticidas no fueron detectados (trans-nonaclor, y­ clordano y o,p'-DDE). Estos compuestos se encuentran en concentraciones inferiores a 0.6 µg/kg y sería necesario extraer una mayor cantidad de muestra para poder detectarlos. El hecho de no poder determinar estos compuestos en esa concentración con el método propuesto no resultaría demasiado problemático, ya

268

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

que está por debajo de los niveles exigidos por la legislación. Como se puede ver en la figura V-34, se ha obtenido buena concordancia entre los valores obtenidos y los certificados para a-clordano, p,p'-DDE y cis-nonaclor.

9

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^ Certificado

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Referencia

Obtenido

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1

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Op ^ 44

4^

Figura V-34. Análisis del material certificado SRM 1941b (n=3).

El otro sedimento marino que se ha analizado es el SRM 1944 "New York/New Jersey waterway sediment", que consiste en una mezcla de sedimentos marinos recogidos cerca de las áreas urbanas de Nueva York y Nueva Jersey, y contiene

PAH,

PCBs, pesticidas organoclorados, y elementos traza. La

certificación del contenido en pesticidas está realizada del mismo modo que para el material certificado antes citado. El contenido orgánico total es de 4.4 % f 0.3 % de la fracción másica. Como se puede ver en la figura V-35, para este material se han conseguido mejores resultados, dado que la concentración de pesticidas en el mismo es algo más elevada. Los valores obtenidos para la mayoría de los pesticidas se encuentran comprendidos dentro de los valores certificados, excepto para trans­ nonaclor y o,p-DDD, para los cuales se obtienen valores algo más elevados, posiblemente debido a alguna interferencia procedente de la matriz. La

269

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

desviación obtenida (n=3) es asimismo satisfactoria, y muy similar a la que presenta el material certificado.

q

n Certificado

Referencia

q

Obtenido

25 ,

20^

15

10

5

0

,$•

C. ^,'^

GQ^ ^

^w

^ ,^ o

o

0

ot

ot

a^.{` ^^^ ^ti ^^ O{` ^^` ^pt ^pi ^^, ^,c ^^fi^{^ G^y{^

n Certificado q Referencia q

Obtenido

Í

0 p,p'-DDE

o,p-DDD

p,p'-DDD

p,p'-DDT

Figura V-35. Resultados obtenidos al analizar el material SRM 1944 (n=3).

Finalmente se analizó un material certificado de una matriz que es muy diferente al suelo, el SRM 1649a, un particulado atmosférico de un área urbana ("urban dust") que contiene PAH, PCBs y pesticidas organoclorados, aunque también proporciona valores de referencia de dioxinas, furanos, y compuestos inorgánicos. Para la certificación del contenido en pesticidas, la muestra fue extraída con diclorometano en Soxhlet y también mediante PLE, analizándose los extractos tanto mediante GC-ECD como con GC-MS.

270

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Esta matriz tiene una densidad mucho menor a la del suelo, por lo que la mezcla de 1 g de muestra con el agente dispersante llena casi completamente la celda de extracción de 5 mL. Aún así se analizó este material por el mismo procedimiento que se empleó para los demás materiales. Los resultados obtenidos se muestran en la figura V-36.

n Certificado

q

Referencia

q

Obtenido

120 100 80 60 40 ^ 20 -^' 0 ti ,^L^ ,^actio^o ^0O0.^ó a^o tbafio a^°^ , ;O^^ , ;O^ < ,.

e4

^

0^ ^, ^ ^

^^o

^

{`ofi

^5

^QQ

^QQ

Q4

Kt^

Figura V-36. Resultados obtenidos al analizar el material SRM 1649a (n=3).

A pesar de ser ésta una matriz muy diferente de aquella para la que se desarrolló

el procedimiento de análisis, se han encontrado una buena

concordancia entre los resultados obtenidos y los valores certificados para todos los pesticidas excepto para heptacloro, cuyo valor es de referencia, y para p,p'DDE. A la vista de los resultados que se han obtenido con los tres materiales analizados se puede concluir que el método de análisis mediante extracción con líquidos a presión y posterior purificación del eluato con carbón activo que se propuso en la figura V-25, proporciona buenos resultados, no sólo para el análisis de pesticidas organoclorados en muestras de suelos, sino que también puede ser aplicado al análisis de otras matrices sólidas como sedimentos y particulado atmosférico. 271

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

9. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Abu-Samra A., Morris J.S., Koirtyohann S.R. (1975). Wet ashing of some biological samples in a microwave oven. Analytical Chemistry, 47,1475-1477.

Adou K., Bontoyan W.R., Sweeney P.J. (2001). Multiresidue method for the analysis of pesticide residues in fruits and vegetables by accelerated solvent extraction and capillary gas chromatography. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 49, 4153­ 4160. Awofolu R.O., Fatoki O.S. (2003). Persistent organochlorine pesticide residues in freshwater systems and sediments from the Eastern Cape, South Africa. Water SA, 29, 323-330. Babic S., Petrovic M., Kastelan-Macan M. (1998). Ultrasonic solvent extraction of pesticides from soil. Journal of Chromatography A, 823, 3-9. Barriada-Pereira M., Concha-Graña E., González-Castro M.J., Muniategui-Lorenzo S., López-Mahía P., Prada-Rodríguez D., Fernández-Fernández E. (2003). Microwave­ assisted extraction versus Soxhlet extraction in the analysis of 21 organochlorine pesticides in plants. Journal of Chromatography A, 1008, 115-122.

Bedi J.S., Gill J.P.S., Aulakh R.S., Sharma J.K. (2003). Presence of cyclodiene group of insecticides in goat tissues. Journal of Veterinary Public Health, 1, 31-35. Berset J.D., Holzer R. (1999). Quantitative determination of polycyclic aromatic hydrocarbons, polychlorinated biphenyls and organochlorinated pesticides in sewages sludges using supercritical fluid extraction and mass spectrometric detection. Journal of Chromatography A, 852, 545-558. Camel V. (1998). Supercritical fluid extraction as a useful method for pesticides determination. Analusis, 26, M99-Mlll. Camel V. (2001). Recent extraction techniques for solid matrices-supercritical fluid extraction, pressurized fluid extraction and microwave-assisted extraction: their potential and pitfalls. The Analyst,126,1182-1193. Chee KK., Wong M.K., Lee H.K. ( 1996a). Determination of organochlorine pesticides in water by membranous solid-phase extraction, and sediment by microwave­

272

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

assisted solvent extraction with gas chromatography and electron-capture and mass spectrometric detection. Journal of Chromatography A, 736, 211-218. Chee K.K., Wong M.K., Lee H.K. (1996b). Optimization of microwave-assisted solvent extraction of polycyclic aromatic hydrocarbons in marine sediments using a microwave extraction system with high-performance liquid chromatography­ fluorescence detection and gas chromatography-mass spectrometry. Journnl of Chromatography A, 723, 259-271. Chen S., Gfrerer M., Lankmayr E., Quan X., Yang F. (2003). Optimization of accelerated solvent extraction for the determination of chlorinated pesticides from animal feed. Chromatographia, 58, 631-636. Cheng H.H. (1990). Organic residues in soils: mechanisms of retention and extractability. International Journal of Environmental Analytical Chernistn^, 39, 165-171. Concha-Graña E., Barriada-Pereira M., Turnes-Carou M.I., Muniategui-Lorenzo S., López-Mahía

P.,

Prada-Rodríguez

D.

(2003).

Microwave

extraction

of

organochlorine pesticides from soils. Analytical and Bioanalytical Chemistn^, 375, 1225-1228. Concha-Graña E., Turnes-Carou I.,

Muniategui-Lorenzo S., López-Mahía P.,

Fernández-Fernández E., Prada-Rodríguez D. (2001). Estudio de los niveles de HCH en función del tamaño de partícula en suelos y lixiviados altamente contaminados. XV Encontro Galego-Portugués de Química. A Coruña. Cook J., Beckett M.P., Reliford B., Hammock W., Engel M. (1999). Multiresidue analysis of pesticides in fresh fruits and vegetables using procedures developed by the Florida Department of Agriculture and Consumer Services. Journal of AOAC International, 82, 1419-1435. Covaci A., Manirakiza P., Schepens P. (2002). Persistent organochlorine pollutants in soils

from

Belgium, Italy,

Greece and Romania.

Bulletin

of Environmentnl

Contamination and Toxicology, 68, 97-103. Dabrowska H., Dabrowski L., Biziuk M., Gaca J., Namiesnik J. (2003). Solid-phase extraction clean-up of soil and sediment extracts for the determination of various types of pollutants in a single run. Journal of Chrornatography A, 1003, 29-42.

273

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Dabrowski L., Giergielewicz-Mozajska H., Biziuk M., Gaca J., Namiesnik J. (2002).

Some aspects of the analysis of environmental pollutants in sediments using pressurized liquid extraction and gas chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatograph y A, 957, 59-67. Dean J.R. (1998). Extraction methods for environmental analysis. john Wiley & Sons, New York (USA). Dionex (1999). Extraction of chlorinated pesticides using accelerated solvent extrach'on (ASE). Application Note, AN 320. Dogheim S.M., Alla S.A.G., El-Marsafy A.M. (1999). Monitoring pesticide residues in Egyptian fruits and vegetables in 1995. Journal of AOAC International, 82, 948-955. EPA-3540 (1996). Soxhlet extraction. En: Test methods for evaluating solid waste: physical/chemical methods. USEPA SW-846, Washintong DC. EPA-3541 (1997). Automated Soxhlet extraction. En: Test methods for evaluating solid waste: physical/chemical methods. USEPA SW-846, Washintong DC. EPA-3545 (1996). Pressurized fluid extraction (PFE). En: Test methods for evaluating solid waste: physical/chemical methods. USEPA SW-846, Washintong DC. EPA-3546 (2000). Microwave extraction. En: Test methods for evaluating solid waste: physical/chemical methods. USEPA SW-846, Washintong DC. EPA-3561 (1996). Supereritical fluid extraction of polynuclear aromatic hydrocarbons. En: Test methods for evaluating solid waste: physical/chemical methods. USEPA SW­ 846, Washintong DC.

EPA-3562 (1998). Supercritical fluid extraction of polychlorinated biphenyls (PCBs) and organochlorine

pesticides.

En:

Test

methods for evaluating solid

waste:

physical/chemical methods. USEPA SW-846, Washintong DC. Ericsson M., Colmsjá A. (2000). Dynamic microwave-assisted extraction. Journal of Chromatography, 877,141-151. France J.E., King J.W. (1991). Supercritical fluid extraction/enzyme assay: a novel technique to screen for pesticide residues in meat products. Journal Association off Analytical Chemistn^, 74,1013-1016.

274

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Fu S., Chu S., Xu X. (2001). Organochlorine pesticide residue in soils from Tibet, China. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 66,171-177. Gan J., Papiernik S.K., Koskinen W.C., Yates S.R. (1999). Evaluation of accelerated solvent extraction (ASE) for analysis of pesticide residues in soil. Environmental Science and Technology, 33, 3249-3253. Ganzler K., Salgo A., Valko K. (1986). Microwave extraction: a novel sample preparation method for chromatography. Journal of Chromatography, 371, 299-306. García-Ayuso L.E., Sánchez M., Fernández-Alba A., Luque de Castro M.D. (1998). Focused

Microwave-Assisted Soxhlet:

An Advantageous Tool for Sample

Extraction. Analytical Chemistry, 70, 2426. Giergielewicz-Mozajska H., Dabrowski L., Namiesnik J. (2001). Accelerated solvent extraction (ASE) in the analysis of environmental solid samples-Some aspects of theory and practice. Critical Reviews in Analytical Chemistry, 31, 149-165. Guardo A.D., Zaccara S., Cerabolini B., Acciarri M., Terzaghi G., Calamari D. (2003). Conifer needles as passive biomonitors of the spatial and temporal distribution of DDT from a point source. Chemosphere, 52, 789-797. Haib J., Hofer I., Renaud J.-M. (2003). Analysis of multiple pesticide residues in tobacco using pressurized liquid extraction, automated solid-phase extraction clean-up

and gas chromatography-tandem

mass spectrometry.

Journal

of

Chromatography A, 1020,173-187. Harner T., Wideman J.L., Jantunen L.M.M., Bidleman T.F., Parkhurst W.J. (1999). Residues of organochlorine pesticides in Alabama soils. Environmental Pollution, 106, 323-332. Ho W.H., Hsieh S.J. (2001). Solid phase microextraction associated with microwave assisted extraction of organochlorine pesticides in medicinal plants. Analytica Chimica Acta, 428,111-120. Hubert A., Wenzel K.D., Manz M., Weissflog L., Engewald W., Schiiiirmann G. (2000). High extraction efficiency for POPs in real contaminated soil samples using accelerated solvent extraction. Analytical Chemistry, 72,1294-1300.

275

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

J^remo M., Bjorklund E., NiLsson N., Karlsson L., Mathiasson L. (2000). Utilization of fat retainers in supercritical fluid extraction for the selective extraction of polychlorinated biphenyls from a model fat sample. Journal of Chromatography A, 877,167-180.

Kenny D.V., Olesik S.V. (2000). Extraction of lignite coal fly ash for polynuclear aromatic hydrocarbons: modified and unmodified supercritical fluid extraction, enhanced-fluidity solvents,

and accelerated solvent extraction.

Journal

of

Chromatographic Science, 36, 59-65. Kim J.H., Moon J.K., Li Q.X., Cho J.Y. (2003). One-step pressurized liquid extraction method for the analysis of polycyclic aromatic hydrocarbons. Analytica Chimica Acta, 498, 55-60. Kim J.H., Smith A. (2001). Distribution of organochlorine pesticides in soils from South Korea. Chemosphere, 43,137-140. Kramer B.K., Ryan P.B. (2000). Soxhlet and microwave extraction in determining the bioaccesibility of pesticides from soil and model solids. Proceedings of the 2000 conference on hazardous waste research. Holiday Inn Denver Southeast, Denver, Colorado. Lang Q., Wai C.M. (2001). Supercritical fluid extraction in herbal and natural product studies - a practical review. Talanta, 53, 771-782. Lehotay S.J., Aharonson N., Pfeil E., Ibrahim M.A. (1995). Development of a sample preparation technique for supercritical fluid extraction for multiresidue analysis of pesticide in produce. Journal of AOAC International, 78, 831-840. Lehotay S.J., Eller K.I. (1995). Development of a method of analysis for 46 pesticides in fruits and vegetables by supercritical fluid extraction and gas chromatography/ ion trap mass spectrometry. Journal of AOAC International, 78, 821-830. Letellier

M.,

Budzinski H. (1999).

Microwave assisted extraction of organic

compounds. Analusis, 27, 259-271. Ling Y.C., Teng H.C., Cartwright C. (1999). Supercritical fluid extraction and clean-up of organochlorine pesticides in Chinese herbal medicine. Journal of Chromatography A, 835,145-157.

276

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Lino C.M., Guarda L.M.C., Silveira M.I.N. (1999). Determination of organochlorine pesticide residues in medicinal plants sold in Coimbra, Portugal. Journal of AOAC International, 82,1206-1213. Lino C.M., Noronha da Silveira M.I. ( 1997). Extraction and clean-up methods for the determination

of

organochlorine

pesticide

residues in plants.

Journal

of

Chromatography A, 769, 275-283. López-Ávila V., Bauer K., Milanes J., Beckert W.F. (1993). Evaluation of Soxtec extraction procedure for extracting organic compounds from soils and sediments. Journal of AOAC International, 76, 864-880. López-Ávila V., Young R., Beckert W.F. (1994). Microwave-assisted extraction of organic compounds from standard reference soils and sediments.

Annlytical

Chemistry, 66, 1097-1106. López-Ávila V., Young R., Benedicto J., Ho P., Kim R. (1995a). Extraction of organic pollutants from solid samples using microwave energy. Analytical Chemistry, 67, 2096-2102. López-Ávila V., Young R., Kim R. ( 1995b). Accelerated extraction of organic pollutants using microwave energy. Journal of Chromatographic Science, 33, 481-484. Lou X., Miller D.J., Hawthorne S.B. (2000). Static subcritical water extraction combined with anion exchange disk sorption for determining chlorinated acid herbicides in soil. Analytical Chemistry, 72, 481-488. Luchini L.C., Peres T.B., Andrea M.M.D. (2000). Monitoring of pesticide residues in a cotton crop soil. Journal of Environmental Science and Health, B35, 51-59. Luque-García J.L., Luque de Castro M.D. (2003a). Extraction of polychlorinated biphenyLs from soils by automated focused microwave-assisted Soxhlet extraction. Journal of Chromatography A, 998, 21-29. Luque-García J.L., Luque de Castro M.D. (2003b). Ultrasound: a porwerful tool for leaching. Trends in analytical chemistry, 22, 41-47. Manirakiza P., Covaci A., Andries S., Schepens P. (2001). Automated Soxhlet extraction and single step clean-up for the determination of organochlorine

277

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

pesticides in soil by GC-MS or GC-ECD. International Journal of Environmental Analytical Chemistry, 81, 25-39. Manirakiza P., Covaci A., Nizigiymana L., Ntakimazi G., Schepens P. (2002). Persistent chlorinated pesticides and polychlorinated biphenyls in selected fish species from Lake Tanganyika, Burundi, Africa. Environmental Pollution, 117, 447­ 455. Manirakiza P., Covaci A., Schepens P. (2000). Single step clean-up and GC-MS quantification

of

organochlorine

pesticide

residues

in

spice

powder.

Chromatographia, 52, 787-790. Martín-Esteban A., Fernández P., Fernández-Alba A., Cámara C. (1998). Analysis of polar pesticides in environmental waters: A review. Química Analítica, 17, 51-66. Martín-Esteban A., Fernández-Hernando P. (2002). Preparación de la muestra para la determinación de analitos orgánicos. En: Toma y Tratamiento de muestras. Sintesis, Madrid. Neas E.D., Collins M.J. (1988). Microwave heating: theoretical concepts and equipment design. En: Introduction to microwave sample preparation. Theory and practice. America Chemical Society, EEUU. Nerín C., Batlle R., Saraguda M., Pedrocchi C. (2002). Supercritical fluid extraction of organochlorine pesticides and some metabolites in frogs from National Park of Ordesa and Monte Perdido. Analytica Chimica Acta, 464, 303-312. Ong R., Lundstedt S., Haglund P., Marriott P. (2003). Pressurised liquid extraction­ comprehensive two-diemnsional gas chromatography for fast-screening of polycyclic aromatic hydrocarbons in soil. Journal of Chromatography A, 1019, 221­ 232. Onuska F.L, Terry K.A. (1993). Extraction of pesticides from sediments using microwave technique. Chromatographia, 36, 191-194. Paré J.R.J., Bélanger J.M.R., Lesnik B., Turpin R., Singhvi R. (2001). Final evaluation of US EPA method 3546: Microwave extraction, a microwave assisted process (MAP) method for the extraction of contaminant under closed-vessel conditions. Soil and Sediment Contamination, 10, 375-386.

278

Extracción de pesricidas en matrices sólidas

Pastor A., Vázquez E., Ciscar R., de la Guardia M. (1997). Efficiency of the microwave­ assisted extraction of hydrocarbons and pesticides from sediments. Analytica Chimica Acta, 344, 241-249. Pearce K.L., Trenerry V.C., Were S. (1997). Supercritical fluid extraction of pesticide residues from strawberries. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 45,153-157. Pensado L., Casais C., Mejuto C., Cela R. (2000). Optimization of the extraction of polycyclic aromatic hydrocarbons from wood samples by the use of microwave energy. Journal of Chromatography, 869, 505-513. Piñeiro-Iglesias M., López-Mahía P., Vázquez-Blanco E., Muniategui-Lorenzo S., Prada-Rodríguez

D.,

Fernández-Fernández

E.

(2000).

Microwave assisted

extraction of polycyclic aromatic hydrocarbons from atmospheric particulate samples. Fresenius Journal of Analytical Chemistry, 367, 29-34. Polese L., Minelli E.V., Jardim E.F.G., Ribeiro M.L. (1996). Small-scale method for the determination of selected organochlorine pesticides in soil. Fresenius' Journal of Analytical Chemistry, 354, 474-476. Poole S.K., Dean T.A., Ousdema J.W., Poole C.F. (1990). Sample preparation for chromatographic separations: an overview. Analytica Chimica Acta, 236, 3-42. Popp P., Keil P., Máder M., Paschke A., Thuss U. (1997). Application of accelerated solvent extraction followed by gas chromatography, high-performance liquid chromatography

and

gas

chromatography-mass

spectrometry

for

the

determination of polycyclic aromatic hydrocarbons, chlorinated pesticides and polychlorinated dibenzo-p-dioxins and dibenzofurans in solid wastes. Journal of Chromatography A, 774, 203-211. Poustka J., Holadova K., Hajslova J. (2003). Application of supercritical fluid extraction in multi-residue pesticide analysis of plant matrices. European Food Research and Technology, 216, 68-74. Prados-Rosales R.C., Herrera M.C., Luque-García J.L., Luque de Castro M.D. (2002). Study of the feasibility of focused microwave-assisted Soxhlet extraction of N­ methylcarbamates from soil. Journal of Chromatography A, 953, 133-140. Prados-Rosales R.C., Luque-García J.L., Luque de Castro M.D. (2003). Rapid analytical method for the determination of pesticide residues in sunflower seeds based on

279

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

focused microwave-assisted Soxhlet extraction prior to gas chromatography­ tandem mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 993,121-129. Priego-Capote F., Luque-García J.L., Luque de Castro M.D. (2003). Automated fast extraction of nitrated polycyclic aromatic hydrocarbons from soil by focused microwave-assisted Soxhlet extraction prior to gas chromatography-electron­ capture detection. Journal of Chromatography A, 994, 159-167. Reimer G.J., Noot D., Suarez A. (1995). Supercritical fluid extraction of organochlorine pesticides from soiL International Journal of Environmental Analytical Chemistry, 59, 91-96. Richter B.E., Ezzell J.L., Felix D., Roberts K.A., Later D.W. (1995). An accelerated solvent extraction system for the rapid preparation of environmental organic compounds in soil. American Laboratory, 24, 26-28. Richter P., Sepúlveda B., Oliva R., Calderón K., Seguel R. (2003). Screening and determination of pesticides in soil using continuous subcritical water extraction and gas chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatography A, 994, 169­ 177. Rosenblum L., Garris S.T., Morgan J.N. (2002). Comparison of five extraction methods for determination of incurres and added pesticides in dietary composites. Journal of AOAC International, 85,1167-1176. Rosenblum L., Thomas H., Morgan J. (2001). Determination of pesticides in composite dietary samples by gas chromatography/mass spectrometry in the selected ion monitoring mode by using a temperature-programmable large volume injector with pre-separation column. Journal of AOAC International, 84, 891-900. Saim N., Dean J.R., Abdullah M.P., Zakaria Z. (1998). An experimental design approach for the determination of polycyclic aromatic hydricarbons from highly contaminated soil using accelerated solvent extraction. Analytical Chemistry, 70, 420-424. Santos F.J., Jaúregui O., Pinto F.J., Galcerán M.T. (1998). Experimental design approach for the optimitation of supercritical fluid extraction of chlorophenols from polluted soils. Journal of Chromatography A, 823, 249-258.

280

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

Schenck F.J., Lehotay S.J. (2000).

Does further clean-up reduce the matrix

enhancement effect in gas chromatographic analysis of pesticide residues in food? Journal of Chromatography A, 868, 51-61. Shah S., Richter R.C., Kingston H.M.S. (2002). Microwave- assisted organic extraction and evaporation: an integrated approach. LCGC North America, 20, 280-286. Silgoner I., Krska R., Lombas E., Gans O., Rosenberg E., Grasserbauer M. (1998). Microwave assisted extraction of organochlorine pesticides from sediments and its application to contaminated sediment samples. Fresenius Journal of Analytical Chemistry, 362,120-124.

Singh R.P. (2001). Comparison of organochlorine pesticide levels in soil and groundwater of Agra, India. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 67,126-132. Smith R.M. (2002). Extractions with superheated water. Review.

Journal of

Chromatography A, 975, 31-46. Snyder J.L., Grob R.L., McNally M.E., Oostdyk T.S. (1992). Comparison of supercritical fluid extraction with classical sonication and Soxhlet extractions for selected pesticides. Analytical Chemistry, 64,1940-1946. Sparr-EskiLsson

C.,

Bjórklund

E.

(2000).

Analytical-scale

microwave-assisted

extraction. Journal of chromatography A, 902, 227-250. Tan G.H., Vijayaletchumy K. (1994). Determination of organochlorine pesticide residues in river sediments by Soxhlet extraction with hexane-acetone. Pesticide Science, 40, 121-126. Titus A., Rudra A., Thacker N.P., Titus S.K., Shekdar A.V. (2001). Isolation and characterisation of organochlorine pesticides residues from landfill sites. Indian J. Environ. Health, 43, 190-193. Van der Velde E.G., Dietvorst M., Swart C.P., Ramial M.R., Kootstra P.R. (1994). Optimization of supercritical fluid extraction of organochlorine pesticides from real soil samples. Journal of Chromatography A, 683, 167-174. Vázquez-Blanco E., López-Mahia P., Muniategui-Lorenzo S., Prada-Rodríguez D., Fernández-Fernández E. (2000). Optimization of microwave-assisted extraction of

281

Extracción de pesticidas en matrices sólidas

hydrocarbons in marine sediments: comparison with the soxhlet extraction method. Fresenius' Journal of Analytical Chemistry, 366, 283-288. Veningerova M., Prachar V., Kovacicova J., Uhnak J. (1997). Analytical methods for the determination of organochlorine compounds. Application to environmental samples in the Slovak Republic. Journal of Chromatography A, 774, 333-347.

Wang J.H., Xu Q., Jiao K. (1998). Supercritical fluid extraction and off-line clean-up for the

analysis

of

organochlorine

pesticide

residues in garlic.

Journal

of

Chromatography A, 818,138-143. Weichbrodt M., Vetter W., Luckas B. (2000). Microwave-assisted extraction and accelerated solvent extraction with ethyl acetate-cyclohexane before determination of organochlorines in fish tissue by gas chromatography with electron-capture detection. Journal of AOAC International, 83, 1334-1343. Wennrich L., Popp P., Breuste J. (2001a). Determination of organochlorine pesticides and chlorobenzenes in fruit and vegetables using subcritical water extraction combiend with sorptive enrichment and GC-MS. Chromatographia, 53, S380-S386. Wennrich L., Popp P., K^ller G., Breuste J. (2001b). Determination of organochlorine pesticides and chlorobenzenes in strawberries by using accelerated solvent extraction combined with sorptive enrichment and gas chromatography/ mass spectrometry. Journal of AOAC International, 84,1194-1201. Wenzel K.-D., Hubert A., Manz M., Weissflog L., Engewald W., Schuurmann G. (1998). Accelerated solvent extraction of semivolatile organic compounds from biomonitoring samples of pine needles and mosses. Analytical Chemistry, 70, 4827­ 4835. Zuloaga O., Etxebarria N., Fernández L.A., Madariaga J.M. (2000). Optimization and comparison of MAE, ASE and Soxhlet extraction for the determination of HCH isomers in soil samples. Fresenius Journal of Analytical Chemistry, 367, 733-737.

282

CAPÍTULO VI: APLICACIÓN DE LOS MÉTODOS ANALÍTICOS DESARROLLADOS AL ESTUDIO DE UN ÁREA CONTAMINADA

Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

CAPÍTULO VI: APLICACIÓN DE LOS MÉTODOS ANALÍTICOS DESARROLLADOS AL ESTUDIO DE UN ÁREA CONTAMINADA 1.­ ESTUDIO DE UNA ZONA ALTAMENTE CONTAMINADA POR RESIDUOS

DE PESTICIDAS . ............................................................................................................287

2.­ MATERIAL, INSTRUMENTAL Y REACTIVOS ....................................................... 289

2.1.

Material e Instrumental ....... ............................................................................ 289

2.2.

Reactivos ............................................................................................................289

3.­ CARACTERIZACIÓN DEL RESIDUO ..... ................................................................. 290

4.­ CARACTERIZACIÓN DEL SUELO EN LA PARCELA DE ESTUDIO ................. 291

5.­ ANÁLISIS DE LIXIVIADOS DE SUELOS ................................................................. 305

6.­ ANALISIS DE AGUAS DE RIOS ADYACENTES .................................................... 307

7.­ REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................ 311

285

Aplicación de los métodos analiticos desarrollados al estudio de un á rea contaminada

1.­ ESTUDIO DE UNA ZONA ALTAMENTE CONTAMINADA POR RESIDUOS DE PESTICIDAS En la presente memoria se ha llevado a cabo el estudio de un área altamente contaminada por residuos procedentes de la fabricación de lindano (yHCH). El área de estudio, situada en el polígono industrial de Torneiros (Porriño, Pontevedra), corresponde a los terrenos en los que desde 1947 hasta 1964 se localizaba una fábrica dedicada a la síntesis de lindano. En el proceso de fabricación se obtiene una mezcla de 4 isómeros en las siguientes proporciones: 67-70% a-HCH, 5-6% [3-HCH,13% y-HCH y 6% S-HCH. De esta mezcla sólo el isómero y presenta efectividad como insecticida, y por lo tanto los isómeros a, (3, y S son considerados residuos, y como tales desechados. A partir de 1964 dejó de fabricarse el lindano, procediéndose sólo a su envasado y manipulación, reduciéndose así la generación de residuos. A pesar de ello, y debido a la persistencia de los mismos, los residuos que durante años se acumularon en los terrenos próximos, aún permanecen en el medioambiente de la zona.

El área afectada alcanza una superficie de unos 45000 m2, incluyendo tanto suelos, como los acuíferos de la zona [Martínez-Lozano y González-Rodríguez, 1999] [Xunta, 1999], pudiéndose observar en algunos puntos a simple vista residuos sólidos de los isómeros de HCH. Un primer sector de dicha zona fue declarado suelo contaminado en la Orden de18 de octubre de 1999 (DOGA 197 de 11 de octubre de 1999), y posteriormente una segunda fase en la Orden del 20 de septiembre de 2001 (DOGA 185 de 24 de septiembre de 2001). Hoy en día parte del terreno se ha transformado en área urbana, por lo que se han llevado a cabo estudios de regeneración y descontaminación de la zona, procediéndose al sellado de los depósitos de residuos. En la figura VI-1 se muestra un plano de la zona afectada.

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Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

Almacenamiento de residuos

Figura VI-1. Área afectada por la contaminación de residuos de HCH.

El estudio que se llevó acabo en este trabajo se encuentra englobado dentro del proyecto "Evaluación y bio-remediación de la contaminación por isómeros de HCH en suelos del polígono industrial de Torneiros, PorriñoPontevedra" financiado por la Consellería de Medioambiente de la Xunta de Galicia y en el que han participado además del Departamento de Química Analítica de la Universidad de A Coruña, los Departamentos de Edafología y Química Agrícola de la Facultad de Biología y Farmacia de la Universidad de Santiago de Compostela, los Departamentos de Producción Vegetal, Biología Animal, Ingeniería Química y el Instituto de Investigaciones Tecnológicas de la misma universidad, así como el Departamento de Biología del Suelo del Instituto de Investigaciones Agrícolas de Santiago (CSIC).

Como parte del estudio se presentan en esta memoria los resultados obtenidos en la caracterización del residuo procedente de la fabricación de

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Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

lindano, suelos y lixiviados pertenecientes a una parcela de este terreno en la cual se centraron los estudios por ser una de las áreas más contaminadas. Esta parcela, que tiene un área de 3500 m2 se encuentra situada en la zona donde se supone que fueron depositados los residuos originalmente. Además se analizarán muestras procedentes del río Louro, que se encuentra situado muy próximo a esta parcela, y que está considerado como uno de los ríos más contaminados de Galicia, así como una muestra procedente del arroyo de As Laxes, situado también en esa zona.

2.

MATERIAL, INSTRUMENTAL Y REACTIVOS 2.1. Material e Instrumental •­

Horno de microondas Anton Paar Multiwave con control de presión y de temperatura por infrarrojos.

•­

Baño de ultrasonidos Llltrasons-H de J.P. Selecta de 40kHz.

•

Discos Bakerbond Speedisk octadecilsilano (Cls) de J.T. Baker.

•­

Sistema distribuidor de vacío Visiprep de Supelco.

•­

Rotavapor Biichi modelo R-3000.

•

Bomba Waters.

•­

Balanza Analítica AND modelo ER-180, de precisión 0.0001 g.

•

Micropipetas Eppendorf con puntas desechables.

•

Material fungible de uso corriente en laboratorio.

2.2. Reactivos •­

n-Hexano 95 % SpS, Romil.

•­

Acetato de Etilo (PAR), para análisis instrumental, Panreac.

•­

Acetona SpS, Romil.

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Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

•­

Filtro de fibra de vidrio (MNGF-6) con tamaño de poro 0.6 µm Macherey Nagel.

•­

Envi-Carb 100 m2/ g, Supelco.

•­

Patrones de pesticidas CLP Organochlorine Pesticide Mix, 2 mg/mL en tolueno:hexano (1:1) de Supelco.

•­

Patrón sólido individual de 2,4,5,6-tetracloro-m-xileno (TCMX) de Supelco.

3.­ CARACTERIZACIÓN DEL RESIDUO Se ha realizado la caracterización del residuo original de isómeros HCH que se tomó de la parcela de estudio, y que aparece tanto superficialmente como al remover el suelo. Es de color blanco, y desprende un olor intenso. Aunque parte del mismo se encuentra pulverizado, se pueden encontrar numerosos fragmentos de distintos tamaños. Para determinar el porcentaje de cada isómero de HCH que se encuentra en este residuo se tomaron varios fragmentos, se pulverizaron, y una alícuota se disolvió en hexano, realizándose diluciones hasta alcanzar una concentración comprendida dentro del rango lineal del equipo (GC-ECD). En la figura VI-2 se muestra la composición porcentual del residuo.

n a-HCH q (3-HCH q y-HCH q S-HCH

77%

Figura VI-2. Composición porcentual del residuo de fabricación de Lindano.

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Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

Como se puede ver en la figura, el isómero mayoritario en el residuo es el isómero a, y el menos abundante el S. Este perfil de porcentajes resulta similar al que se obtiene en el proceso de fabricación, teniendo en cuenta que la mayoría del isómero y-HCH (producto de interés) ha sido separado antes de desechar el residuo.

4.

CARACTERIZACIÓN DEL SUELO EN LA PARCELA DE ESTUDIO Para realizar la caracterización del suelo de la parcela de estudio, se han

seleccionado 8 puntos (figura VI-3), tomando muestras a varias profundidades en cada uno. En la figura se puede apreciar la presencia de residuo de HCH.

,^,-^s^,

Figura VI-3. Localización en la parcela de estudio de los puntos de muestreo.

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Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

Las muestras fueron tomadas por el Grupo de Edafología de la Facultad de Biología de Santiago de Compostela, que también proporcionó los datos de la tabla VI-1 donde se recogen las profundidades y características de las muestras tomadas. Las muestras marcadas con un asterisco corresponden a aquellas que tienen fragmentos visibles de residuo de HCH. El perfil C4 ha sido el que se estudió con más detalle ya que visualmente presentaba más residuos. Para realizar la toma de muestra se excavaron calicatas con una profundidad de 1-1.5 m, recogiéndose las muestras, que fueron homogeneizadas, y secadas al aire a temperatura ambiente. Posteriormente las muestras se tamizaron (2 mm) y esta fracción fue triturada en mortero de ágata hasta un tamaño de partícula inferior a 50 µm. La presencia de residuos visibles en algunas de las muestras, así como el intenso olor que desprenden parece indicar una elevada concentración de HCH, por lo que todas las muestras fueron extraídas siguiendo el método de ultrasonidos optimizado en el capítulo V(figura V-9) para muestras altamente contaminadas. En las ocasiones en las que fue necesario se realizaron diluciones de los extractos con hexano antes de llevar a cabo la determinación cromatográfica por splitless-GC-ECD. Los resultados obtenidos se muestran en la tabla VI-2, donde aparecen sombreados en amarillo aquellos puntos para los cuales se obtiene una concentración más elevada de la suma de isómeros de HCH.

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Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

Tabla VI-1. Muestras de suelo de la parcela estudiada.

MUESTRA C1 I C1 II

Profundidad (cm) 0-20

20-40

C orgánico g/100g 1.12 6.37

Cl III

40-60

1.66

Cl IV C2 I

>60

0-15

0.24 4.12

C2 II

15-40

5.90

C2 III C2 IV C3 I C3 XL' C3 II C3 III C4 0

46-60

>60

0-10

10

10-40

>40

0

0.89 0.65 5.17 7.28 16.70 0.73 6.8

C4 I C4 II

0-10

10-20

4.38 3.73

C4 III

20-36

3.48

C4 IV

36-46

3.28

C4 XL' C4 V C4 VI

46-48

48-57

57-67

7.19 5.54 4.52

C4 VII

67-75

1.57

C4 VIII C4 IX C5 I

75-85

85-95

0-52

0.62 0.32 2.74

C5 II

52-69

7.51

C5 III

69-79

2.01

C5 IV

>80

0.91

C6 I

0-30

3.49

C6 III'

30-54

7.89

C6 IV C6 II C7 I

54-64

>64

0-20

1.98 0.85 2.13

C7 II C7 III

20-35

35-45

6.83 0.41

C8 I

0-20

7.11

C8 II C8 III

20-40

40-80

2.01 1.09

* Muestras con residuos visibles de HCH.

293

Aplicación de los métodos analíticos desarrollados al estudio de un área contaminada

Tabla VI-2. Concentración de cada isómero y suma de isómeros de HCH (mg/kg suelo seco) en las muestras analizadas. Muestra

a-HCH

(3-HCH

Y-HCH

S-HCH

Total

7.71 4.48 6.71 12.3 76.7 7.03 13.0 7.15 67.9 45815 28.2 55.9

8.20 0.83 1.36 1.96 81.4 0.85 5.79 3.18 280 34830 21.5 5.48

0.39 0.41 1.85 1.23 1.95 0.50 1.23 0.71 2.56