CAPÍTULO 2.1.15

IRIDOVIROSIS DE LA DORADA JAPONESA

1. DEFINICIÓN DE LA ENFERMEDAD En este capítulo iridovirosis de la dorada japonesa (IDJ) (8) se considera una infección por el iridovirus de la dorada japonesa (RSIV). El RSIV es una causa importante de mortalidad de la dorada japonesa (Pagrus major) y otras 30 especies más de peces marinos cultivados (15, 21) pertenecientes fundamentalmente a los órdenes Perciformes y Pleuronectiformes. El primer brote de la IDJ se registró en la dorada japonesa cultivada en la Isla de Shikoku, en Japón en 1990 (8). Desde 1991, la enfermedad ha causado mortalidad en masa en las poblaciones de peces cultivados en la parte occidental de Japón, principalmente entre las doradas japonesas rojas juveniles. Los peces afectados se vuelven letárgicos, muestran anemia grave, petequias en las branquias, e hinchamiento del bazo (8, 12, 24). La enfermedad se caracteriza por la aparición de células agrandadas que se tiñen fuertemente con solución de Giemsa en observaciones microscópicas de cortes de tejido del bazo, corazón, riñón, intestino y de las branquias de los peces infectados (8). Últimamente se ha demostrado que la enfermedad no es causada solamente por el RSIV (8, 9, 10, 18, 20, 29) y sus sinónimos (2–6, 12, 13, 16, 19, 22, 40), sino también por el virus de la necrosis infecciosa del bazo y el riñón (ISKNV) (7, 31), y que la distribución de la enfermedad no está restringida a Japón, encontrándose ampliamente extendida por países del este y sudeste de Asia (2–6, 9, 10, 12, 13, 16, 19, 22, 31, 40). Los anticuerpos monoclonales (MAbs) contra RSIV (30) pueden detectar tanto el RSIV como el ISKNV mientras que no reconocen los ranavirus de peces (familia: Iridoviridae) mediante pruebas de inmunofluorescencia (IFI) (28, 31). Hay varios métodos útiles de diagnóstico al uso, tales como la observación de frotis por impresión teñidos o de cortes de tejido, un IFI que utiliza un MAb, y una reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (11, 17, 25, 28, 32, 33). Existe una vacuna muerta con formalina que es efectiva para la IDJ y que está disponible comercialmente en Japón (26–27).

2. INFORMACIÓN PARA EL DISEÑO DE PROGRAMAS DE VIGILANCIA a)

Factores del agente • Agente etiológico y cepas del agente: la enfermedad es causada por la cepa Ehime-1 del iridovirus de la dorada japonesa (RSIV) (8-10, 18, 20, 29) y por otros genotipos del RSIV incluyendo muchos virus que se consideran sinónimos del RSIV (2–6, 12, 13, 16, 22, 40). La enfermedad también es producida por el virus de la necrosis infecciosa del bazo y del riñón (ISKNV) (7, 31), que es uno de los virus relacionados con el RSIV, pero distintos de él. Se han descrito otros varios iridovirus que causan enfermedades similares en peces ornamentales de agua dulce (34, 39). Estos virus resultan difíciles de distinguir genéticamente del ISKNV; no se ha decidido si estas enfermedades deberían incluirse en la IDJ. Recientemente, se han descrito en la República Popular de China y en la República de Corea el iridovirus del cuerpo rojizo del rodaballo (TRBIV) (37) y sus probables sinónimos (4, 10), que se relacionan con el RSIV y el ISKNV, pero que son diferentes. Se necesita más investigación antes de que pueda decidirse si la enfermedad causada por el TRBIV debe o no de incluirse en la IDJ. Todos esos agentes pertenecen al quinto género de la familia Iridoviridae, y se distinguen genética y biológicamente de los ranavirus de peces tales como el virus de la necrosis hematopoyética epizoótica (EHNV), el iridovirus del siluro europeo (ECV) y el iridovirus del mero (GIV) (14, 23, 35-37), que no son patógenos para la dorada japonesa (24). • Supervivencia fuera del hospedador: desconocida.

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• Estabilidad del agente: inactivado a 56°C durante 30 minutos; sensible a éter y cloroformo; inactivado por formalina (0,1%); estable en tejido a –80°C. • Ciclo biológico: desconocido. b)

Factores del hospedador • Especies hospedadoras susceptibles En el caso de infección por el RSIV se sabe que son susceptibles: la dorada japonesa (Pagrus major), pargo de cabeza negra (Acanthopagrus schlegeli), sargo de aleta amarilla (Acanthopagrus latus), sargo púrpura (Evynnis japonica), medregal del Japón (Seriola quinqueradiata), pez limón (Seriola dumerili), medregal australiano (Seriola lalandi), híbrido de medregal australiano y medregal del Japón (S. lalandi × S. quinqueradiata), jurel dentón (Pseudocaranx dentex), atún rojo (Thunnus thynnus), carite oriental (Scomberomorus niphonius), estornino (Scomber japonicus), jurel japonés (Trachurus japonicus), perca loro japonesa (Oplegnathus fasciatus), perca loro manchada (Oplegnathus punctatus), cobia (Rachycentron canadum), pámpano lunero (Trachinotus blochii), ronco japonés (Parapristipoma trilineatum), ronco manchado (Plectorhynchus cinctus), emperador chino (Lethrinus haematopterus), emperador relámpago (Lethrinus nebulosus), chopa punteada (Girella punctata), gallineta negra (Sebastes schlegeli), corvina amarilla (Pseudosciaena crocea), mero de pintas rojas (Epinephelus akaara), mero carcelario (Epinephelus septemfasciatus), mero malabárico (Epinephelus malabaricus), mero diente largo (Epinephelus bruneus), mero de pintas naranjas (Epinephelus coioides), mero amarillo (Epinephelus awoara), mero lutria (Epinephelus tauvina), mero manchado (Epinephelus fuscoguttatus), mero lanceolado (Epinephelus lanceolatus), serránido japonés (Lateolabrax japonicas), Lateolabrax sp., perca gigante (Lates calcarifer), lubina estriada híbrida (Morone saxatilis × M. chrysops), perca americana (Micropterus salmoides), falso halibut del Japón (Paralichthys olivaceus), fletán manchado (Verasper variegatus), pez globo tigre (Takifugu rubripes). En el caso de infección por el ISKNV, son conocidas la perca china (Siniperca chuatsi), perca gigante (Lates calcarifer), corvinón ocelado (Sciaenops ocellatus), pardete (Mugil cephalus) y mero de pintas naranjas (Epinephelus coioides), Epinephelus sp. • Estadios susceptibles del hospedador: de juvenil a adulto (la susceptibilidad de los juveniles es más alta que la de los adultos). • Especie o subpoblación más susceptible (probabilidad de detección): en el caso de infección por el RSIV, los peces que pertenecen al género Oplegnathus son más sensibles que otros. Es difícil la protección de estos peces por vacunación. • Órganos diana y tejidos infectados: se observan células infectadas en el bazo, riñón, corazón, intestino y branquias. • Infección persistente con portadores asintomáticos: desconocida. • Vectores: desconocidos.

c)

Patrón de la enfermedad • Mecanismos de transmisión: el modo de transmisión más importante del RSIV es horizontal, a través del agua. La transmisión vertical del RSIV aún no ha sido investigada. • Prevalencia: desconocida. • Distribución geográfica: la IDJ producida por el RSIV y el ISKNV se ha descrito no solo en Japón sino también ampliamente por otros países del este y sureste asiático (República de Corea, República Popular de China, China Taipei, Hong Kong, Tailandia, Singapur, Malasia y las Filipinas) (2–6, 9, 10, 12, 13, 15, 19, 22, 31, 40). La enfermedad producida por el ISKNV no se ha confirmado aún en Japón ni en la República de Corea.

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• Mortalidad y morbilidad: dependiendo de la especie de pez hospedadora, edad del pez, temperatura del agua, y otras condiciones de cultivo, los índices de mortalidad varían entre 0% y 100%. La morbilidad es desconocida. • Impacto de la enfermedad en la economía y/o la producción: grave. d)

Control y prevención • Vacunación: una vacuna comercial con virus muerto en formalina y efectiva para la IDJ está disponible en Japón para la dorada del Japón, el pez limón y otras especies de peces que pertenecen al género Seriola. • Quimioterapia: no disponible. • Inmunoestimulación: en investigación. • Producción de resistentes: en investigación. • Repoblación con especies resistentes: no resulta práctico. • Agentes bloqueadores: desconocidos. • Prácticas generales de manejo: introducción de iniciadores libres de patógenos. Implementación de prácticas de higiene en las instalaciones. Evitar prácticas que puedan disminuir la calidad del agua y/o aumentar el estrés, tales como el hacinamiento o la sobrealimentación.

3. MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO a)

Métodos de diagnóstico de campo • Síntomas clínicos: los peces afectados se vuelven letárgicos, muestran anemia grave, petequia de las branquias e hinchazón del bazo.

b)

Métodos clínicos • Síntomas generales: branquias pálidas y bazo agrandado. • Lesiones microscópicas: • Frotis de tejido: en frotis por impresión teñidos con Giemsa, se confirma la presencia de células anormalmente agrandadas en el bazo. • Cortes fijados: se confirma la presencia de células anormalmente agrandadas en tejidos del bazo, corazón o intestino. • Microscopía electrónica/citopatología: mediante microscopía electrónica se confirma la presencia de viriones (200–240 nm de diámetro) en las células agrandadas.

c)

Detección y métodos de identificación del agente • Métodos de detección directos i)

Métodos microscópicos • El examen de cortes histológicos de peces enfermos puede revelar células del bazo, corazón, riñones, hígado o intestino anormalmente agrandadas.

ii)

Aislamiento e identificación del agente El aislamiento del RSIV y del ISKNV se lleva a cabo utilizando la línea celular GF. Los tejidos del bazo y/o riñón de los peces enfermos son muestras adecuadas. Se deben crecer las células a 25ºC en una estufa de temperatura controlada para asegurar el éxito

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posterior del aislamiento del RSIV. Los virus que van a usarse como controles positivos pueden obtenerse del laboratorio de referencia de la OIE. Como controles negativos se utilizan células sin infectar. Tras el desarrollo del efecto citopático del virus (ECP), la identificación se lleva a cabo utilizando la detección del antígeno mediante anticuerpo (IFI) y/o por métodos basados en el ácido nucleico (PCR). • Aislamiento del RSIV e ISKNV en cultivo celular a)

b)

Inoculación de monocapas de células i)

Siguiendo el procedimiento de extracción del virus descrito en el capítulo I.1 (sección B.3.2), se hace una dilución decimal adicional de los sobrenadantes de homogeneizado de bazo al 1/10 y se transfiere un volumen apropiado de cada una de las dos diluciones a monocapas de células de 24 horas. Se inoculan al menos 2 cm2 de monocapas de células desecadas con 100 µl de cada dilución.

ii)

Se deja adsorber durante 0,5–1 horas a 25°C y, sin retirar el inóculo, se añade el medio de cultivo celular tamponado a pH 7,6 y suplementado con 2% de suero fetal de ternero (FCS) (1 ml/pocillo para placas de cultivo celular de 24 pocillos), y se incuba a 25ºC utilizando una estufa de temperatura controlada.

Control de la incubación i)

Se sigue el curso de la infección en los controles positivos y en los otros cultivos celulares inoculados, mediante examen microscópico diario a 40–100 aumentos durante 10 días. Se recomienda el uso de un microscopio de contraste de fases.

ii)

Si aparece un ECP en los cultivos celulares inoculados con diluciones de los homogeneizados de la prueba, se deben llevar a cabo inmediatamente procedimientos de identificación (ver más adelante).

Si se está llevando a cabo un programa de control o vigilancia sanitaria de los peces, puede que tengan que tomarse precauciones para suspender el estatus de salud aprobado en la unidad de producción y/o en la zona (si fue previamente aprobada) de la que procedía la muestra sospechosa positiva al virus. La suspensión del estatus aprobado se mantendrá hasta que se demuestre que el virus en cuestión no es el RSIV o el ISKNV. iii) Si no se desarrolla ECP en los cultivos inoculados (a pesar de la progresión normal del ECP en los controles del virus) después de 10 días de incubación, los cultivos inoculados deben subcultivarse durante 7 días adicionales. Si el control vírico no desarrollara ECP, el proceso debería repetirse con cultivos celulares recientes y con nuevos lotes de muestras. c)

Procedimientos de subcultivo i)

Se recogen alícuotas del medio de cultivo celular de todas las monocapas inoculadas con diluciones de cada sobrenadante de los homogeneizados de la prueba.

ii)

Se inoculan las monocapas celulares como se describió anteriormente en (a)

iii) Se incuba y se controla como se describió anteriormente en (b). iv) Si no hay ECP, la prueba puede considerarse negativa. • Identificación del RSIV y del ISKNV El RSIV (y también el ISKNV) no pueden identificarse mediante pruebas de neutralización ya que los antisueros generados mediante la inmunización de conejos tienen pocos anticuerpos neutralizantes.

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a)

Prueba de inmunofluorescencia indirecta La IFI se va a llevar a cabo directamente tras el aislamiento del virus en cultivos celular. i)

Se preparan monocapas de células en cubres hasta alcanzar alrededor del 80% de confluencia, lo que generalmente se logra antes de las 24 horas de incubación a 25ºC. El contenido en FCS del medio de cultivo celular puede reducirse hasta 2-4%.

ii)

Cuando las monocapas de células están preparadas para la infección, se inocula la suspensión del virus que va a ser identificado haciendo directamente en los pocillos o frascos de cultivos celular diluciones decimales.

iii) Se incuba a 25°C durante 24–72 horas. iv)

Cuando aparece el ECP, se retira el medio de cultivo celular, y se enjuaga tres veces con solución salina tamponada con fosfato (PBS). Se secan las células infectadas al aire, y se fijan con acetona fría (almacenada a –20ºC) durante 10 minutos.

v)

Se deja que las monocapas de células se sequen al aire durante al menos 30 minutos y se procesan inmediatamente o se congelan a –20ºC.

vi) Se prepara una solución del MAb (M10) contra el RSIV o el ISKNV a una dilución apropiada (determinada previamente). vii) Se tratan las monocapas de células con la solución de anticuerpo contra el RSIV o el ISKNV durante 30 minutos a 37°C en cámara húmeda. viii) Se lavan las células tres veces durante 5 minutos con PBS. ix) Se incuba con una solución de anticuerpo específico anti-ratón conjugado con isotiocianato de fluoresceína (FITC) (preparada de acuerdo con las instrucciones del suministrador) durante 30 minutos a 37ºC en oscuridad y en cámara húmeda. x)

Se lava tres veces durante 5 minutos con PBS.

xi) Se examinan inmediatamente las monocapas de células tratadas en las placas de plástico, o se montan los cubreobjetos utilizando glicerol salino a pH 8,5 antes de la observación microscópica. xii) Se examina bajo luz UV incidente utilizando un microscopio con lente ocular de × 10 y lente objetivo de × 20-40, con abertura numérica > 0,65 y >1,3 respectivamente. Antes de cualquier otra observación, se debe comprobar que los controles positivos y negativos muestran los resultados esperados. Los resultados positivos indican la existencia de fluorescencia difusa por todo el citoplasma. Niveles de validación: • Especificidad y sensibilidad: el MAb M10 puede detectar tanto el RSIV como el ISKNV (31); no detecta ranavirus. La reactividad del MAb contra el TRBIV aún no ha sido confirmada. • Prueba de referencia: el ECP se caracteriza por muchas células agrandadas y el virus se confirma en el ECP mediante la prueba IFI. Interpretación de los resultados: • El virus aislado es el RSIV o el ISKNV y la enfermedad es la EIBS (excepto en el caso de peces ornamentales de agua dulce). Disponibilidad de la prueba: los reactivos y los productos biológicos se pueden obtener del laboratorio de referencia de la OIE o de fuentes comerciales. El MAb M10 puede ser suministrado por el laboratorio de referencia de la OIE. • Método de detección del antígeno basado en el anticuerpo (IFI) Muestras tomadas: bazo.

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Se pueden obtener controles positivos (frotis de bazo de peces infectados, fijados y secados al aire) del laboratorio de referencia de la OIE. Se utilizan frotis del bazo de peces sanos como controles negativos. • Prueba de inmunofluorescencia indirecta i)

Se sangra completamente al pez.

ii)

Se hacen frotis de bazo sobre portas de vidrio limpios para microscopio.

iii) Se almacenan a 4ºC los trozos de bazo, junto con los otros órganos que se necesitan para el aislamiento del virus, en caso de que se necesiten posteriormente. iv) Se deja que los frotis se sequen al aire durante 20 minutos. v)

Se fijan con acetona fría.

vi) Los frotis se tratan con la solución de MAb(M19) contra el RSIV durante 30 minutos a 37ºC. vii) Se lavan tres veces con PBS. viii) Los frotis se tratan durante 30 minutos a 37ºC con una solución de anticuerpo específico anti-ratón conjugado con FITC de acuerdo con las instrucciones del suministrador. Estos anticuerpos son frecuentemente anticuerpos de conejo o de cabra. ix) Se lavan tres veces con PBS. x) Los portas de microscopio se montan con cubre utilizando glicerol salino antes de la observación microscópica. xi) Se examinan bajo luz UV indirecta utilizando un microscopio con lente ocular × 10 y lente objetivo × 20–40 que tengan una elevada abertira numérica. Antes de cualquier otra observación, se debe comprobar que los controles positivos y negativos muestran los resultados esperados. Niveles de validación: • Especificidad y sensibilidad: el MAb M10 puede detectar tanto el RSIV como el ISKNV (31); no detecta ranavirus. La reactividad del MAb contra el TRBIV no ha sido aún confirmada. • Prueba de referencia: se confirma mediante IFI el tipo de célula anormal agrandada con fuerte fluorescencia. Interpretación de los resultados: • Si la prueba es positiva, el pez del cual se tomaron las muestras se considera infectado por el RSIV o por el ISKNV y la enfermedad es IDJ (excepto en el caso de peces ornamental de agua dulce). Si la prueba es negativa, se procesan las muestras del órgano almacenadas a 4ºC para el aislamiento del virus en cultivos celulares como se describió anteriormente. Disponibilidad de la prueba: los reactivos se pueden conseguir del laboratorio de referencia de la OIE o de fuentes comerciales. El MAb M10 puede ser suministrado por el laboratorio de referencia de la OIE. • Técnica molecular (PCR) Las muestras que se van a someter a examen incluyen el bazo de los peces afectados o los sobrenadantes de cultivos de células que han desarrollado ECP.

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Capítulo 2.1.15. — Iridovirosis de la dorada japonesa

a)

Extracción de ADN de muestras de órganos o de sobrenadantes de cultivo celular de aislamiento de virus. Las muestras de peces o los sobrenadantes de cultivo celular se preparan como se describe en Kurita et al. (17) para la extracción del ADN. Se utilizan cultivos celulares de órganos pre-confirmados como afectados por el RSIV (o ISKNV), o sobrenadantes de cultivos celulares infectados por el RSIV (o ISKNV) como controles positivos. Como controles negativos se usan órganos de peces sanos o sobrenadantes de cultivos celulares no infectados.

b)

Amplificación por la reacción en cadena de la polimerasa El RSIV y el ISKNV tienen genomas de ADN de doble cadena. Se utilizan dos cebadores, un cebador directo 1-F (5’-CTC-AAA-CAC-TCT-GGC-TCA-TC-3’) y un cebador inverso 1-R (5’-GCA-CCA-ACA-CAT-CTC-CTA-TC-3’), para la amplificación de la secuencia del gen (570 bases) del ADN del RSIV y del ADN del ISKNV mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Se debe tener en cuenta que los anteriores cebadores de la OIE específicos del RSIV 4-F (5’-CGG-GGG-CAA-TGA-CGA-CTACA-3’) y 4-R (5’-CCG-CCT-GTG-CCT-TTT-CTG-GA-3’) (con un tamaño del producto esperado de 568 pb) no amplifican el ADN del ISKNV (31). Ambos juegos de cebadores han sido descritos por Kurita et al. (17) El ácido nucleico extraído (1 µl) se añade al tampón de la polimerasa Taq que contiene 1 mM de cada cebador, 200 mM de trifosfato de deoxinucleótidos, y 1.25 U de ExTaq ADN polimerasa en tampón de PCR 20 mM Mg2+. La mezcla se incuba en un termociclador automático programado para 30 ciclos a 94ºC, 58°C durante 60 segundos, y 72°C durante 60 segundos; finalmente se mantiene a 72°C durante 5 minutos. El ADN amplificado (570 pb) se analiza por electroforesis en geles de agarosa. Niveles de validación: • Especificidad y sensibilidad: la serie de cebadores 1-F y 1-R puede amplificar tanto el ADN del SIV como el del ISKNV con suficiente sensibilidad. La serie anterior de cebadores 4-F y 4-R también tiene suficiente sensibilidad para el RSIV, pero no puede utilizarse para amplificar el ADN del ISKNV. La reactividad de estas series de cebadores contra el TRBIV no ha sido aún confirmada. • Prueba de referencia: el producto de la PCR del tamaño esperado se confirma claramente mediante electroforesis cuando se utiliza la serie de cebadores 1-F y 1-R. Interpretación de resultados: • Un resultado positivo mediante PCR utilizando los cebadores 1-F y 1-R, y una especificidad confirmada por secuenciación, indica la presencia del RSIV o del ISKNV y que la enfermedad es la IDJ (excepto en el caso de peces ornamentales de agua dulce). Un resultado positivos mediante la PCR opcional utilizando la serie de cebadores anterior 4-F y 4-R y llevado a cabo en conjunción con la PCR anterior indica que el virus es el RSIV y que la enfermedad es la IDJ producida por el RSIV. Un resultado negativo con esta PCR secundaria opcional, indica que el virus es el ISKNV y la enfermedad es la IDJ causada por el ISKNV. Disponibilidad de pruebas: los reactivos se pueden conseguir del laboratorio de referencia de la OIE o de fuentes comerciales.

• Métodos de detección indirecta Aún no se han desarrollado métodos serológicos utilizando sueros de peces afectados.

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Capítulo 2.1.15. — Iridovirosis de la dorada japonesa

4. CLASIFICACIÓN DE LAS PRUEBAS SEGÚN SU FINALIDAD Los métodos disponibles actualmente para vigilancia, detección y diagnosis del RSIV-ISKNV se enumeran en el cuadro 1. La nomenclatura utilizada en el cuadro indica: A = el método es el método recomendado por razones de disponibilidad, utilidad y especificidad de diagnóstico y sensibilidad; B = el método es un método estándar con buena sensibilidad de diagnóstico y especificidad; C = el método tiene aplicación en algunas situaciones, pero el coste, la precisión y otros factores limitan notablemente su aplicación; y D = el método no es recomendado actualmente con este objetivo. Esto resulta de alguna manera subjetivo, puesto que la idoneidad implica cuestiones de fiabilidad, sensibilidad, especificidad y utilidad. Aunque no todas las pruebas enumeradas en las categorías A o B se han sometido a estandarización y validación formal, su naturaleza rutinaria y el hecho de que se han utilizado ampliamente sin resultados dudosos, las hace aceptables.

Cuadro 1. Métodos de vigilancia, detección y diagnóstico del RSIV-ISKNV Método

Vigilancia

Presuntivo

Confirmativo

D

B

D

D

B

D

Juveniles

Adultos

Síntomas generales

D

MO directa de frotis por impresión

D

Histopatología

D

D

B

D

MET

D

D

B

D

Aislamiento del virus e identificación por uno de los siguientes métodos:

C

C

A

A

Pruebas de virus aislados basadas en anticuerpos (IFI)

C

C

A

A

Pruebas basadas en anticuerpos (IFI) de frotis por impresión

C

C

A

B

Pruebas basadas en anticuerpos (immunohistoquímica)

D

D

C

C

Sondas de ADN − in situ

D

D

C

C

PCR

C

C

A

A

Secuenciación

D

D

A

A

MO = microscopía óptica; MET = microscopía electrónica de transmisión; PCR = reacción en cadena de la polimerasa

5.

CRITERIOS DEL DIAGNÓSTICO CONFIRMATIVO

a)

Definición de un caso sospechoso Se sospechará la presencia del RSIV-ISKNV si se cumple al menos uno de los siguientes criterios: 1) Presencia de síntomas clínicos típicos con lesiones macroscópicas y confirmación de células anormalmente agrandadas en frotis por impresión o cortes de tejido. 2) Presencia de síntomas clínicos típicos con lesiones macroscópicas y confirmación por microscopía electrónica de la presencia de viriones en células anormalmente grandes. 3) Aislamiento del virus con ECP específico. 4) Presencia de células positivas por IFI en frotis por impresión.

b)

Definición de caso confirmado La presencia del RSIV-ISKNV se considerará confirmada si, además de los criterios definidos en 5a), se cumple uno de los siguientes criterios:

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Capítulo 2.1.15. — Iridovirosis de la dorada japonesa

1) Aislamiento del virus con ECP específico y resultado positivo de la prueba de IFI utilizando cultivos celulares infectados. 2) Aislamiento del virus con ECP específico y PCR positiva utilizando ADN extraído de virus aislados como molde o templado. 3) PCR positiva utilizando ADN extraído de órganos afectados como templado. 4) Presencia de células típicas anormalmente agrandadas mostrando prueba de IFI positiva en frotis por impresión.

6. MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO/DETECCIÓN PARA DECLARAR LA AUSENCIA DE INFECCIÓN No existen métodos de detección establecidos para la vigilancia, porque el estado portador de los agentes no ha sido aún investigado. Un método provisional sería el aislamiento del virus seguido de IFI. La PCR anidada también es adecuada para este propósito (1). REFERENCIAS 1.

CHOI S.K., KWON S.R., NAM Y.K., KIM S.K. & KIM K.H. (2006). Organ distribution of red sea bream iridovirus (RSIV) DNA in asymptomatic yearling and fingerling rock bream (Oplegnathus fasciatus) and effects of water temperature on transition of RSIV into acute phase. Aquaculture., (in press)

2.

CHOU H.Y., HSU C.C. & PENG T.Y. (1998). Isolation and characterization of a pathogenic iridovirus from cultured grouper (Epinephelus sp.) in Taiwan. Fish Pathol., 33, 201–206.

3.

CHUA F.H., NG M.L, NG K.L, LOO J.J. & LEE J.Y. (1994). Investigation of outbreaks of a novel disease, “Sleepy Grouper Disease”, affecting the brown-spotted grouper, Epinephelus tauvina Forsakl. J. Fish Dis., 17, 417–427.

4.

DO J.W., CHA S.J., KIM J.S., AN E.J., PARK M.S., KIM J.W., KIM Y.C., PARK M.A. & PARK J.W. (2005). Sequence variation in the gene encoding the major capsid protein of Korean fish iridoviruses. Arch. Virol., 150, 351–359.

5.

DO J.W., MOON C.H, KIM H.J., KO M.S., KIM S.B., SON J.H., KIM J.S., AN E.J., KIM M.K., LEE S.K., HAN M.S., CHA S.J., PARK M.S., PARK M.A., KIM Y.C., KIM J.W. & PARK J.W. (2004). Complete genomic DNA sequence of rock bream iridovirus. Virology, 325, 351–363.

6.

GIBSON-KUEH S., NGOH-LIM G.H., NETTO P., KURITA J., NAKAJIMA K. & NG M.L. (2004). A systematic iridoviral disease in mullet, Mugil cephalus L. and tiger grouper, Epinephelus fuscoguttatus Forsskal: a first report and study. J. Fish Dis., 27, 693–699.

7.

HE J.G., DENG M.S, WENG P., LI Z., ZHOU S.Y., LONG Q.X., WANG X.Z., & CHANG S.M. (2001). Complete genome analysis of the mandarin fish infectious spleen and kidney necrosis iridovirus. Virology, 291, 126–139.

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9.

JEONG J.B., JUN J.L., YOO M.H., KIM M.S., KOMISAR J.L. & JEONG H.D. (2003). Characterization of the DNA nucleotide sequences in the genome of red sea bream iridoviruses isolated in Korea. Aquaculture, 220, 119–133.

10. JEONG J.B., KIM H.Y., CHUNG J.-K., KOMISAR J.L. & JEONG H.D. (2006). Mollecular comparison of iridoviruses isolated from marine fish cultured in Korea and imported from China. Aquaculture, (in press). 11. JEONG J.B., PARK K.H., KIM H.Y., HONG S.H., CHUNG J.-K., KOMISAR J.L. & JEONG H.D. (2004). Multiplex PCR for the diagnosis of red sea bream iridoviruses isolated in Korea. Aquaculture, 235, 139–152.

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Capítulo 2.1.15. — Iridovirosis de la dorada japonesa

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NB: Existe un laboratorio de referencia de la OIE para la iridovirosis de la dorada japonesa (véase el cuadro al final de este Manul de animales acuáticos o consúltese la lista actualizada en la página Web de la OIE: www.oie.int

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