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INSTITUTO TECNOLÓGICO DE SONORA
Evaluación de sustratos orgánicos mediante sus propiedades químicas y su efecto en el desarrollo de plántulas de hortalizas.
TESIS QUE PARA OBTENER EL TITULO DE
INGENIERO BIOTECNOLOGO PRESENTA
MARIA ELENA CARDENAS CASTAÑEDA
CD. OBREGON SON.
SEPTIEMBRE DE 2006
AGRADECIMIENTOS
A mis maestros por sus enseñanzas a lo largo de estos cuatro años de carrera, gracias por su tiempo y dedicación.
A mis amigos, Delia, Daniel, Miguel, Luís y Joshie, aquí los conocí y son los mejores amigos que podría desear…..gracias por brindarme su amistad…… los quiero.
A mis amigos Pardis, David, Juan Pedro, Hiram y Perla, con ustedes he compartido grandes momentos de mi vida, han sido un gran apoyo para mi, espero y siempre podamos estar juntos y seguir viviendo juntos las sorpresas que nos depara el futuro.
A Dios pues es una parte fundamental en mi vida, si no sintiera su amor tan cerca de mí, me sentiría pérdida… tú me muestras el camino y lo sigues a mi lado.
DEDICATORIA
Dedico este trabajo a mis padres, les agradezco haber formado una familia tan maravillosa en la que he vivido plenamente feliz toda mi vida…
A mis hermanos, Julián, Rafael y Antonio, por su apoyo brindado, económico y moralmente, el haber podido concluir esta etapa de mi vida es en gran parte gracias a ustedes
A mis hermanas María y Alejandra, son las mejores hermanas; Ale, aunque no siempre estemos físicamente juntas sabemos que siempre podremos contar una con la otra; Tantel, mi niña bella eres hermosa nunca lo olvides y llenas de alegría mi vida.
A mis sobrinos Salma, Carlitos, Gael y José Antonio, son unos niños maravillosos y los llevo en mi corazón.
En una sola palabra brindo este trabajo a mi FAMILIA, ustedes son quienes me dan un motivo para vivir cada día, son lo más importante en mi vida y deseo enorgullecerlos con mis logros futuros porque son la familia más maravillosa.
INDICE Lista de figuras……………………………………………….….....……………… Lista de tablas …………………………………………………..………..………… Resumen…………………………………………………………..…………………
i ii iii
I. INTRODUCCIÓN
1.1 Justificación……………………………………………………………………… 1 1.2 Planteamiento del problema…………………………………………………… 2 1.3 Objetivos…………………………………………………………………………. 3 1.3.1 General………………………………………………………………………… 3 1.3.2 Específicos……………………………………………………………………. 3 1.4 Limitaciones de estudio……………………………………………………….. 3
II. MARCO TEORICO
2.1 Uso de semilleros. ……………………………………………………………… 4 2.2. Calidad del transplante. ………………………………………………………. 5 2.2.1 Ventajas y desventajas. ……………………………………………………... 5 2.3 Sustrato. ………………………………………………………………………… 6 2.4 Funciones de los sustratos. …………………………………………………… 7 2.4.1 Soporte de las plantas. ……………………………………………………... 7 2.4.2 Humedad. …………………………………………………………………….. 8 2.4.3 Porosidad y drenaje. ………………………………………………………… 8 2.4.4 Elementos minerales. ……………………………………………………….. 9 2.5. pH. ………………………………………………………………………………. 10 2.6 Sustratos utilizados en semilleros……………………………………………. 10 .2.6.1 Turba. ………………………………………………………………………… 10 2.6.2 Sustrato Sun shine 3 ………………………………………………………… 11
2.6.3 Sustrato de corteza de pino. ………..……………………………………… 12 2.7 Abono orgánico fermentado (bocashi). ……………………………………… 13 2.8 Plántulas de estudio. …………………………………………………………... 15 2.8.1 Brócoli ( Brassica Oleracea). ……………………………………………….. 15 2.8.1.1 Origen……………………………………………………………………….. 15 2.8.1.2 Descripción botánica………………………………………………………
15
2.8.1.3 Requerimientos Edafoclimáticos. ………………………………………… 16 2.8.2 Lechuga (Lactuca sativa, L). ………………………………………………... 18 2.8.2.1 Origen………………………………………………………………………... 18 2.8.2.2 Clasificación taxonómica…………………..……………………………… 18 2.8.2.3 Descripción botánica………………….…………………………………… 19 2.8.2.4 Requerimientos Edafoclimáticos. ………………………………………… 19 2.8.2.5 Siembra……………………………………………………………………… 20
III. METODO
3.1 Invernadero. …………………………………………………………………….. 21 3.2 Establecimiento del experimento.…………………………………………….. 21 3.3 variables evaluadas…………………………………………………………….. 22 3.3.1 Altura de la planta…………………………………………………………….
22
3.3.2 Clorofila total….………………………………………………………………
22
3.3.3 Área foliar ……………………………………………………………………. 23 3.3.4 Longitud de raíces……………………………………………………………. 23 3.3.5 Peso seco raíz………………………………………………………………… 24 3.3.6 Peso seco parte aérea………………………………………………………
24
3.3.7 peso volumétrico de raíz…………………………………………………….. 24 3.4 Caracterización de sustratos………………………………………………….. 25 3.4.1 Secado de la muestra………………………………………………………..
25
3.4.2 pH. …………………………………………………………………………….. 25 3.4.3 Pasta saturada para obtener el extracto de saturación………………….. 26 3.4.4 Determinación nitrógeno……………………………………………………. 26
3.4.5 Determinación Calcio y Magnesio. ………………………………………... 27
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1 Efecto de los sustratos en el desarrollo de las plántulas de brócoli………. 28 4.1.1 Altura de la planta…………………………………………………………….
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4.1.2 Clorofila total…………………………………………………………………... 30 4.1.3 Área foliar……………………………………………………………………… 31 4.1.4 Longitud de raíz………………………………………………………………. 32 4.1.5 Peso seco raíz………………………………………………………………… 33 4.1.6 Peso seco parte aérea……………………………………………………….. 33 4.1.7 Peso volumétrico de raíz…………………………………………………….. 34 4.2 Efecto de los sustratos en variables de crecimiento en lechuga (Lactuca sativa, L). …………………………………………………………………………….. 34 4.2.1 Altura de la planta…………………………………………………………….. 34 4.2.2 Clorofila………………………………………………………………………… 36 4.2.3 Área foliar……………………………………………………………………… 37 4.2.4 Longitud de raíz………………………………………………………………. 38 4.2.5 Peso seco raíz……………………………………………………………….. 39 4.2.6 Peso seco parte aérea……………………………………………………….. 39 4.2.7 Peso volumétrico raíz………………………………………………………… 40 4.3 Caracterización de sustratos………………………………………..………… 40 4.3.1 pH. ……………………………………………………………………………... 40 4.3.2 Concentración de Nitrógeno. ……………………………………………….. 41 4.3.3 Calcio y Magnesio. …………………………………………………………... 41
CONCLUSIONES…………………………………………………………………… 43 BIBLIOGRAFÍA……………………………………………………………………… 44 DIGITOGRAFIA……………………………………………………………………… 48
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Medidor de Clorofila SPAD-502………………………………………...
23
Figura 2. Integrador de Área foliar………………………………………………… 23
Figura 3. Horno con muestras de parte aérea y raíz …………………………… 24
Figura 4. Probeta de 50ml con raíz de brócoli…………………………………… 25
Figura 5. Espectrofotómetro Odyssey modelo DR 2500………………………..
27
Figura 6. Efecto de los sustratos sun shine y corteza de pino, en el crecimiento del brócoli.……………………………………………………………... 29
Figura 7. Plántulas de Brócoli en: a) sun shine; b) corteza de pino…………… 30
Figura 8. Clorofila presente en plántulas de brócoli sembradas en diferentes sustratos……………………………………………………………………………… 31
Figura 9. Plántulas de lechuga en: a) sun shine; b) corteza de pino………….
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Figura 10. Crecimiento de lechuga en dos sustratos diferentes (dds: días después de la siembra)…………………………………………………………….
35
Figura 11. Clorofila presente en plántulas de lechuga sembradas en diferentes sustratos…………………………………………………………………
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ii
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Comparación de medias del crecimiento de plántulas de brócoli en sustratos de corteza de pino y Sun shine 3.……………………………………
30
Tabla 2. Efecto de la respuesta del tipo de sustrato, en algunos parámetros de crecimiento en plantas de brócoli (Brassica oleracea). …………………….. 32
Tabla 3. Comparación de medias del crecimiento de plántulas de lechuga en sustratos de corteza de pino y Sun shine 3…………………………………….
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Tabla 4. Efecto de la respuesta del tipo de sustrato, en algunos parámetros de crecimiento en plantas de Lechuga (Lactuca sativa, L).……………………
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Tabla 5. Comparación de medias de las características químicas de sustratos ………………………………………………………………………….….
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iii RESUMEN
Un problema que se genera en las prácticas de producción y que viene afectando el porcentaje de rendimiento hace varios años, en la producción de hortalizas, es la baja germinación que se obtiene en la siembra directa (González, 1996). El objetivo del presente estudio fue evaluar el efecto que tienen los sustratos sun shine 3 y corteza de pino en plántulas de brócoli y lechuga que son producidas en invernadero para su posterior transplante, así como algunas propiedades químicas del abono fermentado bocashi y el sustrato corteza de pino. La composición de los sustratos esta determinada por la materia prima presente en cada región donde son producidos, esto provoca que sus características químicas también varíen. Las variables evaluadas en las plántulas fueron la altura de la planta, área foliar, longitud de raíz, peso seco de parte aérea y raíz, y peso volumétrico de raíz; y las propiedades químicas evaluadas fueron el pH del sustrato, la concentración de nitrógeno, calcio y magnesio. Las plántulas de brócoli se vieron favorecidas al desarrollarse en el sustrato corteza de pino, donde se presentaron diferencia significativa en la mayoría de las variables evaluadas excepto en longitud y peso volumétrico de raíz. Las plántulas de lechuga mostraron un desarrollo similar en ambos sustratos, no presentando diferencia significativa salvo en área foliar. El pH presentado por bocashi y corteza de pino fue de 8 y 7.2 respectivamente, la concentración de nitrógeno en bocashi fue de 330 ppm y en corteza de pino 20.5, en calcio y magnesio se presentaron concentraciones de 476.25 y 338.125 ppm en bocashi y 39 y 20.5 ppm en corteza de pino.
CAPITULO I
INTRODUCCIÓN
El desarrollo de la tecnología agrícola, basada primordialmente en el uso eficiente de los recursos naturales, investiga y propone las mejores alternativas viables para la producción de cultivos. Tal es el caso de los productos agrícolas, forestales y ornamentales que demandan un sustrato adecuado y acorde al sistema de producción seleccionado (Pastor, 1999).
Se define sustrato como cualquier material natural o artificial que una vez colocado en un recipiente (bolsa, maceta, u otro) solo o mezclado, permite soportar a la planta y sirve como medio de anclaje a la raíz, permitiendo una retención de agua y nutrientes y que además tiene un componente balanceado de aire para la respiración del sistema radical (Minero, 2005).
1.1 Justificación
El uso de semilleros es debido a que algunas hortalizas presentan semillas muy pequeñas y requieren una cama de siembra fina para su germinación. Este método de siembra permite un mejor aprovechamiento de las semillas, facilita la protección ambiental y se tiene la oportunidad de seleccionar las plantas antes del transplante (López, 1994).
2 Existen diferentes métodos para evaluar la calidad de un sustrato. Una es evaluando sus propiedades físicas como son: porosidad, retención de agua, capacidad de aireación, entre otras. Otra forma es mediante sus propiedades químicas (esto se refiere a los nutrientes presentes en este) (Iskander, 2002) y una tercera es evaluando el efecto que este tiene en plántulas germinadas en el.
El presente estudio permitirá conocer el efecto que tienen diferentes sustratos en plántulas que son producidas en invernadero o
semilleros para su posterior
transplante, y a la vez algunas propiedades químicas presentes en el abono fermentado bocashi.
1.2 Planteamiento del problema
Un problema que se genera en las prácticas de producción y que viene afectando el porcentaje de rendimiento hace varios años, en la producción de hortalizas, es la baja germinación que se obtiene en la siembra directa (González, 1996).
En los últimos años, varias especies de hortalizas se han cultivado bajo sistemas de agricultura protegida o ambientes controlados. Tradicionalmente el suelo ha sido el medio de cultivo dentro de los invernaderos, pero gradualmente se ha ido sustituyendo por sustratos (Minero, 2005).
La composición de los sustratos esta determinada por la materia prima presente en cada región donde son producidos, esto provoca que sus características químicas también varíen.
En este sentido una de las interrogantes a las que se pretende dar respuesta con esta investigación es la siguiente: ¿Cuál es el efecto de diferentes sustratos orgánicos en el desarrollo de plántulas de dos hortalizas sembradas en nuestra región?
3 1.3 Objetivos
1.3.1 General.
Evaluar sustratos orgánicos mediante sus propiedades químicas y su efecto en el desarrollo de plántulas de lechuga y brócoli.
1.3.2 Específicos. •
Evaluar la influencia de dos diferentes sustratos (corteza de pino y Sun shine 3) sobre el desarrollo de plántulas de brócoli y lechuga mediante índices de crecimiento.
•
Determinar la concentración de nitrógeno presente en el sustrato corteza de pino y el abono orgánico fermentado bocashi, por extracto de saturación.
•
Determinar la concentración de calcio y magnesio presente en el sustrato corteza de pino y el abono orgánico fermentado bocashi,
por extracto de
saturación.
1.4 Limitaciones de estudio
En la caracterización de los sustratos bocashi y de corteza de pino solo se realizaron los análisis con los que se contaba con los reactivos y equipo de trabajo necesario.
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CAPITULO II
MARCO TEORICO
2.1 Uso de semilleros.
Un semillero es un lugar destinado a la producción en forma controlada de plántulas de calidad antes del transplante definitivo (Pulido, s.f.; Guzmán, 2002). La realización del semillero o almacigo es una practica necesaria en la producción de muchas hortalizas, debido a que las semillas son muy pequeñas y requieren cuidados especiales para lograr su efectiva germinación (Guzmán, 2002; Montano, 2000) y la emergencia de plántulas viables. Muchas hortalizas son sembradas inicialmente en canteros especialmente preparados, denominados semilleros (Montano, 2000).
Tradicionalmente, se reserva una zona protegida para la producción concentrada de ciertas plántulas (Pulido, s.f.) donde el objetivo de la propagación en el semillero es obtener, a partir de semillas, plantas vigorosas, libres de enfermedades y acondicionadas para adaptarse al medio ambiente adverso, de tal manera que puedan sostener una adecuada producción, además de lograr cosechas tempranas y fuera de época. (Linares et al., 2004)
Este método de propagación depende de factores económicos con relativa abundancia de mano de obra (Montano, 2000).
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2.2. Calidad del transplante.
La propagación de plantas y plántulas para la producción agrícola es una actividad muy importante y a la vez muy delicada, ya que de ahí depende, en buen porcentaje, el aseguramiento de la producción de frutos sanos y de buena calidad. (Linares et al., 2004)
En términos generales una plántula de calidad se identifica con un tallo vigoroso, ausente o mínima clorosis, buen desarrollo radicular, y libre de pestes y enfermedades. La calidad del transplante es usualmente definida por el consumidor y en menor escala por el productor de plántulas. Las diferencias de demanda del consumidor hacen que el viverista o semillero utilice estrategias para satisfacer la calidad exigida por el consumidor. Productores de escala comercial prefieren plántulas que hayan pasado por un periodo de adaptación, aclimatación o “hardening” antes de transplantar (Leskovar, 2001).
2.2.1 Ventajas y desventajas.
Las ventajas del transplante sobre la siembra directa incluyen: menor uso en la cantidad de semillas, menor costo de semillas especialmente en híbridos, permite el uso de especies con dificultad en la germinación o donde el periodo de crecimiento es corto, mayor uniformidad en el crecimiento, superior tolerancia a estrés biológicos que afectan el sistema vascular y radical, floración temprana y precocidad de la producción (Leskovar, 2001).
6 La principal ventaja de la propagación es la obtención de una plántula vigorosa y sana mediante la aplicación y el control de las condiciones ambientales (suelo, clima, agua), a través de la utilización de materiales que ayuden a un manejo eficiente y con el menor empleo de insumos, cuyo adicional objetivo es lograr cosechas anticipadas o fuera de época (Linares et al., 2004).
Otras ventajas del trasplante son el mejor uso de la tierra ya que el ciclo del cultivo se acorta, permite aumentar el numero de rotaciones, mejora el control de la población y espaciamiento de plantas (Leskovar, 2001).
La principal desventaja del trasplante es el costo adicional de la planta. El costo de producción en el invernadero y de implantación en el campo suele ser de tres a cuatro veces mayor que el de la siembra directa. El sistema de trasplante también requiere una mayor especialización del personal y equipamiento (Leskovar, 2001).
2.3 Sustrato.
El cultivo de plantas en sustrato presenta diferencias sustanciales respecto del cultivo de plantas en pleno suelo. Al cultivar en contenedor las características de éste resultan decisivas en el correcto crecimiento de la planta, ya que se produce una clara interacción entre las características del contenedor (altura, diámetro, etc.) y el manejo del complejo planta-sustrato. En el caso del cultivo de plantas en contenedor el volumen de sustrato es limitado y de él las plantas absorberán el oxígeno, agua y nutrimentos (Pastor, 1999).
El término sustrato se refiere a todo material sólido diferente del suelo que puede ser natural o sintético, mineral u orgánico y que colocado en contenedor, de forma pura o mezclado, permite el anclaje de las plantas a través de su sistema radicular; el sustrato puede intervenir o no en el proceso de nutrición de la planta allí ubicada. Esto ultimo, clasifica a los sustratos en químicamente inertes (perlita,
7 lana de roca, etc.) y químicamente activos (turbas, corteza de pino, etc.) (Pastor, 1999).
El comportamiento del sustrato depende de condiciones climáticas, tamaño y forma del recipiente o contenedor del sustrato, cultivo, sistema de riego, entre otros.
2.4 Funciones de los sustratos.
El sustrato debe proveer un ambiente favorable para el desarrollo radicular y crecimiento vegetativo. Las funciones principales del medio para sostener el crecimiento son cuatro según Leskovar (2001), al igual que Pire y Pereira, (2003).
•
Proporcionar un anclaje y soporte para la planta
•
Retener humedad de modo que este disponible para la planta
•
Permitir el intercambio de gases entre las raíces y la atmósfera.
•
Servir como deposito para los nutrientes de la planta
2.4.1 Soporte de las plantas.
Conforme las raíces crecen entre las partículas del sustrato, anclan la planta y producen una base firme para el soporte del tallo en posición erguida (Alvarado y Solano, 2002).
El sustrato debe ser lo suficientemente pesado (suficiente densidad aparente) para mantener a la planta en posición vertical, evitando el volcamiento, y al mismo
8 tiempo sin excesos de peso que dificulte el manipuleo de las plantas e incremente los costos de transporte (Pire y Pereira, 2003).
2.4.2 Humedad.
El medio de cultivo sirve como almacén de grandes cantidades de agua requerida por las plantas (Alvarado y Solano, 2002).
El agua es retenida en la superficie de las partículas y en los poros finos dentro de los agregados del sustrato. El desarrollo de las plantas es restringido, probablemente con más frecuencia por una deficiencia de agua que por cualquier otro factor ambiental (Alvarado y Solano, 2002).
La capacidad de retención de agua de un medio es el volumen de agua que se retiene después del riego y el drenaje. La cantidad de agua retenida por un medio particular es dependiente en la distribución del tamaño de las partículas y la altura del recipiente (Pire y Pereira, 2003).
2.4.3 Porosidad y drenaje.
Conforme las raíces respiran, el oxígeno es removido de la atmósfera del sustrato y es liberado dióxido de carbono. Estos gases difunden hacia fuera y adentro del sustrato a través de los poros. La porosidad total es una medida de la capacidad del sustrato de retener aire y agua (Alvarado y Solano, 2002).
El espacio poroso o la porosidad total es la proporción no sólida del volumen del sustrato (Pire y Pereira, 2003).
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La administración de los flujos de agua y aire dentro de un sustrato dependerá, principalmente, de la calidad del espacio poroso del medio. Sin embargo, no es suficiente que el sustrato posea una elevada porosidad total, sino que es necesario que esta se encuentre convenientemente repartida entre poros de gran tamaño o macro poros, que se hallan ocupados por aire, y poros de menor tamaño o micro poros que alojan agua en su interior (Calderón, s.f.).
A igual que en pleno suelo, los poros en un sustrato están determinados por la irregularidad en la forma de sus partículas primarias y agregados, implicando una alta heterogeneidad en el tamaño, forma y dirección de los mismos (Calderón, s.f.).
En general, el sustrato deberá tener una porosidad total de por lo menos 70% (en base a volumen). Más importante aún es conocer como la porosidad total está repartida entre aquel espacio ocupado por agua y aire (Iskander, 2002).
2.4.4 Elementos minerales.
Con excepción del oxígeno y el carbono. Las plantas obtienen todos sus elementos minerales esenciales del medio de crecimiento. Los elementos minerales son liberados a la solución del sustrato y absorbidos por las raíces (Alvarado y Solano, 2002).
Un sustrato de fertilidad inicial baja es preferible para la producción de cultivos en recipientes, porque simplifica el manejo de la fertilización. Es más fácil agregar los elementos minerales requeridos, en las cantidades apropiadas, que su remoción cuando se presentan en cantidades excesivas en el medio (Alvarado y Solano, 2002).
10 2.5. pH.
Es la medida de la concentración de acidez o alcalinidad presente en la solución del sustrato que controla la disponibilidad de todos los nutrientes (Alvarado y Solano, 2002).
Aunque no influye directamente en el crecimiento de las plantas, tiene varios efectos indirectos, como la disponibilidad de ciertos nutrientes y la actividad de la flora microbiana benéfica (Messerer, 1998).
El pH de la solución del sustrato depende de la especie a cultivar y es importante porque determina la disponibilidad de nutrientes para la planta (Alvarado y Solano, 2002). Una gama de pH de 5.5 a 7.0 es la mejor para el desarrollo de la mayoría de las plantas (Messerer, 1998).
2.6 Sustratos utilizados en semilleros.
2.6.1 Turba.
En México, actualmente se usa, como materia prima principal para la elaboración de sustratos, la turba y la tierra de monte (García et al., 2001).
El termino turba (Peat) se refiere a varios materiales que son similares en origen pero muy distintos en su composición botánica y en sus propiedades físicas y químicas. La turba se forma por la acumulación de materiales específicos de plantas en lugares mal drenados (Alvarado y Solano, 2002).
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La turba consiste en vegetación acuática, pantanosa o de ciénaga parcialmente descompuesta. La composición de los diferentes depósitos de turba varía mucho, dependiendo de la vegetación original, estado de descomposición, contenido mineral y grado de acidificación (Alvarado y Solano, 2002).
El tipo de material vegetal y su grado de descomposición determina en gran medida el valor de la turba para el uso en medios de cultivo (Alvarado y Solano, 2002).
Existen tres tipos:
Sphagnum o turba tibia es la forma menos descompuesta; proporciona excelentes propiedades de aireación y agua al sustrato. Tiene bajo pH y poco nitrógeno (Linares et al., 2004).
Turba de cañota: es muy variable en su estado de descomposición y de acidez (Linares et al., 2004).
Turba negra: es un material muy descompuesto, negro o castaño oscuro, con baja capacidad de retención del agua y contenido de nitrógeno de medio a alto (Linares et al., 2004).
2.6.2 Sustrato Sun shine 3.
La mezcla de Sun shine 3 se formula utilizando musgo Sphagnum de la región de Manitoba en el Canadá. Es baja en sales solubles, fácil de mezclar con otros componentes cuando húmeda, uniforme en calidad dentro de una marca y de larga duración en un sustrato. El drenaje y la aireación son muy mejorados. El
12 aspecto más importante es que no ocurren cambios biológicos o químicos, en el medio de cultivo, preparado con esta turba después de la pasteurización. Tiene la mayor capacidad de retención de humedad que cualquier otro tipo de materia orgánica y mantiene esta propiedad cuando se remoja después de secado al aire.
La vermiculita usada es de grado fino-especialmente seleccionada la cual se combina con el musgo para mejorar la retención del agua y además auxiliar en la aireación y el drenaje.
A la mezcla se le agrega carbonatos para ajustar pH en el rango de 5.9 a 6.2
2.6.3 Sustrato de corteza de pino.
El proceso de elaboración consiste en la molienda de la corteza de pino a través de cuchillas pudiendo obtener de esta forma diferentes tamaños de partículas (http://www.viarural.com.ar/viarural.com.ar/insumosagropecuarios/agricolas/agroqu imicos/huagro/sustratos.htm)
Al material obtenido se le incorpora gallinaza con el fin de activar los microorganismos que actúan en el proceso de descomposición de la corteza, una vez molido y agregada el estiércol se traslada el material resultante a las pilas de compostación donde permanecerá durante un período aproximado de 2 meses, de acuerdo a la temperatura ambiente hasta lograr su estabilidad definitiva (http://www.viarural.com.ar/viarural.com.ar/insumosagropecuarios/agricolas/agroqu imicos/huagro/sustratos.htm).
Durante la compostación se va controlando temperatura, humedad y relación C/N hasta lograr la estabilidad del sustrato (http://www.viarural.com.ar/viarural.com.ar /insumosagropecuarios/agricolas/agroquimicos/huagro/sustratos.htm).
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Una de sus principales características es su baja reducción de volumen con el transcurso del tiempo. No obstante, su capacidad para retener humedad puede ser relativamente baja, que puede corregirse mezclándola con otros materiales, como turba (García et al., 2001).
2.7 Abono orgánico fermentado (bocashi).
El objetivo principal del bocashi es
incorporar al suelo materia orgánica, y
nutrientes esenciales como: nitrógeno, fósforo, potasio, calcio, magnesio, hierro, manganeso, zinc, cobre y boro.; los cuales mejoran las condiciones físicas y químicas del suelo (Ramírez y Restrepo, sf.).
El Bocashi, es un término japonés que significa abono orgánico fermentado, que se logra siguiendo un proceso de fermentación acelerada, con la ayuda de microorganismos benéficos, que pueden tomar la materia orgánica del suelo y hacerla entrar en el mundo vivo, gracias a la energía química de la tierra (Ramírez y Restrepo, sf.).
La elaboración del abono tipo Bocashi se basa en procesos de descomposición aeróbica de los residuos orgánicos y temperaturas controladas orgánicos a través de poblaciones de microorganismos existentes en los propios residuos, que en condiciones favorables producen un material parcialmente estable de lenta descomposición (Shintani et al., 2000).
En el proceso de elaboración del Bocashi hay dos etapas bien definidas:
La primera etapa es la fermentación de los componentes del abono cuando la temperatura puede alcanzar hasta 70-75 °C por el incremento de la actividad
14 microbiana. Posteriormente, la temperatura del abono empieza a bajar por agotamiento o disminución de la fuente energética. La segunda etapa es el momento cuando el abono pasa a un proceso de estabilización y solamente sobresalen los materiales que presentan mayor dificultad para degradarse a corto plazo para luego llegar a su estado ideal para su inmediata utilización (http://colprocah.com/docsPDF/Secciones/ProduccionAbonoOrg.pdf).
El proceso de fermentación dura entre 7-30 días, dependiendo de los materiales que se utilicen y de la temperatura ambiente (Shintani et al., 2000).
La composición del Bocashi puede variar considerablemente y se ajunta a las condiciones y materiales existentes en la comunidad o que cada productor dispone, es decir, no existe una receta o fórmula fija para su elaboración (Shintani et al., 2000).
Entre los ingredientes que pueden formar parte de la composición del abono orgánico fermentado están los siguientes:
Paja de trigo, tierra, estiércol, bran (salvado), azufre, roca fosfórica, harina de hueso, cal agrícola o ceniza de madera, carbón molido, levadura, melaza o miel de purga y ácido acético. Algunos de estos ingredientes podrán ser sustituidos por otros ingredientes o, si no se encuentran pueden ser eliminados (Shintani et al., 2000).
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2.8 Plántulas de estudio.
2.8.1 Brócoli (Brassica oleracea).
2.8.1.1 Origen
Su origen parece ser que esta ubicado en el Mediterráneo oriental en el próximo oriente (Asia menor, Libia, Siria, etc.) (Maroto, 1989).
Pertenece a la Familia Crucíferaae (Maroto, 1989). La palabra brócoli viene del italiano brocco, que significa rama de brazo. Brócoli es una palabra plural, y se refiere a los numerosos brotes en la forma de Brassica oleracea. (http://www.sica .gov.ec/ agronegocios/productos%20para%20invertir/hortalizas/brocoli/corpei.pdf)
2.8.1.2 Descripción botánica
El brócoli es una planta formada por tallos carnosos y gruesos que emergen de axilas foliares formando inflorescencias, generalmente una central de mayor tamaño y otras laterales. Presenta un tamaño mayor a la coliflor y el repollo debido a que el pecíolo se desarrolla más en el brócoli que en las otras hortalizas mencionadas (http://www.sica.gov.ec/agronegocios/productos%20para%20invertir/hortalizas/bro coli/corpei.pdf)
Posee una raíz pivotante de la que parte una cabellera ramificada y superficial de raíces (Maroto, 1989).
16 Las hojas presentan un limbo hendido que en la base de la hoja puede dejar a ambos lados del nervio central (muy pronunciado) pequeños fragmentos de limbo foliar a modo de foliolos. Las hojas suelen ser pecioladas y erectas (Maroto, 1989).
Las masas de inflorescencias son de color verdoso, grisáceo o morado. De pellas abiertas, y los granos de los manojos son fisiológica y morfológicamente estadios preflorales mas avanzados que la coliflor (Maroto, 1989).
2.8.1.3 Requerimientos Edafoclimáticos.
Las temperaturas óptimas para la mayoría de los tipos de brócoli cultivados oscilan entre 20 y 24°C antes de emergencia y entre 15 y 18°C posteriormente (Pollak, 2003), La calidad de la inflorescencia es mejor cuando la madurez ocurre en una temperatura promedio mensual de 15°C aproximadamente (Oleas, 1992).
Si bien el brócoli puede iniciar el desarrollo de sus primordios florales con temperaturas relativamente altas, cuando estas ocurren aumentan los desordenes fisiológicos y la susceptibilidad a enfermedades. (Pollak, 2003). Si la temperatura es mayor a los rangos óptimos, el proceso de maduración se retrasa produciendo cabezas disparejas, menos compactas y descoloridas; incluso el sabor es más fuerte que el brócoli de maduración normal. Dependiendo de su estado de desarrollo, el cultivo presenta una ligera tolerancia a las heladas. El daño puede ser mínimo si las inflorescencias están ya formadas, de lo contrario se producen manchas de color marrón que señalan el deterioro del cultivo (Oleas, 1992). Su temperatura mínima de crecimiento para la especie se encuentra en los 5°C, y en sus primeras etapas soporta heladas de hasta –2 C° (Pollak, 2003), si la temperatura se mantiene en –6°C durante más de ocho horas, causa la muerte del cultivo (Oleas, 1992).
17 La precipitación anual debe fluctuar entre 800 - 1,200 mm. A una altitud entre 2,600-3,000 metros sobre el nivel del mar (Oleas, 1992).
La humedad relativa no puede ser menor al 70%, un 80% se considera como condición ideal (Oleas, 1992). Las hortalizas en general presentan la conveniencia de adaptarse y crecer en distintos tipos de suelo; sin embargo, los niveles de desarrollo son mejores si el suelo presenta condiciones óptimas para cada variedad (Oleas, 1992). En el caso del brócoli el suelo debe ser profundo, de textura media franca o franca–arcillosa (Pollak, 2003), con una estructura friable, de fácil drenaje pero con capacidad para retener nutrientes. Es importante que exista un alto porcentaje de materia orgánica para evitar problemas en el desarrollo radicular de las plantas y en la compactación de los suelos; estos problemas causan mala aireación y rendimientos bajos (Oleas, 1992).
El brócoli requiere para su crecimiento y desarrollo pH de suelo entre 6.8 y 7.5, ya que valores menores aumentan las carencias de molibdeno y valores mayores aumentan las carencias en oligo-elementos, especialmente manganeso y boro (Pollak, 2003). En suelo adecuado, el pH del brócoli fresco debe estar entre 6 - 6.8 pH al momento de cosecha (Oleas, 1992).
Como la mayoría de hortalizas, el brócoli necesita altos niveles de abastecimiento regular de agua, especialmente en las primeras fases de desarrollo. La calidad adecuada de agua debe presentar suficiente aireación, una temperatura similar a la del medio ambiente y una baja concentración de sales, que a su vez contengan porcentajes bajos de cloruros y sulfatos (Oleas, 1992).
Al ser el brócoli una hortaliza de trasplante, la semilla se coloca en semilleros o en pilones hasta que germine. Estos
deben facilitar condiciones de humedad,
temperatura, suelo y luminosidad adecuadas y controlables, por lo que se ubican dentro de invernaderos (Oleas, 1992).
18 Dependiendo de las condiciones mencionadas, las semillas germinan entre los 6 a 10 días con la aparición un par de hojas. Las plantas desarrollan sus hojas y tallos hasta la fase óptima de transplante; esto es cuando miden 12-15 cm. de altura con 3 a 5 pares de hojas (Oleas, 1992; Pollak, 2003). En esta etapa la semilla germinada se denomina plántula que identifica el estado de crecimiento de la planta, cuando está lista para ser transplantada: 5 a 6 semanas después de la siembra de la semilla. La convención hasta hace pocos años era transplantar solamente la plántula, pero últimamente se la transplanta junto con el sustrato de su cubículo. La etapa de transplante es crucial en el desarrollo del cultivo porque las plantas son proclives a sufrir cambios fisiológicos y stress (Oleas, 1992).
2.8.2 Lechuga (Lactuca sativa, L).
2.8.2.1 Origen
La lechuga es originaria de Asia, probablemente procede de Asia menor.
La
lechuga desciende de la especie silvestre Lactuca scariola L., clasificada como maleza difundida ampliamente en el centro y sur de Europa. Se cultiva casi en todo el mundo en climas fríos como planta medicinal o verdura. (Malca et al., 2001)
2.8.2.2 Clasificación taxonómica
Se encuentra dentro del reino Plantae en la división Spermatophyta, clase Dicoltyledoneae. Es una planta anual perteneciente a la familia Asteraceae (Compositae), cuyo nombre científico es Lactuca sativa, L. (Moreno, 2005)
19 2.8.2.3 Descripción botánica
Posee un sistema radical poco desarrollado. (Añez y Pino, 1997). Presenta una raíz que es pivotante, corta y con ramificaciones. La mayor parte de las raíces laterales se desarrollan en la capa superficial del suelo (en los primeros 30 cm) (Moreno, 2005).
El tallo es muy corto, cilíndrico, comprimido y ramificado, en este se ubican las hojas muy próximas entre si que varían en tamaño, textura, forma y color según los cultivares (Moreno, 2005).
Sus hojas se disponen primeramente en roseta y después se aprietan unas junto a otras formando un cogollo más o menos consistente y apretado. Sus
hojas
pueden ser de forma redondeada, lanceolada o casi espatulada. La consistencia de las mismas puede ser correosa o blanduzca. El borde de los limbos foliares puede ser liso, ondulado o aserrado. Sus inflorescencias son capítulos florales amarillos dispuestos en racimos o corimbos y sus semillas son aquenios típicos, provistos de un vilano plumoso (Maroto, 1989).
Las semillas son largas (4-5 mm), su color generalmente es blanco crema. Aunque también las hay pardas y castañas; el fruto de la lechuga es aquenio, seco y oblongo (Malca et al., 2001).
2.8.2.4 Requerimientos Edafoclimáticos.
El manejo de los factores climáticos de forma conjunta es fundamental para el funcionamiento adecuado del cultivo, ya que todos se encuentran estrechamente relacionados y la actuación sobre uno de estos incide sobre el resto (Moreno, 2005).
20
La temperatura óptima de germinación de la lechuga es de 25 ºC (Maroto, 1989). Durante la fase de crecimiento del cultivo se requieren temperaturas entre 14-18ºC por el día y 5-8 ºC por la noche, pues la lechuga exige que haya diferencia de temperaturas entre el día y la noche. Durante el acogollado se requieren temperaturas en torno a los 12 ºC por el día y 3-5 ºC por la noche (http://www.infoagro.com/hortalizas/lechuga.htm)
Este cultivo soporta peor las temperaturas elevadas que las bajas, ya que como temperatura máxima puede soportar hasta los 30 ºC y como mínima temperaturas de hasta -6 ºC (http://www.infoagro.com/hortalizas/lechuga.htm).
El sistema radicular de la lechuga es muy reducido en comparación con la parte aérea, por lo que es muy sensible a la falta de humedad y soporta mal un periodo de sequía, aunque éste sea muy breve (Moreno, 2005).
La humedad relativa conveniente para la lechuga es del 60 al 80%, aunque en determinados momentos agradece menos del 60% (Moreno, 2005).
Los suelos preferidos por la lechuga son los ligeros, arenoso-limosos, con buen drenaje, situando el pH óptimo entre 6,8 y 7,4 (Maroto, 1989).
2.8.2.5 Siembra
La multiplicación de la lechuga suele hacerse con planta en cepellón obtenida en semillero, aunque también puede hacerse por siembra directa (López, 1994). Una vez transcurridos 30-40 días después de la siembra, la lechuga será plantada cuando tenga 4-6 hojas verdaderas (Malca et al., 2001) y una altura de 8 cm, desde el cuello del tallo hasta las puntas de las hojas (http://www.infoagro.com /hortalizas /lechuga.htm).
21
CAPITULO III
MATERIALES Y METODOS
3.1 Invernadero
Este trabajo se llevo a cabo en el invernadero del Instituto Tecnológico de Sonora, campus Nainari.
3.2 Establecimiento del experimento.
Se sembraron, en dos diferentes sustratos orgánicos (Sun shine 3 y sustrato de corteza de pino) con 10 repeticiones de cada uno, dos hortalizas, el día 18 de enero del 2006 fue sembrado el brócoli y el día 10 de febrero del 2006 la lechuga. Para el experimento se dejo una planta por vaso y se eliminaron las otras. Los riegos se llevaron a cabo cada tercer día a partir del día de la siembra.
Los análisis estadísticos se efectuaron con la ayuda del programa estadístico Nuevo León 1994.
22
3.3 Variables Evaluadas
3.3.1 Altura de la planta
Las plántulas se midieron con una regla graduada en milímetros a partir del noveno día de emergencia cada tercer día. Los resultados se graficaron en base al aumento de longitud por día (Gutiérrez et al., 2005).
3.3.2 Clorofila total
La determinación de clorofila se llevó a cabo con un medidor de clorofila SPAD502 de Minolta (Fig. 1).
Los valores SPAD se basan en el principio de que parte de la luz que llega a la hoja es absorbida por la clorofila y el resto que se refleja entra en contacto con la celda detectora del SPAD-502 y es convertida en una señal eléctrica. La cantidad de luz captada por la celda es inversamente proporcional a la cantidad de luz utilizada por la clorofila, la señal es procesada, y la absorbancia es cuantificada en valores dimensionales que van de 0 a 199, por lo que las unidades SPAD serán siempre las mismas de acuerdo con el tono verde de las hojas (Rodríguez et al., 1998).
23
Figura 1. Medidor de Clorofila SPAD-502
3.3.3 Área foliar
La determinación de área foliar se llevo a cabo con un integrador de área foliar ADC bioscientific ltd (Fig. 2).
Figura 2. Integrador de Área foliar
3.3.4 Longitud de raíz
Se tomo la raíz ya cortada por el extremo donde se unía al tallo, previamente lavada, y con una regla graduada en milímetros, se midió la longitud de esta (Gutiérrez et al., 2005).
24 3.3.5 Peso seco raíz
Se introdujo la raíz en bolsas de papel y se colocaron, previamente etiquetadas con cultivo y repetición, en el horno a una temperatura de 65-70 °C durante 48 hrs o hasta peso constante (Fig. 3). Se peso en balanza analítica.
3.3.6 Peso seco parte aérea
Se tomo la parte aérea de la plata que consiste en tallos y hojas y se coloco en bolsas de papel identificándolas por repetición y cultivo sometiéndose a temperaturas de 65-70 °C durante 48 hrs. en el horno (Fig. 3). Se peso en una balanza analítica.
Figura 3. Horno con muestras de parte aérea y raíz
3.3.7 Peso volumétrico de raíz
Se introdujeron las raíces cortadas y debidamente lavadas de los cultivos a una probeta de 50 ml y se midió la cantidad de ml desplazados por la raíz (Fig. 4).
25
Figura 4. Probeta de 50ml con raíz de brócoli
3.4 caracterización de sustratos
En esta parte del trabajo se utilizo el sustrato corteza de pino y el abono fermentado bocashi.
3.4.1 Secado de la muestra
Para poder realizar los análisis fisicoquímicos se tiene que llevar a cabo un proceso de secado. Para eso se tomo la muestra y se extendió sobre una charola de plástico, dejándola secar a la sombra por 24 horas. Después de secada la muestra, se sometió a un tamizado con malla No. 20. Ya realizado esto, se colocaron las muestras en bolsas con sellado “Ziploc”, y se etiquetaron y están listas para los análisis posteriores.
3.4.2 pH
Se colocaron 10 g de muestra de suelo en un vaso de precipitado de 100 ml, se le adicionaron 20 ml de agua destilada. Se agito la suspensión suelo-agua con un
26 agitador magnético durante 30 minutos. Se dejo reposar durante 5 minutos y se procedió a hacer la lectura.
Se Introdujo el electrodo en la suspensión procurando que el electrodo no tocara el fondo de la muestra de suelo, y se espero a que la lectura se estabilizara y para hacer la medición de pH.
3.4.3 Pasta saturada para obtener el extracto de saturación
De la muestra ya tamizada se pesaron 100 g y se colocaron en un vaso de precipitado de 600 ml aproximadamente de capacidad. Se empezó a adicionar agua destilada, tomando lectura de la cantidad de agua añadida, y se mezclo con una espátula hasta que al voltear el recipiente la pasta permaneciera en el (tipo blis) y que además esta se deslizara sobre la espátula.
Esta pasta se filtro a vacío colocando un embudo bushner con un papel filtro Wathman No. 1 en un matraz Kitazato de 1000 ml. El filtrado fue recuperado en un tubo de ensayo que se coloco en el extremo del embudo bushner.
El extracto fue refrigerado en un recipiente de plástico cerrado para preservarlo para futuros análisis.
3.4.4 Determinación nitrógeno
Del extracto obtenido se tomaron alícuotas de 0.1 ml de bocashi y 0.5 ml de corteza de pino. Se colocaron en matraces de 25 ml de agua destilada, se le añadieron tres gotas de reactivo estabilizador mineral, tres gotas de alcohol
27 polivinilico y 1 ml de reactivo Nessler. Se mezclo y se lleno la celda con esta solución para su lectura en el espectrofotómetro Odyssey modelo DR 2500 a 425 nm (Fig. 2).
3.4.5 Determinación Calcio y Magnesio.
Se tomaron alícuotas de 0.1 y 0.5 ml de los extractos obtenidos de bocashi y corteza de pino respectivamente. Se colocaron en matraces de 25 ml aforados con agua destilada. Se llenaron las celdas con esta solución y se le agrego EDTA ácida se leyó en espectrofotómetro Odyssey modelo DR 2500 a 425nm.
Con la misma muestra se leyó calcio y magnesio, seleccionando el análisis en el menú del espectrofotómetro (Fig. 5).
Figura 5. Espectrofotómetro Odyssey modelo DR 2500
28
CAPITULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos en este experimento se dividen en la respuesta de desarrollo mostrado por las plántulas al crecer en los sustratos Sun shine 3 y corteza de pino; y en los análisis de las propiedades químicas de los sustratos bocashi y corteza de pino.
4.1 Efecto de los sustratos en el desarrollo de las plántulas de brócoli
4.1.1 Altura de la planta
La emergencia de las plántulas de brócoli se dio al 7mo día de siembra en ambos sustratos, las mediciones se llevaron a cabo en periodo tardío, lo que condujo a una diferencia muy marcada en el tamaño inicial de las plántulas (Fig. 6).
29
crecimiento (cm)
crecimiento brocoli 20 18 16 14 12 10 8 6 4 2 0
corteza sun shine
25
28
31
34
37
41
45
tiempo (dds)
Figura 6. Efecto de los sustratos Sun shine 3 y corteza de pino, en el crecimiento del brócoli. (dds: días después de la siembra)
Aun así, la altura optima para transplante de brócoli se alcanzó en un periodo menor a lo reportado por Oleas, (1992), que comprende de 12-15 cm de altura con 3-5 hojas verdaderas en un periodo de 5 a 6 semanas después de la siembra, en el sustrato de corteza de pino.
Peñuelas (2004), al trabajar con brócoli reportó una altura de 13 cm, utilizando como sustrato Sun shine 3, estos resultados no se pudieron corroborar en este trabajo, ya que las plántulas sembradas en este sustrato nunca alcanzaron la altura optima de transplante.
Sin embargo sirve para
ratificar los óptimos
resultados que se obtuvieron al utilizar corteza de pino como sustrato en esta hortaliza (Fig. 7).
30
Figura 7. Plántulas de Brócoli en: a) Sun shine 3; b) corteza de pino
Tabla 1. Comparación de medias del crecimiento de plántulas de brócoli en sustratos de corteza de pino y Sun shine 3. Sustrato
Altura (cm) 7.23 b 17.39a
Sun shine 3 Corteza de pino
**Medias con igual letra dentro de la misma columna son estadísticamente iguales. Con un nivel de significancia 0.05
4.1.2 Clorofila total
Los valores encontrados en esta variable durante el experimento resultaron ser estadísticamente diferentes donde, el sustrato de corteza de pino resulto en promedio con un 34.23% superior al Sun shine 3. En la figura 8 se observa que en todas las mediciones realizadas, las plántulas en corteza de pino presentan la mayor cantidad de clorofila total, siendo el 5 de marzo donde se presento el valor mas alto de 43.24 en contraste con 27.92 mostrado por Sun shine 3 en la misma fecha.
31 Peñuelas (2004), reporta cantidades de clorofila semejantes en plántulas de brócoli que fueron sometidas a
diferentes tratamientos de
Azotobacter
chroococcum, este microorganismo secreta sustancias activas que estimulan la fotosíntesis y reducen transpiración, lo que permite el almacenamiento de fotosintatos.
Figura 8. Clorofila presente en plántulas de brócoli sembradas en diferentes sustratos.
4.1.3 Área foliar
Esta variable presento diferencia estadísticamente significativa; el mejor resultado fue obtenido por el sustrato corteza de pino ya que se reporta con un área foliar de 5005.2 mm2, lo que corresponde a un 507.7 % mayor a lo presentado en el sustrato Sun shine 3 (Tabla 2).
32 Al observar la figura 7 se puede confirmar los resultados de esta variable, donde el numero de hojas es de 4 en corteza de pino y 2 hojas verdaderas pequeñas en Sun shine 3, el tamaño de estas es mayor en el primer sustrato por lo tanto presentaron un área foliar superior.
Los cultivos eficientes tienden a invertir la mayor parte de su crecimiento temprano en expandir su área foliar, lo que resulta en un mejor aprovechamiento de la radiación solar (Paytas, 2005).
Tabla 2. Efecto de la respuesta del tipo de sustrato, en algunos parámetros de crecimiento en plantas de brócoli (Brassica oleracea). Área foliar
l.r
p.s.r
p.s.p.a
p.v.r
(mm )
(cm)
(g)
(g)
(ml)
Sun shine
823.5 b
8.15a
0.0045b
0.015b
0.55a
Corteza de pino
5005.2a
6.25a
0.0205a
0.19a
0.6a
2
l.r: longitud de raíz; p.s.r: peso seco de raíz; p.s.p.a: peso seco parte aérea; p.v.r: peso volumétrico de raíz; **Medias con igual letra dentro de la misma columna son estadísticamente iguales. Con un nivel de significancia 0.05
4.1.4 Longitud de raíz
No se detectaron diferencias estadísticamente significativas en el análisis de esta variable. Sin embargo el valor superior obtenido lo presentaron las plántulas sembradas en el sustrato Sun shine 3 (Tabla 2).
El contar con mayores longitudes de raíces en los cultivos, les da mayor oportunidad de explorar la superficie del suelo y subsuelo, en búsqueda de agua y
33 minerales, así como de compuestos orgánicos y demás relacionados con el desarrollo de ellos (Peñuelas, 2004). 4.1.5 Peso seco raíz
Esta variable presento diferencia estadísticamente significativa, donde la planta de brócoli presento un peso mayor al crecer en el sustrato de corteza de pino, lo que corresponde a un 455.5% superior al peso en el sustrato Sun shine 3 (Tabla 2).
García (2001), reportó que el peso seco de raíz en Spathiphyllum wallisii desarrollada en sustrato a base de corteza de pino y composta de jardinería se vio favorecida.
A pesar de que existe una diferencia significativa entre los pesos secos de raíz entre los sustratos, ambos valores son inferiores a los presentados por plántulas de brócoli sometidas a diferentes tratamientos de Azotobacter chroococcum, en el trabajo de Peñuelas (2004), donde el testigo presento un peso de 0.28 g.
4.1.6 Peso seco parte aérea
Esta variable mostró diferencia significativa con un 95 % de confianza donde la planta de brócoli se vio favorecida al desarrollarse en el sustrato de corteza de pino con un 1166.6% superior (Tabla 2).
A pesar de que existe una diferencia significativa entre los pesos secos de parte aérea entre los sustratos, ambos valores son inferiores a los presentados por plántulas de brócoli sometidas a diferentes tratamientos de Azotobacter
34 chroococcum, en el trabajo de Peñuelas en el 2004, donde el testigo presento un peso de 0.5 g.
4.1.7 Peso volumétrico de raíz
En esta variable no se presento diferencia significativa entre ambos sustratos, sin embargo el mayor volumen lo presentaron las plántulas desarrolladas en corteza de pino (Tabla 2).
Es de suponer que el resultado de peso volumétrico de raíz esta dado por su peso y su crecimiento longitudinal. El contar con mayores longitudes de raíz da por consecuencia mayores pesos volumétricos y secos (Peñuelas, 2004). Arvizu (1993) señala una correlación entre estas variables en plántulas de tomate y chile. Este es el comportamiento que se esperaba en este trabajo, pero solo se presento entre los pesos secos de las plántulas.
4.2 Efecto de los sustratos en variables de crecimiento en lechuga (Lactuca sativa, L).
4.2.1 Altura de la planta
Las plántulas de lechuga emergieron a los 4 días después de la siembra, y se iniciaron las mediciones a los ochos días de emergidas. Estas plantas alcanzaron la altura de transplante
(8 cm) y, aunque cuentan con el numero de hojas
verdaderas requeridas, aun son algo pequeñas, según Malca et al. (2001), la planta esta lista para el transplante entre 30-40 días después de la siembra. Estas plántulas contaban con 32 días después de la siembra.
35
En lechuga, el crecimiento en ambos sustratos mostró un comportamiento similar como se muestra en la figura 9 aunque el mayor crecimiento lo obtuvieron en el sustrato Sun shine 3 (Figura 10). Sin embargo no mostró diferencia significativa (Tabla 3).
Figura 9. Plántulas de lechuga en: a) Sun shine 3; b) corteza de pino
crecimiento lechuga
crecimiento (cm)
14 12 10 8
sun shine
6
corteza de pino
4 2 0 12
16
20
24
28
32
tiempo (dds)
Figura 10. Crecimiento de lechuga en dos sustratos diferentes (dds: días después de la siembra)
36 Tabla 3. Comparación de medias del crecimiento de plántulas de lechuga en sustratos de corteza de pino y Sun shine 3 Sustrato
Altura cm 11.68 a 10.45 a
Sun shine Corteza de pino
**Medias con igual letra dentro de la misma columna son estadísticamente iguales. Con un nivel de significancia 0.05
4.2.2 Clorofila total
Los valores encontrados en esta variable durante el experimento no resultaron ser estadísticamente significativos para los sustratos evaluados en este estudio. Se observa un comportamiento similar para cada uno de ellos (Figura 11).
Aunque no hubo diferencia entre los sustratos, si se nota un incremento entre un 6-8 % que se mantiene en ambos. Lo cual refleja que si no se incrementa el contenido total de clorofila, al menos no disminuye conforme pasa el tiempo, sino que más bien se mantiene constante (Rentería, 1998; citado por Peñuelas, 2004)
Cabe señalar que los valores mas altos de clorofila presentados las obtuvimos en las plántulas sembradas en Sun shine 3 a excepción de la segunda medición.
37
Figura 11. Clorofila presente en plántulas de lechuga sembradas en diferentes sustratos.
4.2.3 Área foliar
Al llevar a cabo la comparación de medias en esta variable se aprecia una diferencia estadísticamente significativa entre las plántulas desarrolladas en el sustrato de corteza de pino y Sun shine 3, donde se presentó una mayor área foliar para las plántulas del sustrato de corteza de pino mostrando un 188.3% por encima del sustrato Sun shine 3 (Tabla 4).
La determinación del área foliar de las plantas tiene gran importancia en los estudios relacionados con su crecimiento y desarrollo, dado que en las hojas se sintetizan los carbohidratos que van a repartirse en los diferentes órganos. La capacidad de fotosíntesis de las plantas esta relacionada con la superficie foliar (Meza y Bautista, 1999).
38
Tabla 4. Efecto de la respuesta del tipo de sustrato, en algunos parámetros de crecimiento en plantas de Lechuga (Lactuca sativa, L). Area foliar
l.r
p.s.r
p.s.p.a
p.v.r
(mm2)
(cm)
(g)
(g)
(ml)
Sun shine
2299.66 b
4.3a
0.0017a
0.038a
0.31a
Corteza de pino
4331.7a
4.0a
0.0015a
0.021a
0.3a
l.r: longitud de raíz; p.s.r: peso seco de raíz; p.s.p.a: peso seco parte aérea; p.v.r: peso volumétrico de raíz; **Medias con igual letra dentro de la misma columna son estadísticamente iguales. Con un nivel de significancia 0.05
4.2.4 Longitud de raíz
La longitud de raíz presentada por las plántulas en estudio no mostraron diferencia significativa entre ambos sustratos (Tabla 4).
El sistema radicular de la lechuga es muy reducido en comparación con la parte aérea, por lo que es muy sensible a la falta de humedad y soporta mal un periodo de sequía (Moreno, 2004). Montes (1992), citado por Arvizu (1993), menciona que la raíz es superficial por lo que tiende a ramificar mas.
Sin embargo ambos son valores menores a lo reportado por Moreno en el 2004, y Arvizu (1993), donde en este ultimo reporta una longitud de 11.53 cm en el sustrato Sun shine 3.
39 4.2.5 Peso seco raíz
En esta variable no se detecto diferencia significativa entre las plantas de lechuga sembradas en los dos diferentes sustratos (Tabla 4).
Estos resultados no son los esperados ya que existen diferentes estudios donde sustratos a base de corteza de pino logran mejorar la calidad de la planta en las diversas variables evaluadas, como en el caso de García et al., en el 2001 el cual reporta que en dos plantas de follaje: teléfono (Epipremnum aureum) y cuna de moisés (Spathiphyllum wallisii’) se favorece el desarrollo de estas en sustrato de corteza de pino.
4.2.6 Peso seco parte aérea
No se detecto diferencia estadísticamente significativa en el análisis de esta variable (Tabla 4).
Los resultados obtenidos en este trabajo concuerdan con
Arvizu, 1993 el cual reporto un valor de .058 g en esta variable en plántulas de lechuga desarrolladas en Sun shine 3 y germinaza.
El mayor peso de alguna de las variables muestra que se tiene una parte de la planta bien desarrollada. En todos los casos en que dos partes de una planta dependan mutuamente para su desarrollo como lo es entre la raíz y la parte aérea, se debe esperar una asociación entre ellas (Arvizu, 1993; Díaz et al., 2001)
40 4.2.7 Peso volumétrico raíz
En la tabla 4
se observa que no
se detecto diferencia estadísticamente
significativa en el análisis de esta variable.
Arvizu, 1993 reporto un volumen de raíz en plántulas de lechuga de 0.26 ml en sustrato Sun shine 3; Díaz et al., 2001 reportaron 0.22 ml en la misma variable. Con estos resultados se confirma que al crecer las plantas de lechuga en el sustrato de corteza de pino, no favorece al desarrollo radical de la planta.
4.3 Caracterización de sustratos.
4.3.1 pH.
El pH presentado en bocashi (Tabla 5) resulto con un valor mayor a lo reportado por Arcila et al., (2002), donde lo exponen con un pH de 6.8, sin embargo hay que tomar en cuenta los materiales con los que se elaboraron en ambos trabajos, ya que el procedimiento de elaboración es el mismo, pero los materiales usados y sus cantidades varían dependiendo de la disponibilidad de estos.
El pH que presento el sustrato de corteza de pino no varia considerablemente con lo reportado por García et al., (2001), donde se evaluaron mezclas de corteza de pino con polvo de coco, arena, cascarilla de arroz composteada y composta jardinería las cuales presentaron un pH que fluctuó entre 6.3-7.2.
41 Tabla 5. Comparación de medias de las características químicas de sustratos pH
Nitrógeno
Calcio (ppm)
(ppm)
Magnesio (ppm)
Bocashi
8a
330 a
476.25a
238.125a
Corteza de pino
7.2 b
20.5 b
39 b
20.5 b
**Medias con igual letra dentro de la misma columna son estadísticamente iguales. Con un nivel de significancia 0.05
4.3.2 Concentración de Nitrógeno.
La concentración de nitrógeno presente en bocashi es superior al valor obtenido en corteza de pino, sin embargo, existen sustratos en literatura que presentan una concentración de 300 a 43,800 ppm en tezontle y peat-moss respectivamente (Villanueva et al., 1998). Por lo tanto bocashi no presenta realmente una concentración elevada de nitrógeno (Tabla 5).
Por la concentración presente en corteza de pino se puede considerar como pobre en este nutriente (Tabla 5). Hay que considerar que con lo que se esta relacionando son mezclas de este con diferentes materiales, sin embargo la diferencia entre estas mezclas es muy elevada, por ejemplo la mezcla con arena es la que se reportan con el porcentaje mas bajo que es de 0.5%, lo que equivale a 5000 ppm. (García et al., 2001).
4.3.3 Calcio y Magnesio.
Las concentraciones de calcio y magnesio resultaron con diferencia significativa siendo bocashi quien cuenta con una cantidad superior al de corteza de pino. (Tabla 5).
42 Estas concentraciones presentadas en corteza de pino no difieren mucho en lo reportado por García et al., (2001), donde se evaluó una mezcla de corteza de pino con polvo de coco la cual presento 40 ppm de Ca y 26 ppm de Mg mas es superior a la mezcla de arena donde reportan 25 y 9 ppm de Ca y Mg respectivamente.
Las concentraciones presentadas por bocashi sobrepasan a lo encontrado en bibliografía (García et al 2001; Villanueva et al., 1998); para un sustrato, mas el uso primordial del bocashi es como abono orgánico donde estas concentraciones se consideran bajas Arcila et. al., (2002).
43 CONCLUSIONES
De los sustratos evaluados en plántulas, corteza de pino fue el que mejor influencia tuvo en la plántula de brócoli, en la mayoría de las variables medidas.
La plántula de lechuga no tuvo un efecto benéfico al desarrollarse en el sustrato de corteza de pino ya que este fue semejante al presentado en el sustrato Sun shine 3.
La concentración de nutrientes presentes en bocashi esta dentro de lo normal para el desarrollo de plantas jóvenes de hortalizas.
La concentración de nutrientes presentes en corteza de pino esta dentro de lo normal para el desarrollo de plantas jóvenes de hortalizas.
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