ME-2012

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ESCUELA DE MEDICINA DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA

PRÁCTICAS DE LABORATORIO

[ FISIOLOGÍA HUMANA ] MEDICINA II ciclo 2016

DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA

Contenido PRESENTACIÓN ................................................................................................................................ 3 NORMAS DE TRABAJO EN EL LABORATORIO .......................................................................... 5 OBJETIVOS GENERALES DEL LABORATORIO .......................................................................... 8 PRÁCTICAS DE LABORATORIO .................................................................................................... 9 CONCEPTOS BÁSICOS DE BIOESTADÍSTICA ......................................................................... 9 ❶ OSMOSIS Y PERMEABILIDAD EN EL ERITROCITO ...................................................... 19 ❷ ELECTROMIOGRAFÍA ......................................................................................................... 29 PARTE 1: Reclutamiento de unidades motoras y fatiga en el músculo esquelético. .............................................. 31 PARTE 2: Reclutamiento de unidades motoras durante contracciones isométricas e isotónicas ........................... 39

❸ ELECTROCARDIOGRAFÍA .................................................................................................. 46 PARTE 1: Electrocardiograma en reposo. ............................................................................................................. 51 PARTE 2: Modificaciones electrocardiográficas por diferentes maniobras experimentales. ................................. 56

❹ RESPIROMETRÍA .................................................................................................................. 67 PARTE 1: Respirometría (registro con el respirómetro mecánico). ....................................................................... 70 PARTE 2: Respirometría (sistema BIOPAC®) ......................................................................................................... 75 PARTE 3: Espirometría (registro con el espirómetro de impedancia). ................................................................... 85

❺ PRESIÓN ARTERIAL Y FRECUENCIA CARDÍACA. ........................................................ 90 PARTE 1: Medición de la presión arterial y frecuencia cardiaca en reposo ........................................................... 96 PARTE 2: Modificación por las diferentes maniobras experimentales .................................................................. 99

❻ DIURESIS EN EL SER HUMANO ....................................................................................... 108 ❼ EFECTO DE DROGAS SOBRE MUSCULO LISO AISLADO .......................................... 117 ❽ MECANISMOS SENSORIALES Y AUDICIÓN ................................................................. 126 ❾ REFLEJOS EN EL SER HUMANO Y VISIÓN ................................................................... 140 ❿ ÍNDICE GLICÉMICO DE LOS ALIMENTOS .................................................................... 159 ⓫ METABOLISMO BASAL Y ENERGÉTICO ....................................................................... 168 PARTE 1: Determinación de la tasa metabólica utilizando el sistema de circuito cerrado (respirómetro mecánico) .......................................................................................................................................................................... 174 PARTE 2: Determinación de la tasa metabólica utilizando el sistema de circuito abierto (sistema de adquisición de datos BIOPAC) ................................................................................................................................................... 176 PARTE 3: Análisis del consumo de oxígeno ......................................................................................................... 183

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PRESENTACIÓN Este folleto de laboratorio es un resumen de las prácticas que se llevarán a cabo en este semestre por los estudiantes de los cursos del Departamento de Fisiología. En estas prácticas, que son las más tradicionales; se ha ido incluyendo el uso de las microcomputadoras en la captura y análisis de datos, no sólo en los roles tradicionales, sino haciendo posible la detección de variables que hasta ahora no se habían podido registrar en nuestros laboratorios. En el Departamento de Fisiología de la Universidad de Costa Rica, este desarrollo se ha realizado como tarea de nuestros profesores, de nuestros asistentes, y con la colaboración de varios grupos de estudiantes que se han prestado para llevar a cabo las pruebas preliminares de las nuevas prácticas. En el futuro, se tratará de dar un enfoque más moderno y más fisiológico a prácticas que, por el material con que se contaba, no toman en cuenta los modernos avances de la electrofisiología, la medición cuantitativa de parámetros que eran imposibles de medir hasta hace poco, y el análisis de los datos obtenidos que permiten los nuevos instrumentos unidos al uso de las computadoras. Pero es el esfuerzo continuo de todos: profesores, administrativos y estudiantes, lo que nos hará avanzar cada día más, poniendo mejores prácticas en manos de los estudiantes, para que ellos, al estar mejor preparados, tengan una mayor oportunidad en sus desempeños profesionales. Se debe agradecer a las autoridades universitarias que han apoyado nuestro trabajo de desarrollo y la adquisición de herramientas más modernas. Merecen también un gran reconocimiento los compañeros profesores, que con su incesante interés, que se traduce en valiosas observaciones y consejos, han hecho mejorar paulatina pero constantemente estas prácticas de laboratorio. Se espera seguir contando con esa invaluable ayuda. En todo caso, buscar nuevas y mejores formas de enseñar, de acuerdo con nuestros tiempos no puede ser una labor ajena al quehacer universitario, donde la imaginación y el conocimiento, deben trabajar de la mano para crear un futuro mejor.

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Misión El laboratorio tiene como misión brindarle un espacio al estudiante en el cual examinar experimentalmente algunos de los conceptos que ha visto en la teoría, y al mismo tiempo desarrollar algunas destrezas psicomotoras sobre técnicas que encontrará en el futuro. Debe aprender a trabajar con sujetos experimentales, seres humanos, animales y órganos aislados, a los que debe respetar y de los que debe aprender tanto como le sea posible, para justificar la inversión de tiempo, esfuerzo y sacrificio que involucra la realización de las prácticas de laboratorio.

Visión Es un espacio en el cual profesores, asistentes y estudiantes se desenvuelven con el fin de lograr un aprendizaje práctico, en un ambiente de respeto y reflexión con el fin de establecer las relaciones entre los datos que obtiene como resultado de su trabajo y los principios enunciados en la teoría. Este folleto es producto del trabajo de muchos profesores del departamento y fue revisado y editado por: Licda. Rocío Castro Arce, Dr. José Ernesto Sánchez Altamirano, Dra. Adriana Suárez Urhan, Dr. Pablo Álvarez Aguilar, M.Sc. Mariela Arias Hidalgo, M.Sc. Susana Quirós Cognuck, Bach. Rodolfo Obando, M.Sc. Gabriela Morales Scholz y M.Sc. Oscar Brenes.

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NORMAS DE TRABAJO EN EL LABORATORIO UNIVERSIDAD DE COSTA RICA FACULTAD DE MEDICINA ESCUELA DE MEDICINA

Departamento de Fisiología Carrera Acreditada por el SINAES

NORMAS DE TRABAJO EN EL LABORATORIO 1.

La asistencia a las prácticas se rige por lo establecido en el reglamento de la Escuela de Medicina. La asistencia es obligatoria. El máximo de ausencias permitidas es de un 10% y quien supere ese límite perderá el curso.

2.

Por razones de bioseguridad, no se permitirá la entrada al laboratorio a estudiantes sin gabacha, sin el material de trabajo o sin la protección necesaria para realizar esa práctica, ej.: anteojos de seguridad. Quien no utilice el material de protección no podrá permanecer en el laboratorio y quedará ausente de la práctica.

3.

El estudiante deberá conocer la práctica antes de cada sesión, para corroborar esto el profesor podrá hacer uso de los siguientes mecanismos: a) Llamadas orales al azar, antes o durante la sesión, con las cuales el estudiante probará su conocimiento. b) Examen corto previo a la práctica.

4.

El comportamiento del estudiante, además de lo estipulado en el Reglamento de Régimen Académico Estudiantil, deberá regirse por todo lo siguiente: a) Está prohibido fumar o ingerir cualquier tipo de bebidas o alimentos. b) Está prohibido utilizar el teléfono celular para hablar y/o enviar mensajes de texto. c) El uso de las computadoras es permitido solo cuando se utiliza para efectos de la práctica de laboratorio. No se permitirá su uso para accesar las redes sociales o información que no esté en estrecha relación con el trabajo de laboratorio que se está realizando. d) No se puede dar bromas, ni proceder en forma alguna que ponga en peligro la integridad física, emocional o moral de sus compañeros. e) El respecto a la persona o personas que sirvan como sujetos experimentales, se deberá garantizar que no se les somete a ningún trauma físico o moral. En el caso de aquellas pruebas de carácter invasivo, como la toma de una muestra de sangre, se tratará de reducir al mínimo las molestias que esto conlleve.

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f)

g)

h)

i)

j)

El uso y manejo de animales de experimentación cumplirá con las normas internacionales sobre el uso de animales de laboratorio y las normas contenidas en la Guía para el cuido y uso de animales de laboratorio. El uso y manejo de los equipos de laboratorio deberá hacerse bajo la supervisión de un instructor o asistente de laboratorio; pero el estudiante será en todo momento responsable de cualquier daño que causare al operarlo de manera inadecuada o descuidada. Los efectos personales del estudiante deberán ser colocados en la estantería que se encuentra a la entrada del laboratorio; excepto aquellos útiles que se van a emplear directamente en la práctica. Al concluir la práctica los estudiantes deberán recoger los útiles y materiales, devolver los préstamos de equipo y LAVARSE LAS MANOS, antes de salir del laboratorio. Cualquier estudiante que utilice en forma indebida el equipo de laboratorio, o que cause molestia o riesgo a sus compañeros o al personal del laboratorio, se le aplicará el Reglamento de Orden y Disciplina de los estudiantes de la Universidad de Costa Rica.

5.

Se harán varios grupos de trabajo, los cuales deberán: a) Distribuir el trabajo de la práctica entre los integrantes de manera que todos participen y desarrollen las habilidades psicomotoras. b) Responsabilizarse por el material y los equipos que se les suministre para realizar la práctica, el cual debe quedar limpio y acomodado al igual que la mesa. Los grupos deberán solicitar al asistente un paño o esponja, con el cual limpiar y recoger los regueros al finalizar la práctica. c) Reponer o pagar todo el material que quiebren o pierdan.

6.

En aquellos laboratorios en que el sujeto experimental sea un ser humano, se espera de los estudiantes la colaboración voluntaria; en el entendido de que no se les solicitará actividad alguna que pueda causar trastornos físicos, psíquicos o religiosos; a este último respecto, los casos especiales deberán ser notificados al profesor encargado del grupo al inicio del curso, o en el caso de enfermedad o lesión incapacitante, al inicio de cada laboratorio. De no haber notificación previa se asumirá que no existe impedimento alguno para realizar la práctica. Los estudiantes deberán además firmar una fórmula de consentimiento informado en la cual se hace constar que aceptan participar, que conocen la práctica y que tanto los instrumentos como los procedimientos usados han sido diseñados para producir un mínimo de riesgo y que las molestias si las hay, serán las mínimas. En el caso de que se haya excusado por razones de salud deberá presentar el certificado médico.

7.

Las prácticas están diseñadas de tal forma que al trabajar en forma ordenada, sin pérdida de tiempo, terminan a la hora señalada. Si algún grupo se atrasa no se dará tiempo extra en el laboratorio y tendrán sus resultados incompletos.

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8.

El estudiante debe aprovechar todas las oportunidades durante las sesiones de laboratorio para practicar y desarrollar sus destrezas psicomotoras con lo que alcanzará los objetivos respectivos. Por lo tanto, está prohibido que el estudiante se retire del laboratorio antes de que el profesor a cargo lo dé por terminado, o que utilice el tiempo del laboratorio para realizar actividades concernientes a otro curso.

9.

Durante el transcurso de la práctica se pasará una hoja de asistencia que el estudiante deberá firmar.

10.

En algunos cursos, al finalizar la práctica los estudiantes deberán entregar a su tutor las hojas de recolección de datos debidamente llenas.

11.

Los estudiantes deben de traer al laboratorio: goma, tijeras, papel milimétrico, regla, transportador, hojas blancas, engrapadora. Estos útiles NO se prestarán en el laboratorio.

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OBJETIVOS GENERALES DEL LABORATORIO 1. Observar, registrar y analizar fenómenos cuantitativos y cualitativos, y expresar los resultados en forma de cuadros y gráficos. 2. Colaborar en grupos para obtener un resultado. 3. Correlacionar la teoría con la práctica mediante un adecuado análisis e interpretación de los resultados obtenidos. 4. Adquirir destrezas psicomotoras en técnicas como toma de la frecuencia cardiaca por medio del pulso, la presión arterial, la utilización de los instrumentos mecánicos y electrónicos de uso corriente en el laboratorio. 5. Aprender el trato serio y respetuoso de los pacientes (sus compañeros), y la manipulación de los aparatos. 6. Explicar los datos obtenidos de acuerdo con el método científico, usando como criterios los principios teóricos a los que se refiere cada una de las prácticas, analizando las variables que entran en juego en cada uno de los pasos de los experimentos. 7. Aprender a recoger, manipular y presentar los datos y las conclusiones de su trabajo en el laboratorio como si de un trabajo científico se tratara.

He leído cuidadosamente las normas y los objetivos generales del laboratorio y estoy de acuerdo con las condiciones estipuladas para mi participación, en fe de lo cual firmo el día ____________________

Nombre

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Carné

Firma

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PRÁCTICAS DE LABORATORIO CONCEPTOS BÁSICOS DE BIOESTADÍSTICA OBJETIVOS: 1. Familiarizarse con conceptos básicos de estadística descriptiva. 2. Desarrollar la capacidad de reconocer los tipos de datos generados en las ciencias biomédicas, como tabularlos, analizarlos y la forma más adecuada de presentarlos. 3. Familiarizarse con los diferentes tipos de gráficos y sus partes, así como la correcta selección de cada tipo de gráfico de acuerdo a los datos obtenidos.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · ·

Estadística descriptiva e inferencial. Variables cuantitativas y cualitativas. Distribuciones de frecuencia y porcentajes. Medidas de tendencia central (promedio, mediana y moda). Medidas de dispersión (desviación estándar y error estándar).

INTRODUCCION: La bioestadística es la rama de la estadística cuyas herramientas son utilizadas en el análisis de datos derivados de las ciencias biológicas y médicas. En general, los objetivos de la estadística son: 1) la organización, caracterización y descripción de conjuntos de datos y 2) la toma de decisiones, conclusiones y predicciones respecto a grandes volúmenes de datos a partir de pequeñas muestras de ellos. Los métodos que permiten cumplir el primer objetivo los agrupamos en la definición de Estadística Descriptiva y el segundo objetivo se logra mediante herramientas de lo que se conoce como Estadística Inferencial. Durante las diferentes sesiones de laboratorio que desarrollarán como estudiantes de los cursos de fisiología ustedes se enfrentarán a la recolección y análisis de datos experimentales de diferente naturaleza, por lo que el objetivo principal de esta sección es demostrarles cómo reconocer, describir, resumir y comunicar datos derivados de las práctica experimental biomédica, valiéndose primordialmente de las herramientas de la Estadística Descriptiva.

I.

Reconocimiento de variables y tipos de datos

Los datos son la materia prima de la estadística y comprenden números obtenidos a través de la medición o el conteo de una variable elegida. La variable es aquello que vamos a analizar en el estudio que estemos desarrollando. Algunas variables comunes en las ciencias biomédicas son: la presión arterial, la frecuencia cardiaca, el peso, la edad, entre otros.

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Los datos a analizar provienen de una población (de tamaño “N”) que es la colección total de datos existentes en un momento particular y puede ser finita o infinita. Ya que normalmente no se puede tener acceso a los datos totales de una población, se trabaja con muestras (de tamaño “n”), que pueden definirse como una parte de una población. Por ejemplo, suponga que usted desea reportar la glicemia en ayuno de estudiantes de 20-30 años, donde el “N” es desconocido, entonces se empleará una pequeña muestra “n” de la población total, sus compañeros de clase serán la muestra, la cual puede o no ser representativa de la población total. Las variables seleccionadas para su análisis pueden clasificarse en dos grandes grupos: las variables cuantitativas y las cualitativas. ● Variables cuantitativas: Estas variables contienen información respecto a cantidad y pueden ser medidas, como por ejemplo: la edad, la frecuencia cardiaca o la fuerza muscular. Estas variables proveen de un valor numérico y presentan además una unidad de medida asociada que debe ser siempre reportada junto al número medido. Por ejemplo: edad = 20 años, frecuencia cardiaca = 70 lat/min, fuerza muscular = 30 kg. Las variables cuantitativas suelen ser de naturaleza continua, lo que quiere decir que existe la posibilidad de la existencia de valores intermedios entre los valores reportados y pueden presentar un número infinito de decimales, en función del aparato de medición. Por ejemplo, la fuerza muscular puede ser de 30 kg, 30.4 kg, 30.45 kg, 30.452 kg, etc. ● Variables cualitativas: Estas contienen información referente a atributos y no pueden ser medidas, pueden solo clasificarse o categorizarse, representan características de los componentes de una muestra, por ejemplo: provincia de origen (San José, Alajuela, etc.), sexo (masculino, femenino), número de estudiantes en el grupo. Aunque no pueden ser medidas, se puede contar el número de casos que engloba cada categoría y estos conteos o “frecuencias” son el número que se utilizará para el análisis posterior. Estas variables son de naturaleza discreta, lo que quiere decir que no existen valores intermedios entre las categorías, por ejemplo: no pueden existir 60.4 estudiantes en el grupo. El primer paso en el análisis de datos experimentales obtenidos a partir de una muestra de tamaño “n” es ordenarla en un programa de análisis de datos, como el Excel de Microsoft Office o LibreOffice Calc de la plataforma Libre Office. Posteriormente debe identificarse la naturaleza de la información numérica presente para el análisis (Cuadro 1 y 2). Cuadro 1. Valores de fuerza muscular generada por 3 sujetos experimentales en 3 contracciones seriadas de intensidad creciente. Ejemplo de datos cuantitativos (continuos). Contracción

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Sujeto

1

2

3

1

10.3

14.5

20.5

2

10.7

14.9

20.9

3

9.9

14.1

20.1

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Cuadro 2. Sujetos con agudezas visual de 20/10, 20/20 y 20/30 con y sin anteojos. Ejemplo de datos cualitativos (discontinuos).

II.

Agudeza visual

Sin anteojos

Con anteojos

20/10

2

2

20/20

18

21

20/30

6

3

Total

26

26

Análisis y presentación de datos cualitativos -

Distribuciones de frecuencia y porcentajes

Una vez que se han identificado o creado las categorías en que agruparán los datos y se ha realizado en conteo de los mismos se debe proceder a ingresarlos en un programa de análisis como los mencionados anteriormente. Generalmente, cuando es posible, las categorías son ordenadas de menor a mayor (ver Cuadro 2), el cuadro resultante es conocido como una distribución de frecuencias. En ocasiones puede ser de utilidad conocer la proporción o el porcentaje de ocurrencia de cada categoría, en lugar del número de valores que caen dentro de cada categoría. Esta información puede obtenerse dividiendo el número de valores en cada categoría entre el número total de valores en la muestra obteniendo la proporción (Eq. 1), o dividiendo entre el número total de valores y multiplicando por 100 obteniendo el porcentaje (Eq. 2) (Cuadro 3).

Eq. 1.

Eq. 2.

Cuadro 3. Sujetos con agudeza visual de 20/10, 20/20 y 20/30 representados en forma de frecuencia, de proporción y de porcentaje.

-

Sin anteojos

Agudeza visual

Frecuencia

Proporción

Porcentaje

20/10

2

0.077

7.70

20/20

18

0.692

69.20

20/30

6

0.231

23.10

Total

26

1.000

100

Los histogramas

Las distribuciones de frecuencias se presentan en forma de gráfico de barras, la cual es conocida como un histograma.

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Para construir un histograma se debe tener en cuenta que generalmente las categorías de las variables se colocan en el eje horizontal, conocido como eje x; y las frecuencias se colocan en el eje vertical, conocido como eje y (Fig. 1).

Fig. 1. Histogramas de frecuencias (A), proporciones (B) y porcentajes (C).

En las imágenes anteriores se pueden apreciar partes imprescindibles de todo gráfico, como lo son: 1) Títulos en los ejes “x” y “y”. 2) Las unidades en que se midieron o se expresan los datos. 3) Leyenda si se requiere. 4) La ausencia de un título en cada gráfico, la cual es sustituida por la información en el subtítulo, el cual a su vez cuenta con una numeración asociada.

III.

Análisis y presentación de datos cuantitativos

Los datos cuantitativos pueden ser condensados mediante el cálculo de un único número, llamado medida descriptiva, y que puede calcularse a partir del conjunto de datos experimentales, la cual describe y resume la estructura del conjunto de datos. Las medidas descriptivas son varias, pero nos vamos a centrar en dos tipos: las medidas de tendencia central y las medidas de dispersión. 1.

MEDIDAS DE TENDENCIA CENTRAL

Las medidas de tendencia central conllevan información respecto al valor promedio o más común de un conjunto de datos, son los descriptores por excelencia de un conjunto de datos y resumen el total de su composición. Las medidas de tendencia central de uso más frecuente son: la media aritmética, la mediana y la moda. a.

La media aritmética.

Esta es la más utilizada y es la que la mayoría de las personas tienen en mente cuando se habla de “promedio”. La media aritmética se denota con el símbolo “ ” y se obtiene sumando todos los valores de la población y dividiendo entre el total de valores de la muestra (Eq. 3).

Eq. 3.

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Su cálculo puede realizarse en Excel y LibreOfficeCalc. En una celda libre, al final de la columna de datos inserte la función “=promedio” y señale el conjunto de datos (Fig. 2).

Fig.2. Cálculo del promedio de un conjunto de datos de frecuencia cardiaca (n=6).

Entre las propiedades de la media están: - Cada conjunto de datos presenta una única media aritmética. - De fácil cálculo y comprensión. - Los valores extremos influyen sobre ella y en ocasiones pueden distorsionarla. b.

La mediana.

Este es el valor que divide el conjunto de datos por la mitad (en dos partes iguales). Para calcularla el primer paso es que todos los valores deben ser acomodados en orden de magnitud creciente (de menor a mayor). Si el conjunto de datos en la muestra es impar, la mediana es el valor central del conjunto ordenado. Cuando el conjunto de datos es par no existe un valor medio único, en este caso la mediana es igual a la media aritmética (promedio) de los dos valores centrales (Fig. 4). Para ordenar los datos existe la herramienta “Ordenar” en Excel (Fig. 3) y “Sort…” en LibreOffice Calc, accesible en el menú que se despliega al presionar el botón derecho del Mouse.

Fig. 3. Herramienta de ordenar de Excel.

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Fig. 4. Cálculo de la mediana en un conjunto de datos pares.

Entre las propiedades de la mediana están: - Cada conjunto de datos presenta una única mediana. - De fácil calculo. - No se ve afectada por valores extremos. c.

La moda.

Esta es la menos usada y menos recomendada de las medidas de tendencia central. La moda de un conjunto de valores, no necesita ser calculada. Es el valor que se presenta con mayor frecuencia en la muestra con que se trabaja. Y tiene la ventaja que puede utilizarse también en datos cualitativos, señalando la categoría que ocurre con mayor frecuencia. Entre las propiedades de la moda están: - No es única. Un conjunto de datos puede tener más de una moda. - Si todos los valores en el conjunto son diferentes, la muestra no tendrá moda. 2.

MEDIDAS DE DISPERSIÓN

La dispersión de un conjunto de datos hace referencia a la variabilidad de los mismos. Si todos los datos son iguales no existe dispersión, si existe poca diferencia entre los datos la dispersión es pequeña y si las diferencias son grandes aumentará también el grado de dispersión (Fig. 5). Las medidas de dispersión más comunes son la desviación estándar y el error estándar.

Fig. 5. Dos distribuciones de frecuencias con igual media aritmética, pero diferente magnitud de dispersión.

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a.

Desviación estándar.

Es intuitivo pensar que la dispersión de los datos se da alrededor de su media aritmética, por lo que la desviación estándar vendría a señalar el que tanto difieren los datos de la muestra del promedio de la misma. Mide el grado de dispersión de los datos respecto a su media. Matemáticamente, la desviación estándar, representada como “s”, corresponde a la raíz cuadrada de la suma del cuadrado de la desviación de cada dato individual (x) respecto al promedio ( ) dividido entre n-1 (Eq. 4).

Eq. 4. Su cálculo debe realizarse en Excel o LibreOfficeCalc. Se emplea la columna de datos y en una celda libre, al final, se inserta la función “=desvest” y se señala el conjunto de datos (Fig. 6).

Fig. 6. Cálculo de la desviación estándar de un conjunto de datos de frecuencia cardiaca (n=6). Algunas versiones recientes de Excel presentan entre las opciones de “Herramientas de gráficos” la posibilidad de agregar como elemento de gráfico las “Barras de Error”, entre las que se encuentra una opción llamada “Desviación estándar”. Esta herramienta NUNCA debe ser usada pues las desviaciones agregadas no corresponden a las desviaciones reales de los datos experimentales. b. Error estándar Esta medida de dispersión es una simple herramienta estadística que permite reportar una medida de dispersión pequeña aun cuando los datos presenten una gran variabilidad y se basa en el supuesto que entre más grande sea una muestra, más exactitud existirá en la medición del promedio y por lo tanto la medida de dispersión será menor. El error estándar se denota como “SEM” y se calcula dividiendo la desviación estándar entre la raíz cuadrada de la muestra (Eq. 5.).

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Eq. 5. Su cálculo puede realizarse en Excel o LibreOfficeCalc. En la misma columna de datos, en una celda libre, al final, se inserta el cálculo de la desviación estándar (Desv Est) dividido entre la raíz del n (Fig. 7).

Fig. 7. Cálculo del error estándar de un conjunto de datos de frecuencia cardiaca (n=6). El error estándar además permite la comparación entre grupos y la deducción Inferencial de posibles diferencias. Al graficar dos promedios junto con su error estándar, si existe traslape de los errores es poco probable que haya una diferencia entre los promedios (Fig. 8A), pero si no existe traslape entre los errores es probable que exista una diferencia real entre los promedios (Fig. 8B).

Fig. 8. Promedio ± SEM de la frecuencia cardiaca en dos horas del día (A) o en condiciones de reposo y ejercicio (B) (n=6).

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REPRESENTACIÓN GRÁFICA DE DATOS CUANTITATIVOS Ya se han ejemplificado algunos tipos de gráficos (Figuras 1, 5 y 8). Los datos cuantitativos pueden ser graficados en forma lineal o mediante gráficos de barras, en función de si las variables medidas son continuas o discontinuas, respectivamente. Independientemente del gráfico empleado debe siempre reportarse la medida de tendencia central asociada a una medida de dispersión que permita la comparación visual de las diferencias. Por ejemplo: una variable continua, como es la frecuencia cardiaca, fue medida palpando el pulso radial por 15 s y contando pulsaciones que fueron después reportada en lat/min. Este proceso se repitió cada 2 min por 14 min, posterior a la realización de ejercicio aeróbico moderado. Se realizó la prueba en 5 sujetos y se desea observar cómo se da la disminución de la frecuencia cardiaca a lo largo del tiempo de recuperación posterior a la realización de ejercicio aeróbico. Según lo aprendido, los datos primero deben ser tabulados en Excel o LibreOffice Calc y calcularse el promedio y la desviación estándar o el error estándar de la frecuencia cardiaca. Visto que nuestra variable independiente es el tiempo (que es continuo), y nuestra variable dependiente es la frecuencia cardiaca (que es continua), se debería emplear un gráfico lineal. El siguiente gráfico representa los promedios ± error estándar asociado (Fig. 9)

Fig. 9. Frecuencia cardiaca de 10 sujetos, posterior a la realización de ejercicio aeróbico moderado. Datos representados como promedio ± error estándar.

Recuerde, las partes imprescindibles de todo gráfico: títulos en los ejes, unidades, un título con la información de los datos representados, una numeración asociada, una medida de tendencia central y una de dispersión. En el caso que la frecuencia cardiaca haya sido analizada en diferentes condiciones experimentales (variable categórica), se debería emplear un gráfico de barras para presentar los resultados, ya que la variable independiente (condiciones) no es lineal (Fig. 10).

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Fig. 10. Frecuencia cardiaca (lat/min) de 10 sujetos durante la realización de 3 condiciones experimentales (cambios de posición corporal). Datos representados como promedio ± error estándar.

REFERENCIAS: 1. Daniel W. 2004. Bioestadística: Base para el análisis de las ciencias de la salud. 4º Ed. LIMUSA WILEY, México. 2. Cristofoli M.E., Belliard M. 2003. Nociones básicas estadística con Microsoft Excel. Ediciones Maurina, Argentina. 3. Cumming G., Fidler F., Vaux D.L. 2007. Error bars in experimental biology. Journal of cell biology 177(1):7-11.

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❶ OSMOSIS Y PERMEABILIDAD EN EL ERITROCITO OBJETIVOS: 1. Observar al microscopio la imagen de los eritrocitos en suspensión isotónica y los cambios morfológicos producidos por soluciones hipotónicas e hipertónicas de cloruro de sodio. 2. Analizar la resistencia a la hemólisis, de una población mixta de eritrocitos, ante gradientes crecientes de osmolaridad, trazando la curva respectiva. 3. Analizar semicuantitativamente la velocidad de hemólisis de los eritrocitos expuestos a distintas soluciones isoosmolares, y relacionar los valores obtenidos con el coeficiente de reflexión de la membrana de Stavermann. 4. Diferenciar entre soluciones isoosmolares e isotónicas y las soluciones isoosmolares no isotónicas por efecto de la permeabilidad de la membrana.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · ·

Osmolaridad (soluciones hipo, iso e hiperosmolares). Tonicidad (soluciones hipo, iso, hipertónicas). Regulación del volumen celular. Mecanismos de transporte: difusión simple, transporte facilitado, osmosis, transporte activo. Coeficiente de reflexión. Presión osmótica y Ley de Van`t Hoff.

INTRODUCCION: El eritrocito es una célula fácil de conseguir, y por sus características se presta muy bien para la observación de fenómenos que modifican su morfología; son células anucleadas que contienen proteínas transportadoras de oxígeno, conservan las enzimas de la glicólisis y generalmente mantienen una forma de disco bicóncavo que facilita su función de intercambio, por presentar una amplia superficie de exposición, para un volumen determinado. Los eritrocitos tienden a agruparse en pilas de discos, o rollos, los cuales pueden observarse cuando la concentración de los mismos es elevada; por lo que emplearemos eritrocitos lavados a una suspensión al 4 % para facilitar su observación en el microscopio. En esta práctica es importante considerar los cambios producidos al exponer las células a medios hipo, iso e hipertónico y realizar el análisis comparativo entre ellos. Otro aspecto que se explora en este laboratorio es el concepto de coeficiente de reflexión, y el efecto de dicho índice sobre la estabilidad de los eritrocitos en soluciones que, siendo isoosmolares no son isotónicas. El

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poder diferenciar entre los conceptos de osmolaridad y tonicidad, es uno de los aspectos que hacen importante este laboratorio. La forma y el volumen de los eritrocitos cambian cuando varía la cantidad de agua contenida dentro de su membrana celular, pudiendo tomar una forma estrellada o espinosa (crenación) cuando presentan pérdida de agua o bien adquirir la forma de una esfera (esferocitos) por un aumento del volumen celular. El aumento del volumen celular puede provocar la ruptura de la membrana del eritrocito, lo cual produce la salida de la hemoglobina, contenida en el interior del eritrocito, hacia el medio extracelular, por lo que se puede inferir el grado de hemólisis cuantificando la concentración de hemoglobina en el medio; es por estas condiciones que se ha empleado el eritrocito como un osmómetro para estimar las propiedades de una solución. Cuando la célula no puede resistir la carga de agua que recibe, la membrana se rompe (hemólisis) y se libera la hemoglobina. La fragilidad osmótica del eritrocito depende de características como la edad, el tamaño, la forma y las condiciones propias de la estructura interna de la célula por lo que al emplear una población de millones de células la fragilidad osmótica sigue la distribución de una curva normal. En principio la permeabilidad de cualquier molécula a través de una membrana celular depende de varios factores entre los cuales destacan: peso molecular, estructura tridimensional, liposolubilidad, polaridad y la presencia o ausencia de transportadores. Todo lo cual está relacionado con la estructura química y el tipo de grupos sustituyentes (-CO, -OH, -O, -NH2, etc.) que posea la molécula. En el caso de este laboratorio es importante comparar el tiempo de hemólisis de una muestra de eritrocitos con las características de las moléculas utilizadas.

MATERIALES: 1

Microscopio.

2

1 1 1 1 4

Espectrofotómetro Spectronic 20D Centrífuga para tubos de ensayo. Gradilla de alambre. Pipeta de 1ml. Pipetas Pasteur. Agua destilada. Glóbulos rojos empacados.

3 40 1 1

Láminas: cubre y portaobjetos por estudiante Cubetas para fotómetro. Tubos de ensayo de 13 x 100 mm. Cronómetro. Pipeta de 5 ml. Papel parafilm en cuadrados. NaCl en solución hipertónica (1200 mOsm). Suspensión de glóbulos rojos al 4 %.

Soluciones salinas seriadas: SS SS SS

25 mOsm/L 100 mOsm/L 175 mOsm/L

SS SS SS

50 mOsm/L 125 mOsm/L 200 mOsm /L

Soluciones isoosmolares de diversas sustancias: Cloruro de sodio

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PM 58,5

Na+ Cl-

SS SS SS

75 mOsm/L 150 mOsm/L 300 mOsm/L

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Urea

PM 60

Etanolamina

PM 61

Etilenglicol

PM 62

Butanol

PM 74

Isobutanol

PM 74

Tiourea

PM 76

Dietanolamina

PM 105

Glucosa

PM 180

PROCEDIMIENTO:  OBSERVACIÓN DE LOS CAMBIOS MORFOLÓGICOS DE LOS ERITROCITOS 1. Homogenice la suspensión de eritrocitos al 4%, realizando movimientos suaves en forma de ochos sobre la mesa, y con una pipeta Pasteur coloque una gota en un portaobjetos limpio, cúbrala con el cubreobjetos y con cuidado póngala en la platina del microscopio (Fig. 1.1). 2. Encienda la luz del microscopio, ajuste la distancia interpupilar de los oculares (en caso de que el microscopio sea binocular) y la posición del diafragma cerrado, recuerde que la profundidad del campo y la resolución mejoran con el diafragma cerrado.

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Fig. 1.1. Microscopio binocular de luz, se rotulan sus principales componentes. 3. Cerciórese que la platina del microscopio esté alejada de los objetivos, ponga en el revólver el objetivo de más bajo poder (lupa), acerque lentamente la preparación al objetivo utilizando el enfoque macrométrico. 4. Observe el aspecto general del campo a bajo poder, cerca de un borde y seleccione una parte en la que se encuentren las células dispersas y abundantes. 5. Enfoque con el siguiente poder, la lente es isofocal con la anterior por lo que sólo se requiere un ligero ajuste con el enfoque micrométrico. Observe el aspecto de las células presentes. 6. Lleve ahora la preparación al alto poder (40x). Al cambiar la lente asegúrese que el objetivo entre en posición sin tocar la lámina, sin llenarse de líquido. Para esto puede ver por el lado del microscopio la preparación y el objetivo. En esta práctica no se debe utilizar el lente de inmersión (100x). 7. Observe la morfología general de los eritrocitos, dibuje los eritrocitos observados y compare las dimensiones de los eritrocitos con el diámetro del campo. 8. Desplace lentamente la preparación hacia uno de los bordes del cubreobjetos.

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9. Mientras observa por la lente del microscopio, coloque una gota de solución hipertónica de NaCl (1200 mOsm/L) en el borde del cubreobjetos, utilizando la pipeta Pasteur. 10. Espere a que cese el flujo hidráulico. Observe la morfología de los eritrocitos que se encuentran en el medio hipertónico. 11. Dibuje los eritrocitos observados y compare las dimensiones con el diámetro del campo y con los eritrocitos que se encuentran en la solución isotónica. 12. Desplace lentamente la preparación hacia el borde contralateral del cubreobjetos. 13. Mientras observa por la lente del microscopio, coloque, utilizando una pipeta Pasteur, una gota de agua destilada en el borde del cubreobjetos. 14. Espere a que cese el flujo hidráulico. Observe la morfología de los eritrocitos que se encuentran en el medio hipotónico. 15. Dibuje los eritrocitos observados y compare las dimensiones con el diámetro del campo y con los eritrocitos que se encuentran en la solución iso e hipertónica. Recuerde: Cada integrante de la mesa debe preparar su propia lámina y realizar los pasos descritos anteriormente.

 DETERMINACION DE LA CURVA DE FRAGILIDAD OSMOTICA: 1. Numere una serie de tubos del 1 al 10, agregue a cada tubo 4,6 ml de las siguientes: 1 5 9

Agua destilada SS 100 mOsm/L SS 200 mOsm/L

2 6 10

SS 25 mOsm/L SS125 mOsm/L SS 300 mOsm/L

3 7

SS 50 mOsm/L SS 150 mOsm/L

4 8

SS 75 mOsm/L SS 175 mOsm/L

2. Agregue a cada uno de los tubos 0,4 ml de la suspensión de eritrocitos al 4 %. Cada vez que tome eritrocitos debe asegurarse de homogeneizar la mezcla, realizando movimientos suaves en forma de ochos sobre la mesa, utilice la pipeta serológica de 1 ml. 3. Cubra la boca del tubo con una película de parafina (parafilm) y agite el tubo suavemente por inversión, para homogenizar los componentes de la mezcla. 4. Deje reposar 10 min a temperatura ambiente, para que se lleve a cabo la reacción de los eritrocitos con la solución.

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5. Lleve los tubos a la centrifuga y colóquelos de tal forma que se encuentren equilibrados en parejas. Centrifugue a velocidad intermedia durante 4 min. No hay necesidad de centrifugar los tubos número 1 y 2. 6. Saque los tubos de la centrifuga con sumo cuidado y colóquelos en la gradilla, debe manipular los tubos con cuidado de no resuspender el botón de eritrocitos que se forma en el fondo del tubo. 7. Para evitar resuspender el botón de eritrocitos debe tener los siguientes cuidados (el botón de eritrocitos puede ser difícil de apreciar pero siempre debe tener estos cuidados): a. No toque el botón con la punta de la pipeta. b. No agite los tubos una vez que los saca de la centrífuga. c. No produzca burbujeo dentro del sobrenadante. 8. Numere otra serie de tubos del 3 al 10, para colocar el sobrenadante de los tubos centrifugados. 9. Utilizando la pipeta Pasteur extraiga el sobrenadante como se muestra en la Fig. 1.2, TENGA MUCHO CUIDADO DE NO TOCAR EL BOTON DE ERITROCITOS QUE SE FORMÓ EN EL FONDO DEL TUBO. 10. Ponga el sobrenadante en los tubos numerados previamente (Fig. 1.2).

Fig. 1.2. Extracción del sobrenadante de los tubos centrifugados. 11. Lleve los tubos al fotómetro y léalos a 540 nm de longitud de onda. 12. Se debe calibrar este dispositivo de tal forma que se lea directamente el porcentaje de hemólisis.

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13. Establezca 0% de hemólisis al leer agua destilada y 100% de hemólisis al leer la solución de eritrocitos al 4% en agua destilada. 14. Empiece a leer en el espectrofotómetro de la solución más transparente a la más turbia. 15. Reporte los valores obtenidos para el porcentaje de hemólisis según osmolaridad de la solución.

RESULTADOS: Cuadro 1.1: Porcentaje de hemólisis de los eritrocitos expuestos a soluciones de NaCl con distinta osmolaridad. Tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Osmolaridad de la solución (mOsm/L) 0 (agua destilada) 25 50 75 100 125 150 175 200 300

Porcentaje de hemólisis (%)

 PERMEABILIDAD DE LA MEMBRANA PARA VARIAS MOLÉCULAS ORGÁNICAS EN SOLUCIONES ISOOSMOLARES: Se utilizarán soluciones isoosmolares de Butanol, Isobutanol, Urea, Tiourea, Etanolamina, Dietanolamina, Etilenglicol, Glucosa y NaCl 0,9%. Las sustancias mencionadas se encuentran rotuladas con las letras de la A a la I. Al realizar el experimento no sabrá a que corresponde cada una de las soluciones. 1. Se debe realizar el procedimiento para cada sustancia por separado en dos ocasiones y terminar el procedimiento con cada una para continuar con la siguiente. 2. Mida un volumen de 4 ml de la solución con una pipeta de 5 ml y colóquela en un tubo de ensayo.

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3. Con el tubo ligeramente inclinado, coloque una gota de eritrocitos empacados en la pared del tubo, como se observa en la Fig. 1.3, debe tener cuidado de colocar una gota con un volumen similar cada vez que realiza una nueva valoración. 4. Mezcle por inversión (una sola vez), con un movimiento a velocidad intermedia de tal forma que se mezclen adecuadamente pero se pueda determinar el tiempo de hemólisis. (Fig. 1.3). 5. Active el cronómetro en el momento en que entra en contacto la solución a valorar y la gota de eritrocitos que se encuentra en el tubo de ensayo. 6. Observe el tubo sobre un texto impreso cualquiera. 7. Detenga el cronómetro en el momento en el que pueda distinguir las letras a través de la solución (no es preciso que se vean completamente nítidas). Recuerde dejar un espacio entre el texto y el tubo de ensayo. Si después de 5 min no logra distinguir las letras a través de la solución, debe colocar el tubo en análisis en una gradilla y observarlo cada 10 min. 8. Anote el tiempo correspondiente a cada una de las soluciones. 9. Para unificar los criterios, es necesario que una misma persona controle el cronómetro y observe a través del tubo, para determinar el punto final cuando puede leer el texto. A

B

C

Fig. 1.3. Determinación del tiempo de hemólisis. A Colocación de la gota de eritrocitos empacados. B. Mezcla de la preparación por inversión. C. Valoración del texto.

RESULTADOS:

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Cuadro 1.2: Tiempo de hemólisis de los eritrocitos expuestos a soluciones isoosmolares de diferentes sustancias orgánicas. Sustancia A B C D E F G H I

Tiempo (s)

Promedio (s)

GUÍA DE ESTUDIO: 1. Con respecto a los cambios morfológicos observados al microscopio en los eritrocitos expuestos a la solución de NaCl 1200 mOsm/L y al agua destilada, correlacione estos cambios morfológicos con la osmolaridad y tonicidad de las soluciones. 2. Realice un gráfico con el porcentaje de hemólisis de los eritrocitos expuestos a soluciones salinas de diferentes osmolaridades, observe el comportamiento de la curva de fragilidad osmótica y correlaciónela con los mecanismos de regulación del volumen celular. 3. Relacione los tiempos de hemólisis con los diferentes factores que determinan la permeabilidad de la membrana a las diferentes moléculas, como lo son el peso molecular de los solutos, su estructura molecular, la polaridad y la liposolubilidad que presentan y con el coeficiente de reflexión de la membrana. 4. En el siguiente cuadro se presenta osmolaridad y tonicidad de una solución, complete el cuadro marcando en cada casilla una () en caso de que la combinación no sea probable y un () en el caso de que la combinación sea probable: Parámetro

Hipoosmolar

Isoosmolar

Hiperosmolar

Hipotónico Isotónico Hipertónico

REFERENCIAS: 27 | P á g i n a

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1. Burg M, Ferraris J, Dmitrieva N. Cellular response to hyperosmotic stresses. Physiol Rev. 2007; 87: 1441–1474. 2. Goodman B. Transport of small molecules across cell membranes: Water channels and urea transporters. Adv Physiol Educ. 2002; 26: 146–157. 3. Granados J. Fragilidad osmótica de los eritrocitos de carnero en relación con su uso en el laboratorio clínico. Rev. Cost. Cien. Med. 1993; 14(1,2): 49-53. 4. Hammel H. Evolving ideas about osmosis and capillary fluid exchange. The FASEB Journal. 1999; 13: 213-231. 5. Hoffmann E, Lambert I, Pedersen S. Physiology of cell volume regulation in vertebrates. Physiol Rev. 2009; 89: 193–277. 6. Kiil F. Molecular mechanisms of osmosis. American Journal of Physiology - Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 1989; 27: 15-19. 7. Koivusalo M, Kapus A, Grinstein S. Sensors, transducers, and effectors that regulate cell size and shape. J Biol Chem 2009; 284 (11): 6595-6599. 8. McManus M, Churchwell B, Strange K. Regulation of cell volume in health and disease. NEJM. 1995; 333 (19): 1260-1265. 9. Strange K. Cellular volume homeostasis. Advan. Physiol. Educ. 2004; 28: 155-159. 10. Wehner F, Olsen H, Tinel H, Kinne-Saffran K, Kinne H. Cell volume regulation: osmolytes, osmolyte transport, and signal transduction. Rev Physiol Biochem Pharmacol 2003; 148: 1– 80.

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❷ ELECTROMIOGRAFÍA OBJETIVOS: 1. Familiarizar al estudiante con la electromiografía como una herramienta útil para el registro y análisis de los eventos eléctricos a nivel del músculo esquelético y sus posibles aplicaciones. 2. Estudiar la actividad eléctrica a nivel del músculo esquelético generada durante la contracción muscular, mediante el registro de la electromiografía. 3. Relacionar los eventos mecánicos y la fuerza, producto de la contracción muscular con la actividad eléctrica registrada en el músculo esquelético y con el reclutamiento de unidades motoras. 4. Ejemplificar el concepto de fatiga muscular analizando el registro de la actividad eléctrica del músculo esquelético y la fuerza generada por una contracción muscular máxima sostenida.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · · · · ·

Electromiografía y electromiograma. Unidad motora. Reclutamiento de unidades motoras. Contracción isométrica. Contracción isotónica (excéntrica y concéntrica). Carga, fuerza y potencia. Potencial de unidad motora, placa motora y musculo esquelético. Potenciales de acción bifásicos. Fatiga periférica y fatiga central.

INTRODUCCIÓN: El músculo esquelético debe su nombre a que normalmente se encuentra asociado al esqueleto, consiste en una serie de células cilíndricas llamadas miofibrillas finamente estructuradas y relacionadas entre ellas por tejido conectivo. Su contracción genera el movimiento del cuerpo, al realizar, por ejemplo, flexión o extensión de las extremidades, y es por esto que la contracción coordinada de los diferentes grupos musculares puede desplazar el cuerpo en el medio, como al caminar o al nadar. En el cuerpo, la contracción del músculo esquelético ocurre por la estimulación de las motoneuronas, que transmiten la información desde el cerebro o desde la médula espinal al músculo esquelético. Una vez que el nervio alcanza el músculo, se ramifica e inerva varias fibras musculares, aunque una neurona motora puede inervar varias fibras musculares, cada fibra muscular es inervada

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por una sola motoneurona y a esta combinación de una sola motoneurona y todas las fibras musculares que inerva se le conoce como unidad motora. El tamaño de la unidad motora del músculo esquelético puede variar desde 1:2 a 1:1000, dependiendo de la función del músculo y de su localización en el cuerpo. Mientras más pequeña sea la unidad motora más grande es el número de neuronas necesarias para controlar el músculo y mayor el grado de control sobre la magnitud del acortamiento. Por ejemplo, los músculos que mueven los dedos, tienen unidades motoras muy pequeñas que permiten un control muy preciso del movimiento, mientras que los músculos posturales tienen unidades motoras muy grandes y presentan un control menos preciso sobre la magnitud de acortamiento. El trabajo mecánico del músculo se refiere a la aplicación de una fuerza la cual resulta en el movimiento de un objeto, en este caso el reclutamiento de unidades motoras es proporcional a la fuerza total realizada por el músculo. La activación de una motoneurona puede llevar a la generación de potenciales de acción a nivel de la membrana del músculo esquelético, el cual, posteriormente, inicia el proceso de contracción muscular. Aunque la producción y generación del impulso eléctrico es muy débil (menos de 100 μV), al conjunto de muchas miofibrillas que conducen simultáneamente potenciales de acción, provoca un cambio de voltaje suficientemente grande como para ser detectado por los electrodos, este procedimiento de detección, amplificación y registro de los cambios de voltaje en la piel producidos por repetidas contracciones del músculo esquelético es llamada electromiografía. El tipo de contracción puede clasificarse como isotónica o isométrica con respecto a su naturaleza. Los músculos esqueléticos que realizan un trabajo agudo o crónico submáximo de una naturaleza repetitiva eventualmente se fatigan. La fatiga muscular se define como la incapacidad del músculo para llevar a cabo un evento mecánico a pesar de producir la activación eléctrica de este. La etiología celular de la fatiga muscular es controversial y depende del estado físico del individuo, el tipo de fibra que compone el músculo involucrado, el estado nutricional, la intensidad y la duración del ejercicio. La fatiga muscular podría ser el resultado de la alteración en el músculo en sí (fatiga periférica), de cambios en el sistema nervioso (fatiga central) o ambos. La fatiga a menudo resulta del efecto de factores múltiples que actúan en varios sitios y en algunos casos interactúan sinérgicamente.

MATERIALES: · · · · · · · ·

Set de cables de electrodo BIOPAC (SS2L). Dinamómetro de mano BIOPAC (SS25LA). Electrodos desechables de vinilo BIOPAC (EL503), 6 electrodos por sujeto. Sistema de computadora. Unidad de adquisición de datos BIOPAC MP35/36. Cable USB BIOPAC (USB1W). Programa: Biopac Student Lab 3.7.1. y Biopac Student Lab PRO 3.7 Set de pesas de 5 y 10 libras

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PARTE 1: Reclutamiento de unidades motoras y fatiga en el músculo esquelético. PROCEDIMIENTO: Conforme complete el protocolo experimental y el análisis de datos, usted podría necesitar las siguientes herramientas y opciones presentadas. La Fig. 2.1 presenta tres canales de datos y cuatro canales de cajas de medición.

Fig. 2.1. Ventana que presenta las diferentes herramientas del programa. Marcadores y etiquetas aparecen en la parte de arriba de la ventana de datos. Muchos son generados automáticamente. Marcadores de evento aparecen debajo de la barra de etiqueta de marcador como un triángulo amarillo invertido. Ellos son manualmente insertados y etiquetados, o generados por el software para describir los datos que están siendo registrados. Para agregar un marcador presione la tecla Esc, y puede escribir la etiqueta del marcador. Marcadores de agregación aparecen arriba de la barra de etiqueta de marcador como un diamante azul. Ellos son generados por el software al inicio del registro y para marcar el inicio de cada segmento nuevo.

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 INSTALACIÓN DEL EQUIPO: 1. Encienda la computadora con la unidad BIOPAC MP35/MP36 apagada. 2. Conecte el equipo de la siguiente manera (Fig. 2.2): a. Dinamómetro manual BIOPAC (SS25L) en el canal 1. b. Set de cables de electrodo BIOPAC (SS2L) en el canal 3.

Fig. 2.2. Conexión dinamómetro manual SS25LA, el set de cables de electrodo (SS2L) y los audífonos a la unidad BIOPAC MP35. 3. Limpie el área del antebrazo donde se colocaran los electrodos desechables (Fig.2.3A). Utilice alcohol y gasa, y deje secar antes de colocar los electrodos. 4. Coloque los electrodos desechables en el antebrazo dominante del sujeto (Fig. 2.3A). Se recomienda que los electrodos estén colocados al menos 5 minutos antes de comenzar el procedimiento para que adhieran bien. A

B

Fig. 2.3. Preparación del antebrazo del sujeto experimental. A: Colocación de los electrodos B: Ubicación de los cables en los electrodos. 5. Encienda la unidad BIOPAC MP35/36.

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6. Coloque los cables de electrodos SS2L en los electrodos siguiendo el código indicado en la Fig. 2.3B. 7. Inicie el programa BIOPAC Student lab, ingresando desde el escritorio de la computadora a: Macintosh HD > Aplicaciones > Biopac Student Lab 3.7.1 > Biopac Student Lab. 8. Seleccione la lección L02-EMG-2. 9. Escriba el nombre del sujeto experimental y de clic en OK.

 CALIBRACIÓN: 1. De clic en el botón Calibrate. 2. Coloque el dinamómetro sobre la mesa, no debe ejercer ninguna fuerza sobre el dinamómetro en este segmento de la calibración. 3. Sin tocar el dinamómetro, de clic en Ok en la ventana que aparece a continuación y espere. Debe tener cuidado de no mover la mesa. 4. Tome el dinamómetro según se indica en la Fig. 2.4.

Fig. 2.4. Sujeción dinamómetro.

adecuada

del

5. A continuación aparece una ventana que indica seguir con el proceso de calibración, de clic en Ok.

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6. Una vez que sujete adecuadamente el dinamómetro se despliega otra ventana que indica iniciar con el registro electromiográfico, de clic en Ok para continuar. 7. Espere dos segundos y realice una contracción máxima de los músculos del antebrazo (flexores de los dedos) de dos segundos de duración. 8. Transcurridos los 2 segundos, relaje el antebrazo, asegúrese de no realizar la extensión de los dedos de la mano, ya que esto puede interferir en la medición. 9. Después de 8 segundos el programa se detiene automáticamente. Debe obtenerse un registro como el que se ve en la Fig. 2.5. Si el registro no empieza en cero debe repetirse la calibración.

Fig. 2.5. Registro adecuado de calibración para la electromiografía.

 ADQUISICIÓN DE DATOS: 1. Se registrarán dos segmentos, uno para reclutamiento de unidades motoras y otro para fatiga. 2. A partir de la máxima fuerza registrada en la calibración el programa calcula la escala que se utiliza para los límites de la fuerza que se debe realizar a la hora de registrar la actividad eléctrica. 3. De clic en Record, con esto inicia el registro del electromiograma. En esta sección se registran 5 contracciones de fuerza creciente, siendo la última la fuerza máxima.

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4. Aparece en la pantalla solo el canal Force, el sujeto debe realizar una contracción de dos segundos y relajar por dos segundos alcanzando la fuerza indicada y en los incrementos señalados por las líneas horizontales. Debe obtenerse un registro como el de la Fig. 2.6. 5. Luego de alcanzar la máxima fuerza dar clic en Suspend.

Fig. 2.6. Registro de fuerza determinada con el dinamómetro. 6. Proceda a realizar el registro de fatiga. 7. De clic en Resume. 8. Indíquele al sujeto que realice una contracción máxima y que mantenga esa fuerza constante durante todo el registro. Es importante que para esta sección el sujeto experimental no vea la pantalla. 9. Observe cuidadosamente el registro en la pantalla, cuando la fuerza determinada por el dinamómetro se encuentre por debajo del 50% de la fuerza máxima determinada al inicio del registro de fatiga, el sujeto puede descansar. 10. De clic en Suspend. 11. Debe obtenerse un registro como el de la Fig. 2.7. Si el registro no es adecuado debe permitirse que el sujeto descanse, dar clic en Redo y repetir los pasos 6 a 8. 12. De clic en Stop para finalizar la adquisición de datos. 13. De clic en Yes en la ventana que aparece a continuación para finalizar esta parte.

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Fig. 2.7. Registro de fuerza determinada con el dinamómetro durante el registro de fatiga. 14. Colóquese los audífonos, al dar clic en Listen se escuchará el sonido del EMG al mismo tiempo que aparece en la pantalla el registro del canal 3. Este registro no se graba y permite escuchar la señal del EMG al variar la fuerza de la contracción. El registro se detiene al dar clic en Stop. Si se desea escuchar de nuevo se da clic en Redo, de lo contrario dar clic en Done. 15. Para registrar datos de otro sujeto dar clic en la opción Record from another subject y en Ok en la ventana que aparece a continuación, o bien en las opciones Analize current data file o Quit.

 ANÁLISIS DE DATOS: 1. Ingrese al modo de análisis de datos, en el menú: Lessons > Review saved data > Data Files y seleccione la carpeta con el nombre del sujeto experimental. 2. Marque el archivo con el registro que va a ser analizado y de clic en Open. 3. Configure las cajas de medición de la siguiente forma: a. Canal 1 (CH1): Mean (promedio). b. Canal 40 (CH40): Mean (promedio). 4. Desplace el registro hasta la primera sección (Forearm 1, registro de contracciones secuenciales de fuerza creciente). 5. Utilice la herramienta Cursor I para seleccionar el área que contenga el segmento plano de la primera contracción (debe omitir la porción ascendente y descendente de la contracción, tal como se muestra en la Fig. 2.8).

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Fig. 2.8. Selección del segmento plano de la segunda contracción. 6. Anote los valores de fuerza promedio y actividad eléctrica promedio. 7. Repita los pasos 4 y 5 con las otras cuatro contracciones. 8. Desplace el registro a la segunda sección (registro de fatiga). 9. Configure las cajas de medición de la siguiente forma: a. Canal 1 (CH1): Value (valor). b. Canal 1 (CH1): Mean (promedio). c. Canal 40 (CH40): Mean (promedio). d. Canal 40 (CH40): Delta T (tiempo transcurrido en el segmento seleccionado). 10. Con la herramienta cursor I seleccione un punto de fuerza máxima, al inicio del segmento y anote el resultado, luego calcule el 50% de esa máxima fuerza. 11. Seleccione en el registro, con la herramienta Cursor I, desde el punto de fuerza máxima hasta el momento que se llegó al 50% de la fuerza máxima, utilice la función Delta T para determinar el tiempo transcurrido y anote los resultados. 12. Utilizando la herramienta Cursor I seleccione el primer segundo del registro de fatiga iniciando desde el punto donde se alcanzó la fuerza máxima, anote el valor promedio de la actividad eléctrica del registro electromiográfico (mean) y el valor promedio de la fuerza (mean), como se muestra en la Fig. 2.9. 13. Utilizando el Cursor I seleccione el último segundo antes de alcanzar el 50 % de la fuerza máxima, anote el valor promedio de la actividad eléctrica del registro electromiográfico (mean) y el valor promedio de la fuerza (mean), como se muestra en la Fig. 2.9.

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Fig. 2.9. Registro de presión continua a fuerza máxima para visualizar la fatiga, se ejemplifica la selección del primer segundo y el último segundo.

RESULTADOS: Cuadro 2.1. Fuerza y actividad eléctrica promedio registrados en el antebrazo dominante al realizar contracciones seriadas. Antebrazo dominante Contracción

Fuerza promedio (Kg)

Actividad eléctrica promedio (mV/s)

1 2 3 4 5 Cuadro 2.2. Fuerza y actividad eléctrica promedio registrada durante la contracción máxima sostenida de los músculos del antebrazo. Antebrazo dominante Momento Fuerza promedio Actividad eléctrica del registro (Kg) promedio (mV/s) Fuerza máxima 50% de la fuerza máxima

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Tiempo transcurrido (s) entre la fuerza máxima y el 50% de la fuerza máxima registradas durante una contracción máxima sostenida:

PARTE 2: Reclutamiento de unidades motoras durante contracciones isométricas e isotónicas PROCEDIMIENTO  INSTALACIÓN DEL EQUIPO: 1. Encienda la computadora con la unidad BIOPAC MP35/36 apagada. 2. Conecte el set de cables de electrodos BIOPAC (SS2L) para el bíceps al canal 1. 3. Limpie con gasa y alcohol la zona donde se van a colocar los electrodos (Fig. 2.10) espere a que el alcohol se seque antes de colocar los electrodos. 4. Coloque los electrodos y conecte los cables SS2L de la siguiente forma (se puede guiar utilizando la Fig. 2.10): i. Tercio proximal del bíceps, conecte el cable blanco (negativo). ii. Tercio distal del bíceps, conecte el cable rojo (positivo). iii. Cara anterior del antebrazo en tercio medio, conecte el cable negro (tierra).

Fig. 2.10. Posición de los electrodos desechables en el antebrazo del sujeto experimental, se muestra el código de color para la conexión de los cables (B: blanco, R: rojo y N: negro).

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5. Encienda la unidad BIOPAC MP35/MP36. 6. Inicie el programa BIOPAC Student Lab PRO, que se encuentra en el escritorio. 7. Seleccione la lección llamada: Electromiografía III (Biopac Student Lab PRO 3.7 > Menú > Archivo > Abrir > Electromiografía III.gtl) que se encuentra en el escritorio.

 ADQUISICIÓN DE DATOS: Contracción isométrica 1. Se debe registrar la actividad eléctrica del bíceps del brazo dominante durante una contracción isométrica mientras la articulación del codo se encuentra en un ángulo de 180°, 90° y 45°; sin sostener ninguna carga, con una carga 5 libras y una de 10 libras en cada una las posiciones. Como se muestra en el Fig. 2.11

Fig. 2.11. Posición del brazo y el antebrazo cuando la articulación del codo se encuentra a 180o, 90o y 45o durante las contracciones isométricas. 2. Durante la realización del protocolo experimental el sujeto se debe mantener en bipedestación erguido, no debe apoyar el brazo o el codo en el cuerpo, debe mantener el eje del brazo paralelo al eje longitudinal del cuerpo y movilizar únicamente el antebrazo

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3. En cada posición que se registre y el peso utilizado se debe insertar una marca en el registro (con el sistema MP35 presionando la tecla Esc y con el sistema MP36 dando clic con el Mouse en la pantalla de registro), siempre que agregue una marca debe ingresar una descripción. 4. El sujeto se coloca en bipedestación con la articulación del codo en un ángulo de 180o (Fig. 2.11), 5. De clic en “Inicio”, que se ubica en la esquina inferior derecha de la pantalla, para iniciar el registro de datos 6. Debe registrar la actividad eléctrica por 10 segundos, una vez que transcurre este tiempo de clic en “Parar” 7. Repita los pasos 5 y 6 con la articulación del codo en los ángulos de 90o y 45o (Fig. 2.11). 8. Repita los pasos 4 a 7 utilizando las mancuernillas de 5 y 10 libras, en total debe registrar 9 eventos, se obtiene un registro como el que se muestra en la Fig. 2.11 9. De clic en “Parar” que se localiza en el parte inferior derecha de la pantalla, debe obtener un registro como el que se muestra en la Fig. 2.12

Fig. 2.12. Registro de las contracciones isométricas del brazo dominante, con la articulación del codo en los ángulos de 180o, 90o y 45o sin pesa y con las pesas de 5 y 10 libras. 10. Si el registro no es adecuado repita el procedimiento desde el punto 1.

Contracciones isotónicas: 1. Se debe registrar la actividad eléctrica del bíceps durante las fases concéntrica y excéntrica de una contracción isotónica sin carga y con cargas de 5 y 10 libras en el antebrazo dominante. Como se muestra en el Fig. 2.13

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Fig. 2.13. Posición del sujeto realizando la flexión y extensión del codo. 2. Durante la realización del protocolo experimental el sujeto se debe mantener en bipedestación erguido, no debe apoyar el brazo o el codo en el cuerpo, debe mantener el eje del brazo paralelo al eje longitudinal del cuerpo y movilizar únicamente el antebrazo. 3. Debe insertar una marca en el registro cada vez que la articulación del codo alcance el ángulo de 180° y 45°. 4. Cada vez que inserte una marca debe ingresar una descripción que incluya el ángulo y la carga 5. Se debe supervisar que el sujeto mantenga la espalda recta y que solo movilice el antebrazo durante la realización del protocolo experimental 6. El registro inicia cuando el sujeto tiene la articulación del codo extendida. 7. De clic en Inicio, que se encuentra en la parte inferior derecha de la pantalla. 8. El sujeto debe realizar tres flexiones y extensiones alternadas de codo. Cada flexión y extensión debe prolongarse por 5 s (Fig 2.13). 9. Al finalizar la tercera extensión de clic en “Parar” y mientras el sujeto mantiene la articulación del codo en 180°, colóquele en la mano la mancuerna de 5 libras para que repita el procedimiento desde el punto 7. Repita esto con la mancuerna de 10 libras. 10. De clic en “Parar” y analice los datos.

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11. Si el registro no es adecuado, repita el procedimiento desde el punto 1 12. Guarde el registro como una archivo .ACQ (Menú > Archivo> Guardar como > escriba el nombre del archivo > tipo de archivo: .ACQ > Aceptar)

ANALISIS DE DATOS: 1. Modifique la escala de datos, en el menú Ver, utilizando los comandos de Autoescala y Autoescala horizontal (Menú > Ver > Autoescala y Autoescala horizontal) 2. La pantalla presenta cuatro canales de registro, usted debe ubicar en la parte superior el canal CH1 que corresponde al electromiograma no integrado y en la parte inferior el canal CH41 que muestra el electromiograma integrado. 3. Configure las cajas de medición que se encuentran en la parte superior de la pantalla de forma tal que el canal CH 41 indique “Media cuadrática de la actividad eléctrica”. 4. Desplácese al inicio del registro, donde se registraron las contracciones isométricas 5. Con la herramienta seleccionar (Cursor I, localizado en la esquina inferior derecha de la pantalla), marque los 5 s centrales del registro de cada músculo en cada una de las condiciones experimentales (ángulo y carga). 6. En total se deben analizar 9 eventos. 7. Debe reportar la media cuadrática de la actividad eléctrica. 8. En la parte de contracciones isotónicas con la herramienta seleccionar (cursor I localizado en la esquina inferior derecha de la pantalla), marque los 3 segundos centrales de los eventos registrados durante el protocolo experimental de la siguiente forma: a. Fase concéntrica, paso de la articulación del codo de 180° a 45°. b. Fase excéntrica, paso de la articulación del codo de 45° a 180°. 9. Debe realizar la medición en cada una de las condiciones experimentales (diferentes cargas) y reportar la actividad eléctrica promedio.

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RESULTADOS: Cuadro 2.3. Actividad eléctrica promedio registrada durante la contracción isométrica del bíceps en diferentes ángulos de articulación del codo y con diferente carga.

Carga (libras)

Ángulo de la articulación del codo ()

Media cuadrática de la actividad eléctrica (mV)

180 0

90 45 180

5

90 45 180

10

90 45

Cuadro 2.4. Actividad eléctrica promedio registrada en el bíceps, durante las fases concéntrica y excéntrica de una flexión de codo sencilla en el plano sagital con diferentes cargas. Carga (libras) 0

Fase de la contracción Concéntrica Excéntrica

5

Concéntrica Excéntrica

10

Concéntrica Excéntrica

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Media cuadrática de la actividad eléctrica (mV) Repetición 1

Repetición 2

Repetición 3

Promedio

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GUÍA DE ESTUDIO: 1. Describa la correlación existente entre la fuerza generada, el reclutamiento de unidades motoras y la actividad eléctrica promedio registrada en el electromiograma. 2. Con respecto al registro de fatiga compare la relación existente entre la fuerza y la actividad eléctrica promedio registrada en el electromiograma al inicio y al final del registro y determine si existen diferencias en esta relación y las posibles causas. 3. Describa el tipo de fatiga observado bajo estas circunstancias experimentales y establezca los mecanismos que pueden influir en el registro obtenido. 4. Con respecto al registro de la actividad eléctrica del bíceps durante la contracción isométrica compare y explique el comportamiento de la actividad eléctrica promedio cuando el ángulo de la articulación del codo es de 180°, 90° y 45° y cuando la carga es de 0, 5 y 10. 5. En el registro de las contracciones isotónicas, analice el comportamiento de la actividad eléctrica promedio durante la fase concéntrica y excéntrica de la contracción del bíceps. 6. En el registro de las contracciones isotónicas, compare el comportamiento de la actividad eléctrica promedio entre los músculos agonistas y antagonistas durante la flexión y extensión del antebrazo sobre el brazo

REFERENCIAS: 1. Adaptado de: Pflanzer R, Uyehara J, McMullen W. 2000. Lección 1 y Lección 2. Electromiografía I. EMG estándar e integrado. Biopac Systems, Inc. Trad. por Moraga D., Droguett S. In: Biopac Student. Laboratory Manual. La versión española. Biopac Systems, Inc. Santa Barbara, California. 2. Allen D, Lamb G, Westerblad H. Skeletal Muscle Fatigue: Cellular Mechanisms. Physiol Rev 2008; 88: 287–332. 3. Dimitrova N, Dimitrov G. Interpretation of EMG changes with fatigue: facts, pitfalls, and fallacies. Journal of Electromyography and Kinesiology 2003; 13: 13–36. 4. Enoka R, Duchateau J. Muscle fatigue: what, why and how it influences muscle function. J Physiol 2008; 586(1): 11–23.

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❸ ELECTROCARDIOGRAFÍA OBJETIVOS: 1. Familiarizarse con el electrocardiograma como una herramienta importante para la evaluación de los eventos eléctricos del corazón. 2. Realizar el análisis completo del electrocardiograma en cuanto a frecuencia cardiaca, tipo de ritmo, características de los accidentes electrocardiográficos (morfología, amplitud y duración) y el eje eléctrico del corazón. 3. Correlacionar los diferentes accidentes electrocardiográficos con los eventos eléctricos que ocurren en el corazón durante el ciclo cardiaco. 4. Determinar en el electrocardiograma los cambios asociados con el ciclo respiratorio, la inmersión de la cara en agua fría y el ejercicio.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · · · · ·

Electrocardiografía y electrocardiograma. Duración, amplitud y signo de las ondas del electrocardiograma (P, Q, R, S y T) en las diferentes derivadas. Duración de los segmentos (PR y ST) e intervalos (PR, QT y QTc) en las diferentes derivadas. Vectores de despolarización y repolarización del corazón. Características del ritmo sinusal. Correlación entre los eventos eléctricos y mecánicos a nivel cardiaco. Bradicardia inmersional. Arritmia sinusal respiratoria. Respuesta cardioaceleradora.

INTRODUCCION: El electrocardiograma (EKG) es el registro gráfico de los cambios a nivel de piel derivados de la actividad eléctrica a nivel de las estructuras cardiacas, a consecuencia de los estímulos rítmicos que dan origen a las contracciones. El corazón consta de tres tipos de células, células marcapaso (inician la señal eléctrica), células conductoras (distribuyen la señal) y células contráctiles (encargadas de la contracción cardiaca). Las células marcapasos ubicadas en el nodo sinoatrial inician la secuencia eléctrica de despolarización, la cual se propaga al nodo atrioventricular mediante las vías internodales, luego a través del haz de His por las ramas derecha e izquierda y las fibras de Purkinje hasta los ventrículos, a las células contráctiles las cuales se contraen (Fig. 3.1).

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Fig. 3.1. Estructura anatómica del corazón y las vías de conducción eléctrica.

Esta secuencia de eventos eléctricos genera vectores de despolarización que son registrados por los electrodos, de tal manera que cuando el dipolo de despolarización se aproxima al electrodo positivo, se registra una deflexión positiva mientras que si el dipolo de despolarización se aleja del electrodo positivo se obtiene una deflexión negativa, caso contrario ocurre con los vectores de repolarización. Estos vectores generan el EKG en el cual se registran los siguientes eventos: (Fig. 3.2A). 1. Línea basal o isoeléctrica (línea base del EKG entre la onda T y la onda P). Sirve de referencia para definir elevaciones o depresiones del punto J, el cual es la unión entre el final de la onda A y el segmento ST. 2. Ondas: deflexión de la línea basal positiva (si va hacia arriba) o negativa (si va hacia abajo). 3. Segmento: periodo de tiempo que transcurre entre el final de una onda y el inicio de la siguiente onda, solo incluye una línea isoeléctrica. 4. Intervalo: sección del EKG que contiene al menos una onda y un segmento. La escala del EKG se encuentra estandarizada (Fig. 3.2B) a velocidad de 25 mm/s y 1 mV/cm, esto quiere decir que en el eje horizontal 1mm (cuadro pequeño) equivale a 0,04s y 5mm (cuadro

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grande) equivale a 0,2s; en el eje vertical 1mm (cuadro pequeño) equivale a 0,1mV mientras que 10mm (2 cuadros grandes) equivalen a 1 mV. A

B

Fig. 3.2. Registro electrocardiográfico. A. Resumen de los principales componentes (ondas, segmentos e intervalos) presentes en un EKG. B. Escalas de medición del papel electrocardiográfico. Las ondas en el EKG derivadas de los vectores de despolarización del tejido cardiaco poseen la siguiente nomenclatura (Fig. 3.3): A

B

C

Fig. 3.3. Representación de las ondas en un registro electrocardiográfico con su respectiva nomenclatura. a. La onda P: representa la despolarización de los atrios b. El complejo QRS: compuesto por las ondas Q, R y S y representa la despolarización ventricular, las ondas en este complejo se nombran con una letra minúscula en caso de que posea una amplitud menor a 0,5 mV y con una letra mayúscula en caso de que posee una amplitud mayor a 0,5 mV (es posible que en un complejo QRS no se registren las 3 ondas).

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i. La onda Q: se define como la primer deflexión negativa del complejo QRS. ii. La onda R: se define como la primer deflexión positiva del complejo QRS. iii. La onda S: se define como la primer deflexión negativa después de una deflexión positiva en el complejo QRS. iv. En el caso de que el complejo QRS posea una única deflexión negativa se nombra complejo QS. c. La onda T: representa la repolarización ventricular. A la hora de analizar un electrocardiograma se debe comparar la duración de las ondas segmentos e intervalos con los valores promedio, los cuales se resumen en la siguiente tabla: Tabla 3.1. Duración de las ondas segmentos e intervalos Evento Duración (s) P < 0,11 Ondas

Segmentos Intervalos

Complejo QRS

< 0,10

T

0,20

PR

0,04 – 0,09

ST

0,12

PQ

0,12 – 0,20

QTc

0,35 – 0,44

En el EKG, comúnmente se registran 12 derivaciones las cuales corresponden al registro de los vectores de despolarización o repolarización cardiaco por los electrodos colocados en piel, estas derivadas se clasifican en: 1. Unipolares: a. Periféricas. b. Precordiales. 2. Bipolares. Derivaciones bipolares periféricas: miden la diferencia de potencial entre dos electrodos periféricos uno negativo y otro positivo, colocados en las extremidades, determinan los vectores de despolarización en el plano frontal, representan el triángulo de Einthoven (del cual se deriva el círculo hexaxial): · Derivación I (DI): Diferencia de potencial entre el brazo derecho (-) y el brazo izquierdo (+). · Derivación II (DII): Diferencia de potencial entre el brazo derecho (-) y pierna izquierda (+). · Derivación III (DIII): Diferencia de potencial entre el brazo izquierdo (-) y pierna izquierda (+). La relación entre las tres derivaciones estándar se expresan algebraicamente en la Ecuación de Einthoven, la cual representa en forma vectorial la suma de los vectores de las tres derivaciones: 𝐷𝐼 + 𝐷𝐼𝐼𝐼 = 𝐷𝐼𝐼

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Derivaciones unipolares periféricas: Registran la diferencia de potencial entre el centro del corazón (-) y el electrodo colocado en una de las extremidades (+), el nombre de las derivadas se precede por la letra a que significa amplificada, esto porque se amplifica la amplitud de los vectores: · aVR: electrodo positivo en el brazo derecho. · aVL: electrodo positivo en el brazo izquierdo. · aVF: electrodo positivo en la pierna izquierda. El electrodo colocado en el pie derecho actúa como tierra, y es necesario para activar el amplificador de rechazo de señales sincrónicas y disminuir el ruido de fondo en el registro de EKG. Derivaciones unipolares precordiales o torácicas (Fig. 3.4): registran la diferencia del potencial entre el centro del corazón (-) y el electrodo colocado a nivel de piel de la región precordial, determinan los vectores de despolarización en el plano frontal: · V1: Intersección entre el cuarto espacio intercostal derecho y la línea paraesternal. · V2: Intersección entre el cuarto espacio intercostal izquierdo y la línea paraesternal. · V3: En el punto medio entre V2 y V4. · V4: Intersección entre el quinto espacio intercostal izquierdo y la línea medio clavicular. · V5: Intersección entre una línea horizontal que se traza a nivel de V4 y la línea axilar anterior. · V6: Intersección entre una línea horizontal que se traza a nivel de V4 y V5 y la línea axilar media.

Fig. 3.4. Colocación de los electrodos para las derivaciones precordiales.

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MATERIALES: · · · · · · · · · · · · · · · · · ·

Electrocardiógrafo digital. Papel para electrocardiógrafo. Electrodos autoadhesivos desechables. Electrodos reutilizables de chupón. Crema conductora. Gasa para limpieza del sujeto. Alcohol para limpieza del sujeto. Set de cables BIOPAC (SS2L). Electrodos desechables de vinilo (EL503), 3 electrodos por sujeto. Gel electrolítico BIOPAC (GEL1) limpiador de piel y alcohol. Sistema de computadora. Unidad de adquisición de datos BIOPAC MP35. Software: Biopac Student Lab. Transformador BIOPAC (AC100A). Cable USB BIOPAC (USB1W). Colchoneta. Palangana con agua a temperatura ambiente. Toallas de papel para secar la cara del sujeto experimental.

PARTE 1: Electrocardiograma en reposo. PROCEDIMIENTO:  REGISTRO DEL EKG DE 12 DERIVACIONES EN REPOSO: 1. El sujeto experimental se debe colocar en decúbito supino, cómodo y con los músculos relajados, las piernas sin cruzar, ambos brazos a los lados del cuerpo y la pared torácica descubierta. 2. Asegurarse de que haya un máximo de aislamiento eléctrico, para ello ni el sujeto ni el examinador deben tocar el equipo durante la toma y el sujeto debe retirar todo elemento metálico que porte. 3. Limpie con gasa y alcohol el área donde se van a colocar los electrodos y aplique una pequeña cantidad de crema conductora y extiéndala sobre la piel con un movimiento suave. a. Región precordial. b. Región interna de las piernas entre el tercio medio y el tercio distal. c. Región anterior de los antebrazos entre el tercio medio y el tercio distal.

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4. Coloque los electrodos en el sitio correspondiente (descrito previamente), debe evitar que los electrodos entren en contacto entre ellos, asegúrese que los electrodos se encuentran bien sujetos sin producir incomodidad al paciente. 5. Conecte los cables del electrocardiógrafo con los electrodos, siempre en la misma dirección, todos en dirección caudal o cefálica. 6. Verifique la calibración del electrocardiógrafo a 25 mm/s y 1 mV/10mm. 7. Realice la adquisición de un electrocardiograma de 12 derivaciones con tira de ritmo. 8. Apague el equipo, proceda a desconectar y retirar el cable y los electrodos, limpie al sujeto experimental y los electrodos con gasa empapada en alcohol y déjelos secar. 9. Guarde cuidadosamente todo el equipo. 10. Proceda realizar el análisis completo del EKG (recuerde utilizar la escala de medición representada en la Fig. 3.2B): a. Frecuencia cardiaca (ventricular y auricular) en las derivaciones DII, aVR, V1 y V6. b. Duración de las ondas, segmentos e intervalos en las derivaciones DII, aVR, V1 y V6. c. Amplitud de las ondas en las derivaciones DII, aVR, V1 y V6. d. Tipo de ritmo. e. Eje eléctrico del corazón con el triángulo de Einthoven y el círculo hexaxial.

 ANALISIS DEL ELECTROCARDIOGRAMA: 1. Frecuencia cardiaca: a. Seleccione dos complejos QRS adyacentes. b. Determine la longitud (mm) del intervalo RR, el cual está comprendido entre el pico de la onda R del primer complejo QRS y el pico de la onda R del siguiente complejo QRS (en caso de no observar una onda R adecuadamente se puede utilizar la onda Q o el complejo QS). El intervalo RR equivale a un latido. c. Calcule la duración (s) de un latido, utilizando la siguiente relación: 1 𝑚𝑚 ∶ 0,04 𝑠 ∷ 𝑙𝑜𝑛𝑔𝑖𝑡𝑢𝑑 𝑑𝑒𝑙 𝑖𝑛𝑡𝑒𝑟𝑣𝑎𝑙𝑜 𝑅𝑅 (𝑚𝑚) ∶ 𝑑𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (𝑠) 𝐷𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑢𝑛 𝑙𝑎𝑡𝑖𝑑𝑜 (𝑠⁄𝑙𝑎𝑡) =

0,04𝑠 × 𝑅𝑅(𝑚𝑚⁄𝑙𝑎𝑡) 1𝑚𝑚

d. Utilice este dato para determinar la frecuencia cardiaca con la siguiente fórmula: 𝐹𝑟𝑒𝑐𝑢𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑐𝑎𝑟𝑑𝑖𝑎𝑐𝑎 (𝑙𝑎𝑡 ⁄𝑚𝑖𝑛) =

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60 𝑠⁄𝑚𝑖𝑛 𝐷𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑢𝑛 𝑙𝑎𝑡𝑖𝑑𝑜 (𝑠⁄𝑙𝑎𝑡 )

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2. Amplitud de las ondas: a. Determine la amplitud (mm) de la onda que se va a valorar. b. Calcule el voltaje de la onda utilizando la siguiente relación: 1 𝑚𝑚 ∶ 0,1 𝑚𝑉 ∷ 𝑎𝑚𝑝𝑙𝑖𝑡𝑢𝑑 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑜𝑛𝑑𝑎 (𝑚𝑚) ∶ 𝑣𝑜𝑙𝑡𝑎𝑗𝑒 (𝑚𝑉 ) 𝑉𝑜𝑙𝑡𝑎𝑗𝑒 (𝑚𝑉 ) =

0,1 𝑚𝑉 × 𝑎𝑚𝑝𝑙𝑖𝑡𝑢𝑑 (𝑚𝑚) 1 𝑚𝑚

3. Duración de ondas, segmentos e intervalos: a. Determine la longitud (mm) de la accidentes electrocardiográficos (onda, segmento o intervalo) que se va a valorar. b. Calcule la duración (s) de este, utilizando la siguiente relación: 1 𝑚𝑚 ∶ 0,04 𝑠 ∷ 𝑙𝑜𝑛𝑔𝑖𝑡𝑢𝑑 (𝑚𝑚) ∶ 𝑑𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (𝑠) 𝐷𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (𝑠) =

0,04 𝑠 × 𝑙𝑜𝑛𝑔𝑖𝑡𝑢𝑑 (𝑚𝑚) 1 𝑚𝑚

4. Determinar el tipo de ritmo: analice los criterios del ritmo sinusal y verifique que se cumplan: a. Frecuencia cardiaca entre 60 y 100lat/min. b. Variación del RR (s) no mayor al 20%. c. Todo QRS es precedido por una onda P y toda onda P es seguida por un QRS. d. Intervalo PQ no mayor a 0,20s. e. Onda P negativa en aVR.

 DETERMINACIÓN DEL EJE ELÉCTRICO DEL CORAZÓN EN EL PLANO FRONTAL CON EL TRIÁNGULO DE EINTHOVEN (FIG. 3.5A): 1. Para este método se utilizan las derivadas bipolares periféricas. 2. Realice la suma del voltaje de todas las ondas presentes en el complejo QRS (Q + R + S) para las derivada DI, DII y DIII, debe respetar el signo y magnitud de cada onda, verifique que se cumple la ley de Einthoven. 3. Trace el vector correspondiente a las derivadas DI y DIII : a. Sume el voltaje de las ondas del complejo QRS para cada derivada (DI y DIII), debe respetar el signo y la magnitud de cada onda. b. Trace una escala en cada derivada en el triángulo de Einthoven (DI y DIII), debe utilizar la misma escala para todas las derivadas (utilice como 0 el punto medio de la derivada). c. Y recuerde utilizar el signo de los electrodos de cada derivada (DI y DII) para localizar el punto correspondiente a la suma del voltaje de cada complejo.

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d. En la escala que dibujó anteriormente, busque el punto que corresponde a la suma del voltaje del complejo QRS. e. En este punto trace una línea perpendicular a la línea de la derivada correspondiente para DI y DIII. f. Determine el punto en el cual se unen las dos líneas perpendiculares a las derivadas DI y DIII. g. Trace una línea entre el punto medio del triángulo y la intersección de las dos líneas que dibujó previamente, esta línea representa el eje eléctrico del corazón. h. Dibuje una línea paralela a la derivada DI a nivel del punto medio del triángulo. i. Determine el ángulo que se forma entre la línea del eje eléctrico del corazón y la línea paralela a la derivada DI, este es el ángulo del eje eléctrico del corazón.

 DETERMINACIÓN DEL EJE ELÉCTRICO DEL CORAZÓN EN EL PLANO FRONTAL CON EL CIRCULO HEXAAXIAL (FIG. 3.5B): Para este método se utilizan las derivadas periféricas (unipolares y bipolares). 1. Determine la derivada que posee el complejo QRS más isobifásico, este es el complejo en el cual la suma algebraica de todas las ondas en el complejo QRS es más cercana a cero. 2. Esta representa la derivada cuyo electrodo positivo se encuentra perpendicular al eje eléctrico del corazón. 3. Localice la derivada que se encuentra formando un ángulo de 90o con la derivada más isobifásica. 4. Utilice esta derivada para determinar la dirección del eje eléctrico del corazón. 5. Determine la ubicación del electrodo positivo para esta derivada: a. Si el complejo QRS es predominantemente positivo quiere decir que el eje eléctrico se acerca al electrodo positivo de la derivada. b. Si el complejo QRS es predominantemente negativo quiere decir que el eje eléctrico se aleja del electrodo positivo de la derivada. 6. Determine el ángulo al cual se encuentra el eje eléctrico del corazón, según los ángulos del circulo hexaaxial.

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A

B

Fig. 3.5. Diagramas utilizados para la determinación del eje eléctrico frontal del corazón. A. Triángulo de Einthoven B. Círculo hexaaxial.

RESULTADOS: Cuadro 3.1. Frecuencia cardiaca ventricular y auricular determinadas con el registro electrocardiográfico en las derivadas DII, aVR, V1 y V6. Frecuencia cardiaca (lat/min) Auricular Ventricular

Derivación DII aVR V1 V6

Cuadro 3.2. Amplitud de las diferentes ondas presentes en el EKG determinada con el registro electrocardiográfico en las derivadas DII, aVR, V1 y V6. Derivación

P

Amplitud de las ondas (mV) Q R S

T

DII aVR V1 V6

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Cuadro 3.3. Duración de los diferentes accidentes electrocardiográficos determinada con el registro electrocardiográfico en las derivadas DII, aVR, V1 y V6. Duración de los accidentes electrocardiográficos (s) Derivación Onda Intervalo Segmento Complejo Intervalo Intervalo Segmento Onda P PR PR QRS QT QTc ST T DII aVR V1 V6 NOTA: Para corregir el QT (QTc) utilice la fórmula de Bazett: 𝑄𝑇𝑐(𝑠) =

𝑄𝑇(𝑠) √𝑅𝑅(𝑠)

Donde QTc: valor del intervalo QT corregido, QT: duración del intervalo QT, RR: duración del intervalo RR. Cuadro 3.4. Voltaje de las ondas Q, R, S y la sumatoria para la determinación del eje eléctrico del corazón con el triángulo de Einthoven. Derivada Q (mV) R (mV) S (mV) Sumatoria (mV) DI DIII DII

Cuadro 3.5. Eje eléctrico del corazón en el plano frontal determinado con el triángulo de Einthoven y el círculo hexaxial. Eje eléctrico

Método para determinación del eje eléctrico Triángulo de Einthoven Círculo hexaaxial

Ángulo (o)

PARTE 2: Modificaciones electrocardiográficas por diferentes maniobras experimentales. PROCEDIMIENTO: 56 | P á g i n a

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 EL ELECTROCARDIOGRAMA Y EL CICLO RESPIRATORIO: 1. El procedimiento para determinar el patrón electrocardiográfico observado durante el ciclo respiratorio se realiza con el electrocardiógrafo digital. 2. Siga los pasos 1 a 6 para el registro de un EKG de 12 derivaciones descrito en la Parte 1: Electrocardiograma en reposo. 3. Seleccione, en el electrocardiógrafo, el modo de adquisición de tira de ritmo para registrar únicamente la derivada periférica bipolar DII. 4. Pida al sujeto que realice inspiraciones y espiraciones profundas de forma seriada a una velocidad media (no deben ser inspiraciones o espiraciones forzadas). 5. Presione el botón de adquisición del EKG inmediatamente después de que el sujeto inicie la inspiración para registrar las variaciones del electrocardiográficas por los fenómenos respiratorios. 6. No es necesario realizar un registro prolongado del electrocardiograma, los cambios se observan durante cada ciclo respiratorio. 7. Analice los cambios en la frecuencia cardiaca.

RESULTADOS: Cuadro 3.6. Modificaciones de la frecuencia cardiaca producida por los fenómenos respiratorios de inspiración y espiración determinadas con el EKG. Parámetro

Fenómenos respiratorios Inspiración Espiración

Duración del intervalo RR (s) Frecuencia Cardiaca (lat./min)

EL PROCEDIMIENTO DE INMERSIÓN DE LA CARA EN AGUA FRÍA Y MODIFICACIONES DEL CICLO CARDIACO POR EL EJERCICIO SE REALIZAN CON LA UNIDAD DE ADQUISICIÓN DE DATOS BIOPAC®.  INSTALACIÓN DEL EQUIPO: 57 | P á g i n a

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Conforme complete el protocolo experimental y el análisis de datos, usted podría necesitar las siguientes herramientas y opciones presentadas. La Fig. 3.6 presenta un canal de datos y cuatro canales de cajas de medición. Marcadores y etiquetas aparecen en la parte de arriba de la ventana de datos. Muchos son generados automáticamente. Marcadores de evento aparecen debajo de la barra de etiqueta de marcador como un triángulo amarillo invertido. Ellos son manualmente insertados y etiquetados, o generados por el software para describir los datos que están siendo registrados. Para agregar un marcador presione la tecla Esc, y puede escribir la etiqueta del marcador. Marcadores de agregación aparecen arriba de la barra de etiqueta de marcador como un diamante azul. Ellos son generados por el software al inicio del registro y para marcar el inicio de cada segmento nuevo.

Fig. 3.6. Ventana que presenta las diferentes herramientas del programa. 1. Encienda la computadora, asegúrese de que la unidad BIOPAC MP35 se encuentre apagada, conecte el equipo de la siguiente manera (Fig. 3.7): a. Set de cables (SS2L) para la Derivación DII al canal 2.

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Fig. 3.7. Colocación del set de cables SS2L en la unidad BIOPAC MP35. 2. Encienda la unidad del BIOPAC MP35. 3. El sujeto debe estar sentado y relajado con los brazos extendidos a los lados del cuerpo, las piernas extendidas sin cruzar. 4. El sujeto debe retirar todo elemento metálico que porte y asegurarse de no hacer contacto en el suelo con los pies. 5. Coloque los electrodos en el sujeto y fije el cable SS2L como se observa en la Fig. 3.8.

Fig. 3.8. Colocación de los electrodos para tomar la derivación DII del electrocardiograma.

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6. Colocación de los electrodos, (durante este protocolo experimental se va a registrar el electrocardiograma durante el ejercicio, por lo tanto se colocan los electrodos en el tórax y abdomen, y con esto evitar la interferencia por la contracción muscular voluntaria): a. Electrodo neutro: en la intersección entre la línea medioclavicular y la línea subcostal derecha. b. Electrodo positivo: en la intersección entre la línea medioclavicular y la línea subcostal izquierda. c. Electrodo negativo: en la superficie anterior del tórax, medial a la línea del deltoides 2 cm caudal de la clavícula. 7. Inicie el programa BIOPAC Student Lab, escoja la lección L05- ECG-1. 8. Escriba el nombre del sujeto experimental y presiones OK.

 CALIBRACIÓN: 1. Revise los electrodos y asegúrese de que los cables no se encuentran entrelazados para evitar interferencias. 2. Indíquele al sujeto permanezca quieto y relajado. 3. Presione Calibrate. Espere mientras la calibración se lleva a cabo. 4. Verifique que los datos de la calibración sean similares a la Fig. 3.9, de ser así de clic en Record para iniciar la adquisición de datos, si los datos de la calibración no son adecuados de clic en Redo Calibration.

Fig. 3.9. Registro de calibración.

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 ADQUISICIÓN DE DATOS: Inmersión de la cara en agua fría: 1. El sujeto se debe colocar sentado y relajado en la mesa con ambos brazos a los lados del cuerpo y sin cruzar las piernas, debe evitar que los pies toquen el suelo y pídale que retire todo elemento metálico que porte. 2. Otro compañero del grupo debe sujetar una cubeta con agua fría a nivel de los hombros del sujeto experimental, a suficiente altura como para que el sujeto puede sumergir toda la cara cómodamente. 3. De clic en Record. 4. Registre por 30 segundos, este es el registro control. 5. Indíquele al sujeto experimental que sumerja la cara en el agua fría, es importante que no realice una inspiración profunda antes de sumergir la cara. El sujeto debe tratar de contener la respiración todo el tiempo que le sea posible. 6. Presione la tecla ESC, para agregar marcas en el registro, justo cuando el sujeto sumerge la cara en el agua y cada 10 segundos pos inmersión. 7. Una vez que el sujeto saca la cara de la cubeta detenga el registro dando clic en Suspend. 8. Verifique que el registro sea similar a la Fig. 3.10, de ser así continúe con el procedimiento de ejercicio, de lo contrario de clic en Redo y regrese al paso 5.

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Fig. 3.10. Registro de la derivación DII en el EKG durante la inmersión de la cara de un sujeto en agua a temperatura ambiente.

Modificación de la duración de las fases del ciclo cardiaco por el ejercicio aeróbico: 1. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, y solicite que se siente en el cicloergómetro. 2. Registre un periodo control de 30 s con el sujeto relajado y de clic en Suspend. 3. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo: a. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el cicloergómetro. b. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm; sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a 0,5kp, una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. c. Inmediatamente finalizado el tiempo y sin parar el pedaleo determine la frecuencia cardiaca, realice el conteo de los latidos en 15 segundos, utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla: Tabla 3.1. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida durante el calentamiento. Frecuencia cardiaca < 80 80 - 89 90 - 100 > 100 (lat/min) Carga 2,5 2,0 1,5 1,0 (Kp) d. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el pedaleo. e. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. 4. Debe realizar ejercicio por 3 minutos, inmediatamente finalizado este periodo de ejercicio de clic en Resume para registrar los cambios electrocardiográficos por el ejercicio. 5. Registre por 60 segundos (mientras el sujeto se mantiene realizando ejercicio) y de clic en Suspend. 6. Revise los datos de la pantalla, si son similares a los de la Fig. 3.11 proceda al siguiente punto, de lo contrario repita el procedimiento desde el punto 1 dando clic en Redo.

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Fig. 3.11. Registro de la derivada DII en el EKG de un sujeto después de realizar ejercicio. 7. De clic en Done y luego en Yes. 8. Remueva los electrodos.

 ANÁLISIS DE DATOS: 1. Entre al modo de análisis de datos, en el menú Lessons > Review Save Data. 2. Seleccione Data Files y de clic sobre la carpeta con el nombre del sujeto experimental, seleccione el archivo que se desea analizar (que corresponde al registro de inmersión de la cara en agua fría o ejercicio). 3. De clic en Open. 4. Establezca las cajas de medición de la siguiente manera: a. CH2 (canal 2): Delta T (tiempo transcurrido). b. CH2 (canal 2): BPM (latidos por minuto). c. CH2 (canal 2): p-p (cambio de amplitud).

Inmersión de la cara en agua fría: 1. Seleccione con la herramienta Zoom (icono de la lupa que se encuentra en la esquina inferior derecha), cuatro latidos del segmento en que el sujeto se encontraba en posición sentado previo a sumergir la cara en agua fría.

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2. Con la herramienta Cursor I (localizado en la esquina inferior derecha) seleccione un intervalo RR y reporte la duración y la frecuencia cardiaca. 3. Repita el paso anterior para medir la duración del intervalo RR y la frecuencia cardiaca cada 10 segundos hasta que se termine el registro. 4. Busque el intervalo RR de mayor duración en todo el registro y reporte la duración de ese intervalo y la frecuencia cardiaca. 5. Determine el tiempo transcurrido entre la inmersión de la cara en agua fría y la aparición del intervalo RR de mayor duración. 6. Salga del programa.

RESULTADOS Cuadro 3.7. Duración del intervalo RR y frecuencia cardiaca determinados en el electrocardiograma de un sujeto sentado durante la inmersión de la cara en agua fría. Parámetro

Control sentado

10

Tiempo de inmersión (s) 20 30 40

50

Duración del intervalo RR (s) Frecuencia cardiaca (lat./min)

Respecto al registro total: Frecuencia cardiaca mínima (lat/min): __________. Tiempo (s) en el que se observó la frecuencia cardiaca mínima: _________.

Modificación por el ejercicio aeróbico moderado: 1. Desplace el registro al control, en la parte previa al inicio del ejercicio. 2. Utilice la herramienta Zoom y seleccione 4 latidos. 3. Utilice la herramienta Cursor I y seleccione el intervalo de tiempo transcurrido entre el pico de la onda R del complejo QRS y el final de la onda T (este periodo comprende la sístole ventricular) reporte la duración.

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4. Luego seleccione el intervalo de tiempo transcurrido entre el final de la onda T y el pico de la onda R del siguiente complejo QRS (este periodo comprende la diástole ventricular) reporte la duración. 5. Reajuste el Zoom para poder observar el registro completo (Menu > Ver > Autoescala horizontal y Autoescala). 6. Desplace el registro al primer minuto del registro del electrocardiograma durante la realización del ejercicio. 7. Repita los pasos 2 a 4 y reporte los valores obtenidos. 8. Salga del programa.

RESULTADOS: Cuadro 3.8. Duración de la sístole y diástole ventricular determinados con el electrocardiograma en un sujeto en reposo en posición sentado y relajado y en el periodo posterior al ejercicio. Condición

Reposo en posición sentado y relajado

No más de 20 s posterior al ejercicio aeróbico moderado

Periodo de tiempo

Duración (s)

Del pico de la onda R al final de la onda T (Sístole Ventricular) Del fin de onda T al pico de la siguiente onda R (Diástole Ventricular) Del pico de la onda R al final de la onda T (Sístole Ventricular) Del fin de onda T al pico de la siguiente onda R (Diástole Ventricular)

GUÍA DE ESTUDIO: 1. Con respecto a los vectores de despolarización del corazón, indique los mecanismos fisiológicos (corrientes iónicas, presencia de canales, conducción eléctrica) que explican la presencia de estos vectores e indique la relación que tienen con la morfología del registro electrocardiográfico estudiado y que tienen con el eje eléctrico del corazón.

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2. Explique los mecanismos fisiológicos involucrados en el reflejo de la arritmia sinusal y su importancia fisiológica. 3. Explique el arco reflejo involucrado en la bradicardia inmersional. 4. Indique las modificaciones presentes a nivel de la fisiología cardiaca que se pueden observar durante el ejercicio aeróbico moderado, y relacione estos cambios con la modificación de la duración de las fases del ciclo cardiaco.

REFERENCIAS: 1. Coote J. Recovery of heart rate following intense dynamic exercise. Exp Physiol 2010; 95(3): 431–440. 2. Foster G, Sheel A. The human diving response, its function, and its control. Scand J Med Sci Sports 2005; 15: 3–12. 3. Khurana R, Wu R. The cold face test: A non-baroreflex mediated test of cardiac vagal function. Clin Auton Res 2006; 16: 202–207. 4. Kligfield P, Gettes L, Bailey J, Childers R, Deal B, Hancock W, van Herpen G, Kors J, Macfarlane P, Mirvis D, Pahlm O, Rautaharju P, Wagner G. Recommendations for the Standardization and Interpretation of the Electrocardiogram Part I: The Electrocardiogram and Its Technology A Scientific Statement From the American Heart Association Electrocardiography and Arrhythmias Committee, Council on Clinical Cardiology; the American College of Cardiology Foundation; and the Heart Rhythm Society. Circulation. 2007; 115: 1306-1324. 5. Lakatta E, Maltsev V, Vinogradova T. A coupled system of intracellular Ca2+ clocks and surface membrane voltage clocks controls the timekeeping mechanism of the heart’s pacemaker. Circ Res. 2010; 106: 659-673. 6. Larsen P, Tzeng Y, Gallety D. Respiratory sinus arrhythmia in conscious humans during spontaneous Respiration. Respiratory Physiology & Neurobiology 2010; 174: 111–118. 7. Meek S, Morris F. ABC of clinical electrocardiography. Introduction. I Leads, rate, rhythm, and cardiac axis. BMJ 2002; 324: 415-418. 8. Meek S, Morris F. ABC of clinical electrocardiography. Introduction. II Basic terminology BMJ 2002; 324: 470-473. 9. Nerbonne J, Kass R. Molecular physiology of cardiac repolarization. Physiol Rev 2005; 85: 1205–1253. 10. Yasuma F, Hayano J. FCCP Respiratory sinus arrhythmia. Why does the heartbeat synchronize with respiratory rhythm? Chest 2004; 125: 683–690.

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❹ RESPIROMETRÍA OBJETIVOS: 1. Capacitar al estudiante en la técnica adecuada para la realización, análisis e interpretación de las pruebas de función pulmonar y describir sus posibles aplicaciones e importancia clínica. 2. Realizar la medición adecuada de los volúmenes pulmonares y el cálculo de las capacidades pulmonares en condiciones estáticas en reposo y determinar los cambios al realizar ejercicio. 3. Realizar la medición adecuada de los volúmenes pulmonares y el cálculo de los flujos ventilatorios en condiciones dinámicas en reposo y simulando condiciones restrictivas y obstructivas. 4. Describir la técnica adecuada para la adquisición, el análisis y la interpretación de las curvas de flujo volumen.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · · · ·

Respirometría y respirograma. Amplitud de los volúmenes y capacidades respiratorias estáticas durante el reposo. Modificación de los volúmenes y capacidades respiratorias por el ejercicio. Magnitud de los volúmenes y flujos en las pruebas dinámicas de función pulmonar. Alteración restrictiva pulmonar y cambios en los volúmenes, capacidades y flujos pulmonares. Alteración obstructiva pulmonar y cambios en los volúmenes, capacidades y flujos pulmonares. Interpretación y significado del índice de Tiffeneau. Interpretación e importancia de las curvas de flujo-volumen pulmonares.

INTRODUCCIÓN: La respirometría es una herramienta importante para valorar la función pulmonar, y mediante el uso del respirómetro se pueden cuantificar una serie de volúmenes. De esta determinación pueden derivarse, mediante cálculos, las capacidades pulmonares. Si además hacemos intervenir el factor tiempo obtendremos volúmenes y capacidades dinámicas. El espirómetro de impedancia, al tener incorporado un microprocesador, analiza los valores obtenidos en la espirometría, los presenta en forma gráfica, hace la impresión de los resultados comparándolos con estándares internos, y nos hace un diagnóstico preliminar.

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Fig. 4.1. Trazo de un respirograma, se rotulan los volúmenes y las capacidades pulmonares.

VOLÚMENES RESPIRATORIOS (FIG. 4.1): Volumen corriente (VC): Es el volumen de aire normalmente movilizado por un sujeto en reposo. El valor de este volumen corriente será de 500 ml; este volumen se ampliará conforme aumente la actividad del sujeto. Volumen de reserva inspiratorio (VRI): Es el volumen de aire que puede ser movilizado por un sujeto, durante una inspiración profunda máxima iniciada cuando el sujeto se encuentra en una inspiración en reposo (VC). Se mide entre el pico de la inspiración en reposo y el pico de la inspiración profunda máxima. Volumen de reserva espiratorio (VRE): Es el volumen de aire que puede ser movilizado por un sujeto, durante una espiración profunda máxima iniciada cuando el sujeto se encuentra en una espiración en reposo (VC). Se mide entre el valle de la espiración en reposo y el valle de la espiración máxima. Volumen residual (VR): Es el volumen de aire que permanece en los pulmones después de una espiración máxima, este volumen no se puede expulsar de forma voluntaria, es por esto que no se puede medir con el equipo que se utiliza en el laboratorio. Volumen espiratorio forzado en un segundo (VEF1): Es el volumen de aire máximo espirado desde una inspiración forzada durante un segundo.

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Volumen ventilatorio máximo (VVM): Es el volumen de aire máximo que puede movilizar un sujeto, durante un minuto, realizando inspiraciones y espiraciones de máxima profundidad y con la mayor frecuencia posible.

CAPACIDADES RESPIRATORIAS (FIG. 4.1): Las capacidades están constituidas por la suma de 2 o más volúmenes. Capacidad inspiratoria (CI): Es el volumen de aire movilizado durante una inspiración máxima que inicie al final de una espiración en reposo (VC). Se calcula como la suma de VC + VRI. Capacidad espiratoria (CE): Es el volumen de aire movilizado durante una espiración máxima que inicie al final de una inspiración en reposo (VC). Se calcula como la suma de VC + VRE. Capacidad residual funcional (CRF): Es el volumen de aire que permanece en los pulmones al realizar una espiración en reposo (VC). Se calcula como la suma de VRE + VR. Capacidad vital (CV): Es el volumen máximo de aire que puede movilizar un sujeto. Es el volumen máximo de aire que puede espirar un sujeto a partir de una inspiración máxima. Se calcula como la suma de VC + VRE + VRI. Capacidad vital forzada (CVF): Si se realiza una espiración forzada máxima después de una inspiración máxima y se determina el tiempo en que se lleva a cabo esta espiración tendremos la capacidad vital forzada. Esta es una medida dinámica, ya que interviene el tiempo.

RELACIONES: Índice de Tiffeneau: Es la razón entre el volumen espiratorio forzado en un segundo y la capacidad vital forzada, se calcula como la división del volumen espiratorio forzado en un segundo entre la capacidad vital forzada (VEF1/CVF). Se expresa como el porcentaje de la capacidad vital forzada que fue expulsado en el primer segundo.

FLUJOS: Flujo máximo (flujo pico): Determinación del flujo máximo el cual se expresa en L/min. Flujo máximo midespiratorio (FEF25-75%): Se mide el flujo espiratorio entre los volúmenes correspondientes al 25% y al 75% de la espiración forzada. Esto corresponde al 50% central de la curva de la espiración forzada.

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PARTE 1: Respirometría (registro con el respirómetro mecánico). MATERIALES: · · · · · · · · · ·

Respirómetro. Tanque de oxígeno. Pinza de nariz. Boquillas plástico para respirometría. Boquillas de cartón para pruebas dinámicas. Papel con escala, para el quimógrafo. Faja para restringir la expansión torácica. Boquilla de hule para limitar el flujo aéreo. Cicloergómetro. Toallas de papel.

PROCEDIMIENTO: Para el análisis de los registros obtenidos en el respirómetro utilice la escala establecida en la siguiente tabla: Tabla 4.1. Escala de medición para el tiempo y volumen de diferentes tipos de respirómetro. Velocidad Respirómetro Volumen (mm/min) 32 Collins 100 ml por división 1920 Harvard 25 30 ml/mm

 PRUEBAS ESTÁTICAS EN REPOSO: 1. Verifique la preparación del respirómetro: debe estar lleno de oxígeno, que tenga papel para realizar el registro, que tenga una boquilla limpia y del tamaño conveniente para el sujeto experimental (para evitar restricción al flujo de aire) y que la válvula de salida se encuentre en posición cerrada al respirómetro y abierta hacia el medio ambiente. 2. Siente al sujeto frente al respirómetro y ajuste la altura de la boquilla de tal forma que el sujeto se siente cómodo a la hora de realizar el registro, evitando que esté agachado o hiperextendido.

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3. Coloque la pinza de nariz de tal forma que impida el paso del aire, pero no tan ajustada que cause molestia. 4. Pídale al sujeto experimental que se introduzca la boquilla entre los labios y dientes. Déjelo respirar aire atmosférico hasta que se acostumbre y la respiración sea normal y regular. 5. Encienda el respirómetro y establezca la velocidad avance del papel en el quimógrafo: a. Respirómetro de Collins: 32 mm/min. b. Respirómetro de Harvard: 25 mm/min. 6. Gire la válvula de salida de tal forma que quede en posición cerrada a la atmosfera y abierta hacia el tanque del respirómetro. 7. Realice un registro control de un minuto, en caso de que las respiraciones sean irregulares espere un tiempo prudencial para que el sujeto normalice el patrón respiratorio. 8. Continúe con el registro e indique al sujeto que realice una inspiración máxima (no debe realizar una inspiración forzada), luego espere a que normalice el patrón respiratorio y repita este paso. Se deben registrar 3 inspiraciones máximas. 9. Continúe el registro una vez que la respiración se ha normalizado, indique al sujeto que haga una espiración máxima (recuerde que no debe ser forzada), luego espere que se normalice el patrón respiratorio y repita este paso. Se deben registrar 3 espiraciones máximas. 10. Continúe el registro y una vez que la respiración se ha normalizado, indique al sujeto que realice una inspiración máxima seguida de una espiración máxima (capacidad vital), luego espere a que se normalice el patrón respiratorio y repita este paso. Se debe registrar 3 veces la capacidad vital.

 PRUEBAS ESTÁTICAS: INFLUENCIA DEL EJERCICIO: 1. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo: a. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto. b. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento el cicloergómetro. c. Indique al sujeto que debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a 0,5kp, una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. d. Inmediatamente finalizado el tiempo y sin parar el pedaleo, determine la frecuencia cardiaca, realice el conteo de los latidos en 15 segundos, utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla:

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Tabla 4.2. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida durante el calentamiento. Frecuencia cardiaca < 80 80 - 89 90 - 100 > 100 (lat/min) Carga(Kp) 2,5 2,0 1,5 1,0 e. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el pedaleo. f. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. 2. El sujeto debe realizar ejercicio por 3 minutos, inmediatamente transcurrido este tiempo y sin detener el pedaleo, vuelva a colocar al sujeto en el respirómetro e inicie de nuevo el registro. 3. Encienda el respirómetro e inicie el registro, debe realizar un registro de 1 minuto de control. 4. Indique al sujeto que realice una inspiración máxima y continúe respirando normalmente. 5. Espere unos 3 ciclos respiratorios y solicite al sujeto que realice una espiración máxima y continúe respirando normalmente. 6. De nuevo deje pasar unos 3 ciclos respiratorios y solicite al sujeto que realice una capacidad vital y continúe respirando normalmente, deje pasar otros tres ciclos y termine el registro. 7. Recoja la hoja del tambor del respirómetro y realice la medición y cálculo de los volúmenes y capacidades correspondientes.

RESULTADOS: Cuadro 4.1. Frecuencia respiratoria y volúmenes pulmonares determinados o calculados mediante la respirometría en condiciones estáticas de reposo y ejercicio. Volumen VC (L) VRI (L) VRE (L) FR (resp/min) VMR (VC * FR) (L/min) VR (L)

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Reposo

Ejercicio

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Cuadro 4.2. Capacidades pulmonares obtenidas en la respirometría y calculadas a partir de los volúmenes medidos en condiciones de reposo y ejercicio. Capacidad CI (L) CE (L) CV (L) CV/m2 (L/m2) CRF (L) CPT (L)

Reposo

Ejercicio

NOTA: 1. Utilice el nomograma de Dubois para determinar el área corporal del sujeto experimental y con este dato calcule la capacidad vital por metro cuadrado, 2. Complete los cuadros 4.1 y 4.2 con los valores obtenidos con el respirograma. Para el cálculo del volumen residual en sujetos de 16 a 32 años aproximadamente la capacidad vital equivale al 80% de la capacidad pulmonar total, y el volumen residual al 20%. 𝐶𝑃𝑇(𝐿) =

𝐶𝑉(𝐿) × 100% 80%

𝑉𝑅(𝐿) = 𝐶𝑃𝑇(𝐿) − 𝐶𝑉 (𝐿) Donde CPT: capacidad pulmonar total, CV: capacidad vital, VR: volumen residual

 PRUEBAS DINÁMICAS: 1. El sujeto se debe colocar de pie frente al respirómetro. Ajuste la boquilla de tal forma que la altura sea cómoda para el sujeto experimental. 2. Indique al sujeto que debe realizar una inspiración máxima y retenga el aire hasta que se le indique que puede espirar. 3. Colocarse la pinza en la nariz. 4. Encienda el respirómetro (Collins) a la velocidad de 1920 mm/min. 5. Cuando la velocidad se haya estabilizado (no más de un segundo) indique al sujeto que realice una espiración forzada máxima (debe espirar con la mayor fuerza y velocidad que le sea posible), observe el registro y detenga el respirómetro. 6. Calcule la capacidad vital forzada, el VEF1s y el índice de Tiffeneau y el FEF25-75%.

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 PRUEBAS DINÁMICAS: INFLUENCIA DE FACTORES RESTRICTIVOS Y OBSTRUCTIVOS: Restrictivos: 1. Para simular un trastorno restrictivo, se debe limitar la movilidad del tórax, lo cual se logrará empleando una faja que impida la expansión de la caja torácica. 2. El sujeto se debe colocar de pie frente al respirómetro, y se ajusta la boquilla de tal forma que la altura sea cómoda para el sujeto experimental. 3. Coloque la faja alrededor del tórax del sujeto experimental (en caso de ser una mujer debe colocarla por encima de las mamas), indíquele que realice una espiración máxima, ajuste la faja al tórax del sujeto firmemente para evitar que se produzca la expansión de la caja torácica, pero sin causar daño al sujeto. 4. Es muy importante simular la situación restrictiva antes de que el paciente haga la inspiración forzada máxima. 5. Indique al sujeto que debe realizar una inspiración máxima y retenga el aire hasta que se le indique que puede espirar. 6. Colocarse la pinza en la nariz. 7. Encienda el respirómetro (Collins) a la velocidad de 1920 mm/min. 7. Cuando la velocidad se haya estabilizado (no más de un segundo) indique al sujeto que realice una espiración forzada máxima (debe espirar con la mayor fuerza y velocidad que le sea posible), observe el registro y detenga el respirómetro. 8. Calcule la capacidad vital cronometrada o forzada, el VEF1s y el índice de Tiffeneau y el FEF2575%.

Obstructivos: 1. Para simular un trastorno obstructivo se debe aumentar la resistencia al flujo aéreo en las vías respiratorias superiores, lo cual se logrará reduciendo el diámetro de las vías por medio de una obstrucción parcial, creando de esta forma una zona de alta resistencia. 2. Tome un tapón de hule con un agujero y colóquelo en el extremo de la llave donde se inserta la boquilla, esto provoca la reducción del diámetro de la vía aérea.

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3. El sujeto se debe colocar de pie frente al respirómetro y se ajusta la boquilla de tal forma que la altura sea cómoda para el sujeto experimental. 4. Indique al sujeto que debe realizar una inspiración máxima y retenga el aire hasta que se le indique que puede espirar. 5. Colocarse la pinza en la nariz. 6. Encienda el respirómetro (Collins) a la velocidad de 1920 mm/min. 7. Cuando la velocidad se haya estabilizado (no más de un segundo) indique al sujeto que realice una espiración forzada máxima (debe espirar con la mayor fuerza y velocidad que le sea posible), observe el registro y detenga el respirómetro. 8. Calcule la capacidad vital forzada, el VEF1 y el índice de Tiffeneau y el FEF25-75%.

RESULTADOS: Cuadro 4.3. Valor de las pruebas de función pulmonar en condiciones dinámicas determinadas con el respirómetro al valorar condiciones normal, restrictiva y obstructiva Parámetro CVF (L) VEF1 (L) VEF1/CVF (%) FEF25-75% (L/s)

Normal

Restrictivo

Obstructivo

PARTE 2: Respirometría (sistema BIOPAC®) MATERIALES: · · · · · · · · · ·

Transductor de flujo de aire SS11LA. Filtro bacteriológico AFT1. Pieza de boca descartable AFT2. Prensa de nariz AFT3. Jeringa de calibración de 0.6 L (AFT6). Pieza de boca autoclavable AFT8 (opcional). Computadora. Programa Biopac Student Lab 3.7.1 Unidad MP35. Transformador de pared (AC100A).

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·

Cable USB (USB1W).

PROCEDIMIENTO: Conforme complete el protocolo experimental y el análisis de datos, usted podría necesitar las siguientes herramientas y opciones presentadas. La Fig. 4.1 presenta tres canales de datos y cuatro canales de cajas de medición.

Fig. 4.2. Ventana que presenta las diferentes herramientas del programa. Marcadores y etiquetas aparecen en la parte de arriba de la ventana de datos. Muchos son generados automáticamente. Marcadores de evento aparecen debajo de la barra de etiqueta de marcador como un triángulo amarillo invertido. Ellos son manualmente insertados y etiquetados, o generados por el software para describir los datos que están siendo registrados. Para agregar un marcador presione la tecla Esc, y puede escribir la etiqueta del marcador. Marcadores de agregación aparecen arriba de la barra de etiqueta de marcador como un diamante azul. Ellos son generados por el software al inicio del registro y para marcar el inicio de cada segmento nuevo.

 INSTALACIÓN DEL EQUIPO: 1. Encender el computador mientras la unidad BIOPAC MP35 se encuentra apagada y conectar el transductor de flujo de aire al canal 1 (Fig. 4.3). 2. Encender la unidad BIOPAC MP35.

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3. Colocar el filtro bacteriológico en el extremo de la jeringa de calibración.

Fig. 4.3. Conexión del transductor de flujo de aire (SS11LA) a la unidad BIOPAC MP35. 4. Insertar el ensamble filtro/jeringa en el extremo etiquetado como “Inlet” del transductor del flujo de aire SS11LA (Fig. 4.4).

Fig. 4.4. Ensamble de transductor de flujo de aire, filtro bacteriológico y jeringa. 5. Ingrese al programa de adquisición de datos: en el escritorio, dar doble clic en Macintosh HD > Aplicaciones > Biopac Student Lab 3.7.1 > Biopac Student Lab. 6. Escoger la lección L12-LUNG-1. Escribir el nombre del sujeto experimental y dar clic en OK.

 CALIBRACIÓN: 1. Sacar completamente el émbolo de la jeringa y mantener el ensamble filtro-jeringa horizontalmente, es de suma importancia que el transductor de flujo se calibre en posición vertical (en la misma posición en la cual se va a realizar la adquisición).

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2. No se debe sostener el transductor de flujo cuando esté usando la jeringa de calibración porque la punta de la jeringa puede quebrarse. 3. Dar clic en el botón Calibrate. 4. De clic en OK. 5. Durante esta parte de la calibración el ensamble debe estar sobre la mesa y no debe manipularse, la primera parte correrá automáticamente por 8 segundos durante los cuales no se debe mover el ensamble jeringa-filtro-transductor. 6. Tome el ensamble jeringa-filtro-transductor como se muestra en la Fig. 4.5, y de clic en Yes.

Fig. 4.5. Manipulación del ensamblaje jeringa-filtro-transductor durante la calibración. 7. Debe introducir el embolo en la jeringa rápidamente con una duración de 1 segundo, esperar 2 segundos, sacar el émbolo rápidamente con una duración de 1 segundo, espere 2 segundos y repita el ciclo, debe realizar 5 ciclos. 8. Detener la calibración dando clic en End Calibration. El registro que se obtiene debe ser como el de la Fig. 4.6, de lo contrario debe repetir el proceso de calibración. 9. Con el primer empujón de la jeringa debe aparecer una deflexión hacia abajo en el registro. Si la deflexión sale hacia arriba debe montarse el ensamblaje por el otro orificio del transductor y repetir la calibración. 10. En el caso de que no aparezcan los 5 grupos de deflexiones o si sale un pico grande debe reiniciarse la calibración.

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Fig. 4.6. Registro de la calibración de respirometría.

 ADQUISICIÓN DE DATOS: 1. Inserte un filtro bacteriológico descartable (AFT1) y una pieza de boca descartable (AFT2) en el transductor de flujo de aire (Fig. 4.7).

Fig. 4.7. Colocación de la pieza de boca desechable y de filtro bacteriológico en el transductor de flujo de aire. 2. Colocar una pinza de nariz al sujeto y colocarle el transductor de aire como se ve en la Fig. 4.8. Debe mantenerse el transductor en posición vertical todo el tiempo (Fig. 4.8). 3. Para mejorar la exactitud de los cálculos es recomendable que si el registro se inicia en inspiración se finalice en espiración y viceversa. El sujeto no debe ver la pantalla durante el registro de los datos.

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Fig. 4.8. Modo de empleo del transductor, filtro y pieza de boca. 4. Dar clic en Record y registre un periodo control en reposo de un minuto de duración. 5. Indique al sujeto que realice las siguientes maniobras tres veces, permitiendo que se normalice la respiración (tres ciclos de respiración normal) entre cada una de las maniobras: a. Inspiración máxima. b. Espiración máxima. c. Capacidad vital (inspiración máxima seguida de una espiración máxima). 6. Dar clic en Stop al terminar, y aparecen en la pantalla los registros de volumen y de flujo de aire, verifique que el registro sea como se observa la Fig. 4.9.

Fig. 4.9. Registro de la respirometría.

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7. Si el registro no se obtuvo correctamente, por ejemplo si tosió o retuvo aire, debe darse clic en Redo y repetir desde el punto 4. Si el registro está bien continúe con el siguiente paso. 8. De clic en Done. 9. Retire la pinza de la nariz al sujeto. 10. De clic en Yes. 11. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo: a. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el cicloergómetro. b. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, el sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a 0,5kp, una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. c. Se debe realizar el calentamiento por 3 minutos, inmediatamente finalizado el tiempo y sin parar el pedaleo determine la frecuencia cardiaca, realice el conteo de los latidos en 15 segundos, utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla: Tabla 4.3. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida durante el calentamiento. Frecuencia cardiaca < 80 80 - 89 90 - 100 > 100 (lat/min) Carga 2,5 2,0 1,5 1,0 (Kp) d. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el pedaleo. e. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. 12. Indique al sujeto que realice las siguientes maniobras una sola vez, permitiendo que se normalice la respiración (tres ciclos de respiración normal) entre cada una de las maniobras: a. Inspiración máxima. b. Espiración máxima. c. Capacidad vital (inspiración máxima seguida de una espiración máxima). 13. Al finalizar de clic en Done y luego en Yes.

 ANÁLISIS DE DATOS: 81 | P á g i n a

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1. De doble clic en Biopac Student Lab. De clic en Review Saved Data y en OK. 2. Elija la carpeta con el nombre del sujeto experimental. Escoja el nombre del archivo que se va a analizar. De clic en Open. 3. Aunque se muestran tanto los registros de flujo de aire como de volumen, el segundo es el más relevante. 4. Desactive el canal 1 presionando la tecla Option y dando un clic en la caja de canal 1 (Option + CH1). De clic en file y seleccione Display Preferences, escoja Show Grids y de clic en OK. Debe ver un registro como el que se muestra en la Fig. 4.10.

Fig. 4.10. Registro de la respirometría. 5. De un clic en la parte inferior de la pantalla, donde se presenta el tiempo en segundos. En el cuadro llamado Grid, en la sección llamada Major division, cambie el 2 por 60. Luego de clic en OK. Con esto Usted cambia la escala del tiempo donde cada raya vertical equivale a un minuto. 6. De un clic en la parte izquierda de la pantalla, donde se presenta el volumen en litros. En el cuadro llamado Grid, en la sección llamada Major division, cambia el 0.5 por 0.1. Luego de clic en OK. Con esto Usted cambia la escala del volumen y cada raya horizontal equivale a 100 mL. 7. Calcule el volumen corriente escogiendo la onda de la respiración más grande y la más pequeña y contando el número de líneas horizontales (equivalentes al volumen de aire). Calcule un promedio con estos valores y repórtelo.

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8. Cuente el número de ondas que hay en el primer minuto de registro y reporte la frecuencia respiratoria. 9. De los tres registros de inspiración forzada, espiración forzada y capacidad vital escoja el de mayor amplitud y repórtelo. 10. Determine el volumen de reserva inspiratorio (VRI) contando el número de líneas horizontales que hay desde una inspiración normal hasta la inspiración forzada y reporte el valor. 11. Determine el valor de la capacidad inspiratoria (CI) contando las líneas que hay desde la espiración normal hasta la inspiración forzada y reporte el valor. 12. Para calcular la capacidad inspiratoria (CI) sume el valor de VC + VRI. 13. Determine el volumen de reserva espiratorio (VRE) contando el número de líneas horizontales que hay desde una espiración normal hasta la espiración forzada y reporte el valor. 14. Determine la capacidad espiratoria (CE) contando el número de líneas horizontales que hay desde una inspiración normal hasta la espiración forzada y reporte el valor. 15. Calcule la capacidad espiratoria (CE) sumando el valor de VC + VRE. 16. Cuente las líneas horizontales que hay desde el punto máximo (inspiración forzada) hasta el mínimo (espiración forzada) del registro, para determinar la capacidad vital (fig 4.11).

Fig. 4.11. Determinación de la capacidad vital (CV) en el registro después de una inspiración y una espiración forzada.

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17. Calcule la CV sumando los valores de VC+VRI+VRE, determinados previamente. 18. Utilizando el Nomograma de Dubois calcule el área corporal del sujeto experimental, y con este dato determine la capacidad vital por metro cuadrado. 19. Para calcular el volumen residual se asume que en un sujeto de 16 a 32 años de edad la capacidad vital representa un 80% de la capacidad pulmonar total y el volumen residual representa el 20% restante. 20. Utilice la siguiente fórmula: 𝐶𝑃𝑇(𝐿) =

𝐶𝑉(𝐿) × 100% 80%

𝑉𝑅(𝐿) = 𝐶𝑃𝑇(𝐿) − 𝐶𝑉 (𝐿) Donde CPT: capacidad pulmonar total, CV: capacidad vital, VR: volumen residual. 21. De clic en Review Save Data. 22. De clic en Data File. 23. Elija la carpeta con el nombre del sujeto y ejercicio y escoja el nombre del archivo que se va a analizar. 24. De clic en Open. 25. Repita los pasos 4 al 19.

RESULTADOS: Cuadro 4.4. Frecuencia respiratoria y volúmenes pulmonares determinados o calculados mediante la respirometría en condiciones estáticas de reposo y ejercicio. Volumen VC (L) VRI (L) VRE (L) FR (resp/min) VMR (VC * FR) (L/min) VR (L)

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Reposo

Ejercicio

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Cuadro 4.5. Capacidades obtenidas en la respirometría y calculadas a partir de los volúmenes medidos en condiciones de reposo y ejercicio. Capacidad CI (L) CE (L) CV (L) CV/m2 (L/m2) CRF (L) CPT (L)

Reposo

Ejercicio

PARTE 3: Espirometría (registro con el espirómetro de impedancia). MATERIALES: · · · ·

Espirómetro de impedancia. Boquillas estériles de cartón para el espirómetro. Papel electrosensible para el espirómetro. Cuadros y nomogramas de valores normales en hombres y mujeres.

PROCEDIMIENTO:  PRUEBA DE CAPACIDAD VITAL FORZADA (CVF): 1. A partir de la pantalla del Menú principal, pulse la tecla F5. 2. En la pantalla de Espirometría, pulse la tecla F5. 3. En la pantalla que se abre a continuación debe completar los datos de la edad del paciente (años), la talla (cm), el peso (Kg), el sexo (presione la tecla 1 si la prueba la va a realizar una mujer y la tecla 2 si es un hombre), índice de fumador (paquetes año) que se calcula con la siguiente fórmula: 𝑝𝑎𝑞𝑢𝑒𝑡𝑒𝑠 𝑎ñ𝑜 =

𝑛ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 𝑐𝑖𝑔𝑎𝑟𝑟𝑖𝑙𝑙𝑜𝑠 𝑝𝑜𝑟 𝑑í𝑎 × 𝑎ñ𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑓𝑢𝑚𝑎𝑑𝑜𝑟 20

4. Pulse la tecla F7. 5. El paciente debe mantener el neumotacómetro inmóvil para iniciar la espiración, debe de mantenerse en la misma posición hasta el final de la maniobra (Fig. 4.12).

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Fig. 4.12. Posición correcta para el uso del neumotacómetro. 6. Indíquele al sujeto que se siente erecto y que se coloque la pinza en la nariz. Recordar indicarle al sujeto que debe realizar la prueba con su máximo esfuerzo y debe evitar desplazarse hacia adelante durante la maniobra. 7. Pulse la tecla F5 y mantenga el neumotacómetro o transductor quieto hasta que aparezca una flecha intermitente en la pantalla. 8. Indíquele al sujeto experimental que realice una inspiración máxima desde el aire ambiente (todavía no debe colocarse el neumotacómetro) y que sostenga la respiración, posteriormente debe colocarse la boquilla del neumotacómetro en la boca y realizar un sello adecuado. 9. Debe realizar una espiración forzada máxima (realizando el mayor esfuerzo posible y expulsando el aire a la mayor velocidad), seguida, inmediatamente, de una inspiración forzada máxima (realizando el mayor esfuerzo posible y expulsando el aire a la mayor velocidad). 10. Recuerde que debe mantenerse en posición sentada y erecta durante toda la prueba sin desplazarse hacia adelante. 11. El sujeto puede retirar la boquilla y el neumotacómetro de la boca. 12. En la pantalla del espirómetro aparecerá una curva de flujo volumen, los valores de CVF y VEF1 de referencia (REF) y los observados en cada maniobra (Mx). ACT corresponde a la última maniobra realizada.

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13. Si los datos son correctos presione la tecla F8 para imprimir el informe de lo contrario realice otra vez la maniobra, para esto debe repetir los puntos del 5 al 11. 14. La nueva gráfica se superpone para compararla con la mejor (M1) de los datos almacenados del sujeto. El equipo guarda y ordena las cinco mejores maniobras en M1 a M5, siendo la mejor la posicionada en M1 y la peor la posicionada en M5. La última maniobra introducida queda parpadeando y corresponde con los valores ACT. Si se han introducido más de cinco maniobras y no parpadea ninguna, indica que la última entrada es peor que la cinco almacenadas y será eliminada. 15. Si no hubiera papel para imprimir los resultados, presione la tecla F7 para observar los resultados de la mejor maniobra (M1). Copie los datos en el cuadro 4.6.

 PRUEBA DE VENTILACIÓN VOLUNTARIA MAXIMA (VVM): 1. Presione la tecla F1 dos veces. 2. En el menú principal pulse la tecla F5. 3. Pulse la tecla F7. 4. Pulse la tecla F5 y espere a que salga la flecha intermitente. 5. El sujeto debe sentarse y colocarse el neumotacómetro en la boca. Indíquele a su compañero que hiperventile por un lapso de 15 segundos, tratando que las respiraciones sean lo más profundas y rápidas posibles. 6. Si el dato obtenido es correcto presione la tecla F8 para imprimirlos de lo contrario repita los puntos 4 y 5. 7. Si no hay papel para imprimir los resultados presione la tecla F7 y anote los datos en el cuadro 4.6. NOTA: El equipo incorpora un sistema de ayudas en pantalla que describe de forma breve el significado de cada icono así como alguna otra información recordatoria que facilita el uso del equipo. Esta ayuda puede activarse en cualquier momento mediante la tecla “?”.

RESULTADOS:

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Cuadro 4.6. Valores espirométricos obtenidos, de referencia y el porcentaje de desviación en la prueba de capacidad vital forzada y de ventilación voluntaria máxima. Parámetro

Valor observado

Valor de referencia

Porcentaje de desviación (%)

FVC (L) FEV1 (L/s) FEV1/FVC (%) FEF25%-75% (L/s) MVV (L/min) Nota: Para el cálculo del porcentaje de desviación utilice la siguiente fórmula: 𝑃𝐷 (%) =

𝑉𝑅 − 𝑉𝑂 × 100 𝑉𝑅

Donde: PD: porcentaje de desviación, VR: valor de referencia, VO: valor observado.

GUÍA DE ESTUDIO: 1. Realice una comparación entre las pruebas pulmonares estáticas en ejercicio y en reposo y describa las diferencias en los volúmenes y capacidades observados. 2. Indique y explique los mecanismos fisiológicos involucrados en el incremento de la ventilación (tanto por incremento del volumen corriente como por incremento de la frecuencia respiratoria) durante el ejercicio en comparación con el reposo. 3. Realice una comparación en los parámetros dinámicos de las pruebas de función pulmonar en condiciones normal, restrictiva y obstructiva, explique la diferencia en los volúmenes y en los flujos. 4. Con respecto al índice de Tiffeneau realice la comparación en las condiciones normal, restrictiva y obstructiva, y explique las diferencias. 5. Analice el registro de flujo volumen.

REFERENCIAS: 1. Aaron S, Dales R, Cardinal P. How accurate is spirometry at predicting restrictive pulmonary impairment? Chest. 1999; 115(3): 869-873.

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2. Eaton T, Withy S, Garrett J, Mercer J, Whitlock R, Rea H. Spirometry in primary care practice: The importance of quality assurance and the impact of spirometry workshops. Chest. 1999; 116(2): 416 - 423. 3. Glady C, Aaron S, Lunau M, Clinch J, Dales R. A Spirometry-Based Algorithm To Direct Lung Function Testing in the Pulmonary Function Laboratory. Chest. 2003; 123: 1939-1946 4. Miller M, Crapo R, Hankinson J, Brusasco V, Burgos F, Casaburi R, Coates A, Enright P, van der Grinten C, Gustafsson P, Jensen R, Johnson D, MacIntyre N, McKay R, Navajas D, Pedersen O, Pellegrino R, Viegi G, Wanger J. SERIES ‘‘ATS/ERS TASK FORCE: STANDARDISATION OF LUNG FUNCTION TESTING’’ General considerations for lung function testing. Eur Respir J 2005; 26: 153-161. 5. Miller M, Hankinson J, Brusasco V, Burgos F, Casaburi R, Coates A, Crapo R, Enright P, van der Grinten C, Gustafsson P, Jensen R, Johnson R, MacIntyre N, McKay R, Navajas D, Pedersen O, Pellegrino R, Viegi G, Wanger J. SERIES ‘‘ATS/ERS TASK FORCE: STANDARDISATION OF LUNG FUNCTION TESTING’’ Standardisation of spirometry. Eur Respir J 2005; 26: 319–338 6. Wanger J, Clausen J, Coates A, Pedersen O, Brusasco V, Burgos F, Casaburi R, Crapo R, Enright P, van der Grinten C, Gustafsson P, Hankinson J, Jensen R, Johnson D, MacIntyre N, McKay R, Miller M, Navajas D, Pellegrino R, Viegi G. SERIES ‘‘ATS/ERS TASK FORCE: STANDARDISATION OF LUNG FUNCTION TESTING’’ Standardisation of the measurement of lung volumes. Eur Respir J 2005; 26: 511–522 7. Wise R, Connett J, Kurnow K, Grill J, Johnson L, Kanner R, Enright P. Selection of spirometric measurements in a clinical trial, the lung healthy study. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1995; 151 (3): 675-681.

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❺ PRESIÓN ARTERIAL Y FRECUENCIA CARDÍACA. OBJETIVOS: 1. Desarrollar la destreza de tomar la presión arterial por el método auscultatorio en un tiempo no mayor de 1 minuto siguiendo el protocolo establecido. 2. Desarrollar la destreza de obtener la frecuencia cardiaca por el método auscultatorio en la región precordial y palpatorio en diferentes sitios anatómicos en un tiempo no mayor de 1min. 3. Correlacionar el origen de los ruidos de Korotkoff con las variaciones hemodinámicas durante la toma de la presión arterial. 4. Determinar la variación de la presión arterial y la variabilidad de la frecuencia cardiaca asociado al cambio de posición de supino a bipedestación. 5. Determinar la variación de la presión arterial y la frecuencia cardiaca asociado a las maniobras experimentales como: inmersión del antebrazo en agua fría, inspiración profunda y ejercicio aeróbico moderado.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · · · · ·

Determinantes de la presión arterial. Valores normales de la presión arterial. Concepto de presión arterial, presión arterial sistólica, presión arterial diastólica y presión arterial media. Barorreflejo. Reflejo de Bainbridge. Cambios hemodinámicos derivados de los cambios de posición. Test presor (inmersión del antebrazo en agua fría). Respuesta cardioaceleradora en el ejercicio. Variabilidad de la frecuencia cardiaca.

INTRODUCCIÓN: Se entiende por presión arterial, la fuerza que ejerce la sangre sobre las paredes de los vasos arteriales; la medición de la presión arterial es un procedimiento relativamente inocuo importante en la estratificación del riesgo cardiovascular y el monitoreo de la respuesta al tratamiento en pacientes hipertensos. Se determina de forma rutinaria por lo que es imprescindible manejar el protocolo adecuado. El corazón al expulsar en una forma periódica o cíclica sangre al sistema circulatorio, produce cambios en la presión arterial la cual alcanza cifras máximas durante la sístole ventricular al expulsar

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parte del volumen de sangre contenido en los ventrículos y cifras mínimas durante la diástole ventricular que se mantienen gracias a la resistencia periférica y a la elasticidad de los vasos. La máxima presión se llama presión arterial sistólica (PAS) y la mínima, presión arterial diastólica (PAD). La presión arterial media en la circulación sistémica es directamente proporcional al gasto cardiaco (GC) y a la resistencia vascular periférica (RVP) donde se describe la siguiente relación: 𝑃𝐴𝑀 ∝ 𝐺𝐶 × 𝑅𝑉𝑃 El gasto cardíaco (ml/min) depende del volumen sistoeyectivo y de la frecuencia cardiaca y se relaciona predominantemente con la presión arterial sistólica. El volumen sistólico depende a su vez de la contractilidad ventricular y del retorno venoso; mientras que la resistencia vascular periférica depende del tono arteriolar y se relaciona principalmente con la presión arterial diastólica. Las modificaciones de la presión arterial están determinadas por cambios en el volumen sanguíneo, en la eficacia del corazón como bomba, en la resistencia sistémica al flujo sanguíneo, y en la distribución relativa del volumen sanguíneo, y se encuentra finamente regulada por los barorreceptores, estos perciben cambios sutiles de la presión arterial y desencadenan mecanismos de retrocontrol negativo que regresan los valores de la presión arterial a rangos fisiológicos. Muchos ajustes reguladores del sistema cardiovascular pueden ser observados o deducidos de las mediciones de la presión arterial y la frecuencia cardiaca en respuesta a las diferentes maniobras experimentales. Con respecto a la variabilidad de la frecuencia cardiaca (VFC), ésta describe las oscilaciones que se producen en ciclos cardiacos consecutivos y su estudio permite obtener información sobre la actividad neurovegetativa y la función del sistema nervioso autónomo (SNA). Para llevar a cabo su análisis se parte de una representación gráfica conocida como tacograma, en la cual el eje x representa los intervalos R-R (en milisegundos) y el eje y el tiempo transcurrido (Fig. 5.1). Una vez que se tiene el tacograma se pueden utilizar diferentes métodos para analizar la VFC, para efectos del laboratorio se utilizarán los que se basan en el dominio temporal y en el dominio de la frecuencia. Existen muchos factores que pueden afectar la VFC como la edad, el sexo, la posición del cuerpo, la hora del día, la temperatura, la ingesta de ciertas sustancias como cafeína, alcohol o algunos fármacos, el fumado, la condición física, el nivel de estrés y la actividad muscular.

Fig. 5.1. Ejemplo de un tacograma de un sujeto en reposo en posición decúbito supino

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Parámetros de dominio temporal: Las mediciones de dominio temporal consisten en medir los intervalos R-R normales durante un periodo de tiempo determinado y a partir de esa información utilizar métodos estadísticos para evaluar diferentes parámetros. Dichos parámetros pueden funcionar para determinar alteraciones en la actividad del SNA, pero no para observar cambios específicos del sistema simpático o parasimpático. Parámetros del dominio frecuencial Los análisis espectrales de frecuencias se utilizan tradicionalmente en estudios de laboratorio de corta duración haciendo uso de registros electrocardiográficos de 5 minutos. Estos análisis son análogos a los electroencefalogramas, ya que con ellos la VFC se puede separar en componentes rítmicos que operan dentro de diferentes rangos de frecuencia, permitiendo obtener información de la amplitud y frecuencia de los ritmos específicos que existen en la onda de VFC. El estudio de este dominio permite evaluar de forma más adecuada la actividad del sistema simpático y parasimpático. Las oscilaciones del ritmo cardiaco se dividen en cuatro bandas de frecuencia, las de ultra baja frecuencia (ULF), las de muy baja frecuencia (VLF), las de baja frecuencia (LF) y las de alta frecuencia (HF). Relacionado con esto se encuentra la potencia total (TP) que es considerado el espectro general en donde se agrupan todas las frecuencias antes mencionadas. Tabla 5.1. Parámetros del dominio frecuencial utilizados en el análisis de la VFC Variable LF HF

Unidades ms2 ms2

Descripción Potencia en un rango de frecuencia bajo Potencia en un rango de frecuencia alto

Rango de frecuencia ≤0.04 Hz 0.15-0.4 Hz

MATERIALES: · · · · · · · · · · · · · ·

Equipo de reproducción de audio con la grabación: “Significación clínica de los ruidos de la presión arterial”. Estetoscopios. Esfigmomanómetros. Cinta métrica. Cronómetro. Colchoneta. Cicloergómetro. Algodón Alcohol Balde con agua fría. Software Biopac Student Lab PRO Electrodos adhesivos Set de cables BIOPAC SS2L Software Kubios HRV

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PROTOCOLO PARA LA MEDICIÓN ADECUADA DE LA PRESIÓN ARTERIAL:  PREPARACIÓN DEL SUJETO: El sujeto debe estar relajado, trate de entablar una breve conversación sobre algún tema de modo que se gane la confianza y explique rápidamente en que consiste la maniobra que se le va a realizar. La sala de examinación debe ser silenciosa y tranquila con temperatura confortable, idealmente, para la toma de la presión arterial, el sujeto debe evitar la actividad física, el fumado, la ingesta de cafeína y alimentos por lo menos por treinta minutos previos al procedimiento.

 POSICIÓN DEL SUJETO: El sujeto se posiciona sentado con la espalda recostada en el respaldar y las piernas relajadas sin cruzar, los pies apoyados sobre una superficie firme, el brazo en el cual se va a realizar la medición de la presión arterial, debe encontrarse expuesto hasta el hombro, el antebrazo se apoya sobre una superficie firme dejando el brazo a nivel del corazón. La columna de mercurio o el aneroide del esfigmomanómetro deben colocarse a la altura de los ojos del examinador.

 MEDICIÓN DE BRAZO Y TAMAÑO DEL MANGUITO: Un manguito pequeño genera una sobreestimación de la presión arterial mientras que un manguito grande puede producir la inexactitud de la medición. Se mide la circunferencia del brazo a nivel del punto medio entre el acromion y el olecranon, la longitud de la bolsa inflable debe abarcar el 80 - 100% de la circunferencia del brazo y el ancho el 40%, una vez calculadas estas dimensiones, seleccione el mejor esfigmomanómetro para la toma de la presión arterial, el que más se aproxime a estas dimensiones.

 COLOCACIÓN DEL MANGUITO EN EL BRAZO: Se coloca alrededor del brazo desnudo 1 pulgada por encima del pliegue del codo, con la línea media de la bolsa inflable alineada con la arteria braquial, el manguito debe de colocarse ajustado pero que permita el deslizar dos dedos entre el manguito y la piel. Evite que los tubos que salen del brazalete hacia la pera y el manómetro se crucen o enrollen ya que esto provoca ruidos de menor nitidez, tome la pera con la mano derecha y manipule con los dedos 1 y 2 la válvula de escape, que servirá para liberar la presión dentro del brazalete. Asegúrese de verificar que el equipo (el aneroide o la columna de mercurio) se encuentra adecuadamente calibrado.

 MÉTODO PALPATORIO: 1. Con el fin de evitar la sobre insuflación del manguito y con esto la incomodidad del sujeto o subestimar la medición de la presión arterial se debe realizar la medición de la presión arterial sistólica por el método palpatorio.

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2. Localice el pulso radial ipsilateral al brazo al cual se colocó el manguito y pálpelo con los dedos 2 y 3 de la mano izquierda mientras manipula la pera y la válvula de escape del esfigmomanómetro con la mano derecha. 3. Insufle rápidamente el manguito hasta que indique la presión de 70mmHg luego lentamente a razón de 10mmHg/2 – 3s hasta que de deje de percibir el pulso, lo cual indica la presión arterial sistólica. 4. Cuando el pulso desaparece, desinfle el manguito a razón de 2 a 3mmHg/1s con cuidado para determinar la reaparición del pulso radial, y confirmar la presión arterial sistólica.

 MÉTODO AUSCULTATORIO: 1. Coloque la membrana del estetoscopio sobre la trayectoria de la arterial braquial, distal al manguito a nivel del pliegue del codo y los auriculares en ambos oídos y escuche atentamente durante todo el procedimiento: a. Aplique suficiente presión para obtener ruidos nítidos pero sin producir compresión de la arteria. b. La campana ayuda a percibir mejor los ruidos de baja frecuencia. c. La cápsula del estetoscopio nunca debe colocarse debajo del brazalete ya que la presión hace menos sensible el instrumento. 2. Insufle rápidamente el manguito hasta que indique una presión de 20 – 30mmHg por encima de la presión arterial sistólica determinada por el método palpatorio, si con esta presión escucha los ruidos de Korotkoff, desinfle rápidamente hasta 0mmHg y vuelva a insuflar el manguito rápidamente a 20 – 30mmHg por encima de la presión anterior. 3. Desinfle en manguito a razón de 2 – 3mmHg/1s. 4. Escuche atentamente los ruidos de Korotkoff, estos son generados por los cambios hemodinámicos a nivel de la arterial parcialmente colapsada, se dividen en 5 fases: a. Fase 1: Ruido seco, claro y repetitivo similar a un golpeteo, coincide con la aparición del pulso radial, indica la presión arterial sistólica. b. Fase 2: Murmullo audible entre cada ruido de la fase 1. c. Fase 3: Desaparición del murmullo audible. d. Fase 4: Atenuación de los ruidos presentes en las fases anteriores. e. Fase 5: Desaparición total del sonido, indica la presión arterial diastólica. 5. Para asegurarse que se alcanzó la presión arterial diastólica se debe continuar desinflando el manguito por 10mmHg luego de la fase 5. 6. Una vez que se determinó la presión arterial diastólica desinfle rápidamente el manguito hasta llevarlo a 0mmHg. Recomendaciones: 1. Actúe con naturalidad y prestancia profesional.

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2. Asegúrese de obtener la alineación adecuada entre la columna de mercurio o el aneroide y la línea de la vista, para evitar errores de medición. 3. No coloque la campana del estetoscopio entre el manguito del esfigmomanómetro y el brazo del sujeto, esto disminuye la nitidez de los ruidos de Korotkoff. 4. No eleve la presión a media toma, debe desinflar totalmente el manguito antes de subirla de nuevo ya que las venas llenas de sangre disminuyen la intensidad de los ruidos de Korotkoff. 5. Evite gestos o expresiones inadecuadas que influyan sobre el estado psicológico del paciente. 6. No deje que el brazalete permanezca inflado a la misma presión por más de 15 – 20s para evitar incomodidad o lesión al sujeto. 7. La escala del esfigmomanómetro está dividida en incrementos de 2mmHg, por lo que no se puede reportar la presión arterial en números impares, tampoco debe redondear la cifra. 8. Entre las causas asociadas a una toma deficiente de la presión arterial se encuentran: a. Relacionadas con la técnica: i. Estetoscopio o ropa bajo el brazalete. ii. Manguito inapropiado. iii. Tiempo muy prolongado en el que permanece el brazalete inflado. iv. Tasa de inflado o desinflado muy rápida o muy lenta. b. Relacionadas con el equipo: i. Instrumentos mal calibrados. ii. Instrumentos defectuosos. c. Relacionadas con el sujeto: i. Tiempo de reposo o ingesta de alimentos. ii. Posición incómoda del paciente o del examinador. iii. Factores psicológicos o físicos (ansiedad o dolor). d. Relacionadas con el examinador: i. Entrenamiento y actitud hacia el procedimiento y el sujeto. ii. Concepto de presión arterial sistólica o diastólica errados. iii. Síndrome de gabacha blanca.

 MEDICIÓN DE LA FRECUENCIA CARDIACA: La frecuencia cardiaca puede ser determinada mediante: 1. Ruidos cardíacos. 2. Pulsaciones arteriales. Mediante ruidos cardíacos:

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Se determina auscultando la región precordial con el estetoscopio, se pueden distinguir dos ruidos fácilmente audibles, el primero se debe al cierre de las válvulas atrioventriculares y vibración de las paredes que genera un sonido descrito como “lub”, el segundo se debe al cierre de las válvulas sigmoideas aortica y pulmonar y al flujo retrógrado de la aorta que golpea esa válvula que genera un sonido descrito como “dub”. Un ciclo cardiaco abarca los dos ruidos cardiacos. Entre el I y II ruidos se percibe un silencio corto conocido como pequeño silencio que corresponde a la sístole ventricular y entre el II y el I ruidos se percibe un silencio de mayor duración conocido como el gran silencio que corresponde a la diástole ventricular. Para la determinación de la frecuencia cardiaca, debe colocar la membrana del estetoscopio sobre la región precordial del sujeto (preferiblemente sobre el foco mitral), de forma firme para obtener ruidos nítidos pero sin aplicar presión excesiva que incomode al sujeto y disminuya la intensidad de los ruidos, existen 4 focos de auscultación: 1. Foco aórtico: segundo espacio intercostal derecho línea paraesternal. 2. Foco pulmonar: segundo espacio intercostal izquierdo línea paraesternal. 3. Foco tricúspideo: tercer espacio intercostal izquierdo línea paraesternal. 4. Foco mitral: quinto espacio intercostal izquierdo línea medio clavicular. Mediante pulsaciones arteriales: Con la expulsión de sangre que hace el ventrículo en cada sístole, se forma una onda de pulso que recorre todo el árbol arterial. Al presionar una arteria contra un plano resistente, como las prominencias óseas, se palpan fácilmente estas pulsaciones, las cuales representan cada latido cardiaco. En términos generales se prefiere determinar la frecuencia cardiaca a nivel de la muñeca tomando el pulso radial pero se puede realizar en otros sitios anatómicos en los cuales se pueda palpar una arteria (cuello, pulso carotídeo; cabeza, pulso temporal; cara, pulso facial entre otros). Para palpar los pulsos arteriales se utilizan los pulpejos de los dedos 2 y 3, se realiza presión leve sobre la superficie de la arteria contra una superficie resistente, asegúrese de ejercer suficiente presión como para palpar el pulso pero sin colapsar completamente la arteria ya que de lo contrario no podría percibir las pulsaciones.

PARTE 1: Medición de la presión arterial y frecuencia cardiaca en reposo PROCEDIMIENTO:  MEDICIÓN DE LA PRESIÓN ARTERIAL: 1. Forme parejas para realizar la determinación de la presión arterial y recuerde utilizar el protocolo descrito previamente.

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2. Determine la presión arterial sistólica por el método palpatorio realizando tres mediciones y calcule el promedio de las tres mediciones. 3. Determine la presión arterial sistólica y diastólica por el método auscultatorio, respetando el protocolo descrito previamente, realice tres mediciones y calcule el promedio de las últimas dos mediciones (para este promedio no debe incluir la primera medición). 4. Calcule la presión de pulso y la presión arterial media utilizando las siguientes ecuaciones: 𝑃𝑃 = 𝑃𝐴𝑆 − 𝑃𝐴𝐷 1 𝑃𝐴𝑀 = 𝑃𝐴𝐷 + ( × 𝑃𝑃) 3 Donde PP: presión de pulso, PAS: presión arterial sistólica, PAD: presión arterial diastólica y PAM: presión arterial media.

RESULTADOS: Cuadro 5.1. Presión arterial determinada por el método palpatorio y por el método auscultatorio en reposo, con sus respectivos promedios.

Método palpatorio

Presión arterial (mmHg) Método auscultatorio

Sujeto 1

2

3

Promedio+

1 PAS

2 PAD

PAS

3 PAD

PAS

Promedio* PAD

PAS

PAD

1 2 3 4 5 6 +: Se calcula a partir de las tres mediciones. *: Se calcula a partir de las últimas dos mediciones.

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Cuadro 5.2. Presión arterial promedio, presión arterial media y presión de pulso determinadas por el método palpatorio Sujeto

Promedio (mmHg)* PP PAM (mmHg) (mmHg) PAS PAD

1 2 3 4 5 6 *: Reescribir los valores de la última columna del cuadro 1.

 MEDICIÓN DE LA FRECUENCIA CARDIACA: 1. Forme tríos para la determinación de la frecuencia cardiaca. 2. Un estudiante determina la frecuencia cardiaca por el método auscultatorio a nivel precordial mientras otro estudiante la determina por el método palpatorio a nivel radial. Se debe realizar la medición de la frecuencia cardiaca por ambos métodos al unísono, y comparar los resultados. 3. Determine la frecuencia cardiaca en periodos de 15, 30 y 60s, reporte los datos en latidos por minuto.

RESULTADOS: Cuadro 5.3. Frecuencia cardiaca determinada por el método palpatorio y el método auscultatorio en 15, 30 y 60s durante el reposo.

Sujeto 1 2 3 4 5 6

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Frecuencia cardiaca (lat/min) Método palpatorio Método auscultatorio 15s 30s 60s 15s 30s 60s

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 MEDICIÓN DE LA FRECUENCIA CARDIACA EN DIFERENTES SITIOS ANATÓMICOS: 1. Determine la frecuencia cardiaca en un lapso de 30s por el método palpatorio en diferentes sitios anatómicos: a. Temporal. b. Carotideo. c. Braquial. d. Radial. e. Poplíteo. f. Pedio. g. Tibial posterior. 2. Reporte los datos en latidos por minuto.

RESULTADOS: Cuadro 5.4. Frecuencia cardiaca determinada por el método palpatorio en distintos sitios anatómicos durante el reposo. Frecuencia cardiaca (lat/min) Sujeto Temporal Carotideo Braquial Radial Poplíteo Pedio Tibial posterior 1 2 3 4 5 6

PARTE 2: Modificación por las diferentes maniobras experimentales PROCEDIMIENTO:  CAMBIOS DE POSICIÓN Y VFC (PARA TODAS LAS MANIOBRAS SE UTILIZAN LOS VALORES EN REPOSO SENTADO COMO CONTROL): 1. Solicite al sujeto que se quite todos los objetos metálicos que porte o que puedan interferir con la señal del equipo como joyería, monedas o teléfonos celulares. Además asegúrese de que el sujeto no toque ningún objeto metálico durante la adquisición de los datos.

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2. Encienda la unidad BIOPAC MP. 3. Coloque los electrodos al sujeto y conecte los cables como se indica a continuación (para mejorar los resultados puede colocar un poco de gel sobre el área de contacto de los electrodos) Tabla 5.3. Descripción de la colocación de los electrodos Electrodo Brazo derecho Pierna izquierda Pierna derecha

Posición Centrado sobre la parte anterior de la muñeca, cerca de 1 a 3 cm debajo de la palma de la mano Medial, justo por encima del tobillo, sobre la piel (NO encima del hueso) Medial, justo por encima del tobillo, sobre la piel (NO encima del hueso)

Cable Blanco Rojo Negro

4. Inicie el programa BIOPAC-pro que se encuentra en el escritorio de la computadora y abra la lección “Variabilidad de la FC” que se encuentra en la carpeta “Lecciones de Biopac” que también se encuentra en el escritorio. 5. Pídale al sujeto que se coloque en posición decúbito supino sobre la mesa, e inicie la toma de un electrocardiograma con el programa BIOPAC dando click en la casilla “inicio” que se encuentra en la esquina inferior derecha de la ventana, la persona deberá mantenerse en esa posición por 5 minutos haciendo el menor esfuerzo físico y mental. 6. Detenga el registro electrocardiográfico, determine la presión arterial por el método auscultatorio y la frecuencia cardiaca por el método palpatorio a nivel radial y por el método auscultatorio en la región precordial (durante el procedimiento experimental el sujeto no pude realizar movimientos). 7. Guarde el registro obtenido con el BIOPAC en la carpeta estudiantes que se encuentra en el escritorio de la computadora. En el nombre del archivo detalle el nombre del sujeto y la posición en la que se encontraba. Ejemplo: Jose decúbito supino. 8. Abra una nueva lección de Variabilidad de la FC en el programa BIOPAC. 9. Repita los pasos del 5 al 8, pero esta vez pídale al sujeto que se coloque en bipedestación. 10. Repita los pasos del 5 al 7, pero con el sujeto en sedestación. 11. Abra el programa Kubios HRV que se encuentra en el escritorio, busque el archivo que tiene los datos de la posición decúbito supino dando click en la carpeta que aparece en la esquina superior derecha (cerciórese que en la ventana que se despliega la casilla “Tipo” indique “Biopac AcqKnowledge files”).

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Fig. 5.2. Ejemplo de la ventana que se despliega al iniciar el programa Kubios HRV y dar click en la opción de abrir archivos

12. De click en “Ok” en la venta que va a aparecer y espere a que se carguen los datos 13. En la ventana de datos del programa Kubios HRV verifique que la casilla “Time-Domain” se encuentra seleccionada y anote el valor de los parámetros del dominio temporal que se solicitan en el cuadro de resultados correspondiente.

Fig. 5.3. Parte de la ventana de datos que muestra el programa Kubios HRV al marcar la casilla “Time-Domain”

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14. En la ventana de datos del programa Kubios HRV de click en la casilla “Frequency Domain” y anote el valor de los parámetros del dominio frecuencial que se solicitan en el cuadro de resultados correspondiente.

Fig. 5.4. Parte de la ventana de datos que muestra el programa Kubios HRV al marcar la casilla “Frequency-Domain” 15. Cierre la ventana y repita los pasos del 11 al 14 para la condición de bipedestación y sedestación.

RESULTADOS: Cuadro 5.5. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial media y frecuencia cardiaca determinadas durante diferentes posiciones.

Maniobra experimental

Presión arterial (mmHg) PAS

PAD

PP

PAM

Frecuencia cardiaca (lat/min) Método Método palpatorio auscultatorio

Control Decúbito supino Bipedestación Cuadro 5.6. Parámetros del dominio temporal obtenidos durante diferentes posiciones

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Variable

Decúbito supino

Posiciones Bipedestación Sedestación

Mean RR (ms) Mean HR (lat/min) Cuadro 5.7. Parámetros del dominio frecuencial obtenidos durante diferentes posiciones Maniobra Variables Decúbito supino Bipedestación Sedestación VLF LF HF VLF LF HF VLF LF HF Peak (Hz) Power (ms2)

 INSPIRACIÓN PROFUNDA: 1. Determine la presión arterial y la frecuencia cardiaca con el sujeto sentado en reposo. 2. Con el sujeto sentado, insufle el manguito del esfigmomanómetro hasta que indique 20 ó 30 mmHg por encima de la presión arterial sistólica en reposo. 3. Solicite al sujeto que realice una inspiración máxima prolongada (a una velocidad media). 4. Cuando el sujeto inicie la inspiración, comience a desinflar el manguito del esfigmomanómetro para realizar la determinación de la presión arterial por el método auscultatorio y al mismo instante determine la frecuencia cardiaca, en 15 s, por el método palpatorio a nivel radial y por el método auscultatorio en la región precordial.

RESULTADOS: Cuadro 5.8. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial media y frecuencia cardiaca determinadas durante la inspiración profunda.

Maniobra experimental

Presión arterial (mmHg) PAS

PAD

PP

PAM

Frecuencia cardiaca (lat/min) Método Método palpatorio auscultatorio

Control Inspiración profunda

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 INMERSIÓN DEL ANTEBRAZO EN AGUA FRÍA: 1. Determine la presión arterial y la frecuencia cardiaca con el sujeto sentado en reposo. 2. El sujeto debe sumergir el antebrazo izquierdo hasta el nivel del codo en un balde con agua fría a una temperatura de aproximadamente 10oC para evitar la estimulación de los nociceptores. 3. Luego de transcurridos 20s inicie la determinación de la presión arterial por el método auscultatorio en el brazo derecho y de la frecuencia cardiaca (en 15s) por el método palpatorio a nivel carotideo y auscultatorio a nivel precordial. El sujeto debe mantener el antebrazo sumergido en el agua fría durante todo el proceso de medición. 4. Pida al sujeto que saque el antebrazo del balde con agua fría. 5. Luego de 30s realice de nuevo la medición de la presión arterial y la frecuencia cardiaca.

RESULTADOS: Cuadro 5.9. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial media y frecuencia cardiaca determinadas durante la inmersión del brazo en agua fría.

Maniobra experimental

Presión arterial (mmHg) PAS

PAD

PP

PAM

Frecuencia cardiaca (lat/min) Método Método palpatorio auscultatorio

Control Durante la inmersión Posterior a la inmersión

 EJERCICIO AERÓBICO MODERADO: 1. Durante el ejercicio y el periodo de recuperación se debe realizar la medición de la frecuencia cardiaca en 15s. 2. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada, determine la presión arterial y frecuencia cardiaca en reposo con el sujeto sentado en el cicloergómetro.

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3. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo: a. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el cicloergómetro. b. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a 0,5kp, una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. c. Se debe realizar el calentamiento por 3 minutos, inmediatamente finalizado el tiempo y sin parar el pedaleo determine la frecuencia cardiaca, realice el conteo de los latidos en 15 segundos, utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla: Tabla 5.4. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida durante el calentamiento. Frecuencia cardiaca < 80 80 – 89 90 – 100 > 100 (lat/min) Carga 2,5 2,0 1,5 1,0 (Kp) d. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el pedaleo. e. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecida con la tabla anterior), una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. 4. Luego de 3 minutos de estar realizando el ejercicio realice la toma de la presión arterial por el método auscultatorio y la frecuencia cardiaca por el método palpatorio a nivel radial y auscultatorio a nivel precordial. a. El sujeto no debe detener el ejercicio. b. Nunca realice la determinación de la frecuencia cardiaca a nivel carotideo mientras realiza ejercicio o en periodo de recuperación para evitar el masaje carotideo. c. El conteo de las pulsaciones en ejercicio y en recuperación se realiza en 15 segundos. 5. Al completar 5 minutos de ejercicio quite la carga del cicloergómetro. 6. Pida al sujeto que pare el ejercicio e inmediatamente realice la medición de la frecuencia cardiaca y la presión arterial. 7. En el periodo de recuperación realice la medición de la frecuencia cardiaca y la presión arterial cada 2 minutos hasta que el sujeto regrese a los valores previos al ejercicio o hayan transcurrido 10 minutos.

RESULTADOS: 105 | P á g i n a

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Cuadro 5.10. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial media y frecuencia cardiaca determinadas durante el ejercicio aeróbico moderado y la recuperación pos ejercicio.

Maniobra experimental

Presión arterial (mmHg) PAS

PAD

PP

Frecuencia cardiaca (lat/min) PAM

Método palpatorio

Método auscultatorio

Control Realización de ejercicio aeróbico moderado 3 minutos de ejercicio Periodo de recuperación pos ejercicio 0 min 2 min 4 min 6 min 8 min 10 min

GUÍA DE ESTUDIO: 1. Realice un diagrama de flujo en el cual incluya los determinantes de la presión arterial media y sus interacciones, explique la forma en que la modificación de estos puede influir sobre la presión arterial media. 2. Explique los mecanismos de regulación de la presión arterial media y frecuencia cardiaca, haciendo énfasis en los arco reflejos involucrados durante el aumento o disminución de la presión arterial media. 3. Explique los cambios hemodinámicos desencadenados durante el cambio de posición y los mecanismos compensatorios desencadenados. 4. Indique la relación entre el ciclo respiratorio y la presión arterial y frecuencia cardiaca, y los cambios hemodinámicos que explican esta relación. 5. Explique los cambios hemodinámicos desencadenados durante la inmersión del brazo en agua fría y los reflejos compensatorios involucrados, tomando en cuenta los resultados obtenidos en la parte experimental.

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6. Explique los mecanismos fisiológicos involucrados en los cambios en la presión arterial durante el ejercicio y establezca la relación que tienen con los cambios en los determinantes de la presión arterial (haciendo énfasis en el gasto cardiaco y resistencia vascular periférica).

REFERENCIAS: 1. Perloff D, Grim C, Flack J, Frohlich E, Hill M, McDonald M, Morgenstern B. AHA Medical/Scientific Statement: Special Report: Human Blood Pressure Determination by Sphygmomanometry. Circulation 1993; 88: 2460-2470 2. The Seventh Report of the Joint National Committee on Prevention, Detection, Evaluation, and Treatment of High Blood Pressure (JNC7). NIH. 2004; 1-87. 3. Beevers G, Lip G, O'Brien E. ABC of Hypertension Blood Pressure Measurement Part II— Conventional Sphygmomanometry: Technique of Auscultatory Blood Pressure Measurement. BMJ. 2001; 322: 1043–1047 4. Netea R, Thien T. Blood pressure measurement: We should all do it better! Netherlands Journal of Medicine 2004; 62(8): 297–303 5. Williams S, Brown S, Conlin P. Blood pressure measurement. N Engl J Med. 2009; 360(5): E6– E13 6. Padwal R, Hemmelgarn B, Khan N, Grover S, McKay S, Wilson T, Penner B, Burgess E, McAlister F, Bolli P, Hill M, Mahon J, Myers M, Abbott C, Schiffrin E, Honos G, Mann K, Tremblay G, Milot A, Cloutier L, Chockalingam A, Rabkin S, Dawes M, Touyz R, Bell C, Burns K, Ruzicka M, Campbell N, Vallée M, Prasad R, Lebel W, Tobe S. The 2009 Canadian hypertension education program recommendations for the management of hypertension: Part 1 – Blood pressure measurement, diagnosis and assessment of risk. Can J Cardiol. 2009; 25(5): 279–286

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❻ DIURESIS EN EL SER HUMANO OBJETIVOS: 1. Determinar los cambios en la diuresis (flujo urinario) causados por ingesta de un volumen de 10 ml/Kg de peso corporal de: a. Una solución hipotónica (agua). b. Una solución hipertónica de NaCl al 1,8% p/v. c. Una solución alcohólica al 4,6% (cerveza). d. Una solución con cafeína (café negro fuerte). 2. Calcular el porcentaje de sobrehidratación causado por la ingesta de un volumen determinado de las sustancias indicadas anteriormente. 3. Calcular los cambios en la osmolaridad plasmática causados por la ingesta de un volumen determinado de las sustancias indicadas anteriormente. 4. Aprender a medir volúmenes con probetas y la densidad con un urinómetro. 5. Calcular el flujo urinario, la depuración osmolar y la depuración de agua libre y analizar cómo varían éstas con la ingesta de las diferentes sustancias. 6. Determinar la correlación que existe entre la densidad y la osmolaridad urinaria.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · ·

Flujo urinario. Depuraciones, cálculo e interpretación (osmolar y de agua libre principalmente). Volumen circulante efectivo y osmolaridad plasmática (relaciones entre estos y su regulación). Valores normales de pH urinario, densidad urinaria, osmolaridad, flujo y depuración osmolar y de agua libre. Efecto de las sustancias experimentales en los compartimentos corporales y la secreción de hormonas reguladoras de la función renal: · Agua. · Solución salina hipertónica. · Alcohol. · Cafeína.

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INTRODUCCIÓN: Para que el metabolismo celular se lleve a cabo dentro de una mayor eficiencia, se debe de mantener el medio interno dentro de límites muy estrechos y constantes, no solo de las sustancias que contiene sino también de la cantidad del agua contenida en los diversos compartimientos del organismo. Durante la actividad diaria normal, los requerimientos metabólicos así como la ingestión de alimentos, líquidos y sólidos varían ampliamente, por lo que el mantenimiento de la homeostasis depende, en gran parte, de la capacidad del riñón para excretar o reabsorber, selectivamente, las sustancias. En el hombre se filtran, por los riñones, alrededor de 125 ml de plasma/min; de todo este filtrado glomerular el 80% es reabsorbido en el túbulo contorneado proximal, y al final, en el túbulo colector solo se ha formado 1 ml de orina, que difícilmente recuerda las características del filtrado inicial, ya que ha sufrido los procesos de secreción y reabsorción selectiva. En la orina que se excreta diariamente (un promedio de 1,2 litros), se encuentran los productos finales del metabolismo y el exceso de electrolitos que había sido ingerido. Para que esta excreción se lleve a cabo se requiere un mínimo diario cercano a los 500 mL. El pH de la orina puede variar dentro de límites muy amplios, de 4,5 a 8,5 lo que permite excretar iones ácidos o alcalinos, para poder mantener un pH plasmático, constante de 7,4.

MATERIALES: · · · · · · · · · · ·

Urinómetros. Balanza para pesar los sujetos de experimentación. 10 mL/Kg (de peso del sujeto) de agua. 10 mL/Kg (de peso del sujeto) de cerveza. 10 mL/Kg (de peso del sujeto) de agua más 0,18 g de NaCl/Kg peso corporal, (solución hipertónica). 10 mL/Kg (de peso del sujeto) de café fuerte, (preparado con 2 medidas por taza de café en el percolador). Beackers de 1 L para recoger la orina. Probetas graduadas. Vasos desechables. Beackers con agua destilada. Osmómetro (Cryoscopic Osmometer OSMOMAT).

PROCEDIMIENTO:  PERÍODO DE CONTROL: 1. Dieta: Tome su desayuno o almuerzo acostumbrado 2h antes de que se inicie el laboratorio pero limite la ingesta de líquidos a no más de 250 ml (un vaso o tasa).

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2. Al menos una hora antes de iniciar la práctica orine y descarte la muestra y anote la hora (puede transcurrir más de una hora pero debe anotar claramente la hora exacta). Este tiempo no es importante que sea de una duración fija, pero sí que lo anote, pues será necesario para determinar el primer flujo urinario. 3. Una vez que inicie el laboratorio, orine nuevamente, recoja y guarde esa muestra para análisis posteriores y proceda a realizar el procedimiento experimental y la ingesta de la sustancia asignada. 4. Una vez que ha terminado de ingerir la sustancia debe realizar el análisis de la muestra que guardó.

 PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL: 1. Ingiera rápidamente la sustancia y la cantidad de líquido que le ha sido asignada. Anote la hora del inicio de la toma. Estos tiempos deben ser exactos. 2. DEBE TOMAR LAS SUSTANCIAS LO MÁS RÁPIDAMENTE QUE PUEDA (no debe exceder los 10min). 3. Proceda a recoger muestras de orina cada 30 min exactos durante 2 h, el tiempo de inicio es la hora de la recolección de la primera muestra de orina. 4. Durante el desarrollo del laboratorio tome en cuenta las siguientes consideraciones: a. Es recomendable disolver el NaCl en poca de agua, beberla y luego ingerir el resto de agua. b. Las personas control no ingieren una sustancia pero deberán recoger y analizar las muestras de orina, las cuales deberán ser analizadas igual a las de los sujetos experimentales. c. Las muestras de orina SE DESCARTAN EN EL SANITARIO (por ninguna razón debe descartar muestras de orina en las pilas del laboratorio).

 CARACTERÍSTICAS DEL SUJETO: Porcentaje de sobrehidratación: 1. Calcule el volumen de agua corporal total, recuerde que este representa el 51% del peso corporal (kg) si se trata de una mujer y el 60% del peso corporal total en un hombre. 2. Averigüe el volumen de sustancia que ingirió.

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3. Calcule el porcentaje de sobrehidratación con la siguiente formula: 𝑃𝑜𝑟𝑐𝑒𝑛𝑡𝑎𝑗𝑒 𝑑𝑒 𝑠𝑜𝑏𝑟𝑒ℎ𝑖𝑑𝑟𝑎𝑡𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (%) =

𝑣𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒𝑛 𝑖𝑛𝑔𝑒𝑟𝑖𝑑𝑜 (𝑙 ) × 100 𝑎𝑔𝑢𝑎 𝑐𝑜𝑟𝑝𝑜𝑟𝑎𝑙 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 (𝑙 )

NOTA: Los sujetos control no realizan este cálculo (pero deben saber hacerlo).

Osmolaridad plasmática después de ingerir la sustancia: 1. El cálculo de la osmolaridad plasmática después de ingerir una determinada sustancia se realiza con la siguiente fórmula: 𝑂𝑠𝑚𝑜𝑙𝑎𝑟𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑝𝑙𝑎𝑠𝑚á𝑡𝑖𝑐𝑎 =

(𝐴𝐶𝑇 × 𝑂𝑃 ) + (𝑉𝑆 × 𝑂𝑆 ) (𝐴𝐶𝑇 + 𝑉𝑆 )

Donde ACT: Agua corporal total, OP: Osmolaridad del plasma, VS: Volumen de la sustancia ingerido, OS: Osmolaridad de la sustancia. NOTA: 1. Los sujetos control no realizan este cálculo (pero deben saber hacerlo). 2. La osmolaridad de las sustancias es: · Del agua: 0 mOsm/L. · Del café: 38 mOsm/L. · De la cerveza: 1183 mOsm/L. · Del Na Cl debe ser calculada.

RESULTADOS: Cuadro 6.1: Características del sujeto experimental y sustancia ingerida. Parámetro

Valor

Sexo (M o F) Peso corporal (kg) Sustancia ingerida Volumen ingerido (L) Volumen de agua corporal total (L) Volumen expandido (L) Porcentaje de sobrehidratación (%) Nueva osmolaridad plasmática (mOsm/L)

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 ANÁLISIS DE LA MUESTRA DE ORINA: Flujo urinario (⩒): 1. Mida el volumen de la muestra de orina en una probeta adecuada y divídalo entre el tiempo transcurrido. 2. Utilice la siguiente fórmula: 𝑉̇ (𝑚𝑙 ⁄𝑚𝑖𝑛) =

𝑉𝑂 (𝑚𝑙 ) 𝑇 (𝑚𝑖𝑛)

Donde ⩒: flujo urinario, VO: Volumen de orina, T: tiempo de recolección. 3. Debe utilizar el tiempo exacto para las muestras que se recogen cada 30 min, para la muestra control (primera muestra) es necesario conocer el tiempo exacto que ha transcurrido entre la orina que descartó antes del laboratorio y la primera muestra que se obtuvo en el laboratorio. 4. Si el sujeto no orina a los 30 min exactos, se permite un margen de error de ± 5 minutos, para lo cual es preciso tomar el tiempo exacto a la hora de realizar los cálculos, sin embargo la siguiente toma se debe realizar a los 30 min que corresponden (sin tomar en cuenta los ± 5 minutos de error).

Gravedad específica o densidad: 1. Para calibrar el urinómetro, coloque el flotador dentro del urinómetro, agregue agua desionizada hasta que el menisco del agua llegue a 1000 g/L en la escala del flotador. 2. Retire el flotador del urinómetro y realice una marca en el exterior del urinómetro en el punto donde se encuentra el menisco del agua. 3. Para determinar la densidad urinaria, usted debe llenar el urinómetro con la muestra de orina hasta la marca que realizó previamente, luego sumergir el flotador lentamente (no dejarlo caer) y girarlo para que no toque las paredes del urinómetro. 4. La densidad se obtiene leyendo la escala del flotador que coincida con el menisco del líquido. Ver Fig. 6.1.

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llene hasta la marca

Fig. 6.1. Partes del urinómetro y ejemplo del modo de empleo. 5. Si la muestra de orina es insuficiente para llegar a la marca del urinómetro, dilúyala con agua destilada hasta llegar a la marca. Cuando agregue el agua destilada debe asegurarse de no utilizar un volumen de agua que sea mayor que el volumen de orina. Si el volumen de orina es menor de la mitad del volumen necesario para llegar a la marca del urinómetro, reporte que el volumen de la muestra es insuficiente para determinar la densidad y no realice la dilución. 6. Cuando usted diluye la muestra de orina con agua destilada debe aplicar el factor de dilución. El factor de dilución se calcula de la siguiente manera: 𝐹𝐷 =

𝑉𝑂 + 𝑉𝐴 𝑉𝑂

Donde FD: factor de dilución, VO: Volumen de orina, VA: volumen de agua destilada. 7. Luego se debe de multiplicar las dos últimas cifras de la densidad (determinada previamente) por el factor de dilución y al resultado debe sumarle 1000 (densidad del agua destilada). Esta sería la densidad real de la muestra de orina y es la densidad que usted utilizará para realizar los cálculos. NOTA: El laboratorio cuenta con urinómetros que requieren un volumen de orina pequeño (aproximadamente 10 ml), es recomendable el uso de estos antes de realizar la dilución de la muestra de orina. Por favor NO haga dilución si No es necesario.

Osmolaridad: 1. La osmolaridad se determina con precisión utilizando el osmómetro, el cual utiliza un elemento que altera su conductividad eléctrica con la temperatura, y un sistema electrónico con el que se transforma dicho cambio de conductividad en una medición adecuada, y se

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toma la temperatura a la cual se congela la orina (debe recordar que el descenso crioscópico de la temperatura es proporcional a la concentración de los solutos disueltos) determinando de este modo la osmolaridad de la muestra. Esta determinación es muy precisa. 2. La densidad medida con el urinómetro nos puede dar una indicación aproximada de la concentración de la orina. Tome las dos últimas cifras del valor obtenido para la densidad urinaria determinada con el urinómetro y multiplíquelo por 30. 3. Por ejemplo: si la densidad obtenida fue de 1015 g/L usted debe multiplicar 15 x 30 = 450, que es la osmolaridad estimada. NOTA: En el laboratorio, 30 sujetos van a ser seleccionados para que lleven las muestras de orina al osmómetro, de igual manera estos sujetos deben calcular la osmolaridad de la orina según lo anteriormente explicado, para el análisis de las muestras en el laboratorio y los cálculos posteriores se debe utilizar la osmolaridad indirecta determinada a partir de la densidad urinaria.

Depuración osmolar: 1. La depuración o aclaramiento renal de una sustancia es el volumen virtual de plasma que es limpiado totalmente de esa sustancia por el riñón, en determinado tiempo. 2. En el laboratorio se va a calcular la depuración osmolar, para lo cual se debe emplear la siguiente fórmula: 𝐷𝑂𝑠𝑚 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) =

𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) × 𝑂𝑂 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿) 𝑂𝑃 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿)

Donde DOsm: depuración osmolar, ⩒O: flujo de orina, OO: osmolaridad urinaria, OP: Osmolaridad del plasma.

Depuración de agua libre: 1. El cálculo de la depuración de agua libre puede dar resultados positivos o negativos, dependiendo si el cuerpo se encuentra en diuresis o antidiuresis respectivamente. 2. El cálculo de la depuración de agua libre se realiza con la siguiente formula: 𝐷𝐻2 𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) = 𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) − 𝐷𝑂𝑠𝑚 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) 𝐷𝐻2 𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) = 𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) −

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𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) × 𝑂𝑂 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿) 𝑂𝑃 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿)

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Donde DH2O: depuración de agua libre, DOsm: depuración osmolar, ⩒O: flujo de orina, OO: osmolaridad urinaria, OP Osmolaridad del plasma.

RESULTADOS: Cuadro 6.2: Parámetros urinarios determinados en 5 muestras de orina recolectadas antes y después de la ingesta de una solución experimental. Parámetro

1

2

Número de muestra 3

4

5

Hora Tiempo transcurrido (min) Volumen (mL) Flujo urinario (mL/min) Densidad (g/L) Osmolaridad indirecta (mOsm/L) Osmolaridad directa (mOsm/L) Depuración osmolar (mL/min) Depuración de agua libre (mL/min)

GUÍA DE ESTUDIO: 1. Anote los valores obtenidos del análisis de cada una las muestras de orina recolectadas posterior a la ingesta de las diferentes sustancias ingeridas. Debe trazar 4 gráficos con estos datos, en los cuales se observe el comportamiento de las siguientes variables a lo largo del tiempo: a. b. c. d.

Flujo urinario. Osmolaridad urinaria. Depuración osmolar. Depuración de agua libre.

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2. Discuta la forma en que las diversas soluciones han afectado el equilibrio hidroelectrolítico corporal de los sujetos experimentales, de acuerdo con lo observado en sus resultados y explique los mecanismos involucrados en la compensación de estos cambios.

REFERENCIAS: 1. Andersen L, Norsk P, Johansen L, Christensen P, Engstrøm T, Bie P. Osmoregulatory control of renal sodium excretion after sodium loading in humans. Am. J. Physiol – Regulatory Integrative Comp. Physiol. 1998; 275(44): R1833–R1842. 2. Bourque C, Ciura S, Trudel E, Stachniak T, Sharif-Naeini R. Neurophysiological characterization of mammalian osmosensitive neurones. Exp Physiol 2007; 92(3): 499–505. 3. Gómez F. Clasificación de los diuréticos: de lo anatómico a lo funcional. JANO. 2002; 62: 4348. 4. Inoue T, Nonoguchi H, Tomita K. Review: Physiological effects of vasopressin and atrial natriuretic peptide in the collecting duct. Cardiovascular Research 2001; 51: 470–480. 5. Leyssac P, Holstein-Rathlou N, Skøtt O. Renal blood flow, early distal sodium, and plasma renin concentrations during osmotic diuresis. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 2000; 279: R1268–R1276. 6. Rieg T, Steigele H, Schnermann J, Richter K, Osswald H, Vallon V. Requirement of Intact Adenosine A1 Receptors for the Diuretic and Natriuretic Action of the Methylxanthines Theophylline and Caffeine. JPET 2005; 313: 403–409. 7. Shirreffs S, Maughan R. Restoration of fluid balance after exercise-induced dehydration: effects of alcohol consumption. Journal of Applied Physiology. 1997; 83: 1152-1158. 8. Vallon V, Hlbauer B, Osswald H. Adenosine and Kidney Function. Physiol Rev 2006; 86: 901– 940.

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❼ EFECTO DE DROGAS SOBRE MUSCULO LISO AISLADO OBJETIVOS: 1. Determinar la ritmicidad de un segmento de músculo liso aislado en baño de solución fisiológica, analizando: frecuencia, amplitud y tono de las contracciones musculares. 2. Observar la respuesta del músculo liso al estimularlo con drogas simpáticas, parasimpáticas, simpaticolíticas y bloqueadores de la acción parasimpática y parasimpaticomiméticas. 3. Observar el efecto de cambios iónicos del medio en la excitabilidad y contractilidad del músculo liso aislado.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · · · ·

Tono muscular. Solución Tyrode y su composición. Quelante. Antagonista competitivo. Drogas simpaticomiméticas, simpaticolíticas, parasimpaticomiméticas, parasimpaticolíticas y bloqueador de la acción parasimpática y sus efectos fisiológicos. Acetilcolina, Adrenalina, Atropina y Pilocarpina y sus efectos sobre músculo liso gastrointestinal. EDTA y sus efectos. La influencia del K+ en el potencial de membrana.

INTRODUCCIÓN: El músculo liso visceral se puede encontrar formando capas que rodean los órganos huecos como útero o intestino. Las fibras son estructuralmente muy diferentes a las que forman el músculo esquelético; son pequeñas, cortas y carentes de estriaciones. Funcionalmente no están separadas en unidades motoras y al igual que en el corazón forman un sincicio funcional. Las contracciones pueden originarse en marcapasos intrínsecos, estas son lentas y sostenidas, y el ritmo a que se producen es tan lento, que a veces da la impresión de que no existe este fenómeno de automaticidad, este ritmo intrínseco se ve afectado por la acción de terminaciones nerviosas pertenecientes al sistema nervioso simpático y parasimpático, cuyo efecto va a ser analizado en el siguiente experimento. Para mantener el músculo con la capacidad de contraerse, debe estar colocado en una solución a temperatura y composición reguladas.

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MATERIALES: · · · · · · · · · · · ·

Intestino de conejo. Circulador de agua a 37C. Solución Tyrode para animales de sangre caliente. Quimógrafo o sistema de registro. Cámara aislada para intestino. Aire comprimido. Acetilcolina 1:1000. Pilocarpina. Adrenalina 1:20000. Atropina. E.D.T.A. (solución quelante de Ca2+). KCl 20%.

PROCEDIMIENTO: 1. El montaje de la cámara para la valoración del músculo liso aislado se muestra en la Fig. 7.1.

Fig. 7.1. Esquema del montaje de la cámara para la valoración del músculo liso aislado.

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2. Asegurarse de todo lo siguiente: que la manguera de descarga esté colocada en la pileta, verificar la temperatura del agua a 37oC y que se encuentre circulando para homogenizar la temperatura de la cámara y la temperatura del baño de la solución Tyrode a 37oC también. 3. Identifique la manguera que corresponde al tubo de desagüe de la cámara central y asegúrese de que la pinza de control de salida se encuentra bien cerrada y a 8 cm del codo del desagüe de la cámara interna. 4. Llene la cámara con 80 ml de solución Tyrode a 37oC. 5. Observe la manguera conectada con el aireador, debe estar cerrada con una prensa y producir una columna de burbujas moderada para aportar suficiente oxígeno a la solución. Si el burbujeo es mucho, producirá alteraciones en el registro de las contracciones. 6. Ajuste la longitud y el peso que tracciona el músculo, desplazando en la plumilla los dos pedacitos de plastilina. 7. Coloque el papel del quimógrafo (el lado brillante debe ir hacia el exterior porque facilita el desplazamiento de la plumilla). 8. Registre las condiciones basales del músculo durante 2 min. 9. Siempre que realice el registro debe realizar marcas cada minuto para luego facilitar el análisis.

 REGISTRO DEL EFECTO DE LAS SOLUCIONES SIMPÁTICA, PARASIMPÁTICA O PARASIMPATICOMIMÉTICA: 1. En esta parte, el registro tiene una duración de 5 minutos para cada solución (1 minuto control y 4 minutos del efecto del fármaco) y se va a valorar el efecto de Acetilcolina, Adrenalina y Pilocarpina, respetando ese orden. 2. Registre un control de 1 minuto (no detenga el registro). 3. Agregue 5 gotas de la solución de la droga o reactivo que se está valorando en la cámara central, marque donde inicia la adición. 4. Registre por 4 minutos para observar el efecto de la droga y la recuperación por lo menos parcial. Recuerde marcar cada minuto. 5. Detenga el quimógrafo y realice dos lavados de la siguiente forma: a. Abra la llave del fondo de la cámara.

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b. Deje que se elimine completamente la solución contenida en la cámara y cierre la llave. c. Agregue 80 ml de la nueva solución en la cámara central, debe realizarlo con sumo cuidado para evitar daños a la preparación del músculo liso aislado, la sustancia debe fluir por las paredes de la cámara sin tocar el segmento de intestino, la solución debe permanecer con la temperatura de 37oC. d. Recuerde que debe realizar dos lavados, el tercer cambio de la solución es la que se deja en la cámara central para realizar la valoración de la siguiente droga. 6. El orden para la valoración de las sustancias es: a. Acetilcolina. b. Adrenalina. c. Pilocarpina.

 REGISTRO DEL EFECTO DEL BLOQUEO COMPETITIVO DE LA ATROPINA SOBRE LA ACETILCOLINA: 1. En esta parte el tiempo total del registro del efecto de la atropina y la acetilcolina es de 5 minutos (1 min control, 2 min atropina, 2 min acetilcolina). 2. Registre un control de 1 minuto (no detenga el registro). 3. Agregue 5 gotas de atropina en la cámara central, marcando el punto correspondiente al inicio de este agregado. 4. Registre por 2 minutos para observar el efecto de la droga. Recuerde marcar cada minuto. 5. Agregue 5 gotas de acetilcolina en la cámara central, marcando el punto correspondiente al inicio de este agregado. 6. Registre por 2 minutos para observar el efecto de la droga. Recuerde marcar cada minuto. 7. Detenga el quimógrafo y realice 2 lavados tal y como se indicó en la sección anterior, y agregue la solución para la siguiente valoración.

 REGISTRO DEL EFECTO DEL CAMBIO DE LAS CONCENTRACIONES IÓNICAS EN EL LEC: 1. En esta parte el tiempo total del registro de la variación de la concentración de Ca2+ y K+ en el LEC, para lo cual se va a emplear una solución de EDTA (quelante de Ca2+) y de KCl, respetando ese orden. El tiempo de registro es de 5 minutos para cada solución (1 min control, 4 minutos de efecto de la droga).

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2. Registre un control de 1 minuto (no detenga el registro). 3. Agregue 10 gotas de la droga que se va a valorar, marcando el punto correspondiente al inicio de este agregado. 4. Registre por 4 minutos para observar el efecto de la droga y la recuperación parcial. 5. Detenga el quimógrafo y realice 2 lavados tal y como se indicó en la sección tras anterior, y agregue la solución. NOTA: 1. Debe agregar 5 gotas de cada una de las sustancias (Acetilcolina, Adrenalina, Pilocarpina, Atropina), excepto de la solución quelante de Ca ++ (EDTA) y del KCl, de las cuales debe agregar 10 gotas.

ANALISIS: 1. En la Fig. 7.2 se muestra la técnica adecuada para realizar la medición:

Fig. 7.2. Registro de la actividad contráctil del musculo liso aislado, se muestra la medición adecuada de la amplitud y cambio de tono. 2. Para la determinación de la amplitud trace dos líneas de mejor ajuste paralelas en el registro (Fig. 7.2) ambas líneas son independientes para cada minuto del registro. 3. Mida la distancia entre ambas líneas, las mediciones se reportan en milímetros. 4. En caso de sea difícil establecer una línea de mejor ajuste, ya sea porque el registro es muy irregular o porque el trazo es cambiante, debe determinar la medida de la onda de amplitud mayor y de amplitud menor, luego realizar un promedio y este es el que debe reportar.

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5. En el caso de la valoración del efecto de la atropina sobre la acetilcolina a. Utilice el minuto control inicial como control para determinar la amplitud de las contracciones en la parte del registro de la atropina. b. Utilice el segundo minuto del registro de la atropina como control para determinar la amplitud de las contracciones en la parte del registro de la acetilcolina. 6. Para determinar el cambio de tono, trace una línea basal a nivel de los valles de las ondas del minuto control, como se muestra en la Fig. 7.2. 7. Debe medir la distancia entre esta línea basal y el punto medio del registro del minuto que se esté valorando, la medición se realiza desde la línea base hasta la parte inferior de la onda que calza con el punto medio del minuto, como se muestra en la Fig. 7.2 en la cual se ejemplifica la medición del primer minuto posterior a agregar la droga y el tercer minuto. 8. En el caso de la valoración del efecto de la atropina sobre la acetilcolina. a. Utilice el minuto control inicial como control para determinar el cambio de tono observado en la parte del registro de la atropina. b. Utilice el segundo minuto del registro de la atropina como control para determinar el cambio de tono en la parte del registro de la acetilcolina. 9. Si el tono aumenta, es decir, el trazo del registro asciende se reporta positivo (+) y si el tono disminuye, es decir, el trazo del registro baja se reporta negativo (-). 10. Para determinar la frecuencia de contracción del músculo liso aislado, realice el conteo de los picos de las ondas que se encuentran entre los límites de un minuto, en la Fig. 7.2 se muestra el conteo y la frecuencia de contracciones durante el segundo minuto del registro posterior a agregar la droga.

RESULTADOS: Cuadro 7.1: Frecuencia y amplitud de las contracciones segmento de intestino de conejo (músculo liso aislado) en condiciones basales. Condiciones Registro Parámetro Minuto basales

Control

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Frecuencia (contracciones/min) Amplitud (mm) Frecuencia (contracciones/min) Amplitud (mm)

1

2

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Cuadro 7.2: Frecuencia y amplitud de las contracciones y cambio de tono del segmento de intestino de conejo (músculo liso aislado) antes y durante la exposición a Acetilcolina, Adrenalina o Pilocarpina. Registro

Parámetro

Minuto

Control

Frecuencia (contracciones/min) Amplitud (mm)

1

Cambio de tono (mm)

Efecto de la droga

Frecuencia (contracciones/min)

Amplitud (mm)

Acetilcolina

Droga Adrenalina

Pilocarpina

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

Cuadro 7.3: Frecuencia y amplitud de las contracciones y cambio de tono del segmento de intestino de conejo (músculo liso aislado) antes y durante la exposición a Atropina y Atropina + Acetilcolina. Registro

Control

Efecto de la droga

Parámetro Frecuencia (contracciones/min) Amplitud (mm) Cambio de tono (mm) Frecuencia (contracciones/min) Amplitud (mm)

Minuto

Droga Atropina

Atropina + Acetilcolina

1 1 2 1 2 1 2

Cuadro 7.4: Frecuencia y amplitud de las contracciones y cambio de tono del segmento de intestino de conejo (músculo liso aislado) antes y durante la exposición a EDTA y. KCl

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Registro

Parámetro

Minuto

Control

Frecuencia (contracciones/min) Amplitud (mm)

1

Cambio de tono (mm)

Efecto de la droga

Frecuencia (contracciones/min)

Amplitud (mm)

Droga EDTA

KCl

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

GUIA DE ESTUDIO: 1. Describa el proceso de contracción del músculo liso del tracto gastrointestinal. 2. Describa el mecanismo de acción farmacológico de la acetilcolina, pilocarpina y adrenalina y su influencia sobre la fisiología del músculo liso del tracto gastrointestinal en cuanto al proceso de contracción y explique cómo estas modificaciones afectan los parámetros de tono, amplitud y frecuencia de las contracciones. 3. Describa el mecanismo de acción farmacológico de la atropina y la influencia que tiene en la fisiología de la contracción del musculo liso del tracto gastrointestinal, explique la relación que tienen estos cambios con los parámetros de tono, amplitud y frecuencia de las contracciones. Explique los cambios observados al agregar acetilcolina a la preparación. 4. Explique cómo las alteraciones iónicas en el LEC, al variar la concentración de Ca2+ y K+ influyen en la contracción del músculo liso del tracto gastrointestinal y cómo afecta esto los parámetros de con los parámetros de tono, amplitud y frecuencia de las contracciones, tanto al inicio como al mantenerlo de forma sostenida.

REFERENCIAS: 1. Sanders, K. Signal transduction in smooth muscle invited review: mechanisms of calcium handling in smooth muscles. J Appl Physiol. 2001; 91: 1438–1449.

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2. Karaki H, Ozaki H, Hori M, Mitsui-Saito M, Amano K, Harada K, Miyamoto S, Nakazawa H, Won K, Sato K. Calcium movements, distribution, and functions in smooth muscle. Pharmacological Reviews. 1997; 49(2): 74. 3. Murphy, R. What is special about smooth muscle? The significance of covalent crossbridge regulation. FASEB J. 1994; 8: 311-318. 4. Grasa L, Rebollar E, Arruebo M. The role of Ca2+ in the contractility of rabbit small intestine in vitro. Journal of Physiology and Pharmacology. 2004; 55(3): 639-650.

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❽ MECANISMOS SENSORIALES Y AUDICIÓN OBJETIVOS: 1. Observar y explorar diferentes tipos de modalidades sensoriales: sensibilidad térmica, táctil, propiocepción y estereognosia. 2. Comparar el umbral de discriminación de dos puntos observado en diferentes regiones anatómicas. 3. Valorar la habilidad propioceptiva de los diferentes miembros del grupo. 4. Desarrollar la capacidad, en el estudiante, para realizar e interpretar las pruebas de Weber, Rinne y Bing y utilizar esta información para detectar anormalidades en la audición. 5. Correlacionar las variaciones que pueden observarse en las pruebas auditivas con diapasón con la sordera nerviosa y de conducción, comentando como afectan las distintas pruebas. 6. Diferenciar la conducción del sonido por vía aérea de la conducción ósea, relacionando las bases fisiológicas involucradas con la percepción de un sonido, como el fenómeno de amplificación.

CONCEPTOS CLAVE: · · · · · · · · · · · · · ·

Receptores cutáneos (tipos, localización y estímulos). Mecanismos de codificación de la señal sensitiva. Umbral sensorial. Campo sensorial, densidad de receptores y convergencia (concepto e interrelación). Mecanismos de adaptación de los receptores. Estereognosia. Exterocepción. Propiocepción y propioceptores. Vías neurológicas somatosensoriales. Centros integradores involucrados en la percepción somatosensorial. Oído estructura y función (aparato coclear, órgano de Corti, cadena de huesecillos, entre otros). Mecanismos de amplificación del sonido. Enmascaramiento (concepto e importancia en las pruebas de audición con diapasón). Hipoacusia.

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· · ·

Sordera de conducción. Sordera nerviosa o central. Vías y centros integradores de la audición.

INTRODUCCION: A. MECANISMOS SENSORIALES Esta práctica demuestra el mecanismo de las sensaciones exteroceptoras y propioceptoras. Aunque algunas de las pruebas en esta práctica son usadas clínicamente en el diagnóstico de desórdenes neurológicos, nuestro objetivo es ilustrar los fenómenos fisiológicos en que se basan. Ya que nuestros sujetos experimentales son considerados personas sanas, vamos a ilustrar una patología, empleando una zona en la cual el sentido involucrado tenga una baja discriminación (cara interna del antebrazo), comparada con la discriminación de los dedos en la que la sensibilidad esta acentuada (ejemplo de una mano normal). Recuerde que la capacidad de discriminación de cualquier modalidad sensorial es inversamente proporcional al tamaño de las unidades sensoriales. Debe entenderse que la capacidad de discriminación táctil, junto con la información de los receptores articulares, nos permite determinar la forma tridimensional de los objetos y que se conoce como estereognosia. A pesar de que la medición con los receptores térmicos aislados, nos da una curva de respuestas con un máximo que corresponde a una temperatura determinada, las pruebas que se efectúan demuestran que la sensación percibida depende más del flujo calórico de o hacia los objetos. Cuando el flujo calórico es hacia el medio, la sensación es de frío, cuando el flujo calórico es hacia nuestro cuerpo, se siente caliente, y la velocidad del flujo nos indica la diferencia de temperatura, mucha o poca, debemos también tomar en cuenta otras características de los receptores que pueden modificar esta modalidad, tales como los procesos de adaptación. En el laboratorio se tratará de ilustrar como se percibe la sensación térmica cuando se tiene un objeto con partes frías y calientes alternadas, como un ejemplo de percepción biestable. Un estímulo muy fuerte, puede activar los receptores de dolor, que tienen un umbral mayor. Cuando un estímulo es aplicado a un punto de la piel, el individuo normal puede reconocer la localización del estímulo con gran precisión. Por lo tanto una sensación táctil tiene además de su característica específica, una calidad localizadora que ha sido denominada signo local. Si se aplican dos estímulos simultáneamente se perciben dos sensaciones diferentes; siempre que la distancia entre los dos puntos estimulados sea suficientemente grande, para estimular dos campos sensoriales distintos, cuando esta distancia es menor, experimenta una sensación única. Sin embargo, los umbrales de discriminación varían dependiendo de la zona estimulada. B. AUDICIÓN Las ondas sonoras que llegan al oído viajan por el conducto auditivo externo hasta llegar al tímpano, al comprimir y descomprimir el aire; estas ondas mueven la membrana hacia adentro y hacia afuera. Este movimiento es transmitido por la cadena mecánica de huesecillos, hasta la ventana oval, donde pone en movimiento el líquido contenido en el caracol, el cual da lugar a

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fenómenos de resonancia. De ésta manera, quedan estimuladas las células ciliadas de los receptores del órgano de Corti y transforman las oscilaciones del líquido en impulsos nerviosos que son transmitidos al cerebro. Puesto que el movimiento relativo entre las células ciliadas y el líquido del caracol producen la sensación de sonido. También se pueden estimular las células ciliadas, por vibraciones de las paredes óseas del caracol. Por ejemplo: las vibraciones de un diapasón pueden transmitirse por los huesos del cráneo y estimular las células ciliadas, produciendo la sensación de sonido sin que intervengan el tímpano ni los huesecillos. Por lo tanto, se pueden distinguir 2 tipos de sordera: nerviosa y de conducción aérea. La sordera nerviosa causa una pérdida de audición por anomalías del caracol, del órgano de Corti o de las vías auditivas; la sordera de conducción obedece a anomalías del conducto auditivo, el tímpano o los huesecillos. Si existe sordera nerviosa, las vibraciones del diapasón no se perciben como sonido, ya sea que el diapasón se ponga cerca del oído o que toque el cráneo. Pero si la sordera se debe a trastornos de conducción, las vibraciones a través del cráneo serán reconocidas como sonido; cuando existen dificultades de conducción aérea y el diapasón se coloca en la parte media de la frente, el sonido se percibe más intensamente en el oído enfermo. La comparación de estas conducciones del sonido se realiza mediante las pruebas de diapasón que estudiaremos.

MATERIALES: · · · · · · · · · ·

Beacker con agua caliente con temperatura no mayor a 40 oC. Beacker con agua fría con temperatura no menor de 10oC. Beacker con agua a temperatura ambiente. Toalla de papel. Diapasón. Lapiceros de colores con punta fina. Vernier. Regla con escala. Marcadores de pizarra. 5 objetos diferentes de uso cotidiano.

PROCEDIMIENTO DE MECANISMOS SENSORIALES:  SENSACIONES AL CALOR Y AL FRÍO: 1. Prepare 3 beackers que contengan respectivamente agua fría (>10oC), agua caliente ( 100 (lat/min) Carga 2,5 2,0 1,5 1,0 (Kp) e. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el pedaleo. f. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. 3. Con la nueva carga el sujeto debe realizar 7 minutos de ejercicio. 4. Al minuto 2 de ejercicio inicie la toma de la temperatura axilar colocando termómetro en la con cuidado para que no se resbale. 5. Al minuto 4 inicie la determinación de los signos vitales, presión arterial y frecuencia cardiaca por el método palpatorio en la arteria radial realizando el conteo de las pulsaciones en 15 segundos, (recuerde que la frecuencia respiratoria se determina con el registro de respirometría). 6. Al minuto 5 se inicia el registro con el respirómetro.

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7. Se debe realizar el registro de 2 minutos de ejercicio aeróbico moderado, una vez que ha terminado el registro (al minuto 7 de ejercicio) el sujeto puede detener el ejercicio. 8. Para detener el ejercicio el sujeto debe bajar la frecuencia de pedaleo de forma paulatina mientras se quita la carga del cicloergómetro, no detener el ejercicio de forma súbita.

PARTE 2: Determinación de la tasa metabólica utilizando el sistema de circuito abierto (sistema de adquisición de datos BIOPAC)  MONTAJE DEL EQUIPO: 1. Conecte la fuente de poder del módulo de análisis de gases (GASSys2) y encienda el sistema colocando el interruptor de energía en la posición "ON" (el sistema de análisis de gases necesita un periodo de calentamiento de 10 minutos). 2. Acople los transductores a la unidad MP36 como se describe en la Fig. 14.4: a. Transductor de flujo aéreo (SS11LA): canal 1 (CH1). b. Transductor de oxígeno (O2 line): canal 2 (CH2). c. Transductor de dióxido de carbono (CO2 line): canal 3 (CH3).

Fig. 11.4: Acople de los transductores con el sistema de adquisición de datos BIOPAC. CH1: Transductor de flujo aéreo (SS11LA), CH2: Transductor de oxígeno (O2 line), CH3: Transductor de flujo aéreo (CO2 line).

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3. Encienda la unidad MP36. 4. Acople el transductor de flujo aéreo y el sistema de análisis de gases a través de los tubos adecuados, la pieza bucal debe estar acoplada al filtro bacteriológico respetando el arreglo que se muestra en la Fig. 14.5.

Fig. 11.5. Montaje final del equipo 5. Inicie el programa "BIOPAC STUDENT LAB PRO" en la computadora. (Macintosh HD > Aplicaciones > BIOPAC Student Lab Pro 3.71 > BIPAC Student Lab Pro). 6. Inicie la lección h29_mp35.gtl (graph template) que se encuentra en el escritorio. El cual permite determinar el volumen absoluto de oxígeno consumido (litros) en los últimos 60 segundos (archivo > abrir > escritorio > nombre de archivo: h29_mp35.gtl)

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 CALIBRACIÓN DEL EQUIPO:

Fig. 11.6. Herramientas de calibración. 1. Asegúrese de seguir los siguientes pasos de forma rigurosa para asegurar el éxito de la adquisición de los datos. Debe realizar calibración para el:  el transductor de flujo,  canal de O2,  canal de CO2 e  ingresar el valor de normalización adecuado. 2. Ingrese a la ventana de calibración de canales la cual se muestra en la Fig. 11.6 (menú > MP36 > ajuste de canales). 3. Ingrese los siguientes datos, tal y como se muestra en la Fig. 11.7. a. CH1 (flujo aéreo): I. Seleccione el botón de la herramienta de modificación de parámetros (con el dibujo de la llave de tuercas). II. Seleccione el botón “Calibrar”, en la ventana que se abre a continuación hacer clic sobre el botón Cal1. Espere a que cambie el valor de la casilla "Valor de entrada". III. Reste 3000 al valor de la casilla “Valor de entrada” que corresponde a Cal1 e ingrese el resultado obtenido en la casilla "Valor de entrada" que corresponde a Cal2. IV. En la casilla "Valor de escala" que corresponde a Cal1 ingrese 0. V. En la casilla "Valor de escala" que corresponde a Cal2 ingrese 10. VI. De clic en “Aceptar” hasta llegar a la pantalla principal. NOTA: El ajuste del transductor de flujo es sumamente delicado por lo tanto no se debe movilizar este aparato durante la adquisición del consumo de oxígeno. Debe realizar la calibración del transductor de flujo antes de realizar cada una de las mediciones.

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Fig. 11.7. Calibración CH1: Flujo aéreo, CH2: O2 espirado y CH3: CO2 espirado. 4. Llene la cámara de la unidad GASSys2-EA utilizando la jeringa de calibración de 3 L. Realice de 10 a 15 bombeos con la jeringa conectada al tubo T (al cual se encuentra adaptada la boquilla y el filtro bacteriológico). Asegúrese de sustituir el aire que se encuentra en la cámara con aire atmosférico fresco. 5. Tal y como se muestra en la Fig. 14.7, realice los siguientes pasos para calibrar el CH2 de O 2 espirado y el CH3 de CO2 espirado: a. CH2 (O2 espirado): I. Seleccione el botón de la herramienta de modificación de parámetros (con el dibujo de la llave de tuercas). II. Seleccione el botón “Calibrar” y en la ventana que se abre a continuación seleccione el botón Cal2. Espere a que cambie el valor de la casilla "Valor de entrada". III. Si este nuevo valor se encuentra por debajo de 42 vuelva a realizar la calibración desde el paso 3 (se permite un margen de error de ± 2). IV. Reste 41,86 al valor de la casilla “Valor de entrada” que corresponde a Cal2 e ingrese el resultado obtenido en la casilla “Valor de entrada” que corresponde a Cal1. V. En la casilla "Valor de escala" que corresponde a Cal1 ingrese 0. VI. En la casilla "Valor de escala" que corresponde a Cal2 ingrese 20,93. VII. De clic en “Aceptar” hasta llegar a la pantalla principal. b. CH3 (CO2 espirado): I. Seleccione el botón de la herramienta de modificación de parámetros (con el dibujo de la llave de tuercas). II. Seleccione el botón “Calibrar” y en la ventana que se abre a continuación seleccione el botón Cal1. Espere a que cambie el valor de la casilla "Valor de entrada".

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III. Este nuevo valor se debe encontrar alrededor de 1, de lo contrario vuelva a realizar la calibración desde el paso 3 (se permite un margen de error de ± 2). IV. Sume 9,993 al valor de la casilla “Valor de entrada” que corresponde a Cal1 e ingrese el resultado obtenido en la casilla "Valor de entrada" que corresponde a Cal2. V. En la casilla "Valor de escala" que corresponde a Cal1 ingrese 0,04. VI. En la casilla "Valor de escala" que corresponde a Cal2 ingrese 1. VII. De clic en “Aceptar” hasta llegar a la pantalla principal. 6. Ingrese el valor de normalización para el consumo de oxígeno como se muestra en la Fig. 14.8: a. C3 Vis (STPD): I. En el panel de las herramientas de calibración, seleccione el botón de calibración de parámetros que corresponde a C3 (con el dibujo de la llave de tuercas).

Fig. 11.8. Ingreso del valor de normalización II. Ingrese 1 en el paréntesis de tal forma que la expresión se lea: C2*(1). III. El valor reportado por el sistema de adquisición de datos BIOPAC se encuentra a temperatura y presión atmosféricas. IV. Debe realizar la conversión a temperatura y presión normales.

 ADQUISICIÓN DE DATOS: METABOLISMO BASAL: 1. El sujeto se mantiene en posición decúbito supino de forma cómoda y relajada. 2. Se colocan la boquilla y la pinza de nariz asegurándose que no haya fugas de aire y que el sujeto sea capaz de realizar un sello adecuado con los labios.

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3. Seleccione el botón "Inicio" del programa BIOPAC STUDENT LAB PRO (se encuentra en la esquina inferior derecha de la ventana). 4. Registre las respiraciones del sujeto por 6 minutos hasta que la cámara del sistema de análisis de gases (GASSys2-EA) se llene con el aire espirado y el registro se detenga automáticamente. Se debe obtener un registro similar al que se muestra en la Fig. 11.9.

Fig. 11.9. Registro obtenido con el analizador de gases GASSys2-EA. ④ ADQUISICIÓN DE DATOS: METABOLISMO POSTERIOR AL EJERCICIO AERÓBICO

MODERADO: 1. Una vez registrado el consumo de oxígeno basal el sujeto puede movilizarse libremente (sin realizar esfuerzos grandes) pero no puede consumir otro alimento. 2. Pida al sujeto que se siente en el cicloergómetro. 3. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo: a. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto. b. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el cicloergómetro.

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c. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a 0,5kp. Una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar los 3 minutos de calentamiento. d. Inmediatamente finalizado el periodo anterior y sin parar el pedaleo determine la frecuencia cardiaca para lo cual contará los latidos en 15 segundos. Utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla: Tabla 11.5: Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida durante el calentamiento. Frecuencia cardiaca < 80 80 - 89 90 - 100 > 100 (lat/min) Carga 2,5 2,0 1,5 1,0 (Kp) e. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el pedaleo. f. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm y sin detener el pedaleo ajuste la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo. 4. Con la nueva carga el sujeto debe realizar 8 minutos de ejercicio. 5. Al minuto 2 de ejercicio inicie la toma de la temperatura colocando el termómetro en la axila. 6. Al minuto 4 inicie la determinación de la presión arterial y la frecuencia cardiaca, esta última por el método palpatorio en la arteria radial realizando el conteo de las pulsaciones en 15 segundos, (la frecuencia respiratoria se determina con el registro del sistema de adquisición de datos). 7. Al minuto 5 se inicia el registro con el sistema de análisis BIOPAC. 8. Seleccione el botón "Inicio" del programa BIOPAC STUDENT LAB PRO (se encuentra en la esquina inferior derecha de la ventana). 9. Se registran las respiraciones del sujeto por 3 minutos hasta que la cámara del sistema de análisis de gases (GASSys2-EA) se llena con el aire espirado. Se debe obtener un registro similar al que se muestra en la Fig. 11.9. 10. Seleccione el botón “Parar” del programa BIOPAC STUDENT LAB PRO (se encuentra en la esquina inferior derecha de la ventana) a los tres minutos de ejercicio aeróbico moderado. Debe verificar que se estabilizó la curva de consumo de oxígeno en el canal C3.

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11. Se debe realizar el registro de 3 minutos de ejercicio aeróbico moderado. Una vez que ha terminado el registro (al minuto 8 de ejercicio) el sujeto puede detener el ejercicio. 12. Para detener el ejercicio el sujeto debe bajar la frecuencia de pedaleo de forma paulatina mientras se disminuye la carga del cicloergómetro. No se debe detener el ejercicio de forma súbita.

ANÁLISIS DE DATOS  OBTENCIÓN DE LOS DATOS: 1. Establezca los valores de medición de la siguiente forma, como se ilustra en la Fig. 11.9: a. CH1 (flujo aéreo): área. b. CH2 (O2 espirado): media. c. CH44 (⩒O2): media. 2. Seleccione la herramienta Cursor I que se encuentra en la esquina inferior derecha de la pantalla. 3. Seleccione los últimos 60 segundos del registro (asegúrese de seleccionar una porción del registro en el cual el consumo de oxígeno se encuentre estable). 4. Determine el consumo de oxígeno (⩒O2) medio en litros/min.

PARTE 3: Análisis del consumo de oxígeno  CÁLCULOS: Uso del respirómetro mecánico: 1. Trace la línea de mejor ajuste en la porción inferior del período registrado. Determine el volumen de oxígeno consumido durante el registro. Mida la diferencia de volumen entre el inicio y el final del registro.

Uso del sistema de adquisición de datos BIOPAC: 1. Utilice el valor reportado en el CH44 de consumo de oxígeno.

Fórmulas: 1. Calcule el volumen que se hubiera consumido en una hora según la proporción adecuada.

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2. Corrija el volumen de oxígeno consumido (⩒O2) a temperatura y presión normales con la siguiente fórmula:

𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑙 ⁄ℎ) = 𝑉̇ 𝑂2𝑂 (𝑙 ⁄ℎ) ×

(𝑃𝐴𝑇𝑀 (𝑚𝑚𝐻𝑔) − 𝑃𝐻2 𝑂 (𝑚𝑚𝐻𝑔)) 273°𝐾 × 760𝑚𝑚𝐻𝑔 (273°𝐾 + 𝑇𝑂 (°𝐶 ))

Donde ⩒O2STPD: consumo de oxígeno a temperatura y presión estándar y condiciones secas (STPD), ⩒O2O: consumo de oxígeno observado, TO: temperatura ambiental registrada, PATM: presión atmosférica registrada y PH2O: presión de vapor de agua. 3. Determine el consumo de oxígeno por minuto con la siguiente fórmula: 𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑚𝑙 ⁄𝑚𝑖𝑛) =

𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑙 ⁄ℎ) × 1000𝑚𝑙 60𝑚𝑖𝑛

Donde ⩒O2STPD: consumo de oxígeno a temperatura y presión estándar y condiciones secas.

4. Determine las kilocalorías liberadas en una hora con la siguiente fórmula: 𝑘𝑖𝑙𝑜𝑐𝑎𝑙𝑜𝑟𝑖𝑎𝑠 𝑙𝑖𝑏𝑒𝑟𝑎𝑑𝑎𝑠 𝑒𝑛 𝑢𝑛𝑎 ℎ𝑜𝑟𝑎 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ) = 𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑙 ⁄ℎ) × 4,8 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑙 𝑑𝑒 𝑂2 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜 Donde ⩒O2TPN: consumo de oxígeno a temperatura y presión estándar y condiciones secas. 5. Determine el peso corporal y la estatura del sujeto y con estos datos obtenga el área corporal mediante el nomograma de Dubois, con estos datos calcule el metabolismo observado por metro de superficie corporal utilizando la siguiente fórmula: 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ 𝑘𝑖𝑙𝑜𝑐𝑎𝑙𝑜𝑟𝑖𝑎𝑠 𝑙𝑖𝑏𝑒𝑟𝑎𝑑𝑎𝑠 𝑝𝑜𝑟 ℎ𝑜𝑟𝑎 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ) 𝑀𝑜 ( ) = 𝑚2 𝐴𝑆𝐶 (𝑚2 ) Donde Mo: metabolismo observado, ASC: área de superficie corporal del sujeto según el nomograma de Dubois. 6. Utilice la fórmula de Harris y Benedict para realizar el cálculo del metabolismo esperado: 𝑀𝑢𝑗𝑒𝑟𝑒𝑠 → 𝑀𝐵𝐸 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑑 ) = 655,1 + (9,56 × 𝑃 (𝑘𝑔)) + (1,85 × 𝑇(𝑐𝑚)) − (4,676 × 𝐸 (𝑎ñ𝑜𝑠)) 𝐻𝑜𝑚𝑏𝑟𝑒𝑠 → 𝑀𝐵𝐸 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑑 ) = 66,5 + (13,75 × 𝑃 (𝑘𝑔)) + (5,0 × 𝑇 (𝑐𝑚)) − (6,775 × 𝐸 (𝑎ñ𝑜𝑠))

Donde: MBE: metabolismo basal esperado, P: peso, T: talla, E: edad.

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7. Calcule el porcentaje de desviación aplicando la siguiente fórmula:

𝑃𝐷(%) =

𝑀𝐵𝑂 (

𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ ) − 𝑀𝐵𝐸 ( ) 𝑚2 𝑚2 × 100 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ ) 𝑀𝐵𝐸 ( 𝑚2

Donde PD: porcentaje de desviación, MBO: metabolismo basal observado, MBE: metabolismo basal esperado. 8. Determine los MET a los cuales equivale el ejercicio realizado aplicando la siguiente fórmula: 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ ) 𝑚2 𝑀𝐸𝑇 = 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ ) 𝑀𝐵𝑂 ( 𝑚2 𝑀𝐸𝑂 (

Donde MET: costo metabólico del ejercicio en MET, MEO: metabolismo energético observado durante el ejercicio y MBO: metabolismo basal observado. 9. Clasifique la intensidad del ejercicio de acuerdo con los criterios enumerados en la tabla 14.6: Tabla 11.6: Clasificación de la intensidad de la actividad física, basado en actividad física de 60 minutos de duración. Ejercicio aeróbico Ejercicio de pesas Intensidad absoluta Intensidad relativa Intensidad relativa2 por edad (MET)1 Intensidad Frecuencia Escala de Contracción voluntaria cardiaca esfuerzo 20-39 años 40-64 años máxima (%) máxima (%) percibido Muy baja < 35 < 10 < 2,4 < 2,0 < 30 Baja 35 – 54 10 – 11 2,4 – 4,7 2,0 – 3,9 30 – 49 Moderada 55 – 69 12 – 13 4,8 – 7,1 4,0 – 5,9 50 – 69 Severa 70 – 89 14 – 16 7,2 – 10,1 6,0 – 8,4 70 – 84 Muy severa ≥ 90 17 – 19 ≥ 10,2 ≥ 8,5 ≥ 85 3 Máxima 100 20 12,0 10 100 Tomado de American College of Sport Medicine 2006 Advanced Exercise Physiology. 1

Intensidad absoluta (MET) son valores promedio obtenidos en hombres, en mujeres pueden ser 1 – 2 MET menores Basado en 8 – 12 repeticiones para personas menores de 50 – 60 años. 3 Los valores máximos son el promedio de los valores obtenidos durante el ejercicio máximo en sujetos adultos sanos. 2

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GUIA DE ESTUDIO: 1. Describa los determinantes del metabolismo en reposo. 2. Explique la termogénesis inducida por los alimentos y el efecto que posee sobre el metabolismo del sujeto experimental. 3. Explique los cambios metabólicos inducidos por el ejercicio y la relación que tienen con la termogénesis. 4. Establezca una correlación entre el consumo de oxígeno y los cambios en frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria y presión arterial media.

REFERENCIAS: 1. Albero R, Sanz A, Playán J. Metabolismo en el ayuno. Endocrinol Nutr. 2004; 51(4): 139-148. 2. López C, Martínez M, Martínez J. Obesidad, metabolismo energético y medida de la actividad física. Obesidad Básica y Clínica. 2003; 1(1): 34-43. 3. Krzeminski K. Cardiovascular, Metabolic and plasma catecholamine responses to passive and active exercises. Journal of Physiology and Pharmacology. 2000; 51(2): 267-278. 4. Weibel E, Hoppeler H. Exercise-induced maximal metabolic rate scales with muscle aerobic capacity. The Journal of Experimental Biology. 2005; 208: 1635-1644.

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