CURSO DE FORMACIÓN CONTINUADA A DISTANCIA

ACTUALIZACIONES EN EL LABORATORIO CLÍNICO

ANISAKIASIS

CURSO 2007 - 2008 Nº 1

I.S.S.N.- 1988-7477 Título: Actualizaciones en el Laboratorio Clínico Editor: Asociación Española de Biopatología Médica Maquetación: AEBM Fecha de Distribución: Noviembre 2007

Anisakiasis Luis Moisés Ruiz Velasco , Miguel Ángel García Montes.-Área de Laboratorio. Clínica Moncloa. ASISA. Madrid

En diciembre de 2006 se publicó en España un Real Decreto del Ministerio de Sanidad y Consumo (1), dirigido a los titulares de los establecimientos que sirven comida a los consumidores finales o a colectividades, por el que, a la vista del aumento en los últimos años de la anisakiasis humana, se les obligaba a que los productos de la pesca para consumir en crudo o prácticamente en crudo (ahumados en frío, escabeches o salados, cuando estos procesos no se demuestre que bastan para destruir las larvas de los nematodos) sean previamente congelados a una temperatura igual o inferior a –20 ºC en la totalidad del producto, durante un período de al menos 24 horas. Este Real Decreto se basa en la resolución europea (2), por la que se establecen normas específicas de higiene de los alimentos de origen animal, y en la que establece normas relativas a las inspecciones visuales para detectar parásitos en los productos de la pesca (3). El Decreto atribuye el aumento de la anisakiasis humana a una mayor infestación del pescado capturado en todos los mares y consumido en España, a mejoras en el diagnóstico de la enfermedad gracias al progreso de nuestro sistema sanitario y a la multiplicación de la costumbre de comer pescado crudo o poco cocinado. Además de esta obligación para los proveedores de estos alimentos, exige un planteamiento integral del problema, con medidas preventivas en toda la cadena alimentaria, desde la pesca hasta el consumo final, así como el sistema sanitario.

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ANISAKIS: TAXONOMÍA Y MORFOLOGÍA

Los anisakis son helmintos incluidos en la clase Nematoda, superfamilia Ascaridoidea, familia Anisakidae. Esta familia incluye 24 géneros, de los cuales los más estudiados son los de la subfamilia Anisakinae: Phocanamea (Pseudoterranova), Contracaecum y Anisakis. Individuos de estos 3 géneros pueden producir intoxicaciones alimentarias, pero los que afectan más frecuentemente al hombre son los Anisakis, con cuatro especies conocidas: Anisakis simplex, Anisakis physeris, Anisakis típica y Anisakis schupakovi. De entre ellas, Anisakis simplex (descrito ya por Rudolphi en 1809), es el principal responsable de los parasitismos humanos informados en los últimos años.

Son gusanos redondos, filiformes, no segmentados, con simetría bilateral, de color blanquecino casi transparente y reducido tamaño (hasta 3 cm de longitud y 0.4 a 0.5 mm de diámetro). Tienen tres capas corporales, sin mesotelio ni cilios, y un aparato digestivo con boca y ano. Las larvas del tercer estadío, infectantes para el hombre, tienen un diente cubierto por un labio, el intestino alado en forma de “Y”, y un tubo digestivo ciego. La morfología de faringe y esófago y el número de células musculares e intestinales permiten diferenciar a A. simplex de otros

gusanos de la familia. Al igual que otros nematodos

presentan separación de sexos.

CICLO BIOLÓGICO

El ciclo vital de estos parásitos incluye una forma adulta y tres estadios larvarios, y se desarrolla en el medio acuático, a través de varios huéspedes intermediarios. El gusano adulto parasita el tubo digestivo de sus huéspedes definitivos: mamíferos marinos, como ballenas o delfines, grandes peces y algunas aves marinas. A partir de aquí, los huevos (primer estadio larvario) eliminados con las heces de estos animales pasan al agua, en donde se 2

desarrollan dando lugar al segundo estadio larvario. Estas larvas pueden permanecer en el huevo o liberarse al agua, pudiendo sobrevivir hasta 3 meses, desde donde son ingeridos por pequeños crustáceos del plancton, que constituyen su primer huésped intermediario, en cuyo interior pueden alcanzar hasta 5 mm de longitud. Si estos crustáceos son ingeridos por peces o cefalópodos (segundos huéspedes intermediarios), las larvas atraviesan sus paredes intestinales hasta llegar a diferentes tejidos, donde se desarrolla el tercer estadio larvario, que puede tener varios pasos de un pez o cefalópodo a otro. En esta forma larvaria, el anisakis dispone de dientes capaces de cortar los tejidos de los que se alimenta, así como de asegurarse la salida del hospedador en caso de que éste muera. Al ser ingeridos a su vez estos peces o cefalópodos por los grandes mamíferos o peces marinos, la larva llega a su estadio adulto en la pared gástrica de éstos, liberando los huevos al exterior a través de sus heces, con lo que se cierra el ciclo biológico. El hombre es un huésped accidental (en él la larva no alcanza la madurez sexual, permaneciendo en el tercer estadio larvario hasta que muere), que adquiere las larvas al ingerir pescado crudo o poco cocinado: ahumados, semiconservas, salazones, pescado seco o en vinagre,…

Las larvas de Anisakis simplex

pueden resistir vivas 50 días en el pescado guardado en nevera (2° a 8º C), más de 2 horas a -20° C, 2 minutos a -60° C y 2 meses en medios marcadamente ácidos. Se debe prestar especial atención al

consumo de

boquerones en vinagre, tan frecuente en España, puesto que el tiempo de persistencia de larvas vivas en este medio es superior al tiempo de maceración que habitualmente se emplea para la preparación de este alimento. Las especies de pescados en cuyos músculos (sobre todo en los abdominales), intestinos u otros órganos pueden encontrarse larvas de anisakis (que pueden tener ya 2 o 3 cm de longitud) son prácticamente todas las de consumo humano habitual: merluza, pescadilla, bacalao, bonito, sardina, boquerón, salmón (en la etapa marina de su ciclo vital), caballa, abadejo, etc. (4). Entre los cefalópodos, el más parasitado es el calamar (5). Aunque el índice de parasitación

puede

ser

variable

según

la

procedencia

del

pescado,

dependiendo de los caladeros en los que faenan las flotas pesqueras, en casi todos los mares del mundo se ha encontrado Anisakis simplex en las piezas capturadas, siendo esta incidencia mayor en el Mar del Norte, costas del 3

Pacífico sur o región septentrional del océano Atlántico. La parasitación afecta al 40 - 80% de las piezas capturadas según la especie de que se trate y su procedencia. El pescado ultracongelado en alta mar, que siguiendo las normas de manipulación se eviscera rápidamente después de su captura, suele estar libre de larvas de Anisakis simplex en sus músculos, por lo que no existe o es muy bajo el riesgo de su consumo.

ENFERMEDAD EN EL HOMBRE

Se ha denominado anisaquiasis, anisakiasis, anisakiosis, anisakidasis o anisakidosis a la parasitación del hombre por larvas de estos gusanos, adquirida por la ingesta de pescado o cefalópodos parasitados con ellas (6). En sentido estricto, “anisakidosis” incluye todas las enfermedades causadas por cualquier género de la familia anisakidae (Anisakis, Pseudoterranova o Contracaecum), mientras que “anisakiasis” o “anisakiosis” se reservan para referirse a la patología provocada exclusivamente por Anisakis simplex. Esta parasitación puede dar lugar a dos tipos de patología:

1. Enfermedad digestiva. Se produce por la presencia en el estómago o el intestino humano de larvas vivas de anisakis procedentes de la alimentación. Estas larvas son capaces de adherirse a la mucosa del tracto digestivo, pudiendo dar lugar a dos formas clínicas: no invasiva o invasiva.

En la forma no invasiva o luminal las larvas se adhieren a la mucosa digestiva, sobre todo del estómago, en la que fijan su extremo cefálico. Generalmente no producen síntomas, aunque pueden dar lugar a gastritis más o menos intensa. La larva puede progresar hasta el intestino delgado, provocando en casos de parasitismo abundante enteritis y pseudoapendicitis agudas, obstrucción intestinal en afecciones subagudas, o en casos crónicos síndromes malabsortivos. Pueden detectarse larvas eliminadas con vómitos o heces, aunque esto no es frecuente y es muy poco rentable para el diagnóstico.

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En la forma invasiva, las larvas se anclan profundamente y llegan a penetrar en la mucosa y submucosa de estómago o intestino, formando nichos o túneles en los que se mueven activamente, entrando y saliendo de ellos, como puede mostrar la endoscopia. En la zona afectada, la pared está cubierta por un exudado fibrinoso y engrosada por el edema. Las larvas de anisakis tienen la capacidad de producir distintas proteasas (aminopeptidasas, proteasa tripsinalike), lo que permite a la larva horadar la mucosa gastrointestinal, así como de hialorunidasas capaces de atacar macromoléculas y facilitar la penetración. Por ello, es posible encontrar incluso la perforación de la pared intestinal, lo que deriva en los cuadros peritoneales (7). En ocasiones pueden migrar a otros órganos, como páncreas, hígado y pulmón, con formación de tejido de granulación en el tejido circundante. Según la localización de las larvas pueden presentarse dos cuadros clínicos, no siempre bien diferenciados:

-La forma gástrica cursa de manera aguda, con dolor epigástrico, náuseas y vómitos. Los síntomas suelen aparecer entre 24 y 48 horas tras la ingestión del pescado. En nuestro medio es la más frecuente y la que se asocia habitualmente a síntomas sugerentes de reacción alérgica (10% de los casos).

-La forma intestinal habitualmente tiene un curso crónico, con producción de abscesos en la pared intestinal que contienen restos de larvas. Provoca dolor abdominal y alteraciones del ritmo intestinal. En ocasiones puede ser causa de apendicitis aguda, diverticulitis, ileítis u obstrucción intestinal.

En casos de clínica sugestiva, la radiografía y la ecografía pueden apoyar la sospecha de anisakiasis, pero el diagnóstico de certeza lo ofrece la visualización

de

la

larva

por

endoscopia

(gastroscopia

o

raramente

colonoscopia), que además permite la extracción con pinzas del parásito y la resolución de los cuadros agudos. En la mayoría de los pacientes la anisakiasis es autolimitada, resolviéndose el proceso al expulsar espontáneamente la larva. En algunos casos con complicaciones intestinales (obstrucción, peritonitis,...) puede ser precisa la cirugía para eliminar las larvas y restaurar los tejidos dañados.

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2. Reacciones alérgicas a Anisakis simplex: Algunas personas, tras la ingestión de pescado, cefalópodos o marisco, independientemente de que estén o no bien cocinados, presentan cuadros de urticaria, angioedema o incluso shock anafiláctico grave, acompañados o no de clínica digestiva. Estas reacciones se inducen por sensibilización a algunos antígenos termoestables de anisakis y están mediadas por anticuerpos de la clase IgE, por lo que se trata de verdaderas reacciones alérgicas de tipo I (anafilácticas o atópicas). Habitualmente, la reacción se presenta a las pocas horas de la ingestión de pescado, y puede ser de mayor o menor intensidad según diferencias individuales congénitas o adquiridas y en posible relación con la cantidad de antígenos recibidos. En algunos pacientes la reacción se difiere 2 o 3 días, lo que puede enmascarar el diagnóstico etiológico. Es posible que el paciente refiera en una consulta una de estas reacciones y que después ha tolerado bien el mismo pescado, lo que permite alejar la sospecha de alergia al pescado y dirigirla hacia el anisakis. En nuestro medio vemos con frecuencia que pacientes anteriormente etiquetados como alérgicos a algunos pescados tienen niveles normales de IgE específica a éstos, mientras que la IgE frente a anisakis se encuentra elevada. Como se ha dicho antes, algunos pacientes presentan estos cuadros alérgicos asociados a síntomas digestivos sugerentes de parasitación gástrica. Se denominan

“cuadros mixtos” o “anisakiasis

gastroalérgicas” los procesos en los que coinciden la parasitación y la alergia al anisakis. Existe controversia en relación con la necesidad o no de parasitación por larvas vivas del anisakis para que se produzca la reacción alérgica. Posiblemente sí sea precisa una primera parasitación para que el paciente se sensibilice a los productos del gusano, bastando después un nuevo contacto con estos antígenos, contenidos en alimentos cocinados o no, con o sin larvas vivas, para que se desencadenen nuevas reacciones alérgicas. En estos casos, el paciente o el clínico que lo atiende pueden pensar que la demostración in vivo o in vitro de sensibilización a anisakis indica que hay una parasitación actual o activa, cuando ésta no ha tenido lugar, o bien la larva ha transitado por la luz digestiva sin lesionarla, desapareciendo con las heces (8 – 13).

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RESPUESTA INMUNE A ANISAKIS

Distintas estructuras moleculares presentes en las larvas de anisakis pueden estimular al sistema inmunológico humano, dando lugar a respuestas específicas frente a ellas. Estos antígenos pueden ser tanto moléculas de las estructuras superficiales de las larvas (somáticos o constitucionales) como sustancias producidas y eliminadas por ellas (excretados o segregados). Entre estos, además de los factores proteolíticos y de difusión ya citados, que facilitan la invasión de las mucosas por las larvas (serín-proteasas, hialuronidasas),

se

han

caracterizado

sustancias

con

propiedades

inmunomoduladoras (factor quimiotáctico para eosinófilos, factor inhibidor de la activación de los linfocitos T), e incluso estructuras “de camuflaje” o “miméticas”, que al imitar a antígenos o a receptores para factores activados del complemento específicos del huésped pueden ser tolerados por éste, eludiendo las respuestas defensivas. En los últimos años se están caracterizando otros antígenos de anisakis, algunos de los cuales aportan nuevos conocimientos acerca de la patología producida en el hombre por las larvas del gusano, o pueden ser utilizados para el desarrollo de procedimientos diagnósticos más eficientes que los actuales. Es fructífera la aportación de algunos grupos españoles a estas líneas de trabajo (14-15).

Frente a estos antígenos del gusano, el sistema inmunitario humano desarrolla respuestas específicas, tanto humorales como celulares. Las respuestas humorales se manifiestan por la síntesis y liberación a la sangre de anticuerpos de las clases IgG, IgA, IgM e IgE, cada una con su forma característica de reconocer, unirse e intentar eliminar a sus antígenos específicos. En cuanto a las respuestas celulares, se demuestra la diferenciación de los linfocitos T colaboradores hacia la subpoblación Th2, productores de citoquinas como la interleuquina 4 (IL4), que a su vez actúan sobre las poblaciones B favoreciendo la síntesis de inmunoglobulinas del isotipo IgE (como se sabe, mediadoras de las reacciones atópicas o anafilácticas) en vez de las otras clases de anticuerpos. También se desencadenan contra las larvas del parásito mecanismos de fagocitosis, en los que intervienen macrófagos y leucocitos 7

neutrófilos polimorfonucleares con receptores para los anticuerpos IgE (FcεR-II) unidos a la larva, y de citotoxicidad directa mediada por monocitos, eosinófilos, plaquetas y otras células.

EPIDEMIOLOGÍA

Se desconoce la incidencia real de la anisakiasis humana en todo el mundo. Las primeras comunicaciones de enfermedad invasiva se produjeron en Asia, después en América y después en Europa. En Japón se habían comunicado unos 200 casos hasta 1975, elevándose a unos 1000 anuales a partir de 1990. En Canadá hay un ascenso continuado desde 1940, relacionado con el bacalao y el fletán capturados. También en EEUU suben significativamente los casos registrados cada década desde 1970 (FDA). En Europa, en 1993 se conocían 540 casos, de ellos 292 en Holanda, 91 en Alemania y 64 en Francia. En una búsqueda de 1999 encontramos 22 casos publicados en España, procedentes de revisiones locales de cirujanos y endoscopistas de Madrid, Palencia, Valladolid, La Rioja, Jaén y Cádiz: 1 en 1991, 3 en 1992, 2 en 1994, 2 en 1995, 2 en 1996, 1 en 1997, 4 en 1998 y 7 en 1999 (16-20). Esto indica el carácter anecdótico y exótico atribuido a este parasitismo hasta hace pocos años, que llama la atención al compararlo con la alarma sanitaria y social que ha despertado recientemente.

Desde 1993 o 1994, los laboratorios españoles disponemos de procedimientos comerciales, automatizables y asequibles, para medir los niveles sanguíneos de IgE específica a anisakis, mediante los que se confirman muchos de los casos con sospecha clínica de sensibilización alérgica a este parásito. En la actualidad, las muestras en las que se detectan niveles elevados de IgE específica a anisakis son mucho más frecuentes que las positivas para cualquier otro alergeno alimentario (incluida la clara de huevo, que antes ostentaba el récord). Como se ha dicho antes, en muchos de estos pacientes existía una sospecha previa de alergia a algún pescado. También puede descartarse la sensibilización a otros gusanos, como áscaris o tenia

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equinococo, antes consideradas más frecuentes, con las que el procedimiento no presenta reacciones cruzadas.

El consumo de pescado es una parte muy importante de la alimentación en la mayoría de las regiones españolas, costeras o no, y es muy frecuente que este pescado se coma en estado crudo o poco cocinado (en vinagre, salazones, marinado, ahumado en frío, ceviches, carpaccios, sushi,…). Esto hace presumir una mayor incidencia en nuestra población de contactos con el parásito Anisakis simplex, y de la patología asociada al mismo, que la sospechada hasta ahora. Es imprescindible un mejor conocimiento de las diferentes formas clínicas por parte de los médicos (generales, de familia, internistas, alergólogos, cirujanos), para su correcto diagnóstico y para conocer el verdadero alcance en nuestro país de este problema sanitario. A partir de 1994 un grupo de alergólogos españoles observaron que en determinadas zonas de España, principalmente en el norte y centro, había una elevada incidencia de reacciones alérgicas, en las que se pudo demostrar de manera fehaciente que eran debidas a una sensibilización al Anisakis simplex. En cambio, en otras zonas españolas la incidencia era mucho menor o casi nula, a pesar de que el consumo de pescado era alto. A partir de estas observaciones se diseñó un programa de investigación a gran escala en todo el territorio nacional, organizado por la Sociedad Española de Alergología e Inmunología Clínica (Dr. Enrique Buendía) y con la participación de numerosos centros hospitalarios. En 2000 se publicaron, a partir de observaciones realizadas en España, revisiones de gran utilidad práctica sobre los aspectos diagnósticos de la anisakiasis (7, 21). Merecen también mención los medios de cultivo para larvas de anisakis, preparados en la Universidad de Granada, de los que se obtienen antígenos para su utilización en inmunoensayos, los anticuerpos monoclonales específicos de distintos antígenos de Anisakis obtenidos en la Universidad de Santiago, o los procedimientos de identificación genómica desarrollados en la Universidad Complutense de Madrid y en otros centros españoles.

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DIAGNÓSTICO

1-Clínica Presentación de síntomas inespecíficos de afectación gástrica (dolor epigástrico, sensación nauseosa, vómitos ocasionales) o intestinal (dolor abdominal, alteraciones del ritmo intestinal simulando un cuadro obstructivo, apendicitis aguda, diverticulitis, ileitis) en pacientes con antecedentes de ingesta de pescado o cefalópodos en las condiciones mencionadas en las horas o hasta 3 días previos. Pueden coincidir con manifestaciones cutáneas o generales de un cuadro alérgico de tipo anafiláctico.

2-Analítica general En los pacientes que presentan abdomen agudo, sobre todo en los casos poco frecuentes de perforación intestinal, aparece leucocitosis neutrófila, lo que puede despistar el diagnóstico etiológico. En los casos con alto componente alérgico se encuentra eosinofilia a partir de las 24 horas, aunque no suele ser tan importante como en otras helmintiasis. Los niveles séricos de Proteína Catiónica del Eosinófilo (ECP), no utilizados hoy de rutina, parecen verse muy elevados en esta fase primera, indicando por tanto una gran activación de eosinófilos y orientando a presumir un infiltrado inflamatorio de esta naturaleza. No suele haber alteraciones bioquímicas, excepto las esperadas en los casos con pseudo-obstrucción y vómitos intensos (22).

3-Diagnóstico por imagen Las formas gástricas no presentan patrones radiológicos característicos. En las intestinales pueden verse imágenes de pseudo-obstrucción, con asas dilatadas y niveles hidroaéreos. Utilizando contraste pueden observarse engrosamientos de la pared, estrechamientos de la luz con aspecto de pseudotumor, y raramente imágenes lineales de deplección, correspondientes a la larvas.

En la ecografía puede apreciarse engrosamiento de la pared intestinal, líquido libre en cantidad variable, estrechamiento de la luz y disminución del peristaltismo (23-26).

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4-Endoscopia La visualización de las larvas por gastroscopia o colonoscopia permite el diagnóstico de certeza del parasitismo. Además, permite la extracción de las mismas y la resolución del cuadro. Puede observarse edema de la mucosa de moderado a severo en los dos primeros días desde la infestación por el parásito, relacionándose la intensidad de la clínica y los hallazgos endoscópicos con el tiempo de evolución del cuadro.

5-Anatomía patológica El estudio de la pieza quirúrgica permite identificar la larva de Anisakis simplex en las lesiones, enrollada dentro de una capa de tejido de granulación. En la fase temprana hay edema e infiltrado inflamatorio inespecífico, evolucionando posteriormente a un infiltrado eosinofílico de la mucosa o de capas más profundas de la pared intestinal.

5-Serología A lo largo de los años, siguiendo la evolución de la tecnología disponible, se han desarrollado distintos procedimientos para la detección de anticuerpos específicos frente a Anisakis simplex. El primero comunicado fue la fijación de complemento (Daniels, 1962), es un método engorroso, de difícil interpretación y con bajas sensibilidad y especificidad diagnósticas. La inmunofluorescencia indirecta (Ruitemberg, 1970) es más sensible, pero presenta imágenes falsamente positivas por reacción cruzada con otros nematodos. La inmunodifusión doble y la inmunoelectroforesis en gel de almidón u otros soportes (Suzuki, 1968 e Iglesias, 1996) muestran también reacciones cruzadas en individuos parasitados con áscaris, toxocaras, trichinella e incluso en hidatidosis.

En los últimos años, numerosos laboratorios han desarrollado

distintos procedimientos de enzimoinmunoanálisis capaces de demostrar en el suero de los pacientes la presencia de anticuerpos frente a anisakis, con sensibilidad y especificidad analíticas crecientes. Sin embargo, la utilización de estos procedimientos no es rentable para el diagnóstico de rutina de la parasitación por larvas de anisakis, por los mismos motivos por los que fallan en el diagnóstico de otros procesos infecciosos o parasitarios. Por un lado, para confirmar una infección actual o reciente se precisarían marcadores de 11

aparición precoz, y los anticuerpos no pueden detectarse hasta después de varias semanas desde el “primoparasitismo”, ofreciendo resultados falsamente negativos en individuos que tienen las larvas en su tubo digestivo; antes de la seroconversión habrán muerto y se habrán eliminado las larvas, o el paciente habrá requerido procedimientos activos (endoscopia, cirugía) que confirmarían directamente el diagnóstico. La seroprevalencia únicamente puede tener interés retrospectivo, con utilidad en estudios epidemiológicos. Por otra parte, la detección de anticuerpos, sean de la clase que sean, no permite conocer el momento en que se han producido (aunque los IgM serán, como siempre, los más precoces), y un resultado positivo informará únicamente de que el paciente ha tenido, en algún momento de su vida, algún contacto con el parásito. Ambas limitaciones en la utilidad práctica de la serología de anisakis podrían conducir a errores (en un sentido o en otro) en la interpretación de sus resultados, tanto por parte del paciente como en ocasiones por su propio médico. De estas reflexiones podemos concluir que la serología NO es un procedimiento que deba utilizarse para el diagnóstico de la presencia de anisakis en el aparato digestivo humano. También podemos sugerir desde aquí que, de forma similar a la evolución de los procedimientos inmunológicos para el diagnóstico no invasivo de la presencia de Helicobacter pylori, sí sería un método con gran utilidad diagnóstica la capacidad de detectar en las heces de los pacientes la presencia de antígenos de anisakis. Como se ha comentado, cada vez se conocen más estructuras moleculares específicas de estas larvas y se van caracterizando las más potentes y exclusivas. La detección de estos antígenos indicaría su presencia actual en el tubo digestivo, y su negativización permitiría asegurar su desaparición. Parece razonable pensar que, contando con los anticuerpos monoclonales disponibles en la actualidad, la tecnología aplicada a otros objetivos similares puede lograr fácilmente el desarrollo de métodos individuales rápidos, por ejemplo inmunocromatográficos en placas, para esta aplicación.

Donde sí es importante la detección y la cuantificación de anticuerpos frente a anisakis es en el diagnóstico y en la prevención de las reacciones alérgicas provocadas por él. La medida de la concentración de anticuerpos IgE específicos de Anisakis simplex se ha instaurado en nuestro país hace más de 12

10 años como un método de gran rentabilidad para confirmar casos con sospecha clínica de sensibilización a este parásito. Desde entonces se dispone de procedimientos de enzimoinmunoanálisis automatizado con buenas prestaciones analíticas y diagnósticas (ImmunoCAP®, PHADIA). Este método tiene un rango dinámico de 0.35 a 100 kU/L, como para otros alergenos que pueden ser ensayados simultáneamente, que permite situar a los pacientes en su clase o rango de sensibilización a este parásito. A la hora de interpretar estos resultados es muy importante recordar al paciente y a su médico que la detección de niveles elevados de IgE específica frente a anisakis no permite confirmar, ni su ausencia descartar, la presencia actual o reciente de larvas del gusano en el tubo digestivo del paciente. Debe dejarse bien claro en el informe de los resultados que estos anticuerpos indican únicamente que el paciente, después de un contacto previo con el parásito o con sus productos, que pudo producirse en cualquier momento de la vida, está sensibilizado a estos alergenos, y que una nueva ingestión de alimentos con larvas vivas (o posiblemente si están muertas, enteras o partidas y bien cocinadas o no, debido a sus antígenos termoestables) podría provocarle un nuevo cuadro alérgico, local o general y más o menos grave. (No debemos olvidar, como ya se ha mencionado, que algunos grupos mantienen la necesidad de que haya entrada de nuevas larvas vivas en el tubo digestivo para el desencadenamiento de una reacción en un individuo previamente sensibilizado, pero ni un extremo ni el otro han podido demostrarse en todos los casos de cualquier estudio). También hay que considerar la posibilidad de que un paciente tenga parasitismo intestinal por larvas de anisakis, incluso con enfermedad invasiva, sin que forme nunca anticuerpos IgE contra ellas. Esto es habitual en pacientes con constitución genética no atópica, que seguramente tampoco tendrán urticaria ni otras manifestaciones alérgicas acompañando a la clínica digestiva del parasitismo. Los valores de la concentración de IgE específica a anisakis pueden utilizarse para el seguimiento de los pacientes con resultados positivos, y así estudiar la correlación de su evolución con la clínica y con el posible beneficio de una dieta carente de pescados y cefalópodos, si es que se decide instaurar por su médico (27).

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La cuantificación de la concentración de IgE total en el suero de los pacientes no aporta por sí sola datos suficientes para apoyar la sospecha clínica de anisakiasis. En nuestra experiencia, encontramos tanto pacientes con IgE específica a Anisakis simplex muy elevados y con IgE total dentro de los límites de referencia correspondientes a su edad, como otros, presuntamente atópicos, con IgE total elevada y sin IgE detectable frente al anisakis.

Con el objetivo inicial de conocer y caracterizar los antígenos específicos de Anisakis simplex y de demostrar cuáles de ellos son más o menos potentes para provocar respuestas inmunes en el hombre, se han desarrollado otros inmunoensayos basados en procedimientos a los que se atribuye mayor especificidad

analítica,

como

es

la

inmunotransferencia

(immunoblot).

Recordamos de forma resumida que en estos métodos se separan y aíslan los distintos componentes moleculares de la larva, para después diferenciarlos en fracciones mediante técnicas de alta resolución, como la electroforesis en gel de poliacrilamida en condiciones de desnaturalización y carga eléctrica homogénea (SDS-PAGE, separación por tamaño molecular), la electroforesis en gradiente de pH (isoelectroenfoque, separación por punto isoeléctrico), o una combinación de ambos. Las proteínas o los péptidos fraccionados se transfieren a membranas estables, que después se bañan con el suero de los pacientes. Los anticuerpos presentes en este suero se fijan a sus antígenos correspondientes, cuya localización conocemos, y se revela la reacción mediante conjugados con anticuerpos anti-inmunoglobulinas marcados con una enzima, cuya reacción in situ nos indica qué anticuerpos había en el suero. Mediante estos procedimientos se están caracterizando cada vez más estructuras antigénicas propias del anisakis y se va conociendo cuáles son las más alergénicas. También se utilizan ensayos de “blotting de inhibición” para estudiar reacciones cruzadas entre anisakis y otros organismos, cuyos resultados son de utilidad con fines clínicos y para conocer la especificidad de los resultados de los inmunoanálisis de rutina: qué resultados positivos corresponden a verdaderas anisakiasis y cuáles pueden deberse a reacción con otros alergenos. Mediante estos ensayos se han encontrado algunos de estos “heteroantígenos” (especificidad común con Anisakis simplex) en otros nematodos, pero también en artrópodos (cucaracha, mosquito), ácaros del 14

polvo o de almacenamiento (Dermatophagoides pteronyssinus, Acaro siro, Lepidoglyphus destructor, Tyrophagus putrescentiae), e incluso en algunos hongos o en organismos vegetales (28-30).

6-Pruebas in vivo de sensibilización a Anisakis simplex. En algunas consultas de Alergología adecuadamente dotadas se realizan intradermorreacciones o pruebas cutáneas en prick para confirmar el estado de sensibilización de los pacientes.

Estas pruebas se realizan con extractos

comerciales de Anisakis simplex a concentración de 1 mg/mL, con lecturas a los 15 minutos y a las 24 horas. Los resultados de la reacción cutánea al contacto con el extracto se comparan con los provocados por dosis controladas de histamina. Tienen baja especificidad, pues algunas veces son positivas en individuos sensibilizados a áscaris o a tenia equinococo y no a anisakis. Pueden ser útiles para descartar simultáneamente sensibilización a la batería de extractos de los pescados de consumo más frecuente. Se han descrito algunos casos de anafilaxia durante su ejecución (31).

También se han realizado ensayos de provocación, consistentes en la ingesta por los pacientes de larvas inactivadas, para comprobar la correlación entre esta ingestión y el desencadenamiento de fenómenos alérgicos. (Previamente se obtiene el consentimiento escrito normalizado del paciente, tras haber sido convenientemente informado). Para ello, se obtienen larvas mayores de 2 cm de longitud de algunos pescados de consumo habitual, que se congelan en cápsulas a -20ºC durante más de 48 horas o se liofilizan (32). Según diferentes protocolos, los pacientes toman o bien estas cápsulas, cuya envoltura se disuelve en el estómago liberando las larvas muertas, o bien el producto del liofilizado. Se comparan las respuestas de los pacientes a la toma de un número variable de larvas (hasta 20 en el mismo día) o de un placebo, con distintas pautas horarias. Según algunos resultados publicados, estas pruebas de provocación no se siguen de reacciones alérgicas por parte de los pacientes, aunque muchos de ellos tuvieran historia previa de anafilaxia atribuible al anisakis. Una importante comunicación en este sentido forma parte de la “sesión de controversia” celebrada en el Servicio de Alergia del Hospital La Paz de Madrid, cuyo amplio resumen se ha publicado (33). Sus autores 15

concluyen que es necesaria la entrada de larvas vivas en el tubo digestivo humano para que se produzca una respuesta alérgica, y autorizan a sus pacientes con sensibilización a anisakis demostrada a comer pescados congelados y cocinados con las precauciones señaladas, sin reacciones adversas durante 2 años de seguimiento de esta población. En esa publicación se resume muy bien la situación de la anisakiasis en España, considerando todos sus aspectos diagnósticos y preventivos, aunque sin lograr de momento consenso sobre algunos de ellos.

Para terminar, si se reproducen y comunican de forma general observaciones similares a las citadas en último lugar (cuya fuente respetamos absolutamente) de que individuos que sufren reacciones alérgicas tras comer pescado poco cocinado (que presumiblemente tenían larvas vivas de Anisakis simplex) no las presentan cuando las larvas se han inactivado, y si estas conclusiones llegan a adquirir evidencia científica de nivel máximo, deberemos cuestionar nuestra hipótesis de que basta con comer productos marinos en los que haya restos de gusanos muertos para que los antígenos termoestables de éstos desencadenen reacciones de tipo anafiláctico en sujetos previamente sensibilizados. Posiblemente, como es norma en las ciencias biológicas, incluidas las médicas, la certeza no sea del 100%, pero parece que estas observaciones apoyan la oportunidad del Real Decreto que ha motivado e inicia esta actualización. En unos años en que se aconseja el consumo de pescados por sus aspectos saludables frente a las dislipemias y la obesidad, tranquiliza a pacientes y médicos pensar que se dispone de esta normativa, cuyo cumplimiento puede evitar los aspectos negativos de esta alimentación.

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BIBLIOGRAFÍA

1.- 22171 REAL DECRETO 1420/2006, de 1 de diciembre, sobre prevención de la parasitosis por anisakis en productos de la pesca suministrados por establecimientos que sirven comida a los consumidores finales o a colectividades. BOE núm. 302 Martes 19 diciembre 2006, 44549 2.- Resolución (CE) n.º 853/2004 del Parlamento Europeo y del Consejo, de 29 de abril de 2004 3.- Resolución (CE) n.º 2074/2005 de la Comisión, de 5 de diciembre de 2005 4.- Cocheton JJ, Cabou I, Lecomte I. Anisakiase et infections par les Anisakidés. Ann Med Interne 1991; 142: 121-31 5.- Sanmartín ML, Quintero P, Iglesias R, Santamaría MT, Leiro J, Ubeira FM. Nematodos parásitos en peces de las costas gallegas. Madrid; Díaz de Santos 1994 6.- Ishikura H, kikuchi K, Nagasawa K, Ooiwa T, Takamiya H, Sato N et al. Anisakidae and Anisakidosis. Progress in clinical Parasitology 1994; 3: 43-101 7.- Domínguez Ortega J, Martínez-Cócera C. Guía de actuación en patología producida por Anisakis. Alergol Inmunol Clin 2000; 15:267-72 8.- Fernández de Corres L, Audícana M, Del Pozo MD, Muñoz D, Fernández E, Navarro A et al. Anisakis simplex induces not only anisakiasis: report on 28 cases of allergy caused by this nematode. J Invest Allergol Clin Inmunol 1996; 6: 315-9 9.- Del Pozo MD, Audícana M, Díez JM, Muñoz D, Ansotegui IJ, Fernández E et al. Anisakis simplex, a relevant etiologic factor in acute urticaria. Allergy 1997; 52: 576-9 10.- Montoro A, Perteguer MJ, Chivato T, Laguna R, Cuellar C. Recidivous acute urticaria caused by Anisakis simplex. Allergy 1997; 52: 985-91 11.- Daschner A, Vega de la Osada F, Pascual C. Allergy and parasites reevaluated: wide-scale induction of chronic urticaria by the ubiquitous fishnematode Anisakis simplex in an endemic region. Allergol Immunopathol 2005; 33:31-7. 12.- Alonso A, Daschner A, Moreno-Ancillo A. Anaphylaxis with Anisakis simplex in the gastric mucosa. N Engl J Med 1997; 337: 350-1 13.- Gómez B, Tabar AI, Larrinaga B, Álvarez MJ, García BE, Olaguibel JM. Eosinophilic gastroenteritis and Anisakis. Allergy 1998; 53:1148-54

17

14.- Pérez-Pérez J, Fernández-Caldas E, Marañón F, Sastre J, Lluch Bernal M, Rodríguez J, Alonso Bedate C. Molecular cloning of Paramyosin, a new allergen of Anisakis simplex. Int Arch Allergy Immunol 2000; 123:120-9 15.- Moneo I, Caballero ML, González-Muñoz M, Rodríguez-Mahillo AI, Rodríguez-Pérez R, Silva A. Isolation of a heat-resistant allergen from the fish parasite Anisakis simplex Parasitology Research 2005; 96:285-9 16.- Arenal Vera JJ, Marcos Rodríguez JL, Borrego Pintado MH, Castro L, Blanco Álvarez JL. Anisakiasis como causa de apendicitis aguda y cuadro reumatológico: primer caso en la literatura médica. Rev Esp Enf Digest 1991; 79: 355-8. 17.- López Vélez R, García A, Barros C, Mazarbeitia F, Oñate JM. Anisakiasis en España. Descripción de 3 casos. Enf Infecc Microbiol Clin 1992; 10: 158-61. 18.- Sanmartín ML, Quintero P, Iglesias R, Santamaría MT, Leiro J, Ubeira FM. Nemátodos parásitos en peces de las costas gallegas. Madrid. Díaz de Santos, 1994; 31-7. 19.- Martín Cabanna J, Monturiol JM, Louredo A, Valentín Gamazo C, Jiménez J, Jiménez P, Alcázar JA, Rueda JA, Quitans A. Abdomen agudo y anisakiasis: a propósito de dos casos. Cir Esp 1994; 56 Supl 1: 265. 20.- Canut Blasco A, Labora Lóriz A, López de Torre J, Romeo Martínez JA. Anisakiasis gástrica aguda por cocción insuficiente en horno microondas. Med Clin 1996; 106: 317-8 21.- Lorenzo S, Iglesias R, Leiro J, Ubeira FM, Ansotegui I, García M, Fernández de Corres L. Usefulness of currently available methods for the diagnosis of Anisakis simplex allergy. Allergy 2000; 55:627–33 22.- Del Pozo MD, Moneo I, Fernández de Corres L, Audícana M, Muñoz D, Fernández E et al. Laboratory findings in Anisakis simplex allergy. J Allergy Clin Immunol 1996; 97: 977-84 23.- Matsui T, Lida M, Murakami M, kimura Y, Fujishima M, Yad Y et al. Intestinal anisakiasis: clinical and radiologic features. Radiology 1985; 157: 299302 24.- Muraoka A, Suehiro I, Fujii M, Nagata K, Kusundki H, Kumon Y et al. Acute gastric anisakiasis: 28 cases during the last 10 years. Dig Dis Sci 1996; 41: 2362-5 25.- Sugimachi K, Inokuchi K, Ooiwa T, Fujino T, Ishii Y. Acute gastric Anisakiasis. Analysis of 178 cases. Jama 1985; 253:1012-3 26.- Kakizoe S, Kakizoe H, Kakizoe K, Kakizoe Y, Maruta M, Kakizoe T et al. Endoscopic findings and clinical manifestation of gastric anisakiasis. Am J Gastroenterol 1995; 90: 761-3

18

27.- Daschner A, Alonso Gómez A, Caballero T, Suárez de Parga JM, López Serrano MC. Usefulness of early serial measurement of specific and total immunoglobulin E in the diagnosis of gastroallergic anisakiasis. Clin Exp Allergy 1999; 29: 1260-4 28.- .García M, Moneo I, Audícana MT, Del Pozo MD, Muñoz D, Fernández E, Díez J, Etxenagusia MA, Ansotegui IJ, Fernández de Corres L. The use of IgE immunoblotting as a diagnostic tool in Anisakis simplex allergy. J Allergy Clin Immunol 1997; 99: 497-501 29.- Pascual CY, Crespo JF, San Martin S, Ornia N, Ortega N, Caballero T, Muñoz-Pereira M, Martin-Esteban M. Cross-reactivity between IgE-binding proteins from Anisakis, German cockroach, and chironomids. Allergy 1997; 52: 514–20 30.- Johansson E, Aponno M, Lundberg M, van Hage-Hamsten M. Allergenic cross-reactivity between the nematode Anisakis simplex and the dust mites Acarus siro, Lepidoglyphus destructor, Tyrophagus putrescentiae, and Dermatophagoides pteronyssinus Allergy 2001; 56:660–6 31.- Carretero P, Rivas C, Todo P, Gómez B, Núñez C, Alday E, Moreno I. Anafilaxia tras realización de prick-test a Anisakis simplex. Rev Esp Alergol Inmunol Clin 1998; 13: 226-8 32.- Sastre J, Llunch-Bernal M, Fernández-Caldas E, Marañon F, Quirce S, Arrieta I et al. Estudio de provocación oral doble ciego controlada con placebo con larvas de Anisakis simplex liofilizadas. Alergol Inmunol Clin 2000; 15: 225-9 33.- López-Serrano MC (moderador). Patología por Anisakis en los inicios del siglo XXI. Controversias en el diagnóstico de alergia a Anisakis simplex. Alergol Inmunol Clin 2001;16 (Extraordinario Núm. 2):39-56

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