Anisakis simplex y alergia capítulo 81 M.T. Audícana Berasategui, M.D. del Pozo Gil, A. Daschner

INTRODUCCIÓN El término “parásitos” engloba animales que interactúan con sus hospedadores de formas muy diferentes. Dentro de los parásitos, muchos protozoos –por su estructura simple unicelular– pasan parte de su ciclo vital en las células del hospedador (hematíes, por ejemplo) y, en este sentido, la infestación es muy similar a las infecciones producidas por bacterias y virus. En contraste, los helmintos son organismos multicelulares, a menudo macroscópicos y que poseen su propio aparato digestivo, nervioso y reproductivo. A diferencia de los protozoos, muchos de ellos no se reproducen en los vertebrados, sino que producen huevos en gran número, que van a madurar en el exterior o en hospedadores intermediarios. Clásicamente, se han considerado los parásitos como inductores de respuestas IgE y se tiene constancia de que el hombre ha convivido con parásitos desde la prehistoria. La especie humana presenta parasitismos denominados patrimoniales o propios de la evolución filogenética (anteriores a la hominización) y otros parasitismos gananciales o adquiridos recientemente con el dominio del medio y los animales domésticos (hombre recolector-cazador y zoonosis, respectivamente). En la mayoría de las zoonosis, el hombre es un hospedador poco eficaz, entre otros motivos porque, al no ser ingerido por otros animales, bloquea la transmisión en cadena del parásito. La relación parásito-hospedador es a menudo paradójica dado que la mayoría de las infestaciones importantes cuantitativa y cualitativamente hablando –es decir, graves y con gran número de parásitos por individuo– cursan sin reacciones alérgicas. Sin embargo, los fenómenos de alergia asociados a una parasitación activa se manifiestan en enfermedades en las que la carga parasitaria es tan baja que incluso resulta difícil visualizar el parásito. Ejemplos de este último tipo lo constituyen los síndromes PIE (eosinofilias pulmonares tropicales) y las exposiciones exógenas (trabajadores de laboratorio con Ascaris lumbricoides). La respuesta anafiláctica pone en riesgo la supervivencia, tanto del parásito, que no podrá auto perpetuarse, como la del propio hospedador. Este hecho puede resultar llamativo porque la evolución natural de la relación entre un parásito y su hospedador (entendiendo como hospedador la “especie” y no

el “individuo”) es hacia la adaptación mutua progresiva. Cuando la relación hospedador/parásito se ha adquirido recientemente en la escala filogenética o cuando el hospedador no es adecuado para el parásito, pueden darse enfrentamientos que alterarían la tendencia natural al equilibrio. Dentro de la especialidad de Alergología, es conocida la sensibilización a la tenia Echinococcus granulosus, parásito frecuente en algunas regiones mediterráneas y considerado endémico en España. Con relación a este parásito, se han descrito algunos casos de anafilaxia en roturas intraoperatorias o secundarias a traumatismos y, recientemente, varios casos de choque anafiláctico como primera manifestación de roturas espontáneas de quistes hidatídicos. En los países mediterráneos, la parasitación por la tenia Echinococcus se considera dentro de los posibles agentes etiológicos a tener en cuenta en el diagnóstico diferencial de urticaria/angioedema y/o anafilaxia inexplicada(1,2). El Anisakis simplex, parásito del pescado, era un perfecto desconocido para la especialidad de Alergología hasta que, en 1995, se le atribuyó la autoría de varios episodios de anafilaxia en una mujer diagnosticada en los últimos cuatro años de “anafilaxia recurrente idiopática”. Con posterioridad, los alergólogos españoles hemos contribuido al conocimiento de este parásito y sabemos, por ejemplo, que el hombre es un hospedador accidental; este hecho posiblemente explique que un parásito induzca una respuesta que ponga en peligro la vida del hospedador y la suya propia. En los últimos años, el Anisakis simplex se ha convertido en uno de los agentes etiológicos más relevantes en el estudio de episodios de alergia alimentaria en la población adulta y, también, en una fuente de alérgenos ocupacionales entre otras entidades que se van a revisar en este capítulo. Alrededor de 650 especies de nematodos son parásitos de peces en su fase adulta y otras muchas especies utilizan estos hospedadores como intermediarios, alojando en su interior una fase larvaria del parásito. Se conoce una gran variedad de especies de helmintos capaces de producir infestación en humanos por ingestión de pescado crudo o parcialmente cocinado. Las especies más importantes incluyen cestodos (géneros Diphyllobotrium o Diplogonoporus), digeneas (Heterophyids), cercarias (Schistosomatidae), trematodos (Clonorchis sinensis, Hetero-

1682

Anisakis simplex y alergia

phyes sp, Metagonimus yokogawai, Nanophyetus sp y Opistorchis sp) y nematodos (géneros Anisakis, Hysterothylacium, Pseudoterranova y Contracaecum)(3). De todas las enfermedades causadas por helmintos de peces, la opistorquiosis es la diagnosticada con mayor frecuencia, pero su distribución está limitada al sudeste asiático donde, sólo en Tailandia, se estima que más de 6 millones de personas sufren dicha parasitación. Por el contrario, los casos de parasitación humana por especies de anisákidos, debido a su distribución global, han sido descritos en prácticamente todos los continentes. Las especies de anisákidos responsables de la infestación humana pertenecen, fundamentalmente, al género Anisakis simplex y, en menor medida, a Pseudoterranova decipiens y Contracaecum. Por el contrario, la parasitación por A. physeteris sólo ha sido confirmada en casos muy contados(4-6). La especie Hysterothylacium aduncum, que fue considerada inicialmente como posible fuente de parasitación en humanos(7,8), posteriormente se descartó por comprobar que no son capaces de penetrar en la mucosa gástrica a nivel experimental y que, además, mueren al someterse a temperaturas próximas a 37 ºC(9,10). Sin embargo, se ha demostrado que determinadas larvas son capaces de invadir el tracto digestivo de los primates, por lo que la posibilidad de infestación en humanos no puede ser descartada por completo(11). Terminología de parasitación Durante los primeros años tras la descripción de Van Thiel, se utilizó el término anisaquiosis en la bibliografía para referirse a la enfermedad humana producida por nematodos larvarios pertenecientes a la familia Anisakidae. Posteriormente, dada la complejidad de la identificación de estos parásitos, un grupo de expertos(12) recomendó la utilización de términos diferenciados: 1. Anisaquidosis, familia Anisakidae en general. 2. Anisaquiasis o anisaquiosis o anisakiosis, género Anisakis. 3. Pseudoterranovosis, género Pseudoterranova. 4. Contracecosis género Contracaecum.

CARACTERÍSTICAS DEL ANISAKIS SIMPLEX Características morfológicas En general, todos los parásitos pertenecientes a la superfamilia Ascaridoidea son alargados, con forma de gusanos redondos de color blanco opaco. Las larvas de tercer estadio larvario de los anisákidos (L3) se suelen distribuir, en los peces marinos, enrolladas en forma de espiral plana, bajo el tejido conectivo de las vísceras abdominales, en la musculatura o libres, formando ovillos en la cavidad peritoneal. Cuando las larvas están encapsuladas en la musculatura de los peces varía su aspecto adoptando, en ocasiones, un color pardo. En los calamares, habitualmente se localizan en la pared externa del estómago y, más raramente, en la musculatura del manto. Cuando se abre la cavidad abdominal del pez ya muerto, los parásitos siguen vivos y se mueven activamente. En la Figura 1 podemos ver un pez cuyas vísceras están parasitadas.

FIGURA 1. Pez con su paquete visceral ampliamente parasitado por Anisakis simplex. Por cortesía del Dr. Guzmán Díez. AZTI-Tecnalia/Unidad de Investigación Marina Txatxarramendi Ugartea z/g 48395, Sukarrieta (Bizkaia).

A simple vista, las larvas del tercer estadio del Anisakis son filiformes, presentando una pequeña mancha blanquecina alargada localizada en el tercio anterior del cuerpo que corresponde al ventrículo. Su longitud varía entre 20 y 30 mm. No tienen cápsula bucal y ésta consiste simplemente en una pequeña abertura rodeada por 3 labios, uno, dorsal y dos, subventrales. El poro excretor se abre entre las dos protuberancias labiales subventrales y el diente de penetración triangular se sitúa en posición ventral con respecto a la boca, entre ambas protuberancias. En el extremo de la cola se observa un mucrón de unos 0,015 a 0,030 mm de longitud. En la Figura 2 se muestran fotografías correspondientes a los extremos anterior y posterior de la larva. Al microscopio óptico se observan bien las estructuras de la boca antes descritas, con su diente de penetración y poro excretor, el mucrón terminal, un esófago muscular delgado y un ventrículo de, aproximadamente, 1 mm de tamaño, que se une con el intestino formando un plano oblicuo. Ventralmente al esófago, la gran célula excretora recorre el tercio anterior del cuerpo, abriéndose en el poro excretor (Figura 3). En el sector dorsal de la zona preventricular se observa la glándula esofágica, abriéndose a la luz del esófago en la zona anterior y existe otra glándula subventral que se extiende a lo largo del ventrículo rodeando la glándula esofágica dorsal. Se cree que las secreciones de la glándula ventral intervienen en la digestión intraluminal mientras que las procedentes de la glándula dorsal probablemente sean responsables de procesos de digestión extracorporal. Mediante tinción con azul de toluidina a microscopía óptica (MO) y con microscopía electrónica se ha detectado la presencia de gránulos en el ventrículo, lo que confirma su función glandular. En cuanto a la célula excretora, muestra un único núcleo que ocupa la mayor parte de la célula y un citoplasma granular con túbulos de drenaje que desembocan en el conducto principal. Se cree que se comporta como un sistema excretor y secretor, habiéndose detectado sustancias de tipo proteasa en esta célula. Todo hace pensar que este órgano, junto con el diente

Otras enfermedades alérgicas

A

1683

B

FIGURA 2. Extremos anterior (A) y posterior (B) de la larva de Anisakis simplex vistos al microscopio fotónico. Por cortesía del Dr. Guzmán Díez. AZTI-Tecnalia/Unidad de Investigación Marina Txatxarramendi Ugartea z/g 48395, Sukarrieta (Bizkaia).

A

B

Diente oral

Mamíferos marinos Hombre

Poro excretor Anillo nervioso Hospedador accidental

Conducto excretor Preventrículo

L3→L4→L5→Adultos Hospedador natural final

Pescados marinos y cefalópodos

Huevos en el mar L1 L2 L3

Ventrículo Célula excretora

Heces

* Huevos embrionarios Eclosión

Intestino FIGURA 3. Esquema representativo del extremo anterior de la larva L3 de Anisakis simplex (A) y Pseudoterranova (B). Puede apreciarse claramente la diferencia entre el ventrículo de Anisakis,que divide el esófago y el intestino siguiendo una línea recta, mientras que el de Pseudoterranova sigue una línea oblicua, formando un apéndice (*).

L3

Crustáceos del plancton

Larvas L3 libres

Hospedadores intermediarios y paraténicos

anterior, contribuye a facilitar la penetración de la larva en la mucosa digestiva del hospedador.

FIGURA 4. Ciclo biológico de Anisakis simplex.

Ciclo biológico Las especies de anisákidos más importantes son Anisakis simplex y Pseudoterranova decipiens(13). El tercer estadio larvario infesta generalmente las vísceras y músculos de peces de mar y cefalópodos. El parásito adulto suele encontrarse en el estómago de gran variedad de mamíferos marinos, en particular cetáceos (delfines, ballenas, marsopas, orcas, narvales y cachalotes)

y, más raramente, en pinnípedos (focas, leones marinos y morsas). Estos mamíferos marinos se comportan como hospedadores definitivos (Figura 4) y en sus estómagos se producen las dos últimas mudas, alcanzando finalmente el estadio adulto y la madurez sexual. Los huevos del parásito (L1) son expulsados del aparato digestivo de estos hospedadores definitivos y sufren un proceso de desarrollo embrionario, produciéndose la eclosión

1684

Anisakis simplex y alergia

TABLA I. Especies de interés culinario parasitadas por anisákidos Gadiformes

Merlucciidae Gadidae

Merluza, pescadilla (Merluccius sp) Bacalao (Gadus morhua), merlán, liba, bacalada (Merlangius merlangius), bacaladilla (Micromesistius poutassou), abadejo (Pollachius pollachius), carbonero (Pollachius virens), faneca (Trisopterus luscus), capellán (Trisopterus minutus capelanus), brótola (Phycis sp), maruca (Molva molva), bertorella (Molva blennoides), palo (Molva dipterygia)

Perciformes

Scombridae Serranidae Mullidae Sparidae Thunnidae Carangidae Bramidae Trichiuridae

Caballa, verdel (Scomber scombrus) Cabra (Serranus cabrilla), serrano (Serranus scriba) Salmonete de fango (Mullus barbatus), salmonete de roca (Mullus surmuletus) Besugo (Pagellus cantabricus), pargo (Sparus pagrus), boga de mar (Boops boops) Atún (Thunnus thynnus), melva (Auxis thazard) Jurel, chicharro (Trachurus trachurus), palometa blanca (Trachynotus glaucus) Palometa, japuta, besugo negro (Brama brama) Pez sable (Trichiurus lepturus)

Clupeiformes

Salmonidae Clupeidae Engraulidae

Salmón (Salmo salar) Sardina (Sardina pilchardus), arenque (Clupea harengus) Boquerón (Engraulis encrasicholus)

Pleuronectiformes

Pleuronectidae Soleidae Scophtalmidae

Platija (Platichthys flessus), solla de altura (Pleuronectes platessa), fletán (Hippoglossoides sp) Lenguado (Solea vulgaris) Rodaballo (Scophthalmus maximus), gallo (Lepidorhombus sp)

Escorpeniformes

Scorpaenidae Triglidae

Gallineta (Helicolenus dactylopterus), cabracho (Scorpaena scrofa) Rubio (Trigloporus lastoviza)

Bericiformes

Berycidae

Palometa roja (Beryx decadactylus)

Lophiiformes

Lophiidae

Rape (Lophius piscatorius)

Anguilliformes

Congridae

Congrio (Conger conger)

Dibranchia

Loliginidae Octopodidae Sepiidae

Calamar (Loligo vulgaris) Pulpo (Octopus vulgaris) Sepia (Seppia sp)

Modificado de Ferre 2001.

con intervalos variables, dependiendo de la temperatura del agua (desde 4 a 8 días en aguas de 13 a 18 ºC hasta 57-82 días en aguas de menos de 5 ºC). Antes se creía que las larvas procedentes de la eclosión del huevo eran L2, pero, recientemente, se ha demostrado que no es así, emergiendo directamente L3 y, por tanto, las dos primeras mudas tienen lugar en el propio huevo. Estas larvas pueden vivir libremente entre 1 y 14 semanas hasta ser ingeridas por crustáceos de tipo eufásidos. Los peces (mayoritariamente, teleósteos) y cefalópodos (principalmente, los calamares) se infestan con el tercer estadio larvario cuando ingieren eufásidos, aunque también pueden hacerlo por depredación de otros peces y cefalópodos contaminados. Las larvas L3, una vez alojadas en el aparato digestivo de estos peces y cefalópodos, se enquistan en el músculo, vísceras y en la cavidad peritoneal. El ciclo se cierra, en la mayoría de los casos, cuando los peces y cefalópodos contaminados con L3 son depredados por alguno de los mamíferos marinos que actúan como hospedador definitivo. Sin embargo, la ingestión de eufásidos también puede ser directamente vehículo de L3, como se confirma al aparecer parasitadas determinadas especies de ballenas (Balaenoptera musculus) que se alimentan exclusivamente de éstos crustáceos. Normalmente, el parásito se aloja en el centro de úlceras digestivas, de 1 a 6 cm de diámetro, donde se agru-

pan de 50 a 100 nematodos pertenecientes a diferentes estadios (L3, L4 y adultos)(15). El hombre forma parte de este ciclo como hospedador accidental, al ingerir pescados y cefalópodos crudos o cocinados de forma inadecuada, que contienen el tercer estadio larvario de estos nematodos. Aunque el hombre no es el hospedador idóneo y, por lo tanto, la larva no suele completar su ciclo vital, en algunos casos se han detectado estadios de transición entre L3 y L4, así como L4 inmaduros desarrollados en el tracto digestivo humano(16), especialmente con Pseudoterranova. Entre las numerosas especies de peces y cefalópodos en las que se han descrito parasitaciones por la L3 de A. simplex, muchas son de importancia comercial, como el arenque (Clupea harengus), sardina (Sardina pilchardus), salmón (Salmo salar), bacalao (Gadus morhua), abadejo (Pollachius pollachius), merluza (Merluccius merluccius), caballa (Scomber scombrus), bonito/atún (Thunnus alalunga, Thunnus thynus), rape (Lophius pescatorius), rodaballo (Scophtalmus maximus), jurel (Trachurus trachurus) y calamares (Illex coindetti, Todaropsis eblanae), entre otros (Tabla I). La distribución de este nematodo en las diferentes especies de peces y cefalópodos está condicionada por la presencia o ausencia de larvas en los crustáceos eufásidos que actúan como principales hospedadores intermediarios(17-20). Los eufásidos viven

Otras enfermedades alérgicas

1685

TABLA II. Presencia de larvas de anisákidos en algunos peces de consumo habitual en España Referencia

Merluza

Bacaladilla

Jurel

Boquerón

Sardina

Pereira Bueno y cols. (1989)

45,4%

88,1%

54,3%

2,1%

0

Cuellar y cols. (1991)

88,6%

30,3%

19,8%

0

0

Ruiz Valero y cols. (1991)

-

72,3%

27,5%

-

0,9%

Sanmartín y cols. (1994)

-

63-70%

44-67%

-

10%

López Giménez y Castell Monsalve (1994)

23,2%

-

42,1%

-

-

Viu y cols. (1996)

71,5%

85,5%

60%

0

0

a 200 m de profundidad, por lo que las especies cuyo hábitat alimenticio no alcanza esta profundidad tienen menos posibilidades de infestarse. Así, en los peces que se alimentan de eufásidos (bacaladilla, arenque o caballa), las larvas parecen localizarse mayoritariamente en la cavidad corporal y vísceras, mientras que en los piscívoros (abadejo, bacalao) son abundantes en la musculatura que rodea la cavidad abdominal(21). La merluza se alimenta de eufásidos y peces planctívoros. En una revisión de nematodos parásitos de las costas gallegas(22), el A. simplex fue detectado con la máxima prevalencia parasitando la especie Lophius piscatorius (rape). Este hospedador se caracteriza por su gran voracidad y es posible que se infeste masivamente por la ingestión de eufásidos y peces paraténicos como la bacaladilla (Micromesistius poutassou) y el abadejo pequeño (Pollachius pollachius). La bacaladilla también había sido referida como uno de los pescados más parasitados en otros estudios(23,24), destacando su importancia como hospedador paraténico. En España, se han realizado estudios de frecuencia de parasitación de los peces de mayor consumo (Tabla II). Los diferentes muestreos han hallado larvas de anisákidos en más de 35 especies de pescados consumidos en nuestro país, con un porcentaje de parasitación que varía desde el 2 hasta el 88% del total de capturas(25). Generalmente, la carga parasitaria aumenta con la edad y el tamaño del pez hospedador aunque hay diferencias significativas en algunas especies en función, tanto de su procedencia, como de los hábitos alimenticios del propio teleósteo. Por ejemplo, el 100% de las merluzas (Merluccius merluccius) procedentes del cantábrico y Golfo de Vizcaya de más de 65 cm están parasitadas frente a menos del 10% de las merluzas africanas del Cabo (Merluccius capensis), que, además, presentan una carga parasitaria mucho menor(26). No ocurre lo mismo con otras especies comerciales como el gallo, que presenta una carga parasitaria muy baja, independientemente de su tamaño. Según datos de 1999 de la FAO, como promedio, la producción de la pesca de captura suministra 10,7 kilogramos por persona, y la acuicultura, 5,6 kilogramos por persona; su contribución nutritiva combinada representó una sexta parte de la ingestión de proteínas animales (28 gramos por persona por día). En cuanto a la Comunidad Europea, España ocupó el primer puesto de los importadores de productos pesqueros, seguido de Francia, Italia, Alemania y Reino Unido. Estos datos pueden darnos una visión global de la importancia del pescado en nuestra

dieta y de la cantidad de personas implicadas en el ámbito ocupacional en el sector pesquero.

ALÉRGENOS DEL ANISAKIS SIMPLEX Las larvas L3 y L4 de A. simplex incluyen muchos componentes antigénicos con capacidad para inducir una respuesta inmunitaria por parte del hospedador parasitado, aunque su grado de adaptación evolutiva hace que la variabilidad sea la norma habitual, tanto en dependencia del parásito como del hospedador. Los antígenos de los nematodos, los del Anisakis simplex incluidos, se agrupan en tres categorías: de secreción-excreción, de superficie y somáticos(27,28). Antígenos de secreción-excreción (ES) Estos antígenos son producidos y liberados por las larvas vivas en el curso de la infección o bien al medio de cultivo tras una incubación apropiada. Se producen fundamentalmente en dos estructuras: la glándula esofágica ventral y las células excretoras que rodean el tubo digestivo. Estas últimas son fuentes de enzimas histolíticas que permiten a la larva la penetración en la mucosa gastrointestinal. La liberación de estos productos en las primeras fases de la infección explica por qué los antígenos ES se encuentran entre los primeros reconocidos(29). Se ha demostrado, además, la capacidad de los productos ES de inducir degranulación mastocitaria en ratones sensibilizados y, por tanto, su papel en la reacción anafiláctica(30). Antígenos somáticos (S) Son los antígenos más abundantes en los nematodos y entran en contacto con el sistema inmune del hospedador tras la muerte del parásito y degradación de sus tejidos. Se obtienen por homogenización de larvas enteras. En los estudios de electroforesis en gel de poliacrilamida se observan hasta 30-40 bandas de masas moleculares entre 13 y 150 kDa, muchas de las cuales son reconocidas por anticuerpos de ratones infectados(29). Muchos de estos antígenos somáticos corresponden con enzimas biotinizadas (carboxilasas), que dan lugar a una intensa reactividad cruzada con otros miembros de la familia Ascaridoidea y, por tanto, a falsos positivos en el serodiagnóstico.

1686

Anisakis simplex y alergia

Antígenos de superficie Son moléculas antigénicas contenidas o expresadas sobre la cutícula del parásito y liberadas después de la ecdisis en la transición de L3 a L4. La relevancia de estos antígenos no está clara, aunque la observación de granulomas eosinofílicos rodeando restos de cutículas del parásito sugiere su influencia en la estimulación crónica. Los antígenos de secreción-excreción se comportan de forma diferente según su estadio de la fase larvaria(31). En pacientes con anisakiosis se demuestra que el patrón de reconocimiento de los antígenos secretados de L3 es diverso, dependiendo del tiempo y de la preparación del extracto. Un antígeno específico de 13 kDa se detecta fundamentalmente en los días 2 y 3. Un cambio antigénico especialmente llamativo coincide con el periodo de ecdisis de L3, observado habitualmente en el día 4(32) sin embargo, los productos excretados secretados por L3 parecen incluir los alérgenos más importantes(33). Con la intención de mejorar la especificidad y sensibilidad de las técnicas de serodiagnóstico, se han desarrollado diferentes paneles de anticuerpos monoclonales. Así, inicialmente, An2(34,35) reconocía heterodímeros de 40-42 kDa presentes en extractos de ES. El ELISA de captura en las fases tempranas de la infección mostraba una pobre sensibilidad para IgG, IgM e IgA y mucho mayor IgE (82%). Posteriormente, Iglesias y cols. han desarrollado un panel con 5 anticuerpos monoclonales denominados UA2, UA3, UA5, UA6 y UA8(36). Respecto a An2, tanto UA2 como UA3 muestran diferentes ventajas en el diagnóstico. Mediante ELISA de captura, los antígenos UA3R son reconocidos por IgG1 en el 95% de pacientes con anisakiosis(37) y el 92 % de pacientes alérgicos al Anisakis simplex(38) y por anticuerpos IgE en el 100% de los alérgicos. Sin embargo, en una población libre de contacto con Anisakis simplex se detecta IgG1 en el 36% de los sujetos e IgE en el 14%. La deglucosilación de estos antígenos UA3R aumenta su especificidad hasta el 100% (frente a un 50% para el CAP) convirtiéndolo en un excelente candidato para el serodiagnóstico tanto de anisakiosis como de alergia al parásito(39).

cutáneas y CAP en sujetos asintomáticos(46). Ani s 2, Ani s 3 y el alérgeno análogo a las troponinas son alérgenos somáticos. Shimakura y cols. describen una isoforma de este alérgeno a partir de un extracto somático. Es un alérgeno termoestable, con altísima similitud, aunque no idéntico a Ani s 1 y claramente diferente a otros alérgenos tipo tropomiosinas o troponinas, lo que sugiere que pertenecería a la misma familia proteica. Los autores consideran que este alérgeno de 21 kDa, por su termoestabilidad, podría explicar algunas reacciones alérgicas que ocurren tras ingestión de pescado cocinado y comportarse como un alérgeno “alimentario”(47). Finalmente, Ani s 4 corresponde con un alérgeno minoritario de 9 kDa, resistente al calor y al tratamiento con pepsina, presente entre los antígenos liberados por la larva y, por tanto, de excreción-secreción, que pudiera tener una gran relevancia clínica y explicar la sintomatología referida por algunos pacientes tras la ingestión de pescado bien cocinado y enlatado(48,49). Baeza y cols.(50) han estudiado la alergenicidad de las proteínas secretadas por Anisakis simplex en comparación con los antígenos somáticos, observando que los alérgenos secretados resultan de mucha mayor potencia que los presentes en el extracto somático. Se detectaron alérgenos mayoritarios de 72 y 56 kDa en el extracto de ES y de 56, 48 y 43 kDa en el somático. La mayoría de los determinantes antigénicos se encuentran presentes entre las proteínas de ambos extractos, de acuerdo a los resultados de la inhibición de la inmunotransferencia IgE con una mezcla de sueros. La inactivación de los alérgenos ES tras su tratamiento con pepsina, así como la tolerancia oral del extracto ES apoya, según estos autores, la teoría de la necesidad de la existencia de larvas viables para inducir la respuesta alérgica en la mayoría de los pacientes. Estos resultados, así como los obtenidos por Valls y cols.(51), refuerzan la idoneidad de los antígenos ES para su uso en el diagnóstico de alergia al parásito o, al menos, el uso de ambos tipos de extractos como complemento de los métodos diagnósticos actuales.

Alérgenos del Anisakis simplex De todos los antígenos mencionados se han descrito varios alérgenos del Anisakis simplex: Ani s 1(40) es un alérgeno mayoritario de excreción-secreción, de 24 kDa, presente en la glándula excretora(41), frente a la que se detecta IgE específica en el 86% de pacientes con sospecha de alergia al parásito y de anisakiosis intestinal(42). Asimismo, otra proteína de 21 kDa con una gran homología con las troponinas de los nematodos también ha sido denominada como Ani s 1(43) al mismo tiempo y para no inducir a error denominaremos como Ani s 1 al de 24 kDa y alérgeno tipo-troponina al de 21 kDa. La paramiosina del Anisakis simplex es otro alérgeno mayoritario, de masa molecular de 97 kDa, presente en el cuerpo de la larva y denominado Ani s 2(44). Ani s 3 corresponde a una tropomiosina con masa molecular de 41 kDa(45) con una gran similitud, tanto estructural como inmunoquímica, con la tropomiosina de otros invertebrados, responsable de resultados positivos en pruebas

ENFERMEDADES PRODUCIDAS POR ANISAKIS SIMPLEX El Anisakis simplex produce, fundamentalmente por vía oral, dos cuadros clínicos bien diferenciados: la infestación del tracto digestivo humano denominada anisakiosis o anisakidosis y reacciones alérgicas mediadas por IgE cuya sintomatología varía desde la urticaria hasta el choque anafiláctico. Cuando ambas situaciones coinciden en el tiempo se denomina anisakiosis gastroalérgica. La exposición cutáneo-mucosa, por contacto o en forma de partículas aerosolizadas, ocasiona, con mucha menos frecuencia, clínica de origen laboral. Los cuadros clínicos ocupacionales descritos varían desde urticaria de contacto o dermatitis alérgica de contacto hasta rinoconjuntivitis y/o asma profesional. Finalmente, hay una serie de entidades que se tratan con menos frecuencia en nuestra especialidad y que analizaremos más someramente: gastroenteritis eosinofílica, artralgias, vasculitis sistémicas y patología tumoral, entre otras.

Otras enfermedades alérgicas

Anisakiosis o anisakidosis Epidemiología En 1955 se detectó en Holanda, por primera vez, la presencia de un nematodo en un flemón eosinofílico intestinal de un paciente aquejado de intensos dolores abdominales. Posteriormente, el nematodo fue identificado como Anisakis sp, y la parasitosis humana resultante fue denominada anisakiosis(52). Esta infestación, relacionada con la ingestión de pescado ahumado, obligó a poner en práctica una legislación sobre el congelado previo de los pescados destinados al consumo crudo(53). Es en Japón donde se contabilizan más del 95% del total de los casos denunciados al año en el mundo(54), puesto que sus costumbres alimentarias incluyen platos de pescado crudo(55). En su conjunto, la cifra de casos descrita fuera del Japón se puede considerar mucho más discreta(56) (alrededor de 50 casos en EE.UU. y unos 600 en Europa). Sin embargo, en los últimos años se ha observado un aumento del número de casos en otros países como Estados Unidos(13) y Francia(57). En España, en los últimos 15 años se han comunicado casos de anisakiosis que inicialmente se consideraron anecdóticos(58) y con posterioridad han ido incrementándose considerablemente(59). En Japón es más frecuente la afectación gástrica mientras que en Europa y EE.UU. ocurre lo contrario(13,53,56). Este hecho se ha relacionado con el uso más habitual de la endoscopia y el conocimiento de la enfermedad por parte de los médicos japoneses. Estudios epidemiológicos llevados a cabo en este país han demostrado que la anisakiosis es más frecuente en poblaciones costeras, en varones de 20 a 50 años y, en particular, en trabajadores relacionados con labores pesqueras(61). Las especies más implicadas en Japón son la caballa (Scomber japonicus) y el calamar (Todarodes pacificus). Sin embargo, en Europa predomina el arenque (Clupea harengus)(62) por su consumo ahumado y otras especies que se consumen insuficientemente cocinadas (parrilla, plancha o frituras). En España, la mayoría de los casos descritos se han relacionado con anchoas (Engraulis encrasichorus) en vinagre (boquerones) y sardinas (Sardina pilchardus)(60,63). Estos hechos confirman que las costumbres culinarias influyen drásticamente en la epidemiología de la infestación, de modo que los platos de riesgo varían de unos países a otros. Se pueden considerar causa probada de contagio los siguientes platos: (a) sushi o sashimi en el caso del Japón, (b) arenques salados o escabechados en Holanda, (c) gravlax en Noruega, Finlandia o Suecia, (d) boquerones en vinagre en España, (e) lomi-lomi en Hawai o (f) ceviche en varios países de América latina. En ocasiones, también se han considerado los moluscos (mejillón, ostra) y crustáceos (langosta, cigala) como posibles transmisores, aunque no ha podido confirmarse. Estudios recientes de la Fundación Vasca para la Seguridad Agroalimentaria (ELIKA) sobre los hábitos de consumo de pescado en el País Vasco aportan datos de interés, ya que se concluye que el pescado se consume fresco y, en ocasiones, poco cocinado (fritura, parrilla…), lo cual puede implicar que aloje larvas vivas en su interior. Estos datos explicarían la alta prevalencia de sensibilización hallada en la población sana y, posiblemente, casos de parasitación que han pasado desaper-

1687

cibidos y atendidos en urgencias como casos puramente alérgicos al considerar que ingirieron pescado teóricamente cocinado(64). El resurgir en el número de casos descritos de anisakidosis en las últimas décadas podemos atribuirlo a varios factores: a) el mejor conocimiento de la enfermedad por parte de los médicos y la disponibilidad de mejores técnicas diagnósticas (por ejemplo, la endoscopia); b) el desarrollo creciente de una metodología de laboratorio cada vez más sensible y específica; c) la proliferación y globalización de determinados platos de la cocina oriental, elaborados a base de pescado crudo; d) la tendencia a cocinar el pescado poco tiempo para conservar su valor nutricional; e) la protección y proliferación de los grandes mamíferos marinos. También la labor entusiasta de muchos alergólogos, fundamentalmente españoles, ha contribuido sin duda al conocimiento, tanto de la patología alérgica, como de la digestiva inducida por este parásito. Forma gástrica Anisakiosis gástrica aguda Esta forma se presenta pocas horas tras la ingestión de pescado parasitado (menos de 6 a 12, habitualmente), cuando la larva penetra en la pared gástrica (frecuentemente limitada a la mucosa o submucosa). La localización gastroduodenal es la más frecuente, representando aproximadamente el 72% de los casos(65). Cursa con epigastralgia intensa, náuseas y vómitos, que aparecen a las pocas horas de la ingestión del pescado parasitado. Con menor frecuencia aparecen síntomas más inespecíficos, como pirosis, hematemesis, febrícula, etc. La analítica suele reflejar leucocitosis y la eosinofilia no es constante. Los estudios endoscópicos revelan que las larvas y sus lesiones asociadas suelen distribuirse a lo largo del cuerpo del estómago, con predominio sobre la curvatura mayor(66,67). Se han descrito 3 tipos de lesiones observadas en el sitio de penetración: a) Tumor evanescente –tumor like–, caracterizadas por larvas en el centro de una elevación de unos 4 cm que desaparece espontáneamente en unos días. b) Pliegue engrosado, cuando la larva se localiza dentro de un pliegue que aparece dentro de una zona edematosa. c) Plano, sin cambios en la mucosa penetrada, la larva aparece en una zona de mucosa aparentemente normal. Con frecuencia se objetivan pequeñas áreas hemorrágicas o erosiones en el sitio de penetración. También es frecuente el hallazgo de zonas edematosas en otras zonas del estómago y, también, las hemorragias puntuales o las úlceras en otros puntos, como consecuencia de la migración de una o más larvas. No son frecuentes los estudios histológicos de esta fase, puesto que la endoscopia es diagnóstica y terapéutica mediante la extracción de la larva. En los casos descritos se objetiva la larva intacta a nivel de una submucosa edematosa rodeada por neutrófilos y eosinófilos. La pared gástrica muestra un engrosamiento franco con edema e infiltración masiva eosinofílica. Cuando la inflamación es muy intensa puede afectar a las capas muscular y serosa. Anisakiosis gástrica crónica Algunos pacientes evolucionan a la forma crónica, con dolor abdominal, dispepsia, vómitos y anorexia que pueden persistir

1688

Anisakis simplex y alergia

meses o años(68). Las endoscopias de estos casos crónicos revelan imágenes sugestivas de tumor gástrico o ulcus gástrico. Los estudios histopatológicos describen 3 tipos de lesiones que aparecen de forma progresiva: a) Lesión de tipo absceso submucoso: alrededor de una larva parcialmente degenerada hay un infiltrado celular con predominio de eosinófilos, macrófagos, neutrófilos y linfocitos que se corresponde con la fase inicial. El absceso suele estar rodeado de una zona granulomatosa. b) Lesión de tipo absceso-granuloma. El absceso aparece reducido y rodeado de tejido granulomatoso con ligera colagenización. La infiltración por linfocitos es predominante y hay eosinófilos en menor proporción. c) Lesión de tipo granuloma: corresponde a la fase más avanzada. Predomina el tejido granulomatoso con fibrosis e infiltración por células gigantes de cuerpo extraño, linfocitos y eosinófilos escasos. Los restos larvarios son inapreciables o incluso ni se llegan a detectar. Además de estos tres tipos de lesiones se han observado lesiones típicas de granuloma por cuerpo extraño que suele cursar, en estos casos, con infiltración de neutrófilos más que de eosinófilos. Fisiopatología de la anisakiosis gástrica Una de las características principales de las lesiones inflamatorias locales generadas por la larva del A. simplex es la presencia de una marcada infiltración eosinofílica en los tejidos que rodean al parásito. Estas células se adhieren a la epicutícula del nematodo en presencia de anticuerpos (sobre todo en la región oral, por donde se liberan los productos ES) liberando sustancias citotóxicas, las cuales, aunque no son capaces de degradar la cutícula del nematodo(69), probablemente son responsables de gran parte del daño tisular observado alrededor del parásito, tanto en las formas agudas como en las formas crónicas. La concentración de eosinófilos en el área lesionada puede ser el resultado, no sólo de la liberación de numerosos factores quimiotácticos por parte de los linfocitos T, mastocitos y basófilos, sino también de la secreción por parte del parásito de sustancias con capacidad para atraer este tipo de células. Así, Iwasaki y Torisu(70) han observado que los extractos de A. simplex son capaces de inducir una lesión caracterizada por eosinofilia local y escasa presencia de mastocitos y neutrófilos cuando son inyectados en el intestino (íleo) de conejos no sensibilizados. Aunque es frecuente asociar la eosinofilia periférica a las enfermedades parasitarias, en el caso de las anisakidosis, solamente se describe en menos del 30% de los casos(71,72). Los productos metabólicos liberados por la larva también son importantes desde el punto de vista inmunológico, como lo demuestra el hecho de que se concentren las respuestas humorales y celulares observadas en las lesiones agudas alrededor de la región oral del parásito. Se ha descrito la formación de una especie de capuchones alrededor de la región oral del nematodo, constituidos fundamentalmente por productos excretados-secretados, liberados por la larva(73).

Se ha demostrado que determinados componentes de excreción-secreción, además de inducir una respuesta inmunitaria, producen otros efectos como: 1. Degranulación de los mastocitos en los ratones sensibilizados(30). 2. Un efecto inmunosupresor, por componentes termolábiles de 66 y 95 kDa(74). 3. Propiedades mutagénicas, por componentes de 10 kDa(75). 4. Anticoagulante(76). 5. Quimiotaxis de los eosinófilos, por componentes termolábiles(69,77) que no dañan la superficie de la larva pero sí son, en parte, responsables del daño tisular ocasionado en el hospedador. Forma intestinal Anisakiosis intestinal aguda Los síntomas aparecen, generalmente, en las 48-72 horas siguientes a la ingestión de las larvas. Cursa con dolor abdominal agudo, náuseas, vómitos y alteración del ritmo deposicional, con estreñimiento o diarrea(78). El dolor, cuando es muy intenso, puede simular una enfermedad cardiaca. Si el paciente presenta fiebre debería sospecharse una sobreinfección bacteriana. Los hallazgos de laboratorio suelen mostrar leucocitosis con desviación izquierda y, generalmente, no existe eosinofilia. Se han descrito cuadros obstructivos(79) y asociación con artralgias(57,80). Topográficamente, las lesiones suelen aparecer en el íleon terminal, dentro de los 50 cm que preceden a la válvula de Bahuin(81). En la mayoría de ellos, el líquido ascítico tiene un alto contenido en eosinófilos, por encima del 30%(82). También se pueden encontrar acompañando a los cambios inflamatorios similares a los del estómago, petequias, edema de la serosa y mesenterio. Las lesiones histopatológicas son muy similares a las gástricas pero, generalmente, de mayor intensidad. Anisakiosis intestinal crónica La forma intestinal puede evolucionar de forma subaguda o crónica cursando con molestias digestivas inespecíficas como dolor epigástrico sordo, dispepsia, vómitos y anorexia, entre otras manifestaciones(83), que pueden persistir desde meses hasta años. Generalmente, por su carácter leve o subagudo, suelen detectarse accidentalmente al tratar quirúrgicamente otras molestias. Forma extragastrointestinal En ocasiones, las larvas perforan completamente la pared gástrica o intestinal, alcanzando la cavidad abdominal y migran a diferentes localizaciones donde, finalmente, son destruidas por el sistema inmunológico del hospedador. Se han descrito casos de anisakiosis mesentérica(84), pulmonar(85), pancreática(86) y hepática(55), entre otras. En el Japón, se calcula que hasta un 30% de los nematodos son capaces de llevar a cabo estas migraciones(54). Aunque la mayoría de los casos extragastrointestinales cursan con clínica leve, algunas localizaciones caprichosas pueden originar síntomas más graves. En otras ocasiones, las larvas

Otras enfermedades alérgicas

son capaces de remontar desde el estómago hasta la orofaringe, provocando una vómica que, generalmente, conduce a expulsión de la larva con la tos. La mucosa orofaríngea es la localización más frecuente en los casos de pseudoterranovosis descritos en EE.UU.(56). Entre las localizaciones extragastrointestinales de Anisakis simplex se consideran las más frecuentes, sin embargo: mucosa esofágica, cavidad abdominal, epiplón mayor y mesenterio. Son menos frecuentes, pero descritas en alguna ocasión, otras localizaciones, como el parénquima hepático, el bazo o, incluso, las amígdalas(87). Las lesiones histológicas son de tipo absceso-granuloma y, generalmente, estas alteraciones se localizan en el punto de perforación de la larva. En los casos de afectación pulmonar, es frecuente el derrame pleural acompañado de cavitaciones, pequeños nódulos y eosinofilia tardía. El fluido extraído por pleurocentesis muestra eosinófilos y neutrófilos abundantes. Reacciones alérgicas por Anisakis simplex En el contexto de la infestación gastrointestinal por Anisakis simplex, algunos autores japoneses habían descrito unos cuadros urticariales concomitantes. Kasuya y cols.(88,89), en 1990, sugirieron que este parásito debería considerarse como un factor etiológico que había que descartar en las reacciones alérgicas inducidas por pescado. Más recientemente, el Anisakis simplex ha sido identificado como una causa de reacciones alérgicas mediadas por anticuerpos IgE(90) que incluyen desde la urticaria/angioedema hasta la anafilaxia o enfermedades ocupacionales, independientemente de la infestación aguda concomitante. Alergia al Anisakis simplex, que se comportaría como un alérgeno alimentario Definición La reacción alérgica al parásito Anisakis simplex se define como un cuadro alérgico agudo mediado por IgE, que se produce como respuesta frente al contaminante biológico del pescado y no frente a las propias proteínas del pescado. Siempre deberían excluirse, por una parte, la sensibilización a proteínas del propio pescado, entre otras causas de alergia que pudieran concurrir en el tiempo y, por otra, una parasitación aguda cuando aparecen síntomas digestivos, por muy leves que sean. Las reacciones alérgicas al Anisakis simplex se producen, en los sujetos sensibilizados, tras la ingestión del pescado parasitado. Mientras que la anisakiosis se puede prevenir mediante las medidas que garanticen la muerte del parásito, el tratamiento térmico convencional o la congelación no garantizan siempre la protección frente a la aparición de manifestaciones alérgicas, habiéndose confirmado la termoestabilidad de algunos alérgeno/s implicado/s(47-49,91,92). La historia clínica de la alergia al A.s. no es tan clara como en otro tipo de alergia alimentaria, ya que es posible que los pacientes no asocien sus síntomas a la ingestión del pescado, por presentar tolerancia al mismo entre los episodios (en función de la presencia de parásitos en la pieza consumida o de las características de su proceso de elaboración culinaria).

1689

Fisiopatología Es conocido el hecho de que frente a los nematodos se produce una fuerte respuesta de anticuerpos dirigidos contra antígenos excretados/secretados y somáticos(93,94). En general, la respuesta frente a los antígenos excretados/secretados es más precoz y, por tanto, más sensible que la inducida por los somáticos(50,93). La respuesta frente a los antígenos somáticos se ha asociado de forma inversamente proporcional al grado de supervivencia del parásito en el hospedador, así T. canis presenta una respuesta pobre frente a los antígenos somáticos, atribuida a su larga supervivencia en los perros, mientras que la respuesta frente al Ascaris es fuerte probablemente debido a su muerte y desintegración durante su migración tisular (hepática y pulmonar), dando lugar también a mudas y cambio de cutículas(95). En el caso de la anisakidosis humana podrían darse dos casos: 1. Una respuesta frente a los antígenos excretados/secretados y somáticos, por paso tisular, ya sea activamente (parásito vivo) o formando parte de la dieta como espectador (contaminante del alimento). 2. Exclusivamente una respuesta frente a los antígenos excretados/secretados si hay expulsión rápida del parásito. De forma experimental se ha estudiado en los ratones, encontrando diferencias en la respuesta de anticuerpos si se exponen a nematodos vivos, en comparación con la exposición antigénica(96,97), en el sentido de que la infestación induce una fuerte respuesta Th2 mientras que la exposición a antígenos no viables no la produce(98). Esto sugeriría que la cocción o congelado previo de los pescados podría reducir, a largo plazo, la incidencia de reacciones alérgicas, aunque no lo prevenga siempre en sujetos ya sensibilizados. En el ser humano, la respuesta de anticuerpos frente a los antígenos excretados/secretados y somáticos presentes en la superficie del A. simplex es heterogénea. Esto podría explicarse por diferencias genéticas dependientes del complejo principal de histocompatibilidad, lo que daría lugar a importantes diferencias clínicas(99). En las reacciones alérgicas está por dilucidar si se requiere una infestación previa como sensibilizante. En este caso, siempre existirían anticuerpos frente a los antígenos excretados/secretados. En el caso contrario, existirían pacientes con respuesta exclusivamente dirigida frente a los antígenos somáticos. Las observaciones experimentales en ratas con infestación por un único parásito de A. simplex han demostrado que pueden inducir una producción mayor de IgE que la infestación por un gran número de parásitos. Este hecho potenciaría las hipótesis previas que indican que las dosis bajas y repetidas de antígeno inducen respuesta IgE con más facilidad que dosis altas y/o mantenidas(100). Estudios recientes demuestran que la producción de IgG4 e IgE específicas frente a los alérgenos de nematodos intestinales son marcadores de resistencia frente a la infestación. Los niveles elevados de IgG4 en niños pequeños se correlacionan con el grado de infestación, mientras que, en los niños más mayores y en los adultos, emergen los anticuerpos de tipo IgE conforme va disminuyendo la carga parasitaria(101).

1690

Anisakis simplex y alergia

Como consecuencia de una infestación y/o tras la exposición repetida a proteínas antigénicas –que parece frecuente a la vista de los datos de la elevada incidencia de infestación en los pescados que se consumen en España– se produce la respuesta de anticuerpos frente al parásito. Probablemente, los estados de sensibilización o presencia de IgE positiva sin manifestaciones de alergia puedan representar un proceso evolutivo hacia una verdadera alergia, una reactividad cruzada o demuestren exclusivamente una mera exposición, como ocurre con otros alérgenos. También cabe la posibilidad de que algunos casos de urticaria y/o anafilaxia sean verdaderas anisakiosis gastroalérgicas, relacionadas con la ingestión de pescado cocinado pero de forma insuficiente y cuyas manifestaciones digestivas hayan quedado enmascaradas por las alérgicas. Epidemiología La prevalencia de sensibilización al Anisakis simplex (detección de anticuerpos IgE) es un dato indirecto de prevalencia y que puede servir para estudios comparativos. Esta sensibilización es testigo de un contacto previo con el parásito, aunque éste puede haber pasado inadvertido o haber tenido lugar tiempo atrás. La Sociedad Española de Alergología e Inmunología Clínica (SEAIC) realizó un estudio multicéntrico, publicado en 2001, que describe una prevalencia de sensibilización a Anisakis simplex del 13,1% en los sujetos sin historia de reacciones alérgicas y del 38,1% en los pacientes con episodios previos de urticaria/angioedema(102). En ambos grupos la mayor prevalencia de sensibilización se encontraba en el área central de España. Para comparación sirve la detección de IgE específica frente al A.s. en un 29,8% de individuos analizados en Japón(103). En otros estudios españoles, se detectó una IgE específica en población sana entre el 10 y el 25% de los pacientes que acudían a la consulta de Alergología y/o donantes sanos(104-106). No existen diferencias significativas en la sensibilización y/o alergia a este parásito respecto al sexo, sin embargo la prevalencia de sensibilización subclínica y clínica se correlaciona positivamente con la edad. Este hecho se puede explicar, por un lado, por el aumento de la probabilidad acumulada de contacto con el parásito vivo y su consiguiente sensibilización y la probabilidad de una respuesta secundaria a medida que se incrementan los años. Por otro lado, los hábitos de ingestión de consumo de pescado crudo o poco cocinado también se incrementan en los adultos con respecto a los niños y adolescentes. En contraposición, también existe una correlación negativa entre el estado atópico y la sensibilización al Anisakis simplex. Datos similares en cuanto a edad y estado atópico se encuentran en el análisis de episodios de urticaria y anafilaxia del área norte de España que se analizan posteriormente. Clínica Descripción de los primeros casos de alergia Desde 1995, en España se han descrito tantos casos de alergia al parásito Anisakis simplex, confirmándose mediación de inmunoglobulinas IgE, que se ha convertido en un antígeno más a incluir en las baterías habituales de pruebas para el estudio de

202 kD 132 kD

• Bandas de peso molecular alto 79 kD

• Bandas de peso molecular medio

42 kD 32 kD

• Bandas de peso molecular bajo 18 kD

FIGURA 5. Representación de inmunodetección IgE en extracto de Anisakis simplex, con sueros de pacientes con anafilaxia.

alergia alimentaria, anafilaxia e incluso de alergia a los medicamentos cuando se descartan los implicados supuestamente. La primera paciente(90) había presentado episodios repetidos de anafilaxia, siempre tras la ingestión de merluza (Merluccius merluccius), tolerando el mismo pescado de forma habitual entre los episodios. Unos valores de IgE total altos en varias ocasiones, junto con una determinación de IgE específica positiva frente al Ascaris lumbricoides, sin evidencia de infestación, alertaron sobre la posible implicación de parásitos del pescado en los cuadros de anafilaxia recidivante. El diagnóstico se basó en la realización de pruebas cutáneas –mediante prueba intraepidérmica (prick)– con un extracto somático realizado de forma artesanal tras identificación del parásito por parte del Dr. Gibson, del Museo de Historia Natural, de Londres. La sospecha diagnóstica se confirmó mediante la determinación de IgE específica –comercializada, casualmente, desde 1994 en España (CAP, Pharmacia)–, liberación de histamina y estudios de inmunotransferencia. En las primeras series de pacientes descritas se detectó IgE específica frente a otros parásitos relacionados taxonómicamente, pero en niveles inferiores a los del Anisakis simplex(107). Asimismo, en estudios de pruebas cutáneas con extractos sometidos a diferentes temperaturas (congelado, calentado y sometido a ebullición) no se observaba modificación del diámetro de las pápulas. Estos resultados sugerían episodios de anafilaxia en relación con la ingestión del parásito sin requerir infestación y que la sensibilización a otros parásitos del orden Ascaridoidae se debía a una reactividad cruzada. Posteriormente, otros autores españoles sugieren la misma posibilidad, describiendo una recidiva tras ingestión de pescado enlatado(108). Los estudios de SDS-PAGE e inmunotransferencia IgE mostraban la existencia de múltiples bandas con diferentes patrones de reconocimiento antigénico, aunque algunos de ellos muy repetitivos(99,108,109). De entre ellos, en el Norte de España(109) se describen 4 patrones de reconocimiento de alérgenos (Figura 5) en los que se detecta un predominio significativo del patrón con múltiples bandas de masa molecular media y baja en el grupo de alérgicos y sin bandas en el grupo de no alérgicos.

Otras enfermedades alérgicas

1691

Casuística Actualmente, en el Norte de España hay descritos cientos de casos de alergia al Anisakis simplex en relación con la ingestión de pescado(109-112). Las manifestaciones clínicas varían desde urticaria y/o angioedema, que está presente en todos ellos, hasta algún caso de parada respiratoria casi mortal. La mayoría de los casos presentan clínica con afectación exclusivamente de tipo cutáneo (urticaria/angioedema), sin manifestaciones digestivas ni otros órganos diana implicados. En cuanto a la anafilaxia, se detectó en un 27% de los pacientes. Los primeros síntomas aparecen de forma rápida, en las primeras 6 horas, la mayoría de los casos en los primeros 60 minutos. Generalmente, los pacientes refieren varios episodios con una media 2,5 en el momento de la consulta. De entre las manifestaciones clínicas, de una serie de 67 casos destacan los siguientes síntomas: en todos los casos urticaria y/o angioedema, clínica digestiva (vómitos, diarrea y dolor abdominal) en el 40%, disnea en el 18% y choque anafiláctico con hipotensión en el 13%(110). Contra todo estudio previo de alergia alimentaria convencional las características inesperadas de los pacientes alérgicos al Anisakis simplex son: la falta de antecedentes de atopia en su historial y su media de edad elevada (entre 40-50 años)(106,107,110). Otras dos características novedosas extraídas de las historias clínicas son: 1) la asociación de los síntomas por parte de los pacientes y sus médicos de familia con medicamentos que, posteriormente, se descartan por pruebas cutáneas y de exposición(106,107) y 2) que el episodio debute de noche, por la costumbre española de cenar pescado(110). En el País Vasco, el Anisakis simplex es el principal factor etiológico de urticaria/angioedema en adultos la tras ingestión de pescados y mariscos. Además, se consideró responsable de alrededor del 8% de los casos de urticaria/angioedema agudos atendidos en urgencias(106), lo que supone una prevalencia similar o incluso mayor que la de otros alimentos considerados tradicionalmente alergénicos, como frutas/frutos secos, mariscos y pescados. En cuanto a la gravedad de las manifestaciones, destaca el hecho de que más del 50% de los pacientes requirieron consulta en el servicio de urgencias y casi un 10%, ingreso hospitalario(107,110). En otras zonas de España, sin embargo, es más frecuente diagnosticar a los pacientes de “anisakiosis gastroalérgica”, por coincidir en el tiempo la infestación y las manifestaciones alérgicas(60). Dentro de la anamnesis de un episodio de urticaria/angioedema/anafilaxia, interrogar sobre la ingestión de pescado en las horas precedentes, parece una pregunta obligada a la vista de estos datos.

En contra de esta teoría, y apoyando la idea de que el parásito Anisakis puede ser fuente de alérgenos –independientemente de su viabilidad como parásito infestante– hay varios estudios de experimentación en perros que explicarían los síntomas digestivos. Con antígenos parasitarios inoculados de forma endovenosa a perros se inducen lesiones digestivas visualizables a nivel histológico en intestino grueso, que se manifiestan como diarrea sanguinolenta(114). En perros atópicos sensibilizados a alimentos (leche y harina de trigo), tras la administración parenteral del alimento se producen también lesiones histológicas inmediatas consistentes, fundamentalmente, en edema intersticial a nivel de submucosa gástrica(115). El perro es un modelo de alergia alimentaria que reproduce mucho mejor la patología del humano que otros animales de experimentación, como los ratones o ratas. Sin embargo, se ha experimentado ampliamente en modelos murinos en relación con Anisakis simplex aunque se sabe que la respuesta inmune no es extrapolable al ser humano(59). Como ya se ha mencionado previamente en este capítulo, recientemente se ha confirmado que algunas proteínas somáticas procedentes del Anisakis simplex –termoestables y altamente resistentes a procesos de digestión y pH ácido– pueden ser alergénicas(47,49). Así, se han descrito dos episodios de anafilaxia en una paciente coincidiendo con la realización de sendas pruebas intraepidérmicas con un extracto de Anisakis simplex, donde el parásito, evidentemente, ya no es viable(116). También el que se comporte como antígeno aerotransportado, como veremos más adelante en la patología ocupacional, refuerza esta posibilidad(117,118).

Manifestaciones digestivas Llama la atención que el segundo órgano implicado es el aparato digestivo, a diferencia, por ejemplo, de la alergia a las propias proteínas del pescado, donde el segundo órgano suele ser el respiratorio(113). En este sentido, algunos autores apuestan por considerar que las manifestaciones de alergia siempre requieren una infestación concomitante por parásitos vivos(50).

Anisakiosis gastro-alérgica Definición La anisakiosis gastro-alérgica (AGA) se define como un cuadro alérgico agudo mediado por IgE, típicamente acompañado de síntomas digestivos gástricos y es testigo de la respuesta inmune secundaria del hospedador hacia una parasitación aguda por el nematodo Anisakis simplex(60,120).

Pescados implicados En una serie de más de 65 pacientes con episodios de urticaria y/o anafilaxia(110) y en otra exclusivamente de anafilaxia, las especies de pescados más frecuentemente implicadas fueron, en orden decreciente, la merluza (Merluccius merluccius L), la anchoa (Engraulis encrasicholis L) y el bacalao (Gadus morhua L), que coinciden con las especies más consumidas en el País Vasco(119). El 50% de los pacientes presentaron síntomas en relación con el pescado crudo. Es de destacar que al menos 3 pacientes presentaron episodios con pescado enlatado y el resto, con pescado cocinado. Sin embargo, en otras series de manifestaciones alérgicas en el contexto de infestación, el principal pescado implicado es la anchoa, seguido de la merluza(60). El porcentaje de personas que consumen pescado no cocinado, por lo menos una vez a la semana, es significativamente superior entre los pacientes con anafilaxia que entre los controles(119).

1692

Anisakis simplex y alergia

Epidemiología Este cuadro se ha descrito por primera vez de manera detallada en el año 2000(60), por lo que aún no se pueden establecer datos exactos de prevalencia en las diferentes regiones. Dada su etiopatogenia, depende en gran medida de los hábitos dietéticos en lo que al consumo del pescado se refiere. También influye la procedencia del pescado ingerido ya que, en España, es infrecuente el diagnóstico en zonas donde se come pescado procedente del mar Mediterráneo. Dadas las características especiales que se detallan más adelante, el diagnóstico certero es más fácil de realizar en urgencias, donde una anamnesis dirigida ayuda al diagnóstico y la memoria reciente del paciente ayuda a identificar la ingestión de un pescado sospechoso en las 24 a 48 horas previas a la reacción aguda. Recientemente, se ha evaluado la sensibilización al A.s. entre sujetos asintomáticos, familiares de pacientes diagnosticados de anisakiosis, demostrándose una frecuencia de sensibilización mucho mayor que la encontrada en población general (73% frente al 2%)(121). En el estudio prospectivo más amplio realizado en la zona Centro de España, se identificó el parásito Anisakis simplex como responsable de un cuadro alérgico agudo en 96 pacientes que acudieron a urgencias de un hospital durante un periodo de 18 meses(122). En 24 de ellos se identificaron y extrajeron uno o más parásitos de su estómago. En otras 23 gastroscopias realizadas en urgencias no se visualizó ningún parásito, pero en muchas de ellas se detectaron signos sugestivos de un intento de penetración de una larva. Al resto de los pacientes se les diagnosticó una AGA por su anamnesis, el estudio alergológico realizado y una serología seriada. En Japón, dado que la tradición culinaria incluye el consumo masivo de pescado crudo, se describen aproximadamente 12.000 casos de anisakiosis gástrica por año y, en Holanda, se describieron unos 160 casos en 13 años hasta 1968, fecha en la que aplicaron una normativa que incluía medidas legislativas preventivas en relación al consumo de pescado ahumado(52,53). Según estudios previos japoneses, un 10% de las anisakiosis gástricas se acompañan de urticaria(123). No conocemos el porcentaje de reacciones alérgicas en las parasitaciones agudas en nuestro país, pero es muy probable que el porcentaje sea mucho más alto o, incluso, que la forma gástrica aislada sea la más infrecuente. Aunque en las primeras descripciones de anisakiosis gastro-alérgica los síntomas digestivos típicamente acompañaban a la reacción de hipersensibilidad, en la experiencia clínica posterior se ha visto que los síntomas digestivos son inespecíficos, frecuentemente muy leves, o que incluso pueden estar ausentes(124). Sólo en el área del Hospital Universitario La Paz, al que hace referencia el estudio prospectivo arriba indicado, se calcula una incidencia mínima de 11 casos por 100.000 habitantes y año, número que podría encontrarse muy por debajo de la incidencia real, si se tiene en cuenta que los pacientes de esta área, cuyos pueblos más lejanos se encuentran a unos 100 km del hospital central, pueden ser atendidos en urgencias de centros de salud del mismo área.

Fisiopatología La clínica gastro-alérgica se compone de dos tipos de reacciones: por un lado, una reacción local de la mucosa gástrica y, por otro, una reacción generalizada. La reacción gástrica es testigo de la ya previamente conocida forma gástrica de parasitación. La larva en el estadio 3 llega a la submucosa y, mediante la acción de enzimas peptidasas, produce el cuadro de dolor epigástrico, así como las náuseas o vómitos por la reacción de agresión a la pared gástrica. En estudios previos ya se había postulado que la reacción gástrica sea consecuencia de una reacción alérgica mediada por IgE(53,125) y, por lo tanto, se requiera una sensibilización previa. La AGA se ha descrito como una reacción inmunológica secundaria y simultáneamente primaria, al detectarse la producción nueva de anticuerpos IgM, un aumento de todos los otros isotipos de inmunoglobulinas al mes de la parasitación aguda y la aparición de anticuerpos IgE específicos nuevos, visibles en estudios de inmunotransferencia seriados(59). En este sentido, se habían descrito anticuerpos IgE específicos frente a antígenos de la fracción excretora-secretora (ES) del parásito. Los antígenos ES son liberados por la larva viva y es posible que sean las enzimas propias del parásito secretadas en el momento de la penetración las que produzcan la cascada mediada por la IgE en los pacientes sensibilizados(126-128). Este hecho es interesante desde el punto de vista biológico ya que, no sólo indicaría una reacción alérgica típica con un cuadro agudo similar al de una reacción mediada por IgE inducida por alimentos o fármacos, sino que también reflejaría su papel en la lucha contra el parásito vivo y, por consiguiente, evitaría una futura parasitación crónica. Así, la reacción generalizada es testigo de una reacción local paralela, que intenta deshacerse de un parásito que no está adaptado al hombre, como sí ocurre con otras helmintosis. Los síntomas pueden aparecer con un intervalo de varias horas (hasta 24 horas o más) tras la ingestión del pescado parasitado, lo que se explica porque la larva viva puede secretar las enzimas en cualquier momento tras ser “ingerida”. Aunque la reacción mediada por IgE es típicamente inmediata, al ser las proteínas excretadas o secretadas por el parásito las que producen dicha reacción, pueden demorarse los síntomas hasta el momento de su secreción. En este aspecto, la AGA se comportaría como una reacción mediada por IgE frente a los himenópteros, y el cuadro gástrico reflejaría, en la mayoría de los casos, el momento de la inoculación de las proteasas. Apoyando esta idea, se ha localizado el alérgeno mayoritario (Ani s 1) en las glándulas excretoras de la larva, lo que reafirma su hipótesis de su posible función enzimática en el proceso larvario de penetración(41). Por otro lado, los alérgenos excretores-secretores son más potentes que los somáticos y son digeridos por la acción de la pepsina, lo que apoya que la larva tiene que estar viva para poder inocular los alérgenos clínicamente relevantes(50), de modo que el cuadro no se reproduce tras la administración oral controlada de antígenos de ES que contienen Ani s 1.

Otras enfermedades alérgicas

Clínica La clínica se divide en la reacción alérgica producida por la cascada de mediadores generada por la respuesta de tipo IgE y los síntomas digestivos locales. Las manifestaciones alérgicas sistémicas pueden variar desde la urticaria o angioedema hasta el choque anafiláctico, como cualquier otra reacción alérgica IgE-mediada. En algunos casos en los que predomina la sintomatología digestiva, se ha observado una reacción eritematosa, no siempre pruriginosa y de predominio en cabeza, cuello y parte superior del tronco (“en esclavina”). Aunque estos pacientes también presentan IgE específica frente al Anisakis simplex –como en las anisakiosis gástricas sin manifestación alérgica sistémica– no se puede atribuir esta reacción con certeza a la presencia de IgE específica, pudiéndose tratar de una manifestación vasomotora pura. La latencia de los síntomas de alergia tras la ingestión del pescado parasitado es variable, con una media alrededor de 6 horas, pero con un rango entre minutos y más de 24 horas. Los síntomas digestivos aparecen con una latencia similar, aunque discretamente más precoz, sin embargo, no necesariamente antes de los síntomas alérgicos(60,122,124). Los síntomas digestivos son los producidos por la reacción local en el estómago y son: dolor epigástrico, sensación de plenitud, náuseas y vómitos. Algunos pacientes presentan un despeño diarreico, pudiéndose interpretar éste como una reacción a distancia, una reacción vasomotora o una reacción mediada por IgE en el contexto de la anafilaxia. La experiencia clínica ha revelado que se puede diagnosticar de AGA también a aquellos pacientes con síntomas digestivos muy leves o ausentes, cuando concurran los otros criterios diagnósticos (véase apartado e). La AGA es una reacción aguda y de resolución rápida tras el tratamiento adecuado en urgencias. Rara vez los síntomas alérgicos exceden de las 24 horas. Los síntomas digestivos, aunque para la mayoría de los pacientes se encuentran en un segundo lugar, pueden perdurar más tiempo, dependiendo del daño gástrico local producido por la larva. En la urticaria crónica Diferentes estudios han demostrado una prevalencia elevada de anticuerpos específicos que reconocen antígenos de A.s. en pacientes con urticaria crónica(129,130). Este hallazgo ha llevado a investigar la posible implicación causal del A.s. en esta enfermedad. Además, la experiencia clínica ha demostrado que algunos pacientes identifican, en el comienzo de una urticaria crónica o una urticaria aguda prolongada de semanas de duración, la ingestión de un pescado sospechoso, por lo que se ha postulado que, en algunos casos, la larva del A.s. sería capaz de desencadenar una reacción de tipo urticarial prolongada. Se encontró una asociación positiva entre el hallazgo de IgG4 detectable frente al A.s. en pacientes sensibilizados al A.s. y una historia previa de urticaria aguda en relación con ingestión de pescado antes de la aparición de la urticaria crónica(131). Dos estudios han mostrado que los pacientes con urticaria crónica y sensibilización al A.s. se benefician de una dieta estricta

1693

sin pescado durante varios meses(132,133). En un estudio se pudieron beneficiar sobre todo aquellos pacientes con niveles detectables de IgG4 específica frente al A.s., lo que podría corresponder a aquellos con parasitación previa. Sin embargo, los pacientes sin evidencia de IgG4 se comportaron como los pacientes con urticaria crónica sin sensibilización al nematodo(132). El comportamiento clínico de pacientes con detección de IgE específica sin IgG4 específica podría corresponderse a una sensibilización casual en la magnitud de la prevalencia de sensibilización a A.s. en la población sana. No existen aún datos sobre la prevalencia de urticaria crónica por antígenos somáticos del A.s. La urticaria crónica se puede manifestar como una urticaria de aparición diaria y continua, así como una urticaria/angioedema frecuentemente aguda recidivante y, en ocasiones, asociada a una intolerancia a los AINE. Los pacientes responden a una dieta libre de pescado durante un periodo de 2 o más meses(131) aunque existen pacientes que, posteriormente, refieren no tolerar el pescado en grandes cantidades. Aunque los hechos reflejados requieren aún un estudio a fondo, ya se puede recomendar una actitud dietética. En el caso de atender a un paciente con urticaria crónica y prueba cutánea positiva frente al Anisakis simplex, se le puede recomendar una dieta libre de pescado durante dos meses o hasta obtener los resultados serológicos (IgE, IgG4 específica) u otros resultados que permitan descartar otras enfermedades concomitantes. Como aeroalérgeno-alérgeno ocupacional En las últimas décadas se ha descrito la capacidad que tienen ciertos alérgenos del pescado para desencadenar, además de las habituales reacciones alérgicas por su ingestión, otras manifestaciones como urticaria por contacto o asma por inhalación(133). Recientemente, los bioaerosoles procedentes del pescado por ebullición e incluso, por evaporación pasiva, se han cuantificado en el mismo orden de magnitud que otros alérgenos ocupacionales conocidos, como el látex o el cangrejo. Crespo y colaboradores sugieren que los niños con alergia a los pescados deberían evitar, no sólo su consumo y manipulación, sino también su exposición a antígenos aerovagantes procedentes de su manipulación o cocinado(134). En el ámbito ocupacional, en 1950, en Hiroshima, se describió una epidemia de asma en trabajadores, ocasionada por ostras contaminadas por un parásito (Protochordae) que liberaba antígenos aerovagantes al abrirlas. Posteriormente, se constató que un 20% de los trabajadores presentaban IgE frente al parásito, descartándose la implicación de las proteínas de la propia ostra. Ésta es la única casuística encontrada hasta los años 1990, en la bibliografía médica, de alergia ocupacional a parásitos marinos(135). La exposición al Ascaris lumbricoides es una fuente conocida de patología ocupacional por inhalación en trabajadores de laboratorio, sin embargo, con el Anisakis simplex, hasta la fecha se han descrito casos contados. En trabajadores de pescadería, un caso de conjuntivitis(118) y dos de asma ocupacional, y también se ha descrito a una empleada de una factoría de pescado congelado que presentó, de forma concomitante, urticaria y asma

1694

Anisakis simplex y alergia

ocupacional(117,136). Uno de los casos de asma ocupacional se dio en un criador de pollos, en relación con exposición a harinas de pescados(117). También se deberían tener en cuenta a los trabajadores de restauración, ya que se ha descrito una cocinera que presentó asma al manipular el pescado(137). En el ambiente laboral de las pescaderías de nuestro país, se presupone una gran exposición a alérgenos o bioaerosoles generados, tanto por el propio pescado, como por los parásitos que en él se alojan. En las pescaderías, la mayoría de las piezas enteras de pescado son sometidas a una serie de procesos de elaboración que consisten básicamente en su evisceración, desescamado, eliminación de piel y espina dorsal, limpieza y troceado hasta su adquisición. El hecho de que existan pocos casos descritos de rinoconjuntivitis y asma ocupacional por Anisakis simplex, a pesar de que la exposición ocupacional a pescados es, sin duda, mucho más frecuente que al Ascaris, sugiere que la sensibilización por vía inhalada no es frecuente o ha pasado desapercibida. En este sentido, hay un estudio que demuestra que un 50% de los sujetos que trabajan en las pescaderías están sensibilizados a Anisakis simplex(138) y otro en el que se constata que entre los asmáticos no atópicos y de edad avanzada se demuestra sensibilización a este parásito(139). También se ha descrito un caso de dermatitis proteínica de contacto por Anisakis simplex en una ama de casa, con pruebas reagínicas positivas (pruebas intraepidérmicas e IgE específica) junto con prueba de frotamiento (rub test) confirmatoria de reacciones inmediata y tardía. Las pruebas epicutáneas en parche, sin embargo, resultaron negativas(140). Esta entidad ya había sido descrita en relación con pescados y cefalópodos(141,142). Nishino y Kikuchi, en 1990, ya habían descrito mecanismos de hipersensibilidad del tipo IV en relación con Anisakis simplex y la posibilidad de combinaciones de varios tipos de hipersensibilidad al mismo tiempo. El parásito Anisakis simplex debería ser considerado como un alérgeno más al que se exponen los profesionales que manipulan productos marinos, tanto a nivel industrial, como en pescadería o restauración. Otras entidades posiblemente inducidas inmunológicamente: gastroenteritis eosinofílica, artralgias/artritis, mastocitosis En algunos casos se ha descrito la asociación de anisakidosis con infecciones bacterianas secundarias y lesiones propias de la parasitación, dando lugar a cambios inflamatorios más graves(71,72). Evidentemente, algunos aspectos de la fisiopatología de la infestación de estos parásitos aún quedan por estudiar más a fondo. A continuación se van a revisar estas entidades menos frecuentes. Gastroenteritis eosinofílica El estudio de sensibilización al Anisakis simplex ha orientado sobre la etiología de algunas gastroenteritis eosinofílicas sin filiar, demostrándose incluso en una de ellas vestigios de larvas en la histología revisada a posteriori(143). En los 10 casos revisados se

detectó eosinofilia en un 40% y sensibilización al Anisakis simplex en un 80%, frente a un 10% en los controles sanos y con otras enfermedades digestivas Artralgias-artritis y otras enfermedades inducidas por inmunocomplejos No se ha aclarado completamente la relación entre la exposición al parásito y la aparición de artralgias y/o artritis, aunque podrían relacionarse con la formación de inmunocomplejos. En relación con infestación por Anisakis simplex ya se habían descrito artralgias(58,144). En un paciente, que debutó con síntomas cutáneos y artritis(145), se pudo confirmar en su segundo episodio –que cursó con clínica exclusivamente cutánea además de una reacción tipo IgE–, la presencia de parásitos en una porción de la pieza de merluza ingerida el día de la reacción. Ya han sido descritos mecanismos de hipersensibilidad del tipo III concomitantes con los del tipo I en relación con exposición a antígenos parasitarios, que apoyarían al Anisakis simplex como agente etiológico de patología reumática(146). Se han descrito diversas enfermedades reumáticas en relación con infestaciones parasitarias de todo tipo (protozoos, nematodos y platelmintos). Las manifestaciones se han atribuido a inmunocomplejos circulantes en relación con infestaciones por Esquistosoma y Plasmodium falciparium, fundamentalmente. Existen casos documentados de glomerulonefritis y vasculitis sistémicas con activación del complemento en la tripanosomiasis, malaria, enfermedad de Chagas y esquistosomiasis. Una revisión reciente sobre el tema concluye que algunas infestaciones pueden manifestarse con síntomas reumáticos tipo artritis reactivas y espondiloartropatías, miositis inflamatorias o infecciosas y vasculitis parainfecciosas(147). Armentia y cols. han descrito cuatro casos de anafilaxia asociada al síndrome antifosfolípido(148). Mastocitosis Muchas infestaciones por nematodos cursan con inducción de mastocitosis intestinal y eosinofilia, aunque el valor de estos hallazgos en relación con la supervivencia de los parásitos está en duda(149), postulando algunos autores que la mastocitosis pudiera ser un estado transitorio, reactivo a una parasitación subyacente(150). Es conocido que en la mastocitosis sistémica puede haber desencadenantes, tanto alérgicos como no alérgicos, que ocasionen, o favorezcan, la degranulación mastocitaria. En este sentido, es posible que este parásito se comporte también como un desencadenante más de episodios de urticaria y/o anafilaxia en pacientes con mastocitosis. Un caso de angioedema recidivante con sensibilización al Anisakis y episodios relacionados con la ingestión de pescado desarrolló, con posterioridad, una mastocitosis(119). Otras patologías Desde hace más de 15 años, en Japón, Namiki y cols., había relacionado la anisakidosis con lesiones cancerosas a nivel gástrico observadas en algunos pacientes(151). Posteriormente se han relacionado los anticuerpos tipo IgA frente a Anisakis con enfermedades intestinales y neoplásicas(75,152,153).

Otras enfermedades alérgicas

DIAGNÓSTICO DE LAS ENFERMEDADES PRODUCIDAS POR ANISAKIS SIMPLEX En España se llevan estudiando desde hace ya una década las patologías producidas por Anisakis simplex. La experiencia con estas entidades ya ha establecido una cierta rutina diagnóstica; sin embargo, dado lo novedoso del conocimiento sobre la asociación de este parásito con las patologías alérgicas, existen aún muchos estudios en fase de evaluación con respecto a su utilidad clínica. Métodos diagnósticos de parasitación Confirmación de parasitación activa La sospecha clínica viene dada por los antecedentes alimentarios del enfermo que conllevan consumo de pescado y/o cefalópodos crudos o sometidos a tratamientos culinarios que no garantizan la muerte del parásito. El diagnóstico de certeza se establece de acuerdo con la clínica y la endoscopia, siendo esta última el mejor método de confirmación. Un examen endoscópico del estómago, duodeno o colon, suele permitir la visualización de la larva, confirmando el diagnóstico y realizando, al mismo tiempo, el tratamiento precoz mediante su extracción(66,154-156). Cuando la larva no se aprecia por endoscopia, Hoshihara recomienda administrar una solución de índigo carmín al 0,1% sobre la zona lesionada con el fin de aumentar el contraste(156). Si el diagnóstico se realiza poco después del inicio de los síntomas, las larvas se observan penetrando la pared. En etapas más avanzadas de la anisakiosis gástrica (cuando las larvas han penetrado profundamente en la pared gastrointestinal), y casi siempre en la anisakiosis intestinal, es necesario el estudio anatomopatológico del material de biopsia o de los cortes histológicos del fragmento afecto para la identificación. En los casos más evolucionados, generalmente se encuentra una lesión tipo granuloma con residuos larvarios en su interior. Las técnicas endoscópicas también pueden emplearse en los casos de otras localizaciones accesibles al fibroscopio, como el duodeno o el colon(157). Otras técnicas alternativas pueden ser los estudios radiológicos baritados(78,158-160), la ecografía abdominal(71,161,162), la ecografía transendoscópica(163,164), etc., cuyos hallazgos pueden apoyar la sospecha diagnóstica. Suelen emplearse en los casos de afectación intestinal y extraintestinal y suelen aportar signos indirectos de parasitación. Las ecografías típicas de la anisakiosis intestinales pueden ser confundidas con una obstrucción intestinal, linfoma intestinal maligno, ileítis terminal o apendicitis, entre otras dolencias. Las técnicas inmunológicas no se consideraban habitualmente métodos rutinarios para el diagnóstico. Son útiles para apoyar un diagnóstico presuntivo o bien si se sospechan localizaciones ectópicas. Su principal inconveniente es la frecuente reactividad cruzada con otros nematodos(165-167) y, aunque se han desarrollado técnicas más específicas y sensibles(168,169) para evitar la interferencia de los carbohidratos presentes en las glicoproteínas del parásito, son precisos estudios que no están disponibles de forma comercial(59).

1695

Métodos rutinarios en la consulta de alergología Son métodos diagnósticos rutinarios aquellos a los que tienen acceso todas las unidades de valoración alergológica. Alergia al Anisakis y anisakiosis gastro-alérgica El diagnóstico de alergia al Anisakis simplex es controvertido, puesto que carecemos de una verdadera prueba confirmatoria. En la mayoría de los trabajos realizados hasta la fecha, los pacientes son diagnosticados de alergia a Anisakis simplex en base a los siguientes criterios: 1. Historia clínica compatible (urticaria/angioedema o anafilaxia tras la ingestión de pescado). 2. Detección de anticuerpos IgE específicos frente al parásito mediante pruebas in vivo (pruebas epicutáneas con punción) o in vitro (detección de IgE específica en suero mediante radio o enzimoinmunoensayos). 3. Descartar la implicación de las proteínas del pescado. La historia clínica sigue siendo la clave más importante del abordaje a las enfermedades producidas por el nematodo Anisakis simplex, sobre todo si se tiene en cuenta la alta prevalencia de IgE específica detectada en la población general. En la valoración de los cuadros alérgicos agudos, un cuidadoso interrogatorio al paciente tiene que revelar la fuente del contacto con el parásito. En la anamnesis se debe insistir en detallar los alimentos ingeridos en, al menos, las 24 a 48 horas previas al comienzo de la reacción, dirigiendo las preguntas hacía la ingestión de pescado, marisco, aperitivos con pescado, etc. Aunque el paciente refiera un causante plausible, como es, frecuentemente, el marisco o, a veces, incluso un fármaco, hay que insistir en buscar un pescado en el periodo referido. El tipo de cocción del pescado nos ayuda a estimar el riesgo de parasitación activa frente a un contacto con proteínas por ingestión alimentaria. Sin embargo, una vez identificado un pescado sospechoso, se pueden tener en cuenta otros factores concomitantes, como la toma de antiinflamatorios no esteroideos, la realización de ejercicio físico o la presencia de otros antígenos alimentarios que podrían producir una co-sensibilización. La experiencia ha mostrado que los pacientes, una vez que acuden a la consulta de alergia y pasado un periodo variable de días, semanas o meses tras la reacción, no son capaces de recordar los datos que más interesan al alergólogo buscando una patología por Anisakis simplex. Si ya es difícil en algunas ocasiones buscar el agente etiológico en reacciones realmente inmediatas, lo es mucho más en la enfermedad gastro-alérgica con su latencia larga de síntomas y múltiples agentes sospechados por el paciente en el intervalo entre el causante real y el comienzo de la reacción. Este hecho ha llevado seriamente a defender la utilidad de una valoración alergológica por historia clínica en la sala de urgencias o, al menos, la muy rápida derivación al especialista. En el caso de la urticaria crónica o urticarias agudas recidivantes, es de utilidad preguntar por los hábitos de ingestión de pescado: frecuencia, tipo de cocción e insistir en pescados crudos o poco cocinados según las costumbres de cada región (p. ej., boquerones en vinagre, en Madrid), y así estimar el riesgo de contacto con la larva viva.

1696

Anisakis simplex y alergia

Cuando se sospecha una AGA hay que insistir en la posible sintomatología digestiva ya que, ante la reacción alérgica, puede quedar en un segundo plano para el paciente o pasar inadvertida. Las prácticas culinarias de más riesgo son las que permiten la supervivencia del parásito entre las que se encuentran, además de los platos elaborados con pescado crudo, los boquerones en vinagre, la región craneal-abdominal (cogote) de pescados cocinados a la parrilla o a la plancha, los pescados rebozados y los pescados al microondas si no se siguen las normas recomendadas para que la larva no sea viable(25). Las pruebas intraepidérmicas (prick) permiten descartar otras etiologías posibles, resultando muy útiles de forma inicial por su gran valor predictivo negativo y su gran sensibilidad, que nos conduce hacía las entidades producidas por el parásito(106). Una prueba cutánea positiva, sin embargo, sólo demuestra un contacto previo con la larva y, probablemente, se mantenga positiva durante largos periodos de tiempo. La detección de IgE específica en suero siempre se debe interpretar en relación con la IgE total(132). Para ambos no existen valores bajos o altos que descarten o prueben el diagnóstico de una reacción reciente. Por sí sola, la IgE específica demuestra, como la prueba cutánea, sólo un contacto previo sin poder situarlo en el tiempo. Lo que transforma la determinación de IgE en un importante factor de confusión para el diagnóstico es el hecho de que es detectable en un porcentaje alto de población sana –del 10 al 15% de controles normales– y en más del 30% de los sujetos con urticaria o angioedema de cualquier etiología. Sin embargo, se han utilizado la IgE específica y la total seriadas para confirmar el diagnóstico(170). El día de la reacción, en la AGA ya está presente la IgE específica, que siempre va a aumentar su valor, junto con la IgE total, al mes de la reacción, para descender paulatinamente en los meses posteriores. Una estimación aproximada es el descenso al 50% en 6 meses con una curva en forma de asíntota en los siguientes años. Considerando una serie de pacientes con anafilaxia, frente a otro grupo control, se ha demostrado que las mejores variables predictoras (explicativas o factores de riesgo) han sido, para la anafilaxia por Anisakis simplex, la edad y la IgE específica. Utilizando la edad –considerada como variable cuantitativa– y la IgE específica –considerada como una variable ordinal (que va de clase 0 a clase 6) según la tabla de clasificación de Pharmacia– y siguiendo un modelo de regresión logística, se ha elaborado un modelo matemático. Este modelo calcula la probabilidad de que un paciente se convierta en un caso introduciendo en esa fórmula los valores de la edad del paciente y de la clase de IgE específica que presenta(119). Por lo tanto, no tiene el mismo valor una IgE de clase 2 en un paciente de 20 años que en otro de 70. -4,708 + 0,037[edad] + 0,803[clase] p[caso] = e 1 + e-4,708 + 0,037[edad] + 0,803[clase]

La provocación oral con larvas liofilizadas de Anisakis simplex o con antígenos del parásito puede ser útil en los pacientes en los que se pretenda descartar una verdadera alergia al

Anisakis simplex. En un estudio realizado con pacientes con anisakiosis gastro-alérgica, ninguno de ellos presentó reacción con larvas no infectantes(171). Los mismos resultados se obtuvieron con un extracto de proteínas excretoras-secretoras(132). En la observación a largo plazo, además, ninguno de estos pacientes diagnosticados de AGA ha sufrido nuevas reacciones, con una dieta adecuada que consiste en la congelación previa de cualquier pescado ingerido(122). Histología En casos de abdomen agudo, con resecciones intestinales, los anatomopatólogos deberían tener en cuenta la sospecha de parasitación y buscar restos del parásito. Lo mismo en las gastroenteritis eosinofílicas a las que se les realice anatomía patológica se deben buscar lesiones granulomatosas con restos de cutículas de larvas en su interior(143). Pruebas de exposiciones conjuntival y bronquial Se recomiendan para las pruebas conjuntivales las normas de la Academia Europea de Alergia e Inmunología Clínica, Subcomité de pruebas de provocación con alérgenos(172), resultando positivos con la concentración de 1 mg/mL(118). Un estudio llevado a cabo en dos grupos de pacientes –con y sin historia de anisakiosis gastro-alérgica y exposición conjuntival a 1 mg/mL– demostró una sensibilidad del 75%, una especificidad del 68,7% y valor predictivo positivo del 67,7% para esta enfermedad en concreto(173). Para las pruebas de provocación bronquial se siguió el método de Chatman(174), obteniéndose caídas significativas a las concentraciones de 0,5 mg/mL y 1 mg/mL dependiendo de los casos, siendo dos de ellos de tipo dual (inmediato y tardío)(117,139). Prueba del frotamiento (rubbing) y pruebas epicutáneas en parche Solamente hay un caso descrito de prueba de frotamiento con 10 mg de extracto de Anisakis simplex durante 15 segundos, que presentó reacción positiva, tanto inmediata, como tardía(140). Las pruebas epicutáneas en parche fueron negativas, pero el paciente presentaba prueba intraepidérmica e IgE positivas frente al Anisakis simplex. Montoro y cols. ya describen casos de pruebas intraepidérmicas (prick) con positividades tardías, aunque no los relacionan con dermatitis de contacto(108). Estos hallazgos hacen pensar que las pruebas cutáneas (tanto las intraepidérmicas como la intradermorreacción) con lectura tardía pueden ser de utilidad para el estudio de dermatitis alérgicas de contacto o dermatitis retardadas, como ya se ha descrito con medicamentos, por ejemplo(175). Urticaria crónica Para diagnosticar la urticaria crónica por antígenos parasitarios, se utilizan las mismas herramientas diagnósticas arriba descritas. En la historia clínica es de utilidad indagar en el modo en que se presentaron las lesiones de urticaria, p. ej., si el comienzo fue brusco, si se acompañó de síntomas digestivos o si se sospechó de algún pescado, aunque lo haya tolerado posterior-

Otras enfermedades alérgicas

mente. Un cuadro previo de urticaria aguda puede dar una pista sobre posibles cuadros previos de AGA(130). La IgE total e IgE específica seriadas también pueden ayudar para valorar si la detección de IgE específica o la positividad de la prueba cutánea con A.s. se debe a un contacto reciente o antiguo con el parásito. La determinación de IgG4 específica ayuda a sospechar de una parasitación activa previa y es útil para valorar el pronóstico de remisión tras una dieta sin pescado(130). La IgG específica puede ser útil, una vez que haya bajado sus niveles –como las otras inmunoglobulinas– a valores basales, para un control de contacto con proteínas del Anisakis y, así, valorar el cumplimiento de la dieta sin pescado en aquellos pacientes con dietas prolongadas. Métodos diagnósticos experimentales La alta prevalencia de sujetos con pruebas cutáneas o IgE específica positivas frente al Anisakis simplex ha llevado a muchos centros a estudiar otras posibilidades diagnósticas. Éstas se han visto dificultadas por los diferentes conceptos existentes a la hora de definir una prueba positiva como “falso positivo”. En muchos estudios, en la inclusión de pacientes no ha quedado claramente establecido si se trata de pacientes con una anisakiosis gastro-alérgica confirmada, si se trata de un cuadro de alergia alimentaria o si ha tenido un cuadro agudo o cuadros recidivantes. Se han realizado numerosos estudios de reactividad cruzada que, supuestamente, explicarían la elevada prevalencia de positividades. Sin embargo, la reactividad cruzada in vitro no ha podido hacerse responsable para una prevalencia tan alta de anticuerpos anti-Anisakis en la población española, donde la parasitosis por Ascaris o Toxocara es rara. Tampoco ha podido demostrarse como responsable de la sensibilización al Anisakis simplex, una sensibilización clínica primaria a ácaros. La experiencia clínica nos ha enseñado que la anisakiosis gástrica (sin manifestaciones alérgicas) se acompaña igualmente de producción de anticuerpos IgE específicos, y que es muy probable que, por las características arriba indicadas, queden sin diagnosticar un gran número de parasitaciones agudas, teniendo en cuenta las características de los síntomas digestivos leves o incluso ausentes. Este hecho podría explicar suficientemente la prevalencia elevada de anticuerpos IgE específicos. Aunque los valores de las inmunoglobulinas descienden continuamente tras el episodio de parasitación, se mantienen detectables durante varios años, quizás estimulados por panalérgenos como la tropomiosina, la paramiosina o el propio consumo de parásitos inherente al consumo de pescado. La técnica de inmunotransferencia se ha utilizado pensando en la posible utilidad para discernir entre los pacientes sensibilizados clínicamente o aquellos con sensibilización subclínica(109). También se ha postulado su mejor especificidad frente a los “falsos positivos” en la prueba cutánea o la determinación de IgE específica sérica. Esta técnica no se puede considerar como factible en la práctica clínica. Sin embargo, se ha podido observar, posteriormente, que los diferentes patrones podrían deberse a diferentes estadios temporales de respuesta inmunológica tras una parasitación aguda(176).

1697

También se han establecido anticuerpos monoclonales, que son reconocidos por pacientes en el caso de la infestación y/o alergia. Concretamente, mediante ELISA con el anticuerpo monoclonal mAb UA3, se ha comprobado que reconoce dos alérgenos inmunodominantes de 139 y 154 kDa, siendo capaz de detectar tanto anticuerpos tipo IgG como IgE en pacientes con anisakiosis gastroalérgica con sensibilidad y especificidad cercanas al 100%(36,37,59). Estos datos contrastan con los que se obtienen para el mismo tipo de pacientes mediante inmunoCAP, que muestra también una sensibilidad cercana al 100% pero con especificidad alrededor del 50%. La inmunotransferencia muestra una sensibilidad del 83% y especificidad del 93%(37). La presencia de falsos positivos mediante inmunoCAP e inmunotransferencia se puede explicar por el empleo de una mezcla compleja de antígenos que contiene carbohidratos que pueden fijar anticuerpos presentes frente a otros parásitos, crustáceos, insectos, ácaros, bacterias o plantas(37,177-179). Otra fuente de reactividad cruzada, sin repercusión clínica, puede ser explicada por la presencia de panalérgenos tipo tropomiosina, presente en crustáceos, insectos(180,181), así como moléculas altamente conservadas tipo biotinil-enzimas(182-185), que pueden estimular la producción de anticuerpos tipo IgE en algunos pacientes(63). Con el propósito de eliminar los epítopos antigénicos responsables de la reactividad cruzada entre parásitos nematodos y así los “falsos positivos” se han purificado los extractos crudos mediante cromatografía de afinidad utilizando sueros de conejos inmunizados(186). De entre los alérgenos purificados, se han realizado estudios con el alérgeno mayoritario Ani s 1. El hecho de que este alérgeno sea reconocido por el 85% de sujetos sintomáticos sugiere una importante relevancia clínica; sin embargo, de momento, no se ha podido establecer su uso ventajoso diagnóstico en la clínica alergológica(40,41). La posibilidad de utilizar proteínas excretoras-secretoras en el diagnóstico de las parasitaciones es una alternativa interesante(50), ya que se ha podido demostrar que son más potentes en comparación con el extracto crudo, y la fisiopatología de la AGA les concede un papel primordial. Estos posibles alérgenos son inactivados por la pepsina y es de suponer que la respuesta inmunológica se dirija, preferentemente, contra las proteínas segregadas durante la penetración de la larva en la mucosa y, secundariamente, contra otros antígenos cercanos, como los somáticos. Así, estos mismos autores sugieren la necesidad de usar ambos extractos, ES y somáticos, para complementar los métodos diagnósticos actuales. En la actualidad se encuentra en fase experimental, en ratas, un estudio sobre la posibilidad de detectar mediante ELISA antígenos circulantes de A.s., lo que abriría la posibilidad de diagnosticar parasitaciones agudas primarias, que aún no han tenido ocasión de producir anticuerpos detectables(187).

AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN Las larvas L3 causantes de anisakidosis pueden ser aisladas del tracto gastrointestinal humano mediante endoscopia y, a continuación, identificadas correctamente mediante fijación, mon-

1698

Anisakis simplex y alergia

taje y transparentado. Son visibles al microscopio óptico determinadas estructuras morfológicas tales como el diente anterior y el poro excretor en la región cefálica, el ventrículo y su plano de unión con el intestino (horizontal en P. decipiens y oblicuo en A. simplex), el ciego intestinal (presente exclusivamente en P. decipiens), además de la cola del mucrón terminal. Sin embargo, dado que las larvas de estos nematodos pueden sobrevivir durante aproximadamente 7-14 días tanto en hospedadores experimentales como en el ser humano(59,188), y mudar excepcionalmente al cuarto estadio larvario a los 3-4 días post-infestación(189,190), es conveniente conocer los cambios que se ocasionan en su maduración. En estos casos, el diente anterior y el mucrón terminal de las larvas no serán visibles, puesto que desaparecen durante la muda, y las tres protuberancias labiales se habrán transformado en tres labios diferenciados (Figura 2). La identificación resultará difícil cuando la larva no se pueda aislar endoscópicamente y sólo se disponga de la biopsia para estudiar histológicamente. La identificación se verá facilitada si la larva conserva todavía cierta integridad estructural que permita la visualización en las secciones de determinadas estructuras internas tales como la célula excretora, el ventrículo, las cuerdas hipodermales laterales y el tracto intestinal. Siguiendo los criterios de Hartwitch y Gibson para la clasificación de los nematodos ascaridoideos, los agentes causales de la anisaquidosis podrían encuadrarse taxonómicamente de acuerdo con el siguiente esquema: Phylum Nematoda Clase Rhabditea Orden Ascaridida Superfamilia Ascaridoidea Familia Anisakidae Subfamilia Anisakinae Género Anisakis (Dujardin, 1845) Especie Anisakis simplex Anisakis physeteris Género Pseudoterranova Género Contracaecum Dentro del género Anisakis (Dujardin, 1845) se incluye la especie A. simplex (Rudolphi, 1809). Esta especie es la más habitual en aguas templado-frías y polares y, por tanto, la más frecuente en los peces de consumo habitual en nuestro país. Los criterios de identificación son básicamente morfológicos, requiriéndose la microscopía óptica para diferenciar, dentro de la subfamilia Anisakinae, los diferentes géneros. Al microscopio óptico se observan bien las estructuras de la boca antes descritas, con su diente de penetración y el ventrículo, que se une al intestino formando un plano oblicuo en el A. simplex, siendo éste horizontal para P. decipiens. La observación del polo caudal también diferencia ambas especies, siendo para P. decipiens alargada y cónica, careciendo de mucrón terminal, a diferencia de con A. simplex. La dificultad para asociar determinadas fases larvarias con sus respectivas formas adultas ha complicado la identificación y clasificación taxonómica de estos nematodos. En 1961, Berland identificó dos tipos de larvas de Anisakis ligeramente dife-

rentes morfológicamente a los que denominó como tipo I y tipo II(191). En los últimos años, mediante la ruptura del genoma de estos nematodos con endonucleasas de restricción y posterior análisis electroforético de los fragmentos obtenidos (RFLPs), se ha progresado en la identificación parasitaria. Así, el análisis electroforético de determinados loci enzimáticos han permitido confirmar la identidad en las larvas antes denominadas Anisakis tipos I y II y las especies A. simplex y A. physeteris, demostrando también la existencia de tres especies gemelas aisladas reproductivamente(192,193). A. pegreffii (equivale a A. simplex A) entre 35º y 55º latitud sur (Sudáfrica, Malvinas, Nueva Zelanda, Mediterráneo). A. simplex en sentido estricto (equivale a A. simplex B) entre 30º latitud Norte y Círculo Polar Ártico (Japón, Canadá, Islandia, Noroeste España, Noruega, Báltico, Mar del Norte y Mediterráneo). A. simplex C distribución discontinua (Nueva Zelanda, Tasmania, Sudáfrica y Canadá). Estas tres especies presentan nichos ecológicos claramente diferenciados, compartiendo únicamente algunos hospedadores. Recientemente, estudios llevados a cabo sobre el genoma de estas especies han confirmado también la identidad entre las larvas Anisakis tipo I y tipo II y A. simplex y Physeteris(194,195), respectivamente.

TRATAMIENTO Y MEDIDAS DE PREVENCIÓN Tratamiento de la infestación y anisakiosis gastroalérgica El tratamiento más efectivo de la anisakiosis gástrica es la extracción de las larvas durante la endoscopia, lo que conlleva la desaparición de la sintomatología en pocas horas(154,158,159). La anisakiosis intestinal, en muchas ocasiones, hace necesaria la realización de laparotomía y resección del fragmento afecto. Sin embargo, cuando la sospecha de anisakiosis intestinal es firme, un tratamiento conservador mediante sueroterapia y antibióticos puede ser suficiente para la curación(57,62,162,166). En la anisakiosis de colon se puede realizar con éxito la extracción de las larvas mediante colonoscopia(157). No existe tratamiento farmacológico efectivo aunque se han investigado numerosos antihelmínticos, como el pamoato de pirantel, tiabendazol, ivermectina, etc. Las larvas del A. simplex se han mostrado altamente resistentes a este tipo de fármacos(196) mientras que las del P decipiens parecen ser sensibles a la ivermectina, al menos en estudios in vitro(197). Tratamiento de reacciones alérgicas El tratamiento de la reacción alérgica se realizará de igual manera que la originada por otros alérgenos; generalmente requiere tratamiento urgente y los fármacos se administrarán en función de la gravedad de los síntomas que presente el paciente. Dada la alta prevalencia demostrada de alergia o gastroalergia en la edad adulta, se deberían tener en cuenta algunos tratamientos concomitantes –como los hipotensores, entre otros–

Otras enfermedades alérgicas

que pueden interferir en la sintomatología y efectividad del tratamiento de la anafilaxia, entre los que se incluyen los betabloqueantes e IECA. La prevención de nuevos episodios se basa en la evitación. En los casos de anafilaxia grave se recomiendan las medidas habituales que incluyen proporcionar y adiestrar al paciente y sus familiares en la utilización de adrenalina autoinyectable. Actualmente, no podemos asegurar que el cocinado de los pescados prevenga completamente la aparición de reacciones alérgicas. Dada la frecuente y variada parasitación de los pescados, se recomienda evitar la ingestión de pescados de mar y cefalópodos, tanto crudos como cocinados, siendo una alternativa los pescados de río y los de piscifactoría. Puesto que, en muchas ocasiones, esta recomendación resulta excesivamente estricta y se deduce muy difícil cambiar los hábitos culinarios de la población, se pueden considerar, en los cuadros no anafilácticos, otras medidas más permisivas como: 1. Evitar consumir la región hipoaxial (ventresca o hijada), pescados pequeños enteros y especies más parasitadas. 2. Evitar la ingestión de platos de riesgo: pescado crudo o cocinado de forma insuficiente en el microondas, fritura, parrilla o a la plancha. Dentro de los platos de pescado crudo se encuentran: salazones, ahumados, encurtidos (vinagre), escabechados, marinados, carpaccio, ceviche, preparaciones culinarias orientales, etc. 3. En caso de recurrir a platos insuficientemente cocinados, consumir pescado que haya sido congelado (-20 ºC durante una semana en frigoríficos de 3 ó 4 estrellas). Es más adecuado el congelado en alta mar ya que se eviscera inmediatamente tras la captura (la posibilidad de migración al músculo es menor), el proceso de congelación es muy rápido y la temperatura de almacenamiento, muy baja. 4. Evitar la ingestión de pescados de riesgo fuera del hogar. Medidas de control Una de las principales medidas de control de la infestación es informar a la población sobre los riesgos que conlleva el consumo de pescado crudo o insuficientemente cocinado. Tratamientos térmicos A pesar de que se han intentado varias estrategias para conseguir la muerte larvaria antes de su consumo, el congelado rápido a menos de -20 ºC y el cocinado a temperaturas superiores a 60 ºC, durante al menos 2 minutos, parecen seguir siendo las medidas más eficaces para evitar la infestación en humanos. En Holanda, desde 1967, al obligar la ley a congelar el arenque destinado a su consumo crudo, se redujo sensiblemente la prevalencia de anisakidosis(53). Actualmente, las normas sanitarias de la CEE relacionadas con la producción y comercialización del pescado y sus derivados exigen, entre otras medidas, el examen visual del pez y la extracción de los parásitos visibles, la retirada del mercado de las piezas y ejemplares muy parasitados y la congelación a temperaturas inferiores a -20 ºC durante al menos 24 h de aquellas especies (p. ej., arenque, caballa, espadín, salmón) que estén destinadas a procesos de ahumado por

1699

debajo de 60 ºC, marinado, escabechado y/o salado(198). De forma similar, desde 1987 la FDA exige que todos los productos de la pesca que no vayan a ser cocinados o procesados a temperaturas superiores a 60 ºC sean sometidos previamente a ultracongelación a -35 ºC durante al menos 15 h, o a congelación normal a -23 ºC durante un periodo mínimo de 7 días(199). Hay que tener en cuenta que la congelación industrial no es igual que la doméstica, dependiendo básicamente del tipo de electrodoméstico-congelador empleado. Así, las larvas contenidas en un pez entero de 2 a 4 kg de peso requieren unos 5 días para morir en un congelador doméstico(200), de 2 a 3 horas en un congelador industrial(201) y 1 hora a -40 ºC en los procesos de congelación comercial con aire frío(202). En cuanto al cocinado, también hay que tener en cuenta que se han descrito casos con ahumados a temperaturas moderadas tipo holandés(203), muriendo las larvas con los ahumados ingleses a 80 ºC. El asado al microondas no es eficaz en cortos espacios de tiempo(205,206), y otras prácticas culinarias, como la plancha o la brasa, no parecen seguras a la vista de algunos casos descritos con pescado al microondas y frito. Además, se ha constatado, en estudios realizados con pescado a la brasa, plancha o fritura –según las recetas tradicionales– que no alcanzan las temperaturas requeridas para asegurar la muerte larvaria(26,207). Otros tratamientos culinarios Los nematodos contenidos en la musculatura del pescado pueden sobrevivir a varios tipos de prácticas gastronómicas. Así, las larvas de Anisakis pueden mantenerse viables hasta 25 días en mezclas de sal y vinagre utilizadas en el marinado del arenque en Holanda(208), 21 días en procesados de salazón(83) y de 35 a 42 días en mezclas de marinado típicas de Alemania y Dinamarca, respectivamente(209). Si disminuye la concentración de sal, manteniendo la concentración de ácido acético constante, la supervivencia se puede prolongar hasta 119 días(209). Además, teniendo en cuenta que, concretamente, en nuestro país los pescados más consumidos son los más parasitados y se cocinan insuficientemente para garantizar la muerte parasitaria, debería informarse a los consumidores y restauradores sobre las especies y formas de cocinado que conllevan riesgo de parasitación. Recientemente se ha descrito una técnica de marinado que garantiza la muerte del parásito(210). Técnicas industriales 1. Examen de pescado mediante transiluminación. Es más eficaz para Pseudoterranova que para Anisakis por su tamaño mayor y coloración más oscura. Se ha empleado en la industria del bacalao con un error aproximado de un 30% de larvas no detectadas(211). En estudios recientes se demuestra una eficacia baja en las especies que alojan Anisakis simplex, siendo capaces de detectar solamente del 7 al 10% de los nematodos presentes en el músculo, independientemente del grosor de las piezas(212). 2. Digestión péptica artificial. Es un método que resulta laborioso y caro, lo que la hace inadecuado a nivel industrial pero es eficaz para estudios experimentales(213).

1700

Anisakis simplex y alergia

3. Observación de homogeneizados tisulares a través de transiluminación con luz ultravioleta. Resulta más eficaz cuando las larvas están muertas, con lo que no soluciona el problema(214). 4. Examen visual normal del pez. Es fácil de llevar a cabo pero con errores del 17 al 55% en algunas especies de pequeño tamaño(215) y puede conllevar la decomisación de un número muy alto de pescados comerciales. Una posibilidad de reducir la carga parasitaria en las especies de gran tamaño consistiría en desechar las regiones más parasitadas de los peces antes de destinarlas al consumo. Se ha demostrado que hasta el 85% de la carga parasitaria muscular –que es la que ingerimos los humanos– se encuentra en la región hipoaxial que rodea la cavidad abdominal del pez (“faldas”) y supone, aproximadamente, el 20% del peso del pescado(26,199,216-218). 5. Radiación gamma. El tratamiento con radiaciones ionizantes o “procesado gamma” se presenta como una alternativa a los tratamientos de conservación convencionales de los alimentos en general, aprobado en EE.UU. para el pescado. En el caso de Anisakis, sin embargo, una vez más la resistencia del parásito hace recomendar dosis altas que no garantizan completamente la calidad nutricional y organoléptica(219). En definitiva, la patología inducida por el parásito Anisakis simplex es muy prevalente en los pacientes adultos y, paradójicamente, compleja de diagnosticar y manejar. Este parásito puede ocasionar, desde un simple cuadro que simule una gastroenteritis, hasta un choque anafiláctico que requiera tratamiento en UCI. En cualquier caso, se ha convertido, en la última década, en uno de los agentes etiológicos de estudio habitual en consultas alergológicas.

8.

Petter AJ. Enquête sur les nématodes des poissons de la région nantaise. Identification des larves d’ascarides parasisant les sardines (en rapport avec les granulomes éosinophiles observés chez l’homme dans la région). Ann Parasitol Hum Comp 1969; 44: 559-79.

9.

Vermeil C, Petter A, Morin O, LeBodic MF, Daniel C, Guegan J et al. Les granulomes éosinophiles signalés en Bretagne représentent-ils une forme d’anisakiase? Les larves de Thynnascaris aduncum ne permettent pas d’obtenir expérimentalement ces granulomes. Bull Soc Pathol Exot 1975; 68: 79-83.

BIBLIOGRAFÍA

19. Jackson CJ, Marcogliese DJ, Burt MDB. Role of hyperbenthic crustaceans in the transmission of marine helminth parasites. Can J Fish Aquat Sci 1997; 54: 815-20.

1.

Sáenz de San Pedro B, Cazana JL, Cobo J, Serrano CL, Quiralte J, Contreras J et al. Anaphylactic shock by rupture of hydatid hepatic cyst. Follow-up by specific IgE serum antibodies. Allergy 1992; 47: 568-70.

10. Huang W. Anisakidés et anisakidoses humaines. Deuxième partie: enquête sur les anisakidés de poissons commerciaux du marché parisien. Ann Parasitol Hum Comp 1988; 3: 197-208. 11. Overstreet RM, Meyer GW. Hemorrhagic lesions in stomach of rhesus monkey caused by a piscine ascaroid nematode. J Parasitol 1992; 67: 226-35. 12. Kassai T, Cordero del Campillo M, Euzeby J, Gaafar S, Hiepe T, Himonas CA. Standardized nomenclature of animal parasite diseases (SNOAPAD). Vet Parasitol 1988; 29: 299-36. 13. Sakanari JA, McKerrow JH. Anisakiasis. Clinical Microbiology Rev 1989; 2: 278-84. 14. Measures LN. Annotated list of metazoan parasites reported from the blue whale, Balaenoptera musculus. J Helminthol Soc Wash 1993; 60: 62-6. 15. Dailey MD. Diseases of Mammalia: Cetacea. En: Kinne O, ed. Diseases of marine animals, vol. IV, part 2. Introduction Reptilia, Ave, Mammalia. Hamburg: Biologische Anstalt Helgoland; 1985. p. 805-47. 16. Rosales M, Mascaró C, Fernández C, Luque F, Sánchez Moreno M, Parras L et al. Acute intestinal anisakiasis in Spain: a fourth-stage Anisakis simplex larva. Mem Inst Oswaldo Cruz 1999; 94: 823-6. 17. McClelland G, Misra RK, Martell DJ. Larval anisakine nematodes in various fish species from Sable Island Bank and vicinity. En: Bowen WR, ed. Population biology of sealworm (Pseudoterranova decipiens) in relation to its intermediate and seal hosts. Otawa: Can Bull Fish Aquat Sci 1990; 222: 83-118. 18. Jensen T, Andersen K. The importance of sculpin (Myoxocephalus scorpius) as intermediate host and transmitter of the sealworm Pseudoterranova decipiens. Int J Parasitol 1992; 22: 665-8.

20. McClelland G. Phocanema decipiens (Nematoda: Anisakidae): experimental infections in marine copepods. Can J Zool 1982; 60: 502-9. 21. Smith JW. The abundance of Anisakis simplex L3 in the body-cavity and flesh of marine teleosts. Int J Parasitol 1984; 14: 491-5.

2.

Stey C, Jost R, Ammann R. Recurrent, life-threatening anaphylaxis as initial manifestation of cystic echinococcosis (granulosus) of the liver. Schweizer Medizinische Wochenschrift 1993; 123: 1445-7.

3.

Parasitic worms of fish. Harford Williams and Arlene Jones. London: Taylor and Francis; 1994.

4.

Kagei A, Sano M, Takahashi Y, Tamura Y, Sakamoto M. A case of acute abdominal syndrome caused by Anisakis type-II larva. Jpn J Parasitol 1978; 27: 427-31.

23. Gómez A, Merchante E, Moreno JC, Fente P, Izquierdo R. Parasitación por nematodos de la familia anisakidae en pescados comercializados en el municipio de Madrid. Madrid: Laboratorio Municipal de Higiene de Madrid; 1990.

5.

Asato R, Wakuda M, Sueyoshi T. A case of human infection with Anisakis physeteris larvae in Okinawa, Japan. Jpn J Parasitol 1991; 40: 181-3.

24. Mackenzie K. Parasites as indicators of host populations. Int J Parasitol 1987; 17: 345-52.

6.

Clavel A, Delgado B, Sánchez Acedo C, Carbonell E, Castillo J, Ramírez J. A live Anisakis physeteris larva found in the abdominal cavity of a woman in Zaragoza, Spain. Jpn J Parasitol 1993; 42: 445-8.

7.

Petter AJ. Enquête sur les nématodes des sardines pêchées dans la région nantaise. Rapport possible avec les granulomes éosinophiles observés chez l’homme dans la région. Ann Parasitol Hum Comp 1969; 44: 25-35.

22. Sanmartín ML, Quinteiro P, Iglesias R, Santamarina MT, Leiro J, Ubeira FM. Nematodos parásitos en peces de las costas gallegas. Madrid: Ediciones Díaz de Santos; 1994. p. 69-80.

25. Ferré I. Anisakiosis y otras zoonosis parasitarias transmitidas por consumo de pescado (2001). http://aquatic.unizar.es/Revista AquaTIC, 14. 26. Dr. Guzmán Díez. AZTI-Tecnalia/Unidad de Investigación Marina. www.azti.es. 27. Ubeira FM, Iglesias R. Monoclonal antobodies in the study of Anisakis simplex. Allergy 2000; 55: 18-27.

Otras enfermedades alérgicas

28. Valls A, Pascual CY, Martín Esteban M. Anisakis y anisakidosis. Allergol et Immunopathol 2003; 31: 348-55. 29. Iglesias R, Leiro J, Ubeira FM, Santamarina MT, Sanmartín ML. Anisakis simplex: antigen recognition and antibody production in experimentally infected mice. Parasite Immunol 1993; 15: 243-50. 30. Kobayashi A, Kumada M, Ishizaki T. Evaluation of somatic and ES antigens causing immunological injury of mast cells in mice infected with Anisakis larvae. Jpn J Med Sci Biol 1972; 25: 335-44. 31. Iglesias R, Leiro J, Ubeira FM, Santamarina MT, Sanmartín ML. Anisakis simplex: stage-specific antigens recognized by mice. J Helmithol 1995; 69: 319-24. 32. Hwang YK, Kim JS, Lee JB, Song TJ, Joo KW, Lee JS et al. Human anisakiasis: diversity in antibody response profiles to the changing antigens in larval excretions/secretions. Parasite Immunol 2003; 25: 1-7. 33. Kim JS, Kim KH, Cho S, Park HY, Cho SW, Joo KH et al. Immunochemical and biological analysis of allergenicity with excretory-secretory products of Anisakis simplex third stage larva. Int Arch Allergy Immunol 2005; 136: 320-8. 34. Takahashi S, Sato N, Ishikura H. Establishment of monoclonal antibodies that discriminate the antigen distribution specifically found in Anisakis larvae type I. J Parasitol 1986; 72: 960-2. 35. Yagihashi A, Sato N, Takahashi S, Ishikura H, Kikuchi K. A serodiagnostic assay by microenzyme-linked immunosorbent assay for human anisakiasis using a monoclonal antibody specific for Anisakis larvae antigen. J Infect Dis 1990; 161: 995-8. 36. Iglesias R, Leiro J, Santamarina MT, Sanmartín ML, Ubeira FM. Monoclonal antibodies against diagnostic Anisakis simplex antigens. Parasitol Res 1997; 83: 755-61. 37. Lorenzo S, Iglesias R, Audícana MT, García-Villaescusa R, Pardo F, Sanmartín ML et al. Human immunoglobin isotype profiles produced in response to antigens recognized by monoclonal antibodies specific to Anisakis simplex. Clin Exp Allergy 1999; 29: 1095-101. 38. Lorenzo S, Romaris F, Iglesias R, Audícana MT, Alonso JM, Leiro J et al. O-glycans as a source of cross-reactivity in determinations of human serum antibodies to Anisakis simplex antigens. Clin Exp Allergy 2000; 30: 551-9. 39. Lorenzo S, Iglesias R, Leiro J, Ubeira FM. Usefulness of currently available methods for the diagnosis of Anisakis simplex allergy. Allergy 2000; 55: 627-33. 40. Moneo I, Caballero ML, Gómez F, Ortega E, Alonso MJ. Isolation and characterization of a major allergen from the fish parasite Anisakis simplex. J Allergy Clin Immunol 2000; 106: 177-82. 41. Gómez-Aguado F, Picazo A, Caballero ML, Moneo I, Asturias JA, Corchera MT et al. Ultraestructural localization of Ani s 1, a mayor allergen from de fish parasite Anisakis simplex. Parasitol Res 2003; 89: 379-80. 42. Caballero ML, Moneo I. Specific IgE determination to Ani s 1, a major allergen from Anisakis simplex, is a useful tool for diagnosis. Ann Allergy Asthma Immunol 2002; 89: 74-7. 43. Arrieta I, del Barrio M, Vidarte L, del Pozo V, Pastor C, González-Cabrero J et al. Molecular cloning and characterization o an IgE-reactive protein from Anisakis simplex: Ani s 1. Mol Biochem Parasitol 2000; 107: 263-8. 44. Pérez-Pérez J, Fernández-Caldas E, Marañón F, Sastre J, Bernal ML, Rodríguez J et al. Molecular cloning of paramyosin, a new allergen of Anisakis simplex. Int Arch Allergy Immunol 2000; 123: 120-9.

1701

47. Shimakura K, Miura H, Ikeda K, Ishizaki S, Nagashima Y, Shirai T et al. Purification and molecular cloning of a mayor allergen from Anisakis simplex. Mol Biochem Parasitol 2004; 135: 69-75. 48. Caballero ML, Moneo I. Several allergens from Anisakis simplex are highly resistant to heat and pepsin treatments. Parasitol Res 2004; 93: 248-51. 49. Moneo I, Caballero ML, González-Muñoz M, Rodríguez-Mahillo AI, Rodríguez-Pérez R, Silva A. Isolation of a heat-resistant allergen from the fish parasite Anisakis simplex. Parasitol Res 2005; 96: 285-9. 50. Baeza ML, Rodríguez A, Matheu V, Rubio M, Tornero P, de Barrio M et al. Characterization of allergens secreted by Anisakis simplex parasite: clinical relevant in comparison with somatic allergens. Clin Exp Allergy 2004; 34: 296-302. 51. Valls A, Pascual CY, Pereira MJ, Belver MT, Daschner A, López-Serrano MC et al. Cross reactivity of Anisakis full body allergen and the relationship with secretor-excretory allergen. Allergy 2002; 57: 104 (Abstract). 52. Van Thiel PH. Anisakiasis. Parasitology 1962; 52: 16-7. 53. Van Thiel PH, The present state of anisakiasis and its causative worms. Trop Geogr Med 1976; 28: 75-85. 54. Ishikura H, Kikuchi K, Nagasawa K, Ooiwa T, Takamiya H, Sato N et al. Anisakidae and anisakidosis. En: Sun T, ed. Progress in clinical parasitology. Vol. III. New York: Springer-Verlag; 1993. p. 43-102. 55. Kagei N, Orikasa H, Hori E, Sannomiya A, Yasumura Y. A case of hepatic anisakiasis with a literal survey for extra-gastrointestinal anisakiasis. Jpn J Parasitol 1995; 44: 346-51. 56. Deardorff TL, Overstreet RM. Seafood-transmitted zoonoses in the United States: the fishes, the dishes, and the worms. En: Ward DR, Hackney C, eds. Microbiology of Marine Food Products. New York: Van Nostrand Reinhold; 1990. p. 211-65. 57. Petithory JC, Marty B. L’anisakiase en France. Lettre Infectiol 1988; 3: 96-9. 58. Arenal Vera JJ, Marcos Rodríguez JL, Borrego Pintado MH, Bowakin Dib W, Castro Lorenzo J, Blanco Álvarez JI. Anisakiasis as a cause of acute appendicitis and rheumatologic picture: the first case in medical literature. Rev Esp Enferm Dig 1991; 79: 355-8. 59. Iglesias R. La anisaquiosis y su diagnóstico. Tesis doctoral. Ubeira FM, ed. Santiago de Compostela: Imprenta Universitaria; 1998. p. 144. 60. Daschner A, Alonso-Gómez A, Cabañas R, Suárez de Parga M, López Serrano MC. Gastroallergic anisakiasis: Bordeline between food allergy and parasitic disease: Clinical and allergologic evaluation of 20 patients with confirmed acute parasitism by Anisakis simplex. J Allergy Clin Immunol 2000; 105: 176-81. 61. Asaishi K, Nishino C, Hayasaka H. Geographical distribution and epidemiology. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 31-6. 62. Verhamme MAM, Ramboer CHR. Anisakiasis caused by herring in vinegar: a little known medical problem. Gut 1988; 29: 843-47. 62. Lorenzo S. Anisakis y alergia. Tesis doctoral. Ubeira FM, ed. Santiago de Compostela: Imprenta Universitaria; 2000. p. 182. 64. www.elika.net 65. Cocheton JJ, Cabou I, Lecomte I. Anisakiase et infections par les Anisakidés. Annales de Medicine Interne 1991; 142: 121-30.

45. Asturias, JA, Eraso E, Martínez A. Cloning and high level expression in Escherichia coli of an Anisakis simplex tropomyosin isoform. Mol Biochem Parasitol 2000; 108: 263-7.

66. Shibata O, Uchida Y, Furusawa T. Acute gastric anisakiasis with special analysis of the location of the worms penetrating the gastric mucosa. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 53-7.

46. Asturias JA, Eraso E, Moneo I, Martínez A. Is tropomyosin an allergen in Anisakis? Allergy 2000; 55: 898-9.

67. Ooiwa T, Sugimachi T, Mori M. Aspects of mucosal changes in gastric anisakiasis. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan.

1702

Anisakis simplex y alergia

Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 59-66. 68. Kim H. Chronic gastric anisakiasis: radiologic and endoscopic features. Am J Roentgen 1994; 162: 468-9. 69. Deardorff TL, Jones RE, Kayes SG. Adherence of eosinophils to the anisal epicuticle of infective juveniles of Anisakis simplex (Nematoda: Anisakidae). J Helminthol Soc Wash 1991; 58: 131-7. 70. Iwasaki K, Torisu M. Anisakis and eosinophil. II. Eosinophilic phlegmon experimentally induced in normal rabbits by parasite-derived eosinophil chemotactic factor (ECF-P). Clin Immunol Immunopathol 1982; 23: 593-605. 71. Matsui T, Iida M, Fujishima M, Yao T. Radiographic features of intestinal anisakiasis. En: Ishikura H, Kikuchi K, eds. Intestinal anisakiasis in Japan. Infected fish, sero-immunological diagnosis, and prevention. Tokyo: Springer-Verlag; 1990. p. 101-8. 72. Ishikura H. Epidemiological aspects of intestinal anisakiasis and its pathogenesis. En: Ishikura H, Kikuchi K, eds. Intestinal anisakiasis in Japan. Infected fish, sero-immunological diagnosis, and prevention. Tokyo: Springer-Verlag; 1990. p. 3-21. 73. Bier JW, Raybourne RB. Anisakis simplex formation of immunogenic attachment caps in pigs. Proceeding Helminthol Soc Wash 1988; 55: 91-4. 74. Raybourne R, Deardorff TL, Bier JW. Anisakis simplex: larva excretory secretory protein production and cytostatic action in mammalian cell cultures. Experimental Parasitology 1986; 62: 92-7.

87. Kim CH, Chung BS, Moon YI, Chun SH. A case report on human infection with Anisakis sp in Korea. Kisaengchunghak Chapchi 1971; 9: 39-43. 88. Kasuya S, Hamano H, Izumi S. Mackerel-induced urticaria and Anisakis. Lancet 1990; 335: 665. 89. Kasuya S, Hamano H, Izumi S. Gastric anisakiasis with anaphylactoid reactions. ACI News 1989; 1: 13-4. 90. Audícana MT, Fernández de Corres L, Muñoz D, Fernández E, Navarro JA. Recurrent anaphylaxis due to Anisakis simplex parasitizing seafish. J Allergy Clin Immunol 1995; 96: 558-60. 91. Audícana MT, Ansotegui IJ, de Corres LF, Kennedy MW. Anisakis simplex: dangerous-dead and alive? Trends Parasitol 2002; 18: 20-5. 92. Baeza ML, San Martín MS. Termoestabilidad de los antígenos de la larva Anisakis simplex. Alergol Immunol Clin 2000; 15: 240-6. 93. Maizels RM, de Savigny D, Ogilvie BM. Characterisation of surface and excretory-secretory antigens of Toxocara canis infective larvae. Parasite Immunol 1984; 6: 23-37. 94. Blaxter ML, Page AP, Rudin W, Maizels RM. Nematode surface coats: actively evading immunity. Parasitol Today 1992; 8: 243-7. 95. Kennedy MW, Qureshi F, Fraser EM, Haswell-Elkins M, Elkins DB, Smith HV. Antigenic relationships between the surface-exposed, secreted, and somatic materials of the nematode parasites Ascaris lumbricoides, Ascaris suum, and Toxocara canis. Clin Exp Immunol 1989; 75: 493-500.

75. Petithory JC, Paugam B, Buyet-Rousset P, Paugam A. Anisakis simplex a cofactor of gastric cancer? Lancet 1990; 336: 1002.

96. Jarrett EE, Stewart D. Potentiation of rat reaginic (IgE) antibody by helminth infection. Simultaneous potentiation of separate reagins. Immunology 1972; 23: 749-55.

76. Perteguer MJ, Raposo R, Cuéllar C. In vitro study on the effect of larval excretory/secretory products and crude extracts from Anisakis simplex on blood coagulation. Int J Parasitol 1996; 26: 105-8.

97. Mowat AM, Steel M, Worthey EA, Kewin PJ, Garside P. Inactivation of Th1 and Th2 cells by feeding ovalbumin. Annals New York Acad Sci 1996; 778: 122-32.

77. Iwasaki K, Torisu M. Anisakis and eosinophil.II. Eosinophilicphlegmon experimentally induced in normal rabbits by parasite-derived eosinophil chemotactic factor (ECF-P). Clin Immunol Immunopathol 1982; 23: 593-605.

98. Paterson JC, Garside P, Kennedy MW, Lawrence CE. modulation of a heterologous immune response by the products of Ascaris suum. Infect Immun 2002; 70: 6058-67.

78. Matsui T, Iida Mm, Murakami M, Kimura M, Fujishima M, Yao T et al. Intestinal anisakiasis: clinical and radiologic features. Radiology 1985; 157: 299-302. 79. Kim LS, Lee YH, Kim S, Park HR, Cho SY. A case of anisakiasis causing intestinal obstruction. Kisaengchunghak Capchi 1991; 29: 93-6. 80. Fabresse FX, Essioux H, Merian M, Larouque P, Celton H. Polyathrite de l’anisakiase. Premier cas (letter). Presse Med 1984; 13: 1004. 81. Ishikura H. Clinical features of intestinal anisakiasis. En: Ishikura H, Kikuchi K, eds. Intestinal anisakiasis in Japan. Infected fish, sero-immunological diagnosis, and prevention. Tokyo: Springer-Verlag; 1990. p. 89-100. 82. Kikuchi Y, Ishikura H, Kikuchi K. Pathology of intestinal anisakiasis. En: Ishikura H, Kikuchi K, eds. Intestinal anisakiasis in Japan. Infected fish, sero-immunological diagnosis, and prevention. Tokyo: Springer-Verlag; 1990. p. 129-43. 83. Feldmeier H, Poggensee G, Poggensee U. The epidemiology, natural history, and diagnosis of human anisakiasis. Eur Microbiol 1993; 2: 30-8. 84. Rushovich AM, Randal EL, Caprini JA, Westenfelder GO, Caprini JA. Omental anisakiasis: a rare mimic of acute appendicitis. Am J Clin Pathol 1983; 80: 517-20. 85. Matsuoka H, Nakama T, Kisanuki H, Uno H, Tachibana N, Tsubouchi H et al. A case report of serologically diagnosed pulmonary anisakiasis with pleural effusion and multiple lesions. Am J Trop Med Hyg 1994; 51: 819-22. 86. Dooley JR, Neafie RC. Anisakiasis in pathology of tropical and extraordinary diseases. Vol 2. Washington D.C.: Ed. AFIP; 1976. p. 475-81.

99. Arlian LG, Morgan MS, Quirce S, Marañón F, Fernández Caldas E. Characterization of allergens of Anisakis simplex. Allergy 2003: 58: 1299-303. 100. Jarrett EEE, Hall E. Regulation of ongoing antibody responses with minute doses of antigen. Eur J Immunol 1981; 11: 520-3. 101. Turner JD, Faulkner H, Kamgno J, Kennedy MW, Behnke J, Boussinesq M et al. Allergen-specific IgE and IgG4 are markers of resistance and susceptibility in a human intestinal nematode infection. Microbes Infect 2005; 7: 990-6. 102. Fernández de Corres L, Del Pozo MD, Aizpuru F. Prevalencia de la sensibilización a Anisakis simplex en tres áreas españolas, en relación a las diferentes tasas de consumo de pescado. Relevancia de la alergia a Anisakis simplex. Rev Esp Alergol Inmunol Clín 2001; 16: 337-46. 103. Kimura S, Takagi Y, Gorni K. IgE response to Anisakis compared to seafood. Allergy 1999; 54: 1225-6. 104. Muñoz Pereira M, San Martín M, Ornia N, Ortega N, Pascual C, Martín Esteban M. Incidencia de IgE específica frente a Anisakis simplex y Ascaris lumbricoides en población normal y atópica. Rev Esp Alergol Inmunol Clín [Abstract] 1996; 11 (Ext. Nº 2): 197-8. 105. López-Sáez MP, Zubeldia JM, Matheu V, Gracia MT, De Barrio M, Tornero P et al. Sensibilización a Anisakis simplex en una consulta de alergia hospitalaria de Madrid. Rev Esp Alergol Inmunol Clín 1999; 14: 23. 106. Del Pozo MD, Audícana M, Díez JM, Muñoz D, Ansótegui IJ, Fernández E. Anisakis simplex, a relevant etiologic factor in acute urticaria. Allergy 1997; 52: 576-9. 107. Fernández de Corres L, Audícana MT, Del Pozo MD, Muñoz D, Fernández E, Navarro JA et al. Anisakis simplex induces not only anisa-

Otras enfermedades alérgicas

1703

kiasis: report of 28 cases of allergy caused by this nematode. Una nueva fuente de antígenos alimentarios. Estudio de sensibilización a otros parásitos del orden Ascaridoidae. J Allergy Clin Immunol 1996; 6: 315-9.

127. Akao N, Ohyama T, Kondo K. Immunoblot analysis of serum IgG, IgA and IgE responses against larval excretory-secretory antigens of Anisakis simplex in patients with gastric anisakiasis. J Helminth 1990; 64: 310-8.

108. Montoro A, Perteguer MJ, Chivato T, Laguna R, Cuellar C. Recidivous acute urticaria caused by Anisakis simplex. Allergy 1997; 52: 985-91.

128. Suzuki T, Shiraki K, Sekino S, Otsuru M, Ishikura H. Studies on immunological diagnosis of anisakiasis. III. Intradermal test with purified antigen (English abstract). Jpn J Parasitol 1970; 19: 1-9.

109. García M, Moneo I, Audícana M, Del Pozo MD, Muñoz D, Fernández E et al. The use of IgE immunoblotting as a diagnostic tool in Anisakis simplex allergy. J Allergy Clin Immunol 1997; 99: 497-501.

129. López-Sáez MP, Zubeldia JM, Caloto M et al. Is Anisakis simplex responsible for chronic urticaria? Allergy Asthma Proc 2003; 24: 339-45.

110. Audícana M, García M, Del Pozo MD, Moneo I, Díez J, Muñoz D et al. Clinical manifestations of allergy to Anisakis simplex. Allergy 2000; 55: 28-33. 111. Rosel Rioja L, Del Pozo MD, Lobera T, Ibarra V, Blasco A, Oteo JA. Allergy to Anisakis simplex Report of 2 cases and review of the literature. Rev Clin Esp 1998; 198: 598-600. 112. Mendizábal L. Hypersensitivity to Anisakis simplex: a propos of 36 cases. Allergie et Immunologie de Paris 1999; 31: 15-7.

130. Daschner A, Vega de la Osada F, Pascual CY. Allergy and parasites reevaluated: wide-scale induction of chronic urticaria by the ubiquitous fish-nematode Anisakis simplex in an endemic region. Allergol Immunopathol 2005; 33: 31-7. 131. García-Bara MT, Matheu V, Zubeldia JM, Rubio M, Ordoqui E, LópezSáez MP et al. Anisakis simplex-sensitized patients: should fish be excluded from their diet? Ann Allergy Asthma Immunol 2001; 86: 679-85.

113. Novembre E, De Martino M, Vierucci A. Foods and respiratory allergy. J Allergy Clin Immunol 1988; 81: 1059-65.

132. Daschner A, Alonso-Gómez A, López-Serrano C. What does Anisakis simplex parasitism in gastro-allergic Anisakiasis teach us about interpretating specific and total IgE values? Allergol Immunopathol 2000; 28: 67-70.

114. Kitoh K, Kitagawa H, Sasaki Y. Pathologic findings in dogs with induced by intravenous administration of heartworm extract. Am J Vet Res 1998; 59: 1417-22.

133. De Besche A. On asthma bronchiale in man provoked by cat, dog, and different other animals. Acta Med Scand 1937; 42: 237-55.

115. Ermel RW, Kock M. Griffey SM, Reinhart GA, Frick OL. The atopic dog: a model for food allergy. Lab Anim Sci 1997; 77: 40-9.

134. Crespo JF, Pascual C, Domínguez C, Ojeda I, Muñoz FM, Esteban M. Allergic reactions associated with airborne fish particles in IgE-mediated fish hypersensitivite patients. Allergy 1995; 50: 931-2.

116. Carretero P, Rivas C, Todo P, Gómez B, Núñez C, Alday E et al. Anaphylaxis after a prick test to Anisakis simplex. Rev Esp Alergol e Inmunol Clin 1998; 13: 226-8.

135. Jio T, Kchmoto K, Katsutani T, Otsuka T, Oka SD, Mitsui S. Occupational Asthma. En: Fraizer CA. Von Nestrand Reinold. 1980.

117. Armentia A, Lombardero M, Callejo A, Martín Santos JM, Gil FJ, Vega J et al. Occupational asthma by Anisakis simplex. J Allergy Clin Immunol 1998; 102: 831-4.

136. Scala E, Giani M, Pirrotta L, Guerra EC, Cadoni S, Girardelli CR et al. Occupational generalised urticaria and allergic airborne asthma due to Anisakis simplex. Eur J Dermatol 2001; 11: 249-50.

118. Anibarro B, Seoane FJ. Occupational conjunctivitis caused by sensitisation to Anisakis simplex. J Allergy Clin Immunol 1998; 102: 331-2.

137. Pulido Z, González E, Alfaya T, de la Hoz B, Cuevas M. Unusual sensitization to Anisakis simplex. Allergy 2000; 55: 586-7.

119. Audícana Berasategui MT. Anisakis simplex, una nueva fuente de antígenos “alimentarios”. Tesis doctoral. Universidad del País Vasco; 2002. 120. Daschner A, Cuéllar C, Sánchez-Pastor S, Pascual CY, Martín-Esteban M. Gastro-allergic anisakiasis as a consequence of simultaneous primary and secondary immune response. Parasite Immunol 2002; 24: 243-51. 121. Caballero ML, Moneo I. Risk of sensitization to Anisakis simplex among the members of the families of patients with anisakiasis. Med Clín (Barc) 2003; 120: 412-3. 122. Alonso-Gómez A, Moreno-Ancillo A, López-Serrano MC, Suárez-deParga JM, Daschner A, Caballero MT et al. Anisakis simplex only provokes allergic symptoms when the worm parasitises the gastrointestinal tract. Parasitol Res 2004; 93: 378-84. 123. Kasuya S, Koga K. Significance of detection of specific IgE in Anisakisrelated diseases. Arerugi 1992; 41: 106-10. 124. Daschner A, Alonso-Gómez A, Caballero T, Barranco P, Suárez de Parga JM, López-Serrano MC. Gastric anisakiasis: an underestimated cause of acute urticaria and angio-edema? British J Dermatol 1998; 139: 822-8.

138. Purello-D’Ambrosio F, Pastorello E, Gangemi S, Lombardo G, Ricciardi L, Fogliani O et al. Incidence of sensitivity to Anisakis simplex in a risk population of fishermen/fishmongers. Ann Allergy Asthma Immunol 2000; 84: 439-44. 139. Estrada JL, Gozalo F. Sensitization to Anisakis simplex: an unusual presentation. Allergol Immunopathol 1997; 25: 95-7. 140. Carretero Añibarro P, Blanco Carmona J, García González F, Marcos Durantez M, Alonso Gil L, Garces Sotillas M et al. Protein contact dermatitis caused by Anisakis simplex. Contact Dermatitis 1997; 37: 247. 141. Díaz Sánchez C, Laguna Martínez J, Iglesias Cadarso A, Vidal Pan C. Protein contact dermatitis associated with food allergy to fish. Contact Dermatitis 1994; 31: 55-7. 142. García-Abujeta JL, Rodríguez F, Maquiera E, Picans I, Fernández L, Sánchez I et al. Occupational protein contact dermatitis in a fishmonger. Contact Dermatitis 1997; 36: 163. 143. Gómez B, Tabar AI, Tunon T, Larrinaga B, Álvarez MJ García BE et al. Eosinophilic gastroenteritis and Anisakis. Allergy 1988; 53: 1148-54. 144. Fabresse FX, Essioux H, Merian M, Larouque P, Celton H. Polyathrite de l’anisakiase. Premier cas (letter). La Presse Médicale 1984; 13: 1004.

125. Van Thiel PH, Kuipers FC, Rosman RT. A nematode parasitic to herring causing acute abdominal syndromes in man. Trop Geogr Med 1962; 2: 97-113.

145. Cuende E, Audícana MT, García M, Anda M, Fernández de Corres L, Jiménez C et al. Rheumatic manifestations in the course of anaphylaxis caused by Anisakis simplex. Clin Exp Rheumatol 1998; 16: 303-4.

126. Asaishi K, Nishino C, Totsuka M, Hayasaka H, Suzuki T. Studies on the etiological mechanism of anisakiasis. 2) Epidemiologic study of inhabitants and questionaire survey in Japan. Gastroenterol Jpn 1980; 15: 128-34.

146. Nishino C, Asaishi K, Hayasaka H. Immune response to Anisakis larvae in healthy humans. En: Ishikura H, Kikuchi K, eds. Intestinal anisakiasis in Japan. Infected fish, sero-immunological diagnosis, and prevention. Tokyo: Springer-Verlag; 1990. p. 251-6.

1704

Anisakis simplex y alergia

147. Peng SL. Rheumatic manifestatios of parasitic diseases. Semin Arthritis Rheum 2002; 31: 228-47. 148. Armentia A, Barber D, Lombardero M, Martín Santos JM, Martín Gil FJ, Arranz Peña ML et al. Anaphylaxis associated with antiphospholipid syndrome. Ann Allergy Asthma Immunol 2001; 87: 54-9. 149. Atris D, Grencis RK. T helper cell citokine responses during intestinal nematode infection: Induction, regulation and effector function. En: Kennedy MW, Harnett W, eds. Parasitic nematodes: Molecular Biology, Biochemistry and Immunology. CABI Publishing; 2001. p. 331-71. 150. Koeppel MC, Abitan R, Angeli C, Lafon J, Pelletier J, Sayag J. Cutaneous and gastrointestinal mastocytosis associated with cerebral toxoplasmosis. Br J Dermatol 1998; 139: 881-4. 151. Namiki N, Yazaki Y. Endoscopic findings of gastric anisakiasis with acute symptoms. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 47-51. 152. Gutiérrez R, Cuéllar C. Immunoglobulins anti-Anisakis simplex in patients with gastrointestinal diseases. J Helminthol 2002; 76: 131-6.

167. Petithory JC, Rousseau M, Siodlak F. Données séroepidémiologiques sur l’anisakiase: conséquences prophylactiques pour les produits de la pêche. Bull Acad Natle Méd 1991; 175: 273-9. 168. Suzuki T, Sato Y, Yamashita T, Sekikawa H, Otsuru M. Anisakiasis: preparation of a stable antigen for indirect fluorescent antibody test. Exp Parasitol 1974; 35: 418-24. 169. Sakanari JA, Loinaz M, Deardorff TL, Raybourne RB, McKerrow JH, Frierson JG. Intestinal anisakiasis. A case diagnosed by morphologic and immunologic methods. Am J Clin Pathol 1988; 90: 107-13. 170. Daschner A, Alonso-Gómez A, Caballero MT, Suárez-de-Parga JM, López-Serrano MC. Usefulness of early serial measurement of specific and total IgE in the diagnosis of Gastro-allergic Anisakiasis. Clin Exp Allergy 1999; 29: 1260-4. 171. Alonso-Gómez A, Moreno-Ancillo A, Daschner A, López-Serrano MC. Dietary assessment in five cases due to gastro-allergic Anisakiasis. Allergy 1999; 54: 517-20. 172. Melillo G, Bonini S, Cocco G, Davies RJ, Monchy JGR, Frolund L. Provocation tests with allergens. Allergy 1997; 52: 35-6.

153. Tsutsumi Y, Fujimoto Y. Early gastric cancer superimposed on infestation of an Anisakis-like larva: a case report. Tokai J Exp Clin Med 1983; 8: 265-73.

173. Lluch-Bernal M, Sastre J, Fernández-Caldas E, Marañón F, CuestaHerranz J, De las Heras M et al. Conjunctival provocation tests in the diagnosis of Anisakis simplex hypersensitivity. J Investig Allergol Clin Immunol 2002; 12: 21-4.

154. Hoshihara Y. Contrast-dye method in endoscopic examination. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 85-8.

174. Chatman M, Bleecker ER, Norman P, Smith PL, Mason PA. Screening tests for airwais reactivity: an abreviated methacholine inhalation challenge. Chest 1982; 83: 15-8.

155. López-Serrano MC, Gómez AA, Daschner A, Moreno-Ancillo A, de Parga JM, Caballero MT et al. Gastroallergic anisakiasis: findings in 22 patients. J Gastroenterol Hepatol 2000; 15: 503-6.

175. Audícana MT, Echechipía S, Fernández E, Bernaola G, Muñoz D, Fernández de Corres L. Contact dermatitis from Phenylephrine. Am J Contact Derm 1993; 4: 1-4.

156. Minamoto T, Sawaguchi K, Ogino T, Mai M. Anisakiasis of the colon: report of two cases with emphasis on the diagnosis and therapeutic value of colonoscopy. Endoscopy 1991; 23: 50-2.

176. Daschner A, Cuéllar C, Pascual CY, Sánchez-Pastor S, Alonso-Gómez A, Martín-Esteban M. Immunoblotting Patterns in Patients with Gastro-allergic Anisakiasis Depend on the Time Relapsed Between the Allergic Reaction and Obtaining of Serum Sample. J Allergy Clin Immunol [Abstract] 2000; 105: S43.

157. Matsumoto T, Lida M, Kimura Y, Tanaka K, Kitada T, Fujishima M. Anisakiasis of the colon: radiologic and endoscopic features in six patients. Radiology 1992; 183: 97-9. 158. Hokama A, Gakiya I, Miyagi T, Fukuchi J, Kinjo F, Saito A. Gastrointestinal: Acute gastric anisakiasis. J Gastroenterol Hepatol 2005; 20: 1121. 159. Kusuhara T, Fukuda M. Radiographic examination. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 67-75. 160. Navarro E, Carro B, Castillo C, Fernández JA. Diagnosis of Anisakis infestation: experience in our environment. Allergol Immunopathol 2005; 33: 27-30. 161. Yano M, Yokomizo S, Nakayama T. Ultrasonic examination. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 77-84. 162. Shirahama M, Koga T, Ishibashi H, Uchida S, Ohta Y, Shimoda Y. Intestinal anisakiasis: US in diagnosis. Radiology 1992; 185: 789-93. 163. Okai T, Mouri I, Yamaguchi Y, Ohta H, Motoo Y, Sawabu N. Acute gastric anisakiasis: observations with endoscopic ultrasonography. Gastrointest Endos 1993; 39: 450-52. 164. Sakai K, Ohtani A, Muta H, Tominaga K, Chijiiwa Y, Hiroshige K et al. Endoscopic ultrasonography findings in acute gastric anisakiasis. Am J Gastroenterol 1992; 87: 1618-23. 165. Akao N, Yoshimura H. Latex agglutination test for immunodiagnosis of gastric anisakiasis. En: Ishikura H, Namiki M, eds. Gastric anisakiasis in Japan. Epidemiology, diagnosis, treatment. Tokyo: Springer-Verlag; 1989. p. 97-102. 166. Petithory JC, Lapierre J, Rousseau M, Clique MT. Diagnostic sérologique de l’anisakiase (granulome éosinophile digestif) par précipitation en milieu gélifié (Ouchterlony, électrosynérèse, immunoélectrophorèse). Méd Mal Infect 1986; 53: 157-62.

177. Batanero E, Villalba M, Monsalve RI, Rodríguez R. Cross-reactivity between the major allergen from olive pollen and unrelated glycoproteins: evidence of an epitope in the glycan moiety of the allergen. J Allergy Clin Immunol 1996; 97: 1264-71. 178. Van der Veen MJ, van Ree R, Aalberse RC, Akkerdaas J, Koppelman SJ, Jansen HM et al. Allergens, IgE, mediators, inflammatory mechanisms. Poor biologic activity of cross-reactive IgE directed to carbohydrate determinants of glycoproteins. J Allergy Clin Immunol 1997; 100: 327-34. 179. Mari A, Iacovacci P, Afferni C, Barletta B, Tinghino R, Di Felice G et al. Specific IgE to cross-reactive carbohydrate determinants strongly affect the in vitro diagnosis of allergic diseases. J Allergy Clin Immunol 1999; 103: 1005-11. 180. Witteman AM, Akkerdaas JH, Van Leeuwen J, Van der Zee JS, Aalberse RC. Identification of a cross-reactive allergen (presumably tropomyosin) in shrimp, mite and insects. Int Arch Allergy Appl Immunol 1994; 105: 56-61. 181. Pascual CY, Crespo FJ, San Martín S, Ornia N, Ortega N, Caballero T et al. Cross-reactivity between IgE-binding proteins from Anisakis, German cockroach, and chironomids. Allergy 1997; 52: 514-20. 182. Romarís F, Iglesias R, García LO, Leiro J, Santamarina MT, Paniagua E et al. Free and bound biotin molecules in helminths: a source of artifacts fro avidin biotin based immunoassays. Parasitol Res 1996; 82: 617-22. 183. Lorenzo S, Iglesias R, Paniagua E, Leiro J, Ubeira FM. Analysis of the antigenicity in mice of biotinyl-enzymes from Anisakis simplex and other nematodes. Parasitol Res 1999; 85: 441-5. 184. Itoh M, Sato S. Comparative studies on biotin-coupled components in adult worms of Paragonimus species. Jpn J Parasitol 1991; 40: 383-7.

Otras enfermedades alérgicas

1705

185. Takeyoshi M, Inoue T, Iwata H. Streptavidin-reactive protein in Fasciola hepatica. Vet Parasitol 1995; 58: 255-61.

203. Gardiner MA. Survival of Anisakis in cold smoked salmon. Can Inst Food Sci Tech J 1990; 23: 143-4.

186. Rodero M, Cuéllar C, Chivato T, Jiménez A, Mateos JM, Laguna R. Evaluation by the skin prick test of Anisakis simplex antigen purified by affinity chromatography in patients clinically diagnosed with Anisakis sensitization. J Helminthol 2004; 78: 159-65.

204 Smith JW, Wootten R. Anisakis and anisakiasis. Adv Parasitol 1978; 16: 93-148.

187. Campos M, Martín L, Díaz V, Mañas I, Morales B, Lozano J. Detection of circulating antigens in experimental anisakiasis by two-site enzyme immunosorbent assay. Parasitol Res 2004; 93: 433-8. 188. Pinel C, Beaudevin M, Chermette R, Grillot R, Ambroise-Thomas P. Gastric anisakidosis due to Pseudoterranova decipiens larva. Lancet 1996; 347: 1829. 189. Fujino T, Ooiwa T, Ishii Y. Clinical, epidemiological and morphological studies on 150 cases of acute gastric anisakiasis in Fukuoka Prefecture. Jpn J Parasitol 1984; 33: 73-92. 190. Weerasooriya MV, Fujino T, Ishii Y, Kagei N. The value of external morphology in the identification of larval anisakid nematodes: a scanning electron microscope study. Z Parasitenkd 1986; 72: 765-78. 191. Berland B. Nematodes from some Norwegian marine fishes. Sarsia 1961; 2: 1-50. 192. Orecchia P, Paggi L, Mattiucci S, Smith JW, Nascetti G, Bullini L. Eletrophoretic identification of larvae and adults of Anisakis (Ascaridida: Anisakidae). J Helminthol 1986; 60: 331-9. 193. Mattiucci S, Nascetti G, Cianchi R, Paggi L, Arduino P, Margolis L et al. Genetic and ecological data on the Anisakis simplex complex, with evidence for a new species (Nematoda, Ascaridoidea, Anisakidae). J Parasitol 1997; 83: 401-16. 194. Sugane K. Restriction endonuclease analysis of Anisakis genome. En: Ishikura H, Kikuchi K, eds. Intestinal anisakiasis in Japan. Infected fish, sero-immunological diagnosis and prevention. Tokyo: SpringerVerlag; 1990. p. 81-7. 195. Matsuura T, Sun S, Sugane K. The identity of Anisakis type II larvae with ansiakis physeteris confirmed by restriction fragment length polymorphism analysis of genomic DNA. J Helminthol 1992; 66: 33-7. 196. Tojo J, Santamarina MT, Peris D, Ubeira FM, Leiro J, Sanmartín ML. In vitro effect of anthelmintics on Anisakis simplex survival. Jpn J Parasitol 1992; 41: 473-80. 197. Manley KM, Embil JA. In vitro effect of ivermectin on Pseudoterranova decipiens survival. J Helminthol 1989; 63: 72-4.

205. Adams AM, Miller KS,Wekell MM, Dong FM. Survival of Anisakis simplex in microwave-processed arrowtooth flounder (Atheresthes stomias). J Food Protection 1999; 62: 403-9. 206. Canut A, Labora A, López de Torre J, Romeo JA. Anisakiosis gástrica aguda por cocción insuficiente en horno microondas. Med Clín 1996; 8: 317-8. 207. Lane CD, Master RN, Tietbohl RH. If your uneaten food moves, take it to a doctor. J Am Med Assoc 1988; 260: 340-1. 208. Kuipers FC, van Thiel PH, Rodenburg W, Wielinga WJ, Roskam RT. Eosinophilic phlegmon of the alimentary canal caused by a worm. Lancet 1960; 2: 1171-73. 209. Karl H, Roepstorff A, Huss HH, Bloemsma B. Survival of Anisakis larvae in marinated herring fillets. Int J Food Sci Technol 1995; 29: 661-70. 210. Sánchez-Monsálvez I, de Armas-Serra C, Martínez J, Dorado M, Sanchez A, Rodríguez-Caabeiro F. A new procedure for marinating fresh anchovies and ensuring the rapid destruction of Anisakis larvae.J Food Prot 2005; 68: 1066-72. 211. Brattey J. A simple technique for recovering larval ascaridoid nematodes from the flesh of marine fish. J Parasitol 1988; 74: 735-7. 212. Levsen A, Lunestad BT, Berland B. Low detection efficiency of candling as a commonly recommended inspection method for nematode larvae in the flesh of pelagic fish. J Food Prot 2005; 68: 828-32. 213. Stern JA, Chakravarti D, Uzmann JR, Hesselhot MN. Rapid counting of Nematoda in salmon by peptic digestion. US Fish and Wildlife Service, Special Scientific Report-Fisheries 1958; 255: 5. 214. Leinemann M, Karl H. Untersuchungen zur differenzierung lebender und toter nematodenlarven (Anisakis sp.) in heringen und heringserzeugnissen. Arch Lebensmittelhyg 1988; 39: 147-50. 215. Huang W. Méthodes de recherche des larves d'anisakidés dans les poissons marins. Possibilités d'application à l'inspection des poissons commercialisés en région parisienne. Recueil Méd Vèt 1990; 166: 895-900.

198. Anónimo. Reglamento (CE) nº 853/2004 del Parlamento Europeo y del Consejo de 29 de abril de 2004 por el que se establecen normas específicas de higiene de los alimentos de origen animal. DO L 226 de 25/06/2004. p. 22-82.

216. Huss HH, Ababouch L, Gram L. Assessment and management of seafood safety and quality. FAO fisheries technical paper 444. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Rome 2003. Disponible en: http://www.fao.org/documents/show_cdr.asp?url_file=/docrep/006/y4743e/y 4743e00.htm.

199. FDA. Fish and Fishery Products Hazards and Controls Guide. 3rd edition.US Food and Drug Administration, Center for Food Safety and Applied Nutrition, Office of Seafood, Washington DC, USA, 2001. Disponible en: www.cfsan.fda.gov/~comm/haccpsea.html.

217. Jemmi T, Schmitt M, Rippen TE. Safe handling of seafood. En: Farber JM, Todd EC, eds. Safe handling of foods. New York: Marcel Dekker Inc; 2000. p. 105-65.

200. Bier JW, Deardoff TL, Jackson GJ, Raybourne RB. Human anisakiasis. Baillière’s Clin Trop Med Commun Dis 1987; 2: 723-33. 201. Karl H, Leinemann M. Survival of nematode larvae (Anisakis spp.) in chilled herring. Arch Lebensmittelhyg 1989; 40: 14-6. 202. Deardorff TL, Throm R. Commercial blast-freezing of third-stage Anisakis simplex larvae encapsulated in salmon and rockfish. J Parasitol 1988; 74: 600-3.

218. Herreras MV, Aznar FJ, Balbuena JA, Raga JA. Anisakid larvae in the musculature of the Argentinean hake, Merluccius hubbsi. J Food Prot 2000; 63: 1141-3. 219. Chai J, Hong S, Lee S. Effects of gamma irradiation in the survival and infectivity of Anisakis larvae. Proceedings of a Final Research Co-ordination Meeting organized by the joint FAO/IAEA Division of Nuclear Techniques in Food and Agriculture, Mexico City; 1991. p. 139.