Caracterización de la variabilidad………….

CARACTERIZACIÓN DE LA VARIABILIDAD DEL GÉNERO Xanthosoma EN CUBA, CON EL USO DE DESCRIPTORES MORFOAGRONÓMICOS, CITOGENÉTICOS E ISOENZIMÁTICOS.

Marilys D. Milián Jiménez(1), Xonia Xiqués Martín(2), María I. Román Gutiérrez(1), Clara

T. González Arencibia(2), Irelio Sánchez Ramos(1), Margarita Nadal(2), Yoel Beovides García(1), Dablys Guerra Hernández(1), Daviel Guerra Hernández (1). (1)

Instituto de Investigaciones en Viandas Tropicales (INIVIT), Apdo 6, Santo Domingo, Villa Clara Cuba. (2) Facultad de Biología, Universidad de La Habana, Cuba. Palabras clave: caracterización, variabilidad, germoplasma, Xanthosoma, descriptores. RESUMEN

Se realizó la caracterización de la variabilidad del germoplasma del género Xanthosoma perteneciente al Banco de Germoplasma de Aráceas del Instituto de Investigaciones en Viandas Tropicales (INIVIT), ubicado en Santo Domingo, Villa Clara, Cuba, compuesto por 71 clones. De acuerdo a la evaluación morfoagronómica y con el empleo de análisis multivariados, se pudieron diferenciar los genotipos y formar grupos afines, así como determinar las variables más importantes para la caracterización, con las que quedó definido un listado de 13 descriptores mínimos. Los análisis del cariotipo determinaron la condición diploide de los clones, con la presencia de 2n=2x=26 para los de los grupos Blanco y Amarillo y 2n=2x=24 cromosomas para los clones del grupo Morado. El estudio de los sistemas isoenzimáticos Esterasas, Peroxidasas y Polifenoloxidasas, mostró la variabilidad existente entre los clones con un marcado polimorfismo y puso de manifiesto su utilidad en la determinación de las afinidades genéticas entre los genotipos dentro de cada grupo. Los estudios realizados permiten sugerir la presencia en la colección cubana de las especies Xanthosoma sagittifolium (L.) Schott, donde aparecen los clones de los grupos Blanco y Amarillo, Xanthosoma violaceum Schott, donde están incluidos los clones del grupo Morado, Xanthosoma brasilense Engl., cuyo único representante es el clon ‘Belembe’, Xanthosoma atrovirens Koch y Bouché, representada por el clon ‘Amarilla Trinidad’ y Alocasia macrorrhiza Schott, donde se incluye el clon ‘Picante’.

Caracterización de la variabilidad………….

2

I. INTRODUCCION La malanga, como se conoce en Cuba a las diferentes especies comestibles de Aráceas (Xanthosoma y Colocasia), ha sido tradicionalmente un cultivo de subsistencia, esto explica su marginalización. Aunque es un producto principal para millones de personas en los trópicos, se tiene poca información disponible sobre su cultivo y requerimientos. Esta situación está cambiando con las áreas de consumo, especialmente en la costa Atlántica de las Estados Unidos, donde millones de Latinoamericanos consumen malanga y otros cultivos tropicales, un hecho que ha estimulado la producción comercial en las Antillas y en la América Central (Giacometti y León, 1994). El género Xanthosoma es de origen americano desde México hasta Brasil, pero su cultivo se concentra en la zona del Caribe; en Puerto Rico constituye uno de los cultivos más antiguos heredados de los aborígenes Arawak (Barret, 1930; Montaldo, 1977). La producción mundial de malanga Xanthosoma se estima en 4 000 000 t, las zonas de producción más importantes son la central y occidental de África Tropical, Las Antillas, Venezuela y Oceanía (Cuba, MINAGRI, 1998). En Cuba, el género Xanthosoma es el de mayor importancia en la preferencia de la población con relación a otros de las aráceas comestibles. Su producción ha aumentado en los últimos años en detrimento de las áreas de Colocasia sobre todo porque esta última requiere un mayor gasto de agua. Los valores nutricionales y su fácil cocción unidas a sus cualidades digestivas, hacen de las especies del género Xanthosoma, un producto de alta demanda en el mercado nacional, así como, en la dieta de hospitales, hogares de ancianos y círculos infantiles, es por ello que el Ministerio de la Agricultura, plantea obtener un aumento significativo en la producción de este cultivo en los próximos años, con la finalidad de satisfacer las demandas crecientes del mismo (Cuba, MINAGRI, 1998). Para lograr una recuperación de la producción de este renglón alimenticio es necesario fortalecer un aspecto importante como es el mejoramiento genético del cultivo, para lo cual es necesario contar con un banco de germoplasma que garantice la clasificación y conservación de los recursos fitogenéticos los cuales representan la fuente de variabilidad que facilitará los programas de mejoramiento. Los bancos de germoplasma constituyen una acumulación de material genético mediante la introducción de plantas de una zona, región o país, con el objetivo de enriquecer la fuente genética para trabajos de mejoramiento, ellos facilitan los procesos de cruzamiento, selección, evaluación y multiplicación de materiales, de manera integral y de gran beneficio para el desarrollo agrícola de un país (Gómez 1983). El Plan de Acción Mundial para la Conservación y la Utilización Sostenible de los Recursos Fitogenéticos tiene entre las actividades prioritarias la conservación y mejoramiento in situ, la conservación ex situ y dentro de las actividades destinadas a mejorar la utilización de los recursos fitogenéticos, está el incremento de los estudios sobre caracterización, evaluación y la formación de colecciones núcleos, ya que son importantes para el ordenamiento eficaz y global de las colecciones y permiten a los usuarios tener una respuesta rápida a sus necesidades informativas (FAO, 1996b).

Caracterización de la variabilidad………….

3

A nivel mundial se han realizado varios intentos de clasificación e identificación del germoplasma de malanga, uno de los primeros realizado en Cuba fue el desarrollado por Roig (1913) el que logró identificar diferentes clones de Xanthosoma y Colocasia. Varios autores hacen énfasis en que no está clara la posición taxonómica de las especies cultivadas de Xanthosoma, aunque se han reconocido cuatro: X. atrovirens Koch y Bouché , X. caracu Koch y Bouché, X. nigrum (X. violaceum Schott ) y X. sagittifolium Schott; Hay algunos cultivares que no son asignables a ninguna de éstas; sin embargo, casi todos los autores consultados (León, 1979; Gómez, 1983; León, 1987; Purseglove, 1988; Giacometti y León, 1994) coinciden en que para Xanthosoma es preferible hablar de clones del género y agrupar la mayoría en una especie polimórfica, Xanthosoma sagittifolium, en razón de las deficiencias de la clasificación existente, hasta que una revisión moderna del género, aclare la situación taxonómica de la especie mencionada. Los recursos genéticos en Cuba reciben una especial atención y entre ellos se encuentran las raíces y tubérculos tropicales, por el significativo papel que desempeñan en la alimentación de la población (Milián et al., 1993b). En el Instituto de Investigaciones en Viandas Tropicales (INIVIT) se mantiene desde 1967, una colección de clones de malanga del género Xanthosoma procedentes de prospecciones, de introducciones y del programa de mejoramiento genético del cultivo. En esta colección se han desarrollado estudios morfológicos, que han permitido la caracterización y evaluación preliminar del germoplasma (Milián et al., 1993a; Milián et al., 1993b). Estos resultados han demostrado que existen grandes diferencias entre clones de una misma especie y similitud entre clones de especies diferentes (Milián et al., 1998), por lo que deben ser ampliados y complementados con el empleo de análisis citogenéticos y genético-bioquímicos que ayuden a dilucidar la situación taxonómica del género. Por otra parte resulta necesario mejorar la estructura de clones en este cultivo y seleccionar cultivares más rústicos y resistentes al ataque de plagas y enfermedades. En este contexto, es de gran importancia el estudio detallado de los recursos fitogenéticos del género Xanthosoma disponibles en el país. Teniendo en cuenta los antecedentes y las recomendaciones de otros autores, el presente trabajo se ha trazado los siguientes objetivos: ♦ Realizar el estudio citogenético de la colección cubana del género Xanthosoma. ♦ Seleccionar los caracteres morfoagronómicos más importantes para la evaluación de los clones. ♦ Establecer las afinidades genéticas entre los clones mediante los análisis isoenzimáticos.

4

Caracterización de la variabilidad………….

II. MATERIALES Y MÉTODOS II.1. MATERIAL VEGETAL El trabajo se desarrolló en el Banco de Germoplasma de Aráceas del Instituto de Investigaciones en Viandas Tropicales (INIVIT), ubicado en el municipio de Santo Domingo, provincia de Villa Clara, Cuba. La colección se plantó, de acuerdo a un Diseño Completamente Aleatorizado, en el mes de abril, durante los años 1994 a 1999 sobre un suelo Pardo sialítico con carbonatos (Cuba, MINAG, 1995; Hernández et al., 1995) y se aplicaron las normas de cultivo recomendadas en el Instructivo Técnico para la Malanga (Ministerio de la Agricultura, 1984). Se analizaron 71 clones pertenecientes a la colección nacional de malanga del género Xanthosoma (Tabla 1). Los clones se conservan ex situ: en condiciones de campo e in vitro, 56 de ellos son cubanos y 15 corresponden a introducciones foráneas (Milián et al., 1993b). Como material de reproducción se utilizaron fracciones de cormos en el área objeto de evaluación, los cuales se plantaron a una distancia de 0,90m x 0.35m. Las parcelas estuvieron separadas a 1,80m de camellón y 1m de narigón. Para realizar las evaluaciones, los clones se mantuvieron en el campo, en parcelas de 5m de largo con 5 surcos de 20 plantas cada uno, de ellos se evaluaron los tres surcos centrales (60 plantas) y se tomaron al azar 10 plantas para realizar la evaluación estadística. Para la caracterización de los clones, estos han sido divididos, atendiendo al color de la masa de cormos y cormelos, en tres grupos Blanco, Amarillo y Morado. En el primero se incluyen los clones de masa blanca y los de masa crema. Tabla 1. Clones pertenecientes a la colección nacional de malanga del género Xanthosoma No. N.Introd. Clones

Color de la masa (Grupo – Número)*

Nomenclat.

Procedencia

1

1471

Blanca –6

Blanco cremoso (B-1)

B-6

Cuba

2

1478

Americana

Blanco cremoso (B-2)

A

Cuba

3

1481

Morada –6

Morado claro (M-1)

M-6

Cuba

4

1466

Encintada

Amarillo (A-1)

Enc

Cuba

5

1436

Blanca –3

Blanco cremoso (B-3)

B-3

Cuba

6

1475

De Seda

Amarillo (A-2)

DS

Cuba

7

1474

Blanca Morada

Blanco rosado (B-4)

ADA

Cuba

8

1428

Ceniza

Morado (M-2)

Cz

Cuba

5

Caracterización de la variabilidad………….

Continuación... Tabla 1. 9

1443

Amarilla-1

Amarillo naranja (A-3)

A-1

Cuba

10 1445

Blanca- 4

Blanco cremoso (B-5)

B-4

Cuba

11 1435

Morada –3

Morado (M-3)

M-3

Cuba

12 1457

Blanca –5

Blanco cremoso (B-6)

B-5

Cuba

13 1490

Blanca –9

Blanco cremoso (B-7)

B-9

Cuba

14 1470

Morada –5

Morado claro (M-4)

M-5

Cuba

15 1482

Blanca –7

Blanco cremoso (B-8)

B-7

Cuba

16 1464

Amarilla -2

Amarillo (A-4)

A-2

Cuba

17 1422

Blanca –1

Blanco cremoso (B-9)

B-1

Cuba

18 1421

Morada –2

Morado (M-5)

M-2

Cuba

19 1427

Tricolor

Blanco cremoso (B-10)

T

Cuba

20 1460

Morada Ceniza

Blanco cremoso (B-11)

MCz

Cuba

21 1437

Picante

Blanco cremoso (B-12)

P

Cuba

22 1480

Chopo Amarillo

Amarillo (A-5)

ChA

Cuba

23 1450

Morada –4

Morado (M-6)

M-4

Cuba

24 1446

Sergio Cuarentena

Blanco rosado (M-7)

SC

Cuba

25 1486

Blanca –8

Blanco (B-13)

B-8

Cuba

26 1485

Morada –7

Morado claro (B-8)

M-7

Cuba

27 1244

Stoupan

Blanco (B-14)

St

Guadaloupe

28 1242

Amarilla Criolla-1

Blanco rosado (A-1)

AC-1

Cuba

29 1243

Amarilla

Amarillo (A-7)

A

Cuba

30 1255

Amarilla Ceniza

Amarillo naranja (A-8)

ACz

Cuba

31 1238

Amarilla Especial

Amarillo naranja (A-9)

AE

Cuba

32 1232

Amarilla Criolla

Amarillo naranja(A-10)

AC

Cuba

33 1261

Amarilla Especial- Amarillo (A-11) 4

AE-4

Cuba

34 1245

Belembe

Amarillo claro (A-12)

B

Guadaloupe

35 1239

Javánica

Blanco cremoso (B-15)

J

Cuba

36 1229

Amarilla Trinidad

Amarillo (A-13)

AT

Trin. Tobago

6

Caracterización de la variabilidad………….

Continuación... Tabla 1. 37

1249

Morada1727

Rosado (M-9)

M1727

Cuba

38

1250

México-1

Blanco rosado (M-10)

Mj-1

México

39

1251

México-27

Morado claro (M-11)

Mj -27

México

40

1252

México-16

Morado claro (M-12)

Mj -16

México

41

1236

Jardín

Morado claro (M-13)

Jd

Cuba

42

1253

México-2

Morado claro (M-14)

Mj-2

México

43

1230

Riza

Blanco (B-16)

R

Cuba

44

1262

Blanca Baracoa

Blanco (B-17)

BB

Cuba

45

1265

Cuarentena

Morado claro (M-15)

Cuarent

Saot. y Príncipe

46

1231

Blanca

Blanco (B-18)

Bca

Cuba

47

1256

Blanqui-Morada

Blanco rosado (B-19)

BqM

Cuba

48

1263

México 8

Rosado (M-16)

Mj-8

México

49

1241

Blanca Venegas

Blanco (B-20)

BV

Cuba

50

1264

Morada de México

Morado claro (M-17)

MMj

México

51

1237

Macal

Morado (M-18)

Macal

México

52

1246

Viequera

Blanco cremoso (B-21)

V

Puerto Rico

53

1233

Morada

Morado claro ( M-19)

M

Cuba

54

1257

Morada-1

Morado (M-20)

M-1

Cuba

55

1254

México-3

Morado claro (M-21)

M-3

México

56

1247

Blanca Mutación

Blanco cremoso (B-22)

BM

Cuba

57

1234

Japonesa

Rosado (M-22)

Jap

Indonesia

58

1240

Macal Sport

Blanco (B-23)

MS

Cuba

59

1235

Rosada

Blanco rosado (M-23)

Ros

Cuba

60

1248

Blanca Pinar del Blanco cremoso (B-24) Río

BPR

Cuba

61

1266

Cuarentena –1

Blanco rosado (M-24)

Cuarent-1

Saot. y Príncipe

62

1259

Blanca Selección

Blanco cremoso (B-25)

BS

Cuba

63

1258

Morada 1726

Morado claro (M-25)

M-1726

Cuba

Continuación... Tabla 1.

7

Caracterización de la variabilidad………….

64

1267

Batabala blanca

Blanco cremoso (B-26)

MB

Saot. y Príncipe

65

1610

Morada –8

Morado claro (M-26)

M-8

Cuba

66

904

INIVIT-84

Morado claro (M-27)

INV-84

Cuba

67

1433

Blanca –2

Blanco (B-27)

B-2

Cuba

68

905

Morada Cabaiguan

Morado claro (M-28)

MCab

Cuba

69

906

Amarilla Riza

Blanco rosado (B-28)

AR

Cuba

70

1594

Blanca –10

Blanco (B-29)

B-10

Cuba

71

1593

Morada Jibacoa

Morado claro (M-29)

MJib

Cuba

* La información entre paréntesis de la cuarta columna, corresponde al número de orden de los clones dentro de cada grupo. II.2. CARACTERIZACIÓN CITOGENÉTICA Para realizar el análisis del cariotipo se colocaron cinco cormos de cada clon en bolsas de polietileno en condiciones de humedad. Cuando brotaron las raíces se tomaron aquellas que tenían aproximadamente 1 cm de longitud y que no presentaban deformación. Esto se realizó en las primeras horas de la mañana que es cuando hay una mayor división celular. Dichas raíces se sometieron a un pretratamiento con 8 Hidroxiquinolina (0.02%) durante 1,2 y 3 horas para seleccionar la mejor variante. Posteriormente se procedió a la fijación del material usando una mezcla de etanol absoluto y ácido acético glacial a la proporción 3:1 de 4 a 7 días. Seguido a esto se lavaron con agua destilada para eliminar los restos del fijador y proceder a la hidrólisis, la cual se realizó con HCl 1N a 60oC durante 10, 15, 20 minutos, a continuación se volvió a lavar con agua, esta vez para eliminar los restos del ácido y se sometieron a tinciones como Hematoxilina de Gomory a 60oC durante 2,3 y 4 horas. Una vez culminada la tinción se colocaron los ápices en porta objetos, añadiéndole una gota de ácido acético al 45%, se colocó el cubre objeto y se flameó la preparación sobre un mechero de alcohol. Posteriormente se realizó el squash. Se observaron y contaron los cromosomas de 20 células por clon en un microscopio óptico, marca Leitz, modelo Ortholux con cámara fotográfica acoplada modelo Orthomat. Los cariotipos fueron fotografiadas con un objetivo 100x y la lente de la cámara con un ocular de 10x. II. 3. ANALISIS MORFOAGRONOMICO Milián et al. (1993a y 1993b) utilizaron un total de 58 descriptores para caracterizar los clones de la colección cubana. Sobre la base de estos estudios se seleccionaron los 36 descriptores que mostraron la mayor variabilidad para ser utilizados en este trabajo. De estos 36 descriptores, 21 fueron reportados por el IBPGR (1989), con modificaciones o enriquecimiento en 12 de ellos(1). Se incluyeron además, 8 nuevos descriptores(2) (Tabla 2).

8

Caracterización de la variabilidad………….

La cosecha final se realizó a los 11 meses y se utilizaron las evaluaciones de seis años consecutivos. Para una mejor comprensión por parte de los mejoradores, los productores y los demás usuarios del germoplasma, se utilizan en el texto los términos: cormo para hacer referencia al rizoma tuberoso principal y cormelo para los tubérculos secundarios. Tabla 2. Variables utilizadas para la caracterización morfoagronómica de los clones del género Xanthosoma, según Lista de descriptores (Milián et al. 1993a). Caracteres cuantitativos

Nomen .

Altura de la planta ALPL (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a)(1)

Separación de los SELB lóbulos basales (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a)

Modalidad 1.

muy baja (150 cm)

0. 1. 2. 3. 4.

Longitud del pecíolo LOPE (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a)

1. 2. 3. 4. 5.

Ancho de la arista ANAR (García, 1990; Milián et al., 1993a)(2)

1. 2. 3.

Momento de evaluación a los 180 días de plantada

no presenta separación a los 180 días de plantada pequeña ( 1 cm) mixta (unos lóbulos separados otros no) muy corto (< 35 cm) corto (36-55 cm) medio (56-100 cm) largo (101-150cm) muy largo (>150cm)

a los 180 días de plantada

estrecha (1cm)

a los 180 días de plantada

Continuación... Tabla 2. Ancho

de

la

hoja ANHO

1.

muy estrecha (40cm)

plantada

muy corta (50cm)

a los 180 días de plantada

2.

bajo (4)

2. 3. 4. 5.

Longitud de la hoja LOHO (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a)

1. 2. 3. 4. 5.

Número de cormos/ NRCO planta (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a)

1.

Número de cormelos/ NCOR planta (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a)

1.

Distancia internerval de DIIN la hoja (García, 1990; Milián et al., 1993a)(2)

1.

Relación Largo/Ancho RLAH de la hoja (García, 1990; Milián et al., 1993a) (2) Relación longitud de la RLHP hoja/ longitud del pecíolo (García, 1990; Milián et al., 1993a) (2) Relación longitud del LPHA pecíolo/ Ancho de la hoja (García, 1990; Milián et al., 1993a) (2)

bajo (8)

a los 360 días de plantada

a los 180 días de plantada

3.

corta (4 cm)

1.

baja (1)

1.

baja ( 0.48)

1.

baja (2.6)

1.

ninguno (0)

2. 3.

2.

a los 180 días de plantada

a los 180 días de plantada

Continuación... Tabla 2. Número

de

hijos NROH

a los 360 días de

10

Caracterización de la variabilidad………….

(IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a) (1)

plantada

2.

poco (1-2)

3.

medio (3-5)

4.

alto (6-10)

5.

muy alto (>10)

1.

bajo (10%)

1.

bajo (18%)

Porcentaje de Materia PMSL Seca en los cormelos (García, 1990; Milián et al., 1993a) (1)

1.

bajo (25%)

Contenido de Almidón COAL IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a) (1)

1.

bajo (25%)

Porcentaje de Materia PMSF Seca en el follaje (Milián et al., 1993a) (2) Porcentaje de Materia PMSC Seca en los cormos (García, 1990; Milián et al., 1993a) (1)

a los 360 días de plantada.

a los 360 días de plantada.

a los 360 días de plantada.

a los 360 días de plantada.

Continuación... Tabla 2.

Caracteres cualitativos Nomen. Número de cromosomas NRCR

Continuación... Tabla 2.

Modalidad 1.

26 cromosomas

2.

24 cromosomas

Momento de evaluación Raíces en metafase mitótica

11

Caracterización de la variabilidad………….

Hábito de crecimiento HACR (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a) (1)

Inserción del pecíolo en IPLH la lámina de la hoja (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a) (1) Orientación de la lámina ORLM (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a) (1) Margen de la hoja MAHO (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a)

1.

acaulescente cerrado

2.

acaulescente semicerrado

3.

acaulescente abierto

4.

erecto superficial cerrado

5.

erecto superficial semicerrado

6.

erecto superficial abierto

7.

Reclinado superficial cerrado

8.

Reclinado superficial semicerrado

9.

Reclinado superficial abierto

1.

peltada

2.

subpeltada

3.

no peltada o sagitada

1.

erecta

2.

inclinada

3.

horizontal

1.

entero liso

3. lobulado

2.

entero ondulado

4. dividido

Forma de la hoja FOHO (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a) Color de las nervaduras CNHA por el haz (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a) (1)

a los 180 días de plantada

a los 180 días de plantada

sin lóbulo basal

a los 180 días de plantada a los 180 días de plantada

hastada sagitada 1.

verde

5.morado

2.

verde claro

a los 180 días de 6.morado verdoso plantada

3.

verde oscuro

7.morado oscuro

4.

verde morado

8.policromado 9.otro

Continuación... Tabla 2.

a los 180 días de plantada

12

Caracterización de la variabilidad………….

Color de las nervaduras CNEN por el envés (IBPGR, 1989; Milián et al., 1993a) (1)

1.

verde

5.morado

2.

verde claro

6.morado verdoso

3.

verde oscuro

7.morado oscuro

4.

verde morado

8.policromado

a los 180 días de plantada

9.otro Color del pecíolo COPE (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a) Color de la parte basal CPBP pecíolo (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a) (1)

1.

verde

5. morado

2.

verde claro

6. morado verdoso

3.

verde oscuro

7. morado oscuro

4.

verde morado

8. policromado

1.

blanco

2.

blanco verdoso 6. amarillo rosáceo

3.

verde

7. amarillo verdoso

4.

verde claro

8. rojo

5. rosado

a los 180 días de plantada

a los 180 días de plantada

9. morado Color de la arista del COAP pecíolo (García, 1990; Milián et al., 1993a) (1) Presencia de cera en el PCPE pecíolo (García, 1990; Milián et al., 1993a) (2)

Color de la hoja por el COHO haz (IBPGR, 1989; García, 1990; et al., 1993a)

Continuación... Tabla 2.

1.

verde

3. morado

2.

rosado

4. morado oscuro

1.

ninguna

2.

escasa

3.

media

4.

abundante

1.

verde

2.

verde claro

3.

verde oscuro

4.

verde oscuro c/borde morado

a los 180 días de plantada a los 180 días de plantada

a los 180 días de plantada

13

Caracterización de la variabilidad………….

Color de la epidermis de CECC cormos y cormelos (García, 1990; Milián et al., 1993a) Color de las yemas de CYCC cormos y cormelos (García, 1990; Milián et al., 1993a) (2)

a los 360 días de plantada

1.

castaño claro

2.

castaño oscuro

1.

blanco

2.

blanco oscuro

3.

blanco amarillento7. rosado oscuro

4.

amarillo

5. amarillo rojizo a los 360 días de plantada. 6. rosado 8. rojo 9. morado

Color de la masa de CMCC cormos y cormelos (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a)

Forma de los cormos y FRCC cormelos (IBPGR, 1989; García, 1990; Milián et al., 1993a) Floración (García, 1990; FLOR Milián et al., 1993a)

1.

5. amarillo naranja a los 360 días de plantada. blanco cremoso 6. rosado

2.

blanco rosado

7. rojo claro

3.

amarillo

8 morado

4.

amarillo claro

9 morado claro

1.

cónico

2.

cilíndrico

3.

clíptico

1.

ninguna

2.

baja (< 5% de plantas florecidas)

0. blanco

3.

4.

5.

Porción masculina de la POMI inflorescencia (García, 1990; Milián et al., 1993a)

a los 360 días de plantada.

Después de los seis meses

media (entre 5- 15% plantas florecidas) alta (entre 15-20% plantas florecidas) Muy alta (> 30% plantas florecidas)

1. no hay flores 2. encerrada

Después de los seis meses

3. expuesta

Se calculó la frecuencia absoluta de valores de cada carácter los cuales fueron expresados en porcentaje (%). Con los 36 descriptores señalados se realizó un análisis de Componentes Principales a partir de una matríz de correlaciones de Spearman entre las variables cualitativas y cuantitativas (Linares, 1988),

Caracterización de la variabilidad………….

14

empleando el sistema Statistica, versión 5. Para seleccionar las correlaciones significativas se tuvo en cuenta la probabilidad de p 1,0 cm). Su coloración es morada en la mayoría de los clones (73,2%), aunque también aparecen algunos con la arista verde (7,0%), rosada (15,4%) o morado oscuro (4,2%). El pecíolo también se caracteriza por presentar cera en su superficie. En más de la mitad de los clones, ésta es abundante, o sea, cubre todo el pecíolo (54,9%), en otros cubre sólo sus dos terceras partes (23,9%), o cubre solo 1/3 (18,3%) y un pequeño grupo(2,8%) no presenta cera. En el presente trabajo se ha encontrado un 42.2% de clones con cormos y cormelos cilíndricos, 39.4% cónicos y 18.3% con cormos y cormelos elipsoidales, lo que coincide con López et al. (1995) cuando plantea que el cormo, el cual para la planta es una reserva de nutrientes y agua, y los tubérculos o cormelos que se forman del cormo y constituyen la parte comestible de mayor calidad, son la parte útil de la planta y que su forma varía según el clon, entre cilíndrico, elipsoidal o cónico y se ramifica en cormelos laterales. La mayoría de los clones evaluados tienen la pulpa o masa de cormos y cormelos con tonalidades entre el blanco y el blanco rosado (47.8%), el 35.1% son interiormente entre rosado claro y morado; mientras que sólo el 16.8% presentan tonalidades amarillas en la pulpa de sus cormos y cormelos lo que coincide con López et al. (1995) cuando plantea que el color de la pulpa en clones Xanthosoma es por lo general blanca pero que puede ser amarilla o morada. La coloración de las yemas también es un carácter que distingue a los clones dentro del género. Según López et al. (1995) las cicatrices foliares en la malanga forman un anillo completo en torno al cormo; en cada vaina sucesiva se distingue una yema cada vez más pequeña pero siempre presente. En su mayoría, los clones presentan las yemas de sus cormos y cormelos, con una gran variabilidad en su coloración, aunque predominan las tonalidades rosadas, rojas o moradas y amarillas (47.9%). Está demostrado que el cormo desempeña una función muy importante en el desarrollo de la planta, por las reservas energéticas que contienen. Además, en las especies de Xanthosoma la propagación se realiza fundamentalmente, por medio de secciones o pedazos del cormo primario (López et al., 1995) y los cormelos son la parte comestible de mayor calidad aunque también pueden ser usados

Caracterización de la variabilidad………….

23

como material de propagación (León, 1987) especialmente en los clones de masa amarilla. En esta colección casi todos los clones producen entre dos y cuatro cormos (77.5%) y pocos cormelos (>4) (56.3%); sin embargo, hay un 43,6% de clones que producen más de cuatro cormelos por planta y dentro de éstos, un 7% produce más de ocho, lo que supone la presencia de genotipos de gran valor para los programas de mejoramiento o la introducción directa en condiciones de producción. En cuanto a su coloración la mayoría de los clones tienen cormos y cormelos con epidermis de color castaño oscuro (80.2%) lo que coincide con observaciones realizadas por López et al. (1995). Los clones mostraron un contenido de materia seca en el follaje, relativamente bajo debido a que la evaluación se realizó a los 360 días de plantada. La mayoría presentó entre el 6 y el 10% destacándose los clones ‘Morada 2’ y ‘Morada 3’ con los valores más elevados (10, 11 y 10, 28% respectivamente) lo que indica que estos clones tienen un ciclo más largo y ‘Belembe’ con el porcentaje más bajo (5.57%). La materia seca en el follaje comienza a declinar a partir del máximo desarrollo foliar probablemente a causa del traslado de las sustancias de reserva de estos órganos hacia los cormos que crecen con rapidez a medida que decrece la materia seca en el follaje (López et al. (1995); de ahí la importancia del momento en que se han realizado estas evaluaciones. El momento de la evaluación de la materia seca (%) en los cormos y los cormelos, también se hizo coincidir con la cosecha donde precisamente se presentan los niveles más elevados; se detectó la presencia de un alto contenido en la totalidad de los clones el que oscila entre 15 y 35% en los cormos y entre 21y 40% en los cormelos. Se observó, además, una tendencia en los clones de masa amarilla a presentar los valores más altos en correspondencia con el nivel de materia seca del follaje de la planta madre y el de los cormos totales por plantón, lo que coincide con López et al. (1995). Las especies de Xanthosoma comestibles tienen un contenido apreciable de almidón en sus cormos y cormelos, el que está en dependencia del porcentaje de peso seco de cada sección y varía según la especie y las condiciones del cultivo. Sus granos esféricos, de tamaño pequeño y uniforme, unido al contenido de vitaminas y minerales hacen que esta planta sea una fuente de alimentos nutritivos y de alta digestibilidad (López et al, 1995). El alto contenido de almidón en algunos clones facilita su uso industrial (Piedrahita, 1979). Los resultados de la Tabla 4 muestran un 19,7% de los clones con un porcentaje de almidón en sus cormos y cormelos por encima del 15%, independientemente de la especie. No todos los clones florecen en las condiciones climáticas de Cuba; en el período de evaluación donde las temperaturas estuvieron por encima de los 25oC solo lo hizo el 5,6%. Según López et al. (1995) para que se produzca la floración se requieren de temperaturas medias inferiores a este valor cuando las plantas tienen entre 8 y 10 meses de plantadas. Este autor plantea además, que la floración en Xanthosoma es muy característica; en la inflorescencia, las flores masculinas se presentan en la parte superior, las estériles en el centro y en la parte inferior las femeninas. Como se pudo apreciar, el análisis de frecuencia de aparición de los caracteres, los clones muestran una gran diversidad (Tabla 4), lo que puede estar dado por sus diferencias en la procedencia geográfica y por considerarse Cuba, sino dentro del centro de origen del cultivo, como un centro de dispersión secundaria. En la Tabla 5 se muestran las correlaciones existentes entre los 13 caracteres analizados para el grupo Blanco, de las cuales seis fueron significativas. Caracteres como el color de la hoja, color del

24

Caracterización de la variabilidad………….

pecíolo, presencia de cera en el pecíolo, porcentaje de materia en los cormos y los cormelos, color de la parte basal del pecíolo y la separación de los lóbulos basales estuvieron involucrados en la correlaciones significativas obtenidas. El carácter porcentaje de materia seca en cormos se correlaciona positivamente con el color de las yemas de los cormos y cormelos y con la separación de los lóbulos basales de las hojas; el porcentaje de materia seca en cormelos, con el color de la parte basal de pecíolo y con la presencia de cera en el pecíolo, lo que significa que los clones con alto contenido de materia seca en los cormos (%) tendrán una coloración rosado oscuro, rojo o morado en las yemas de sus cormos o cormelos y mayor separación de los lóbulos basales. Como el porcentaje de materia seca en los cormos se correlaciona positivamente con el de los cormelos, se puede afirmar que los clones con alto contenido en los primeros, lo tendrán también en los segundos y presentarán coloraciones amarillo verdoso, rojo o morado en la parte basal del pecíolo y abundante cera a lo largo de éste. Lo anterior confirma la importancia de este descriptor ya que permite utilizarlo como criterio de selección en los programas de mejoramiento genético en este cultivo, permitiendo pronosticar el comportamiento de atributos de calidad, como el contenido de materia seca, antes del momento de la cosecha lo cual en Xanthosoma es doblemente importante dado su prolongado ciclo. En el grupo Blanco, los resultados de los análisis de Componentes Principales se presentan en la Tabla 6. Con tres componentes se explica el 53,88% de la variación total. Las variables más importantes para la caracterización de los clones para los tres componentes fueron: C1: porcentaje de materia seca en cormos (PMSC ) y en (COPE ) y de la hoja (COHO );

cormelos (MSCL), color

del pecíolo

C2: separación de los lóbulos (SELB) y el color de las yemas (CYCC); C3: el color de la base del pecíolo (CPBP). Los caracteres cualitativos relacionados con el pecíolo son, en este grupo, los que más aportan a la variabilidad de los clones; el color de las yemas también es importante. Estos caracteres están poco influenciados por el ambiente y están determinados por pocos genes lo que los hace más estables y por tanto más útiles en la caracterización de los clones. El porcentaje de materia seca en los cormelos tuvo un alto valor en la diferenciación de los clones, esto puede estar determinado por los diferentes calibres que presentan los cormelos ya que, según Rodríguez Manzano (1998), el contenido de materia seca varía con el calibre y con los diferentes orígenes de los cormelos, los últimos en madurar son los cormelos terciarios. En los cormos este carácter es más estable y es también importante en la diferenciación de los clones, lo mismo que la separación de los lóbulos basales en las hojas.

Tabla 6. Autovalores, % acumulados y matríz de autovectores en el análisis de Componentes Principales de las variables cualitativas y cuantitativas en los clones del grupo Blanco.

25

Caracterización de la variabilidad………….

Autovalores % de varianza total % de varianza acumulativa Valores de los vectores propios SELB LOPE NROH PMSC PMSL NRCR COPE CPBP COAP PCPE COHO CYCC CMCC

Componentes Principales C1 C2 3.45 2.42 24.67 17.34 24.67 42.01 C1 0.024908 0.223635 0.246809 0.601858* 0.918795* 0.249639 -0.884653* 0.218807 -0.388519 0.632144* -0.725895* -0.210017 -0.159190

C3 1.66 11.86 53.88

C2 0.823751* 0.523016 -0.414577 0.392328 -0.201549 0.071189 -0.002932 -0.370861 0.464272 -0.333648 -0.122352 -0.671318* -0.310403

C3 0.059223 -0.181308 0.158145 -0.409693 0.017316 -0.547838 -0.285607 -0.718346* -0.357873 -0.262426 -0.198132 0.107742 -0.085413

En la Figura 4 se distinguen claramente dos grupos: El grupo I está integrado por el clon ‘Picante’, el cual, aunque sus cormos tienen una coloración interior crema, el resto de sus características morfológicas son completamente diferente a los demás clones del grupo Blanco ya que no produce cormelos, sus hojas son de color verde intenso con el ápice en posición vertical punteando hacia arriba y venas prominentes, descripción que coincide con la realizada por León (1987) y López (1970) para especies del género Alocasia. El grupo II quedó formado por todos los clones que tienen los colores blanco o crema en la masa de sus cormos y cormelos y en los cuales la mayoría de los caracteres analizados se comportan de manera similar, sólo la separación de los lóbulos basales de las hojas en los clones ‘Macal Sport’ (2,12 cm), ‘Stoupan’ (0,52 cm) y ‘Javánica’ (0,76 cm) los hizo alejarse levemente en el eje Y. Este análisis descarta la posibilidad de separar los clones de pulpa o masa blanca de los de pulpa crema en dos grupos o especies diferentes, aunque en el caso del clon ‘Picante’ dada sus características diferenciales, este análisis debe complementarse con estudios isoenzimáticos. Los clones ‘Blanqui morada’, ‘Blanca morada’ y ‘Morada ceniza’, aunque presentan color blanco rosado de la masa de cormos y de cormelos, se propone su inclusión en el grupo Morado por su número de cromosomas (2n=24), por presentar el pecíolo de color verde, la arista de color morado y las yemas de color rosado.

omponente 2

3.5

II

2.5

23

I 1.5

17

12

3 21

16

Caracterización de la variabilidad………….

26

Figura 4. Agrupamientos formados a partir del análisis de Componentes Principales en el grupo Blanco. De las correlaciones existentes entre los 12 caracteres analizados para el grupo Amarillo, cinco fueron significativas (Tabla 7). El carácter porcentaje de materia seca en cormelos, como componente del rendimiento, está correlacionado con la presencia de cera en el pecíolo y éste a su vez, con el color de la yemas de los cormos y los cormelos lo que significa que en la malangas amarillas la presencia de abundante cera a lo largo del pecíolo indica que los cormelos presentan un alto porcentaje de materia seca Los clones de este grupo generalmente presentan abundante cera en le pecíolo y también los más altos valores de materia seca en cormos y cormelos, en comparación con el resto de los clones estudiados. En el grupo Amarillo, con tres componentes se explica el 68,59 % de la variabilidad total (Tabla 8). Las variables que más aportaron para la diferenciación de los clones fueron: C1: Presencia de cera (PCPE), color de la hoja (COHO), color de la arista del pecíolo (COAP). C2: Número de hijos (NROH), color del pecíolo (COPE). C3: % de materia seca en cormos (PMSC) y color de las yemas (CYCC).

27

Caracterización de la variabilidad………….

Tabla 8. Autovalores, % acumulados y matríz de autovectores en el análisis de Componentes Principales de las variables analizadas en los clones del grupo Amarillo. Componentes Principales C1 C2 Autovalores 3.28 % de varianza total 27.33 % de varianza acumulativa 27.33 Valores de los vectores propios C1 SELB -0.335713 LOPE 0.565461 NROH -0.018989 PMSC -0.273212 PMSL 0.566390 COPE 0.431320 CPBP 0.513204 COAP 0.653479* PCPE 0.753228* COHO 0.680160* CYCC 0.552181 CMCC -0.490663

C3 2.97 24.81 52.15

1.97 16.43 68.59

C2 -0.109760 -0.573989 0.791256* 0.392285 0.580309 -0.711273* 0.535935 -0.559069 0.534036 0.129932 0.209520 0.260861

C3 0.174695 -0.236150 -0.300806 -0.818692* 0.184754 -0.464815 -0.522619 -0.187021 0.127299 -0.131717 0.725592* -0.085811

El carácter presencia de cera en el pecíolo, es uno de los que más contribuyó a la variabilidad en el Componente C1. Según Milián et al. (1993b) en el grupo Amarillo, éste es un carácter importante a la hora de diferenciar los clones ya que, a pesar de que la mayoría de los mismos presentan abundante cera a lo largo del pecíolo, existen diferencias entre ellos. El número de hijos también es un carácter altamente valorado en la distinción de los clones ya que, dentro de las especies de Xanthosoma comestibles, este grupo es el que mayor ahijamiento presenta, carácter en el que, según Rodríguez Nodals (1979), se asemejan al género Colocasia. También, la coloración del pecíolo mostró importancia con su contribución en el Componente C2, lo que sugiere valorarlo para integrar la Lista de los Descriptores más importantes en Xanthosoma. Este grupo sobresale por los valores más altos de materia seca en cormos y cormelos entre todos los evaluados, sin embargo dentro del propio grupo Amarillo este carácter también evidencia una gran contribución a la variabilidad en el Componente C3. La Figura 5 muestra la presencia de cuatro agrupamientos. Como se puede apreciar los clones están bastante dispersos. En el grupo I se incluye el clon ‘Belembe’ que, aunque comparte la similitud de algunos caracteres con el clon ‘Chopo amarillo’, es diferente de éste y del resto de los clones en cualidades como el color del pecíolo, color de la arista y de la base del pecíolo, color de las yemas, presencia de cera, número de hijos, color de la masa, color de las nervaduras por el envés de las hojas, altura de la planta y tiene la característica muy distintiva de presentar hojas trilobuladas con el ápice de los lóbulos punteando hacia arriba.

28

Caracterización de la variabilidad………….

Componente 2

2.0 9

1.5 1.0

8

III 10

4

11

0.5

7 3

II

0.0

6

-0.5 -1.0

5

I

IV

1 13

12

-1.5 2

-2.0 -2.5

-1.5

-0.5

0.5

1.5

2.5

3.5

Componente 1 Figura 5. Agrupamientos formados a partir del análisis de Componentes Principales en el grupo Amarillo. El grupo II está compuesto solamente por el clon ‘Chopo amarillo’, el cual también tiene características que lo hacen alejarse del resto, como el color blanco el la base del pecíolo y un escaso contenido de cera cubriendo solo un tercio del mismo. En el grupo III se incluyen la mayoría de los clones, es el grupo más heterogéneo; el clon ‘De seda’ se dispersa del resto por tener el pecíolo de color verde morado con la base blanco verdoso y la arista de color morado, la cera cubriendo solo las dos terceras partes del pecíolo, poco ahijamiento y un bajo contenido de materia seca en los cormos (19,8%). El clon ‘Amarilla Trinidad’ es el único integrante del grupo IV. Este clon, aunque presenta una coloración amarilla en la pulpa de sus cormos y cormelos, el resto de sus características difieren de manera considerable de los demás clones de masa amarilla. En el grupo Morado, existen ocho correlaciones significativas, dos de ellas negativas (Tabla 9). Varios caracteres del follaje se correlacionan positivamente, como el color de las hojas y la presencia de cera en el pecíolo, y negativamente como la separación de los lóbulos basales y el color de la parte basal del pecíolo.

Caracterización de la variabilidad………….

29

El color de la masa de cormos y cormelos se correlaciona negativamente con la separación de los lóbulos basales y positivamente con el color de la arista del pecíolo, lo que significa que los clones con una pequeña o nula separación de los lóbulos y una arista de color morado o morado oscuro van a presentar cormos y cormelos con masa de color también morado o morado claro. El porcentaje de materia seca en los cormos se correlaciona positivamente con el color de las yemas directamente, e indirectamente con el color del pecíolo y de su arista, por lo que también pueden utilizarse como criterios de selección. Es decir, que cuando las yemas tienen una coloración roja o morada y el pecíolo presenta tonalidades morado verdoso o morado oscuro, con la arista también de este color, el porcentaje de materia seca en los cormos será mayor. Landa et al. (1996) encontraron correspondencia entre el color de la masa rosada o morada de los cormos y cormelos y el número cromosómico 2n=24 en un grupo de clones de malanga morada, lo que lleva a plantear que la observación del carácter mencionado, puede indicar la existencia de un número cromosómico dado. La matriz de los valores y vectores propios (Tabla 10) muestra los caracteres que más incidieron en el 54.4% de la variabilidad total acumulada hasta el tercer componente en el grupo Morado; los caracteres más importantes en la diferenciación de los clones son: C1: color de la arista del pecíolo (COAP), color de las yemas de cormos y cormelos (CYCC), contenido de materia seca de cormos (PMSC), color del pecíolo (COPE) y color de la pulpa o masa (CMCE) C2: color de la base del pecíolo (CPBP), separación de los lóbulos basales (SELB), presencia de cera en el pecíolo (PCPE) y color de la hoja (COHO) C3: longitud del pecíolo (LOPE). El color de la pulpa o masa de los cormos y cormelos (CMCC) tiene un alto valor en la diferenciación de los clones aún dentro del mismo grupo (Morado), donde se supone que la variación existente sea mínima. El color de la yemas de cormos y cormelos, a pesar de no estar incluido en los descriptores para Xanthosoma del IBPGR (1989), es el segundo en aportar la mayor variabilidad al Componente C1 por lo que se propone incorporarlo al listado de descriptores mínimos. La mayoría de los caracteres seleccionados en los dos primeros componentes son cualitativos, y esto garantiza una mayor estabilidad genética de los clones. Para Poey (1978) y Milián et al (1998), los caracteres cualitativos están determinados por uno o pocos genes, poco afectados por el ambiente, aunque en algunos caracteres su expresión puede verse alterada por la acción de genes modificadores El porcentaje de materia seca en los cormos (PMSC) también tuvo un valor alto en el Componente C1. Este carácter puede ser mucho más estable que el contenido de materia seca en los cormelos; ya que éste último varía según el calibre de los mismos (Rodríguez Manzano, 1998).

30

Caracterización de la variabilidad………….

Tabla 10. Autovalores, porcentajes acumulados y matríz de autovectores en el análisis de Componentes Principales de las variables analizadas en los clones del grupo Morado. Componentes Principales C1 C2 C3 Autovalores 3.17 2.08 % de varianza total 26.45 17.33 % de varianza acumulativa 26.45 43.79 Valores de los vectores propios C1 C2 SELB -0.505400 0.630050* LOPE -0.304918 0.086496 NROH 0.163779 -0.049452 PMSC 0.604502* -0.009087 PMSL -0.306304 -0.219627 COPE 0.605431* 0.410585 CPBP 0.359591 -0.705625* COAP 0.836424* 0.236522 PCPE 0.148543 0.614833* COHO 0.247127 0.695185* CYCC 0.749077* -0.203127 CMCC 0.707323* -0.017710

1.27 10.60 54.40 C3 -0.048932 0.609381* 0.485630 0.458116 -0.326080 0.055267 -0.108920 0.033164 -0.492705 0.128649 -0.183419 -0.195749

. La Figura 6 muestra la distribución de los clones de acuerdo al análisis de Componentes Principales; permite apreciar la formación de tres grupos con la combinación de los caracteres de los Componentes C1 y C2. El grupo I está representado por los clones ‘México 1’, ‘México 8’, ‘Japonesa’, ‘Cuarentena 1’, los cuales presentan las aristas del pecíolo (COAP) de color rosado, las yemas de los cormos y los cormelos (CYCC) de color rosado oscuro, el pecíolo de color verde (COPE) y tiene valores medios en el contenido de materia seca en los cormos (PMSC). Dichos clones fueron introducidos desde México y Saotomé y Príncipe y tienen la pulpa de color blanco rosado o rosado. Los clones ubicados en el grupo II tienen una coloración morada en la arista del pecíolo y conforman el grupo más heterogéneo. Los clones presentaron mayor variabilidad fenotípica, supuestamente atribuible a la acumulación de mutaciones espontáneas en la evolución del género (León, 1987), ya que en él es muy difícil la obtención de semilla botánica (León, 1987; López et al., 1995; Milián et al., 1993a), dado por la rareza y la especial característica que presenta la flor de la malanga (sus óvulos están cubiertos por una sustancia gelatinosa y una bráctea que impiden la autofecundación). Además, en Xanthosoma existe una diferencia de 48 h entre la actividad del polen y la receptividad del óvulo (López et al., 1995).

31

Caracterización de la variabilidad………….

Existen en este grupo seis clones que tiene una coloración en la base del pecíolo diferente del rosado: el clon ‘Morada de México’ y el ‘México-3’ tienen la base del pecíolo de color amarillo verdoso, los clones ‘Morada-8’, ‘INIVIT-84’ y ‘Morada Cabaiguán’ la tienen de color morado y el clon ‘Morada Jibacoa’ tiene el pecíolo con la base de color rojo. La fuerte incidencia del color morado oscuro del pecíolo y de su arista hicieron al clon ‘Jardín’ alejarse en el grupo III; la base del pecíolo es rosada y presenta abundante cera a lo largo del mismo, as hojas son de un color verde intenso con las nervaduras de color morado verdoso por el envés, también sus yemas son de color morado y la masa de los cormos y los cormelos es de color morado claro, aunque en estos caracteres es similar a otros clones. 3

II

15

Componente 2

2

13

I 18

3

14

1

20

19 24

17

9 16

23

0

5 17

4 6 12

10

III

11

25 2

21

8

-1

29

22

27

-2

28

26

-3 -3

-2

-1

0

1

2

3

Componente 1 Figura 6. Agrupamientos formados a partir del análisis de Componentes Principales en el grupo Morado. La Figura 7 muestra el dendrograma obtenido de los clones de la colección cubana de malanga del género Xanthosoma donde se puede apreciar la formación de tres grupos: el I incluye los clones del grupo Morado, en el II se ubica el clon ‘Picante’, mientras que en el III se agrupan los clones de los grupos Blanco y Amarillo mostrando coincidencia con la distribución por grupos propuesta. Debemos señalar que los clones ‘Sergio cuarentena’, ‘Morada 1727’, ‘Cuarentena-1’, ‘Rosada’, ‘México-1’, ‘Blanqui morada’, ‘Blanca morada’ y ‘Morada ceniza’, aunque pertenecen al grupo Morado aparecen en el agrupamiento de los clones de masa amarilla y blanca, debido fundamentalmente, a que la coloración de la masa de los cormos y los cormelos es de color blanco rosado y presentan, en comparación con los clones del grupo Morado, valores altos para el número

Caracterización de la variabilidad………….

32

de hijos y para el porcentaje de materia seca en los cormos y en los cormelos, hojas largas y abundante cera a lo largo del pecíolo. Distancia Euclidiana 10

8

6

4

2

71 68 65 57 48 51 39 40 63 26 41 66 55 50 23 18 11 14 54 8 53 42 45 3 21 28 24 37 61 60 13 36 31 30 29 33 16 9 32 35 4 58 44 43 64 19 67 25 49 10 52 70 62 15 5 47 59 27 56 38 46 20 17 12 7 2 34 22 6 69 1

0

I II III Figura 7. Dendrograma obtenido del análisis de Conglomerados (Cluster analysis) de los clones de la colección cubana del género Xanthosoma con los caracteres cuantitativos y cualitativos. Los resultados de las Correlaciones por Rangos de Spearman entre las variables analizadas en los 71 clones de la colección se muestran en la Tabla 11. Se destaca el número de cromosomas, que tuvo una correlación positiva con el color del pecíolo, de su parte basal y de su arista, con el color de las yemas y de la masa de los cormos y cormelos. Es decir, los clones con número cromosómico de 2n=24 generalmente tendrán coloraciones morada o morado oscuro en el pecíolo, rojo o morado en su parte basal y la arista también de color morado; mientras que las yemas se presentarán de color rosado oscuro o morado, lo mismo que la masa de cormos y cormelos Por su parte los clones con 2n=26 cromosomas presentarán pecíolos de color verde, con su parte basal y sus aristas también verde o con tonalidades rosadas estas últimas, las yemas de color blanco, blanco amarillento, amarillo o amarillo rojizo. Los cormos y cormelos tendrán coloración interior desde blanco hasta amarillo naranja lo cual se corresponde fielmente con el análisis morfoagronómico realizado e indica que es posible conocer la ploidía en los clones de esta colección de Xanthosoma a través del registro de los caracteres mencionados. Katsiotis y Forsberg (1995) y García et al. (1996) plantearon la posibilidad de distinguir el nivel de ploidía mediante mediciones del grano de polen en diversos cultivos. De manera general, se puede afirmar que en Xanthosoma es posible predecir atributos de calidad como el contenido de materia seca en los cormos y los cormelos teniendo en cuenta el número de hijos, el color de la parte basal del pecíolo, la presencia de cera a lo largo de éste, el color de las hojas y el color de las yemas de los cormos y los cormelos ya que dichos caracteres están

33

Caracterización de la variabilidad………….

correlacionados con el mismo. Así, generalmente los clones con mayor número de hijos, con abundante cera en el pecíolo, con hojas de color verde oscuro completa o con el borde morado, con la parte basal del pecíolo de colores claros entre el blanco y el amarillo rosáceo o verdoso y con las yemas de los cormos y de los cormelos, también entre el blanco y el amarillo rojizo, presentarán los mayores porcentajes de materia seca en sus órganos de reserva. Para Xanthosoma no existen reportes relacionados con el estudio de las asociaciones entre los diferentes caracteres; pero en Colocasia, Pandey et al. (1996) estudiaron las correlaciones entre ocho caracteres subterráneos con incidencia en el rendimiento y señalaron que el peso de los cormos madres y cormelos puede ser usado como criterio de selección. También en este cultivo Rodríguez Manzano (1998) obtuvo significación para 20 correlaciones entre los caracteres de los órganos foliares y subterráneos importantes para realizar las selecciones indirectas en los programas de mejoramiento genético. En la Tabla 12 se presentan los resultados del análisis de Componentes Principales en los 71 clones; es posible apreciar los caracteres que más incidieron en el 56,45% de la variabilidad total acumulada hasta el tercer componente. C1: Color de la masa de los cormos y los cormelos (CMCC), color de las yemas (CYCC), número de cromosomas (NRCR), color de la arista del pecíolo (COAP), % de materia seca en los cormos (PMSC) C2: Color de la base del pecíolo(CPBP), número de hijos (NROH) C3: Color del pecíolo (COPE), % de materia seca en los cormelos (PMSL) Tabla 12. Autovalores, % acumulado y matriz de autovectores en el análisis de Componentes Principales de las variables cualitativas y cuantitativas en la colección de Xanthosoma. Componentes Principales C1 Autovalores 2.74 % de varianza total 22.90 % de varianza acumulativa 22.90 Valores de los vectores propios C1 SELB 0.019393 LOPE 0.304196 NROH -0.542286 PMSC -0.601407* PMSL 0.042681 NRCR 0.779292* COPE 0.396631 CPBP 0.304400 COAP 0.637506* PCPE 0.106865 COHO 0.270666 CYCC 0.806106*

C2 2.44 20.35 43.26

C3 1.58 13.19 56.45

C2 -0.575480 -0.428127 -0.590586* -0.460895 -0.344792 -0.226296 -0.286067 -0.709425* 0.310060 -0.479174 -0.439239 -0.305096

C3 0.031929 0.101985 -0.131011 -0.254881 0.728480* 0.089211 -0.749545* 0.182304 -0.221947 0.314858 -0.434829 0.137388

34

Caracterización de la variabilidad………….

CMCC

0.836775*

0.167827

0.064854

Como se puede apreciar los caracteres color de la masa de cormos y cormelos, color de las yemas, número de cromosomas, color de la arista del pecíolo y el porcentaje de materia seca en los cormos, son los que mayor contribución mostraron a la diferenciación de los clones en el análisis general para el Componente 1, confirmando los resultados obtenidos en el análisis por grupos individuales. También el número de hijos y el color de la base del pecíolo tuvieron una alta contribución en el Componente 2 y el color del pecíolo y el contenido de materia seca en los cormelos en el Componente 3, pero como que este último carácter está correlacionado positivamente con el contenido de materia seca en cormos se puede prescindir de esta información. Al respecto, Varela (1998) señala la elección de las variables como un aspecto importante a tener en cuenta, acentuando que resulta económico hacer un estudio previo de las mismas, para eliminar del análisis todas aquellas características que no ofrecen diferencias entre los individuos o tratamientos analizados. El análisis de Componentes Principales muestra, a través de la Figura 8, los 71 clones separados en seis grupos lo que coincide con experiencias anteriores de Milián et al., (1998). Componente 2

III 52

58

IV

21

5 62

I

49 10 43

II

34

22

44 67 64

15 46 19 12 2570 56

1

17 6

20

60

61

7 48

69

57 47

13 28

38 37 63 59 8 53

26

27 2 42

40 14 24

4 9 16

65 39

51

V 3

23

18 45 11

68 55 54

41 66 71

35 50 33

36

29 32

31 30

-3

-2

VI -1

0

1

2

Componente 1 Figura 8. Agrupamientos formados a partir del análisis de Componentes Principales de los tres grupos (Blanco, Amarillo y Morado). Se puede apreciar una elevada participación del color de la masa de cormos y cormelos en el agrupamiento de los clones; sin embargo los de cormos y cormelos con pulpa crema y blanca se solapan entre sí y se agrupan por el resto de sus características comunes. Se observa también que, al igual que en los grupos individuales, los caracteres cualitativos relacionados con el pecíolo tienen una importante incidencia en la distinción de los clones. También

Caracterización de la variabilidad………….

35

la coloración de las yemas y el contenido de materia seca en cormos y cormelos juega un importante papel. En el grupo I se separa el clon ‘Belembe’, ya que presenta caracteres muy particulares. El grupo II presenta cierta dispersión entre los clones que lo conforman, pero caracteres como el propio color amarillo de la pulpa, la coloración también amarilla de las yemas, el alto número de hijos, el elevado contenido de materia seca en los cormos en comparación con el resto de los clones, los hace conformar el mismo grupo. El clon ‘De Seda’ tiene la masa de sus cormos y cormelos de color amarillo, sin embargo se integra al grupo Blanco, ya que caracteres como el bajo contenido de materia seca en sus cormos y cormelos, así como, su escaso ahijamiento, entre otros, lo hacen separarse del grupo Amarillo. Lo mismo sucede con el clon ‘Amarilla criolla-1’ para dichos caracteres, pero este clon tiene además, la masa de sus cormos y cormelos de color blanco rosado. Los clones de pulpa blanca y crema integran el grupo III; se distinguen por esta característica y además, porque tienen una coloración amarillo rojiza de las yemas, verde del pecíolo y morado de su arista y un contenido medio de materia seca en los cormos en comparación con el resto de los clones. El clon ‘Javánica’ es el de mayor dispersión entre los de masa blanca, lo que puede estar motivado por su coloración amarillo verdoso en la base del pecíolo, su abundante contenido de cera a lo largo del mismo y sus yemas de color amarillo rojizo, todo lo cual coincide con características del grupo Amarillo. En el grupo IV se separa el clon ‘Picante’ que, aunque la pulpa de sus cormos es de color crema, sólo en este carácter es similar a los demás clones de este grupo. Se caracteriza por tener sus hojas con el ápice punteando hacia arriba en posición casi vertical, las nervaduras son prominentes y no produce cormelos. Además, el pecíolo es policromado donde se puede distinguir una coloración blanca verdosa con pigmentación morada en todo el pecíolo que se extiende a las nervaduras por el envés y en la base presenta una coloración blanca; la arista es de color morado oscuro, las hojas presentan un color verde intenso y las nervaduras por el haz son de color verde oscuro. Tiene, casi siempre, una alta presencia de flores. El grupo V lo integran los clones con la pulpa de cormos y cormelos de color rosado o morado y que tienen otras características comunes y diferentes del resto de los clones como la coloración verde o verde morada del pecíolo con su parte basal rosada, cubierto de abundante cera en la mayoría de los clones, las yemas son de color morado y sus cormos presentan los porcentajes más bajos de materia seca. En este grupo se ubicaron los clones ‘Blanca morada’, ‘Blanqui morada’ y ‘Morada ceniza’ los que, a pesar de tener una coloración blanca rosada de la pulpa de sus cormos y cormelos, presentan un número cromosómico 2n=24 que los diferencia del resto de los clones ubicados en el grupo Blanco. Este resultado unido a la separación de los lóbulos basales de las hojas, la longitud y color del pecíolo, número de hijos, contenido de materia seca en los cormos y también en los cormelos, color de la base y de la arista del pecíolo, presencia de cera, color de las hojas y de las yemas llevaron a reubicar este material en el grupo Morado. El grupo VI es para el clon ‘Amarilla Trinidad’ que, a pesar de tener pulpa amarilla, no forma parte de este grupo ya que tiene características propias muy diferentes del resto de los clones. Tiene la

Caracterización de la variabilidad………….

36

hoja hastada de color verde intenso con borde morado, el pecíolo tiene coloración morada con la base de color rojo y la arista morado oscuro. Según Roig (1913), quien caracterizó e identificó clones de malanga (Xanthosoma y Colocasia), es de destacar la importancia que tienen los caracteres de los cormos, cormelos, hojas y pecíolos en las observaciones y evaluaciones para la diferenciación de los clones. La inflorescencia es un carácter también importante, pero no todos los clones florecen. El análisis Factorial Discriminante confirmó un 94,3% de precisión de la función de clasificación de los clones en estos seis grupos. Se pudo apreciar que las dos primeras funciones discriminantes fueron altamente significativas y por tanto, válidas para el análisis (Tabla 13), indicando que en general, el agrupamiento de los clones fue el correcto de acuerdo a los resultados del análisis de Componentes Principales. En la Tabla 14 puede observarse que el 94,3% del total de clones estaban bien ubicados. Del grupo Blanco es separado el clon ‘Javánica’ y reubicado en en el grupo Amarillo, lo cual debe estar motivado por su coloración amarillo verdoso en la base del pecíolo, su abundante contenido de cera a lo largo del mismo y sus yemas de color amarillo rojizo, todo lo cual coincide con características del grupo Amarillo. Este clon fue el de mayor dispersión entre los de masa blanca agrupados por el análisis de Componentes Principales (Figura 8). Los clones ‘De Seda’ y ‘Amarilla criolla-1’, que estaban dentro del grupo Amarillo, se pasan para el grupo Blanco, lo que puede explicarse porque ‘De Seda’ tiene poca cera en el pecíolo, el color del pecíolo es verde morado, con la base blanco verdoso; mientras que ‘Amarilla criolla-1’ tiene la masa de los cormos y los cormelos de color blanco rosado, con la base del pecíolo blanco verdoso. Ambos clones presentan los valores más bajos del número de hijos y porcentaje de materia seca en los cormos y los cormelos, todo lo cual los hacen alejarse de los clones del grupo Amarillo y situarse en el Blanco, lo que también ocurrió en el análisis de Componentes Principales (Figura 8). Existen un grupo de variables como: número de cromosomas, color del pecíolo, color de las hojas y color de las yemas que acercan los clones de los grupos Blanco y Amarillo, por lo que algunos autores como León (1976), García (1979), Rodríguez Nodals (1979), León (1987), Roig (1988) y Giacometti y León (1994) los reunen en una sola especie: Xanthosoma sagittifolium, lo que apoya la propuesta de reubicación de los clones de un grupo en otro. El análisis Factorial Discriminante comprobó que 26 de los clones del grupo Morado están bien clasificados en éste; sin embargo ‘México-1’, ‘México-8’ y ‘Cuarentena-1’, los saca de su grupo de pertenencia para ubicarlos en el grupo Blanco, debido a que la masa de sus cormos y cormelos es de color blanco rosado y rosado, el color de las hojas es verde, la arista del pecíolo es de color rosado y presenta abundante cera, cualidades que los acercan al nuevo grupo de ubicación propuesto. Debe señalarse que en el análisis de Componentes Principales los clones mencionados, aunque están dentro del grupo Morado, se sitúan en los límites del grupo de pertenencia con el grupo de ubicación. A pesar de estos resultados, se propone mantener estos tres clones dentro del grupo Morado, debido a que su número cromosómico es de 2n=24 y la mayoría de los caracteres cualitativos y cuantitativos analizados se corresponden con los clones de este grupo. ‘Picante’, ‘Belembe’ y ‘Amarilla Trinidad’ son colocados en grupos diferentes pues, como ya fue analizado, presentan fenotipos muy característicos.

37

Caracterización de la variabilidad………….

Tabla 13. Análisis Factorial Discriminante para los grupos formados tomando en consideración las variables cuantitativas y cualitativas más importantes. Ejes

Varianza o valor propio

% de contribución

Pseudo F

1

7,4136

65,9

105,27

2

2,2236

19,8

3

1.6068

14,3

Statistica

gdl

Prob. %

Correl.

304,48

15

0,00

0,8811

31,57

152,20

8

0,00

0,6898

22,82

68,51

3

0,00

0,6164

Wilks

Tabla 14. Cuadro de pertenencia obtenido por el análisis Factorial Discriminante de los grupos formados teniendo en cuenta las variables cuantitativas y cualitativas más importantes. Grupo de ubicación

Grupo de pertenencias 1(1)

2(2)

3(3)

4(4)

5(5)

6(6)

1 (1) Blanco

27

1

0

0

0

0

2 (2) Amarillo

2

9

0

0

0

0

3 (3) Morado

3

0

26

0

0

0

4 (4) ‘Picante’

0

0

0

1

0

0

5 (5) ‘Belembe’

0

0

0

0

1

0

6 (6) ‘Amarilla Trinidad’

0

0

0

0

0

1

La precisión de la función de clasificación fue de 94,3%. III. 3. CARACTERIZACIÓN ISOENZIMATICA Para los tres grupos de malanga se presentó variabilidad en los patrones de bandas de los tres sistemas estudiados lo que permitió distinguir los clones dentro de cada grupo. Para el grupo Blanco, el zimograma del sistema Esterasas se muestra en la Figura 9 con un total de seis bandas, de las cuales la ubicada en 1,7 unidades es común a todos los clones; la banda de posición 1,0 unidades solamente está ausente en el clon ‘Picante’. En este clon se observan bandas propias en 3,0 y 3,9 unidades y una banda en 0,4 unidades que también está presente en los clones ´Riza´, ´Javánica´, ´Tricolor´ y ´Stoupan´, los que muestran un zimotipo diferente al resto del grupo. En este sistema isoenzimático se observa un gran número de clones con zimogramas idénticos y otros con dos o tres bandas propias que los diferencian del resto.

38

Caracterización de la variabilidad………….

0 1 2 3 4 5 B-1

B-3

B-5

B-7

B-9

B

BPR

BM

V

R

T

B-2 B-4 B-6 B-8 B-10 BV BB BS MB J + Figura 9. Zimograma correspondiente al sistema isoenzimático Esterasas

AM P

S MS

(grupo Blanco).

En la Figura 10 se presenta el zimograma correspondiente a las isoenzimas Peroxidasas, donde se pueden observar un total de 9 bandas, sin embargo las bandas 0,9 y 2,0 unidades están presentes en 19 de los 25 clones de este grupo y la banda 3,8 solo está ausente en el clon ‘Picante’; la de posición 4,3 unidades no se observa en los clones ‘Picante’, ‘Blanca-7’ y ‘Blanca-9’. La banda de mayor migración anódica ubicada en 5,9 unidades se observa en 15 de los 25 clones. Otros clones presentan un patrón propio como ‘Riza’ con siete bandas y ‘Tricolor’, ‘Macal Sport’ y ‘Javánica’, cada uno con cinco bandas. El clon ‘Picante’solo posee dos bandas con un patrón electroforético muy diferente del resto del grupo. Como se puede apreciar este sistema isoenzimático resultó ser muy polimórfico para este grupo en cuanto a número de isoformas y la alta reproducibilidad de sus bandas. 0 1 2 3 4 5 6

+ B-1 B-2

B-3

B-5 B-4

B-7 B-6

B-8

B-9 B BPR BM V R B-10 BV BB BS MB

T J

AM P

S MS

Figura 10. Zimograma correspondiente al sistema isoenzimático Peroxidasas (grupo Blanco).

39

Caracterización de la variabilidad………….

Un total de siete bandas se pueden apreciar en el zimograma obtenido para el sistema isoenzimático Polifenoloxidasas (Figura 11). La banda de 1,6 unidades solamente está ausente en los clones ‘Riza’, ‘Javánica’, ‘Tricolor’, ‘Picante’, ‘Americana’, ‘Macal Sport’ y ‘Stoupan’; al igual que la banda 0,7 unidades que también está ausente en estos mismos clones y además, en ‘Blanca Pinar del Río’, ‘Blanca Venegas’, ‘Blanca Baracoa’ y ‘Viequera’. 0 1 2 3 4

+

B-1 B-3 B-5 B-7 B-9 B BPR BM V R B-2 B-4 B-6 B-8 B-10 BV BB BS MB

T J

AM P

S MS

Figura 11. Zimograma correspondiente al sistema isoenzimático Polifenoloxidasas (grupo Blanco). Los clones de este grupo presentan semejanza en la mayoría de las variables cuantitativas y cualitativas analizadas, con excepción del clon ‘Picante’ que tiene características distintivas. Esto se evidencia en los patrones de bandas obtenidos. Dentro de este grupo, para los tres sistemas isoenzimáticos se obtienen idénticos zimogramas para los clones: ‘Blanca-3’, ‘Blanca-4’, ‘Blanca-5’, ‘Blanca-6’ y ‘Blanca-8’. Estos clones, aunque morfoagronómicamente no constituyen duplicados, si manifiestan cierta afinidad, ya que presentan en común 11 caracteres cualitativos por lo que no se descarta esta posibilidad para el nivel de análisis expresado. En la Tabla 15 se muestran los patrones electroforéticos pertenecientes a cada sistema isoenzimático para este grupo al aplicar el paquete de programas MAT-GEN. Se pueden apreciar cinco patrones de bandas diferentes para el sistema Esterasas; los dos primeros son comunes a la mayoría, sin embargo clones como ‘Riza’ y ‘Picante’ presentan patrones propios. El sistema Peroxidasas muestra una mayor cantidad de patrones diferentes (9); uno de ellos es común a la mayoría de los clones, muchos de los cuales se repiten en cuanto a la similitud presentada también en Esterasas. Los clones ‘Picante’, ‘Riza’, ‘Javánica’, ‘Tricolor’, ‘Americana’ y ‘Stoupan’, tienen sus patrones de bandas propios. Para Polifenoloxidasas se repiten varios clones con patrones de bandas comunes, lo que hace pensar en la presencia de posibles duplicados hasta este nivel. El clon ‘Picante’ continúa mostrando características típicas, lo que coincide con la caracterización morfoagronómica realizada.

40

Caracterización de la variabilidad………….

Tabla 15. Patrones electroforéticos obtenidos en los sistemas isoenzimáticos analizados mediante el programa MAT-GEN para el grupo Blanco. Grupo Blanco Esterasas Patrón 011001 011000 111001 111000 101110

Clones B-1, B-3, B-4, B-5, B-6, B-7, B-8, B-9, Bca, BPR, BS, V B-2, B-10, BV, BB, BM, MB, Am, MS R J, T, St P

Peroxidasas Patrón Clones 001101100 B-1, Bca, BV, MB 001101101 B-2, B-3, B- 4, B-5, B-6, B-8, B-10, BPR, BB, BM, BS, V, MS 001101000 B-7, B-9 011111101 R 000011100 J 101101100 T 000010010 P 001011101 Am 011001101 St Polifenoloxidasas Patrón 1100001 1101001 0101001 0100001 0110001 1110001 0000010 0000001 0000101 0000100 0001001 Leyenda

Clones B-1, B-2, B- 3, B-4, B-5, B-6, B-7, B-8, B-9, B-10 BCa, BM, BS BV, BB BPR V MB R, T, P J Am MS St 1- presencia de banda

0- ausencia de banda

En el dendrograma de la Figura 12 se definen tres grupos. En el grupo I se encuentran la mayoría de los clones prospectados en la región oriental cubana, alguno de los cuales se sospecha que sean duplicados.

41

Caracterización de la variabilidad………….

Los clones incluidos en el grupo II mostraron la mayor variación en los patrones isoenzimáticos, quizás motivado por sus diferencias de origen. Como en el análisis de Componentes Principales, del estudio morfoagronómico (Figura 8), el clon ‘Picante’ se ubica alejado en el grupo III.

B-1 B-3 B-4 B-5 B-6 B-8 B-7 B-9 Bca BS B-2 B-10 BM BV BB

BPR V MB R T J St

I

II

Am MS P 0.38 0.44 0.49 0.54 0.60

0.65 0.70 0.76 0.81 0.86

0.92

III

0.97 1.00

Figura 12. Dendrograma que muestra la similitud genética entre los clones del grupo Blanco generado por el análisis de Conglomerados con los sistemas isoenzimáticos Esterasas, Peroxidasas y Polifenoloxidasas El grupo Amarillo se presenta el zimograma para las isoenzimas Esterasas con un total de nueve bandas (Figura 13); de ellas las ubicadas en las posiciones 1,8 y 1,9 unidades son comunes a todos los clones. La zona de mayor migración anódica se caracteriza por un gran polimorfismo ya que se observan bandas comunes a algunos clones y bandas propias en los clones ‘Amarilla-2’, ‘Amarilla Criolla’ y ‘Belembe’.

42

Caracterización de la variabilidad………….

0 1 2

3 4 5 6 A AC AC-1 AE AE-4 AT A1 A2 A3 ACz B E DS ChA AR

+ Figura 13. Zimograma correspondiente al sistema isoenzimático Esterasas (grupo A ill ) Para las isoenzimas Peroxidasas en la Figura 14 se observa un total de 11 bandas, de las cuales la de posición 1,0 unidades es común a todos los clones. Las bandas de posición 4,5 y 5,0 unidades están presentes en todos los clones excepto en ‘Belembe’ y la banda de 0,5 unidades está ausente en los clones ‘Chopo Amarillo’ y ‘Amarilla Riza’ ; se observa la presencia de algunas bandas propias en los clones ‘Amarilla Criolla’, ‘Amarilla Trinidad’, ‘Belembe’, ‘Encintada’, ‘De Seda’, ‘Amarilla Especial’ y ‘Amarilla Especial-4’ en la región de mayor migración anódica. Para este sistema isoenzimático se presentó un gran polimorfismo de bandas en cuanto a número y posición. Sólo se observan con patrones idénticos los clones ‘Amarilla Especial’ y ‘Amarilla Especial-4’ y ‘Amarilla-1’, ‘Amarilla-2’ y ‘Amarilla-3’. 0 1 2 3 4 5 6

+

A AC AC-1 AE AE-4 AT A1 A2 A3 ACz B

E DS ChA AR

Figura 14. Zimograma correspondiente al sistema isoenzimático Peroxidasas (grupo Amarillo).

43

Caracterización de la variabilidad………….

El sistema Polifenoloxidasas, en el zimograma que muestra la Figura 15 presenta un total de ocho bandas, la de mayor migración anódica es común a todo el material; la banda de menor migración solamente está ausente en ‘Amarilla Riza’ y las bandas de 1,5 y 2,1 unidades, no se observa en ‘De seda’. Esta última banda tampoco se presenta en ‘Amarilla criolla’ y ‘Amarilla Riza’. La banda de 3,3 sólo está ausente en el clon ‘Chopo amarillo’. De manera general para este grupo se obtuvo una gran diferencia entre los clones que lo conforman, dado por la presencia en algunos casos de bandas propias y en otros por la ausencia de bandas comunes en un gran número de clones lo que se corresponde con los resultados del análisis morfoagronómico donde también se observó una gran dispersión entre los clones de este grupo en cuanto a los caracteres cualitativos y cuantitativos. 0 1 2 3 4 5 +

A AC AC-1 AE AE-4 AT A1 A2 A3 Acz B E

DS ChA Ar

Figura 15. Zimograma correspondiente al sistema isoenzimático Polifenoloxidasas (grupo Amarillo). El grupo Amarillo presenta un elevado polimorfismo como muestra la Tabla 16. Para los sistemas Esterasas y Peroxidasas se presentaron diez patrones de bandas, respectivamente; la mayoría de los clones tiene su propio patrón; mientras que el sistema Polifenoloxidasas con siete patrones diferentes, presenta uno común para los clones ‘Amarilla Criolla-1’, ‘Amarilla Especial’, ‘Amarilla Especial-4’, ‘Amarilla-1’, ‘Amarilla-2’, ‘Amarilla-3’, ‘Amarilla Ceniza’ y ‘Encintada’ y otro para ‘Amarilla’ y ‘Amarilla Trinidad’. El resto de los clones tienen su propio patrón. Como se puede apreciar, el clon ‘Belembe’ mostró su identidad isoenzimática en los tres sistemas estudiados, lo que corrobora los resultados obtenidos en el análisis de Componentes Principales para los caracteres morfoagronómicos más importantes.

44

Caracterización de la variabilidad………….

Tabla 16. Patrones electroforéticos obtenidos en los sistemas isoenzimáticos analizados mediante el programa MAT-GEN para el grupo Amarillo. Grupo Amarillo Esterasas

Peroxidasas

Patrón

Clones

Patrón

Clones

111000000

A, AT, ACz

11001000011

A, AC, AC-1

111000100

AC

11001100011

AE, AE-4

110000010

AC-1, A-1

11001001011

AT

110000000

AE

11011000011

A-1, A-2, A-3

111100010

AE-4

11001000111

ACz

111000001

A-2

11100010000

B

111000010

A-3

11100010011

Enc

110111000

B

11110010011

DS

110110000

Enc, ChA, AR

01110000011

ChA

110100000

DS

01100000011

AR

Polifenoloxidasas Patrón

Clones

11110011

A, AT

11010011

AC

11111101

AC-1, AE, AE-4, A-1, A-2, A-3, ACz, Enc

11111001

B

10011101

DS

11101101

ChA

01011101

AR

Leyenda

1- presencia de banda

0- ausencia de banda

La Figura 16 muestra el dendrograma obtenido por el análisis de Conglomerados (Cluster analysis) con los sistemas isoenzimáticos Esterasas, Peroxidasas y Polifenoloxidasas, donde se puede apreciar la similitud genética entre los clones del grupo Amarillo con la formación de dos grupos. En el grupo I se ubican, en su mayoría, los clones que han sido prospectados en las regiones oriental y central cubanas y otros obtenidos por mejoramiento genético, lo que puede explicar los resultados electroforéticos obtenidos.

45

Caracterización de la variabilidad………….

En el grupo II se reúnen cinco clones, los que presentaban patrones de bandas característicos que los separaban. En general, son materiales prospectados en la provincia de Guantánamo o introducidos desde Guadalupe, como es el caso de ‘Belembe’ .

A AT AC AC-1 A-1 A-3 A-2 Acz AE AE-4 B Enc DS ChA AR

I

II

Figura 16. Dendrograma que muestra la similitud genética entre los clones del grupo Amarillo generado por el análisis de Conglomerados (Cluster analysis) con los sistemas isoenzimáticos Esterasas, Peroxidasas y Polifenoloxidasas. En la Figura 17, para el grupo Morado el sistema Esterasas muestra un total de cuatro bandas. La banda de 1,7 unidades está presente en todos los clones, la banda de mayor migración anódica aparece en la mayoría de los clones excepto en ‘Morada Jibacoa’, ‘Cuarentena’, ‘Ceniza’ y ‘Macal’ y la banda en 2,3 unidades, que se corresponde con la de menor migración anódica, es propia de los clones ‘Morada Cabaiguán’, ‘ Ceniza’ y ‘Japonesa’. En el zimograma de la Figura 18 se observan un total de ocho bandas para el sistema isoenzimático Peroxidasas. La zona de mayor migración anódica presenta las mayores diferencias, debido a la ausencia de bandas en muchos de los clones. La banda de 1,2 unidades está en la mayoría de los clones excepto ‘Cuarentena’, ‘Cuarentena-1’ y ‘Morada-6’; este último clon tiene también ausente la banda de 0,8 unidades al igual que ‘México-2’ y ‘Rosada’. Además, hay clones como ‘Blanqui morada’ y ‘Blanca morada’ que presentan bandas propias en las posiciones de 4,3 unidades. Este sistema isoenzimático resultó polimórfico, dado el número de bandas y las diferencias encontradas en cuanto a los patrones de los clones. El sistema correspondiente a las isoenzimas Polifenoloxidasas se observa en la Figura 19, con un total de ocho bandas; en todos los clones está presente la banda de 2,9 unidades mientras la de 2,5 unidades es propia de ‘Blanca morada’ y la de 1,4 unidades de ‘Cuarentena-1’, ‘Japonesa’ y

Caracterización de la variabilidad………….

46

‘Rosada’. La de mayor migración anódica aparece en 11 de los 32 clones, situada a 4,8 unidades. Este sistema isoenzimático, al igual que las Peroxidasas, mostró un alto polimorfismo de bandas, lo que permitió diferenciar a un gran número de clones. Para los tres sistemas isoenzimáticos se encontraron cuatro grupos de clones con zimogramas idénticos: -‘Morada-2’ y ‘Morada-3’, presentan en común caracteres como la inserción del pecíolo, la orientación de la lámina, la forma y el margen de la hoja, el color de sus nervaduras por el haz y por el envés, el color del pecíolo y de su arista, la presencia de cera, el color de la epidermis y de la masa de los cormos y los cormelos y el color de las yemas lo que indica una gran afinidad también desde este punto de vista. -‘Morada-7’, ‘Morada-8’ e ‘INIVIT-84’ son morfológicamente iguales en la forma de la hoja, color de la arista del pecíolo, color de la epidermis y de la masa de los cormos y cormelos, color de las nervaduras de las hojas por el haz y el envés lo que complementa lo resultados encontrados en el análisis isoenzimático. -‘México-16’ y ‘México-27’ tienen 14 caracteres cualitativos iguales de los 18 evaluados, lo que puede estar dado por su similar procedencia geográfica ya que ambos fueron introducidos desde México. -‘Morada–1726’ y ‘Morada-1727’ tienen 13 caracteres comunes: el hábito de crecimiento, la inserción del pecíolo el margen y la forma de la hoja, el color del pecíolo de su base y de su arista la presencia de cera el color de la hoja y de sus nervaduras por el haz y el envés y el color de la epidermis de los cormos y los cormelos. La Tabla 17 muestra los patrones electroforéticos para cada sistema isoenzimático analizados mediante el programa MAT-GEN para el grupo Morado. Puede observarse que se presentan seis patrones diferentes para el sistema Esterasas, mientras que se forman 11 para Peroxidasas y Polifenoloxidasas, respectivamente, donde se pueden identificar un gran número de genotipos por uno u otro sistema. Se demostró además, las coincidencias entre los clones ya referidos. Al agrupar los clones por los resultados de los análisis isoenzimáticos realizados (Figura 20) se forman cinco grupos. En el I se incluyen nueve clones prospectados en la región oriental y de ellos hay dos grupos con zimotipos idénticos, ya referidos anteriormente. ‘Blanca morada’ y ‘Blanqui morada’ fueron prospectados en la provincia de Guantánamo y tienen un conjunto de características distintivas que los separan del resto de los clones. Como fue comprobado en los análisis estadísticos de la caracterización morfoagronómica, los acerca a clones de dos grupos del género Xanthosoma. La mayoría de los clones que se ubican en los grupos III y IV son introducidos desde México y Sao Tomé y Príncipe, lo que debe provocar las diferencias genéticas que se presentan en los mismos. ‘Cuarentena-1’ es un clon introducido desde Sao Tomé y Príncipe, que presenta un zimotipo que lo identifica y lo separa del resto de los genotipos estudiados (grupo V) Tabla 17. Patrones electroforéticos obtenidos en los sistemas isoenzimáticos analizados mediante el programa MAT-GEN para el grupo Morado.

47

Caracterización de la variabilidad………….

Grupo Morado. Esterasas 0111 0101 1101 0110 0100 1111

M,M-1,M-2,M-3,M-4,M-5,M-6,M-7, M-8, INV-84, Mj-1, Mj-3, Mj-8, Jd, SC, ADA, BqM Mj-2, Mj-16, Mj-27, MMj, M-1726, M-1727, Cuarent-1, Ros MCab, Jp MJib Cuarent, Cz, Macal MCz

Peroxidasas Patrón 11111011 01110001 11110001 01111011 00011011 01100000 00100000 01101000 01000000 01101101 01100110

Clones M, M-7, M-8, ADA M-1, M-4 M-2, M-3 M-5 M-6 Mj-1, Mj-3, Mj-16, Mj-27, MMj, M-1726, M-1727, Mcab, Mjib, SC, MCz, Cz, Jp, Macal Mj-2, Ros Mj-8, Jd Cuarent, Cuarent-1 BqM INV-84 Polifenoloxidasas Clones Patrón 00001001 M, M-1, M-2, M-3 10101001 M-4, M-5, M-6, M-7, M-8, INV-84 00001100 Mj-1 00101000 Mj-2, Mj-3 00001000 Mj-8, Mj-16, Mj-27, MMj, Jd, MCab, MJib, Cuarent, SC, MCz, Cz, Macal 00001010 M-1726, M-1727 01001110 Cuarent-1 01001010 Jp 01001000 Ros 10111100 ADA 00001101 BqM Leyenda

1- presencia de banda

0- ausencia de banda

M M-5 M-7 M-8 INV-84 M-1 M-2 M-3 M-4

I

Caracterización de la variabilidad………….

48

Figura 20. Dendrograma que muestra la similitud genética entre los clones del grupo Morado generado por el análisis de Conglomerados con los sistemas isoenzimáticos Esterasas, Peroxidasas y Polifenoloxidasas. El sistema isoenzimático Peroxidasas mostró un alto polimorfismo de bandas con un 100 % para los grupos Blanco y Morado y un 90,9 % para el grupo Amarillo (Tabla 18). Este sistema es uno de los más empleados en estudios bioquímicos por el importante papel que desempeñan en la biosíntesis de los componentes de la pared, así como la regulación del crecimiento, la diferenciación celular y resistencia a factores bióticos y abióticos, etc. (Zheng y Cheng, 1993; Alcázar et al., 1995; Florido, 1999). Las Polifenoloxidasas para el grupo Blanco presentaron un 100 % de polimorfismo y para los grupos Morado y Amarillo un 87,5 %; estas isoenzimas también son muy empleadas en estudios en plantas ya que se localizan en los cloroplastos y están asociadas a stress bióticos y abióticos por su capacidad en la inmovilización de enzimas y de oxidación de algunos fenoles donores de H2

49

Caracterización de la variabilidad………….

según Davis et al. (1964); Lener et al.(1972); Flurkey y Jeni (1980); Biehl et al. (1983) y Spencer et al. (1988). En las isoenzimas Esterasas se observa un nivel de polimorfismo para el grupo Blanco de 83,3 %, el grupo Amarillo de 77,7 % y de 75,0 % para el Morado. Este sistema es muy importante en plantas por el papel que juega dicha isoenzima en la fotosíntesis. Este polimorfismo ha sido reportado en la caracterización de bancos de germoplasma de diversos cultivos por autores como Iglesias (1986), Román et al.(1997), Martínez et al. (1998) y Florido (1999) lo que permitió diferenciar las accesiones dentro de los géneros estudiados. Tabla 18. Análisis cuantitativo de los zimogramas de los tres sistemas en los tres grupos estudiados. Sistemas isoenzimáticos Grupos

Esterasas

Peroxidasas

Polifenoloxidasas

Total Total de % de Total Total de % de Total Total de % de de bandas polimor de bandas polimor de bandas polim bandas comunes fismo bandas comunes fismo bandas comunes orfis mo Blanco

6

1

83,3

9

0

100

7

0

100

Amarillo

9

2

77,7

11

1

90,9

8

1

87,5

Morado

4

1

75,0

8

0

100

8

1

87,5

En general se ha determinado que las Polifenoloxidasas se encuentran entre los sistemas más polimórficos en las plantas al igual que las Esterasas (Second y Strauslot, 1980; Iglesias et al., 1991; Fuentes et al., 1994 y Arias, 1998) que a diferencia de otros cultivos, en Xanthosoma, no resultaron ser muy polimórficos para los grupos Blanco y Morado. Resultados similares, pero para Colocasia encontraron Warne y Strauss (1985) quienes indicaron que las hidrolasas y las oxidoreductasas son sistemas de isoenzimas potenciales para evaluar el cambio genético ya que estos dos grupos de isoenzimas muestran una variación significativa entre diferentes cultivares y recomendaron utilizar sólo esos sistemas que han sido confirmados como confiables para estudios de la estabilidad genética. Según León (1987) las entidades infraespecíficas de Xanthosoma spp. están aún por definirse; sin embargo el presente estudio aporta valiosos criterios a la sistemática de este género. La caracterización morfoagronómica citogenética e isoenzimática de 71 clones de la colección cubana de malanga del género Xanthosoma constituye el primer reporte sobre la temática en Cuba y en el mundo, lo que evidencia su alto valor en el fitomejoramiento de este cultivo. Los análisis del cariotipo y de los sistemas isoenzimáticos empleados complementaron la descripción morfoagronómica y permiten sugerir la presencia de las siguientes especies en la colección cubana:

Caracterización de la variabilidad………….

50

Xanthosoma sagittifolium con 2n=2x=26 cromosomas que incluye los grupos Blanco y Amarillo determinados fundamentalmente, por el color de la masa de los cormos y los cormelos lo que coincide con criterios de Rodríguez Nodals (1979) y Roig (1988). Es bueno enfatizar que dentro del grupo Blanco se incluyeron además, los clones de masa crema, no sólo por este carácter sino también se tuvieron en cuenta otros como: el color del pecíolo, de su base y de su arista, el color de las yemas y de la masa de sus cormos y sus cormelos, la presencia de cera, el contenido de materia seca en los cormos y en los cormelos, entre otros. Autores como Cordero (1986), León (1987), García (1990), Milián (1993b), Giacometti y León (1994) y Rodríguez et al. (1999) habían clasificado en la especie Xanthosoma sagittifolium solamente los clones de masa blanca, mientras que los de pulpa crema los ubicaron en Xanthosoma caracu y en Xanthosoma atrovirens los de masa amarilla. El presente estudio ha demostrado que este carácter por sí solo no puede distinguir especies y que es necesario incluir el número cromosómico y otros descriptores cualitativos y cuantitativos de alta contribución a la diferenciación de los clones, unido a la caracterización isoenzimática que ofrece una mayor información acerca de los genotipos y que, según Simpson y Withers (1986) juega un papel importante en la caracterización y evaluación de los recursos genéticos vegetales. Además, es importante que la clasificación de especies se realice en ejemplares vivos, ya que según León (1987) dicha clasificación y la descripción se hizo en ejemplares de herbario, basada principalmente en caracteres foliares muy variables. Xanthosoma violaceum con 2n=2x=24 cromosomas, donde se incluyen los clones cuya coloración de la masa o pulpa de sus cormos y cormelos es rosada o morada. Fueron incluidos además, en esta especie los clones ‘Blanca morada’, ‘Blanqui morada’ y ‘Morada ceniza’ quienes, a pesar de tener la masa de color blanco rosado, presentaron un número cromosómico igual a los clones de masa rosada o morada (2n=24). Los clones de esta especie presentan coloraciones morado y morado oscuro en el pecíolo, rojo o morado en la base y morado en la arista. Las yemas y la masa de los cormos y los cormelo son de color rosado oscuro o morado. Esta ubicación propuesta resultó ser más adecuada ya que dichos clones, en el análisis de Componentes Principales siempre se ubicaron en el límite entre ambos grupos y el Análisis Discriminante confirmó la precisión de la clasificación. De ahí que estos resultados corroboren lo planteado anteriormente sobre la importancia de incluir varios caracteres en la clasificación de las especies en lugar de uno solo. Los sistemas isoenzimáticos evaluados también muestran identidad para los clones de esta especie. Existen en la colección clones muy diferentes del resto como ‘Belembe’ con 2n=2x=26 cromosomas, introducido desde la Isla de Guadalupe cuya descripción coincide con la reportada por León (1987) y Purseglove (1988) para Xanthosoma brasilense Engl. crece en macollas hasta de un metro, generalmente de unos 50cm de alto, con varios tallos que provienen de un cormo pequeño de pulpa amarillenta que no se utiliza como alimento. Las hojas tienen pecíolos largos y delgados, de 20 a 40 cm de longitud; la lámina es hastada, con dos lóbulos basales triangulares, a menudo asimétricos, y un lóbulo basal más grande de ápice agudo. Se come las hojas más tiernas, a menudo con parte del pecíolo; como en otras Aráceas, la cocción elimina los cristales de oxalato de calcio y el látex que se encuentra en las hojas.

Caracterización de la variabilidad………….

51

El clon ‘Picante’ también difiere en muchas de sus características de los clones de las demás especies de Xanthosoma. Este clon fue prospectado en la región oriental cubana y sus características tanto morfológicas como bioquímicas lo hacen muy diferente del resto del material estudiado; sin embargo, por la coincidencia de su descripción con la reportada por López (1970) para las especies del género Alocasia y por León (1987) para la Alocasia macrorrhiza se considera conveniente su ubicación como un clon de esta especie o de otra perteneciente a este género. Este último autor plantea que la A. macrorrhiza es una especie de cultivo primitivo en la que la parte utilizable es el tallo aéreo, cilíndrico hasta de cuatro metros de longitud. Por el alto contenido de oxalato, los troncos se limpian, cortan en tajadas y se someten a cocción prolongada. El tallo aéreo lleva hojas lanceoladas con láminas colocadas en el mismo plano que el pecíolo. Por su parte, López (1970) añade que en Cuba las especies del género Alocasia no se cultivan como clones comestibles, siendo, en cambio, muy comunes en los jardines como plantas de adorno. En otros países se distinguen por la gran cantidad de almidón que contienen sus rizomas que además, presentan gran número de cristales de oxalato. La especie más común es A. macrorrhiza Schott de grandes hojas verdes y lustrosas, gran rizoma acre y cáustico y numerosísimos tuberculitos no comestibles, a la que también se le llama malanga de jardín (Roig, 1988). El clon ‘Amarilla Trinidad’ presenta la hoja hastada y de color verde oscuro con borde morado, el pecíolo es de color morado oscuro con la base de color rojo y la arista morado oscuro, además, los cormos y cormelos son pequeños y tienen forma irregular, descripción que coincide con la expuesta por Cordero (1986) para la especie Xanthosoma atrovirens. El presente estudio, al reunir por primera vez en esta colección, análisis citogenéticos, morfoagronómicos e isoenzimáticos, permitió conocer los números cromosómicos de cada clon, información fundamental, en los programas de mejoramiento genético, además de la determinación de las afinidades genéticas entre los clones, lo cual facilitaría la selección de los de mejores características morfoagronómicas para su explotación comercial, además de ayudar al esclarecimiento de la situación taxonómica de los clones dentro del género Xanthosoma, ya que según FAO (1996 a), se considera la falta de caracterización y evaluación como un obstáculo importante para utilizar los recursos fitogenéticos en programas de mejoramiento. V. CONCLUSIONES 9

El estudio citogenético determinó que los clones de los grupos Blanco y Amarillo, presentan un número cromosómico de 2n=2x=26 y los pertenecientes al grupo Morado, poseen 2n=2x=24.

9

A partir de los 13 descriptores mínimos seleccionados, se caracterizaron los clones de la colección de germoplasma del género Xanthosoma y se pudieron conocer las particularidades de los grupos que lo conforman.

Caracterización de la variabilidad………….

52

9

Los sistemas isoenzimáticos Esterasas, Peroxidasas y Polifenoloxidasas, resultaron polimórficos y útiles para determinar las afinidades genéticas entre los genotipos dentro de cada grupo.

9

Los estudios realizados han permitido sugerir que en la colección cubana de germoplasma del género Xanthosoma, están representadas las especies Xanthosoma sagittifolium (L.) Schott, donde aparecen los clones de los grupos Blanco y Amarillo, Xanthosoma violaceum Schott, donde están incluidos los clones del grupo Morado, Xanthosoma brasilense Engl., cuyo único representante es el clon ‘Belembe’, Xanthosoma atrovirens Koch y Bouché, representada por el clon ‘Amarilla Trinidad’ y Alocasia macrorrhiza Schott, donde está incluido el clon ‘Picante’.

VI. RECOMENDACIONES 9

Emplear esta metodología en la caracterización de otras colecciones de germoplasma de raíces y tubérculos.

9

Incluir el estudio electroforético de las proteínas totales para estos clones.

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Caracterización de la variabilidad………….

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CHARACTERIZATION OF VARIABILITY FOR Xanthosoma GENUS IN CUBA. Key words: characterization, variability, germplasm, Xanthosoma, descriptors,

ABSTRACT The variability of the Xanthosoma germplasm made up of 71 clones which belong to the Araceas germplasm bank in the Research Institute of Tropical Root and Tuber Crops (INIVIT) situated in Santo Domingo, Villa Clara, Cuba was characterized. Based on morphoagronomic evaluations and using multivariate analysis . It was possible to make a difference between genotypes to form affinity groups, as well as, to determine the most important variables for characterizations. Where a list of 13 minimum descriptors was defined. Karyotype analysis were able to determine the diploid condition of clones with the presence of 2n=2x=26 for white and yellow groups and 2n=2x=24 chromosomes for clones from purple group. Surveys of isoenzymatics systems esterases, peroxidases and oxidases polyphenols showed the existing variability between clones with a pronounced polymorphism and its usefulness to determine genetic affinities between genotypes within each group. Surveys permitted to suggest the presence of Xanthosoma sagittifolium (L.) Schott in the Cuban collection where clones from white and yellow groups are available, Xanthosoma violaceum Schott involving clones from the purple group, Xanthosoma brasilense Engl. Represented by ´Belembe´clone, Xanthosoma atrovirens Koch and Bouche based on ´Amarilla Trinidad´ clone and Alocasia macrorrhiza Schott where ´Picante´ clone is included.