TEMA 19 Infecciones del tracto respiratorio superior
Tema 19. Infecciones del tracto respiratorio superior 1. Anatomía del tracto respiratorio 2. Mecanismos inespecíficos de defensa del tracto respiratorio 3. Microbiota normal del tracto respiratorio superior 4. Agentes etiológicos de infecciones nasofaríngeas y orofaríngeas 5. Recolección y transporte de muestras 5.1. Hisopado faríngeo 5.2. Hisopado nasofaríngeo 6. Examen directo de las muestras 6.1. Métodos que no incluyen cultivo para la detección de Streptococcus pyogenes 7. Cultivo de las muestras
1. Anatomía del tracto respiratorio
2. Mecanismos inespecíficos de defensa del tracto respiratorio Mecanismos que impiden que microorganismos u objetos extraños entren en los bronquios y lleguen a pulmones • Pelos • Pasaje contorneado • Mucus (tapiza los cornetes nasales) • IgA secretora • Compuestos antibacterianos presentes en secreciones (lisozima) • Cilios y mucosa que recubren la tráquea • Reflejos (tos, estornudo, deglución) Macrófagos alveolares (fagocitan partículas que escapan) Microbiota normal orofaríngea y nasofaríngea (previene colonización patógenos)
3. Microbiota normal del tracto respiratorio superior Algunos de los siguientes microorganismos pueden, en circunstancias especiales, provocar infecciones del tracto respiratorio Nariz Staphylococcus aureus
Streptococcus pneumoniae
S. epidermidis
Haemophilus influenzae
Corynebacterium Amígdalas y adenoides Staphylococcus aureus
Streptococcus
Lactobacillus
Propionibacterium
Corynebacterium
Branhamella
Haemophilus
Eikenella
Peptostreptococcus
Fusobacterium
Bacteroides
3. Microbiota normal del tracto respiratorio Faringe Staphylococcus aureus
Streptococcus mitis
Staphylococcus epidermidis
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus salivarius
Haemophilus influenzae
H. parainfluenzae
Neisseria
Mycoplasma
Candida albicans
Corynebacterium
Branhamella
Bacteroides
Eikenella
Peptostreptococcus
Fusobacterium
Veilonella
4. Agentes etiológicos de infecciones nasofaríngeas y orofaríngeas Los microorganismos que causan infecciones del TRS deben: • entrar en contacto con el epitelio de la mucosa - la mayoría transportados por aerosoles - generalmente, por condiciones de hacinamiento o falta de higiene - algunos pertenecen a microbiota normal • adherirse • multiplicarse Posible aislar gran número de especies de bacterias y hongos a partir de muestras de tracto respiratorio superior Muy pocos microorganismos pueden provocan verdadera patología
4. Agentes etiológicos de infecciones nasofaríngeas y orofaríngeas Streptococcus pyogenes • bacteria más aislada • estreptococo β-hemolítico del grupo A • responsable de la faringitis estreptocócica • con frecuencia causa infecciones supurativas (piogénicas) de senos y oído medio Otros estreptococos (poco frecuente) pueden producir también faringitis estreptocócica El laboratorio debe investigar sólo S. pyogenes Otros patógenos causantes de infecciones del TRS
Faringitis
Faringoamigdalitis
5. Recolección y transporte de muestras 5.1. Hisopado faríngeo Hisopos de algodón, Dacrón o alginato cálcico (adecuados para recuperar la mayoría de microorganismos)
Obtener la muestra con ayuda de un depresor Se rota el hisopo sobre la superficie elegida
5.1. Hisopado faríngeo Si el hisopo permanece húmedo • no necesario medio de transporte si se cultiva en 4 horas (para detectar S. pyogenes puede permanecer seco 48 a 72 horas) • después de 4 horas utilizar medio de transporte (Stuart, Amies, Cary-Blair) Muestra para detectar Bordetella pertussis • toser sobre placa de medio de cultivo • mejor muestra: aspirado de secreciones nasofaríngeas con catéter con tetina de goma o plástico • idealmente sembrar al lado de la cama del paciente • si no es posible sembrar, transportar en medio adecuado (máximo 2 horas) • para PCR utilizar hisopo de Dacrón (colocarlo en tubo con 0,5 mL de solución fisiológica)
5.2. Hisopado nasofaríngeo Se utiliza hisopo flexible Más recomendable que hisopado faríngeo para recuperar especies de Neisseria, virus respiratorio sincitial y virus parainfluenza entre otros
6. Examen directo de las muestras Tinción de Gram no válida para el diagnóstico excepto para detección de: • levaduras • formas características fusiformes de Angina de Vincent Identificación de Bordetella pertussis más recomendable por PCR que por inmunofluorescencia directa (poco específica) Identificación de hongos (incluidas levaduras): KOH al 10%, calcoflúor Disponibles diversos métodos mediante inmunofluorescencia y ELISA para detección de muchos virus implicados en infecciones del TRS
6.1. Métodos que no incluyen cultivo para la detección de Streptococcus pyogenes Más de 40 productos disponibles (Stretex, Directogen, Detect-A-Strep) para detectar antígenos de los estreptococos del grupo A en apenas 10 minutos Utilizan • aglutinación de partículas de látex • enzimoinmunoensayo • sondas genéticas Los hisopos de Dacrón parecen ser los más eficientes Se recomienda cultivar las muestras negativas de las pruebas directas para estreptococos del grupo A (no existe fiabilidad del 100%)
7. Cultivo de las muestras Agar sangre (la mayoría de los estreptococos del grupo A son β-hemolíticos, < 1% no lo son) • adicionando disco con 0,04 unidades de bacitracina sobre agar sangre se puede hacer identificación presuntiva de S. pyogenes (todos los estreptococos del grupo A son sensibles)
Estreptococo β-hemolítico
Agar selectivo para estreptococos (identificación de S. pyogenes) Agar inclinado de Loeffler y agar sangre con telurito (identificación de Corynebacterium diphtheriae)
Agar sangre con disco de bacitracina Agar inclinado de Loeffler
Agar sangre con telurito
7. Cultivo de las muestras
Agar Regan-Lowe
Agar Regan-Lowe o agar sangre de caballo-carbón para identificación de Bordetella pertussis Agar Thayer-Martin, agar Martin-Lewis o agar NYC para identificación de Neisseria Agar chocolate para identificación de Haemophilus Agar Thayer-Martin