EVALUACIÓN DE LA CALIDAD EN FRUTAS DESHIDRATADAS COMERCIALES COMUNES Y EXÓTICAS Megías-Pérez R1, Gamboa-Santos J1, Soria AC2, Montilla A1y Villamiel, M1* 1 Instituto de Investigación en Ciencias de la Alimentación (CIAL) (CSIC-UAM) CEI (CSIC+UAM). Nicolás Cabrera, 9. Campus de la Universidad Autónoma de Madrid, 28049Madrid (España) [email protected] 2 Instituto de Química Orgánica General (CSIC), Juan de la Cierva 3, 28006-Madrid (España).

Palabras clave: Deshidratación, carbohidratos, rehidratación.

2-furoil-metil

aminoácidos,

vitamina

C,

capacidad

de

RESUMEN Uno de los intereses de la industria alimentaria es el procesado de alimentos perecederos, tales como las frutas, que permita mantener no sólo su calidad nutritiva y organoléptica, sino también su bioactividad. Para conservar dichos alimentos durante largos períodos de tiempo, uno de los procesos que se aplica es la deshidratación, en sus diversas modalidades. Dado que durante estos tratamientos se pueden producir cambios químicos y físicos en los constituyentes de las frutas, es preciso disponer de indicadores de calidad que nos proporcionen tentativamente una idea retrospectiva de dichos cambios. En este trabajo se han evaluado diferentes parámetros (humedad, actividad de agua, indicadores de la reacción de Maillard, vitamina C, carbohidratos, capacidad de rehidratación y pérdidas de sólidos por lixiviado) en doce frutas deshidratadas comerciales comunes y exóticas, con el fin de evaluar la calidad de los productos que se encuentran en el mercado. INTRODUCCIÓN Actualmente la principal preocupación de los consumidores es disponer de alimentos de elevada calidad que satisfagan necesidades nutricionales y que, además, aporten ciertos beneficios para la salud, sin descuidar las características organolépticas, siendo las frutas uno de los grupos de alimentos más recomendables. El consumo de frutas, tanto comunes como exóticas, se ha incrementado no sólo por sus características organolépticas, sino también por la adquisición de buenos hábitos alimentarios, ya que son alimentos con un alto contenido en compuestos bioactivos. Dado el carácter perecedero y estacional de las mismas, el interés de la industria de este sector se ha centrado en la aplicación de procesos que permitan una conservación óptima durante largos períodos de tiempo manteniendo en lo posible sus cualidades. Entre tales procesos cabe destacar la deshidratación. El proceso de deshidratación óptimo es aquel en el que se produce la eliminación casi completa del agua, con apenas cambios en las propiedades del alimento. Además, el producto rehidratado final deberá tener propiedades organolépticas similares a las del producto original. La disminución en el contenido de humedad durante el proceso de deshidratación, trae consigo la inhibición del crecimiento de microorganismos responsables del deterioro del alimento, una minimización de reacciones no deseables que se producen en condiciones de elevada actividad de agua (aw) y una reducción sustancial en el peso y volumen del alimento, disminuyendo los costes derivados del envasado, transporte y almacenamiento (Lenart, 1996). Entre los diferentes procedimientos de deshidratación podemos destacar la deshidratación convectiva y la liofilización. La deshidratación convectiva consiste en la eliminación del agua por aplicación de una corriente de aire caliente que contacta íntimamente con el alimento. Con el fin de obtener un producto con mínimos cambios con respecto al original, pueden realizarse procesos de deshidratación a temperaturas altas y tiempos cortos o temperaturas más bajas durante tiempos más largos, siendo generalmente preferible la primera de estas opciones por causar en el alimento un menor daño térmico y requerir un menor consumo de energía (Lewicki, 2006). La liofilización es un proceso que consiste en la eliminación de agua en un alimento por sublimación (Ratti, 2008). En estas condiciones el alimento apenas sufre deterioro y, en

consecuencia, resulta un producto de excelente calidad (Brown, 1999). Este proceso tiene el inconveniente de un alto coste (inversión inicial, mantenimiento de equipos y consumo energético), en comparación con otros procesos clásicos de deshidratación (López-Malo et al., 2008). Por ello, la liofilización se utiliza en la industria para la conservación de alimentos de un alto valor añadido. Previamente al proceso de deshidratación convectiva o a la liofilización, la muestra puede tener un tratamiento con sales o azúcares (deshidratación osmótica) o un escaldado convencional con agua en estado líquido o vapor. La deshidratación osmótica consiste en sumergir el alimento en una solución de sales o azúcares y por efecto de ósmosis se produce la pérdida de agua (deshidratación) y un intercambio de sólidos solubles (Gallego-Juárez, 1998). Debido a ello, el producto resultante es muy diferente y tiene, en el segundo caso, un contenido en azúcares mayor con respecto al producto de partida. Durante todo el proceso de deshidratación se pueden producir una serie de cambios físicos, químicos y físico-químicos que pueden afectar de forma importante a la calidad nutritiva y organoléptica y a la bioactividad del alimento. Así, por ejemplo, elevadas temperaturas provocan pérdidas de compuestos termolábiles como las vitaminas (Reither et al., 2003). Además, la vitamina C también puede perderse por lixiviado durante el escaldado o la deshidratación osmótica, debido a su gran solubilidad en agua (Rickman et al., 2007). Otra de las modificaciones que pueden tener lugar es la reacción de Maillard (RM) que se produce entre un grupo amino libre de un aminoácido, péptido o proteína, y el grupo carbonilo de un azúcar reductor. Aunque el avance de la RM depende de las condiciones del proceso (aw, pH, concentración de oxígeno, temperatura, naturaleza y concentración de carbohidratos y proteínas) (Corzo-Martínez et al., 2012), las condiciones de aw junto con la temperatura a la que se realiza la deshidratación son especialmente adecuadas para que se dé esta reacción. Una de las maneras de conocer el avance de la misma es a través de la formación de los 2furoil-metil aminoácidos (2-FM-AA), indicadores de las etapas iniciales que han resultado de gran interés como parámetros de calidad en diversos productos vegetales tales como zumo de naranja (Del Castillo et al., 2002), tomate y derivados (Sanz et al., 2000), confituras, mermeladas y alimentos infantiles derivados de frutas (Rada-Mendoza et al., 2004), ciruelas y pasas deshidratadas (Sanz et al., 2001) y zanahoria deshidratada (Soria et al., 2009; 2010), entre otros. De especial relevancia es la formación de 2-furoil-metil lisina (furosina) por la participación de la lisina, aminoácido esencial y de gran reactividad, en esta reacción (Corzo-Martínez et al., 2012). Otra de las modificaciones, en este caso física, es el encogimiento y endurecimiento que se produce en el producto final durante el proceso de deshidratación, debido, entre otros factores, a la desnaturalización de proteínas por efecto del calor. Estos cambios provocan una pérdida de turgencia y, como consecuencia, hacen que no se recupere totalmente el contenido inicial de agua, lo cual incide de manera negativa en la textura del producto rehidratado (Sagar et al., 2010). En base a estos antecedentes, el objetivo de este trabajo se ha centrado en la evaluación de la calidad en doce frutas (exóticas y comunes) deshidratadas comerciales a través de la determinación de una serie de parámetros químicos y físicos (humedad, aw, 2-FM-AA, vitamina C, carbohidratos, capacidad de rehidratación y pérdida de sólidos por lixiviado). Todo ello encaminado a conocer tentativamente los procesos llevados a cabo en la industria, para así, a través de los indicadores estudiados, investigar cómo poder mejorar la calidad de este tipo de productos.

MATERIALES Y MÉTODOS Muestras Se analizaron tanto muestras de frutas deshidratadas comunes como exóticas: una muestra de plátano (Musa sapientum L.), una de manzana (Pyrus malus L.), dos de cereza (Prunus avium L.), una de pomelo (Citrus paradisi L.), una de mango (Mangifera indica L.), dos de kiwi (Actinidia chilensis L.), una de papaya (Carica papaya L.), dos de coco (Cocos nucifera L.) y una de piña (Ananas comusus L.). Estas muestras se adquirieron en comercios de Madrid y Barcelona. Las muestras de las frutas, una vez adquiridas, se mantuvieron un máximo de 7 días a temperatura ambiente hasta llevar a cabo, por duplicado, las determinaciones analíticas correspondientes.

Determinación de la humedad El contenido (%) de humedad se determinó gravimétricamente por secado en estufa (Heraeus) a 102 ºC hasta peso constante (AOAC, 950.01, 1990). Los datos correspondientes a la materia seca (MS) se utilizaron para calcular los resultados de posteriores análisis. Determinación de la aw La aw se midió por duplicado a 25 ºC en un equipo Novasina aw Sprint TH-500, provisto de un sensor previamente calibrado con patrones de humedad y aw conocida, consistentes en disoluciones acuosas saturadas de sales inorgánicas puras (LiCl, MgCl2, Mg(NO3)2, NaCl, BaCl2 y K2Cr2O7). Contenido en nitrógeno total El nitrógeno total (TN) se cuantificó según el método de Kjeldahl (AOAC, 920.165, 1990), empleando un factor de conversión de 6,25 (TN x 6,25) para el cálculo del contenido en proteínas. Análisis de carbohidratos La determinación de carbohidratos se llevó a cabo en un GC-FID (Agilent Technologies) utilizando una columna capilar de fase HP-5MS (30 m x 0,25 mm diámetro interno x 0,25 µm espesor) y nitrógeno como gas portador a un flujo de 1 mL/min. La temperatura inicial del horno fue de 200 ºC, se mantuvo durante 11 min, posteriormente se elevó a 270 ºC con una rampa de calentamiento de 15 ºC/min, a continuación se aumentó hasta 315 ºC a 15 ºC/min permaneciendo a esta temperatura durante 3 minutos. La temperatura del inyector fue de 280 ºC y la del detector 315 ºC. La inyección se llevó a cabo en modo Split (1:40). Los datos se adquirieron con el programa ChemStation (Agilent Technologies). La extracción de los carbohidratos se realizó por duplicado de acuerdo al método de GarcíaBaños et al. (2000) con modificaciones. El procedimiento consistió en una primera extracción de la muestra (25-35 mg) con 2 mL de agua Milli-Q a temperatura ambiente y agitación durante 20 min. Posteriormente, se añadieron 8 mL de etanol absoluto y 400 µL de una disolución 2 mg/mL de ß-fenil-glucósido (Sigma Chemical), utilizándose este compuesto como patrón interno. A continuación la muestra se agitó durante 10 min, se centrifugó 10 min a 9600g y se recogió el sobrenadante. Al precipitado se le realizó una segunda extracción con 10 mL de etanol al 80% durante 10 min, procediendo de manera similar a la primera extracción. Por último se evaporaron 2 mL del sobrenadante en un rotavapor a 40 ºC. Debido a la baja volatilidad de los carbohidratos, éstos se determinaron como trimetilsililoximas (TMSO) que fueron preparadas según el método de Sanz et al. (2004a). En primer lugar se formaron las oximas de los azúcares reductores por adición de 200 µL de cloruro de hidroxilamina al 2,5% en piridina a la muestra evaporada e incubación a 70 ºC durante 30 min. A continuación se adicionó a la muestra 200 µL de hexametildisilazano y 20 µL de ácido trifluoroacético y se incubó a 50 ºC durante 30 min. La mezcla obtenida se centrifugó a 10000 rpm durante 2 min, inyectándose 1 µL del sobrenadante. La identificación de carbohidratos se realizó mediante la comparación del tiempo de retención con el de los patrones previamente derivatizados. La cuantificación se llevó a cabo mediante el método de calibración interna, para lo cual se cálculo el factor de respuesta relativo al ß-fenil-glucósido de patrones de fructosa, glucosa, sacarosa, kestosa, ácido málico, manitol y myo-inositol, preparados en el intervalo de concentración encontrado en las muestras. Los datos cuantitativos se expresaron en g/100 g MS. Análisis de furosina La determinación de 2-furoil-metil lisina (furosina) se llevó a cabo mediante RP-HPLC-UV (Beckmann Coulter) utilizando una columna C8 (250 mm - 4.6 mm diámetro interno) (Grace Davison Discovery Sciences) a una temperatura de 37 ºC. Las condiciones cromatográficas consistieron en un gradiente binario de elución compuesto por fase A (4 mL/L ácido acético en agua Milli-Q) y fase B (3 g/L KCl en fase A) a un flujo de 1,2 mL/min según el método de Resmini et al. (1990). La detección se realizó a 280 nm con un detector System Gold

(Beckmann Coulter) y la adquisición de datos con el programa 32 Karat HPLC Software (Beckmann Coulter). Para la preparación de la muestra, en primer lugar, se efectuó una hidrólisis ácida de las muestras de frutas deshidratadas (0,25 g) con 4 mL de HCl 8 M, en atmósfera inerte, a 110 ºC durante 23 horas. El hidrolizado se filtró en papel Whatman nº 40, pasándose luego 0,5 mL del filtrado a través de un Sep-Pack C18 (Waters) acondicionado previamente con 5 mL de metanol y 10 mL de agua. Finalmente, se eluyó la muestra con 3 mL de HCl 3 M, inyectándose 50 µL en el cromatógrafo. La identificación de la furosina se realizó mediante la comparación de tiempos de retención con patrón comercial. La cuantificación se llevó a cabo mediante el método de patrón externo utilizando el mismo patrón. Los datos se expresaron como valores medios de los duplicados en mg/100 g de producto y mg/100 g de proteína. Análisis de vitamina C La determinación de vitamina C se llevó a cabo siguiendo el método de Plaza et al. (2006), mediante RP-HPLC-UV en un cromatógrafo de líquidos (Agilent Technologies) con una columna C18 (250 mm - 4,6 mm diámetro interno) (ACE HPLC Columns) a una temperatura de 25 ºC. La detección se realizó a una longitud de onda de 245 nm y se empleó como fase móvil KH2PO4 5 mM pH 3 bajo condiciones isocráticas a un flujo de 1 mL/min Los datos se adquirieron mediante el programa ChemStation (Agilent Technologies). El procedimiento de obtención de la vitamina C consistió en la homogeneización de la muestra (300 mg) con 12,5 mL de ácido oxálico 0,4% con un Ultra-Turrax T-25 a 13500 rpm (Kabasakalis et al., 2000). Posteriormente, se adicionaron 2,5 mL de una disolución al 0,5% DTT (Sigma-Aldrich), manteniéndose el homogeneizado a temperatura ambiente y oscuridad durante 30 min. Se diluyó hasta 25 mL con agua Milli-Q centrifugándose luego a 3200g durante 5 min. Se tomó 1 mL del sobrenadante y se pasó a través de un filtro PVDF 0,45 µm, inyectándose 20 µL del filtrado en el RP-HPLC-UV. Para la identificación de la vitamina C se comparó el tiempo de retención del compuesto en las muestras con un patrón comercial (Sigma) y mediante el método de la adición de patrón a la muestra. La cuantificación se realizó mediante el método de patrón externo utilizando el mismo patrón. Los datos se expresaron en mg/100 g MS. Determinación de la capacidad de rehidratación Las muestras se rehidrataron por inmersión en agua destilada (relación sólido:líquido 1:50) a temperatura ambiente durante 24 horas. Una vez eliminado el exceso de agua superficial con papel absorbente, las muestras se pesaron. La capacidad de rehidratación (RR) se calculó como el cociente entre la masa del producto rehidratado y la masa del producto deshidratado. Determinación de la pérdida sólidos por lixiviado A un vial de 5 mL, previamente secado y pesado, se agregaron 2 mL del agua de rehidratación introduciéndose los viales en un horno a 102 ºC durante 72 horas. Transcurrido este tiempo el residuo se pesó. Los datos se expresaron como g de sólidos perdidos respecto a 100 g de MS. RESULTADOS Y DISCUSIÓN Caracterización de las muestras En una primera fase del estudio se procedió a evaluar la humedad, la aw, el contenido en proteína y en azúcares totales de las muestras de frutas deshidratadas comerciales. Como se observa en la tabla I, el contenido en humedad se encuentra en el intervalo 5,7-22,5%, valores adecuados para asegurar la calidad microbiológica del producto deshidratado (Belitz et al., 2009). También se determinó la aw en las diferentes muestras, encontrándose valores comprendidos entre 0,414-0,561, salvo en la muestra de cereza-2 que presentaba un valor inferior (0,281). En general, se ha visto que los alimentos con valores de aw próximos a 0,3 suelen ser estables frente al pardeamiento no enzimático, al desarrollo de microrganismos y a

diversas actividades enzimáticas. A partir de un valor crítico de aw, existen pocas posibilidades de crecimiento microbiano; así las bacterias patógenas no crecen en medios con valores inferiores a 0,85, mientras que mohos y levaduras son más tolerantes a aw hasta de 0,80. Normalmente no se produce crecimiento microbiológico a aw inferiores a 0,62 (Sagar et al., 2010). Los valores de proteína encontrados en las frutas analizadas (0,06 – 2,01% en MS), salvo en la cereza-2 y el coco-1, fueron similares a los valores de proteína de la fruta sin procesar (0,3-1,1% en peso fresco) (USDA, 2012), cuando cabría esperar un mayor contenido por efecto de la concentración debida al proceso de deshidratación. Esto puede atribuirse al efecto de dilución por un tratamiento previo de deshidratación osmótica en el cual se trata a la fruta con una solución hipertónica de azúcares. Este tratamiento previo explicaría el elevado contenido en azúcares totales de la mayoría de estas muestras (76,8-91,5 % en MS) con respecto a los valores de azúcares totales de la fruta fresca. Sin embargo, al igual que lo indicado para el contenido en proteínas, el coco-1 y la cereza-2 presentan una concentración en azúcares muy similar a la de las frutas frescas según la USDA (USDA, 2012). Por otra parte, el plátano deshidratado presenta un bajo contenido en azúcares (19%), en comparación con la fruta madura sin procesar (49%; USDA, 2012), sin embargo hay que tener en cuenta que el plátano se puede recolectar cuando alcanza el tamaño definitivo pero está inmaduro y, en esas condiciones, el contenido en azúcares solubles puede ser hasta de un 5% (Adao et al., 2005). Tabla I. Determinación de humedad, aw, proteína y azúcares totales (Az-T) en muestras de frutas deshidratadas comerciales.

Muestra

Humedad (%)

Plátano

aw

Proteína (%)1

Az-T(%)1

6,8 ± 0,7

0,508 ± 0,009

2,01 ± 0,01

19,0 ± 0,8

Manzana

17,4 ± 0,8

0,513 ± 0,018

0,16 ± 0,00

88,3 ± 1,2

Cereza-1

22,5 ± 0,2

0,494 ± 0,028

0,63 ± 0,00

91,5 ± 4,6

Cereza-2

21,4 ± 1,5

0,281 ± 0,002

8,59 ± 0,30

62,9 ±0,8

Pomelo

11,2 ± 0,5

0,414 ± 0,015

0,32 ± 0,02

81,4 ± 1,8

Mango

21,1 ± 0,2

0,557 ± 0,062

0,27 ± 0,01

86,1 ± 1,2

Kiwi-1

19,9 ± 0,3

0,497 ± 0,035

0,54 ± 0,01

81,2 ± 4,8

Kiwi-2

13,0 ± 0,0

0,514 ± 0,010

0,43 ± 0,01

75,5 ± 2,6

Papaya

13,7 ± 0,6

0,560 ± 0,013

0,06 ± 0,01

86,3 ± 0,6

Coco-1

5,7 ± 1,0

0,486 ± 0,013

7,13 ± 0,37

12,8 ± 0,2

Coco-2

11,0 ± 0,0

0,561 ± 0,008

1,34 ± 0,24

52,0 ± 1,1

Piña

10,4 ± 0,3

0,532 ± 0,015

0,13 ± 0,00

76,8 ± 0,9

1

%: g/100 g MS

Determinación de carbohidratos mayoritarios y minoritarios Una vez realizada una caracterización global de las muestras se procedió a determinar el contenido pormenorizado de carbohidratos. La figura I ilustra, a modo de ejemplo, el perfil cromatográfico de la muestra de coco-1 obtenido mediante GC-FID. Los datos cuantitativos de los carbohidratos analizados se recogen en las tablas II y III. En general, la mayoría de las muestras presentaron fructosa, glucosa, sacarosa y mínimas cantidades de kestosa, conocido carbohidrato prebiótico. Aunque los valores están de acuerdo a la literatura para estos tipos de fruta (Kelebek et al., 2011; USDA, 2012), es de destacar el bajo contenido en sacarosa (0,2 g/100 g MS) de la cereza-2 y en fructosa (0,4 mg/100 g MS) y glucosa (0,4 mg/100 g MS) del coco-1, con respecto al resto de muestras del estudio. Otro carbohidrato interesante es el manitol, presente en el 50 % de la muestras, aunque sólo es especialmente elevado su nivel en la cereza-2 y en papaya (7,8 y 4,0 g/100 g MS, respectivamente). La presencia de este polialcohol contribuye al sabor dulce de las frutas disminuyendo su índice glucémico, por lo que pueden resultar frutas más adecuadas para enfermos diabéticos. Según otros autores el manitol es abundante en pera, arándano

(Muir et al., 2009) y cereza, si bien en esta última su contenido es muy variable dependiendo de la variedad de que se trate (Girard et al., 1998).

Figura I. Perfil cromatográfico obtenido mediante GC-FID de las TMSO de la muestra de coco-1. 1. Manitol, 2. Fructosa, 3. Glucosa, 4. Myo-inositol, 5. ß-fenil-glucósido (patrón Interno), 6. Sacarosa, 7. Kestosa.

Hasta nuestro conocimiento, el manitol, por el momento no ha sido encontrado en papaya. En cuanto a los otros carbohidratos minoritarios, el ácido málico únicamente se detectó en manzana, plátano y cereza-1, aunque en mucha menor cantidad que en fruta fresca, especialmente en el caso de la manzana (Hecke et al., 2006). El myo-inositol sólo se pudo cuantificar en el coco-1 y en la cereza-2, a pesar de haberse detectado previamente en zumos frescos de muchas de estas frutas (Sanz y col., 2004b). Por otra parte, su presencia también ha sido descrita por otros autores en zumos de naranja (Villamiel et al., 1998) y en mosto (Monetti et al., 1996), siendo utilizado como parámetro de calidad en vino (EC regulation nº2676/90). Tabla II. Composición en carbohidratos mayoritarios y relaciones glucosa/fructosa y sacarosa/glucosa en las frutas deshidratadas comerciales. Los valores se expresan como medias ± desviación estándar siendo las unidades en g/100 g MS.

Muestra

1

Glu1

Fru1

Glu/Fru

Sac1

Sac/Glu

Plátano

1,3 ± 0,1

1,6 ± 0,2

0,8

15,6 ± 1,0

12,0

Manzana

29,6 ± 1,7

28,9 ± 1,2

1,0

28,6 ± 1,6

1,0

Cereza-1

39,4 ± 1,8

36,8 ± 3,5

1,1

14,9 ± 1,2

0,4

Cereza-2

34,3 ± 0,5

25,7 ± 2,4

1,3

0,2 ± 0,0

0,0

Pomelo

17,0 ± 0,3

17,0 ± 0,5

1,0

46,3 ± 1,2

2,7

Mango

31,3 ± 0,5

28,9 ± 0,8

1,1

24,3 ± 2,4

0,8

Kiwi-1

25,9 ± 2,0

25,7 ± 1,8

1,0

28,7 ± 1,9

1,1

Kiwi-2

14,5 ± 0,1

14,1 ± 0,0

1,0

46,0 ± 2,5

3,2

Papaya

16,1 ± 0,4

15,8 ± 0,1

1,0

54,2 ± 0,9

3,4

Coco-1

0,4 ± 0,0

0,4 ± 0,0

1,0

11,0 ± 0,1

27,5

Coco-2

9,2 ± 0,7

8,4 ± 0,7

1,1

33,5 ± 2,5

3,7

Piña

16,8 ± 0,1

16,4 ± 0,1

1,0

42,6 ± 1,1

2,6

Glu: glucosa; 1Fru: fructosa; 1Sac: sacarosa.

Según los datos de caracterización y el contenido en carbohidratos, como ya hemos indicado, la mayoría de estas frutas han podido ser sometidas a un proceso de deshidratación osmótica, previo al secado presumiblemente convectivo. Como puede observarse en la tabla II, la glucosa y la fructosa se encuentran en similares concentraciones para cada una de las frutas, por lo que su relación es próxima a 1; sin embargo Muir et al. (2009) encontraron un exceso de fructosa en manzana y mango, que no se observa en las muestras analizadas en el presente estudio, por lo que podría suponerse que, en éstas, la deshidratación osmótica se ha realizado con una solución de glucosa. Las muestras de plátano, cereza-1, pomelo, kiwi-1 y 2, papaya y piña, por su enriquecimiento en sacarosa respecto a las frutas frescas (USDA,

2012) y su bajo contenido en proteínas parecen haber sido tratadas con una solución de sacarosa. Por último, el coco-2, con mayor proporción de los tres azúcares mayoritarios, glucosa, fructosa y sacarosa, puede haber sido tratado con una solución de azúcar invertido. Durante el proceso de deshidratación osmótica, la pérdida de las moléculas de agua trae consigo a su vez una pérdida de la fuerza de la pared celular por la solubilización de la pectina (Prinzivalli et al., 2006); esto, junto con la alta presión osmótica, produce un flujo de moléculas de carbohidratos hacia el interior de la estructura celular provocando un incremento en su concentración en el producto final (Fernandes et al., 2008) y un efecto de dilución de otros constituyentes como proteínas y carbohidratos minoritarios (myo-inositol y ácido málico), de los que cabría esperar un mayor contenido en muchas de las frutas analizadas (Clements, 1980; Sanz et al., 2004b). De las muestras aquí estudiadas, las dos únicas frutas que parecen simplemente deshidratadas son el coco-1 y la cereza-2. En éstas parece que se produce únicamente una concentración de los constituyentes al perderse humedad durante la deshidratación. Tabla III. Determinación de carbohidratos minoritarios en las frutas deshidratadas comerciales. Los valores se expresan como medias ± desviación estándar siendo las unidades en g/100 g MS.

Muestra

1

Ácido málico

Manitol

Myo-Inositol 1

Kestosa

Plátano

0,06 ± 0,00

0,05 ± 0,00

n.d.

0,62 ± 0,06

Manzana

0,17 ± 0,01

n.d

n.d.

1,29 ± 0,11

Cereza-1

0,04 ± 0,00

n.d.

n.d.

0,42 ± 0,04

Cereza-2

n.d.

7,80 ± 0,78

0,07 ± 0,01

0,83 ± 0,08

Pomelo

n.d.

1,32 ± 0,02

n.d.

1,14 ± 0,10

Mango

n.d

n.d.

n.d.

1,51 ± 0,12

Kiwi-1

n.d.

n.d.

n.d.

0,86 ± 0,07

Kiwi-2

n.d.

0,22 ± 0,01

n.d.

0,86 ± 0,06

Papaya

n.d.

4,03 ± 0,29

n.d.

0,29 ± 0,03

Coco-1

n.d.

0,43 ± 0,02

0,09 ± 0,02

0,11 ± 0,01

Coco-2

n.d.

n.d.

n.d.

0,89 ± 0,05

Piña

n.d.

0,32 ± 0,01

n.d.

1,00 ± 0,01

n.d. (no detectado).

Determinación de vitamina C y de furosina Como se observa en la tabla IV, los valores de furosina hallados en las muestras de frutas deshidratadas se encuentran en el intervalo 1,1 y 19,1 mg/100 g de producto. Con la excepción de las muestras de coco (19,1 y 12,5 mg/100 g de producto para el coco-1 y 2, respectivamente), estos valores son inferiores a los publicados por Sanz et al., (2001) para muestras deshidratadas comerciales de higos, ciruelas, dátiles y orejones (7,2-31,2 mg/100 g de producto). Sin embargo, la forma más habitual de expresar el contenido en furosina es referido a 100 g de proteína, ya que así se pueden comparar productos con concentraciones variables de proteína y, además, puede dar idea del estado de la proteína debido a que, en etapas más avanzadas de la RM, se producen modificaciones en su estructura y funcionalidad. Así, cuando se efectúa la conversión se amplía enormemente el intervalo de valores (38,4 - 3766,3 mg/100 g proteína), correspondiendo el menor contenido a la cereza2. Este valor es muy inferior a los recogidos por Soria et al., (2010) y Gamboa-Santos et al., (2012) para diversos vegetales deshidratados comerciales y por Rada-Mendoza et al. (2002) para mermeladas y alimentos infantiles. Tan sólo alguna mermelada con bajo contenido en azúcares y algún alimento infantil presentaron menor o similar contenido en furosina que la cereza-2 aquí analizada. Esta muestra, por su aspecto y características composicionales (bajo contenido en furosina y sacarosa y alto en proteína) parecen indicar que ha sido sometida a un proceso de liofilización sin un tratamiento previo de deshidratación osmótica. También los contenidos en furosina de las muestras de coco, expresadas por cantidad de producto nos podrían indicar, que el coco-1 ha sufrido un tratamiento más intenso que el 2, cuando realmente, por el resto de indicadores parece lo contrario.

Las frutas con un mayor contenido en furosina (expresado en función de la proteína) (manzana, pomelo, mango, papaya, coco-2 y piña) probablemente han sido tratadas de forma más enérgica o han podido ser almacenadas en peores condiciones, en relación a las otras, las cuales, en algún caso, como la cereza-2 han sido, presumiblemente, liofilizadas. Comparando los valores de aw de la tabla I y de furosina en la tabla IV, observamos que, cuando la aw de la muestra es elevada, el contenido en furosina es mayor y viceversa, como puede observarse, a modo de ejemplo, en las muestras de papaya (aw 0,560; furosina 3766,3 mg/100 g proteína) y cereza-2 (aw 0,281; furosina 38,4 mg / 100 g proteína). En relación al efecto de la aw en la RM, valores entre 0,2 y 0,3 se consideran idóneos para el almacenamiento de alimentos deshidratados, ya que, en estas condiciones, el agua se encuentra fuertemente ligada y no disponible, por lo que la RM es mínima. En general, al aumentar la aw se produce una mayor evolución de la RM hasta alcanzar un máximo, a partir del cual el avance de la misma es menor, esto parece deberse a una dilución de los reactivos (Labuza, 1970). Varios autores han demostrado que el intervalo de aw donde la reacción se encuentra favorecida es entre 0,3-0,7 (Ringe et al., 1988). Tabla IV. Determinación de furosina y vitamina C en frutas deshidratadas comerciales.

Muestras

Furosina mg/100 g proteina

(mg/100 g MS)

Plátano

3,1 ± 0,1

164,6 ± 7,1

n.d.1

Manzana

1,8 ± 0,0

1347,1 ± 19,0

0,3 ± 0,0

Cereza-1

1,1 ± 0,0

231,8 ± 7,0

0,4 ± 0,0

Cereza-2

2,6 ± 0,2

38,4 ± 2,3

1,5 ± 0,1

Pomelo

2,5 ± 0,1

898,7 ± 35,1

n.d

Mango

3,7 ± 0,0

1779,3 ± 19,0

n.d.

Kiwi-1

1,6 ± 0,1

378,0 ± 23,5

0,2 ± 0,0

Kiwi-2

2,0 ± 0,1

527,8 ± 16,1

n.d.

Papaya

1,9 ± 0,1

3766,3 ± 255,2

n.d.

Coco-1

19,1 ± 1,9

284,2 ± 28,1

n.d.

Coco-2

12,5 ± 1,2

1047,7 ± 104,0

n.d.

1,8 ± 0,1

1460,9 ± 114,1

n.d.

Piña 1

Vitamina C

mg/100 g producto

n.d. (no detectado).

Según los datos de la tabla IV, en ocho de doce muestras no se detectó vitamina C y en las restantes (manzana, cereza-1 y 2, y kiwi-1) se cuantificaron bajos valores de esta vitamina, de 0,2 a 1,5 mg/100 g MS frente al intervalo 30 - 545 mg/100 g MS según la USDA (2012) para muestras sin procesar. Este bajo contenido en vitamina C, independientemente de la muestra, probablemente es debido al procesamiento y a las condiciones de almacenamiento que han tenido las muestras, ya que esta vitamina es muy sensible al almacenamiento (Peñas et al., 2012). En el caso de la cereza-2 presumiblemente liofilizada, el bajo contenido en vitamina C ha podido ser debido, entre otros factores, a que la muestra haya podido tener un tratamiento de escaldado previo a la liofilización o a un almacenamiento más prolongado, que no se ha visto reflejado en un incremento importante de furosina por su bajo valor de aw (Gamboa-Santos et al., 2012) . Estudio de las propiedades de rehidratación Una vez estudiados los parámetros químicos anteriores se procedió a determinar la capacidad de rehidratación (RR) y las pérdidas por lixiviado (LL) que se producen durante la misma, parámetros físicos importantes que nos pueden aportar información complementaria sobre la calidad del producto final. Como puede observarse en la tabla V, la mayoría de las muestras presentaron valores bajos de RR (1,0-1,8), a excepción de la manzana (3,6) y la cereza-2 (3,1). Aunque pueden existir otros factores influyentes, las muestras con valores bajos de RR probablemente han tenido un tratamiento, previo a la deshidratación, de adición de algún ingrediente con efecto

protector. El valor de RR de la manzana es del orden del publicado para manzana tratada mediante deshidratación convectiva a 30 ºC (Contreras et al., 2012), siendo el valor de la cereza-2 superior al descrito en cerezas procesadas (Doymaz et al., 2011). Los valores de LL en la tabla V correspondientes a las muestras de manzana, cereza, pomelo, mango, kiwi, papaya, coco-1 y piña se encuentran en el intervalo 54,6-87,3 g/100 g MS, mientras que, para las muestras de plátano y coco-2, se hallaron valores de LL de 37,4 y 38,1 g/100 g MS. Estos valores más bajos de LL pueden ser debidos, en el caso del plátano, a su bajo contenido en azúcares solubles, tal y como se indicó anteriormente. Por lo que se refiere a la muestra coco-1, las menores pérdidas por lixiviado podrían estar relacionadas con la geometría (prisma de un centímetro de lado y 0,5 cm de espesor). Por el contrario, la otra muestra de coco con menor contenido en azúcares (coco-2), presenta una mayor pérdida por lixiviado, debido probablemente a que al tratarse de copos de un espesor inferior a 1 mm, existía mayor superficie específica que en el coco-1. Tabla V. Determinación de la capacidad de rehidratación (RR) y de la pérdida de sólidos por lixiviado (LL) durante la rehidratación en frutas deshidratadas comerciales.

RR

LL (g /100g MS)

Plátano

1,8 ± 0,2

37,4 ± 1,5

Manzana

3,6 ± 0,1

54,6 ± 5,3

Cereza-1

1,5 ± 0,0

84,9 ± 4,6

Muestra

Cereza-2

3,1 ± 0,3

80,4 ± 3,1

Pomelo

1,0 ± 0,1

87,0 ± 2,5

Mango

1,2 ± 0,1

84,1 ± 8,2

Kiwi-1

1,5 ± 0,0

73,8 ± 0,5

Kiwi-2

1,3 ± 0,0

76,1 ± 1,2

Papaya

1,0 ± 0,1

59,2 ± 2,0

Coco-1

1,8 ± 0,1

68,2 ± 6,7

Coco-2

1,3 ± 0,0

38,1 ± 3,8

Piña

1,0 ± 0,1

87,3 ± 6,2

CONCLUSIONES De acuerdo a los resultados obtenidos se puede concluir que la mayor parte de las muestras de frutas deshidratadas analizadas en el presente estudio presentan bajo valor nutritivo, tanto por lo que se refiere a la vitamina C como a la pérdida de lisina por su participación en la Reacción de Maillard. Es de destacar la importancia de la aplicación conjunta de los parámetros de calidad empleados, como potenciales indicadores del proceso de elaboración de estas frutas, con el objetivo final de obtener frutas deshidratadas de una alta calidad. Hasta nuestro conocimiento, estos resultados son los primeros en relación a la evaluación de la calidad en frutas deshidratadas, comunes y exóticas, mediante la determinación conjunta de los parámetros químicos y físicos aquí estudiados. AGRADECIMIENTOS Este trabajo ha sido financiado por el Ministerio español de Ciencia e Innovación (proyecto AGL2007-63462; Fun-c-Food CSD2007-00063 Consolider-INGENIO 2010 y CYTED IBEROFUN P109AC0302). Roberto Megías-Pérez y Juliana Gamboa-Santos agradecen al CSIC los contratos JAE-TEC y JAE-Pre, respectivamente. Ana Cristina Soria agradece al Ministerio español de Economía y Competitividad el contrato Ramón y Cajal. BIBLIOGRAFÍA Adao R. C., Gloria M. B. A. (2005) Food Chemistry, 90, 705-711. AOAC Method 950.01. (1990). Vol I. Ed. Helrich, k. Association of Official Analytical Chemists.

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