UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA DETERMINACIÓN DE LA FAUNA HE

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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

DETERMINACIÓN DE LA FAUNA HELMÍNTICA DE LAS TORTUGAS GIGANTES (Chelonoidis sp.) DE LAS ISLAS GALÁPAGOS Trabajo de Grado presentado como requisito para obtener el Título de Médico Veterinario y Zootecnista

AUTORA Andrea Eugenia Loyola Herrera TUTOR Dr. Francisco Patricio De La Cueva Jácome

Quito, Abril, 2014

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DEDICATORIA

A mis padres y a mi esposo, ya que gracias a su esfuerzo y apoyo ha sido posible cumplir con este propósito y a mi hijo por ser mi más grande motivación.

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AGRADECIMIENTO:

Agradezco al Parque Nacional Galápagos, por autorizar y financiar en gran parte la realización de este proyecto, por prestar sus instalaciones, y por el apoyo incondicional de los señores guardaparques en la colecta de muestras en el campo. De igual manera, agradezco a la Agencia de Regulación y Control de la Bioseguridad y Cuarentena para Galápagos (ABG) por prestar sus instalaciones y equipos para la realización de los análisis de laboratorio. Sin dejar de mencionar a Galápagos Conservancy, que a través del Doctor James Gibbs financió la compra de una centrifuga y algunos materiales de laboratorio. Agradezco también de manera especial a Washington Tapia por sus sugerencias, así como también a Steve Blake, James Gibbs y Leandro Patiño que me prestaron su ayuda en algunos temas. También agradezco a Freddy Cabrera y Freddy Villamar por su ayuda durante los muestreos que se realizaron en la isla Santa Cruz. Por ultimo quiero agradecer a mi familia, sin su apoyo no hubiera sido posible culminar esta etapa de mi vida.

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AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL

Yo, Andrea Eugenia Loyola Herrera en calidad de autora del trabajo de investigación o tesis realizada sobre “DETERMINACIÓN DE LA FAUNA HELMINTICA DE LAS TORTUGAS GIGANTES (Chelonoidis sp.) DE LAS ISLAS GALÁPAGOS”, por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL

ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o de parte de los que contiene esta obra, con fines estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.

Quito, a los 24 días del mes de Marzo del 2014.

Andrea Eugenia Loyola Herrera

C.C. No. 2000070868 [email protected]

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INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR

En mi carácter de Tutor del Trabajo de Grado, presentado por las señorita: Andrea Eugenia Loyola Herrera para optar por el Título o Grado de Médico Veterinario y Zootecnista, cuyo título es “DETERMINACIÓN DE LA FAUNA HELMINTICA DE LAS TORTUGAS GIGANTES (Chelonoidis sp.) DE LAS ISLAS GALÁPAGOS.” Considero que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la presentación pública y evaluación por parte del jurado examinador que se designe.

En la ciudad de Quito, a los 24 días del mes de Marzo del 2014.

Dr. Francisco Patricio De La Cueva Jácome C.C. No.170797973-6 [email protected]

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ÍNDICE DE CONTENIDO AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL .........................................................iii INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR ...................................................................... v RESUMEN.............................................................................................................................. xii ABSTRACT ........................................................................................................................... xiii INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 1 CAPÍTULO I ............................................................................................................................ 3 El PROBLEMA....................................................................................................................... 3 Planteamiento del Problema ................................................................................. 3 Formulación del Problema.................................................................................... 5 Objetivos ............................................................................................................... 5 General.............................................................................................................. 6 Específicos ........................................................................................................ 6 Justificación .......................................................................................................... 6 CAPITULO II ........................................................................................................................... 7 MARCO TEORICO ................................................................................................................ 7 Antecedentes de la Investigación .......................................................................... 7 Fundamentación teórica ...................................................................................... 13 Chelonoidis nigrita ........................................................................................... 13 Distribución: ................................................................................................. 13 Características morfológicas ........................................................................ 14 Consideraciones anatómicas y fisiológicas .................................................. 15 Alimentación ................................................................................................ 16 Manejo de las tortugas gigantes en cautiverio ................................................ 16 Actividades del centro de crianza de la Isla Santa Cruz ............................... 17

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Requerimientos térmicos y de hábitats......................................................... 19 Reproducción .................................................................................................. 20 Incubación ....................................................................................................... 20 Cuidado de los recién nacidos ......................................................................... 21 Parásitos ............................................................................................................. 21 Tremátodos ..................................................................................................... 21 Céstodos ......................................................................................................... 23 Nemátodos: ..................................................................................................... 24 Hipótesis ............................................................................................................. 27 Caracterización de Variables............................................................................... 28 Definición de Términos Básicos .......................................................................... 28 Fundamentación Legal ........................................................................................ 30 CAPITULO III ........................................................................................................................ 33 METODOLOGIA ................................................................................................................... 33 Determinación de métodos a utilizar ................................................................... 33 Diseño de la Investigación .................................................................................. 33 Sitios de muestreo .............................................................................................. 35 Población y muestra ............................................................................................ 37 Operacionalización de Variables ......................................................................... 38 Técnicas e instrumentos de recolección de datos ............................................... 38 Recolección de muestras fecales .................................................................... 38 Técnica Cualitativa de flotación con Sulfato de Zinc ........................................ 39 Técnica cuantitativa empleando la Cámara McMaster………….…………….….40 Validez y confiabilidad de los instrumentos ......................................................... 40 Técnicas de procesamiento y análisis de datos................................................... 41 CAPITULO IV........................................................................................................................ 42 RESULTADOS ..................................................................................................................... 42

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Discusión de Resultados y Hallazgos de la Investigación ................................... 53 CAPITULO V ......................................................................................................................... 56 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .................................................................. 56 Conclusiones ...................................................................................................... 56 Recomendaciones .............................................................................................. 58 REFERENCIAS .................................................................................................................... 59 ANEXOS ................................................................................................................................ 66

ANEXOS ANEXO A. Matriz de registro de toma de muestras ....................................................... 66 ANEXO B. Matriz para registro de laboratorio ................................................................ 66 ANEXO C. Registro de toma de muestras colectadas en la Reserva natural El Chato, isla Santa Cruz, Galápagos, 2014. ....................................................................... 68 ANEXO D. Registro de muestras recolectadas en el Centro de Crianza “Fausto Llerena”, isla Santa Cruz, Galápagos, 2014. ................................................................... 70 ANEXO E. Tabla de frecuencias con datos agrupados para obtener medidas de tendencia central sobre la cantidad de estructuras parasitarias en tortugas terrestres de la isla Santa Cruz............................................................................................................ 72 ANEXO F. Tabla de frecuencias con datos agrupados para obtener medidas de tendencia central sobre la cantidad de estructuras parasitarias en tortugas terrestres de la isla Santa Cruz............................................................................................................ 73 ANEXO G Toma de muestras fecales en Chelonoidis nigrita....................................... 74 ANEXO H. Técnica de Flotación con centrifugación ...................................................... 75 ANEXO I. Método Mcmaster modificado ........................................................................ 77 ANEXO J. Forma juvenil de ácaro encontrado en heces fecales de Chelonoidis nigrita Santa Cruz, Galápagos, 2014. ............................................................................... 79

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ÍNDICE DE TABLAS Tabla No.1 Reporte de parásitos gastrointestinales en tortugas terrestres. ............. 11 Tabla No.2 Operacionalización de Variables .................................................................. 38 Tabla No.3 Resultados de muestras fecales colectadas. ............................................ 42 Tabla No.4 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) de Chelonoidis nigrita en cautiverio y estado natural en la isla Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t combinadas. ......................................... 42 Tabla No.5 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) según el sexo en Chelonoidis nigrita en estado silvestre de la isla Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t student combinados. ........................... 43 Tabla No.6 Presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) según el sexo en las tortugas Chelonoidis nigrita en cautiverio de la isla Santa Cruz y prueba de ji cuadrado y t student combinadas............................................................. 45 Tabla No.7 Presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) según la ubicación en las tortugas Chelonoidis nigrita en estado silvestre de la isla Santa Cruz y prueba de ji cuadrado y t student combinadas........................................ 46 Tabla No.8 Resultados generales de medidas de tendencia central para carga parasitaria en Santa Cruz, Galápagos 2014. ................................................................... 48 Tabla No.9 Diversidad de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) en tortugas en cautiverio y tortugas silvestres. ..................................................................... 49

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ÍNDICE DE GRÁFICOS Gráfico No. 1. Distribución de las tortugas gigantes de las Islas Galápagos. ........... 14 Gráfico No. 2 Sitios de muestreo en El Chato, isla Santa Cruz, Galápagos. ........... 36 Gráfico No.3 Comparación de la prevalencia de parásitos entre individuos en cautiverio y estado silvestre expresado en porcentaje................................................... 42 Grafico No. 4 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en estado silvestre. ................................................................................................................................. 44 Gráfico No.5 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en cautiverio. 45 Gráfico No.6 Comparación de prevalencia entre individuos según la ubicación ..... 47 Gráfico No.7 Prevalencia de familias de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) en tortugas cautivas de la isla Santa Cruz, Galápagos 2014. ..... 49 Gráfico No.8 Prevalencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) en tortugas silvestres de la isla Santa Cruz, Galápagos 2014. .................................... 50 Gráfico No.9 Huevos de la Familia Strongylidae (huevo mas pequeño) encontrados en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 (40x).................. 51 Grafico No. 10 A. Huevo grande de la familia Strongylidae. B. Huevo grande de la familia Strongylidae junto a un huevo más pequeño de la misma familia encontrados en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 ..... 52 Grafico No.11 Huevo de la Familia Oxyuridae (40 x) encontrado en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 ......................................................... 52 Gráfico No.12 Huevo de la familia Ascaridae, encontrado en las heces de Chelonoidis nigrita, Santa Cruz, Galápagos, 2014 ......................................................... 53

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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA Determinación de la fauna helmíntica de las tortugas gigantes (Chelonoidis sp.) de las islas Galápagos. Autora: Andrea Eugenia Loyola H Tutor: Dr. Francisco De la Cueva Fecha: 24 de Marzo del 2014 RESUMEN Conocer la fauna helmíntica (endoparásitos gastrointestinales) de las tortugas gigantes de las islas Galápagos, es necesario para tener una base con que comparar en caso de presentarse casos de mortalidad asociados a estos patógenos. El objetivo de este estudio fue, por medio de las técnicas de flotación y Mcmaster, identificar las estructuras parasitarias presentes, determinar la carga parasitaria de estas y hacer una comparación de estos parámetros entre individuos en estado silvestre y en cautiverio. Para esto se colectaron muestras fecales de 60 tortugas gigantes en estado silvestre y 50 muestras fecales de tortugas gigantes en cautiverio de la isla Santa Cruz del archipiélago de Galápagos. De las cuales, 107 tortugas (97,27%, n=110) resultaron positivas a estructuras parasitarias, identificándose 3 familias de nemátodos: Strongylidae, Oxyuridae y Ascaridae. Se contaron 327 huevos de nematos en cautiverio y 290 huevos en estado natural, con una media de 61 h.p.g (huevos por gramo de heces) en tortugas en cautiverio y una media de 51 h.p.g en tortugas en estado silvestre. Los datos obtenidos fueron procesados y analizados empleando técnicas estadísticas, encontrando diferencia no significativa entre animales en cautiverio y estado natural. Resultados que se aproximan a los de estudios en tortugas terrestres de otras especies. Los resultados de este estudio contribuyen a la conservación de las tortugas gigantes de las islas Galápagos, Ecuador.

Palabras clave: FAUNA HELMÍNTICA, TORTUGAS GIGANTES, FLOTACIÓN, MCMASTER, CARGA PARASITARIA, NEMÁTODOS.

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Determination of the helminth fauna of the giant tortoises (Chelonoidis sp.) in Galápagos Islands. ABSTRACT Knowing the helminth fauna (gastrointestinal parasites) of giant tortoises of the Galapagos Islands is necessary to compare casualties associated to such pathogens. The purpose of the current study was, through flotation techniques and Mcmaster, identify current parasite structures, determining the parasite burden in them and compare parameters among individuals in wild conditions and under captivity. Feces samples were collected for 60 giant tortoises in wild status and 50 feces samples of giant tortoises under captivity in Santa Cruz Island of Galápagos archipelago. 107 tortoises (97.27%, n=110) resulted positive to parasite structures, 3 families of nematodes were identified: Strongylidae, Oxyuridae and Ascaridae. 327 eggs were counted under captivity and 290 e.p.g (eggs per gram of feces) in natural habitat, with a median of 61 e.p.g in tortoises under captivity and a median of 51 e.p.g for tortoises in natural habitat. Data obtained were processed and analyzed by using statistical techniques, with no significant difference between animals under captivity and in natural habitat. Results are close to those obtained in other studies with tortoises of other species. Results in the current study contributed to the conservation to the giant tortoises living in Galapagos Islands, Ecuador. Keywords: HELMINTH FAUNA, GIANT TORTOISES, FLOTATION, MCMASTER, PARASITE BURDEN, NEMATODES.

INTRODUCCIÓN

El estudio de la presencia de parásitos gastrointestinales en reptiles y especialmente en tortugas ha sido muy limitado, respecto a las tortugas gigantes de Galápagos existe poca evidencia de estudios relacionados con endoparásitos que afecten a esta especie, a pesar de la importancia que representan para el mundo y el Ecuador, por ser consideradas las Islas Galápagos como patrimonio natural de la humanidad. El propósito de la presente investigación fue identificar los parásitos helmintos presentes en las tortugas gigantes y la carga parasitaria de estos en las mismas, tanto en individuos en estado silvestre como en cautiverio; la determinación de estos parámetros proporciona información importante para el mejor control del estado de salud de las tortugas. Para el estudio se colectó muestras fecales de 60 tortugas silvestres y 50 muestras fecales de tortugas en cautiverio de la isla Santa Cruz, de edad adulta.

Las

muestras fueron

analizadas

mediante

concentración por flotación con Sulfato de Zinc

el método

de

para observar las

estructuras parasitarias presentes y la técnica Mcmaster para determinar la carga parasitaria de estas. Finalmente

los

resultados

fueron

analizados

empleando

técnicas

estadísticas, fundamentalmente Medidas de Tendencia Central y “t” student Ji cuadrado combinados. Mediante el análisis de resultados se compararon los distintos tratamientos existentes en la investigación, y se determinó la fauna helmíntica (endoparásitos gastrointestinales) y la carga parasitaria presente.

1

El trabajo presentado a continuación sigue una serie de pasos que contempla información clara sobre el tema de estudio y la ejecución de la investigación. El Capítulo I, el problema, describe el tema de la investigación y la realidad a investigar, identificando la situación real. Este capítulo también indica los objetivos que se busca alcanzar y el porqué de la investigación, describiendo este último aspecto dentro de la justificación. El Capítulo II, marco teórico, contempla una breve descripción de los antecedentes de la investigación, además de la fundamentación teórica y legal del tema a investigar. Este capítulo también abarca las hipótesis de la investigación, la caracterización de las variables y la definición de los términos básicos. El Capítulo III, metodología,

detalla las técnicas y métodos que se

emplearon en el trabajo, así como el diseño de la investigación y la operacionalización de las variables. Dentro de la metodología también se muestran las técnicas e instrumentos de recolección y análisis de datos. El Capítulo IV, resultados, abarca la presentación, análisis, interpretación y discusión de los mismos. Este capítulo también contempla los hallazgos de la investigación. El Capítulo V, conclusiones y recomendaciones, describe el desenlace de la investigación, considerando todo lo que se ultima de la misma y los aportes que esta puede ofrecer a futuras investigación.

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CAPÍTULO I El PROBLEMA

Planteamiento del Problema “Se sabe poco sobre la mayoría de parásitos de los réptiles, y para muchos, no se tiene idea si estos parásitos son un patógeno (causa enfermedad) o un simbionte benigno que no hace nada obvio al hospedador” (Mader, 2006, p.343) “Aunque se encuentra información sobre quelonios en literatura y folklore, mucha de esta información tiende a ser anécdotas y solo infrecuentemente han sido sujetas a revisión científica’’ (Mcarthur, Wilkinson & Meyer, 2004, p.xvii) Acerca de las tortugas gigantes de Galápagos existe poca evidencia de estudios relacionados con endoparásitos que afecten a esta especie. “No se tienen conocimientos de los nemátodos de las tortugas gigantes (y su fauna de parásitos en general)” (Fournie, 2006, p.3), a pesar de la importancia que representan para el mundo y el Ecuador, por ser consideradas las Islas Galápagos como patrimonio natural de la humanidad.

En las islas Galápagos, a pesar de los esfuerzos de conservación que se han realizado, las especies de tortugas gigantes que aún sobreviven continúan en peligro. “Actualmente los animales introducidos y la caza que aún se practica en algunos lugares son las más grandes amenazas para la supervivencia de las tortugas” (Caccone, Gibbs, Ketmaieri, Suatoni, & Powell, 1999, p.13223). “Como en muchos otros ecosistemas insulares las 3

actividades humanas tienen un impacto negativo en los ecosistemas de las Galápagos (Fournie, 2006, p.2). Se han registrado 3 brotes de mortalidad en las tortugas Galápagos, estos ocurrieron en la Isla Santa Cruz, en el sector conocido como El Chato (Márquez, Wiedenfeld, Landázuri, y Chávez, 2007). No se pudo establecer con claridad la causa de muerte de estos eventos, ya que “establecer la causa de muerte en mamíferos silvestres es bastante difícil, pero es relativamente sencillo comparado con el problema en reptiles, donde el campo está en su infancia” (Butler, 1996, p. 290). Jacobson (citado en Butler, 1996, p. 290), señala que “las enfermedades en tortugas del desierto Gopher son probablemente las mejores entendidas entre estos reptiles, pero incluso en estos casos todavía no entendemos la dinámica”. “Se sugirieron varios factores como los responsables de estos eventos, uno de ellos la presencia de altas cantidades de nemátodos en los intestinos de los animales muertos. Sin embargo, no se pudo probar la conexión entre ambos hechos” (Butler, 1996, p. 290). La mortalidad de estas 43 tortugas en Santa Cruz fue aparentemente el resultado de una epidemia menor causada por una septicemia bacteriana de Aeromonas hidrophila y Pseudomona sp. asociada con una parasitosis de nemátodos por Atractis marquezi y Labiduris sp. (Márquez, ét al, 2007). Por otro lado Pérez (citado en Chávarri, ét al, 2012, p.292) señala que “la reintroducción de tortugas criadas en cautiverio no es conveniente debido a que podrían ser un posible riesgo sanitario al introducir agentes patógenos nuevos para los animales en estado natural y provocar un brote de enfermedad”. En el Centro de crianza de la isla Santa Cruz se mantienen poblaciones de tortugas de diferentes islas. Los juveniles de 2-5 años de edad de todas las 4

poblaciones se ubican en el mismo corral durante la etapa de pre-adaptación (Márquez, Cayot, & Rea, 1999) sin un correcto procedimiento de cuarentena antes de su reintroducción a la isla de origen.

Por las situaciones mencionadas anteriormente es necesario tener mayor conocimiento sobre el estado de salud de las tortugas gigantes de Galápagos, particularmente en el tema de los parásitos que habitan su tracto digestivo, ya que podrían estar vinculados con brotes de mortalidad que ocurrieron anteriormente, pero que no se ha podido comprobar su conexión debido a la falta de información base que sirva para hacer comparaciones.

Formulación del Problema ¿Existe presencia de fauna helmíntica en las tortugas gigantes del género Chelonoidis sp., de las islas Galápagos mantenidas en cautiverio como en aquellas que permanecen en la población silvestre en la Isla Santa Cruz?

Sistematización del Problema

¿Determinar si los individuos mantenidos en cautiverio presentan mayor carga helmíntica? ¿Se puede descubrir la fauna helmíntica natural que presentan los individuos de Chelonoidis sp. ?

Objetivos

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General: Determinar la fauna helmíntica presente en las Tortugas Gigantes (Chelonoidis sp.) de la isla Santa Cruz mantenidas en cautiverio y aquellas que permanecen en la población silvestre. Específicos:

Identificar la fauna helmíntica natural que poseen los individuos de Chelonoidis sp. Determinar si los individuos de Chelonoisis sp. mantenidos en cautiverio presentan mayor carga helmíntica con respecto a aquellos que permanecen en la vida silvestre.

Justificación: Las tortugas gigantes (Chelonoidis nigrita) son una especie endémica del Ecuador (Islas Galápagos) y se encuentran incluidas en la lista roja de la UICN (Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza y de los recursos naturales) de reptiles del Ecuador, en la categoría de VU (Vulnerable), ya que se considera que enfrenta un riesgo muy alto de extinción en estado silvestre (Lista roja de los Reptiles del Ecuador, 2005).

Deem et al, 2001(citado en Carrera, 2012, p.5) mencionan que “cuando la fauna silvestre se encuentra en peligro de extinción, entre otras acciones, es de vital importancia realizar estudios que permitan comprender y evaluar su estado de salud, a fin de tomar medidas prácticas para su conservación”.

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CAPITULO II MARCO TEÓRICO

Antecedentes de la Investigación

En una investigación realizada en 1942, se tomaron nemátodos del caecum de tortugas terrestres de las Islas Galápagos. “Los parásitos encontrados eran

todos

Oxyuridos,

pertenecientes

a

4

géneros

(Thaparia,

Thachygonetria, Pseudoalaeuris) y seis especies, 5 de estas eran nuevas y era necesario establecer un nuevo género para tres de estas” (Walton, 1942, p 1). Bursey y Flanagan (2002), describen a Atractis marquezi, “nemátodos que se encontraron en gran cantidad en la superficie de la ingesta dentro del colon de 2 tortugas encontradas muertas en la isla Santa Cruz. Estos nemátodos se colectaron y mantuvieron en etanol al 70 %. Posteriormente se aclararon en glicerol y fueron examinados bajo un microscopio”. En un estudio más actual, realizado por Fournié (2006), en las heces de tortugas gigantes se encontró

huevos de 4 familias de nemátodos:

Strongylidae, Oxyuridae, Ascarididae y Trichuridae. Se hizo el conteo de huevos de 5 poblaciones silvestres (2 poblaciones de Santa Cruz, 2 poblaciones de la Isla Isabela y la población de la Isla Pinzón) y 4 poblaciones en cautiverio. Se empleó el método de Mcmaster modificado (MAFF, 1986) y solución salina saturada como solución de flotación. No fue 7

posible determinar el género y especie de los huevos de nemátodos encontrados. En otro estudio se emplearon técnicas moleculares para identificar los endoparásitos presentes en las tortugas gigantes de Galápagos. Se obtuvieron huevos y adultos de nemátodos a partir del método empleado en el estudio anterior y se logró obtener secuencias de ADN a partir de los adultos aislados. “El análisis de las secuencias obtenidas muestran relaciones filogenéticas de los nemátodos parásitos de Galápagos con nemátodos de peces encontrados previamente como Rondonia rondoni y Thuttaedacnitis truttae de las familias Atractidae y Cucullanidae” (Vélez, 2008, p. 64). De la misma forma en un estudio sobre la utilización de técnicas para la identificación de agentes patógenos que afectan a reptiles de Galápagos, se encontró también huevos de nemátodos pertenecientes a la familia Strongilidae y Oxyuridae, empleando el método de frotis directo con solución salina (Martínez, 2008). Castañeda (2011), encontró la presencia de huevos de Paragonimus peruvianus en las muestras fecales de Chelonoidis nigrita mantenidas en cautividad en el Zoológico de Quito en Guayllabamba. En tortugas terrestres de otras especies se han realizado algunos estudios. En las tortugas Testudo hermanni, Testudo graeca y Testudo marginata que habitan en Italia, se identificaron huevos de Oxyuridos y adultos de Alaeuris numídica,

Mehdiella

microstoma,

Mehdiella

uncinata,

Tachygonetria

longicollis, T.conica y T. palearticus; larvas y adultos de Atractis dactyluris y huevos y adultos de Angusticaecum holopterum; mediante flotación, Baerman y Mcmaster (Traversa et al., 2005). En otro estudio en tortugas Testudo graeca del sureste de España, empleando métodos similares se identificaron 16 especies de nemátodos con 8

ciclo de vida directo, incluyendo 15 especies pertenecientes a la familia de Oxyuridos Pharyngodonidae y una especie de Ascarido identificada como Angusticaecum

holopterum.

Pharingodonidae

incluye

Tachygonetria

longicollis, Ta. dentata, Ta. macrolaimus, Ta. conica, Ta. Robusta,

Ta.

numidica, Ta. pusilla, Ta. setosa, Ta. seurati, Ta. palearticus y Ta. seurati, Mehdiella microstoma, M. uncinata, M. stylosa, Thaparia thapari, y Alaeuris numídica (Chavarri et al., 2012). También Roca (1999) obtuvo resultados similares, aislando nematodos del género

Alaeuris, Atractis, Mehdiella,

Tachygonetria y Thaparia de 17 tortugas Mora (Testudo graeca) que murieron por causas desconocidas. Una investigación de las tortugas Motelo (Geochelone denticulata) realizada en el Perú evidenció la presencia de nemátodos

Atractis impura y

Angusticaecum brevispiculum, aparte de las especies de nematodos ya antes registradas como son Labiduris gulosa, L. zschokkei, Sauricola sauricola, Theleriana variabili y una especie desconocida de Angusticaecum sp. Los nemátodos obtenidos fueron fijados en alcohol 70º, clarificados con alcohol-fenol y observados en el microscopio (Salizar P & Sánchez L. 2007). “Treinta y tres ejemplares de Tortuga Terrestre Argentina (C. chilensis), de Mendoza (Argentina), fueron muestreadas para examen coproparasitológico (Técnica de flotación simple con solución de azúcar, Sedimentación con formo-éter y Sedimentación seriada rápida de Lumbreras). Veintitrés (69,7%) animales fueron positivos a parásitos (Familias Pharyngodonidae y Ascarididae)” (Pelichone, Deis, y Cuervo, 2010, p. 215). “Entre septiembre de 1982 y enero de 1984, una colitis verminosa fue diagnosticada post mortem en 8 tortugas Patas rojas (Geochelone carbonaria) y tres tortugas leopardo (Geochelone pardalis) de la colección de réptiles del Parque Zoológico Nacional de Washington (EUA).” (Rideout et al.,

9

1987, p. 103). “La etiología fue un nemátodo vivíparo del género Proatractis de la Familia Atractidae” (Rideout et al., 1987, p. 103).

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Tabla No. 1. Reporte de parásitos gastrointestinales en tortugas terrestres. Endoparásito NEMÁTODOS Oxyurida

Familia Género Pharyngodonidae Tachygonetria

Hospedador Testudo graeca Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca Chelonoidis sp.

Mehdiella

Testudo graeca Testudo graeca

Alaeuris

Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca Testudo graeca Testudo graeca

Thaparia

Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca Testudo graeca Testudo graeca

Técnica Flotación, Mcmaster Flotación, Baerman, Mcmaster

Necropsia Flotación, Mcmaster Flotación, Baerman, Mcmaster Necropsia Flotación, Mcmaster Flotación, Baerman, Mcmaster Necropsia Flotación, Mcmaster

Chelonoidis sp.

Testudo graeca Pseudoalaeuris Chelonoidis sp. 11

Necropsia

Distribución España

Referencia Chavarri et al., 2012

Italia

Traversa et al. 2005

EcuadorGalápagos España España

Sociedad helmintológica de Washington, 1942 Roca, 1999 Chavarri et al., 2012

Italia

Traversa et al., 2005

España España

Roca, 1999 Chavarri et al., 2012

Italia

Traversa et al., 2005

España España

Roca, 1999 Chavarri et al., 2012

EcuadorGalápagos

Sociedad helmintológica de Washington, 1942 Roca, 1999 Sociedad helmintológica de

España EcuadorGalápagos

Tabla No. 1 (continuación).

Labiduris

Sauricola

Theleriana Angusticaecum

Ascaridida

Ascaridida

Atractidae

Atractis

Proatractis

Italia

Traversa et al., 2005

Perú

Salizar P & Sánchez L. 2007 Traversa et al., 2005

EcuadorGalápagos

Geochelone denticulata Geochelone denticulata Geochelone denticulata Testudo graeca

Perú

Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca Geochelone denticulata Testudo marginata Testudo hermanni Testudo graeca Geochelone nigrita Geochelone denticulata Geochelone nigrita

Atractidae

España

Washington, 1942 Sociedad helmintológica de Washington, 1942 Salizar P & Sánchez L. 2007 Salizar P & Sánchez L. 2007 Salizar P & Sánchez L. 2007 Chavarri et al., 2012

Chelonoidis sp.

Testudo graeca Geochelone carbonaria G. pardalis

Perú Perú Flotación, Mcmaster Flotación, Baerman, Mcmaster

Flotación, Baerman, Mcmaster

Italia

Perú Necropsia Necropsia Necropsia

EcuadorGalápagos España National Zoological Park

Salizar P & Sánchez L. 2007 Bursey y Flanagan, 1987 Roca, 1999 Rideout et al., 1987

Fuente: investigación directa Elaboración: La autora 12

Fundamentación teórica Chelonoidis sp. Según Caccone et al., (1999, p. 13223): Las Tortugas gigantes existieron en casi todos los continentes excepto en Australia y Antártida, antes y durante el Pleistoceno. Actualmente solo las podemos encontrar en islas oceánicas remotas: las tortugas de Seychelles que están representadas por una única población sobreviviente en el atolón de Aldabra en el océano Índico y las tortugas Galápagos, que han sobrevivido poblaciones distintas en múltiples localidades. En investigaciones recientes (Caccone, 1999; Poulakakis, 2008; Poulakakis, 2011) se menciona que existieron 15 poblaciones de tortugas gigantes de Galápagos, de las cuales solo 10 están vivas actualmente, las restantes fueron llevadas a la extinción por balleneros y bucaneros durante los siglos 17 a 19, que las utilizaron como fuente de carne fresca por su capacidad de sobrevivir 6 meses sin agua y alimento. Actualmente, se adopta la clasificación taxonómica de Van Denburgh, que trata a todos los taxones descritos de tortugas Galápagos como especies separadas. Según estudios genéticos (Caccone et al., 1999) el pariente más cercano vivo de las tortugas gigantes de Galápagos es la tortuga Chaco (Geochelone chilensis). Distribución: Existen 10 poblaciones o especies de tortugas viables actualmente en las islas Galápagos distribuidas en diferentes islas: Española (Chelonoidis hoodensis), San Cristóbal (Chelonoidis chathamensis), Santiago (Chelonoidis darwini), Santa Cruz (Chelonoidis nigrita), Pinzón (Chelonoidis ephippium) e Isabela (Chelonoidis becki, C. microphyes, C.vandenburghi, C. guntheri y C. vicina) que alberga 5 poblaciones distintas en cada uno de sus 5 volcanes: 13

Wolf, Darwin, Alcedo, Sierra Negra y Cerro Azul respectivamente. “Las 5 restantes son consideradas extintas, incluyendo la tortuga de la isla Pinta conocida como Solitario George” (Valle, 2004; citado en Coloma et al., 2007). En la Isla Santa Cruz existen dos áreas de mayor concentración de tortugas, la más abundante ocupa el área suroeste de la isla que comprende los cerros El Chato, Cazuela, el Descanso, Gallina y sus alrededores (Pritchard, 1996; Torres, 2002). La otra área corresponde a la que está ubicada en los alrededores del cerro Fatal, en el área sureste de la isla, este “es un grupo remanente de tortugas que ha sido aislado de la población de la Reserva por la presencia de fincas en el centro de la isla” (Torres, 2002, p.9).

Gráfico No. 1 Distribución de las tortugas gigantes del archipiélago de Galápagos. Las islas sombreadas y no sombreadas indican la presencia de poblaciones de tortugas existentes y extintas, respectivamente. Los nombres en cursiva indican las denominaciones taxonómicas actuales. Pinta está representada por un solo macho mantenido en cautiverio. †: Especies extintas.

: Volcanes de Isabela. Fuente: Poulakakis et al., 2008

14

Características morfológicas: Las tortugas de la población ubicada en la zona suroeste de la isla Santa Cruz son “extremadamente grandes, las tortugas adultas pueden llegar a pesar 275 kg, y tienen el caparazón en forma de domo” (Torres, 2002, p. 9). “Tienen dimorfismo sexual, aunque las diferencias pueden no ser evidentes en animales inmaduros. Los machos tienen la cola más larga y un orificio cloacal más distal que las hembras y el plastrón de estos cóncavo” (Meredith y Redrove, 2007, p. 297). Consideraciones anatómicas y fisiológicas: “Las tortugas tienen un ineficiente sistema digestivo, el alimento tarda tres semanas en pasar a través de este y aun así la mayoría de especies de plantas ingeridas se pueden identificar fácilmente en las defecaciones” (Jackson, 1997, p.105). “Su habilidad para sobrevivir sin agua por largos periodos se debe en gran parte a que pueden transformar por metabolismo la grasa almacenada de sus tejidos y conducirla a la producción de agua” (De Vries, 1984 (citado por Jackson, 1997, p.105) Según Jackson (1997, p. 106-108): Las tortugas gigantes al igual que otros miembros de su orden, se caracterizan por tener un caparazón óseo que forma parte integral del esqueleto. Las placas óseas de la concha se fusionan con las costillas y otros huesos, para formar una estructura protectora rígida. Para compensar esta rigidez, las tortugas tienen el cuello largo y flexible que pueden esconder junto con las patas hasta quedar casi ocultos por el carapacho. Las patas tienen escamas duras que se transforman en efectiva coraza al ocultarlas. Los escudos (o escamas) tienen un crecimiento anual de bandas, pero no sirven para determinar la edad, porque las capas exteriores se desgastan con el trajín diario. Las tortugas no tienen músculos (diafragma) que controlen el volumen de sus pulmones. La respiración es controlada por el volumen de la 15

cavidad del cuerpo (cavidad celómica), que puede ser alterado por el movimiento de las patas y la cabeza. Las tortugas gigantes pueden regular su temperatura dentro de límites bastante reducidos, al calentar o enfriar el carapacho en sus movimientos al sol o a la sombra. Se sabe que las tortugas gigantes maduran sexualmente entre los 20 y 25 años de edad, ya que los primeros animales reintroducidos en la isla Española ya han anidado y producido crías. Alimentación: La tortuga gigante es un herbívoro oportunista con predilección por hierbas, frutas y cactus (Cayot, 1987). Las tortugas de la reserva de Santa Cruz comían más de 50 especies vegetales diferentes. Algunas plantas eran más preferidas que otras como el manzanillo (Hippomane mancinella) que es altamente venenoso para los humanos, el guayabillo endémico (Psidium galapageium), la hierba de agua (Azola microphylla) y el huaycundo (Tillandsia insularis). En las áreas más secas los cladiolos caídos del cacto Opuntia y sus frutos son un importante elemento en la dieta de las tortugas (Cayot, 1987; citado por Jackson, 1997, p.105).

Manejo de las tortugas gigantes en cautiverio Debido a las amenazas a las que aún están expuestas las tortugas Galápagos, ha sido necesario ejecutar un programa de conservación para lograr que las poblaciones de tortugas de las diferentes

islas vuelvan a

recuperarse. Este programa de conservación empezó en 1965, cuando huevos de tortuga de la isla Pinzón fueron llevados a la Estación Científica Charles Darwin (ECCD) para su incubación (Márquez et al., 1987), ya que al parecer la rata negra (Rattus rattus), introducida en la isla a fines del siglo XIX, había estado depredando todas las tortugas recién eclosionadas (Márquez et al., 1999). 16

Desde la creación del Parque Nacional Galápagos (PNG) en 1968, el programa ha sido un esfuerzo co-operativo entre la ECCD y PNG. Actualmente existen tres centros de crianza de tortugas terrestres, el Centro de crianza principal ubicado en la Isla Santa cruz, el centro de crianza en Puerto Villamil, isla Isabela para las tortugas de Isabela sur y el centro de crianza de la isla San Cristóbal para las tortugas de esta isla. En el centro de crianza “Fausto Llerena”, de la isla Santa Cruz, se continua llevando a cabo la incubación y crianza de tortugas juveniles de la isla Santa Cruz, Santiago, Pinzón y Española.

Además se mantienen individuos adultos de la Isla Española, Pinzón y los conocidos como híbridos, ya que se aparearon individuos de poblaciones diferentes.

En el caso de las tortugas de la isla Española, los últimos 14 individuos que quedaron en la isla fueron transportados al centro de crianza de la isla Santa Cruz, ya que en estado natural no podían llevar a cabo su reproducción (Márquez et al., 1999).

Actividades del centro de crianza de la Isla Santa Cruz Según el manual operativo sobre la crianza de tortugas gigantes en cautiverio (Márquez et al., 1999, p. 22) las actividades que se realizan en el Centro de crianza son:

Actividades periódicas: a) La hierba para la alimentación de las tortugas es trasladada desde la parte alta de la isla, tres veces a la semana, por la mañana. 17

b) La limpieza de los corrales consiste en retirar los residuos de alimentos, el excremento y la basura que se encuentra en el recinto. c) Se deber revisar los animales, juveniles y adultos en los días indicados para verificar su estado de salud; ver si comen normalmente o si han perdido las marcas de pintura. En caso de que un individuo este enfermo, se debe observar todos los días y tomar las acciones necesarias para curarlo. d) Durante la época de calor hay que revisar (diciembre-abril), hay que revisar los juveniles de los corrales exteriores cada hora si es posible. Los animales en esta época están muy propensos a virarse cobre el carapacho y pueden morir más o menos a los 20 o 30 minutos de exposición solar directa. e) En la época de apareamiento (noviembre a diciembre y enero a mayo) hay que revisar las tortugas de Española para verificar si todas las tortugas se están reproduciendo normalmente. f) Se deben revisar diariamente las áreas de anidación durante toda la época de anidación (julio a noviembre) para encontrar el o los nidos e identificar las hembras que anidaron. g) Dado que la vermicula se usa como sustrato para la incubación, es un material reutilizable, cada vez que se saque de las incubadoras se debe poner en el horno a secar por 24 horas a una temperatura de 200 °C, para volver a esterilizarla. h) Hay que revisar los huevos de las incubadoras para detectar hongos. Actividades estacionales a) En junio se debe aumentar la tierra en los lugares de anidación, 15 a 20 días antes de que las hembras comiencen a anidar. b) Revisar las áreas de anidación en el mes de junio para no tener nidos fuera de control. c) Durante la temporada de eclosión (noviembre a marzo), se deben revisar diariamente los juveniles que están en proceso de eclosión en las incubadoras para ayudarlos en caso de dificultades. d) Desde enero, hay que tener corrales disponibles para los juveniles que llegan del campo. e) En la época de incubación, se debe controlar que la temperatura de las incubadoras sea siempre constante, ya que de esto depende el éxito de la eclosión. f) Se debe cambiar la vermicula a los huevos después de cada mes de incubación, para mantener la humedad apropiada. g) Se debe tomar las medidas y el peso de los animales juveniles para llevar un registro de su crecimiento en el centro de Crianza. 18

h) Todos los años se debe hacer trampeo de ratas y poner cebo para las hormigas coloradas (Solenopsis geminata) en el jardín, con el fin de evitar que se introduzcan en los corrales y perjudiquen a los juveniles. Requerimientos térmicos y de hábitats (Márquez et al., 1999, p.35-44): Corrales para adultos Los adultos viven en corrales de 20 x 54 m (7 a 15 animales por corral) con paredes de lava de aproximadamente 1,5 m de alto. Dentro de cada corral hay sustrato natural de lava y tierra, además de vegetación natural arbustiva que sirve a los animales como refugio y en ocasiones como alimento. También se han acondicionado áreas de anidación dentro de los corrales. Hay en cada corral una o dos piscinas para que las tortugas se refresquen; el agua debe ser renovada dos veces a la semana por que los animales la ensucian al permanecer por largos periodos dentro de la piscina y para evitar la presencia de infecciones a la piel que ya se han dado en algunos animales.

Corrales para recién nacidos Actualmente todos los juveniles desde un mes de nacidos hasta los 1,5 a 2 años, crecen en corrales exteriores con sustrato de tierra y sol parcial para que se desarrollen bajo las mejores condiciones posibles. Los corrales tienen 3 x 2,5 m y una profundidad de 60 cm. La densidad óptima es de 15 a20 animales por corral. El piso contiene los siguientes materiales: en la base 15 cm de piedras; a continuación, 10 cm de granillo negro y por último, 15 cm de tierra proveniente de las zonas altas (parte alta) de la isla Santa Cruz. En la base del corral hay un tubo de drenaje para que en la temporada de lluvia no se inunde ni sea peligroso para los juveniles. Cada corral tiene una pequeña piscina de 23 x 25 cm para que los animales beban y entren a refrescarse; el agua debe ser renovada dos veces a la semana. Toda el área de los corrales tiene techo de tiras de madera espaciadas, para producir sombra parcial. Para que los juveniles se protejan del frio en las noches y del sol en el día, es necesario tener por lo menos tres refugios, que se forman de lava planchonada plana y bien puesta para evitar accidentes.

19

Corrales de adaptación: Después de 1,5 a 2 años de nacidos, los juveniles pasan a los corrales de adaptación, que son cerramientos más grandes (20 x 40 m) con vegetación natural y sustrato natural de lava, donde pueden moverse libremente, buscar refugio bajo los matorrales y alimentarse, no solo de la comida que se les da regularmente sino también de las plantas que existen dentro del corral. En estos corrales hay dos piscinas circulares, el agua de estas debe ser renovada tres veces por semana. Reproducción “El proceso de reproducción de las tortugas gigantes consta de: la época de apareamiento (enero a mayo), la época de anidación (junio a noviembre) y el periodo de incubación (junio hasta abril del año siguiente)” ( Marquez et al., 1999, p. 57)

Incubación: Actualmente se emplean incubadoras eléctricas de madera, que fueron diseñadas en 1985 por Howard Snell (Márquez et al., 1999). Es un armario grande de madera que contiene en el interior un segundo armario, alrededor y dentro del cual el aire circula con un pequeño ventilador. Un termostato controla el secador de pelo (Merlen, 1999). “Se debe hacer un control estricto de la temperatura de las incubadoras eléctricas por lo menos cuatro veces al día, para las temperaturas se mantengan siempre constantes” (Márquez et al., 1999, p.71) ya que cambios bruscos de temperatura pueden causar la muerte de los embriones. “El tiempo de incubación varía de acuerdo a la temperatura. A temperatura de 26 y 27°C se demora la incubación hasta 175 días. En cambio en temperaturas

mayores

de

29,5°C,

el

periodo

de

incubación

aproximadamente de 110 hasta 125 días (Márquez et al., 1999, p.74).

20

es

Cuidado de los recién nacidos: Según Márquez et al., (1999, p.83): Al sacar las tortuguitas de las incubadoras se deben medir y marcar, de ahí en adelante pasan al sistema normal de medidas cada tres meses, para llevar el registro del crecimiento de los animales. Antes de la repatriación las tortugas se miden por última vez. Los recién nacidos se colocan por 30 días en una caja oscura sin alimento para que absorban y aprovechen la yema (Llerena com. pers., 2013).

Parásitos “Los parásitos son animales que viven dentro o sobre otras especies de animales (hospedador), obteniendo su alimento del hospedador, y usan el hospedador como el ambiente en el que pasan parte o toda su vida” (Mader, 2006, p.343). De acuerdo a Bowman (2011, p.1). El costo del hospedador a la hora de mantener a sus parásitos puede ser trivial o, por el contrario, ser sustancial e incluso insostenible. Depende de la carga parasitaria, del tipo y el grado de agresión que ocasionen, y del estado inmunitario y nutricional del hospedador.

Helmintos Los helmintos incluyen los Platelmintos (vermes planos, tremátodos y céstodos), Nematelmintos o Nemátodos (vermes redondos), Acantocéfalos (vermes de cabeza espinosa) y Anélidos (vermes segmentados) (Bowman, 2011; Cordero del Campillo et al., 1999). Tremátodos Se caracterizan por tener el cuerpo blando, aplanado dorsoventralmente, y por ser hermafroditas (Bowman, 2011). 21

Según Bowman (2011, p.115): La clase Trematoda contiene tres órdenes: Monogenea, Aspidogastrea y Digenea. Los Monogenea y la mayoría de los Aspidogastrea tienen un ciclo directo y son parásitos de animales acuáticos y anfibios; mientras que el orden Digenea se llama así porque sus miembros tienen un desarrollo indirecto.

Los últimos son comúnmente encontrados en todos los grupos de réptiles, y algunos son extremadamente patógenos (Mader, 2006). Según Mehlhorn et al. (1994) se han descrito numerosos trematodos digenéticos, que se reconocen por sus huevos operculados, en diferentes localizaciones en reptiles y anfibios, solo en raros casos parecen originar (en caso de infestación extrema) síntomas clínicos peligrosos para la vida. “Estos parásitos son generalmente considerados como no patógenos en quelonios terrestres y de agua dulce” (Mitchell y Tully, 2009, p. 231). Diagnóstico: “Los huevos de tremátodos parásitos de los vertebrados suelen tener un color entre dorado y marrón oscuro y un opérculo en un extremo. El tamaño de los huevos puede variar de 20 a 200 um de longitud en su diámetro mayor” (Bowman, 2011, p. 308). El diagnóstico microscópico se realiza mediante técnicas de concentración por sedimentación, a través de la identificación de los huevos en el sedimento fecal, que al ser densos no flotan (Mehlhorn, et al., 1994). De acuerdo a Bowman (2011, p. 308): Los huevos de trematodos tienden a ser más densos y a no flotar en muchos medios de flotación más ligeros, y se rompen con frecuencia en la solución de sacarosa y aparecen como cubiertas vacías de color marrón que pueden estar colapsadas por un lado. 22

Céstodos “Un céstodo adulto es esencialmente una cadena de segmentos (estróbilo) independientes que maduran progresivamente, con un extremo capaz de adherirse a la pared del intestino de hospedador mediante un órgano de fijación o escólex” (Bowman, 2011, p. 131). De los 14 órdenes, solo dos órdenes son de interés veterinario: Pseudophyllidea y Cyclophyllidea (Bowman, 2011). Todos los cestodos tienen ciclo de vida indirecto y los adultos residen en el intestino delgado del hospedador definitivo. “Los réptiles pueden servir como hospedador intermediario, encontrándose la fase larvaria en el tejido subcutáneo. Los cestodos parasitan todos los grupos de reptiles, excepto los cocodrilos” (Mader, 2006, p. 353). “Las infecciones por céstodos parecen ser poco comunes en quelonios. Ophiotaenia sp. se ha informado en quelonios de agua dulce, junto con Glossocercus sp. y Bancroftiella sp. No hay efectos patógenos de cualquiera de estas especies de cestodos que han sido reportados” (Mitchell y Tully, 2009, p. 231). Sin embargo según Mehlhorn et al. (1994) sostiene que “la mayoría de las veces se producen trastornos digestivos; una fuerte infestación puede provocar un considerable adelgazamiento y, a consecuencia de ello, originar una

mayor

propensión

a

infecciones

procedencias”. Diagnóstico: Según Bowman (2011, p. 308).

23

por

agentes

de

diferentes

Se pueden encontrar en las heces huevos o segmentos de cestodos. La larva que se desarrolla en el interior de estos huevos tiene 6 pequeños ganchos. Los huevos de algunos géneros pueden ser operculados y pueden confundirse inicialmente con los huevos de trematodos. Los huevos de cestodos son difíciles de evidenciar, la solución de sacarosa funciona bien con los huevos de tenias, pero no con muchos de los demás tipos de huevos que se pueden encontrar en las heces.

Nemátodos: “Los nemátodos son gusanos tubulares que se conocen comúnmente como gusanos

redondos.

Los

nemátodos

adultos

residen

en

el

tracto

gastrointestinal, pulmones, o la nasofaringe y existen libres en la cavidad celómica de su huésped” (Mitchell y Tully, 2009, p. 232). “Pueden tener ciclo de vida directo o indirecto, tienen sexos separados y sistemas digestivos completos” (Mader, 2006, p. 354) “Numerosos géneros de nemátodos parasitan como adultos, a veces con gran número de individuos, en los tractos intestinales de reptiles y anfibios, alcanzan longitudes de pocos milímetros hasta 30 cm” (Mehlhorn et al. 1994). La mayoría de los nemátodos del tracto digestivo son ovíparos, otros producen larvas L1 y otras producen embriones móviles (Mader, 2006; Bowman, 2011). “En general, los huevos de nemátodos tienen un tamaño que oscila entre los 30 y los 100 um de diámetro mayor” (Bowman, 2011, p. 303). “Algunos son patogénicos, y algunos pueden ser beneficiosos. El efecto de la mayoría de nemátodos es desconocido, y muchos podrían ser neutrales en su influencia al hospedador. Los nemátodos son el grupo más diverso de helmintos que infectan a los reptiles” (Mader, 2006, p. 354).

24

“En general, las especies carnívoras acuáticas son más comúnmente parasitadas y tienen una variedad de tipos de parásitos metazoarios como nemátodos, tremátodos, acantocephalos y sanguijuelas. Las tortugas terrestres son típicamente afectadas solo por nematodos” (Mcarthur et al., 2004, p. 169). “Las enormes cantidades de nemátodos encontradas en el colón de las tortugas, parecen sugerir que los nemátodos han traspasado la barrera del parasitismo para llegar a un comensalismo postparasítico” (Roca, 2011, p. 114). “En las tortugas terrestres, principalmente del género Testudo, la fauna de nemátodos puede alcanzar cifras enormes de hasta 300.000 especímenes” (Forstner, 1960; Petter, 1966 citados por Roca, 1999). “El colon de las tortugas terrestres ofrece a los nemátodos que allí habitan, un volumen importante, con alimentación abundante (restos no digeridos de materia vegetal) y desprovisto de depredadores” (Petter, 1966 citado por Roca, 1999).

Oxiuros De acuerdo a Mitchell y Tully (2009, p.232): Los oxiuros (orden Oxyurida) tienen un ciclo de vida directo. Estos nemátodos normalmente residen en el tracto gastrointestinal inferior, y los individuos afectados suelen ser asintomáticos. Los organismos adultos son visibles a simple vista, y los huevos tienen una morfología variable. Los huevos son comúnmente asimétricos y no contienen una pared gruesa o superficie festoneada. El excesivo número de estos organismos en quelonios debilitados o en quelonios que residen en inadecuadas condiciones ambientales pueden requerir tratamiento médico. La patogenicidad de los a veces numerosos vermes es escasa (Mehlhorn et al. 1994). 25

Ascáridos: De acuerdo a Mitchell y Tully (2009, p. 232): Los géneros de parásitos gastrointestinales Sulcascaris spp. y Angusticaecum spp. se observan con frecuencia en las heces de quelonios. Los ascáridos pueden alcanzar 10 cm de longitud y normalmente habitan en el tracto gastrointestinal. Los huevos pueden ser visualizados a través del examen de lavados estomacales y flotación fecal. Los huevos son comúnmente de paredes gruesas y medida de 80 a 100 micras × 60 a 80 micras. Patología puede resultar de migración visceral de larvas o por medio de daño a la mucosa gastrointestinal por los adultos. Los signos clínicos pueden ser un resultado de la perforación intestinal o la migración visceral y difundida por infecciones bacterianas.

Espirúridos: “Identificación de los mismos en las heces por sus huevos puestos casi siempre

embrionados,

cuyas

larvas

eclosionan

en

un

hospedador

intermediario (insectos, crustáceos). La patogenicidad es la mayoría de las veces escasa” (Mehlhorn et al. 1994). Estrongílidos: “Identificación de los mismos en heces frescas por sus huevos de cascara delgada, que contienen pocos blastómeros (4-16). La patogenicidad de estos vermes largos, que succionan sangre en el tracto anterior del intestino digestivo, puede ser muy alta en caso de infestación masiva” (Mehlhorn et al. 1994). Rhabdítidos: De acuerdo a Mehlhorn et al., (1994): Identificación de las formas que viven en el intestino (género Strongiloides) en las heces por sus huevos de cascara delgada que 26

contienen una larva; otros géneros de este grupo viven en el pulmón o en la cavidad pleural o corporal. La patogenicidad puede llegar a ser extremadamente alta (con muerte) especialmente por acumulación durante la cría en terrarios

Trichúridos: “Identificación de los vermes filiformes (género Capillaria) en las heces por sus huevos que presentan típicos tapones polares. La patogenicidad es relativamente escasa” (Mehlhorn et al. 1994).

Hipótesis Primera hipótesis: Las tortugas gigantes del género Chelonoidis sp. mantenidas en cautiverio, tienen una carga parasitaria mayor que los individuos mantenidos en estado natural. Ho se acepta H1 no se acepta

Segunda hipótesis: Las tortugas gigantes del género Chelonoidis sp. mantenidas en cautiverio,

tienen diferente fauna helmíntica que los

individuos mantenidos en estado natural. Ho se acepta H1 no se acepta

27

Caracterización de Variables Variable Independiente: medio ambiente (cautiverio y estado natural). Variable Dependiente: endoparásitos.

Definición de Términos Básicos Cavidad celómica: Los quelonios poseen una sola cavidad conocida como cavidad pleuroperitoneal o celómica. Esta está dividida por una membrana horizontal pleuroperitoneal, el septum horizontal, el cual separa los pulmones dorsalmente de las viceras ventralmente. No hay verdaderas cavidades torácica o abdominal (Meredith y Redrobe, 2007). Cloaca: Sección final del aparato digestivo de anfibios, reptiles, aves, algunos peces y monotremas, en la cual, desembocan los conductos genitales y urinarios y digestivos. Digenéticos: Parásitos que cumplen su ciclo evolutivo en forma indirecta, es decir, con 2 hospedadores intermediarios. Endémico.- Son aquellas especies exclusivas de una determinada región, siendo ausentes en el resto del mundo. Escudos: La parte externa del caparazón está recubierta de escudos córneos que se forman a partir de la epidermis y que equivalen a las escamas de los demás reptiles. Aunque los escudos tengan un origen epidérmico, están ricamente inervados y vascularizados, de forma que sangran cuando se rompen (O’Malley, 2005).

28

Helmintos.- Nombre genérico dado a los gusanos parásitos del hombre y de los animales que comprenden los platelmintos o gusanos planos y los nematelmintos o gusanos redondos. Heterógenos: Parásitos que cumplen su ciclo evolutivo en forma indirecta, es decir, con más de 2 hospedadores intermediarios. Hospedador definitivo.- Organismo en el cual el parásito realiza su fase sexual de reproducción (Thrusfield, 1990). Hospedador intermediario.- Organismo en el cual el parasito sufre algún desarrollo, generalmente por reproducción asexual (Thrusfield, 1990). Hospedador

paraténico.- Aquel en

que

el agente

es transferido

mecánicamente por ingestión del hospedador, sin sufrir un desarrollo posterior (Thrusfield, 1990). Monógenos: Parásitos que cumplen su ciclo evolutivo en forma directa. No intervienen hospedadores intermediarios. Nativo.- Son aquellas especies que habitan y se reproducen en determinadas regiones, existiendo en otras partes del mundo. Patógeno.- Cualquier microorganismo que produce enfermedad, como bacterias, virus, hongos y parásitos. Periodo de prepatencia: (Del latín prae, delante, y patere, ser evidente.) Sinónimo: incubación parasitaria. Fase de una afección parasitaria que se extiende desde la contaminación hasta la aparición de los parásitos en el enfermo. Plastrón: La parte superior del caparazón se denomina espaldar y la parte inferior aplanada del caparazón de las tortugas recibe el nombre de peto o plastrón (O’Malley, 2005). 29

Quelonios: El orden Chelonia (quelonios) engloba a los reptiles con caparazón. El termino tortuga se emplea para designar especies terrestres, marinas y acuáticas o semiacuáticas de agua dulce (O’Malley, 2005). Son los reptiles más antiguos que se pueden ver actualmente, ya que aparecieron hace más de 200 millones de años (Evans, 1986; citado por O’Malley, 2005). Vermiculita: es un silicato inerte y estratificado que se expande grandemente cuando se calienta, para llegar a formar una materia liviana y celular que parece Styrofoam al tacto. Este material tiene varias ventajas, por ejemplo, se puede limpiar y volver a usar; igualmente importante es el hecho de que puede absorber agua y liberarla de manera predecible (Merlen, 1999).

Fundamentación Legal

Según el artículo 5 de la ley de biodiversidad (2011).-

Le compete al

Ministerio del Ambiente en materia de investigación científica sobre vida silvestre las siguientes funciones: Proponer políticas y estrategias que fomenten la investigación de la vida silvestre, definir prioridades nacionales de investigación de la vida silvestre, sistematizar y difundir la información y el manejo de la base de datos sobre proyectos de investigación de vida silvestre dentro del territorio nacional. Organizar, normar y supervisar las investigaciones que sobre vida silvestre se realicen dentro del territorio nacional. Promover la investigación sobre vida silvestre en entidades públicas y privadas, especialmente en los Centros de Educación Superior. Organizar y auspiciar cursos de capacitación a sus funcionarios en el manejo de bases de datos sobre la vida silvestre con entidades públicas y privadas, especialmente con Centros de Educación Superior. 30

Art. 6.- Toda investigación científica relativa a la flora y fauna silvestre a realizarse en el Patrimonio Nacional de Áreas Naturales por personas naturales o jurídicas, nacionales o extranjeras, requiere de la autorización emitida por el Distrito Regional correspondiente. Fuera del Patrimonio Nacional de Áreas Naturales, no se requiere autorización de investigación, salvo que el proyecto respectivo implique la recolección de especímenes o muestras. (República del Ecuador, 2011) Art. 7.-

El Ministerio del Ambiente dará un tratamiento diferenciado,

facilitando o restringiendo las actividades planteadas en los proyectos de investigación científica de flora o fauna silvestres, entre otros en relación con los siguientes aspectos: el estado de conservación (estatus poblacional) de la(s)

especie(s)

sujeto(s) de investigación. El nivel de manipulación

experimental o de otra índole sobre los individuos, las poblaciones o sus hábitats o su potencial impacto directo e indirecto sobre ellos. La sensibilidad ecológica y biológica de los organismos objeto de investigación y de los hábitats naturales donde se llevará a cabo la investigación (República del Ecuador, 2011). Ley especial para la provincia de Galápagos La Ley Especial para la Provincia de Galápagos de 1998, menciona que “el Parque Nacional Galápagos fue declarado Patrimonio Natural de la Humanidad e incluido en la lista de Reserva de Biósfera, por su singular valor natural científico y educativo y que debe ser preservado a perpetuidad; por lo tanto, el Estado Ecuatoriano, adquirió frente a las naciones del mundo el compromiso ineludible e histórico de conservar el Archipiélago de Galápagos para las presentes y futuras generaciones”. Además, “Que es política del Estado ecuatoriano, proteger y conservar los ecosistemas terrestres y marinos de la provincia de Galápagos, su excepcional diversidad biológica y la integridad y funcionalidad de los particulares procesos ecológicos y 31

evolutivos para el beneficio de la humanidad, las poblaciones locales, la ciencia y la educación”.

32

CAPITULO III METODOLOGIA

Determinación de métodos a utilizar Se utilizará el método analítico, puesto que se hace un análisis del tema y al finalizar la investigación se obtendrá una conclusión específica que permitirá obtener una visión global del trabajo. El método analítico es aquel que descompone un todo en sus partes, el todo puede ser concreto o abstracto, lo que permite descubrir las causas, la naturaleza y los efectos del objeto efecto de nuestro estudio. (Andino, 1979). Otro método que se utilizará dentro de la investigación es la observación, esta consiste en observar atentamente un fenómeno, hecho o caso a investigar, tomar información y registrarla para su posterior análisis. Permite conocer la realidad mediante la sensopercepción directa de entes y procesos. En este estudio se emplea la observación directa del autor ya que se analiza la presencia o ausencia de parásitos helmintos en las muestras obtenidas y posteriormente se hará su identificación taxonómica. Diseño de la Investigación El trabajo de investigación es de tipo no experimental descriptivo porque a pesar de influir sobre las variables, no tiene un control directo. Se encarga de 33

describir y consta de una sola observación. Según Sierra (1996), este diseño no comprende ni diversidad de observaciones, ni de grupos, ni tampoco variables experimentales. Quedan limitados a una sola observación de un solo grupo en un solo momento del tiempo, sujetos en principio, a todas las variables externas derivadas de la actuación del investigador, de su presencia en el campo de la investigación, del escenario, de las vinculadas a la memoria y de las parasitas, pero no a las ligadas al transcurso del tiempo. Según Hernandez et al., 1998, el tipo de investigación no experimental es la que se realiza sin manipular deliberadamente variables. Es decir, se trata de investigación donde no hacemos variar intencionalmente las variables independientes. Lo que hacemos en la investigación no experimental es observar fenómenos tal y como se dan en su contexto natural, para después analizarlos. Además, utilizará la investigación documental, que según Sierra (1996) tiene como

objetivo

central

la

búsqueda

concreta,

en

las

fuentes

de

documentación y de las referencias bibliográficas correspondientes al tema elegido.

Área de estudio Archipiélago de Galápagos Es un archipiélago de origen volcánico reciente localizado esencialmente en la línea Ecuador de 600 a 700 millas (aproximadamente 1000 km). Comprende trece islas grandes (de más de 10 kms2), seis islas pequeñas, más de 40 islotes con nombres oficiales y otros pequeños roquerios e islotes que no llevan nombre. El área terrestre total de las islas abarca aproximadamente 8000 kms2 diseminados entre unos 45000 kms2 de mar (Jackson, 1997). 34

Sitios de muestreo La Investigación de campo se realizó en la Isla Santa Cruz, en las zonas de mayor concentración de tortugas, esto es en la reserva natural el Chato ubicado en la parroquia Santa Rosa, zona sureste de la isla. Además se colectaron muestras de las tortugas de diferentes poblaciones que se mantienen en el Centro de Crianza Fausto Llerena, ubicado en la isla Santa Cruz también. Por la dificultad para la obtención de las muestras de heces se trató de tomar muestras de todas las tortugas que se presentaron y observando en los sitios de mayor distribución.

35

Gráfico No. 2: Sitios de muestreo en El Chato, isla Santa Cruz, Galápagos Fuente: Investigación directa (Puntos GPS, programa Quantum.gis 1.8 Lisboa, 2014) Elaboración: La autora 36

Población y muestra En el presente trabajo, se empleó un estudio dirigido no probabilístico casual, debido a que los elementos que conformaron la muestra fueron los más accesibles debido a la dificultad de obtención de muestras en estos individuos. Según Thrusfield (1990), este tipo de muestreo es aquel en que la elección de la muestra queda en manos del investigador. En la Isla Santa Cruz se colectaron 60 muestras en la Reserva Natural El Chato, mientras que en el Centro de Crianza de la misma isla, se tomó muestras de 50 individuos adultos de diferentes poblaciones.

37

Tabla N° 2: Operacionalización de Variables

Definición

Categorización

Variable dependiente: helmintos Los Helmintos o gusanos forman un numeroso grupo de metazoarios parásitos y de vida libre. Para su estudio se dividen en Phylum Platyhelminthes o gusanos planos y Phylum Nemathelminthes o gusanos cilindroides (Quiroz, 2005).

Indicadores

Método Mcmaster modificado

Huevos por gramo de heces

Método de concentración por flotación

Estructuras parasitarias presentes

Variable independiente: medio ambiente (cautiverio y estado Cautiverio natural) Estado natural El cautiverio es un estado de privación de libertad de los animales no domésticos. Estado natural es todo lo contrario, es cuando los animales viven en su hábitat natural.

Técnica Ficha registro

Privación de libertad

de

Ficha de registro Corrales Tortugas en estado silvestre

Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora

38

Técnicas e instrumentos de recolección de datos Recolección de muestras fecales La recolección de muestras fecales en la isla en estudio se recolectaron el mes de enero y mediados de febrero del 2014. Para la obtención de las muestras fecales fue necesario regirse al comportamiento de las tortugas. El muestreo se realizó durante todo el día, en la mañana de 8 am a 12 pm y en la tarde de 1pm a 4 pm, ya que por lo general las tortugas empiezan a caminar en horas con poco sol y descansan bajo sombra durante horas calurosas. Además, fue necesario tomar todas las muestras frescas que se presentaron, debido a la dificultad en la obtención de la misma. La búsqueda de las tortugas se realizó con la ayuda de guarda parques del Parque Nacional Galápagos. La identificación de las tortugas se llevó a cabo mediante la lectura de su microchip incorporado en la extremidad posterior o en su ausencia, se anotó la marca con herradura que presentan en la parte posterior de su caparazón. Se observó a las tortugas aproximadamente durante 10 minutos tratando en lo posible que esta no note nuestra presencia, luego de este tiempo se buscó la muestra fecal, que por lo general se encontró fresca junto al individuo. Se tomó la muestra fecal con guantes de nitrilo, evitando tomar materiales contaminantes como tierra o restos vegetales, para luego guardarla en el mismo guante volteándolo sobre sí mismo y dentro de una funda Ziploc, para evitar contaminación entre muestras. Se anotó la ubicación (coordenadas) de las tortugas muestreadas empleando un GPS marca Garmin, además de la edad, sexo e identificación de las de las mismas. 38

Las muestras fecales se mantuvieron en un cooler hasta llegar al laboratorio, donde se guardaron en refrigeración a 4 ° centigrados. Para la recolección de muestras fecales en el Centro de Crianza Fausto Llerena, se empleó la misma técnica, se observó a los individuos en sus corrales esperando que estas defequen para colectar la muestra. Cabe mencionar que se intentó la estimulación de la cloaca para la obtención de la muestra, pero no fue posible obtener por esta vía la muestra requerida, tanto en tortugas en cautiverio como en vida silvestre por falta de personal indicado. Técnica Cualitativa de flotación con Sulfato de Zinc Las muestras fueron analizadas en el laboratorio de la Agencia de Regulación y Control de la Bioseguridad y Cuarentena para Galápagos (ABG). Se hizo un examen macroscópico de las heces en busca de parásitos adultos, después se pesó 2 gramos de la parte central de la muestra y se colocó en un vaso plástico. A esto se le adiciona 10 ml de la solución de flotación (331 gr. ZnSO4 más 1000 ml de agua) (Dryden et al., 2005) y se mezcló hasta que los huevos se separen de los restos vegetales. Se pasó esta mezcla atreves de un colador con agujeros de 1mm de tamaño a otro vaso plástico, se pasó esta solución a un tubo de centrifuga ependorf de 15 ml y se centrifugó a 1500 rpm durante 5 minutos. Se retiró cuidadosamente el tubo de la centrifuga y se colocó este en una gradilla, se llenó el tubo con la misma solución de flotación hasta formar un menisco ligeramente positivo, se colocó un cubreojetos de 22 x 22 mm y se dejó reposar durante 10 minutos. Después de transcurrido este tiempo se coloca cuidadosamente el cubreobjetos en el portaobjetos y se observa este al microscopio con aumento 10 X para localizar las formas parasitarias y 40 X para confirmar las mismas. 39

Las

formas

parasitarias

encontradas

se

fotografiaron

y

midieron

micrométricamente con la aplicación LAS EZ del microscopio Leica 7.0 utilizado para la investigación y se registraron en los formularios respectivos. Finalmente, se identificaron las familias de los hallazgos, a partir de claves en bibliografía como: Fournie, Mcarthur. Técnica cuantitativa empleando la cámara Mcmaster Se pesó 4,5 gramos de heces, esta cantidad se colocó en un vaso de precipitación y se agregó 25 ml de solución saturada de sal (NaCl). Esto se realizó con la finalidad de separar los huevos de la materia fecal. Luego se pasó la mezcla atreves de un colador a otro vaso de precipitación y se agregó 15.5 ml de la solución de flotación en el primer vaso de precipitación para lavar las posibles formas parasitarias que quedaron y se pasó atreves del colador al otro vaso de precipitación. Con una pipeta plástica de Pasteur se mezcló delicadamente la suspensión obtenida

y

se

obtuvo

una

primera

sub-muestra

que

se

colocó

cuidadosamente en una de las celdas de la cámara Mcmaster. Nuevamente se mezcló la solución y se obtuvo una segunda sub-muestra que se puso en la segunda celda de la cámara Mcmaster. Se esperó 30 segundos y se observó al microscopio con objetivo 10 x. Las formas parasitarias que se observó se registraron en la ficha elaborada para el trabajo de laboratorio y finalmente se calculó el número de huevos por gramo de heces multiplicando el número de huevos observados por 10 (Fournie, 2006).

Validez y confiabilidad de los instrumentos La técnica de Mcmaster modificada empleada en esta investigación ya fue utilizada en un estudio anterior. Esta técnica permite contar las formas parasitarias existentes en un gramo de heces. Sabiendo que es una técnica 40

poco sensible, se complementa el estudio con la técnica de flotación con centrifugación, para poder observar las formas parasitarias que se presentaron con mayor aumento y poder identificar a que familia de parásitos pertenece. Los equipos necesarios para realizar el análisis coproparasitario fueron equipos nuevos y en perfecto funcionamiento, de manera que se minimizan factores externos a la investigación, que pudieron interferir con los resultados. Técnicas de procesamiento y análisis de datos La información recolectada fue organizada y analizada empleando los programas Microsoft Office Excel 2007. Para el procesamiento y análisis de datos toda la información fue registrada en una ficha, en la que se registraron los datos referentes a las diferentes formas parasitarias que se presentaron. Esta ficha permitió recoger de forma clara los datos de la investigación. Dentro del procesamiento de datos se calcularon Medidas de Tendencia Central, en las que se incluye, media ( ), mediana (md), moda (Md), desviación estándar (S), error estándar (S ) y coeficiente de variación (CV). Los datos se presentan en tablas y gráficos para lo cual se manejaron los programas: Microsoft Office Excel 2007, Microsoft Office Word 2007.

41

CAPITULO IV

RESULTADOS Tabla No.3 Resultados de muestras fecales colectadas. Fecha

Sitio

Muestras fecales

06-ene-14

El Chato (descanso) Rancho Mariposa El Chato (Laguna) El chato (entrada) Centro de crianza Centro de crianza Centro de crianza Centro de crianza Centro de crianza

10

07-ene-14 15-ene-14 21-ene-14 29-ene-14 31-ene-14 04-feb-14 05-feb-14

21 17 12 13 8 5 8 15 Σ 110 Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora

Durante el periodo comprendido desde el mes de enero hasta mediados del mes de febrero del año 2014, se recolectaron 110 muestras fecales en la Isla Santa Cruz. De las cuales, 60 muestras se recolectaron en la zona conocida como la Reserva Natural El Chato y fincas que limitan con esta área protegida y otras 50 muestras se obtuvieron de individuos mantenidos en cautiverio en el Centro de Crianza.

42

De las 110 muestras fecales analizadas mediante examen cualitativo flotación y el examen cuantitativo de Mcmáster modificado, 107 (97.27 %) resultaron positivas a la presencia de estructuras parasitarias, mientras que las restantes 3 (2,72 %) resultaron negativas a estructuras parasitarias. Tabla No.4 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) de Chelonoidis nigrita en cautiverio y estado natural en la isla Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t combinadas. n: número de individuos muestreados, x2 t: prueba de ji-cuadrado y t student combinados. Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz Individuos parasitados

Medio ambiente Silvestres Cautiverio

n 60 50

positivos 58 49

negativos 2 1

% positivos 96,67 98,00

% negativos 3,33 2

Total

110

107

3

97,27

2,72

x2 t 0,43 (DNS)

Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora

Gráfico No.3 Comparación de la prevalencia de parásitos entre individuos en cautiverio y estado silvestre expresado en porcentaje Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora 42

En las tortugas silvestres de la isla Santa Cruz, la prevalencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) fue de 96,77% (58/60) y en las tortugas cautivas en el centro de crianza esta fue de 98% (49/50). Al realizar el análisis estadístico, se determinó un valor calculado de jicuadrado y “t” student combinados de 0,43 (p < 0,05). Este resultado refleja que no existe diferencia significativa entre la presencia de parásitos en tortugas en cautiverio y las que se encuentran en el medio natural, esto indica que posiblemente el manejo o cuidado de las especies en cautiverio no es el adecuado por cuanto la carga parasitaria debería ser menor.

Tabla No.5 Porcentaje de presencia de parásitos helmintos (endoparásitos gastrointestinales) según el sexo en Chelonoidis nigrita en estado silvestre de la isla Santa Cruz y prueba de ajuste ji cuadrado y t student combinados. n: número de individuos muestreados, x2 t: prueba de ji-cuadrado y t student combinados. Tortugas gigantes de la isla Santa Cruz Individuos parasitados

Machos Hembras

n 36 24

Positivos 35 23

% positivos 97,22 95,83

Total

60

58

96,66

x2 t 0,311 (DNS)

Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora

43

Grafico No. 4 Comparación de prevalencia entre machos y hembras en estado silvestre. Fuente: Investigación directa Elaboración: La autora

Las hembras en estado silvestre presentaron una prevalencia de 95,83 % (23/24), de manera similar los machos presentaron una prevalencia de 97,22% (35/36). Al realizar el análisis estadístico, se determinó un valor de ji-cuadrado y “t” student combinados de 0,311 (p

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