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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTES CENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS DEPARTAMENTO DE CLINICA VETERINARIA
MANUAL DE PRÁCTICAS DEL LABORATORIO CLINICO DE PATOLOGÍA SISTEMICA
Elaborado: M. V. Z. Marcela Morfín Mata Revisado: Di. Mauricio Ramírez Ruano Autorizado: Departamento de Clínica Veterinaria
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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DIRECTORIO:
M. C. Q. RAFAEL URZÚA MACÍAS Rector De la Universidad Autónoma de Aguascalientes
M. en C. JOSÉ DE JESÚS GUTIÉRREZ GONZÁLEZ Decano del Centro de Ciencias Agropecuarias
C. P. GEORGINA MACIAS MORA Secretario del Centro de Ciencias Agropecuarias
ING. FRANCISCO JAVIER HERNÁNDEZ DUEÑAS Secretario de Docencia de Pregrado del Centro de Ciencias Agropecuarias
M. V. Z. ENRIQUE GUILLERMO HERNÁNDEZ AYALA Secretario de Vinculación y Difusión del Centro de Ciencias Agropecuarias
DR. ARTURO GERARDO VALDIVIA FLORES Secretario de Investigación y Posgrado del Centro de Ciencias Agropecuarias
DR. EFRAÍN ISLAS OJEDA Jefe de Departamento de Clínica Veterinaria del Centro de Ciencias Agropecuarias
M.V.Z MARCELA MORFIN MATA Profesor titular de la materia Patología Sistémica Veterinaria
M. V. Z. MARCELA MORFIN MATA M. V. Z. LETICIA CHAVEZ GONZALEZ Auxiliar del laboratorio de la materia Patología Sistémica Veterinaria
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Índice
Portada Directorio Índice Introducción Competencia a las que contribuye, y su ubicación dentro del mapa cunicular vigente. Objetivo general del sistema de prácticas Habilidades y Actitudes Nivel de desempeño Programa del sistema de prácticas Practicas generales de Seguridad
6 6 7 8 8
Práctica No. 1 Práctica No. 2 Práctica No. 3 Práctica No. 4
14 19 28 60
REGLAMENTO DEL LABORATORIO EUTANASIA NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRAS INSPECCION DE PLACENTA Y FETO
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1 2 3 4 5
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INTRODUCCION
Este manual de prácticas, desea ofrecerte a ti como estudiante de Medicina Veterinaria y Zootecnia; una guía que puedas llevar a cabo estudios post mortem en los animales domésticos llevándote a una experiencia adquirida por medio de la observación directa de los cambios que producen los múltiples agentes etiológicos en el animal. Sin embargo, para alcanzar el objetivo de una necropsia, que es explicar la causa de la muerte, es preciso establecer un método de trabajo que se debe seguir en forma rutinaria y que podrá encontrarse en estas páginas. En las páginas de este manual, se ha tratado de reunir la información necesaria par llevar a cabo los estudios post mortem, con el deseo que le sea útil no sólo al estudiante sino también al profesional que necesita recordar algún detalle durante su trabajo diario. Por este motivo se presentan tanto las técnicas de necropsia como también la información referente a las actividades colaterales, como lo son, la eutanasia, la toma de muestras y el protocolo a seguir durante la necropsia.
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8.3. MAPA CURRICULAR DE LA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA, U. A. A., 2001 (Semestre No.) 1 INTRODUCCIÓN A LA MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA 1
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3
PRODUCCIÓN DE FORRAJES 6
MICROBIOLOGÍA VETERINARIA 11
PRODUCCIÓN APÍCOLA 7
12
ANATOMÍA COMPARADA DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS I 3
ANATOMÍA COMPARADA DE LOS ANIMALES 8 DOMÉSTICOS II
ANATOMÍA TOPOGRÁFICA DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS 13
4
FISIOLOGÍA GENERAL 9
5
10
FARMACOLOGÍA VETERINARIA 17
18
19
INMUNOLOGÍA VETERINARIA 15
ANÁLISIS DE DATOS PRODUCTIVOS Y SANITARIOS
ENDOCRINOLOGÍA VETERINARIA
FISIOLOGÍA VETERINARIA 14
ADMINISTRACIÓN AGROPECUARIA
BIOQUÍMICA
ENF. BACTERIANAS DE LOS ANIM. DOMÉSTICOS 16
FARMACOLOGÍA GENERAL
INFORMÁTICA APLICADA 2
CITOLOGÍA E HISTOLOGÍA
4
PATOLOGÍA GENERAL VETERINARIA
20
5 ENF. VIRALES DE LOS ANIM. DOMÉSTICOS 21
TERAPÉUTICA MÉDICO VETERINARIA 22
PROPEDÉUTICA MÉDICO VETERINARIA
6
7
ENF. PARASITARIAS DE LOS ANIM. DOMÉSTICOS 26
ASEGURAMIENTO DE LA CALIDAD SANIT. DE LA 31 CARNE Y SUS DERIV.
GENÉTICA Y MEJORAMIENTO ANIMAL
REPRODUCCIÓN ASISTIDA
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28
NUTRICIÓN DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS 24
29
PATOLOGÍA SISTÉMICA VETERINARIA
30
BROMATOLOGÍA
MEDICINA VETERINARIA PREVENTIVA
ZOOTECNIA DE PORCINOS
CLÍNICA DE PORCINOS
ZOOTECNIA DE BOVINOS PRODUCTORES DE CARNE 46
36
37
ZOOTECNIA DE AVES
33
38
ALIMENTACIÓN DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS 34
39
PATOLOGÍA DIAGNÓSTICA VETERINARIA
40
35
CLÍNICA DE AVES
B1
METEOROLOGÍA AGRÍCOLA Y EDAFOLOGÍA
CONSERVACIÓN DE ALIMENTOS DE ORIGEN C1 ANIMAL
A2
B2
TALLER DE PROCESAMIENTO DE PRODUCTOS LÁCTEOS C2
AVES NO CONVENCIONALES D1
IRRIGACIÓN Y FERTILIZACIÓN AGRÍCOLA
PRÁCTICAS CLÍNICO ZOOTÉCNICAS 51 EN BOVINOS
PRÁCTICAS CLÍNICO ZOOTÉCNICAS EN AVES 43
52
PRÁCTICAS CLÍNICO ZOOTÉCNICAS EN 44 PERROS Y GATOS
PRÁCTICAS CLÍNICO ZOOTÉCNICAS EN 53 OVINOS Y CAPRINOS
A4
PRODUCCIÓN INTENSIVA DE FORRAJES B3
MANEJO DE PASTIZALES B4
TALLER DE PROCESAMIENTO DE PRODUCTOS CARNICOS C3
ASEGURAMIENTO DE LA CALIDAD SANITARIA DE LA LECHE Y P. L. C4
MEDICINA INTERNA VETERINARIA F2
URGENCIAS Y TERAPIA INTENSIVA F3
BÀSICAS
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D4
ANIMALES DE ZOOLÓGICO
E4
PREPARACIÓN Y JUZGAMIENTO DE GANADO
CIRUGÍA ORTOPÉDICA Y DE TEJIDOS BLANDOS F4
FAUNA SILVESTRE
DIAGNÓSTICO IMAGENOLÓGICO F1 VETERINARIO
No.
MERCADOTECNIA
A3
E2
No.
PRÁCTICAS CLÍNICO ZOOTÉCNICAS EN EQUINOS
FINANZAS AGROPECUARIAS
PREPARACIÓN Y JUZGAMIENTO DE MASCOTAS E3
DE APOYO
ZOOTECNIA DE OVINOS Y CAPRINOS
PRÁCTICAS CLÍNICO ZOOTÉCNICAS 42 EN PORCINOS
EXTERIORES DE LOS ANIMALES DOMÉSTICOS E1
CLAVES :
CLÍNICA DE EQUINOS 49
50
D3
PERITAJE ZOOTÉCNICO
ZOOTECNIA DE EQUINOS
41
MAMÍFEROS NO CONVENCIONALES D2
CLÍNICA DE BOVINOS
48
ZOOTECNIA DE PERROS Y GATOS
CONTADURÍA
FUNDAMENTALES No.
10 PRÁCTICAS PROFESIONALES DE MVZ 54
47
CLÍNICA DE PERROS Y GATOS
ECONOMÍA PECUARIA A1
9 ZOOTECNIA DE BOVINOS PRODUCTORES DE LECHE 45
TERAPÉUTICA QUIRÚRGICA
TÉCNICAS QUIRÚRGICAS
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25
32
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APLICADAS No.
ELAB. Y EVAL. DE PROYECTOS A5 AGROPECUARIOS
OPTATIVAS PROFESIONALIZANTES No.
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OBJETIVO GENERAL: Al finalizar el proceso de aprendizaje, el alumno estará capacitado para conocer como aplicar e interpretar las técnicas de necropsias e interpretación de lesiones con el fin de llegar a la posible causa de muerte del paciente. • HABILIDADES - Aplicará los recursos terapéuticos contra los padecimientos de los animales. - Aplicará técnicas de búsqueda, organización, análisis e integración de información relevante en la ciencia animal. •
ACTITUDES
- Respetará la vida de los animales útiles al hombre y evitará el sufrimiento innecesario de los mismos. - Desarrollará hábitos de estudio orientados a la superación y actualización profesional.
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Niveles de Desempeño: Nivel de Desempeño: 3 Justificación del nivel propuesto: Se propone un nivel 3 porque el Médico Veterinario Zootecnista tiene una gran responsabilidad en el manejo de información que obtiene de los signos mas relevantes en la necropsia para llegar al diagnóstico preciso de las enfermedades que aquejan a los animales de compañía y de producción, teniendo como finalidad un diagnóstico preciso y la aplicación de un tratamiento adecuado
Nivel 1.- Se realizan funciones rutinarias de baja complejidad. Se reciben instrucciones. Se requiere baja autonomía. Nivel 2.- Se realizan un conjunto significativo de actividades de trabajo, variadas y aplicadas en diversos contextos. Algunas actividades son complejas y no rutinarias. Presenta un bajo grado de responsabilidad y autonomía en las decisiones. A menudo requiere colaboración con otros y trabajo en equipo. Nivel 3.- Se requiere un importante nivel de toma de decisiones. Tiene bajo su responsabilidad recurso materiales con los que opera su área. Así como control de recursos financieros para adquisición de insumos. Nivel 4.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que se tiene que mostrar creatividad y recursos para conciliar intereses. Se debe tener habilidad para motivar y dirigir grupos de trabajo. Nivel 5.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que se tiene que mostrar un alto nivel de creatividad, así como buscar y lograr la cooperación entre grupos e individuos que participan en la implantación de un problema de magnitud institucional.
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II. Programa del sistema de prácticas
No. De Práctica 1
Tema
Especie de aplicación
REGLAMENTO DEL LABORATORIO EUTANASIA NECROPSIA Y TOMA DE MUSTRAS INSPECCION DE PLACENTA Y FETO
2 3
4
No aplica
Se ma na 1ª
Tiempo estimado para la práctica 2 hrs
No aplica Todas las especies
2ª 3ª
2 hrs 2 hrs
Todas las especies
4ª
2 hrs
III. Prácticas Generales de Seguridad. Reglamentos y procedimientos generales.
Normas mínimas para los laboratorios que trabajan con materiales con actividad biológica. Medidas generales -
Toda persona que deba ingresar en laboratorios donde se desarrollen tareas que impliquen el uso de material biológico debe estar capacitado y entrenado para las tareas que deba realizar.
-
Forma parte de la capacitación la lectura y comprensión de estas normas, como así también su aceptación y compromiso de cumplimiento expresado por escrito.
-
El Responsable de Laboratorio debe restringir el ingreso al lugar de trabajo a aquellas personas cuyas tareas lo justifiquen y que hayan sido capacitadas e informadas de los riesgos a los que está sometida con su ingreso.
-
De acuerdo al equipamiento y al tipo de tareas que realice, cada laboratorio elaborará un Plan de Contingencia que indique como proceder frente a
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determinados accidentes: "Si se vuelca un tubo en la mesa, proceder....", "Si se rompe un Erlenmeyer en el agitador, entonces...", etc. El conocimiento de este Plan también debe ser parte de las actividades de capacitación del grupo. Vestimenta -
Toda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar bata o filipina, blanca, limpia y deberá traerla cerrada.
-
En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonóticos, se deberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.
Prácticas generales -
Estará prohibido pipetear con la boca.
-
Estará prohibido comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos en el área de trabajo.
-
Los guantes deberán descartarse al alejarse de la mesa de trabajo; no se tocarán con ellos elementos como picaportes, tapas de recipientes, teléfonos, teclados, carpetas. etc.
-
Se dispondrá de recipiente de descarte en el lugar de trabajo a no más de 30 cm del personal.
-
Las manos deberán lavarse luego de trabajar con material viable, luego de sacarse los guantes y antes de salir del laboratorio.
Prácticas específicas -
La superficie de trabajo se deberán descontaminar por lo menos una vez al día o luego de cada derrame de material viable, utilizando agentes probadamente efectivos contra los agentes con que se trabaja.
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-
El trabajo con jeringas deberá restringirse tanto como sea posible. Deberá usarse un descartador rígido para agujas y otros elementos punzantes. No reencapuchar las agujas, pues es una fuente importante de accidentes cortó punzantes.
-
Todos los procedimientos deben ser realizados cuidadosamente para evitar derrames, salpicaduras y la formación de aerosoles.
-
Escurrir las pipetas apoyando la punta en la pared interna del recipiente, produciendo una presión leve.
-
No burbujear aire en recipientes abiertos, por ejemplo para lograr una descarga total de los tips de pipetas automáticas.
-
Al abrir frascos que contengan líquidos hacerlo volcando el tapón hacia el operador, de tal manera que la apertura se produzca hacia adelante, para evitar que las salpicaduras salten a la cara de la persona que está trabajando.
-
Usar en lo posible tubos con tapa a rosca.
Los tubos de centrífuga deben estar siempre tapados -
Si durante la centrifugación se destapa o rompe algún tubo se debe desinfectar la centrífuga.
-
Tener en cuenta el cambio de presión que se produce en los recipientes al sacarlos de la congeladora y llevarlos a temperatura ambiente.
Normas de seguridad relacionadas con el trabajo 1. No manipular especies animales sin habilitación para esta tarea. 2. Usar uniformes y materiales de contención para los animales. 3. Informar inmediatamente las mordeduras, arañazos o cualquier trauma físico. 4. Mantener el orden en el área de trabajo.
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5. No fumar, beber o comer en áreas de animales. 6. Separar los materiales defectuosos o en malas condiciones. 7. No colocar materiales en carros de transporte que impidan la visibilidad. 8. Mantener las manos limpias. 9. Los materiales rotos deberán ser recogidos con escobilla y para y colocados en lugares apropiados. 10. Trabajos de campo: El personal que realiza tareas de campo está expuesto a adquirir infecciones zoonóticas. Para reducir al mínimo los riesgos de contagio se debe conocer el peligro asociado a dichas actividades y las vías de infección. Precauciones generales: -
No se debe beber, comer o fumar durante el trabajo.
-
Debe estar vacunado (ej. Antitetánica, rabia, etc.).
-
Mantener el material de trabajo en perfecto estado de conservación.
Todo el material punzante, como agujas o capilares, debe descartarse en recipientes especiales a tal fin. Después de procesar cada animal, todas las gasas, algodones sucios, toallas de papel y otros desperdicios se colocarán en bolsas específicas para tal fin. MEDIDAS PREVENTIVAS LAVADO DE MANOS Es la medida más importante y debe ser ejecutada de inmediato, antes y después del contacto: - entre diferentes procedimientos efectuados en el mismo paciente. - luego de manipulaciones de instrumentales o equipos usados que hayan tenido contacto con superficies del ambiente y/o pacientes.
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- luego de retirarse los guantes - desde el trabajador al paciente Deben ser realizados: - Luego de manipular sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones, materiales e instrumentos contaminados, tanto se hayan usado o no guantes. •
Inmediatamente después de retirar los guantes del contacto con pacientes.
•
Entre diferentes tareas y procedimientos.
Se debe usar: - Jabón común neutro para el lavado de manos de preferencia líquido. -
Jabón con detergente antimicrobiano o con agentes antisépticos en situaciones específicas (brotes epidémicos, previo a procedimientos invasivos, unidades de alto riesgo).
TECNICA DEL LAVADO DE MANOS La técnica de lavarse las manos tiene la siguiente secuencia: 1. subirse las mangas hasta el codo 2. retirar alhajas y reloj 3. mojarse las manos con agua corriente 4. aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido 5. friccionar las superficies de la palma de la manos y puño durante 10 o 15 segundos 6. enjuagar en agua corriente de arrastre 7. secar con toalla de papel 8. cerrar la canilla con la toalla
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USO DE LOS GUANTES Usar guantes limpios, no necesariamente estériles, previo al contacto con: sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones, mucosas y materiales contaminados. Para procedimientos invasivos se deben usar guantes de látex, estériles y luego descartarlos.
USO DE LOS ZAPATOS O BOTAS -
Usar botas limpias, no estériles para proteger la piel y prevenir la suciedad de la ropa durante procedimientos en actividades de cuidado que puedan generar salpicaduras y aerosoles de sangre, fluidos corporales, secreciones y excreciones.
-
Quitarse las botas o zapatones y colocarlas en un lugar adecuado para su posterior procesamiento.
-
Lavar las manos después de quitarse las botas o zapatones.
PROTECCION CORPORAL La utilización de Batas es una exigencia multifactorial en la atención a pacientes o animales.
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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTES CENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS DEPARTAMENTO DE CLINICA VETERINARIA LABORATORIO DE PATOLOGÍA SISTEMICA PRACTICA No. 1
“REGLAMENTO DEL LABORATORIO” TITULAR DE LA MATERIA: M.V.Z MARCELA MORFIN MATA RESPONSABLES: M. V. Z. MARCELA MORFIN MATA M. V. Z. LETICIA CHAVEZ GONZALEZ
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Esta práctica se realizará en el laboratorio multidisciplinario “A” del edificio 5; en las instalaciones del Centro de Ciencias Agropecuarias, ubicadas en la Posta Zootécnica de la Universidad Autónoma de Aguascalientes.
Número de alumnos por unidad de práctica Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 20 alumnos por sesión, divididos en 3 equipos, con la finalidad de que tengan una correcta asimilación, del reglamento vigente que rige al laboratorio.
Propósito específico de cada práctica. La persona será competente para aplicar el reglamento que rige al laboratorio para el uso de éste, durante la realización de las prácticas, cuando conozca el programa de la materia, se relacione con el reglamento a seguir dentro del laboratorio, y asista cumpliendo las reglas establecidas.
Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos de la práctica. Al terminar la práctica serán: un profesionista que acate las reglas establecidas del laboratorio durante su estancia en el mismo a lo largo del semestre.
Normas de seguridad específicas de la práctica. Para ésta práctica se requieren las siguientes normas de seguridad: Vestimenta -
Toda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar botas, bata o filipina, blanca, limpia y deberá traerla cerrada.
-
En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonóticos, se deberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.
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Desarrollo de la práctica: En ésta práctica, nos apoyaremos con esquemas escritos ya establecidos, para el reglamento oficial de laboratorio, además de revisar, las normas oficiales que se presentan anteriormente en el manual de prácticas de patología sistémica. Además se hará mención de otras reglas como prerrequisito para la entrada al laboratorio como son: -
-
Se tomarán 10 minutos de tolerancia, después del horario establecido. Utilizar la bata dentro del laboratorio. Llevar el material necesario (estuche de disección, guantes de látex, cubrebocas, lentes de seguridad, hoja de bisturí, jabón quirúrgico, torundas, navaja de rasurar, jeringa, hilo de cañamo) Llevar manual de prácticas de patología sistémica.
Sistema de evaluación:
Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1) y por reporte escrito.
Evaluaciones intermedias con recomendaciones Practica
Observaciones sobre la práctica
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Recomendaciones
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Método de asignación de calificaciones
CRITERIOS DE EVALUACION. Presentación general. (Portada, Técnica, Bibliografía, Anexos, Ortografía, Formato) Introducción y Descripción del Materia Biológico. Resultados. Interpretación. Discusión. Lista de Cotejo
5% 25 % 10% 20% 20% 20%
NOTA. Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso. Las faltas ortográficas se escribirán 100 veces, en caso de no entregarlas, no tendrá derecho a calificación aprobatoria. ES NECESARIO APROBAR LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO PARA ACREDITAR LA MATERIA.
Para Saber Mas http://www.salud.gob.mx/unidades/cdi/nom/087ecolssa.html http://www.salud.gob.mx/unidades/cdi/nom/077ssa14.html
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ANEXO 1 HOJA DE COTEJO Evaluación Evaluación Actividad
alumno
instructor
Final Observaciones
¿Asististe puntualmente a tu práctica? ¿Utilizaste la botas, y bata de laboratorio cerrada y limpia? ¿Faltaste a alguno de los reglamentos del laboratorio? ¿Trajiste el Material (estuche de disección, guantes de látex, cubrebocas, lentes de seguridad, hoja de bisturí, jabón quirúrgico, torundas, navaja de rasurar, jeringa, lazo, e hilo de cañamo) completo? ¿Tu equipo fue responsable del sacrificio adecuado para esta práctica? ¿ Realizaste las técnicas conforme a las instrucciones? ¿Te manejaste con propiedad dentro del laboratorio? ¿Cumpliste de manera completa con el objetivo de la práctica? ¿Dispusiste de los desechos de cómo indica el manual? ¿Lavaste y guardaste, el material utilizado?
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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTES CENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS DEPARTAMENTO DE CLINICA VETERINARIA LABORATORIO DE PATOLOGÍA SISTEMICA
PRACTICA No. 2
“EUTANASIA“ TITULAR DE LA MATERIA: M.V.Z MARCELA MORFIN MATA RESPONSABLES: M. V. Z. MARCELA MORFIN MATA M. V. Z. LETICIA CHAVEZ GONZALEZ
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Esta práctica se realizará en el laboratorio multidisciplinario “A” del edificio 5; en las instalaciones del Centro de Ciencias Agropecuarias, ubicadas en la Posta Zootécnica de la Universidad Autónoma de Aguascalientes. Número de alumnos por unidad de práctica Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 20 alumnos, divididos en 3 equipos por sesión, con la finalidad de que tengan una correcta asimilación, de la manera correcta de sacrificio de los animales. Propósito específico de cada práctica. El alumno será competente para el sacrificio adecuado de los animales, aplicando el método de eutanasia; cuando conozca los métodos utilizados y permitidos, con el correcto uso del equipo básico, indumentaria, así como mostrar una conducta apropiada dentro del área de trabajo. Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos de la práctica. Al terminar la práctica el alumno será un profesionista con la capacidad de conocer y utilizar los métodos adecuados para el sacrificio de los animales domésticos, a lo largo del semestre. Normas de seguridad específicas de la práctica. Para ésta práctica se requieren las siguientes normas de seguridad: Vestimenta -
Toda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar botas, bata o filipina, blanca, limpia y deberá traerla cerrada.
-
En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonóticos, se deberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.
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Desarrollo de la práctica: Eutanasia es de origen Griego, de eu ‘bien’ + tanatos ‘muerte’ en el sentido de una ‘muerte fácil’. Una ‘buena muerte’ es aquella que cause el menor miedo, dolor y angustia. Eutanasia no es lo mismo que sacrificio, el cual es el acto de matar ganado vacuno para el consumo. La muerte piadosa es el acto de matar (preferiblemente con el mínimo dolor) a un animal que esté sufriendo de una enfermedad incurable o a un animal en una situación en donde el tratamiento o rescate son imposibles.
Existen algunos criterios comúnmente usados para animales individuales para los cuales puede haber un ‘fin justificado al sufrimiento’ mediante “sacrificio humanitario”. Para animales ‘de compañía’ individuales estos pueden incluir: • Animales seriamente lesionados • Animales en condiciones terminales en donde el sufrimiento es probable o en el cual el dolor y angustia ya son aparentes • Animales agresivos en donde sus interacciones con los humanos y otros animales es probable que causen un sufrimiento innecesario o en donde, por su naturaleza agresiva, no pueden ser mantenidos en condiciones aceptables para cubrirles todas sus necesidades • Animales viejos en donde no hay recursos para cubrirles sus necesidades. Algunos criterios para la eutanasia de animales que forman parte de un grupo tal como los callejeros. Para animales que forman parte de un grupo tal como los callejeros, estos criterios pueden incluir: • Existen recursos insuficientes para proporcionarles una calidad de vida razonable? • Como parte de un control de población planeado para el “bien mayor” de la población restante • En algunas condiciones de enfermedades, al final de su uso o cuando un término humanitario es alcanzado.
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Los métodos básicos para realizar la eutanasia de los animales son: •
métodos físicos
•
métodos químicos
En general cualquiera de los métodos escogidos y utilizados deberá cumplir con ciertas condiciones básicas para que sea considerado realmente como eutanásico
Para una ‘buena muerte’ el método usado para matar no debe causar un sufrimiento innecesario. A través de los últimos 50 años, mucho trabajo científico ha llevado a un mejor, pero aún imperfecto, entendimiento de las maneras en las cuales los métodos de sacrificio dan la mejor posibilidad de una ‘buena muerte’. Una ‘buena muerte’ es probable que resulte, si lo siguiente puede ser logrado: 1. Debe ser posible el contener al animal con un mínimo de estrés 2. Que el método debe ser ‘estéticamente’ aceptable para el operador y el cliente 3. Que el método puede ser administrado competentemente por parte del personal disponible 4. Que presente un riesgo bajo para el operador 5. Que produzca un cuerpo el cual pueda ser dispuesto con seguridad 6. Que sea eficaz en el costo. 7. Sin embargo, si el animal aún sufre después de seguir estos criterios, entonces el agente de la eutanasia por sí mismo puede ser inhumano y no debe usarse.
Métodos para la eutanasia de animales grandes que proporcionan una ‘buena muerte’: • •
Para animales grandes en una granja, el uso de una manga y aturdimiento de émbolo cautivo seguidos por desangramiento o rompimiento de médula Para animales grandes los cuales están ‘libres’, disparos certeros en cabeza y corazón o en cuello alto, ofrece un balance entre la eficiencia y la angustia de la captura.
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MÉTODOS DE EUTANASIA POR ESPECIE (Métodos en orden de aceptabilidad) Más aceptable
Aceptable
ANFIBIOS
Barbitúricos Anestésicos por inhalación Metanosulfonato de tricaina MS222 Benzocaina
descerebración y desmedulación decapitación y descerebración aturdimiento y descerebración mezcla CO2 + O2
ESPECIES AVIARES (pájaros)
Barbitúricos Anestésicos por inhalación
aturdimiento por electrocución seguido de exsanguinación mezcla CO2 + O2 aturdimiento físico seguido de exsanguinación o decapitación
ESPECIES BOVINAS (terneros, vacas, cabras, carneros y otros rumiantes)
Barbitúricos Pistola cautiva de percusión seguido de exsanguinación
tiro con arma de fuego seguido de exsanguinación
GATOS
Anestésicos por inhalación Barbitúricos
mezcla CO2 + O2
PERROS
Anestésicos por inhalación Barbitúricos
mezcla CO2 + O2
EQUINOS (caballos)
Barbitúricos
tiro con arma de fuego Pistola cautiva de percusión
PECES
Metanosulfonato de tricaina MS- aturdimiento 222 seguido por Benzocaina dislocación cervical o decapitación
Especies
ANIMALES DE PIEL Barbitúricos (visón, zorro, otros Aturdimiento por electrocución animales criados por su con equipamiento especial,
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CO CO2 + O2
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piel)
seguido de dislocación cervical Anestésicos por inhalación en cámara especialmente diseñada
INVERTEBRADOS (cefalópodos, crustáceos)
Metanosulfonato de tricaina MS- CO2 burbujeado 222 en el agua Benzocaina
MAMÍFEROS MARINOS (focas, marsopas, cetáceos)
Barbitúricos Hipocloro de etorfina
aturdimiento seguido por exsanguinación
PRIMATES NO HUMANOS
Barbitúricos Anestésicos por inhalación
tranquilización y mezcla CO2 + O2
CONEJOS
Barbitúricos Anestésicos por inhalación
mezcla CO2 + O2
REPTILES
Anestésicos por inhalación en cámara especial Barbitúricos
mezcla CO2 + O2
ROEDORES (y especies pequeñas similares)
Anestésicos por inhalación en mezcla CO2 + cámara especial O2 CO Barbitúricos Irradiación con microondas en unidad especiallmente diseñada
CERDO
Barbitúricos Anestésicos por inhalación
electrocución con equipamiento especial
AMIMALES SILVESTRES (especies de zoológico, etc.)
Tiro con arma de fuego hecho por experto Inmovilización seguida de barbitúricos
sedación seguida de pistola cautiva de percusión
El uso de barbitúricos se refiere a una sobredosis de todos los agentes farmacéuticos que deprimen el sistema nervioso central (SNC), produciendo una inconsciencia irreversible y la muerte . Las personas que utilizan métodos de eutanasia deben ser competentes y tener los conocimientos requeridos sobre los diferentes agentes y procedimientos.
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Métodos de eutanasia que no se consideran aceptables desde el punto de vista del Bienestar: • • • • • • • •
Congelamiento (muerte prolongada) Ahogamiento (miedo, angustia, aversivo) Inanición (muerte muy prolongada) Inmersión en etanol (miedo, angustia, aversivo) Uso de equipo de microondas no-especializado (calentamiento local sin control) Inyección de barbitúricos intra-peritoneal (en general, probablemente cause dolor severo ya que el agente es irritante para los tejidos en el peritoneo) Gas (envenenamiento o inducir a la anoxia – debido al miedo y ansiedad durante la inducción) Decapitación (en general, particularmente en especies grandes, el corte de los tejidos del cuello no puede ser logrado en un tiempo el cual sea considerado ‘inmediato’, y existe la posibilidad de persistencia de la conciencia en los animales tales como los reptiles y aves).
Sistema de evaluación:
Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1) y por reporte escrito. Evaluaciones intermedias con recomendaciones
Practica
Observaciones sobre la práctica
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Recomendaciones
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Método de asignación de calificaciones
CRITERIOS DE EVALUACION. Presentación general. (Portada, Técnica, Bibliografía, Anexos, Ortografía, Formato) Introducción y Descripción del Materia Biológico. Resultados. Interpretación. Discusión. Lista de Cotejo
5% 25 % 10% 20% 20% 20%
NOTA. Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso. Las faltas ortográficas se escribirán 100 veces, en caso de no entregarlas, no tendrá derecho a calificación aprobatoria. ES NECESARIO APROBAR LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO PARA ACREDITAR LA MATERIA.
Para Saber Mas: • 2000 Report of the AVMA Panel on Euthanasia http://www.avma.org/resources/euthanasia.pdf • WHO/WSPA, 1990: Guidelines for Dog Population Management. • RSPCA, 2000: Stranded Cetaceans – Guidelines for Veterinary Surgeons. • CLOSE, B. et al, 1997: Recommendations for euthanasia of experimental animals, Laboratory Animals 31, 1-32 • GLATSON, A.R., 1998: The control of zoo populations with special reference to primates. Animal Welfare 7, 269-281 • LAMBOOY, E. et al, 1985: Euthanasia of mink with carbon monoxide Veterinary Record 116, 416 • SINGER, P., 1989: All animals are equal. Animal Rights and Human Obligations. Prentice Hall. • http://www.ccac.ca/en/CCAC_Programs/Guidelines_Policies/GUIDES/SPANISH/ V1_93/APPEN/APPXIV.HTM
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ANEXO 1 HOJA DE COTEJO Evaluación Evaluación Actividad
alumno
instructor
Final Observaciones
¿Asististe puntualmente a tu práctica? ¿Utilizaste la botas, y bata de laboratorio cerrada y limpia? ¿Faltaste a alguno de los reglamentos del laboratorio? ¿Trajiste el Material (estuche de disección, guantes de látex, cubrebocas, lentes de seguridad, hoja de bisturí, jabón quirúrgico, torundas, navaja de rasurar, jeringa, lazo, e hilo de cañamo) completo? ¿Tu equipo fue responsable del sacrificio adecuado para esta práctica? ¿ Realizaste las técnicas conforme a las instrucciones? ¿Te manejaste con propiedad dentro del laboratorio? ¿Cumpliste de manera completa con el objetivo de la práctica? ¿Dispusiste de los desechos de cómo indica el manual? ¿Lavaste y guardaste, el material utilizado?
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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTES CENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS DEPARTAMENTO DE CLINICA VETERINARIA LABORATORIO DE PATOLOGÍA SISTEMICA PRACTICA No. 3
“NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRAS” TITULAR DE LA MATERIA: M.V.Z MARCELA MORFIN MATA RESPONSABLES: M. V. Z. MARCELA MORFIN MATA M. V. Z. LETICIA CHAVEZ GONZALEZ
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Esta práctica se realizará en el laboratorio multidisciplinario “A” del edificio 5; en las instalaciones del Centro de Ciencias Agropecuarias, ubicadas en la Posta Zootécnica de la Universidad Autónoma de Aguascalientes. Número de alumnos por unidad de práctica Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 20 alumnos, divididos en 3 equipos por sesión, con la finalidad de que tengan una correcta asimilación, de la técnica de necropsia, toma y envío de muestras en un animal muerto, así como interpretación de las posibles causas de muerte. Propósito específico de cada práctica. El alumno será competente para utilizar las técnicas básicas de la toma de muestras para el envío al laboratorio y su análisis en animales muertos; así como hacer observación directa de los cambios que producen los múltiples agentes etiológicos en el animal; para poder explicar la causa de la muerte. Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos de la práctica. Al terminar la práctica será Un profesionista competente para tomar y enviar muestras al laboratorio además de reconocer los cambios patológicos encontrados durante la necropsia, cada vez que se requiera. Normas de seguridad específicas de la práctica. Para ésta práctica se requieren las siguientes normas de seguridad: Vestimenta -
Toda persona para ingresar a la sala de necropsias, deberá utilizar bata o filipina blanca, limpia y deberá traerla cerrada. Así como botas limpias de hule.
-
En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonóticos, se deberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.
Precauciones generales: -
No se debe beber, comer o fumar durante el trabajo.
-
Debe estar vacunado (ej. Antitetánica, rabia, etc.).
-
Mantener el material de trabajo en perfecto estado de conservación.
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Todo el material punzante, como agujas o capilares, debe descartarse en recipientes especiales a tal fin. Después de procesar cada animal, todas las gasas, algodones sucios, toallas de papel y otros desperdicios se colocarán en bolsas específicas para tal fin. MEDIDAS PREVENTIVAS LAVADO DE MANOS Es la medida más importante y debe ser ejecutada de inmediato, antes y después del contacto: - entre diferentes procedimientos efectuados en el mismo paciente. - luego de manipulaciones de instrumentales o equipos usados que hayan tenido contacto con superficies del ambiente y/o pacientes. - luego de retirarse los guantes - desde el trabajador al paciente
Deben ser realizados: - Luego de manipular sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones, materiales e instrumentos contaminados, tanto se hayan usado o no guantes. •
Inmediatamente después de retirar los guantes del contacto con pacientes.
•
Entre diferentes tareas y procedimientos.
Se debe usar: - Jabón común neutro para el lavado de manos de preferencia líquido. -
Jabón con detergente antimicrobiano o con agentes antisépticos en situaciones específicas (brotes epidémicos, previo a procedimientos invasivos, unidades de alto riesgo).
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TECNICA DEL LAVADO DE MANOS La técnica de lavarse las manos tiene la siguiente secuencia: subirse las mangas hasta el codo retirar alhajas y reloj mojarse las manos con agua corriente aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido friccionar las superficies de la palma de la manos y puño durante 10 o 15 segundos enjuagar en agua corriente de arrastre secar con toalla de papel cerrar la canilla con la toalla
USO DE LOS GUANTES Usar guantes limpios, no necesariamente estériles, previo al contacto con: sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones, mucosas y materiales contaminados. Para procedimientos invasivos se deben usar guantes de látex, estériles y luego descartarlos.
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Desarrollo de la práctica: LA NECROPSIA. La necropsia es un procedimiento de diagnóstico, la que al ser realizada con habilidad, observación y unida a una inteligente interpretación de los hallazgos post mortem y sentido común, dará un alto grado de eficiencia a quien la realice. Requiere del conocimiento general y especial de la patología de órganos y sistemas. Antes de comenzar una necropsia considerar los siguientes aspectos: 1. Contar con la vestimenta apropiada (overol, botas de goma, pechera plástica, guantes, gorro, mascarilla y antiparras o lentes protectores) 2. Disponer del instrumental adecuado: lo ideal es tener más de un cuchillo de bisel liso, costótomo, serrucho, hacha, piedra de afilar, materiales y recipientes para la recolección de muestras junto a material quirúrgico (bisturí, pinzas, tijeras, etc). 3. Proceder ordenadamente examinando los diferentes órganos y tejidos sistemáticamente. 4. Efectuar cortes francos y con seguridad evitando accidentes personales. 5. No destruir los tejidos con cortes inadecuados sin previa y detenida observación de los mismos. 6. No lavar los tejidos u órganos antes de observarlos. 7. No descartar órganos o tejidos antes de haber realizado una completa revisión de los mismos. Antecedentes del cadáver Es ideal contar con los antecedentes del caso, la anamnesis del problema y la historia clínica. Identificación del cadáver y datos del animal tales como: especie, raza, sexo, edad, estado general y peso aproximado. Además de consignar señas especiales que permitan identificarlo entre otros, en caso de existir otros cuerpos a estudiar. Registrar el nombre y dirección del veterinario, propietario y establecimiento.
CAMBIOS POST-MORTEM. Una vez muerto el animal, se establece en un tiempo más o menos corto lo que se conoce como rigidez cadavérica, o rigor mortis. Le presencia de este cambio puede dar información importante sobre el tiempo que transcurrió desde el momento de la muerte. Se caracteriza por un endurecimiento y una contracción de la musculatura, tanto estriada como lisa. Afecta primero a los músculos de mayor actividad, iniciándose en el corazón. Externamente se presenta primero en la cabeza, después en el cuello, tronco y en las extremidades anteriores, por último en las posteriores. Se establece entre 2 y 8 horas después de haber ocurrido la muerte y desaparece, en el mismo orden entre 24 y 48 hrs.
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En el desarrollo de la rigidez cadavérica intervienen los siguientes factores: A) La temperatura del medio ambiente. Temperaturas altas la aceleran, las bajas lo retardan, siendo la causa, modificaciones en la actividad enzimática, así como el desarrollo de las bacterias de putrefacción. B) El estado de salud del animal. En animales muertos o sacrificados en estado de caqueccia, desnutrición, estrés o después de enfermedades crónicas, el rigor mortis es de poca duración. Algunas drogas, como alcohol, éter o solicita de sodio, igualmente lo retardan o lo inhiben. C) El grado de actividad muscular antes de la muerte. La rigidez aparece más rápidamente en animales que tuvieron actividad muscular intensa antes de morir, como en el caso de los caballos muertos durante competencias, animales de cacería o aquellos intoxicados. D) La timpanización. La fermentación en estómago e intestino causa gran distensión, sobre todo en los herbívoros. La presión desarrollada en la cavidad abdominal provoca a menudo pseudoprolapso del recto, presencia de espuma sanguinolenta en los ollares, ruptura del estómago o del diafragma. Cuando un timpanismo en vida fue la causa de la muerte, los signos de asfixia acompañan el cuadro. En la ruptura del diafragma en vida, por lo general se observa congestión del bazo y hemorragias diafragmáticas. E) La imbibiciòn. Este cambio es una indicación importante de procesos autolíticos. Se debe a la hemólisis dentro de vasos sanguíneos. La hemoglobina liberada queda en solución en el plasma y al mismo tiempo las paredes vasculares se hacen más permeables a los líquidos. Por consiguiente, el plasma rojizo es absorbido por los tejidos vecinos y se forman una franja rojiza oscura a lo largo de cada vaso. La imbibición con bilis se debe a un fenómeno semejante. A través de la pared en vías de autólisis de la vesícula biliar pasa este líquido y tiñe las estructuras adyacentes de un color verdusco.
TÉCNICA DE LA NECROPSIA. Por la diversidad de animales que en medicina veterinaria se tienen que estudiar, los procedimientos cambian ligeramente de acuerdo con las particularidades anatómicas de cada especie. Como por otra parte, la técnica de inspección de vísceras es similar en todas las necropsias, se ha optado en este texto por describir primero los pasos a abrir cadáveres. INSPECCION EXTERNA. Antes de proceder a la abertura del cadáver, éste debe ser examinado detenidamente. M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Revisar detenidamente el exterior del animal. Determinar el estado de desarrollo y nutrición. Observar especialmente las aberturas naturales: ano, nariz, boca, genitales externos; los ojos, las extremidades. Palpar las articulaciones, masas musculares y ganglios superficiales. Revisar por lesiones de piel y ectoparásitos. Se revisan marcas, fierros, tatuajes, color, sexo, piel y se buscan heridas superficiales. Los orificios naturales se inspeccionan buscando exudados, signos de diarrea, cambios de color o lesiones en las mucosas. En el oído externo se buscan exudados o parásitos y en los ojos se revisan la córnea y la mucosa ocular
INSPECCION PRIMARIA. Poner el animal decúbito lateral izquierdo, cabeza hacia la derecha del patólogo y extremidades hacia el operador (en caso de ser zurdo, la postura es inversa).
En perros, gatos, rumiantes, caballos y conejos la piel se corta a lo largo de la línea media desde la unión de las dos ramas del maxilar inferior hasta el ano. El corte debe ser de un solo trazo y firme, cuidando de no incidir músculos. En caso de animales machos, yeguas y rumiantes hembras adultas, el pene o la ubre se desprenden por medio de cortes alrededor de estos órganos. Para la separación de la piel, se efectúan cortes perpendiculares a la línea media en perros y gatos en cada región axilar y en las dos inguinales. En rumiantes y caballos, estos cortes se hacen sólo en el lado superior.
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ABERTURA DE CAVIDADES.
1) Cavidad articular. Se examinan perfectamente antes de abrir las cavidades viscerales. Se inicia la piel y teniendo el miembro por examinar en flexión, se separan ligamentos para poder observar superficies articulares, membrana sinovial, así como color y consistencia del líquido sinovial. 2) Cavidad bucal, faringe y laringe. Por medio de cortes paralelos a lo largo de la parte interna de las ramas del maxilar inferior se llega a la cavidad bucal y se extrae la lengua jalándola en dirección del cuello. Se desarticulan los huesos hioides y se examinan la mucosa de la cavidad, los dientes, la laringe y faringe, así como las amígdalas y ganglios submaxilares, retrofaringeos, parotideos y la glándula parótida.
3) Cavidad abdominal. Para la exposición de vísceras abdominales, se hace un corte, siguiendo la línea media, de la apófisis xifoidea hasta la sínfisis pubiana. Durante este paso debe tenerse cuidado de no incidir el estómago o intestino. 4) Cavidad torácica. Para constatar el vacío de la cavidad torácica, puede hacerse, antes de abrirla, una pequeña incisión en el diafragma, en cuyo momento se percibe el soplo característico cuando el aire entra a la cavidad. En este momento colapsan los músculos sanos. Con un cuchillo o bisturí se traza una línea de la última a la primera costilla, en perros y gatos de cada lado, en caballos y rumiantes del superior, lo más cerca posible de la columna vertebral, cortando músculos superficiales. Luego de procede a cortar las costillas con costótomo, sierra o hacha, siguiendo la línea previamente trazada. 5) Cavidad pélvica. Se abre una vez extraídas las vísceras abdominales. Con el fin de tener buena visibilidad, se recomienda hacer dos cortes, con sierra o hacha a cada lado de la sínfisis pubiana, atravesando pubis y arcada isquiática. Otro método es el de practicar un solo corte por la línea de la sínfisis pubiana, pero produce resultados menos satisfactorios.
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6) Cavidad de la cabeza. El examen de la cavidad bucal se ha mencionado al describir la técnica de extracción de lengua, tráquea y esófago. 7) Senos de la cabeza y fosas nasales. Para el examen de los senos frontales, esfenoides, maxilares y de las fosas nasales se puede dividir la cabeza longitudinalmente en dos mitades con la sierra. Por medio de ello también se pueden revisar las bolsas guturales en los caballos. En casos especiales, sobre todo cuando se sospecha de rinitis en cerdos o parásitos en senos de ovinos, los cortes se hacen transversalmente. Para examen de rinitis en cerdos el corte debe hacerse entre el primero y segundo diente premolar. EXTRACCION DE VISCERAS. Con el fin de poder llevar a cabo el examen de aparatos y órganos, se procede a su extracción de las cavidades, primero las torácicas junto con lengua, esófago, laringe y tráquea, luego las digestivas, con el hígado, bazo y páncreas y al final los aparatos urinarios y genital. 1) Vísceras torácicas. Al tirar la tráquea y el esófago con la lengua, que ya se había liberado anteriormente, hacia atrás, se levantan los pulmones con el corazón y la parte torácica de la aorta, separando las adherencias pleurales a nivel de la columna vertebral dorsal. 2) Vísceras abdominales. Se han descrito diversas técnicas. Algunas recomiendan la separación de órganos y partes del intestino dentro de la cavidad abdominal, otras extraen primero toda la masa visceral para proceder después a su separación. Perros y gatos. se cortan los ligamentos gastrofrénico y gastrohepático, para liberar el estómago
Con ligera tracción y cortando las inserciones mesentéricas en la región sublumbar, así como el paquete de arterias mesentéricas que salen de la aorta posterior, se separa todo el paquete visceral hasta llegar a la entrada de la cavidad pélvica, dejando en su lugar los riñones, adrenales y útero en su caso. Después de haber ligado el recto (doble ligadura), se corta pudiendo sacar así todo el paquete de vísceras digestivas, con bazo, Páncreas e hígado. Se coloca en la mesa para su posterior inspección y separación. Rumiantes: Se separa primero el gran epiplón. En determinadas condiciones, especialmente cuando se sospecha de ántrax, puede ser necesario obtener primero el bazo, lo que se logra por medio de una rotación del cadáver a la derecha, desplazando así hacia el mismo lado a los compartimentos estomacales, con lo que expone este órgano pudiéndose extraer cortando sus inserciones con el rumen. - Caballos; El procedimiento para extraer vísceras abdominales en bloque es básicamente el descrito para rumiantes, recordando que el cadáver está colocado M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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sobre su lado derecho. El ayudante jala colon y ciego hacia la columna lumbar para sacarlos, junto con el intestino delgado, hígado, bazo y estómago. El prosector corto las inserciones mesentéricas de la v. Lumbar.
ÓRGANOS DE LOS APARATOS URINARIOS Y GENITAL. Abierta la cavidad pélvica, se examinan riñones, ureteres, vejiga y uretra, en las hembras el útero, los ovarios y la vulva y en los machos, testículos, epidídimo, conductos seminíferos, glándulas accesorias y pene.
INSPECCION DE SISTEMAS Y ÓRGANOS. Una vez extraídos los paquetes de vísceras abdominales y torácicas, se procede a la separación de sus diferentes partes. Para cada una de ellas debe registrarse los datos referente a forma, color, tamaño, aspecto de superficie, presencia de exudados o neoformaciones y consistencia. Primero se observa, luego se palpa y por último se corta cada órgano. ÓRGANOS DE LA CAVIDAD TORACICA Y ANEXOS. 1) La laringe. Es un corto tubo que comunica la faringe con la tráquea, rodeada por 5 cartílagos (cricoides, tiroides, epiglotis y dos aritenoides). Se inspecciona su superficie externa y luego se corta para hacer lo mismo en su mucosa. Se continúa con la inspección de la tráquea que va desde la laringe hasta la base de los pulmones, donde se dividen en bronquios. 2) Los pulmones varían en tamaño, forma y número de lobulaciones en las diferentes especies animales, así como en la cantidad de tejidos conjuntivo que une a sus lobulillos. Por lo general, los pulmones sanos colapsan cuando se abre la cavidad torácica, al no hacerlo deben buscarse cambios patológicos en ellos. Para determinar si un animal recién nacido respiró o nació muerto o si un animal murió ahogado, se sumergen los pulmones en agua para observar si flotan, ya que si se hunden no contenían aire. 3) Corazón y grandes vasos de la cavidad torácica. Antes de separar el corazón del pulmón, es necesario examinar la posición de los grandes vasos para detectar anomalías congénitas. Las arterias y venas pulmonares se cortan lo más cerca posible de su entrada al pulmón. En casos especiales, puede ser conveniente no separa el corazón del pulmón, primero se examina el pericardio y por medio de una incisión, su líquido; se buscan adherencias del mismo con el epicardio. , Luego se separa el pericardio del mismo con el epicardio.
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AYUDA PARA LA DISECCIÓN
Ventrículo Derecho
Ventrículo Izquierdo
Salida de la Aorta
APARATO DIGESTIVO. Examinar el aparato digestivo es, sobre todo en los grandes herbívoros, una tarea laboriosa que requiere de gran cuidado. El paquete de vísceras abdominales extraído previamente, debe revisarse antes de proceder a la separación de sus diferentes partes, posteriormente se desprenden hígado y bazo. 1) Lengua, cavidad bucal y laringe. El examen de estas partes se lleva a cabo a la hora de abrir la cavidad bucal. 2) Esófago. Se inspecciona su superficie externa, buscando cambios en serosa, diámetro, grosor de las paredes. En perros se encuentran en ocasiones formaciones nodulares en la parte torácica de este órgano, causadas por spirocerca lupi y en ovinos no es raro ver sarcocytes tenella. En esta superficie interna deben buscarse cambios de color e integridad de la mucosa, especialmente úlceras, las que en bovinos son un indicio de rinotraqueítis viral. 3) Estómago. En los animales monogástricos este órgano tiene forma de U que presenta una curvatura mayor y otra menor. Una vez revisada la superficie externa, se procede a hacer un corte a lo largo de la curvatura mayor para el examen de la mucosa que está claramente dividida en 2 porciones en los caballos, uno reviste la mayor parte del saco izquierdo y recibe el nombre de porción esofágica porque su superficie es muy similar a la que recubre el esófago. En los animales poligástricos, después de haber hecho la inspección externa, se separan las adherencias entre retículo y omaso, entre retículo y abomaso y entre abomaso y rúmen y se colocan los compartimentos de tal modo que el esófago quede arriba y abomaso y omaso estén colocados a la izquierda del rúmen. El abomaso se cubre, entrando por el píloro, a lo largo de la curvatura menor, siendo el corte a omaso y a retículo para salir por esófago. 4) Duodeno. Va del píloro hasta la arteria gran mesentérica, donde está unido al colon por el ligamento duodenocólico. 5) Yeyuno. Es la parte más larga del intestino delgado y se reconoce por los pliegues y asas que forma y que flotan libremente en la cavidad abdominal. Se
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identifican en él, además, las placas de Peyer, que no existen en el duodeno. Se termina en el íleon, la parte más corta del intestino delgado, que se caracteriza por el mayor grosor de sus paredes y termina en la válvula ileocecal. 6) Ciego. Es muy pequeño en los carnívoros y tienen forma de tirabuzón. En el conejo es proporcionalmente más largo que en todas las demás especies, formando una enorme asa que ocupa todo el lado derecho de la cavidad abdominal. 7) Colon. En los carnívoros no tiene mucho mayor diámetro que el intestino delgado, dividiéndose en colon ascendente, transverso y descendente. En el cerdo, el colon ascendente forma el laberinto comparable al caracol con 4 espirales centrípetas y 4 centrífugas. 8) Hígado. Este órgano varía en tamaño y número de lobulaciones en las diferentes especies y su descripción también varía según el anatomista. La discrepancia de criterio se debe a que los lóbulos en los animales adultos en algunas especies no están bien definidos. En todos los mamíferos domésticos la mayor parte del órgano está situado a la derecha del plano medio de la cavidad abdominal. 9) Bazo. Se encuentra en su mayor parte del lado izquierdo de la cavidad abdominal. Para recordar las diferencias de forma en las diferentes especies debe registrarse superficie, longitud, anchura, color y grosor de la cápsula. A la palpación y posteriormente al hacer cortes, debe notarse la consistencia y el color de la pulpa. 10) Aparato Urinario. Se compara el tamaño de los riñones, se observa el trayecto de los ureteres y la vejiga, luego se separa con la vulva en las hembras y se extrae el aparato urinario junto con el genital para su inspección detallada. Los riñones del perro son de superficie lisa en forma de frijol. El riñón derecho está situado debajo de las tres primeras vértebras lumbares; el izquierdo debajo de la segunda, tercera y cuarta.
Los riñones del gato se reconocen fácilmente por la gran cantidad de vasos sanguíneos en su superficie y por su aspecto pálido. Los ureteres se inspeccionan introduciendo un estilete en su luz, con el fin de comprobar la permeabilidad de los tubos, luego se cortan longitudinalmente para observación de la mucosa. Una vez terminado el examen de la superficie externa de la vejiga, se procede a abrirlo para revisar la mucosa y la capa muscular. Por último, se examina la uretra abriéndola longitudinalmente. APARATO GENIAL FEMENINO. La inspección externa debe incluir la observación de la posición especialmente en animales en estado de gravidez o con piómetra, hidrómetra, mucómetra o procesos infecciosos. El tamaño, color y forma de los ovarios dependen de la edad del animal y de la fase de su ciclo M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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estral. Después de la palpación se hace un corte longitudinal buscando estructuras normales (folículos, cuerpo lúteo, cuerpo albicans) y anormales (quistes, abscesos, hemorragias, aplasia, hipoplasia, etc.). La inspección del oviducto se hace buscando cambios de tamaño, grosor, elasticidad y coloración. Una vez abierto el órgano se revisa la mucosa, su color, grosor, presencia de exudados, piómetra, mucómetra, fetos, petequias o úlceras, siendo estas últimas frecuentes en casos de rinotraqueitis infecciosa bovina.
APARATO GENITAL MASCULINO. Prepucio y pene se examinan al hacer la incisión primaria de la piel, cuando se inicia la necropsia. Se expone el pene y se revisa la mucosa, buscando neoformaciones, laceraciones y exudados. La raza cebú tiene especial tendencia a presentar balanitis y balanopostitis. Para extraer los testículos junto con las demás partes del aparato genital, debe ampliarse el conducto inguinal para colocarlos en la cavidad abdominal. Al hacer el examen del aparato genital masculino hay que tener presente algunas diferencias importantes: en la especie canina no existen las glándulas vesiculares, en las demás si se encuentran. En bovinos, equinos, cerdos y gatos existen glándulas bulbouretrales (de Couper), a cada lado de la porción pélvica de la uretra, en los perros estas no existen.
APERTURA DE LA CAVIDAD CRANEANA, EXTRACCION Y EXAMEN DEL ENCEFALO. Se desprende la cabeza a nivel de la articulación occipito-atlantoidea, se coloca sobre la mesa y se separan piel y músculos del cráneo para poder cortar los huesos con mayor facilidad. En todas las especies menos en la bovina se hacen dos cortes con sierra o con hacha de los límites laterales del agujero occipital hacia la base de la apófisis cigomática del temporal. Al examinar el encéfalo debe ponerse atención en el color y grosor de las meninges y del parénquima, así como en la conformación de las circunvoluciones. Deben buscarse cambios de forma, estructuras quísticas, abscesos y granulomas u otros aumentos de volumen localizados. Por medio de la palpación se determina la consistencia.
ENUCLEACION DE OJOS. Los cambios post-mortem se establecen con gran rapidez en los ojos, de manera que éstos deben colocarse lo más pronto posible después de la muerte en un fijador adecuado, siendo muy recomendable el de Zenker con ácido acético. Cuando se requiere un estudio de ojos, estos deben extraerse antes de inicial los demás pasos de la necropsia, siguiendo la técnica de Saimders y Jubb. Primero se separa la piel por medio de una incisión oval alrededor de los párpados, empezando por el ángulo externo del ojo y exponiendo así la órbita. M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Con pinzas se fija la conjuntiva, jalándola hacia abajo y cortándolo a lo largo del hueso. Cuando el tamaño del orificio producido lo permite, se introduce una tijera curva de punta roma para separar músculos y el nervio óptico. Se extrae el globo ocular con todas sus estructuras anexas, tercer párpado, glándulas, músculos y una fracción del nervio óptico. Sin presionar al glóbulo ocular, manteniéndolo colgado con las pinzas, se examinan estas estructuras y con tijeras se separan cuidadosamente.
EXTRACCION DE LA MEDULA ESPINAL. Después de haber separado los músculos alrededor de la columna vertebral, se cortan todas las costillas lo más cerca posible de su inserción con las vértebras. Se abre el canal medular con hacho o con sierra, cortando los arcos vertebrales. Una vez separados los arcos, se extrae la médula, cortando con cuchillo o tijeras los nervios espinales. Otro método para abrir el canal medular es el de cortar los cuerpos vertebrales, para lo cual es aconsejable trabajar con el cadáver colgado. Se hacen cortes paralelos a cada lado de la línea media de los cuerpos vertebrales. La médula se examina de preferencia, después de haberla dejado 24 horas en formol al 70% con el fin de que se endurezca el tejido GLANDULAS ENDOCRINAS. 1) Timo. Esta glándula se atrofia conforme avanza la edad del animal, de modo que en su máximo desarrollo se encuentra en individuos menores de un año, posteriormente, los tejidos fibroso y adiposo la van sustituyendo. Tiene color gris rosado. 2) Hipófisis. La glándula debe extraerse a la hora de sacar el encéfalo. Se localiza en el espacio o fosa infundibular (silla turca) del hueso esfenoide. Puede encontrarse en ella quistes o neoplasias que hacen necesario el examen microscópico. 3) Adrenales. Deben revisarse con cuidado su forma y su superficie, ya que en animales viejos, especialmente en perros, se encuentran con frecuencia nódulos que indican hiperplasia. 4) Tiroides. Su color es rojo oscuro, siendo un poco más pálido en perros. En esta glándula deben buscarse cambios de tamaño y forma, ya que pueden indicar trastornos en el metabolismo del yodo y del calcio o neoplasias.
5) Paratiroides. Generalmente existen dos de cada lado, las que por su origen embrionario también se denominan cuerpos epiteliales III y IV. La III es más grande y se encuentra asociada al timo durante el desarrollo embrionario, y en los animales que tienen la parte cervical de éste muy desarrollada.
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EXAMEN DE LA MEDULA ÓSEA HEMATOPOYETICA. Para el estudio de la médula se exprime una pequeña porción sobre la laminilla, se hace un frotis, se seca al aire y se fija con alcohol metílico absoluto, si no se puede procesar en seguida. También puede colocarse una porción del tejido hematopoyético en un fijador adecuado, preferentemente el de Zenker, para estudios histológicos.
AYUDA PARA LA DISECCIÓN
Extracción del Cerebro
Lumbar
Cervical Torácica
Extracción de Medula espinal
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NECROPSIA DE AVES.
Métodos de eutanasia que pueden usarse: Mecánicos: Desnucamiento o decapitación Químicos: Con inyecciones intravenosa o intracardiaca con barbituricos, anestesia o con (CO2) Eléctricos: La electrocución mediante un cable no debe permitirse, por no producir una muerte humanitaria.
INSPECCION EXTERNA. Después de haber observado el exterior del ave con cuidado, se recomienda mojar las plumas con una solución acuosa de detergente o sumergir en ésta todo el cuerpo, excepto la cabeza. INSPECCION PRIMARIA. Se practica un corte a través de la piel entre el abdomen y los miembros posteriores y se dislocan las articulaciones coxofemorales, inspeccionándolas, buscando lesiones en sus superficies articulares. ABERTURA DE LA CAVIDAD BUCAL. Se practica un corte longitudinal en la comisura lateral izquierda del pico para poder observar laringe y faringe. ABERTURA DE LA CAVIDAD NASAL Y SENOS. Con tijeras se corta transversalmente el extremo superior del pico, a nivel de la comisura bucal, lo que permite la inspección de la cavidad nasal y de la parte anterior de los senos infraorbitarios. ABERTURA DE LA CAVIDAD VISCERAL. En los músculos se inciden pectorales longitudinalmente, a nivel de las articulaciones costocondrales. Se practica una incisión lateral detrás del esternón, a través de los músculos abdominales y levantándolos cuidadosamente con pinzas, se observan en este momento los sacos aéreos abdominales. EXAMEN DE ÓRGANOS. Una vez descubierta la cavidad y separada la piel del cuello, debe examinarse in situ órganos y vísceras.
EXTRACCION DEL ENCEFALO. Se desarticula la cabeza por medio de un corte a través de la articulación, se separa la piel del cráneo e introduciendo la punta aguda de las tijeras, se practican dos cortes a cada lado de los huesos parietales del agujero occipital a la cabidad orbitaria. Se unen los dos cortes por medio de otro transversal a la altura del ángulo interno de los ojos y se levante el techo de la cavidad craneana. EXAMEN DE ARTICULACIONES. Se procede igual como en los mamíferos. M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Envío de muestras al laboratorio
Antes de enviar las muestras para el examen anatomopatológico se deben tomar en cuenta una serie de consideraciones (aunque en su mayoría podemos identificar lesiones por cambios en textura – consistencia – color del órgano afectado): 1. Tamaño de la lesión (indicar la medida exacta o aproximada) o hacer asociaciones. 2. Forma 3. Peso (indicar peso exacto o aproximado) 4. Posición y relaciones con otras regiones, órganos o tejidos. 5. Consistencia a la palpación. 6. Color y distribución. 7. Aspectos de la superficie al corte. 8. Contenido: naturaleza y volumen 9. Olor. Las muestras para histopatología deben ser cortadas con un mínimo de manipuleo y distorsión con equipo bien afilado y sobre una tabla preparada para ese fin. El espesor no debe ser mayor de 1 ó 2 cm para permitir una correcta fijación en formalina. Lo ideal es tomar muestras de 2 a 3 cm de diámetro. Si la lesión es muy grande, tratar de seccionarla pero siempre con un espesor según el dato entregado anteriormente. Sumergir las muestras en un volumen diez veces mayor de solución de formol al 10% (esta dilución se logra con 9 partes de agua y 1 parte de formalina comercial al 30 – 40%). En cada muestra, y cada vez que sea posible, incluir en el borde el mismo tejido con apariencia normal. No conservar en diluciones mayores ya que la muestra se fija en extremo. Los parásitos internos deben ser colocados en pequeñas cantidades de agua o solución salina para su estudio inmediato. Los artrópodos se colocarán en frascos vacíos con tapa hermética.
Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1) y por reporte escrito. Evaluaciones intermedias con recomendaciones Practica
Observaciones sobre la práctica
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
Recomendaciones
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Método de asignación de calificaciones
CRITERIOS DE EVALUACION. Método de asignación de calificaciones Presentación general. (Portada, Técnica, Bibliografía, Anexos, Ortografía, Formato) Introducción y Descripción del Materia Biológico. Resultados. Interpretación. Discusión. Lista de Cotejo
5% 25 % 10% 20% 20% 20%
NOTA. Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso. Las faltas ortográficas se escribirán 100 veces, en caso de no entregarlas, no tendrá derecho a calificación aprobatoria. ES NECESARIO APROBAR LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO PARA ACREDITAR LA MATERIA.
Para Saber Mas:
Gazquez Ortiz, A; NECROPSIA INTERAMERICANA- Mc.GRAW HILL, 1988.
MAMIFEROS
DOMESTICOS;
Aluja Aline S. De; TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS Manual Moderno, 2002.
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ANEXO 1 HOJA DE COTEJO Evaluación Evaluación Actividad
alumno
instructor
Final Observaciones
¿Asististe puntualmente a tu práctica? ¿Utilizaste la botas, y bata de laboratorio cerrada y limpia? ¿Faltaste a alguno de los reglamentos del laboratorio? ¿Trajiste el Material (estuche de disección, guantes de látex, cubrebocas, lentes de seguridad, hoja de bisturí, jabón quirúrgico, torundas, navaja de rasurar, jeringa, lazo, e hilo de cañamo) completo? ¿Tu equipo fue responsable del sacrificio adecuado para esta práctica? ¿ Realizaste las técnicas conforme a las instrucciones? ¿Te manejaste con propiedad dentro del laboratorio? ¿Cumpliste de manera completa con el objetivo de la práctica? ¿Dispusiste de los desechos de cómo indica el manual? ¿Lavaste y guardaste, el material utilizado?
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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ANEXO 2 PROTOCOLO DE NECROPSIAS Reporte de datos y Hallazgos a la Necropsia Veterinaria Sección I - Datos Administrativos Parte A: Datos del Remitente 1. Prosector
2. Fecha del Reporte (DD/MM/AAAA)
3. Nombre y dirección de la unidad reportada
4. Localización geográfica
5. Teléfono
7. Correo electrónico
6. Numero de Fax.
Parte B: Identificación del Animal y datos relacionados 8. Identificación del Animal (Nombre y
9. Especie
10. Raza
numero) 11. Fecha de nacimiento
12. Edad
13. Sexo
(DD/MM/AAAA)
14. Castrado
SI
15. Peso
16. Color
NO
17. Eutanasia (Especificar método y agente utilizado)
SI
NO
18. Causa de la Muerte (Razón medica de la muerte o decisión de la eutanasia)
19. Nombre y dirección de la unidad responsable del animal.
20. Numero de Necropsia del
21. Fecha de la Muerte (DD/MM/AAAA)
22. Tiempo entre la muerte y la Necropsia
Contribuyente 23. Prioridad requerida
Rutina
24. Materiales enviados
Urgente Sección II – Datos Clínicos y Patológicos
25. Extracto Clínico
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Sección II – Datos Clínicos y Patológicos (Continuación) 26. Diagnostico Clínico (Relevante para la muerte del animal)
27. Diagnostico Total de la Necropsia.
28. Total de Fotografías tomadas (Tejidos y lesiones fotografiadas)
29. Resultados de Cultivos Microbiológicos (Especificar lugar)
30. Resultados de los Exámenes de Patología Clínica. (Relevante para la muerte del animal, incluir una copia)
31. Radiografías e Interpretaciones. (Relevante para la muerte del animal, incluir una copia)
32. Observaciones
33. Firma del Prosector
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Sección III – Hallazgos a la Necropsia GENERAL (Condición del cadáver, pelaje, orificios naturales, cicatrices, lesiones superficiales, tumores, etc.) PESO:
OJOS Y OREJAS
VENTRAL
DORSAL
GLANDULAS ENDOCRINAS (Pituitaria, Tiroides, Paratiroides, Adrenales) Tiroides / Paratiroides
Adrenales
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Sección III – Hallazgos a la Necropsia (Continuación) CAVIDADES CORPORALES (Presencia de fluido en abdomen y / o tórax, describir color, claridad y cantidad)
SISTEMA URINARIO (Riñones, uréteres, vejiga urinaria y uretra) Riñones
SISTEMA GENITAL (Testículos, epidídimo, cordón espermático, próstata, pene, ovarios, oviductos, útero, cerviz, vagina, vulva)
CORAZON (Pericardio, epicardio, miocardio, endocardio, válvulas, vasos coronarios, etc.)
Ventrículo Derecho Ventrículo Izquierdo Tabique Interventricular
VASCULAR (Arterias, venas y linfáticos)
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Sección III – Hallazgos a la Necropsia (Continuación) SISTEMA RESPIRATORIO (Laringe, Traquea, Bronquios, Linfonódulos, etc.) Pulmones
HIGADO (Tamaño, color, consistencia, vesícula biliar, conductos biliares, etc.)
PÁNCREAS
BAZO
TRACTO GASTROINTESTINAL (Boca, dientes, lengua, glándulas salivales, esófago, estomago, duodeno, yeyuno, ileon, ciegos, colon, recto, ano y linfonódulos)
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Sección III – Hallazgos a la Necropsia (Continuación) HUESOS Y ARTICULACIONES (NO VERTEBRAS)
ENCÉFALO (Cerebro, Cerebelo y Medula oblongada)
Sección IV – Lista de Tejidos 33. Aptitud Zootécnica.
34. Tatuajes, arete, fierros.
33. Órganos.
Ojos Izquierdo / Derecho Glándulas lagrimales Linfonodulos Axilares Izquierdo / Derecho Piel con pelo (Especificar sí tiene marcas) Tejido Mamario (Sí es aplicable) Músculo Esquelético Medula Osea Glándulas Tiroides y Paratiroides Glándulas Salivales Mandibulares Glándulas Adrenales (Izquierda y Derecha) Timo / Restos de Timo Hueso (Costilla, esternebra, especificar otros sitios) Amígdalas Izquierda / Derecha Diafragma
Bazo Linfonodulos mesentéricos (s) * Estomago Duodeno Yeyuno Ileon Union Ileocecal Ciegos Colon Recto Ano / Área Perianal / Saco Anal Canal Auditivo Cerebro intacto Otros Especificar
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Riñones Izquierdo / Derecho Uréter Vejiga Urinaria Uretra Glándula Próstata NOTAS: Epidídimo Izquierdo / Derecho Útero, Cervix, Vagina Ovarios Izquierdo / Derecho Linfonodulos Iliacos Aorta Abdominal especificar otros sitios Corazón (órgano completo y abierto Traquea y Laringe Linfonodulos traqueobronquial (Izquierdo / Derecho) Pulmón Páncreas Hígado Vesícula Biliar * Identifique estos tejidos por el lugar, etiquetar en frascos diferentes, por tamaños antes de fijar.
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ANEXO 3 Instrucciones para llenar el Protocolo de Necropsias
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Sección I Datos Administrativos 1. Bloques 1-7: Nombre y Dirección de la Unidad Veterinaria, reportando, puesto, nombre completo y titulo de la corporación veterinaria oficial del contribuyente y la unidad de asignación. Dirección de la estación, numero de teléfono, fax y correo electrónico, información importante. 2. Bloques 8-16: Identificación del animal. 3. Bloque 17: Eutanasia (si o no). Especificar el nombre comercial o principio activo del producto empleado en la Eutanasia, cantidad empleada y sitio de administración. 4. Bloque 18: Causa de la muerte, considerando el estado de la razón medica aplicada para la muerte del animal. En caso de eutanasia, razón por la que se realizo la eutanasia. 5. Bloque 19: Nombre y Dirección de la unidad responsable del animal, propietario de la mascota. 6. Bloque 24: Materiales enviados, enlistar categorías según lesiones, resultados de los cultivos y radiografías, total de fotografías, etc. Sección II Datos Clínicos y Patológicos 7. Bloque 25: Extracto Clínico. El extracto clínico debe enlistar la información reciente pertinente respecto al caso y previo a esto un historial medico significante. Incluye enfermedades, recientes tratamientos, laboratorios y hallazgos radiológicos, cirugías, heridas, fracturas, inmunizaciones. 8. Bloque 26: Diagnostico clínico. Concisamente enlistar condiciones clínicas significantes y relacionadas con la muerte del animal. 9. Bloque 27: Diagnostico total de la necropsia, enlistar todo el diagnostico de las necropsias (Interpretación) 10. Bloque 30: Resultados del examen clinicopatologico, enlistar los exámenes e incluir copias de los resultados. Sección III Hallazgos totales PROTOCOLO DE NECROPSIA Introducción a) Describa todas las anormalidades en detalle. Usar el bloque / diagrama en esta sección para una revisión sistemática y reporte. Poner el total de lesiones reconocidas o un equivalente de anotaciones como sea apropiado. b) Usar solución salina fisiológica para enjuagar los tejidos durante la necropsia. Las muestras de tejido son sensibles a las presiones hidrostáticas u osmóticas. Enjuagar con agua de la llave causara artefactos morfológicos. c) Los datos del peso del órgano es opcional. Anotándolos cuando sea posible. d) Utilizar la lista de tejidos en la pagina 7. Examen Externo. Examinar cuidadosamente todas las estructuras y superficies y apuntar lo siguiente: peso, condición nutricional, estado de rigidez, grado de descomposición post-mortem, y la condición del pelaje, piel, membranas mucosas, ojos y orificios naturales. Describir tatuajes, cicatrices, heridas, tumores cutáneos, malformaciones etc.
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Ojos. Los ojos deben de ser tomados pronto durante la necropsia. Unir los párpados con unas pinzas de Allis. Utilizar un cuchillo filoso para hacer una incisión en el párpado alrededor de la orbita y con las tijeras curvas diseccionar los ojos de las orbitas por medio del corte de los músculos extraoculares y tejido conectivo agregado y nervio óptico. Examinar y tomar los tejidos de las glándulas lagrimales. Revisar el párpado y lesiones retrooculares, los párpados deben quedar ligados al ojo izquierdo par identificación del mismo modo remover el músculo esquelético de la superficie esclerótica para facilitar la fijación. También deben ser inyectadas las cámaras vítreas con 0.2 a 0.5 ml. De formalina. Incisión ventral media a) Con el cadáver en decubito dorsal, hacer una incisión ventral media que se extienda de la sínfisis mandibular hacia el pubis. Dorsalmente reflejada la piel del abdomen, tórax y la región cervical para exponer los tejidos subyacentes y los linfonodulos regionales. Examinar la cantidad y color del tejido adiposo subcutáneo. b) Cortar transversalmente el músculo entre el omoplato y tórax y el tejido blando circundante a la cadera unida a los miembros pélvicos y toráxicos para mantener al cadáver en una posición plana y estable. c) Localizar y examinar el plexo braquial en el espacio axilar. Localiza, examinar y recolectar los linfonodulos que sean pertinentes. d) Cuidadosamente examinar el subcutis y el músculo esquelético, examinar y recolectar un espécimen representativo del músculo esquelético. Medula ósea. Fémur, costillas, esternón y vértebras están ubicados en sitios accesibles para recoger muestras histológicas y citológicas de medula ósea del hueso rojo. La muestra mandada debe contener medula roja, esta debe recolectarse pronto durante la necropsia. Glándula tiroides y paratiroides Cuidadosamente remover del músculo ventral de la traquea exponer las glándulas tiroides y paratiroides. Examinar y tomar las glándulas. Glándulas salivales y linfonodulos Localizar y examinar las glándulas salivales mandibulares, parotidas y sublinguales y los linfonodulos mandibulares. Tomar una muestra de glándula salival mandibular e identificar, y un linfonodulo mandibular. Cavidades corporales. Examinar metodológicamente todas las vísceras in situ y observar la correcta posición y tamaño anatómico. Anotar cualquier característica anormal de fluidos presentes en el abdomen o tórax. a) Abdomen para exponer completamente la víscera abdominal, hacer una incisión ventral media hacia la pared abdominal desde el xifoides al pubis. Desde el final del anterior de esta posición, cortar lateralmente por el margen posterior de la ultima costilla. Desde el final de la incisión posterior cortar lateralmente como el anterior al pubis. b) Glándulas adrenales. Localizar, examinar y tomar ambas glándulas adrenales. c) Tórax. Verificar presión negativa intratoraxica por observación y cuidadosamente escuchar la entrada de aire resultado de una pequeña incisión hecha hacia una porción tendinosa de el diafragma. Usando un costotomo remover de la primera a la tercera de las costillas ventrales. Examinar el mediastino, pericardio y diafragma. Examinar la pleura parietal y visceral. Examinar las costillas y los músculos intercostales. Examinar y recolectar el timo o rastros tímicos si presenta, en el mediastino. d) Remover las vísceras torácicas. Examinar las vísceras torácicas in situ luego remover en conjunto, el bloque resultante debe de incluir lengua, laringe, traquea, esófago, corazón, aorta y pulmones. Ponerlos en una tabla grande para ser diseccionados después. Diafragma Examinar y tomar una muestra representativa del diafragma.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Canal Pélvico Localizar el foramen obturador en la pelvis. Cortar en la punta del hueso en el foramen y cortar el pubis en la parte caudal y el isquion en la parte craneal, repetir esto en el lado opuesto diseccionar y remover los cortes para exponer el canal pélvico. Tracto Urogenital a) Examinar el perineo, hacer una incisión en la piel y tejido subcutáneo alrededor de los genitales externos. b) Liberar ambos riñones de su sitio de unión. Sin rodeos, diseccionar los uréteres y sacar la vejiga urinaria, en ambos riñones incidir y reflejar la cápsula renal al hilio y examinar el uréter y el paquete vascular, cortar los riñones de la curvatura mayor al centro cortando el riñón izquierdo longitudinalmente y el derecho transversalmente para su identificación posterior, realizar cortes seriados y tomar una porción representativa de la papila renal y del uréter. c) Remover órganos urogenitales sobrantes. Anotar ovariohisterectomia u orquiectomia, si se realizó. d) Examinar la vejiga urinaria, uretra y próstata. Abrir la vejiga y la uretra a lo largo de su aspecto ventral al pene en el macho o meato externo de la uretra en la hembra. Examinar cuidadosamente la uretra y el trígono de la vejiga urinaria, tomar muestras respectivamente r y mandar ambos testículos y epidídimo enteros con un segmento de cada cordón espermático, para mejor fijación dividir los testículos. e) Examinar los genitales del macho, tomar etiqueta f) Examinar los genitales de la hembra. Utilizando tijeras para abrir la vulva, vestíbulo, vagina, cerviz y útero hasta los oviductos. Tomar muestras representativas de estas estructuras y los ovarios. Remover Tracto Digestivo Examinar el ano y recto. Cortar la piel y tejido subcutáneo alrededor del ano y remover las vísceras abdominales en masa. Poner en una tabla de cortar para su disección posterior. Linfonodulos Iliacos y Aorta Abdominal. Examinar los linfonodulos iliacos y aorta abdominal. Tomar muestras representativas. Corazón, Grandes Vasos y Saco Pericardico Cortar el saco pericardico, revisar acumulos de fluido normal, reflejar el pericardio sobre la base del corazón. Examinar la base del corazón por enfermedades neoplásicas. Examinar los grandes vasos y arterias. Examinar la superficie epicardica y arteria coronaria. Cuidadosamente cortar el corazón y examinar todas las superficies del endocardio. Tomar y mandar el corazón entero. Sistema Respiratorio a) Traquea. Examinar y abrir la traquea de la laringe al nivel del bronquio primario. Tomar muestras respectivas. b) Pulmones. Palpar el área periférica e hiliar de todos los lóbulos del pulmón. Aislar e insuflar los conductos de ventilación y espacios alveolares de los lóbulos del pulmón derecho con formalina. Diseccionar los demás lóbulos abriendo todos los bronquios mayores, tomar muestras representativas. Hígado y Páncreas Examinar y tomar muestras representativas del páncreas con un segmento de mesenterio y duodeno. Verificar la permeabilidad del conducto biliar aplicando presión en la vesícula biliar, abrir la arteria hepática grande y venas (superficie visceral) y examinar. Hacer cortes seriados y tomar muestras representativas no mas de 0.5 cm. De ancho del hígado y la vesícula biliar. Bazo Examinar haciendo cortes en serie y tomar una o más muestras representativas
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Mesenterio Examinar el omento, mesenterio y la raíz del mesenterio. Examinar y tomar linfonodulos mesentéricos representativo
Tracto Gastrointestinal a) Cavidad Oral. Examinar la cavidad oral, dientes, faringe y laringe. Localizar, examinar y tomar cada tonsila. Hacer la disección hacia el tejido blando entre la lengua y la mandíbula a través del paladar blando y hacia el hiodes dejando libre la lengua y orofaringe, localizar, examinar y tomar muestra de linfonodulos retrofaringeos. b) Glándulas salivales y linfonodulos. Localizar y examinar las glándulas salivales mandibular, parotida y sublingual, los linfonodulos mandibulares. Tomar muestras de glándula salival mandibular y linfonodulos mandibular, parotida y sublingual y linfonodulos regionales si indica. Separar, etiquetar los tejidos que tengan apariencia similar para su identificación posterior. c) Esófago. Abrir , Examinar y tomar muestras representativas de esófago. El Esófago distal puede estar ligado con material que evite el tirado del contenido gástrico. d) Estomago e Intestino. Abrir , examinar y enjuagar las superficies mucosas del Esófago distal, estomago y duodeno con solución salina fisiológica, no enjuagar con agua de la llave. Tomar muestra designada. Abrir, examinar y toma muestra representativa, en pequeñas porciones alternativamente porciones de intestino pueden ser tomadas son abrir, ligando ambos extremos e inyectando solución fijadora, utilizando jeringa y aguja. Huesos y articulaciones no vertebrales. Cuidadosamente abrir la cadera, babilla, hombro y codo articular (y otros indicados), examinar fluidos sinoviales, rupturas, alargamientos o ligamentos desgastados, erosionados y ulceras de cartílago articular, cápsulas gruesa de articulaciones, formaciones y proliferaciones de osteofitos y engrosamiento de la sinovia. Describir todas las anormalidades. Tomar muestra representativa para histopatológico. Cerebro a) Remover la cabeza. b) Hacer una incisión dorsal media de la nariz a agujero magno. c) Quitar la piel ventralmente, cortarla transversalmente y tomar una muestra del canal auditivo. Remover los músculos temporales del cráneo. d) Usar una segueta para hueso y hacer tres corte al cráneo, no lesionar al corte al cerebro. El primer corte se realiza transversalmente al anterior limite de la cavidad craneal, ligeramente posterior al arco zigomático. Rotar el cráneo a un lado y completar el corte trasverso con el agujero magno y repetir el proceso en el lado opuesto. e) Usar una sierra circular, cincel para hueso o un instrumento similar en la primera incisión (Transversal) para apalancar el cráneo, examinar la superficie interior del cráneo. f) Remover el cerebelo, cortar transversalmente los bulbos olfatorios, elevar el rostro y cuidadosamente cortar transversalmente los nervios craneales y el tallo pituitario liberando al cerebro. g) Sumergir el cerebro en formalina, diseccionar el cerebro inmediatamente solo si el tejido requerido realizar examen de rabia. Glándula Pituitaria Incidir la Duramadre circundante de la silla turca para liberar la glándula pituitaria. Removerla cuidadosamente y ponerla en un cartucho de tejido etiquetado.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Cavidad Nasal y senos. Hacer un corte transversal completo a través de los huesos de la cara de la orbita frontal y maxilar. Examinar la cavidad nasal y senos expuestos, alternativamente un pedazo de hueso puede ser removido para exponer estos espacios. Mandar una muestra representativa. Columna vertebral. Examinar la superficie de la columna vertebral y anotar las anormalidades. Medula Espinal a) Remover la piel sobrante del cadáver, examinando subcutis y musculatura. b) Remover el músculo del esqueleto. c) Remover la primera vértebra torácica arqueada permitiendo la visualización de la correcta posición de la sierra para remover subsecuentemente los arcos cervical y lumbar. No cortar la medula espinal. d) Vértebra torácica, cortar transversalmente el proceso espinoso de la vértebra torácica con una sierra. Cortar los de las vértebras adyacentes a los sobrantes del proceso espinoso, aproximadamente a 45º de ángulo. Hacer un corte trasverso anterior a T1 y posterior a T13. Remover los arcos torácicos para exponer la medula espinal. e) Vértebras lumbares, cortar hacia los arcos vertebrales inmediatamente dorsal al proceso trasverso a 90º de ángulo para corte vertical (perpendicular al proceso espinoso). Hacer un corte transverso a la unión lumbosacra. Remover los arcos lumbares para exponer la medula espinal. f) Vértebras cervicales, cortar hacia los arcos vertebrales medios entre los procesos espinosos y transverso a un ángulo de 0º (Paralelo al proceso espinoso). Remover los arcos cervicales para exponer la medula espinal. g) Vértebra sacra, abrir el sacro, usualmente no es necesario. Si hay lesiones sospechosas en la cauda equina cortando en medio de la cresta intermedia y lateral para poder exponer el canal vertebral sacro. h) Sujetar la duramadre con pinzas para tejido, cortar el nervio de raíz y remover la medula espinal del canal. Examinar la duramadre y raíz de nervios espinales. i) Para facilitar la revisión y fijación cuidadosamente cortar y exponer la duramadre a lo largo de la línea media dorsal. j)
Examinar la columna vertebral para discos herniados, formación de osteofitos y otras lesiones.
k) Poner una sutura en la duramadre u otra identificación para marcar áreas sospechosas de la medula espinal que requieran estudio histopatológico. l)
Sumergir la medula espinal y la atadura de la duramadre en formalina.
Nervios Periféricos Examinar y tomar los nervios radial y ciático, sujete ambos, para identificarlos.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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UNIVERSIDAD AUTONOMA DE AGUASCALIENTES CENTRO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS DEPARTAMENTO DE CLINICA VETERINARIA LABORATORIO DE PATOLOGÍA SISTÉMICA PRACTICA No. 4
“INSPECCION DE PLACENTA Y FETO” TITULAR DE LA MATERIA: M.V.Z MARCELA MORFIN MATA RESPONSABLES: M. V. Z. MARCELA MORFIN MATA M. V. Z. LETICIA CHAVEZ GONZALEZ
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Esta práctica se realizará en el laboratorio multidisciplinario “A” del edificio 5; en las instalaciones del Centro de Ciencias Agropecuarias, ubicadas en la Posta Zootécnica de la Universidad Autónoma de Aguascalientes.
Número de alumnos por unidad de práctica Para ésta práctica se contará con un número no mayor a 20 alumnos, divididos en 3 equipos por sesión, con la finalidad de que tengan una correcta asimilación, del examen a realizar en una placenta y feto. Propósito específico de cada práctica. El alumno será competente para aplicar las técnicas adquiridas para la evaluación de la placenta y el feto, y así describir las lesiones patológicas encontradas, y así establecer la posible causa de la muerte. Resultados esperados en relación a los Criterios de desempeño específicos de la práctica. Al terminar la práctica será un profesionista con la capacidad de realizar un examen apropiado para el análisis de placenta y feto, por medio de un reporte escrito. Normas de seguridad específicas de la práctica. Para ésta práctica se requieren las siguientes normas de seguridad: Vestimenta -
Toda persona para ingresar al laboratorio, deberá utilizar bata o filipina, blanca, limpia y deberá traerla cerrada.
-
En aquellas situaciones en la que pueden producirse derrames, salpicaduras o aerosoles, sobre todo cuando se trabaje con agentes que son zoonóticos, se deberá utilizar guantes, anteojos y cubrebocas, según sea el caso.
Prácticas generales -
Estará prohibido pipetear con la boca.
-
Estará prohibido comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos en el área de trabajo.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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-
Los guantes deberán descartarse al alejarse de la mesa de trabajo; no se tocarán con ellos elementos como picaportes, tapas de recipientes, teléfonos, teclados, carpetas. etc.
-
Se dispondrá de recipiente de descarte en el lugar de trabajo a no más de 30 cm del personal.
-
Las manos deberán lavarse luego de trabajar con material viable, luego de sacarse los guantes y antes de salir del laboratorio.
Prácticas específicas -
La superficie de trabajo se deberán descontaminar por lo menos una vez al día o luego de cada derrame de material viable, utilizando agentes probadamente efectivos contra los agentes con que se trabaja.
-
El trabajo con jeringas deberá restringirse tanto como sea posible. Deberá usarse un descartador rígido para agujas y otros elementos punzantes. No reencapuchar las agujas, pues es una fuente importante de accidentes cortó punzantes.
-
Todos los procedimientos deben ser realizados cuidadosamente para evitar derrames, salpicaduras y la formación de aerosoles.
-
Escurrir las pipetas apoyando la punta en la pared interna del recipiente, produciendo una presión leve.
-
No burbujear aire en recipientes abiertos, por ejemplo para lograr una descarga total de los tips de pipetas automáticas.
-
Al abrir frascos que contengan líquidos hacerlo volcando el tapón hacia el operador, de tal manera que la apertura se produzca hacia adelante, para evitar que las salpicaduras salten a la cara de la persona que está trabajando.
-
Usar en lo posible tubos con tapa a rosca.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Los tubos de centrífuga deben estar siempre tapados -
Si durante la centrifugación se destapa o rompe algún tubo se debe desinfectar la centrífuga.
-
Tener en cuenta el cambio de presión que se produce en los recipientes al sacarlos de la congeladora y llevarlos a temperatura ambiente.
Normas de seguridad relacionadas con el trabajo -
Mantener las manos limpias.
- Los materiales rotos deberán ser recogidos con escobilla y para y colocados en lugares apropiados. Todo el material punzante, como agujas o capilares, debe descartarse en recipientes especiales a tal fin. MEDIDAS PREVENTIVAS LAVADO DE MANOS Es la medida más importante y debe ser ejecutada de inmediato, antes y después del contacto: - entre diferentes procedimientos efectuados en el mismo paciente. - luego de manipulaciones de instrumentales o equipos usados que hayan tenido contacto con superficies del ambiente y/o pacientes. - luego de retirarse los guantes - desde el trabajador al paciente Deben ser realizados: - Luego de manipular sangre, fluidos corporales, secreciones, excreciones, materiales e instrumentos contaminados, tanto se hayan usado o no guantes. •
Inmediatamente después de retirar los guantes del contacto con pacientes.
•
Entre diferentes tareas y procedimientos.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Se debe usar: -
Jabón común neutro para el lavado de manos de preferencia líquido.
-
Jabón con detergente antimicrobiano o con agentes antisépticos en situaciones específicas (brotes epidémicos, previo a procedimientos invasivos, unidades de alto riesgo).
TECNICA DEL LAVADO DE MANOS La técnica de lavarse las manos tiene la siguiente secuencia: •
subirse las mangas hasta el codo
•
retirar alhajas y reloj
•
mojarse las manos con agua corriente
•
aplicar 3 a 5 ml de jabón líquido
•
friccionar las superficies de la palma de la manos y puño durante 10 o 15 segundos
•
enjuagar en agua corriente de arrastre
•
secar con toalla de papel
•
cerrar la canilla con la toalla
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Desarrollo de la práctica: INSPECCION DE LA PLACENTA
Para la evaluación de cualquier problema de aborto se debe considerar la historia clínica individual y en su caso la de la población animal, así como la recolección y envío de muestras al laboratorio de diagnóstico. La gran mayoría de los agentes etiológicos que ocasionan el ABORTO infeccioso producen PLACENTITIS, en consecuencia es una muestra que deberá recolectarse. La placenta, el feto abortado y cualquier flujo o descarga uterina, constituyen las muestras de mayor conveniencia para integrar un diagnóstico. Si las muestras después de recolectarse se procesan inmediatamente en el laboratorio, deberán conservarse en refrigeración a una temperatura de 4 grados centígrados, pero si se demora su envío, entonces las muestras deberán conservarse en congelación. También se recolectaran cotiledones que presenten lesiones y serán conservados en una solución de formol al 10% (1 parte del tejido por 9 partes de la solución de formol) y se remitirán para el estudio histopatológico. Es indispensable tomar una muestra de sangre sin anticoagulante de la vaca abortada para obtener suero para estudios inmunológicos. Conservar el suero una vez obtenido en refrigeración y congelación cuando se remita al laboratorio después de varios días. PROCEDIMIENTO: Las lesiones encontradas durante la inspección de la placenta son sugestivas para el planteamiento del diagnóstico presuntivo, pero de ninguna manera deberán considerarse patognomónicas. La placenta debe extenderse sobre una superficie aplanada e inspeccionar minuciosamente los cotiledones, las áreas intercotiledonarias y la naturaleza de cualquier materia que pueda estar adherida. Cuando las lesiones placentarias no se puedan visualizar con cierta facilidad debido al acumulo de fluidos o exudado, la placenta puede lavarse con agua y realizar la inspección. Conviene recordar que las membranas fetales aparentemente normales macroscópicamente son finas y transparentes y los cotiledones tienen una apariencia rojiza y opaca.
M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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Se deben examinar tantos cotiledones como sea posible, anotando: Tamaño, color, consistencia, la posible presencia de focos blancos o amarillentos, necrosis y el grado de autólisis, si ésta alteración se manifiesta. Durante la inspección de las áreas intercotiledonarias se debe registrar lo siguiente: • • • • • • •
El espesor (aparentemente normal AN, aumentado o adelgazado) La consistencia (acartonada, como cuero o piel, gelatinosa, etc.) La opacidad (difusa, focos pequeños, placas, etc.) Presencia o ausencia de la Hiperemia pasiva local (congestión) Presencia o ausencia de Hemorragias (petequias, equimosis, etc.) Presencia o ausencia de áreas de Necrosis (blanquecinas, amarillas, etc.) El grado de autólisis del tejido.
Específicamente se deben inspeccionar las áreas pericotiledonarias y las superficies ciegas de la placenta porque las placentas infectadas no presentan lesiones distribuidas de manera uniforme.
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PROTOCOLO DE NECROPSIA DEL FETO ABORTADO
La ausencia de viabilidad del producto de la gestación durante y antes del parto, así como la expulsión prematura, son indicios de la muerte ante parto. Además de inspeccionar minuciosamente y de manera sistemática cada una de las estructuras anatómicas que conforman los aparatos y sistemas del feto abortado y de seleccionar las muestras conforme a la enfermedad que se sospecha se considerarán las alteraciones macroscópicas que nos den algún indicio o evidencias de la muerte fetal. • • • • • • • • • • •
La presencia de edema subcutáneo (trasudado sanguinolento) Autólisis de la corteza renal (cuando se presenta de manera rápida) Ablandamiento de los pulmones. Edema en las cavidades serosas (trasudado con hemoglobina y suero) Desarrollo incompleto del feto Presencia de exudado fibrinoso en las cavidades corporales Hidrotorax y/o hidroperitoneo Hepatomegalia Cualquier lesión hepática Hiperemia pasiva local en el intestino Nódulos linfáticos aumentados de tamaño, hiperémicos o con edema.
Las muestras que con mayor frecuencia se recolectan para estudios bacteriológicos son el contenido del abomaso, riñón y otros tejidos que manifiesten lesiones. Procediendo de manera inmediata a su cultivo en medios selectivos y de rutina. De otra manera se tiene un alto riesgo de contaminación exógena. Cuando se requieran estudios histopatológicos las muestras se conservarán en una solución de formol al 10%. Es imprescindible las muestras de suero de las vacas abortadas para estudios inmunológicos (ELISA, Fijación del Complemento, Inhibición de la Hemoaglutinación, etc.) Actualmente se requiere que las muestras del feto abortado presenten el mínimo grado de autólisis y que los tejidos recolectados se fijen en formol y puedan preciarse para realizar la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) Tal es el caso de los cerebros de los fetos abortados cuando se sospecha de Neosporosis y se pretende confirmar por medio de PCR.
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Sistema de evaluación:
Observación directa a través de lista de cotejo (anexo 1) y por reporte escrito.
Evaluaciones intermedias con recomendaciones Practica
Observaciones sobre la práctica
Recomendaciones
Método de asignación de calificaciones
CRITERIOS DE EVALUACION. Presentación general. (Portada, Técnica, Bibliografía, Anexos, Ortografía, Formato) Introducción y Descripción del Materia Biológico. Resultados. Interpretación. Discusión. Lista de Cotejo
5% 25 % 10% 20% 20% 20%
NOTA. Los reportes se entregaran 8 días después de haber realizado la práctica. Los reportes que no sean entregados en la fecha estipulada, tendrán máximo 3 días hábiles para entregarlos, descontando 1 punto por cada día de retraso. Las faltas ortográficas se escribirán 100 veces, en caso de no entregarlas, no tendrá derecho a calificación aprobatoria. ES NECESARIO APROBAR LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO PARA ACREDITAR LA MATERIA. M.V.Z. MARCELA MORFIN MATA
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ANEXO 1 HOJA DE COTEJO Evaluación Evaluación Actividad
alumno
instructor
Final Observaciones
¿Asististe puntualmente a tu práctica? ¿Utilizaste la botas, y bata de laboratorio cerrada y limpia? ¿Faltaste a alguno de los reglamentos del laboratorio? ¿Trajiste el Material (estuche de disección, guantes de látex, cubrebocas, lentes de seguridad, hoja de bisturí, jabón quirúrgico, torundas, navaja de rasurar, jeringa, lazo, e hilo de cañamo) completo? ¿Tu equipo fue responsable del sacrificio adecuado para esta práctica? ¿ Realizaste las técnicas conforme a las instrucciones? ¿Te manejaste con propiedad dentro del laboratorio? ¿Cumpliste de manera completa con el objetivo de la práctica? ¿Dispusiste de los desechos de cómo indica el manual? ¿Lavaste y guardaste, el material utilizado?
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