UNIVERSIDAD DE COLIMA MAESTRÍA EN CIENCIAS, ÁREA: CIENCIAS AGRÍCOLAS Y FORESTALES

“EFECTO DE LA VARIEDAD DE MAIZ SOBRE EL DESARROLLO Y SUSCEPTIBILIDAD DE LARVAS DE Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) A Bacillus thuringiensis”

TESIS

QUE PRESENTA

RAYMUNDO FLORES HUESO COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRO EN CIENCIAS, ÁREA: CIENCIAS AGRÍCOLAS Y FORESTALES

ASESOR Dr. Roberto Lezama Gutiérrez

TECOMÁN, COLIMA, MÉXICO

Junio de 2000.

“EFECTO DE LA VARIEDAD DE MAIZ SOBRE EL DESARROLLO Y SUSCEPTIBILIDAD DE LARVAS DE Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) A Bacillus thuringiensis” Raymundo Flores Hueso

Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad de Colima, Apartado Postal No. 36, C.P. 28100, Tecomán, Colima.

RESUMEN

El gusano cogollero del maíz, Spodoptera frugiperda (J. E. Smith) Lepidoptera: Noctuidae), es una plaga importante en el cultivo del maíz; ataca a la planta en todas las etapas de desarrollo (crecimiento, floración y fructificación), cuando las infestaciones son altas puede resultar la pérdida total del cultivo. El control químico es el principal método de combate de este insecto, con sus respectivos efectos sobre el ambiente y la salud; sin embargo, dentro de un programa de manejo integrado de plagas, con miras al desarrollo de una agricultura sustentable, el uso de variedades resistentes y el control microbiano, constituyen dos principales alternativas para disminuir el uso de plaguicidas.

En este estudio se evaluó el efecto de la variedad de maíz sobre el desarrollo y la susceptibilidad de larvas de S. frugiperda a la bacteria Bacillus thuringiensis (Berliner), variedad Kenyae, serotipo 007. En total se evaluaron 13 variedades, 6 criollos y 7 híbridos; se encontró que cuando las larvas se alimentaron con hojas de los criollos Uruapeño y Grano ancho, los valores de CL50 de B. thuringiensis fueron 0.087 y 0.097 mg/ml, respectivamente y cuando las larvas fueron alimentadas con los criollos Grano rojo, Grano pinto, Tampiqueño olote delgado y Grano negro, los valores de CL50 oscilaron entre 0.101 y 0.180 mg/ml. Cuando las larvas se alimentaron con follaje de los híbridos V-526, P3288 y P-3086, los valores de CL50 de Bt fueron 0.072, 0.073 0.095 y mg/mI, respectivamente; con los híbridos B-810, Ceres 7, H- 910 y amarillo forrajero, los valores de CL50 encontrados fluctuaron entre 0.109 0.181 mg/ml.

Por otro lado, al evaluar la susceptibilidad de larvas, de tercero y quinto estadio a la bacteria B. thuringiensis, alimentadas con follaje de las variedades de maíz criollo o híbrido, en los cuales las larvas neonatas presentaron mayor y menor susceptibilidad a Bt, se encontró que los valores de CL50 de la bacteria se invirtieron, con respecto a la susceptibilidad encontrada en larvas neonatas, de acuerdo a las variedades con las cuales fueron alimentadas las larvas. También se encontró que el valor de la CL50 de la bacteria se incrementó de acuerdo a la edad de la larva sin importar la variedad; y también, que el peso de las larvas y pupas varía de acuerdo la variedad de la cual se alimentan. Los resultados de esta investigación demuestran que la variedad de maíz afecta el desarrollo y peso de larvas y pupas, así como la susceptibilidad de las larvas a la B. thuringiensis. Así mismo, dentro de la perspectiva de utilizar a Bt en interacción con la resistencia vegetal, dentro de un programa de manejo integrado, se debe considerar el valor de CL50 de la bacteria, de acuerdo a la edad de la larva y la variedad de maíz, cultivado.

CONTENIDO Página RESUMEN………………………………………………………………………………

I

CONTENIDO…………………………………………………………………………….

III

LISTA DE CUADROS…………………………………………………………………..

V

I INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………

1

ll ANTECEDENTES……………………………………………………………………..

7

2.1 El cultivo de maíz……………………………………………………………….

7

2. 1 . 1. Generales………………………………………………………………

7

2. 1 . 2. Las zonas maíceras en el estado……………………………………

8

2. 1 . 3 Plagas……………………………………………………………………

8

2.2 El gusano cogollero S. frugiperda…………………………………………….. 9 2. 2 . 1 Posición taxonómica…………………………………………………… 9 2 . 2 . 2 Origen y distribución geográfica……………………………………... 10 2 . 2 . 3 Descripción y biología.………………………………………………... 11 2 . 2 . 4 Plantas hospederas…………………………………………………… 12 2 . 2 . 5 Daños…………………………………………………………………… 12 2 . 2 . 6 Métodos de control…………………………………………………….

13

2.3 La bacterias entornopatógenas……………………………………………….. 15 2. 3 . 1 Bacillus thuringiensis…………………………………………………... 15 2 . 3 . 2 Las toxinas del Bt……………………………………………………… 16 2 . 3 . 3 Producción comercial…………………………………………………. 17 2. 3. 4 Modo de acción………………………………………………………….

17

2 . 3 . 5 . Resistencia varietal…………………………………………………..

18

2 . 3. 6 . El manejo integrado…………………………………………………..

20

III MATERIALES Y METODOS………………………………………………………..

23

3.1. Lugar de la experimentación………………………………………………….

23

3.2. Etapas del desarrollo experimental…………………………………………..

23

3.3 Material biológico……………………………………………………………….. 23 3. 3 . 1 Las variedades de maíz.………………………………………………. 23 3 . 3 . 2 La bacteria B. thuringiensis…………………………………………... 24 3 . 3 . 3 . El insecto prueba…………………………………………………….. 24 3.4 Experimentos……………………………………………………………………

25

3. 4 . 1. Evaluación de la susceptibilidad de larvas neonatas de S. frugiperda, alimentadas con hojas de 13 variedades de maíz, a la bacteria B. thuringiensis variedad kenyae, serovar 007…………………….

25

3. 4 . 2 Susceptibilidad de larvas de 3º y 5º estadio de S. frugiperda, a la bacteria B. thuringiensis, alimentadas con hojas de maíz de las variedades seleccionadas, en base a los valores de CL50 altos y bajos de Bt, obtenidos del bioensayo anterior………………………………………….. 25 3. 4 . 3. Evaluar el efecto de la alimentación de larvas con follaje de maíz,

de

diferentes

variedades,

sobre

el

desarrollo

de

las

larvas……………………………………………………………………………... 26 IV RESULTADOS

28

4.1 Susceptibilidad de larvas neonatas de S. frugiperda, alimentadas con hojas de 13 variedades de maíz, a la bacteria B. thuringiensis variedad kenyae, serovar 007………………………………………………………………...

28

4.2 Susceptibilidad de larvas de 3º y 5º estadio de S. frugiperda, a la bacteria B. thuringiensis, alimentadas con hojas de maíz de variedades seleccionadas, en base a los valores de CL50 altos y bajos de Bt, obtenidos del bioensayo anterior………………………………………………………………

29

4.3. Efecto de la alimentación de larvas con follaje de maíz, de diferentes variedades, sobre el desarrollo de las larvas…………………………………….

31

V DISCUSION…………………………………………………………………………… 33 VI CONCLUSIONES……………………………………………………………………. 36 VII LITERATURA REVISADA………………………………………………………….

37

LISTA DE CUADROS Página Cuadro 1. Características y etapa de síntesis de toxinas de B. thuringiensis……

16

Cuadro 2. Valores de CL50 de la bacteria B. thuringiensis, en larvas de S. frugiperda,

alimentadas

con

cada

una

de

las

variedades

evaluadas…………………………………………………………………..

29

Cuadro 3. Valores de CL50 de B. thuringiensis en el estadio larval 3º de S. frugiperda, alimentando a las larvas con hojas de maíz de diferentes variedades………………………………………………………………….

30

Cuadro 4. Valores de CL50 de B. thuringiensis en el estadio larval 4º de S. frugiperda, alimentando a las larvas con hojas de maíz de diferentes variedades………………………………………………………………….

31

Cuadro 5. Tiempo de desarrollo y peso de larvas y pupas de S. frugiperda alimentadas con cuatro variedades de maíz…………………………..

32

I INTRODUCCION Una civilización avanzada, con sus conglomerados industriales, artes y comodidades dependen en gran medida de la capacidad humana para administrar el sistema ecológico, del cual forma parte, de tal manera que una fracción pequeña del grupo pueda producir alimentación y energía para todos. La producción de alimento suficiente, para la población mundial, exige no sólo una aplicación más eficaz de las tecnologías actuales en la producción de cosechas, sino la adquisición y uso efectivo, de los nuevos conocimientos en muchos aspectos de la agricultura.

Cada vez es mayor el crecimiento de la población en el mundo y particularmente en este país, en donde se está demandando más y mejores alimentos. En México la dieta está constituida básicamente de maíz, cuya producción en grano, no se es suficiente. Como es conocido, el cultivo del maíz, es uno de los cereales de vital importancia en el mundo, tanto por el grano como por el forraje producido, por su utilización para consumo de humano y de diferentes especies animales. Se conoce que las reacciones de los organismos vegetales cambian en función, de una serie de factores del medio ambiente bióticos y abióticos, a que se hallan expuestos, lo que trae como consecuencia una variación importante, en la calidad y rendimiento (Huston, 1993).

Uno de los métodos de protección de cultivos es principalmente el uso de agroquímicos (Lise et al., 1998). Además, el cambio a sistemas de cosechas continuas o intensivas, con el uso de paquetes tecnológicos, que implica la utilización de insumos tales como fertilizantes e insecticidas químicos, en amplias zonas agrícolas, ha creado problemas graves de plagas; por otro lado, la creciente demanda de productos agrícolas libres del ataque de insectos y al mismo tiempo de residuos de plaguicidas, ha ocasionado la necesidad de buscar alternativas de control. Actualmente, existe gran competencia en las operaciones agrícolas y forestales y en el caso de muchos productos, la ganancia es pequeña aunque se obtenga una máxima producción.

1

Como es conocido, durante la producción de la mayoría de los alimentos, forrajes y/o fibras naturales, indispensables para el hombre, los insectos destruyen una parte de dichos productos. Los insectos también son vectores de organismos causantes de enfermedades graves en plantas, animales y el hombre. Existen miles de especies de insectos plaga, difundidas en la mayoría de las regiones terrestres, donde pueden vivir; su permanencia se limita a los lugares accesibles que les proporcionan comida y condiciones climáticas adecuadas, para su crecimiento y desarrollo, así como bióticos esenciales.

Los insectos plaga tienen una gran adaptabilidad y se han acomodado a muchas condiciones y situaciones ecológicas del mundo; no sólo se adaptaron para sobrevivir en épocas pasadas, sino que siguen haciéndolo a pesar de los cambios hechos por el hombre, o de los cambios ecológicos naturales. Las pérdidas debido a plagas y enfermedades, han sido estimadas en un 37% de la producción agrícola mundial, con un 13% a causa de los insectos (Gatehouse et al., 1992).

Algunas especies de insectos son plagas durante todo el año, otras sólo en determinadas estaciones. Las plagas de insectos pueden ser activas sólo en ciertos años y otros no. La distribución de las plagas de insectos puede cambiar durante una cosecha. Los factores que afectan la distribución y actividad son variables, por tanto la distribución de plagas de insectos cambia constantemente. A pesar de ello, a menudo las mismas plagas de insectos dañan año tras año el mismo cultivo o las mismas regiones.

En los Estados Unidos de Norteamérica, se calcula que entre 150 y 500 especies causan graves daños; sin embargo, se estima que cerca de 6,000 especies de insectos se convierten en plagas en forma ocasional, y rara vez causan daños de importancia. También; en otros países del mundo los cultivos sufren infestaciones por una gran diversidad de insectos. Este problema, es uno de los más importantes que afronta la agricultura moderna en el mundo, y esta en incremento por el empleo desmedido de los agroquímicos, que en si mismo representan un gran peligro para la salud del hombre.

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Uno de los objetivos del manejo y control de plagas de insectos es crear y mantener condiciones, que impidan que los insectos causen problemas de importancia económica. Esto se logra evitando que se establezcan o que se diseminen, mediante la prevención o el control de las infestaciones a un nivel que sea el mínimo posible. Lo anterior se debe condicionar al mínimo costo y que no haya riesgos tanto para el hombre como para otros integrantes del ambiente; o sea, que el control de las plagas se realice de manera sostenible (Behle et al., 1997).

Los cambios culturales, agrícolas y económicos, que han ocurrido en el mundo, han tenido una influencia profunda en el control de plagas de insectos; se insiste en que las medidas de control no causen daño al hombre o al ambiente. Desde el aspecto económico, un buen control se debe basar tanto en los resultados inmediatos como en los efectos a largo plazo. Se deben evitar las prácticas de control que impliquen dificultades futuras, aun cuando produzcan excelentes resultados inmediatos (National Academy of Sciences (NAS), 1992).

El control biológico de plagas, mediante el uso de insectos parásitos, depredadores y patógenos, como hongos, bacterias, virus, nematodos y protozoarios, así como el uso de feromonas o la utilización de la resistencia morfológica o química de las plantas, en forma integrada con otras medidas de control, como cultural o legal, constituye una estrategia de manejo integrado de plagas dentro de una programa de agricultura sustentable. No obstante lo anterior, por lo general, el control biológico de plagas, se realiza con la aplicación de un sólo agente de control y poco se ha estudiado, la asociación de la resistencia natural del vegetal y el uso de agentes biológicos de control (Bergman y Tingey, 1979).

Conociendo la necesidad y los inconvenientes del uso del control químico, como única herramienta de control del gusano cogollero Spodoptera frugiperda (J. E. Smith) en maíz, incluyendo el elevado costo de los productos, surge la necesidad de buscar otros medios de control, como el desarrollo de variedades de maíz resistentes al ataque de este insecto y el uso de agentes entomopatógenos para su control, que son alternativas deseables, tanto 3

económica como ecológicamente. Se reporta, que el control biológico puede ser mejorado con el uso concurrente de la resistencia de la planta hospedera (Hamm y Wiseman, 1986; Wiseman y Hamm, 1993; Epsky y Capinera, 1993, Molina et al., 1999).

El uso sólo o simultáneo de la resistencia de la planta hospedera y el control biológico, es una efectiva táctica de manejo de plagas y pueden combinarse con otras tácticas de control, varios autores mencionan, los efectos deletereos de la resistencia vegetal sobre el tercer nivel trófico (el agente de control biológico) (Painter, 1951; Bergman y Tingey, 1979; Adkisson y Dyck, 1980; Smith, 1989; Barbosa, et al., 1991; Barbercheck, 1993; Meade y Hare, 1995). Aun más otros reportes mencionan que el éxito de los agentes de control biológico están relacionados con la variedad o la química de la planta (Price et al., 1980; Boethel y Eikenbary, 1986). También, que la química de la planta hospedera puede afectar la virulencia de patógenos de insectos, por la acción de sus metabolitos secundarios (Hare y Andreadis, 1983; Ramoska y Todd, 1985; Reichelderfer, 1991; Schultz y Keating, 1991), o mejorar su acción (Molina et al., 1999).

La especie S. frugiperda es susceptible a 53 especies de parasitoides, de 43 géneros y 10 familias (Ashley, 1979); también, se tienen reportes de la susceptibilidad de este insecto a 20 especies de entomopatógenos, que incluyen hongos, bacterias, virus, protozoarios y nematodos (Gardner y Fuxa, 1980; Gardner et al., 1984). De ellos, la bacteria Bacillus thuringiensis Berliner es la más utilizada, en el control biológico de larvas de lepidópteros (Cannon, 1996; Behle et al., 1997) y se le considera un agente de control biológico clave dentro de un programa de manejo integrado de plagas (Trumble, 1990; Entwistle et al., 1993; Tabashnik et al., 1997). Bernhard, et al. (1997) afirman que el insecticida B. thuringiensis ha sido tan eficaz, como lo son los insecticidas químicos convencionales.

El uso combinado, de la resistencia vegetal del maíz y B. thuringiensis ha sido estudiado, en el Ostrinia nubialis (Hübner); esta integración, de alternativas de control, es recomendada como viable en el manejo de plagas (Bolin et al., 4

1996). Otra de las especies de insectos que más atacan al maíz, principalmente en América Latina, es S. frugiperda, cuando la planta se encuentra en su fase vegetativa (Williams y Buckley 1992), etapa considerada como crítica para la planta (Borbolla, 1981). Este insecto ocasiona una disminución importante en la producción del cereal.

En maíz, para el control del S. frugiperda, Hamm y Wiseman (1986) y Wiseman y Hamm (1993) demostraron que la susceptibilidad de las larvas al virus de la polihedrosis nuclear se incrementa con el uso de estigmas de maíz incorporados en la dieta merídica. Del mismo modo Molina et al. (1997) reportan que el uso de estigmas de maíz y de nematodos entomopatógenos, inhiben en desarrollo larvas, alargan el período de crecimiento, prolongan el tiempo de exposición al ataque de nematodos y mejora la actividad de los nematodos entomopatógenos.

La asociación de Bt y plantas resistentes para el control de plagas ha sido estudiado en Trichoplusia ni (Hübner) y Spodoptera exigua (Hübner) en apio (Meade y Hare, 1995) y en muchas interacciones entre Bt con otros agentes de control y se han obtenido resultados efectivos (Creighton et al., 1975, 1981; Bell, 1978; Kea et al., 1978; Schuster et al., 1983; Felton y Dahlman, 1984; Ludlum et al., 1991; Meade y Hare, 1994). También, se han reportado resultados de incompatibilidad (Krischik et al., 1988; Navon et al., 1993). Sin embargo, la interacción de Bt con plantas resistentes y la susceptibilidad de larvas de S. frugiperda al complejo espora-cristal de Bt, alimentadas con diferentes genotipos de maíz, no ha sido evaluada.

Con base en lo anterior, en este trabajo se plantea la hipótesis de que, el desarrollo de S. frugiperda y su grado de susceptibilidad a la bacteria entomopatógena B. thuringiensis, son dependientes de las cualidades de la planta, con la cual se les alimenta.

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Para probar esta hipótesis, se plantearon los siguientes objetivos:

1. Evaluar la susceptibilidad de larvas de S. frugiperda, a la bacteria entomopatógena B. thuringiensis, alimentadas con hojas de diferentes variedades de maíz.

2. Evaluar el efecto de la alimentación de larvas, con follaje de maíz de diferentes variedades, sobre el periodo de desarrollo.

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II ANTECEDENTES 2.1 El cultivo de maíz

El cultivo del maíz tiene importancia especial, dado que este cereal constituye la base de alimentación de los latinoamericanos. Su origen no se ha podido establecer con precisión, sin embargo, se puede afirmar que el maíz ya se cultivaba en América Latina en la época precortesiana. El maíz, actualmente, ocupa el segundo lugar en volumen de la producción mundial, después del trigo; se cultiva en una superficie total de 106 millones de hectáreas, con una producción de 449 millones de toneladas con un promedio de dos toneladas por hectárea. Se adapta ampliamente a diversas condiciones ecológicas y edáficas, razón por la que se le cultiva en casi todo el mundo (Benz, 1993).

2.1 .1 . Generales

Tres importantes cereales, cada uno asociado estrechamente con los orígenes de grandes civilizaciones, aparecieron en los pasados 8000 a 10,000 años. El maíz, Z. mays L., fue domesticado en el Hemisferio Occidental; el trigo y otros cereales de su tipo, en el Cercano Oriente, y el arroz, en el Oeste de Asia (Figueroa et al., 1994). El maíz ha sido utilizado como alimento, moneda y religión, por el pueblo de México. Durante siglos, la historia nacional y las condiciones de vida de los mexicanos han estado asociadas estrechamente a su cultivo.

La representación de plantas de maíz, o partes de ella, en códices y cerámica prehistórica, así como los estudios de fósiles, en varias culturas, indican que México es el centro de origen primario. Se presume que el progenitor silvestre del maíz existió hace 8 mil años (Beadle, 1939, 1980; Figueroa et al., 1994). Actualmente en el estado de estado de Colima, el maíz es el cultivo anual de mayor importancia, pues en cuanto a superficie sembrada ocupa el primer lugar dentro de los cultivos básicos (INEGI, 1991).

7

El 83% del cultivo se siembra bajo condiciones de temporal, en terrenos en donde la precipitación pluvial se presenta mal distribuida y en muchas ocasiones es insuficiente, durante el ciclo del cultivo, acarreando consigo problemas al productor por la obtención de bajos rendimientos (SARH-INIFAPCIAPAC, 1993). En el estado, la superficie total sembrada con cultivos anuales, en 1991, fue de 55,772 ha, de éstas, el 78.1% corresponde a maíz (Hernández, 1989; INEGI, 1991).

2.1.2. Las zonas maíceras en el estado En el estado de Colima se tienen tres zonas ecológicas, caracterizadas por su altitud, temperatura y precipitación; una de ellas la Zona Norte, que comprende las comunidades de Quesería, del municipio de Cuauhtémoc; Cofradía de Suchitlán, del municipio de Comala y el municipio de Minatitlán, en donde se tienen rendimientos promedio comprendidos entre 4.9 a 6.6 toneladas de grano por hectárea. La Zona Centro comprende las localidades del municipio de Villa de Álvarez, Tepames, Colima; Camotlán de Miraflores, Manzanillo y Coquimatlán, en esta zona se obtienen rendimientos promedio comprendidos entre 3.8 y 5 toneladas de grano por hectárea (SARH-INIFAP-CIAPAC, 1993).

La Zona Costa abarca la región del municipio de Ixtlahuacán, Rincón de López del municipio de Armería, y Madrid del municipio de Tecomán. Los rendimientos del cultivo alcanzan las 2.4 y 3 toneladas por hectárea (SARHINIFAP-CIAPAC, 1993).

2. 1. 3 Plagas

En México como en otros países, al igual que el resto de los cultivos, el maíz guarda una relación trófica entre éste y sus herbívoros o parásitos naturales, los cuales al encontrar un ambiente favorable, aumentan su densidad poblacional convirtiéndose en plagas. Las plagas atacan en diferentes edades a las plantas y si no se controlan pueden reducir considerablemente el rendimiento, ocasionando por consecuencia, una disminución en la producción

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potencial del cultivo. Las plagas más importantes son los insectos debido a que además de causar daño a la planta son portadores de enfermedades.

Las plagas de mayor importancia del cultivo son la gallina ciega, Phyllophaga spp, gusano de alambre, Elateridae, Agrotis sp, Melanotus sp, larvas de diabrótica, Diabrotica undecimpuntata y gusano trozador, Agrotis ipsilon, y Chorizagrotis auxiliaris, que se alimentan de las raíces de plantas jóvenes, debilitándolas y afectando su crecimiento, además las vuelven susceptibles al acame. También el gusano cogollero, S. frugiperda, adultos de diabróticas, D. undecimpuntata, chicharritas, Dalbulus elimatus, trips, Frankliniella occidentalis, F. williamsi y Hercothrips phaseoli, gusano barrenadores del tallo, Zeadiatraea lineolata, frailecillo, Macrodactylus infuscatus, M. mexicanus y M. marinus y gusano elotero, Helicoverpa zea Boddie, que se alimentan de hojas, tallos, flores o frutos (SARH-INIFAP-CIAPAC, 1993).

2.2 El gusano cogollero S. frugiperda

Más de tres siglos han pasado desde que S. frugiperda fue reconocida como una plaga, causante de serios problemas en diversos cultivos (Wiseman et al., 1983; Ashley et al., 1989; Simmons y Wiseman 1993), limitando muchas áreas de éstos, en el Sureste de Estados Unidos, México, Centro y Sudamérica (Wiseman y Davis, 1979; Pashley, 1988 ). A este insecto en México se le localiza principalmente en las regiones tropicales y subtropicales registrándose los mayores daños en los estados de: Michoacán, Guerrero, Morelos, Oaxaca, Veracruz, Quintana Roo, Yucatán, Coahuila, Campeche, Chiapas, Chihuahua, Valle de México, Durango, Guanajuato, Baja California Norte, Baja California Sur y Colima.

2. 2. 1 Posición taxonómica

Este insecto está ubicado taxonómicamente en la familia Noctuidae, dentro del orden Lepidoptera, su posición taxonómica se presenta a continuación (Banda, 1981).

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Phylum . . . . Anthropoda Subphylum . . . . Mandibulata Clase . . . . . Insecta Subclase . . . . . Pterygota Orden . . . . . Lepidoptera Suborden . . . . . Frenatae Superfamilia . . . . . Noctuoidea Familia . . . . . Noctuidae Tribu . . . . . Predeninii Género . . . . . Spodoptera Especie. . . . . S. frugiperda (J. E. Smith)

2. 2. 2 Origen y distribución geográfica

El origen de S. frugiperda no está aún bien definido, sin embargo, Walton y Luginbill (1917), Luginbill (1928), Vickery (1929) y Borbolla (1981), coinciden al afirmar que esta especie tiene su origen en los trópicos del Continente Americano, especialmente en América del Sur, ya que no posee diapausa (Carpenter et al., 1983; Carpenter y Young, 1991). En el Hemisferio Occidental se le ha encontrado desde el Sureste de Canadá hasta Chile y Argentina; frecuentemente es abundante en las áreas agrícolas. Es una especie de distribución tropical aunque se le encuentra también en zonas templadas (Sparks, 1979; Andrews, 1980; Foott y Timmins, 1982; Abbas et al., 1989).

Es una especie endémica del Continente Americano, incluyendo Las Antillas y el Caribe, sin embargo Tood y Poole (1980) mencionan la introducción de S. frugiperda a Israel. En México se encuentra ampliamente distribuida en todas las zonas agrícolas, principalmente en los Estados ubicados dentro del Territorio Costero. En los Estados con altitudes superiores a los 2000 msnm como Puebla, Tlaxcala, Hidalgo, Guanajuato, Querétaro y el Edo. de México, en donde éste insecto tiene menos importancia económica (Andrews, 1988). Aparentemente,

las

condiciones

climáticas

están

significativamente

10

relacionadas con las frustraciones poblacionales y la dispersión de S. frugiperda tal como ha sido señalado por Pashley (1986).

2. 2. 3 Descripción y biología

Los adultos son palomillas que miden aproximadamente 3.75 cm de extensión alar. En el macho son de color pardo claro, con marcas oscuras y líneas irregulares pálidas en el centro, mientras que las de la hembra son más oscuras y grisáceas, con diseños menos notorios (Morón y Terrón, 1988). Los adultos presentan hábitos nocturnos y tienen una longevidad que varía de 4 a 8 días, dependiendo de las condiciones ambientales; las hembras durante su vida son capaces de producir hasta 3,600 huevecillos (Borbolla, 1981; Silvain, 1987).

Los huevecillos son puestos en masas que varían de 40, 150 y hasta 1500 huevos por masa, colocadas en el envés de las hojas, cubiertas por escamas de la hembra. La incubación varía de 2 a 10 días (Luginbill, 1928; Borbolla, 1981); sin embargo, en Colima el tiempo de incubación varía de 24 a 72 h y un 100% de eclosión (observación personal).

Las larvas son del tipo cruciforme, de color pardo amarillento a pardo oscuro; en sus regiones laterales son blanquecinas y presentan líneas longitudinales laterales pálidas y moteadas. La cabeza es parda con reticulaciones y franjas oscuras y en el último estadio alcanzan una longitud máxima de 30-38 mm. Las larvas neonatas viven en grupos al principio y se separan posteriormente, debido a sus hábitos caníbales, quedando en forma general una larva por planta de maíz (Borbolla, 1981). Inicialmente las larvas comienzan a alimentarse en el envés de las hojas, se dispersan y se dirigen al cogollo de la planta de maíz; aquí se alimentan de las hojas en crecimiento, las cuales posteriormente muestran perforaciones irregulares (Sparks, 1979; Lagunes et al., 1985).

Las larvas pasan por seis estadios en un lapso que puede durar de 2 a 3 semanas; transcurrido este tiempo se introducen en el suelo para pupar. La 11

cabeza de las larvas es de color negro en los últimos estadios, con la sutura epicraneal bien marcada; el cuerpo es cilíndrico, de color café gris dorsalmente y verde ventralmente, con líneas dorsales y subdorsales visibles (Borbolla, 1981).

Las pupas son de tipo obtecta y miden cerca de 2 cm de largo; son de color pardo rojizo, con el protórax más oscuro, encontrándose normalmente enterradas en el suelo, donde permanecen una semana aproximadamente y luego emergen como adultos; de esta forma, se reanuda su ciclo (Lagunes et al., 1985).

2. 2. 4 Plantas hospederas

Este insecto se alimenta de una gran diversidad de especies vegetales; en el Continente Americano es considerada la plaga más importante, pues ataca más de 60 especies de plantas (Hernández, 1989), en diversas familias vegetales y se le atribuye su polifagia a una carencia en la especialización de la alimentación larvaria (Pashley, 1986). En Colima su alimentación se limita al maíz y sorgo exclusivamente, y en muy raras ocasiones de otras especies de vegetales, observación personal. Así en la relación existente entre la plaga y el cultivo es necesario considerar una serie de factores que intervienen en forma entrelazada.

Tanto la planta como la plaga son seres vivos, en los que ocurren cambios en todo momento. Ambos están sujetos a cambios físicos y biológicos del ambiente que los rodea, que también es dinámico. Por lo tanto, la capacidad de la plaga de hacer daño depende, por una parte de la densidad poblacional existente en el cultivo. Por otro lado, las plantas de distintas especies reaccionan de un modo diferente ante los ataques de las plagas.

2. 2. 5 Daños

En la estimación del daño que causan los insectos a las plantas se debe considerar el tipo de cultivo, variedades, densidad de plantas, hábitos de 12

crecimiento, base de desarrollo, condición y permanencia en el campo. La parte de la planta afectada por la plaga determina a veces la magnitud e importancia del daño. Las larvas se alimentan del cogollo o verticilo de las plantas de maíz y sorgo en desarrollo. En el caso del maíz diversos autores han tratado de determinar el efecto de la defoliación, causada por S. frugiperda sobre los rendimientos del cultivo, llegando a conclusiones muy variables y en algunos casos contradictorias (Clavijo, 1984); sin embargo, (Hernández, 1989) menciona que las pérdidas del área foliar causadas por el ataque de cogollero en cultivos de maíz afecta la actividad fotosintética de las plantas, manifestándose estos daños de manera indirecta como una disminución del rendimiento por hectárea.

En el cultivo del maíz, el desarrollo fenológico de la planta tiene una fuerte influencia sobre el ataque de las poblaciones S. frugiperda. Este insecto inicia su ataque cuando las plantas tienen alrededor de 5 a 6 hojas libres y a medida que progresa la edad de la planta, las poblaciones del insecto también progresan hasta alcanzar el punto de máxima infestación y este se presenta cuando la planta tiene 10 hojas libres. Sin embargo, el ataque puede llevarse a cabo en cualquier etapa del vegetal (Wiseman et al., 1977).

Los ataques del S. frugiperda, en el Occidente de México y en particular en el Estado de Colima, se presentan en los dos ciclos de cultivo de maíz que son realizados anualmente; las infestaciones larvarias de esta plaga, en la Zona Costera, aparentemente están formadas por generaciones superpuestas, que siguen un comportamiento similar en los dos ciclos vegetativos, aunque esta distribución puede variar en los cultivos localizados en la zona norte del Estado de Colima (Hernández, 1989).

2. 2. 6 Métodos de control

Las medidas de control de esta plaga varían con la variedad de maíz y el estado de desarrollo de la planta (Young, 1979). La integración de medidas fitosanitarias aumenta la posibilidad de lograr un control efectivo de las diversas plagas que atacan el maíz durante sus distintas etapas de crecimiento, sin 13

embargo, hasta la fecha, el control de S. frugiperda se realiza mediante varios métodos:

a) Control mecánico. Comprende una serie de medidas, básicamente de limpieza, con la finalidad de eliminar todo refugio que sirva de protección al insecto, principalmente durante el invierno.

b) Control químico. Es el más comúnmente empleado y se lleva a .cabo con la aplicación de productos químicos; sin embargo, a través del tiempo los insectos han adquirido resistencia a varios insecticidas (Landazabal, 1973; Brattsten et al., 1986; Roush y McKenzie, 1987; Georghiou y LagunesTejeda, 1991; Yu, 1991, 1992). Comúnmente se aplican piretroides, organoclorados, fosforados y carbomatos; los más usados son Sevín 80% (a dosis de 1.5 Kg por hectárea); Paratión metílico CE (1.5 litros/hectárea); Sevín 2 % granulado (15 a 20 kg por hectárea) y Lorsban 3% granulado (15 a 20 Kg/hectárea). La aplicación de los insecticidas debe de estar dirigida al cogollo, cuando tres de cada 10 plantas presentan daño (SARH, 1993).

c) Control biológico. En la lucha contra las plagas agrícolas, mediante el empleo de insectos benéficos, la Dirección General de Sanidad Vegetal, de la Secretaría de Agricultura Ganadería y Desarrollo Rural (SAGAR), ha impulsado los programas de control biológico, para disminuir la población de una determinada plaga.

S. frugiperda es susceptible a insectos parásitos (Ashley, 1979); a depredadores como insectos, arañas, aves, reptiles y anfibios, entre otros; así como, a al menos 20 de entomopatógenos, dentro de ellos, hongos, bacterias, virus, protozoarios y nematodos (Dicke, 1972; Gardner y Fuxa, 1980; Gardner et al., 1984; Fuxa et al., 1988; Molina et al., 1996). De ellos, la bacteria B. thuringiensis es el agente de control biológico más utilizado en el control de lepidópteros en cultivos de grano y hortalizas (Behle et al., 1997).

14

2.3 La bacterias entomopatógenas

Las bacterias constituyen el grupo más numeroso y quizás el más estudiado entre los microorganismos asociados con insectos (Bucher 1960, Heimpel 1967, Heimpel y Angus 1963, Anderson y Rogoff 1966, Falcon 1971). En general los entomopatógenos bacteriales se agrupan en: a) cristalíferas formadoras de esporas; b) patógenos obligados; c) patógenos facultativos y d) patógenos potenciales. Las bacterias más importantes desde el punto de vista del control de insectos son las aeróbicas formadoras del de esporas del género Bacillus.

El

género

Bacillus

tiene

muchos

representantes

con

características

entomopatógenas, y pertenece a la familia Bacillaceae (González y Bruce, 1980). Dentro del Orden Lepidóptera, las especies del género Spodoptera presentan una variada susceptibilidad a B. thuringiensis aunque en ocasiones han mostrado cierta resistencia a cepas y variedades del bacilo. Las bacterias patógenas de insectos son organismos unicelulares, que tienen reproducción por fisión y tienen motilidad; algunas producen esporas con capacidad de formación de cristales, con acción patógena contra insectos (Angus, 1954; Falcón, 1971; Tanada y Kaya, 1993; Knowles y Dow, 1993; Bauer, 1995).

La especie B. thuringiensis es considerada entre las bacterias patógenas de insectos, con gran potencial de uso, en el manejo de poblaciones de insectos plaga (McClintock et al., 1995; Aronson et al., 1986). Existe otro grupo de bacterias a la cual, se le ha considerado como patógenas potenciales. La mayoría de ellas pueden ser desarrolladas in vitro.

2. 3. 1 Bacillus thuringiensis

La especie B. thuringiensis (Bt), se ha aislado de muchos insectos en diversos lugares del mundo. Actualmente se reconocen 34 variedades correspondientes a 14 serotipos diferentes (Heimpel, 1967; De Barjac y Bonnefoi, 1968; Hall et al., 1977; De Barjac y Frachon, 1990), de las cuales las más importantes son thuringiensis e israelensis. Las especie B. thuringiensis es tóxica ya que 15

produce protoxinas durante la fase de esporulación (Aronson et al., 1986; Gawron-Burke and Baum, 1991) y las esporas pueden germinar lenta o rápidamente dependiendo de la etapa en que sea utilizada (Bon et al., 1969).

2. 3. 2 Las toxinas del Bt

Durante su ciclo reproductivo Bt produce varios metabolitos tóxicos (toxinas) de diferentes clases, como se muestra en el Cuadro 1.

Cuadro 1. Características y etapa de síntesis de toxinas de B. thuringiensis.

TOXINA Delta-Endotoxina

ETAPA DE PRODUCCIÓN Fase estacionaria

CARACTERISTICAS

REFERENCIA

Glicoproteina mantenida en el cristal. Es termolábil y soluble en álcalis.

Meyer, 1986, Mohad-Salleh y, Temeyer, 1984. Lüthy, 1983.

Adenin nucleótido, Burges, 1982, soluble en agua y Haufler y Sindey, estable al calor. 1985; Ignoffo, 1974.

Beta-Exotoxina

Fase logarítmica

Alfa-Exotoxina

Fase logarítmica

Proteína termolábil, Meyer, 1986, soluble en agua. Mohad-Salleh y.

Gama-Exotoxina

Fase logarítmica

Enzima identificada.

no Mohad-Salleh y.

Por lo general, para un desarrollo eficaz de los bioinsecticidas, se requieren de pruebas

de

laboratorio,

con

el

fin

de

seleccionar

microorganismos

entomopatógenos más sobresalientes. Esta selección se realiza a través del desarrollo de bioensayos, para conocer su actividad tóxica y su mecanismo patogénico (Krieg y Herbert, 1984; Lidstone y Khachatourians, 1985).

16

2.3.3 Producción comercial

El desarrollo comercial de formulaciones a base de Bt se ha incrementado ampliamente y de manera exitosa, debido a que su uso en el control de insectos perjudiciales para la agricultura ha dado respuesta a las expectativas de los productores (Falcon, 1971; Krieg y Herbert, 1984; Stanier et al., 1986). Este insecticida microbiano es producido en algunos países como Francia, Alemania, Checoslovaquia y

Estados Unidos; las presentaciones del

bioinsecticida se encuentran como formulaciones en polvo humectable o líquidos, granulados o en aerosol, los cuales contienen como ingrediente activo esporas, cristales, células vegetativas, o mezclas de ellas.

Algunas de las formulaciones llevan como nombre de Biotrol, Thuricide, Dipel, Lavatol, Agritol, Sporeine y Bakthane. Estas formulaciones son específicas para insectos, no causa daño a humanos y no produce residuos tóxicos. Lo que le permite ser utilizado en pastizales, cultivos frutícolas, hortícolas, forestales, ornamentales, etc. (Fernández y Estefania, 1974).

2. 3. 4 Modo de acción

La principal propiedad insecticida de todas las cepas de Bt es su capacidad de producir o sintetizar cristales proteicos de delta-endotoxinas (Krieg et al., 1968), cuyo potencial tóxico varía, no sólo con las diferentes cepas, sino también el medio que se utilice para su producción; además influye sobre este potencial tóxico otros factores como temperatura, edad y vigor del insecto (Dulmage, 1971). Esta bacteria afecta al epitelio del intestino medio en el insecto tratado; ésta es la parte inicial del proceso de infección, en donde se realiza el ataque de la toxina (Fast, 1974; Fast et al., 1978; Huber y Luthy, 1983; Knowles et al., 1984; Singh et al., 1986a; Gill et al., 1992), para lo que debe ser ingerida por el insecto (Thomas y David, 1983). Las delta endotoxinas son considerados como venenos intestinales, por lo que deben ser consumidas por el insecto susceptible (Knowles y Dow, 1993).

17

Las proteínas son sintetizadas como protoxinas cristalinas insolubles, las cuales se disuelven y son activadas en el intestino del insecto antes de aparecer s us efectos. El intestino de la mayoría de los insectos tiene un pH muy alto (Dow, 1986) y esto es esencial para solubilizar a la mayoría de las protoxinas de Bt, las cuales son generalmente solubles solo arriba de pH 9.5. Los intestinos medios de las larvas de estos insectos también tienen proteasas necesarias para convertir las protoxinas a toxinas y quizás receptores sobre la superficie de las células epiteliales del intestino medio a las cuales las toxinas o protoxinas hieren para iniciar su acción (Fast et al., 1978; Huber y Lüthy, 1981; Knowles et al., 1984).

Las protoxinas son activadas por las proteasas del intestino del insecto, las cuales típicamente dividen alrededor de 500 aminoácidos provenientes del Carbono final de protoxinas de 130kDa y 28 aminoácidos provenientes del Nitrógeno terminal, dejando un sitio activo resistente a proteasas de 65-55 kDa que comprime la mitad del N terminal de la protoxina (Höfte y Whiteley, 1989, Van Rie et al., 1990). Los síntomas, más importantes que se presentan en los insectos tratados, son una inactividad marcada, seguida por parálisis general del cuerpo, lo cual indica que los otros órganos de la larva juegan un papel importante en la acción entomócida de las toxinas (Singh et al., 1986b).

2. 3. 5 Resistencia varietal

Luginbill (1969) y Wiseman y Davis (1979) publicaron que el método más efectivo e ideal de combatir insectos que atacan a las plantas es el de utilizar variedades resistentes a los insectos. La interacción insecto-planta, entre S. frugiperda y plantas de maíz, es uno de los temas menos estudiados en comparación con muchos otros insectos (Wiseman y Davis, 1979).

La resistencia es un fenómeno, que refleja la interacción de la planta con el insecto. Painter (1951) y Wiseman y Davis (1979) definen la resistencia vegetal como la cantidad relativa de cualidades heredables, que posee una planta, con influencia en el grado de daño que le ocasiona un insecto. Lo anterior significa, para la agricultura práctica, la capacidad de ciertas variedades de producir una 18

mayor cosecha de mejor calidad, que las variedades comunes expuestas a la misma especie y cantidad de insectos plaga. Con los años se han desarrollado muchas variedades de cultivos resistentes a insectos, más notablemente en la alfalfa, maíz, algodón, frijol, yuca, hortalizas, arroz, sorgo, soya y trigo, entre otras especies vegetales.

Se considera que una planta es resistente cuando, bajo algunas condiciones ambientales, por ejemplo, el medio ambiente en que se encuentra, ésta cambia en su nivel de resistencia (Wiseman y Davis, 1979). Dado que cerca de 500 especies de insectos se les conoce como resistentes a algunos insecticidas, se han creado una serie de medidas estratégicas para disminuir la dependencia en el uso de sustancias químicas utilizadas para su control; dentro de estas medidas de prevención de ataque de insectos a los cultivos, están las variedades resistentes, que representan un método de potencial de control de un insecto plaga, (Painter, 1968; Yang et. al., 1991, 1993).

Debido a estas características, la resistencia que posee una planta a los insectos es, probablemente, la medida más útil de todos los factores que incluye un manejo integrado de plagas. Se conoce que las plantas presentan un grado diferente de sensibilidad al ataque de los insectos, es decir, los insectos prefieren más unas variedades que otras. La razón de esta selectividad es muy compleja, pueden intervenir en ello las características físico-químicas de las plantas y las condiciones del medio ambiente, especialmente el clima y el suelo (con su respectiva importancia en el estado de nutrición de los insectos (Hernández, 1994).

Una planta puede ser resistente al ataque de insectos plaga, por numerosas razones que incluyen, características morfológicas tales como forma, tipo de tejido, presencia de verticilios, vaina, panoja, etc. Investigaciones recientes han sugerido que la presencia de ciertos metabolitos secundarios de la planta tienen un papel importante en la protección al ataque de plagas (Atkinson et al., 1990). La nutrición del cultivo hospedero puede tener influencia sobre la expresión de la resistencia de éste para el ataque de plagas (Wiseman y Davis, 1979). 19

Se ha demostrado que los niveles de resistencia de la planta pueden aumentarse o disminuirse, dependiendo de la manipulación en la nutrición del cultivo. Por otro lado es aceptable que un cultivo designado como resistente o susceptible podría ser inducido por los nutrientes de la planta para exhibir una mayor o menor expresión de resistencia al ataque de insectos. Painter (1951) y Wiseman (1985) clasificaron la resistencia de plantas en tres categorías y las define como: No preferencia, antibiosis y tolerancia. La no preferencia resulta cuando una planta o variedad no posee las cualidades atractivas para la oviposición, alimentación o refugio de un insecto; la antibiosis es el término empleado para denotar los efectos adversos producidos en el insecto cuando éste se alimenta con una planta o variedad, mientras que el tercer mecanismo de resistencia: tolerancia, es probablemente el más desatendido se refiere cuando las plantas pueden soportar cierta población de un insecto sin que las pérdidas sean considerables en la producción (Wiseman, 1985; Meckenstock et al., 1991; Diawara et al., 1991).

Las variedades de maíz presentan diferentes grados de atracción para los adultos y las larvas de cogollero; también se reporta que el manejo que sobre el cultivo de maíz y de otras gramíneas se tenga, también modifica el comportamiento de selección de los adultos por un cultivo (Chang et al., 1987; Slansky y Wheeler, 1991). Estudiándose la relación resistencia susceptibilidad de maíces nativos en el Estado de Colima al ataque de cogollero, se observó que tanto los adultos muestran una preferencia para ovipositar, como las larvas para alimentarse sobre el follaje de ciertas variedades (Hernández, 1989).

2. 3. 6 El manejo integrado

El manejo integrado de plagas es una estrategia que intenta maximizar la utilización de los factores que controlan a las plagas de manera natural. Los enemigos naturales (parasitoides, depredadores y patógenos), la resistencia o la tolerancia de los vegetales al ataque de las plagas y las prácticas culturales (Isenhour y Wiseman, 1991), estas tácticas son, entre otras cosas, los

20

mecanismos que deben integrarse para lograr una mayor eficiencia en el control de plagas.

Son varias las razones por las que se reconoce que ha aumentado en los últimos años el interés por estas estrategias de control de plagas y enfermedades; la mayoría asociada más bien a problemas causados por el uso indiscriminado de plaguicidas. Se puede mencionar la aparición de resistencia de los insectos a los agroquímicos, el impacto negativo de los mismos sobre los organismos benéficos, los riesgos para la salud y el medio ambiente asociados con su uso (Hernández y Benderly, 1982).

Los componentes claves, de un programa de manejo integrado de plagas de un determinado cultivo, pueden resumirse como sigue: identificación de las especies presentes en el agroecosistemas, reconocimiento sobre la biología y ecología del cultivo, de las plagas y de los enemigos naturales; métodos fiables y sencillos de muestreo de poblaciones, conocimiento de los umbrales económicos de daños y en consecuencia de los umbrales de tolerancia o intervención, existencia de métodos de control de plagas eficientes, económicamente viables y compatibles (resistencia varietal, control biológico y microbiológico, métodos culturales) (Slansky , 1992).

El control biológico es uno de los que causan menos daño ya que se utilizan enemigos naturales para controlar la población plaga (Costa-Comelles et al., 1992). Sin embargo, el desarrollo de variedades de maíz resistentes al ataque de cogollero es también un método de prevención de infestaciones deseables tanto económicamente como a favor del medio ambiente, por lo que es conveniente buscar en primer instancia las posibles fuentes que generen resistencia de la planta al ataque de plagas (Yang et al., 1991, 1993).

A menudo el uso de una variedad resistente en vez de insecticidas puede alcanzar los mismos resultados, con ventajas obvias. Incluso con un nivel bajo de resistencia, el efecto persistente y acumulativo puede facilitar el control cuando se combina con otros factores ecológicos. La sustitución de una variedad resistente por una susceptible puede permitir el aumento de parásitos, 21

con un menor nivel económico de daños (NAS, 1992). El binomio formado por la resistencia varietal y el control biológico es un método barato y ecológicamente aceptable en el manejo de poblaciones insectos.

El manejo integrado de plagas ha sido la plataforma de un nuevo concepto más amplio, la producción integrada, que es importante no confundir con la producción o agricultura orgánica. La producción integrada ha sido definida como “la producción económica de frutos de alta calidad, dando prioridad a los métodos de producción ecológicamente más seguros, minimizando los efectos secundarios indeseables y el uso de los agroquímicos, para mejorar la protección del medio ambiente y la sanidad humana” (Costa-Comelles et al., 1992).

Los programas de manejo integrado de plagas de un cultivo se estructuran generalmente alrededor de un método selectivo de control de una determinada plaga-clave del citado cultivo. Por lo que una de las áreas importantes de investigación es el crear variedades insecto-resistentes, dado que, la resistencia de plantas al ataque de insectos es un fenómeno que tiene un amplio potencial de uso en el manejo integrado de plagas (Wiseman, 1987), puesto que la disminución de los ataques del insecto se puede transformar en un incremento de la rentabilidad de los cultivos al tiempo que se producen cosechas más limpias al no estar contaminadas con agroquímicos.

En maíz y sorgo, S. frugiperda se alimenta del cogollo, causando importantes pérdidas del área foliar manifestándose estos daños como una disminución del rendimiento por hectárea (Hernández, 1989). El desarrollo de variedades de maíz resistentes al ataque de cogollero es un método de prevención de infestaciones deseables tanto económicamente como a favor del medio ambiente, por lo que es conveniente buscar en primer instancia las posibles fuentes que generen resistencia en la planta (Yang et al., 1991, 1993).

22

III MATERIALES Y METODOS 3.1 Lugar de la experimentación

El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Biología del Centro Universitario de Investigación y Desarrollo Agropecuario (CUIDA) de la Universidad de Colima, ubicado en el Crucero de Tecomán, Col. a una altitud de 32 msnm. La temperatura media dentro del laboratorio, osciló entre 22 y 25ºC, durante el período comprendido entre los meses de febrero de 1995 a enero de 1997.

3.2 Etapas del desarrollo experimental

El trabajo experimental se desarrolló en dos partes; en la primera se evaluó la susceptibilidad de larvas neonatas de S. frugiperda a la bacteria B. thuringiensis, alimentadas con follaje de 13 variedades de maíz (6 criollos del estado de Colima y 7 híbridos comerciales). En base a los resultados obtenidos se seleccionaron dos variedades de maíz, en las cuales se determinó una CL50 de la bacteria más baja y dos variedades, en donde las CL50 de la bacteria se mostró alta, para la segunda etapa en la cual se evaluó la susceptibilidad de larvas de tercero y quinto estadio S. frugiperda, a la bacteria, también en base a sus valores de CL50. 3.3 Material biológico 3. 3. 1 Las variedades de maíz

En esta investigación se utilizaron 13 variedades de maíz (6 criollos del estado de Colima y 7 híbridos comerciales); los criollos son Grano Ancho, Grano Negro, Grano Pinto, Grano Rojo, Tampiqueño olote delgado, Uruapeño y los híbridos Amarillo forrajero, Ceres 7, Pioneer 3086, Pioneer 3288, V-526, B-810 y H-910.

23

Las trece variedades de maíz, fueron sembradas en macetas de plástico de 500 ml de capacidad. Como sustrato se utilizó suelo sin esterilizar, de las áreas verdes de las instalaciones del CUIDA. De la misma forma, se formaron camas de 1.20 x 2.50 m, en donde se sembraron surcos con cada una de las variedades de maíz, para contar con suficiente follaje para alimentar las larvas, de la colonia y para los bioensayos. Cuando las plantas de maíz alcanzaron los 15 a 30 cm de altura, se les cortaron trozos de hoja, de 5 cm de longitud, para mantenimiento de la colonia de S. frugiperda o para los experimentos. El suelo se fertilizó y se regó de acuerdo a las necesidades de las plantas.

3. 3. 2 La bacteria B. thuringiensis (Bt)

Para este estudio se utilizó la cepa de B. thuringiensis, variedad kenyae serovar 007, originaria del Centro de Referencia de la Organización Internacional de Control Biológico, del Instituto Pasteur de Francia; misma que se mantiene en formulación en polvo acetónico (T044Boo7); No. de referencia 280289, en forma de complejo espora-cristal, a -40ºC. Esta cepa se seleccionó en base a los resultados obtenidos por Hernández (1988), con esta bacteria en S. frugiperda.

3. 3. 3 El insecto prueba

Las larvas de S. frugiperda, fueron colectadas de campos comerciales de maíz del estado de Colima. La técnica de cría de la colonia fue alimentando a las larvas con hojas frescas de maíz, en vasos de plástico de 100 ml de capacidad, mantenidos en forma individual, para evitar canibalismo. Las pupas se mantuvieron en cámaras húmedas sobre polvo de coco estéril, hasta la emergencia de los adultos. Los adultos se colocaron en cámaras de oviposición de 30x30x30 cm, acondicionadas con alimento a base de miel de abeja o sacarosa al 10% y tiras de papel plegadas en forma de acordeón, como sustrato de oviposición (Burton y Perkins, 1989).

Cada 24 horas se colectaron las oviposturas y se cambió el alimento de los adultos y larvas. 24

3.4 Experimentos 3. 4. 1 Evaluación de la susceptibilidad de larvas neonatas de S. frugiperda, alimentadas con hojas de 13 variedades de maíz, a la bacteria B. thuringiensis variedad kenyae, serovar 007.

Para este experimento, 30 trozos de hojas de maíz de 5 cm de longitud, de cada variedad se inocularon por inmersión en una suspensión del complejo espora y cristal de Bt con las concentraciones de 1.0, 0.1, 0.05, 0.025, 0.01 y 0 mg/ml. Las concentraciones de espora-cristal se realizaron, a partir de una solución madre, utilizando 0.01g de la formulación de Bt, disuelto en 10 ml de agua destilada estéril, con Tween 80 al 0.1%. Los trozos de hojas inoculadas se dejaron 15 minutos en una campana de flujo laminar, para que el exceso de agua se evaporara; posteriormente cada hoja se colocó en una caja Petri de 60x10 mm, sobre una capa de papel filtro húmedo, junto con cinco larvas neonatas de S. frugiperda.

A cada caja de Petri entre ella y la tapa se les colocó una capa de papel higiénico, para evitar el escape de las larvas. Las larvas se mantuvieron en exposición de las hojas tratadas con Bt durante 72 horas, siguiendo la técnica de Del Cañizo et al. (1990). Al término de éste período se contabilizaron las larvas muertas y se calculó el porcentaje de mortalidad, para cada concentración, en cada variedad y se procedió a los análisis estadísticos correspondientes.

Para cada variedad de maíz se evaluaron 6 concentraciones de Bt (tratamientos), con 5 repeticiones y 5 larvas por repetición, con un total de 150 larvas por experimento. El diseño experimental utilizado fue completamente al azar. Los datos obtenidos se analizaron mediante análisis de varianza y la separación de promedios mediante la prueba de rango múltiple de Duncan (P< 0.05), así como análisis Probit, para la obtención de la CL50. 3. 4. 2 Susceptibilidad de larvas de 3º y 5º estadio de S. frugiperda, alimentadas con hojas de maíz de las variedades seleccionadas por su efecto en los valores de CL50 de Bt. 25

Las variedades de maíz seleccionadas, que promovieron valores bajos de CL50, fueron el Criollo uruapeño y el híbrido V-526; por otro lado, las variedades seleccionadas que promovieron valores altos de CL50 fueron el criollo Grano Negro (Jaripeño) y el híbrido Amarillo Forrajero. Hojas de maíz de estas cuatro variedades fueron inoculadas por inmersión en 6 concentraciones de Bt (tratamiento); cada una de las concentraciones fue evaluada en larvas de 3º y 5º estadio. Se utilizaron 10 larvas por cada estadio/concentración y como repetición con un total de 60 larvas por bioensayo. Las larvas de 3º estadio se expusieron a trozos de hojas de 10 cm2 e inoculadas con Bt, como se indicó en los ensayos anteriores; cada larva se conservó en un recipiente de 25 ml. En contraste, las larvas de 5º estadio fueron expuestas a Bt con trozos de 15 cm2 y mantenidas individualmente en recipientes de plástico de 100 ml. El tiempo de exposición fue de 72 horas. Pasado este período se registró el número de larvas muertas en cada concentración, para cada estadio larval y en cada variedad. La distribución de los tratamientos y el análisis estadístico de los resultados fue similar al citado anteriormente, mediante análisis de varianza y pruebas de medias con la prueba de Tukey y análisis Probit para la estimación de las CL50, con P « 0.05 de probabilidad de Error Tipo I.

3. 4. 3 Evaluar el efecto de la alimentación de larvas con follaje de maíz, de diferentes variedades, sobre el desarrollo de las larvas.

Para este experimento se seleccionaron las mismas cuatro variedades del bioensayo anterior, en los que en el primer experimento se encontraron valores de CL50 bajos de Bt; éstos fueron el criollo Uruapeño y el híbrido V-526 y los seleccionados, porque en ellos la bacteria Bt presentó valores altos en sus CL50, las cuales fueron, el criollo Grano Negro y el híbrido Amarillo Forrajero. Con cada uno de estas cuatro variedades se alimentaron 4 grupos de 10 larvas neonatas de S. frugiperda y se registró el período que duraron para alcanzar el último estadio larval y el período para llegar al estado biológico de pupa y también se registró el peso de las larvas y pupas (Molina-Ochoa et al., 1997).

26

La distribución de los tratamientos y el análisis estadístico de los resultados fue similar al citado anteriormente, mediante análisis de varianza y pruebas de medias por Tukey al 5%.

27

IV RESULTADOS La hipótesis de esta investigación fue probar que existe una influencia de follaje de maíz de diferentes variedades sobre desarrollo y la susceptibilidad de larvas de S. frugiperda a la actividad patógena de la bacteria B. thuringiensis. Los resultados encontrados muestraron que efectivamente, la variedad de maíz afecta la susceptibilidad de las larvas de S. frugiperda a la bacteria, y que además los estadios larvales tienen una preferencia marcada para alimentarse sobre ciertas variedades.

4.1 Susceptibilidad de larvas neonatas de S. frugiperda, alimentadas con hojas de 13 variedades de maíz, a la bacteria B. thuringiensis variedad kenyae, serovar 007.

En el testigo no se presentó mortalidad en las larvas; mientras que en la concentración más alta con Bt se registró un 100% de mortalidad. Los valores de CL50 de la bacteria B. thuringiensis, en larvas de S. frugiperda, alimentadas con cada una de las variedades se presentan en el cuadro 2. Las larvas de S. frugiperda alimentadas con hojas de las variedades criollas Uruapeño y Grano ancho presentaron los valores más bajos de CL50 entre las variedades criollas (0.087 y 0.097 mg/ml, respectivamente); en el resto de las variedades criollas los valores de CL50 oscilaron entre 0.101 a 0.180 mg/ml; en el criollo Grano Negro se presentó el más alto valor de CL50. En lo referente a la susceptibilidad de las larvas a Bt, alimentadas con hojas de variedades híbridas, se encontró que sus valores de CL50, variaron entre 0.072 y 0.181 mg/ml. En los híbridos V-526 y P-3288, se presentaron los valores más bajos y en el híbrido Amarillo forrajero se encontró el valor más alto de todos los híbridos (0.181 mg/ml) (Cuadro 2). Se puede observar que las variedades (una variedad sintética y un criollo), V-526 y Uruapeño presentan los valores de CL50 más bajo y que las variedades (un híbrido y un criollo) Amarillo forrajero y Grano Negro, por su parte presentaron valores más altos de CL50 (Cuadro 2).

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Cuadro 2. Valores de CL50 de la bacteria B. thuringiensis, en larvas de S. frugiperda, alimentadas con cada uno de las variedades evaluados.

CL50 (mg/ml)

Intervalo de Confianza (95%)

Cr Uruapeño

0.087 ab

0.053 - 0.145

Cr Grano ancho (de ocho)

0.097 ab

0.068 - 0.145

Cr Grano rojo

0.101 ab

0.075 - 0.147

Cr Grano pinto

0.119 ab

0.082 - 0.172

CrTampiqueño olote

0.121 ab

0.065 - 0.225

Cr Grano negro (Jaripeño)

0.180 ab

0.116 - 0.281

HV-526

0.072 b

0.044 - 0.117

H P-3288

0.073 ab

0.04 - 0.131

H P-3086

0.095 ab

0.059 - 0.153

H B-810

0.109 ab

0.065 - 0.184

H Ceres 7

0.118 ab

0.084 - 0.167

H 910

0.121 ab

0.071 - 0.205

H Amarillo forrajero

0.181 a

0.127 - 0.285

Variedad

delgado

* Valores entre columnas seguidos de la misma letra son iguales estadísticamente 95% de confianza. Cr.- Criollos H.- Híbridos.

4. 2 Susceptibilidad de larvas de 3º y 5º estadio de S. frugiperda, a la bacteria B. thuringiensis, alimentadas con hojas de maíz de variedades seleccionadas, en base a los valores de CL50 altos y bajos de susceptibilidad a Bt. Con los resultados obtenidos del bioensayo anterior se seleccionaron las variedades, (una variedad sintética y un criollo), V-526 y Uruapeño, por presentar los valores de CL50 más bajos y las variedades (un híbrido y un criollo) Amarillo forrajero y Grano Negro, por su parte presentaron valores más

29

altos de CL50 de la Bt. Los valores de CL50 de la bacteria en estos estadios larvales, se muestran en los Cuadros 3 y 4.

En larvas de tercer estadio se encontró que las larvas presentan de menor a mayor susceptibilidad a Bt, cuando fueron alimentadas en las variedades V-526 < Uruapeño < Grano negro < Amarillo forrajero. En larvas de quinto estadio, la susceptibilidad al Bt fue de V-526 < Uruapeño < Amarillo forrajero < Grano negro. Sin embargo, en base a los entre cruzamientos de los intervalos de confianza, de las respectivas CL50, se observa que no existen diferencias estadísticas entre los valores obtenidos de CL50 de la bacteria, influenciado por la variedad (Cuadro 3 y 4), pero si se encontró que los valores de CL50 de la bacteria Bt en larvas de tercer estadio son menores, que los registrados en los experimentos realizados con larvas de quinto estadio.

Cuadro 3. Valores de CL50 de B. thuringiensis en el estadio larval 3º de S. frugiperda, alimentando a las larvas con hojas de maíz de diferentes variedades.

Tercer estadio larval* Variedad

X2

V-526

CL50 (mg/ml) 1.372 a

Intervalo de confianza 1.013 - 1.858

Ecuación de regresión Y=3.55 ± 2.59

1.544

Uruapeño

1.059 a

0.896 - 1.252

Y=5.78 ± 6.69

.227

Grano negro

0.891 a

0.694 - 1.145

Y=4.07 ± 2.94

2.44

Amarillo

0.677 ab

0.337 - 1.362

Y=1.23+2.75

1.022

forrajero

* Valores entre columnas seguidos de la misma letra son iguales estadísticamente 95% de confianza.

30

Cuadro 4. Valores de CL50 de B. thuringiensis en el estadio larval 5º de S. frugiperda, alimentando a las larvas con hojas de maíz de diferentes variedades.

Quinto estadio larval* Variedad

X2

V-526

CL50 (mg/ml) 2.658 a

Intervalo de confianza 2.135 - 3.309

Ecuación de regresión Y=4.18 ± 5.13

2.381

Uruapeño

2.455 a

1.853 - 3.253

Y=3.62 ± 3.66

.186

Grano negro

1.386 a

0.101 - 19.091

Y=1.34 + 2.13

.283

Amarillo

2.454 a

1.713 - 3.514

Y=2.81 ± 1.71

.064

forrajero

* Valores entre columnas seguidos de la misma letra son iguales estadísticamente 95% de confianza.

4. 3 Efecto de la alimentación con follaje de maíz, de diferentes variedades, sobre periodo de desarrollo de larvas y pupas de S. frugiperda.

El peso de larva y pupa de S. frugiperda, alimentadas con hojas de maíz, de Ias cuatro variedades seleccionadas variaron entre 0.3003 y 0.4083 g y 0.1459 0.1818 g, respectivamente. Se encontró que las larvas presentaron un peso más bajo, cuando se les alimentaron con las variedades criollas, Uruapeño y Grano negro; seguidos por los pesos de larvas alimentadas con el híbrido Amarillo forrajero; con el V-526 se presentó el mayor peso de la larva. Del mismo modo, el peso de pupa presentó comportamiento similar al de larva, el menor peso se registró en larvas alimentadas con el criollo Uruapeño.

En lo referente al tiempo de desarrollo, desde el estadio de larva neonata a pupa se encontró un período de menor a mayor de 17, 21, 22 y 23 días, en las variedades V-526, Uruapeño, Grano Negro y Amarillo forrajero (Cuadro 5).

31

Cuadro 5. Tiempo de desarrollo, peso de larva y peso de pupa de S. frugiperda alimentadas con cuatro variedades de maíz.

Larvas Variedad

Pupas

Peso

Duración

Peso

Duración

(g)

(días)

(g)

(días)

V-526

0.4083

15

0.1818

17

Uruapeño

0.3003

19

0.1459

21

Grano negro

0.3041

20

0.1474

22

Amarillo forrajero

0.3399

20

0.1526

23

32

V DISCUSION Para la realización de la presente investigación se partió del supuesto de que al utilizar una misma cepa o subespecie de B. thuringiensis y una sola población de S. frugiperda, permitiría detectar el efecto de la fuente de alimento de las larvas, sobre su susceptibilidad a Bt; lo anterior, tomando como base lo reportado por López-Edwards et al. (1999) quienes encontraron, que las larvas de S. frugiperda tienen diferente grado de susceptibilidad a Bt, de acuerdo al origen geográfico de las larvas y Hernández (1988), de que las larvas de S. frugiperda presentaba diferente susceptibilidad a Bt de acuerdo a la especie o subespecie que se utilice.

Los resultados encontrados muestran que efectivamente, la variedad de maíz, con el que se alimenten las larvas, afecta la susceptibilidad de las larvas de S. frugiperda a la bacteria de B. thuringiensis y que además, las larvas se ven afectadas en su tiempo de desarrollo larval y en el peso de las pupas; posiblemente debido a que las larvas tienen cierto grado de preferencia entre las variedades, ya que se observó que las larvas no querían alimentarse sobre algunos de ellos.

Posiblemente existieron los mecanismos de resistencia vegetal de no preferencia y/o antibiosis entre las variedades utilizadas en este estudio. Por lo que se hacen necesarias más investigaciones, para determinar el tipo de resistencia de estas variedades de maíz. Ya que cuando una larva ingiere follaje que contenga alguna sustancia antibiótica, tales como el maysin y sus análogos, ácido clorogénico, luteolina, rutina, teoapigenina, postapigenina o premaysin (Gueldner et al., 1992) o Bt, por lo general deja de alimentarse, debido a una parálisis intestinal, lo que por consecuencia no aumenta el peso; en tanto que el uso de toxinas de Bt afectan el desarrollo larval y el fenómeno de alimentación, producto de la intoxicación bacteriana, tal como lo reportan Navon et al. (1992) y Stapel et al. (1998).

33

Los resultados obtenidos permiten explicar los siguientes fenómenos, una larva alimentada con una variedad resistente al ataque de S. frugiperda, ya sea por no preferencia o por antibiosis, no se desarrolla normalmente, el peso se ve afectado y el período de desarrollo se alarga, tal como lo demostraron en sus estudios Wiseman et al., (1976), Wiseman et al., (1992a, b) y Molina-Ochoa et al. (1999); pero también, en este estudio se observó, que la bacteria de Bt presentó el valor de CL50 más bajo en las larvas neonatas alimentadas con hojas de la variedad V-526.

Con lo anterior se infiere, que las larvas mejor alimentadas están fisiológicamente más fuertes y por ende, son menos sensibles a la actividad del Bt. Por el contrario, en las larvas alimentadas con maíces no preferidos, se alimentan menos, gastan más reservas (Reese y Schmidt, 1986) y son más débiles y por lo tanto, se puede presentar una susceptibilidad y mortalidad más altas.

Sin embargo, en los estudios del efecto de la variedad sobre el desarrollo larval de S. frugiperda, se encontró que las larvas alimentadas con la variedad V-526 presentaron un tiempo más corto de larva y el peso fue el más alto; también los valores de CL50 de la bacteria en larvas de 3º y 5º estadio fueron los más elevados. Posiblemente, por que las larvas estaban más robustas y soportaron más altas concentraciones de la bacteria; cosa que no ocurrió en larvas alimentadas con las otras variedades (Simpson y Simpson, 1990).

Los resultados en este estudio son importantes, ya que permitieron conocer que la bacteria utilizada en larvas neonatas, presenta valores de CL50 diferentes, de acuerdo a la variedad en que se alimentan; pero en esa edad larval no se detecta el efecto de la planta sobre la tasa de desarrollo, ya que si esta misma bacteria se utiliza en larvas de mayor edad (3º o 5º estadio, por ejemplo) los valores son diferentes, de acuerdo a la interacción con la resistencia de la planta. Tal como se detectó con el híbrido V-526, en este estudio.

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Lo anterior, tiene su aplicación práctica, por ejemplo, de acuerdo a la variedad de maíz, en el que se quiere utilizar Bt, para el control de S. frugiperda, la CL50 de Bt no es la misma, por lo que de este estudio surge la recomendación de que, no obstante que sean las mismas especies de Bt y de S. frugiperda, la susceptibilidad de la plaga a la bacteria va a depender de la variedad del maíz y de la edad de la larva, tal como lo reportan López-Edwards et al. (1999) y Hernández (1988).

Resultados similares, asociados con la concentración de estigmas del maíz resistente “Zapalote Chico” habían sido reportados por Molina-Ochoa et al., (1999) utilizando nematodos entomopatógenos; con los altos contenidos de taninos y el uso del Dipel y Pydrin en contra de gusano bellotero en algodón; además, Fuxa et al., (1988) reportaron una asociación de la edad del hospedero y la cepa de nematodo entomopatógeno sobre S. frugiperda; y por Schultz y Keating (1991) usando un baculovirus en contra de palomilla gitana.

Por lo que para emplear B. truringiensis, en condiciones de campo, para el control del gusano cogollero, deberá previamente evaluarse la relación existente entre la variedad de maíz, la población del insecto y su susceptibilidad a B. thuringiensis.

35

VI CONCLUSIONES El desarrollo de S. frugiperda expresado por las variables peso de larvas, duración de los estadios larvales a pupa, peso de pupas y duración del estado de pupa, fue afectado por las variedades de maíz.

Las variedades de maíz afectaron la susceptibilidad de los estadios larvales de S. frugiperda a la bacteria entomopatógena B. thuringiensis.

36

VII LITERATURA REVISADA Abbas Ali, R. G. Luttrell, H. N. Pitre, y F. M. Davis. (1989). Distribution of fall armyworm (Lepidoptera: Noctuidae) Egg Masses cotton. Environ. Entomol. 18(5): 881-885. Adkisson, P. L., and V. A. Dyck. (1980). Resistant varietes in pest management systems. pp. 233-251. In F. G. Maxwell and P. R. Jenninngs (Eds.). Breeding plant resistant to insect. Wiley. New York. Anderson, R. F. y M. H. Rogoff. (1966): Crystalliferous bacteria and insect toxican. pp 67-69. In D.G. Crosby (Symposium Chairman). Natural Pest Control Agents. Advances in chem: Series N.53, Amer. Chem. Soc. Washington, D.C. Andrews, K. L. (1980). The wholworm, Spodoptera frugiperda, in Central America and neighboring areas. Fla. Entomol. 63: 456-467. Andrews, K. L. (1988). Latin American Research on Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae). Fla. Entomol. 71(4): 630-653. Angus, T. A. (1954). A bacterial toxin paralysing silkworm larvae. Nature 173: 54-56. Ashley, T. R. (1979). Classification and distribution of fall armyworm parasites. Fla. Entomol. 62: 114-123. Ashley, T. R., B. R. Wiseman, F. M. Davis, y K. L. Andrews. (1989). The fall armyworm: a bibliography. Fla. Entomol. 72: 152-202. Aronson A. L., W. Beckman y D. Peter. (1986). Bacillus thuringiensis and related insects pathogens. Microbiol. Rev. 56: 1-24. Atkinson J.; P. Morand y J. T. Arnason. (1990). Analogues of ciclic Hidroxamic. Acid 2,4-dihidroxy-2 H-1,4 benzoxazin-3-one: Descomposition to Benzoxazolinones and reaction with beta-Mercaotoethanol. J. Org. Chemistry. 56(5): 1788-1800. Banda T. J. F. (1981). Importancia económica de Heliothis zea (Boddie) y determinación del umbral económico, distribución matemática y muestreo secuencial de Spodoptera frugiperda (J. E. Smith) en maíz criollo. Tesis Doctorado, ITESM Monterrey N.L: p. 74. Barbercheck, M. E. (1993). Tritrophic level effects on entomopathogenic nematedes. Environ. Entomol. 22: 1166-1171. Barbosa, P., V. A. Krischik, y G. C. Jones (Eds.). (1991). Microbial mediation of plant-herbivore interactions. Wiley, New York. Bauer, L. S. (1995). Resistance: A threat to the insecticidal crystal proteins of Bacillus thuringiensis. Fla. Entomol. 78(3): 414-443. 37

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