MANUAL DE PROCEDIMIENTOS BACTERIOLOGIA

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MANUAL DE PROCEDIMIENTOS BACTERIOLOGIA

Fecha: 02 JULIO 2014 Versión: 0 Vigencia:02 JULIO 2019 Página: 1 de 128

INDICE I. II. III. IV. V. VI. 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27.

INTRODUCCION: OBJETIVOS: ALCANCES: RESPONSABILIDAD: CONSIDERACIONES: PROCEDIMIENTOS: TINCIÒN GRAM: SIEMBRA: ANTIBIOGRAMA: CULTIVO BRONQUIAL Y DE EXPECTORACION: ASPIRADO ENDOTRAQUEAL CUANTITATIVO (AETC): COPROCULTIVO: TINCION VB: LEUCOCITOS ROTAVIRUS Y ADENOVIRUS EN DEPOSICION: CLOSTRIDIUM DIFFICILE EN DEPOSICION: ESTUDIO DE FLUJO VAGINAL: HEMOCULTIVO: HEMOCULTIVO CUANTITATIVO: LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO: LIQUIDOS ESTERILES: TINTA CHINA: CULTIVO DE M. HOMINIS Y U. UREALITICUM: ESTUDIO DE SECRECIONES: ESTUDIO DE SECRECION URETRAL: UROCULTIVOS: LAVADO BRONCO ALVEOLAR (LBA): CULTIVO DE IDENTIFICACION DE HONGOS: PESQUIZA DE ENTEROCOCCUS VANCOMICINA RESISTENTE: CULTIVO DE ANAEROBIOS: CONTROL DE CALIDAD: INDICADOR DE CALIDAD: DERIVACIONES: ANEXOS: ANEXO 1: Antibiograma por difusión ANEXO 2: Paneles de antibiograma y halos de inhibición: ANEXO 3: Agares para siembra de muestras: ANEXO 4: Control medios de cultivo preparados: ANEXO 5A: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”: ANEXO 5B: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”: ANEXO 5C: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”: ANEXO 5D: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”: ANEXO 5E: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”: ANEXO 5F: Control de calidad “Pruebas de susceptibilidad ATCC”:

4 4 4 4 4 5 5 9 13 19 23 27 31 34 37 39 43 47 50 54 58 61 63 66 69 75 78 82 85 89 99 101 103 104 105 108 109 110 111 112 113 114 115

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ANEXO 6: Control de calidad Agar Sangre y Chocolate: ANEXO 7: Control de McConkey: ANEXO 8: Control de XLD: ANEXO 9: Control de McConkey Sorbitol: ANEXO 10: Control de VRE: ANEXO 11: Control de Agar para candida: ANEXO 12: Control de Baterías: ANEXO 13: Control Látex Staphylococcus: ANEXO 14: Control de Reactivos: ANEXO 15: Control de “Tinción gram”: ANEXO 16: Control de Catalasa: ANEXO 17: Control de Reactivo Optoquina: CONTROL DE CAMBIO

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I.

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INTRODUCCION

El laboratorio de bacteriología del Hospital Regional de Rancagua, cumple un rol fundamental en el diagnóstico, terapia y recuperación del paciente, abarcando inclusive el área epidemiológica a nivel interno y nacional, por medio del I.S.P. Lo anterior hace de esta sección, un área con especiales características y que necesariamente implica tener consideraciones específicas, que difieren del resto del laboratorio. Los resultados confiables y en el menor tiempo posible, son una necesidad creciente en todos los servicios, en especial con el actual panorama donde se hace cada vez más dificultoso una correcta elección antibiótica, debido a la resistencia que adquieren los microorganismos, y además en el manejo de las infecciones intrahospitalarias. II.

OBJETIVOS

General:  Describir y estandarizar los diferentes procedimientos utilizados rutinariamente en el laboratorio de bacteriología Específicos:  Servir de apoyo y capacitación al personal de laboratorio, en especial a nuevos funcionarios.  Establecer protocolos de trabajos seguros, eficaces y eficientes.  Asegurar la calidad de los diferentes exámenes realizados en la sección de bacteriología. III.

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Correspondiente al turno de lunes a viernes de 8:00 a 16:50 horas. Debido a sus características especiales, los turnos de urgencia contemplan ciertos aspectos de esta sección. IV.

RESPONSABILIDAD Y AUTORIDAD

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas descritas en el manual será el Tecnólogo Médico a cargo de la sección. V.

CONSIDERACIONES

En relación a los tiempos de respuesta de los cultivos positivos, la mayoría de éstos pueden ser informados dentro de las 48–72 hrs. pero existe retraso en los informes de ciertas muestras polimicrobianas en las cuales se debe realizar aislamientos, y/o bacterias fastidiosas de desarrollo lento y de difícil identificación.

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VI.

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PROCEDIMIENTOS

1.

TINCIÓN GRAM

1.1.

OBJETIVOS

Estandarizar el procedimiento de la tinción de Gram. 1.2.

ALCANCE

Personal Tecnólogo Médico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del Hospital Regional de Rancagua. El clínico solicita la técnica de tinción Gram cuando existe una sospecha de una infección bacteriana. 1.3.

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas de tinción Gram es el Tecnólogo Médico. 1.4.

TERMINOLOGIA

 Tinción: Una tinción es una técnica auxiliar utilizada en microscopía para mejorar el contraste en la imagen vista al microscopio.  Estandarizar: Se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una actividad de manera estándar o previamente establecida.  Infección: Es el término clínico para la colonización de un organismo huésped por especies exteriores, el organismo colonizador es perjudicial para el funcionamiento normal y supervivencia del huésped, por lo que se califica al microorganismo como patógeno. 1.5.

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

1.5.1. FUNDAMENTO: La tinción de Gram es una de las tinciones más importantes en bacteriología, es un método que diferencia las bacterias en dos grandes grupos, Gram positivas y Gram negativas, basado en las diferencias existentes entre las paredes celulares de las bacterias. Ambos tipos de bacterias se tiñen distintamente debido a estas diferencias constitutivas de su pared.

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1.5.2. TIPO DE MUESTRA: Muestra clínica que requiera de esta tinción. 1.5.3. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS: Materiales:  Portaobjetos 25,4 x 76,2 mm.  Asa calibrada.  Mechero.  Guantes de látex o vinilo. Reactivos:  Colorante cristal violeta.  Solución de bicarbonato  Lugol.  Decolorante alcohol-acetona.  Colorante de contraste Safranina. Equipos:  Microscopio 1.5.4. PROCEDIMIENTO:  Marcar un portaobjetos conservado en alcohol y flameado previamente antes de usar y frío, con el número de muestra a teñir.  En caso de realizar un frotis para tinción a partir de colonias: se inocula una pequeña cantidad de la colonia a estudiar, sobre una gota de agua puesta en el portaobjetos, posteriormente esparcir y pasar por la llama del mechero hasta que quede fija.  En caso de realizar un frotis para tinción directo de la muestra: se debe rotar la tórula extendiendo la muestra en el portaobjeto. Dejar secar.  Añadir 2 gotas aprox. de cristal violeta y además adicionarle igual cantidad de solución de bicarbonato 1% a la preparación. - Dejar actuar el colorante durante 1 minuto.  Una vez transcurrido el tiempo, lavar la preparación con agua corriente sobre el lavamanos.  Agregar 2 gotas de solución Lugol a la preparación, y dejar actuar 1 minuto. Transcurrido el tiempo, lavar de la misma manera al punto anterior.  Con cuidado, añadir gota a gota el alcohol-acetona en la preparación y dejar que permanezca por 30 segundos,  Luego lavar la preparación de la misma manera que el lavado anterior.  Añadir el colorante de contraste, Safranina hasta cubrir la preparación y dejar actuar durante 1 minuto y luego lavar.  Dejar secar al aire y observar al microscopio, posteriormente observar al microscopio con aumento de 40X y 100X.

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1.6

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FORMULARIOS Y REGISTROS:

Se informaran bacterias como Gram negativas y Gram positivas, así como su característica morfológica (bacilos o cocos) y su agrupación (diplo, cadena, etc.). En caso de muestras de expectoración y bronquiales, se informara leucocitos y células. Se informara en el cuaderno correspondiente a la muestra. 1.7

REFERENCIAS:

 Schlegel H., Zaborosch C. Microbiología general. Ediciones Omega S.A. Barcelona; 1997. p: 50-54.

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1.8

FLUJOGRAMA DEL PROCEDIMIENTO: Frotis

Agregar 2-3 gotas violeta + 2-3 gotas de bicarbonato de sodio 1%. Esperar 1 minuto y lavar con agua corriente Agregar 2-3 gotas de Lugol

E Esperar 1 minuto y lavar con agua corriente

E Decolorar 2-3 gotas con alcohol acetona Esperar 30 segundos y lavar con agua corriente Agregar 2-3 gotas de Safranina

Esperar 1 minuto y lavar con agua corriente

Secar y observar al Microscopio

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2.

SIEMBRA

2.1

OBJETIVOS

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Estandarizar el procedimiento de siembra del cultivo corriente. 2.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del Hospital Regional de Rancagua. Diagnóstico de una eventual enfermedad infecciosa, para efectuar la identificación del microorganismo, la cual conlleva a establecer el diagnóstico etiológico. 2.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACIÓN Y ACTUALIZACIÓN

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo bronquial es el Tecnólogo Médico. 2.4

TERMINOLOGIA

 Inoculo: es la cantidad o número de gérmenes infectantes que son introducidos accidental o voluntariamente en los tejidos vivos o en medios de cultivos especiales.  Medio de Cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies bacterianas para llegar a su identificación. 2.5

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

2.5.1. FUNDAMENTO Se basa en el crecimiento de microorganismos en distintos medios de cultivo. Los componentes de estos medios, otorgan un alto valor nutritivo, que permite el crecimiento de una gran variedad de microorganismos, aún de aquellos nutricionalmente exigentes. 2.5.2. TIPO DE MUESTRA La muestra puede ser de Orina, Secreción, Coprocultivo, Micológico, Hemocultivo o Flujo vaginal.

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2.5.3. MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Placas de Petri.  Asa de siembra.  Mechero.  Gradilla Reactivos:  Placas de Agar Sangre  Placas de Agar McConkey.  Placas de Agar Chocolate.  Agar Sabouraud Equipos:  Estufa de cultivo a 35ºC. 2.5.4. PROCEDIMIENTO -Lavado de manos y uso de guantes. -Rotular la placa de Petri con la letra y número que corresponda. La letra dependerá del tipo de muestra que se siembre: O P C M H F

Orina Secreción Coprocultivo Micológico Hemocultivo Flujo vaginal

- Encender el mechero. - Tomar el tubo que contiene la muestra del paciente con la mano izquierda. - Destapar el tubo que contiene la muestra y flamear ligeramente la boca del tubo para evitar contaminación. - Tomar el asa de siembra con la mano derecha. - Flamear el asa directamente a la llama del mechero hasta que el asa se ponga al rojo vivo para su esterilización. - Enfriar el asa en las paredes internas del tubo o con la tapa de la placa de Petri. - Tomar un inóculo del tubo, flamear nuevamente la boca del tubo, coloque la tapa y déjelo en la gradilla. - Tomar la placa y deslizar el asa cargada en el primer cuadrante haciendo estrías de lado a lado en movimiento zigzag tocando suavemente la superficie del medio de cultivo, procurando no romper ni arrastrar el agar. Solo la primera estría toca el cuadrante anterior. - Flamear el asa para esterilizar.

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- Girar la placa e iniciar las estrías en el segundo cuadrante desde el primer cuadrante, flamear el asa, y enfriar en el extremo del agar. - Girar la placa e iniciar estrías desde el segundo cuadrante hasta el tercer cuadrante, flamear el asa, y enfriar en el extremo del agar. - Girar la placa e iniciar estrías desde el tercer cuadrante y extenderlas hasta el cuarto cuadrante y termine en el centro de la placa, sin tocar los lugares donde sembró anteriormente. - La siembra finalmente debe formar un pentágono. - Flamear el asa para su esterilización. - Tapar la placa de Petri y apague el mechero cerrando la llave de paso del gas. 2.6

INFORME DE RESULTADOS

Se informarán todas las muestras ya sea con siembras sin desarrollo bacteriano, y las muestras con desarrollo bacteriano con su respectivo estudio de identificación y sensibilidad cuando corresponda.

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2.7

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FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA:

Lavado de manos.

-

esterilizar el asa girar la placa realizar estrías desde el primer cuadrante hasta el segundo cuadrante.

-

Esterilizar el asa Girar la placa Realizar estrías desde el segundo cuadrante al tercer cuadrante.

-

Esterilizar el asa Girar la placa Realizar estrías desde el tercer cuadrante hasta el cuarto cuadrante.

Uso de guantes.

Rotular la placa de Petri con la letra y número que corresponda.

Encender el mechero.

Flamear el asa para su esterilización.

Tomar el inoculo con el asa.

Deslizar el asa cargada en el primer cuadrante de la placa de Petri en movimiento zigzag.

Tapar la placa de Petri y flamear el asa.

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3.

ANTIBIOGRAMA

3.1

OBJETIVOS

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Estandarizar el procedimiento de antibiograma. 3.2 ALCANCE Personal Tecnólogo Médico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. El clínico solicita la realización de un antibiograma cuando existe una sospecha de una infección bacteriana. 3.3 RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas de antibiogramas es el Tecnólogo Médico. 3.4

TERMINOLOGIA

-Antibiograma: es la prueba microbiológica que se realiza para determinar la susceptibilidad (sensibilidad o resistencia) de una bacteria a un grupo de antibióticos. -Sensibilidad: Las pruebas de sensibilidad bacteriana se llevan a cabo mediante el antibiograma que sirve para medir la sensibilidad de una cepa bacteriana a uno o varios antibióticos. El estudio de la sensibilidad in vitro es uno de los requisitos previos para la eficacia in vivo de un tratamiento antibiótico. . -Resistencia: si la probabilidad de éxito terapéutico es nula o muy reducida. -Inóculo: Es la cantidad o número de gérmenes infectantes que son introducidos accidental o voluntariamente en los tejidos vivos o en medios de cultivos especiales. -Antibióticos: sustancia química capaz de inhibir el desarrollo de microorganismos. -0.5 Mc Farland: Etalón de referencia en suspensiones bacteriológicas para saber aproximadamente el número de bacterias por mililitro, según una escala que va de 0.5 a 10 C. -CIM: Concentración inhibitoria mínima: es la base de la medida de la sensibilidad de una bacteria a un determinado antibiótico. La CIM se define como la menor concentración de una gama de diluciones de antibiótico que provoca una inhibición de cualquier crecimiento bacteriano visible.

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3.5

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DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO PARA ANTIBIOGRAMA

3.5.1 FUNDAMENTO El primer objetivo del antibiograma es medir la sensibilidad de una cepa bacteriana que se sospecha es la responsable de una infección a uno o varios antibióticos. En efecto, la sensibilidad in vitro es uno de los requisitos previos para la eficacia in vivo de un tratamiento antibiótico. El antibiograma sirve, en primer lugar, para orientar las decisiones terapéuticas individuales. El segundo objetivo del antibiograma es seguir la evolución de las resistencias bacterianas. Gracias a este seguimiento epidemiológico, a escala de un servicio, un centro de atención médica, una región o un país, es como puede adaptarse la antibioterapia empírica, revisarse regularmente los espectros clínicos de los antibióticos y adoptarse ciertas decisiones sanitarias, como el establecimiento de programas de prevención en los hospitales. 3.5.2 TIPO DE MUESTRA A todos los cultivos con desarrollo bacteriano patógeno o potencialmente patógeno y en los cuales exista un método estandarizado para el estudio e interpretación del antibiograma (CLSI). Se excluyen los cultivos con flora comensal, los sin desarrollo bacteriano y los cultivos con bacterias que no exista un método estandarizado. 3.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales: -Tubos falcon con suero fisiológico (3 mL) -Placas Petri estériles. -Sensidiscos con antibióticos. -0.5 Mc farland. -Puntas amarillas. -Puntas azules. -Pipetas 145 uL y pipeta 280 uL -Tórulas estériles. -Lector de turbidez (DensiCHEK) -Pinzas. -Asas bacteriológicas. -Cassette VITEK 2 -Dispensador de solución salina de volumen ajustable. Tubos de ensayo desechables falcon. -Solución salina estéril al 0.45-0.5%

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Reactivos: -Placas con agar Mueller Hinton. -Placas con agar Mueller Hinton con sangre de cordero al 5%. -Placas con agar HTM. -Placas con agar GC. Equipos: -Estufa de cultivo microbiológico a 35º C. -Refrigerador. -Vortex

3.5.4. PROCEDIMIENTO Antibiograma kirby- Bauer (difusión en agar) - La placa con medio de cultivo a utilizar para realizar el antibiograma es diferente dependiendo de la bacteria, por lo tanto, lo primero es definir que medio se va a utilizar según cada caso (Por ejemplo: Mueller Hinton sangre, HTM, etc). Ver Anexo Nº1 “Antibiograma por difusión” en donde se detalla el medio de cultivo adecuado para cada bacteria. - Marcar la placa a utilizar con un lápiz marcador con el número correspondiente a la muestra. - Con un asa estéril se toman dos o tres colonias de la cepa en prueba y se realiza una suspensión al 0.5 Mc Farland en un tubo Falcon con suero fisiológico. Esta suspensión debe ser leída comparándolo con el etalón Mc Farland, si está sobre los 0.5 se debe diluir con suero fisiológico, y si está bajo los 0.5 se debe agregar más colonias bacterianas. - Una vez obtenida la lectura correcta, introducir una tórula estéril dentro del tubo con la suspensión al 0.5 Mc Farland, rotar la tórula varias veces dentro del líquido, para que se impregne y botar el excedente de líquido presionando la tórula contra las paredes del tubo. - Pasar la tórula por el agar Mueller Hinton en 3 direcciones, de manera que todo el agar quede cubierto con la suspensión. - Esperar unos 5 minutos para que la suspensión difunda en el agar. - Marcar la placa con el perfil de antibiograma que se desea. Por ejemplo: Gramnegativos, Gram positivos, Haemophilus, Pneumococo, Grupo viridans, etc. Ver “Anexo Nº 2“ - Tomar los antibióticos correspondientes al agente microbiano aislado y colocarlos en el agar con una pinza flameada por el mechero. - Incubar la placa 24 horas en estufa a 35 ºC. En atmósfera normal o CO2 según el caso. Ver detalles de la incubación en Anexo Nº1 “Antibiogramas por difusión” - Terminada la incubación, se procede a realizar la lectura de los antibióticos midiendo el diámetro de los halos con una regla en cada sensidisco y compararlos con la tabla de halos correspondiente a la bacteria estudiada. Ver Anexo Nº 1

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Calibración del Densichek - Prender el densichek, botón central inferior. - Agitar los standards que están dentro de la caja Standard kits. Son 4 concentraciones distintas, hay un blanco y 3 Standard de 0.5; 2 y 3 Mc Farland. - En la pantalla del densichek llevar el pequeño triángulo que está en la parte superior a “GLASS”, con la tecla central superior (tecla con cuatro rayas). Después presionar tecla con visto verde (lado derecho) y luego presionar la tecla central superior nuevamente. -Con el triángulo bajo la palabra "glass” se puede calibrar con los etalones estandarizados (tubos). - Introducir tubo 0.0 McF, esperar a que se estabilice la lectura. Si la lectura da 0.00 pasar al siguiente tubo con la siguiente concentración. Si el tubo no da 0.00 presionar tecla azul izquierda para llevar a cero el equipo. - Introducir el tubo 0.5 McF, esperar a que se estabilice la lectura, debe dar dentro de un rango aceptable 0.44 – 0.56. - Luego introducir el tubo 2 McF, esperar a que se estabilice la lectura, debe dar dentro de un rango aceptable 1.85-2.15. - Y finalmente colocar el tubo 3 McF, esperar a que se estabilice la lectura, debe dar dentro de un rango aceptable 2.79-3.21. - Luego se llevará el Densicheck para realizar un blanco con tubo plástico Falcon con suero fisiológico, .para esto, se debe presionar nuevamente tecla central superior (con cuatro rayas), luego presionar tecla verde (lado derecho), y nuevamente presionar tecla central superior. El pequeño triángulo negro de la pantalla se desplazará bajo la palabra “plastic”. - Introducir cualquier tubo Falcon con suero fisiológico sin inóculo, y esperar a que se fije la lectura. Si la lectura de 0.00, el equipo está listo para ser usado. Si la lectura da cualquier número superior (ej: 0.02, 0.04) llevar a 0.00 con tecla azul (lado izquierdo). - En este punto, el equipo puede ser usado para estandarizar las lecturas de los inóculos bacterianos. Antibiograma automatizado por Vitek 2: - Elegir colonias aisladas de una placa primaria si se satisface los requisitos de cultivo o subcultivar el microorganismo a analizar en el medio de agar apropiado e incubarlo adecuadamente. - Transferir 3mL de solución salina estéril en un tubo falcon. - Con un asa estéril transferir un numero de colonias suficientes para alcanzar la concentración 0,5 McF utilizando el densichek - El inóculo debe prepararse a partir de un cultivo puro, de acuerdo con las buenas prácticas de laboratorio. En el caso de cultivos mixtos es necesario realizar aislamiento, se recomienda realizar una comprobación de la pureza de la placa para garantizar que se utiliza un cultivo puro para este test - Para una dilución manual: A un segundo tubo que contenga 3mL de solución salina, transferir 145uL de suspensión ajustada y transferir a las tarjetas AST GN o 280uL de la solución ajustada a la tarjeta AST GP o AST YS. Colocar este tubo en el casete con una tarjeta de sensibilidad. El tubo con la suspensión bacteriana inicial también puede utilizarse para inocular una tarjeta de identificación.

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- Introducir casete con tarjetas ya inoculadas en equipo Vitek2. Ver “Manual del usuario del instrumento” en capítulo “Procesamiento de tarjeta de test “, “Preparación del casete”. - En programa Kernmic se envían los datos demográficos del paciente para ser enlazados a las tarjetas incubadas en el Vitek2.Este paso se realiza en menú “ordenes” – “editar” y luego en esta pantalla se anota el folio de la muestra en “orden desde:”-enter, click en ventana “resultados”, se abre una nueva pantalla, y en ésta, hacer click en “ATB”, luego “cerrar” y dar un “SI”. Se vuelve a la primera pantalla. - Para la lectura de los antibiogramas automatizados, ver en “Manual del usuario del Software”, Capitulo 8, “gestión de resultados”.

3.5.

FORMULARIOS Y REGISTROS:

Los resultados de los antibiogramas no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área. Los antibiogramas por kirby Bauer (por difusión) se anotarán en el cuaderno correspondiente según el tipo de muestra, y se informará cada antibiótico con un “S” (sensible), “I” (intermedio) o “R” (resistente). Los resultados de los antibiogramas automatizados por Vitek2, se transmiten automáticamente una vez dada la validación en Vitek2 Systems, y luego a través de Kernmic son transmitidos al sistema Omega para ser informados. 3.6.

REFERENCIAS:

 CLSI Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing; twenty-first informacional supplement. 2012.  Manual del usuario del instrumento; Biomerieux , Inc.  Manual del usuario del software; Biomerieux, Inc.

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3.7.

FLUJOGRAMA ANTIBIOGRAMA KIRBY- BAUER

Tomar 2 o 3 colonias de la cepa a trabajar

Medir la concentración en el densichek (0.5 McF)

Tomar una tórula estéril e introducirla en el tubo falcon inoculado.

Pasar la tórula por el agar en 3 direcciones distintas.

Esperar 5 minutos.

Colocar los sensidiscos respectivos.

Incubar la placa a 35ºC por 24 horas.

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4.

CULTIVO BRONQUIAL Y DE EXPECTORACIÓN

4.1

OBJETIVOS

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Estandarizar el procedimiento del cultivo bronquial y de expectoración para identificar microorganismos patógenos causales de infecciones pulmonares. 4.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Se indica el cultivo de secreción bronquial o de expectoración con fines diagnósticos para pacientes pediátricos o adultos, ambulatorios u hospitalizados, que requieran este tipo de estudio. 4.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo bronquial es el Tecnólogo Médico. 4.4

TERMINOLOGIA

 Expectoración: fenómeno por el cual los productos formados en las vías respiratorias son expulsados fuera del pecho.  Secreción bronquial: sustancia producida en el árbol bronquial formada por moco, sales proteicas, líquido plasmático y proteínas  Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una actividad de manera standard o previamente establecida. 4.5

DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO CULTIVO:

4.5.1 FUNDAMENTO: El estudio microbiológico de secreciones bronquiales o de expectoración, permite el estudio de bacterias involucradas en procesos infecciosos, del tracto respiratorio inferior. 4.5.2 TIPO DE MUESTRA: La muestra bronquial o de expectoración, viene tomada en contenedor plástico estéril, tapa rosca. La saliva no sirve para realizar este estudio. 4.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS: Materiales:  Tubos plásticos, tapa rosca y placas Petri estériles.  Porta objetos esmerilados.

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Reactivos:  Tinción de GRAM.  Placas de Agar Sangre  Placas de Agar McConkey.  Placas de Agar Chocolate.  Tubos de Agar Sabouraud corriente y especial (cultivo de hongos sujeto a solicitud del médico) Equipos:  Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.  Estufa de cultivo microbiológico a 25-28ºC. (para cultivo de hongos)  Microscopio corriente. 4.5.4 PROCEDIMIENTO -Con una tórula estéril, tomar muestra para sembrar una placa de agar chocolate, una placa de agar sangre de cordero 5%, una placa de McConkey, y en caso de ser solicitado por el médico, sembrar en un tubo con Sabouraud corriente y otro tubo con Sabouraud especial (ver cultivo de hongos). Sembrar un sector de la placa, y luego con asa redonda estéril, proceder a diseminar, formando un pentágono, por toda la superficie del medio de cultivo. Esterilizar el asa en cada sector. -Realizar un frotis de la muestra en un portaobjetos previamente flameado (esperar a que se enfríe) para realizar tinción de Gram. -Incubar agar Chocolate en atmósfera de microaerofília, jarro con vela, a 35º C por 18-24 horas. El agar Sangre y agar McConkey se incuban en atmósfera normal, a 35º C por 1824 horas. -Una vez teñido el frotis observar la calidad del esputo. Si ésta es buena muestra (o representativa) debe presentar al microscopio en aumento menor (10x): Polimorfonucleares en cantidad ≥ 25 por campo. Células epiteliales en cantidad ≤ 10 por campo. 4.6 INFORME DE RESULTADOS Los resultados negativos: se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de bacteriología. Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área. 4.7

FORMULARIOS Y REGISTROS

Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del cuaderno.

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4.8

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REFERENCIA

 Shorr AF, Sherner JH, Jackson WL, Kollef MH. Invasive approaches to the diagnosis of ventilator-associated pneumonia: a meta-analysis. Crit Care Med. 2005; 33:46-53.  Bouza E, Torres MV, Burillo A. Aportación del laboratorio de microbiología al diagnóstico de la numonía asociada a ventilación mecánica. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2005; 23:2.

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4.9 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA

SECRECIÓN BRONQUIAL

Sembrar en

Agar chocolate

Incubar por 1824hrs a 35ºC en tarro con vela.

Agar sangre y McConkey

Incubar por 1824hrs a 35ºC en atmosfera normal

Si existe desarrollo

Pruebas bioquímicas y estudio de sensibilidad.

Realizar tinción Gram

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5.

ASPIRADO ENDOTRAQUEAL CUANTITATIVO (AETC).

5.1

OBJETIVOS:

Estandarizar la realización del cultivo cuantitativo de AETC a todo los paciente con sospecha de neumonía asociada a ventilación mecánica (NAVM) (conexión a VM > 48hrs y presencia de criterios clínicos-radiológicos) y en el cual no se hayan efectuado cambios de tratamiento antimicrobiano durante las últimas 72 horas. 5.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Pacientes con ventilación mecánica que se sospeche de NAVM con un cuadro clínico. 5.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el Tecnólogo Médico. 5.4

TERMINOLOGIA

 NAVM: neumonía asociada a ventilación mecánica.  AETC: aspirado endotraqueal cuantitativo.  Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una actividad de manera standard o previamente establecida. 5.5

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

5.5.1 FUNDAMENTO Se utiliza en la sospecha de neumonía asociada a ventilación mecánica y en el cual no se hayan efectuado cambios de tratamiento antimicrobiano durante las últimas 72 horas. 5.5.2 TIPO DE MUESTRA La muestra debe ser tomada en un tubo plástico estéril con tapa rosca para su envío al laboratorio. 5.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Perlas de vidrio estéril.  Pipeta automática con graduación de 10 -100 µl con puntas estériles amarillas.  Pipeta Pasteur.  Tubos de ensayo tipo centrifuga estéril.  Rastrillos plásticos estériles.

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Reactivos:  Solución de suero fisiológico estéril.  Placas con medios de cultivo McConkey y Sangre y Chocolate. Equipos:  Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.  Vortex. 5.5.4 PROCEDIMIENTO -Diluir la muestra con suero fisiológico estéril duplicando el volumen de esta. Por ejemplo, 1mL de muestra se diluye con 1mL de suero fisiológico. -Agregar al tubo perlas de vidrio estériles. Agitar en Vortex durante 2 minutos para homogenizar lo mejor posible la muestra. -Extraer de la muestra homogeneizada 100ul de muestra y diluir en un tubo con 9,9mL de suero fisiológico estéril (dilución 1:100) y agitar para obtener una mezcla homogénea. -Rotular una placa de agar sangre y una placa de agar McConkey con el respectivo número de la muestra y junto a este, “100 µL”. -Rotular además, otra placa de agar sangre y otra de agar McConkey con el número de la muestra y “10 µL”. -Inocular 100 µL de la dilución (1:100) en el set de placas rotuladas con “100 µL” (dilución final 1:2000). -Inocular 10 µL de la dilución (1:100) en el set de placas rotuladas con “10 µL” (dilución final 1:20.000). -Sembrar las placas con rastrillo hecho a partir de una pipeta Pasteur, estriando el agar en todos los sentidos girando la placa, de modo que la muestra quede uniformemente repartida. El modo de estriar se indica en la figura del -Incubar las placas a 35ºC de 18-24 horas en atmósfera normal. -Observar crecimiento de colonias. 5.6.

INFORME DE RESULTADOS

Se informaran la o las bacterias patógenas encontradas con sus recuentos respectivos, y con su identificación hasta especie, en lo posible. Así mismo se informara el Antibiograma de cada especie encontrada. Se realizará recuento por separado (en caso de que exista mas de una especie) de las distintas colonias bacterianas desarrolladas en cultivo, seleccionando la placa más propicia para el este:  Las placas marcadas con 100uL se deberán multiplicar por 2.000  Las placas marcadas con 10uL se deberán multiplicar por 20.000 De esta manera se obtiene el recuento real de cada bacteria encontrada en el cultivo.  Recuento ≥ 1.000.000 UFC/ml, de importancia clínica.  Recuento < 1.000 UFC/ml, excluye diagnóstico de NAVM.  Recuento entre 1.000 a 1.000.000 UFC/ml, requiere interpretación según criterio clínico.

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Los resultados negativos: se informan 48 horas, desde su ingreso a la unidad de bacteriología. Los resultados positivos: no poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área. 5.7

FORMULARIOS Y REGISTROS

Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de “secreciones”, asignándole el número correlativo interno del cuaderno. 5.8 REFERENCIA  Arancibia H, Francisco et al. Diagnóstico de neumonía asociada a ventilación mecánica. Rev. chil. infectol., 2001, vol.18, supl.2, p.41-57. ISSN 0716-1018.

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5.9. FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA

ASPIRADO ENDOTRAQUEAL CUANTITATIVO. MUESTRA

Diluir en cantidad igual con suero fisiológico (Dil. ½)

Agitar por 2 minutos en Vortex, con perlas de vidrio

Mezclar 100uL de muestra con 9.9 mL de suero fisiológico (Dil. 1/100).

Sembrar 100uL en placa de agar sangre y placa de McConkey (Dil. 1/10).

Sembrar 10uL en placa de agar sangre y McConkey (Dil. 1/100).

Estriar por toda la superficie con asa tipo rastrillo. Incubar a 35ºC por 18-24hrs.

Recuento de las colonias

Recuento de las colonias

1 colonia= 2000 UFC/ml

1 colonia= 20000 UFC/ml

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6.

COPROCULTIVO

6.1

OBJETIVO

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Estandarizar la realización de coprocultivo para poder identificar en materia fecal Microorganismos patógenos causales de infecciones gastrointestinales. 6.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Pacientes con diarrea aguda a la presencia de deposiciones líquidas o acuosas, generalmente en número mayor de tres en 24 horas y que dura menos de 14 días. 6.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas en la sección de bacteriología es el Tecnólogo Médico. 6.4 TERMINOLOGIA  Estandarizar: Se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una actividad de manera standard o previamente establecida.  Infección: Es el término clínico para la colonización de un organismo huésped por especies exteriores, el organismo colonizador es perjudicial para el funcionamiento normal y supervivencia del huésped, por lo que se califica al microorganismo como patógeno.  Microorganismos patógenos: Son los microorganismos que originan infección. 6.5

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

6.5.1 FUNDAMENTO Las técnicas de coprocultivo se basan en la búsqueda de patógenos, que se desarrollan en medios de cultivo selectivo diferenciales, como agar McConkey, agar XLD y agar TCBS. También en medios especiales como el agar Campylobacter. A partir de colonias típicas, sospechosas, se realizan identificaciones bioquímicas, serológicas y estudios de sensibilidad, cuando corresponda. 6.5.2 TIPO DE MUESTRA Las muestras pueden ser Torulado rectal o sonda rectal. Las muestras deben venir en medio Cary-Blair. 6.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Medio de transporte Cary Blair.  Porta objetos esmerilados.  Placas con medio de cultivo agar Mc Conkey Sorbitol.

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 Placas con medio de cultivo agar XLD.  Placas con medio de cultivo agar TCBS.  Placas con medio de cultivo agar Campylobacter.  Tubos 14 x 14 con caldo peptonado pH 8.6.  Suplemento antibiótico Campylobacter.  Sobres productores de atmosfera de microaerofilia. Reactivos: - Antisuero para Escherichia coli entero hemorrágico: O157.  Antisueros para Shigella: A, A1, B, C, D.  Antisueros para Salmonella: A, B, C1, C2, D, E.  Cristal violeta de uso en Microbiología.  Bicarbonato de sodio 1 %. Equipos:  Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.  Microscopio corriente.  Estufa de cultivo a 42ºC. 6.5.4 PROCEDIMIENTO -Sembrar la muestra en agar McConkey sorbitol, XLD. Incubar 18-24 hrs. a 35ºC. -Con la tórula, realizar una extensión en un portaobjetos. Teñir este frotis mediante la tinción VB (Cristal violeta/bicarbonato) para la búsqueda de Campylobacter. Guardar la tórula en el medio Cary-Blair. -Observar el frotis al microscopio con aceite de inmersión. Si existen bacilos curvos con forma de gaviota, sembrar la muestra en agar Campylobacter e incubar en estufa a 42ºC (sección preparación de medios), en jarra de microaerofilia con Campygen por 48 horas. Verificar que la temperatura sea la indicada. -Diariamente se sembraran para cultivo de Vibrio, muestras elegidas al azar: una muestra pediátrica y una muestra de adulto. (Vigilancia de laboratorio de Vibrio colera según Decreto Supremo Nº 158 y la Circular de Vigilancia y control de Cólera B51/41) -Para el cultivo de Vibrio spp. Al siguiente día, se debe emulsionar la tórula previamente guardada en caldo peptonado a pH= 8,6 para realizar el estudio de Vibrio spp. Incubar el caldo por 6 horas a 35ºC. -Luego del tiempo de incubación, aspirar la zona superior del caldo con una pipeta Pasteur e inocular una placa de agar TCBS y sembrar. Incubar por 18-24 horas a 35ºC. -Después del tiempo señalado para las respectivas placas, realizar pruebas bioquímicas y estudio de sensibilidad a las colonias sospechosas.

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6.6

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INFORME DE RESULTADOS

Los resultados negativos: Se informan a las 48 horas, informar “No hubo desarrollo de Salmonella, Shigella, Yersinia enterocolitica, Campylobacter.”, y Escherichia coli Enterohemorrágica y Vibrio (cuando es realizado). Los resultados positivos: No poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área. En caso de aislar cepas de Salmonella spp., Shigella spp., Escherichia coli enterohemorrágica, Campylobacter spp., Vibrio spp.,se debe enviar al ISP. Las especificaciones técnicas y formularios para procedimiento de envío de cepas,están disponibles en www.ispch.cl. 6.7 FORMULARIOS Y REGISTROS Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de coprocultivo, asignándole el número correlativo interno del cuaderno. 6.8

REFERENCIA

 Mota F., Gutiérrez C. Diarrea aguda. PAC P-1, Parte B Libro 4. Academia Mexicana de Pediatría. http://www.drscope.com/  CHOICE Study Group. Multicenter, randomized, double-blind clinical trial to evaluate the efficacy and safety of a reduced osmolarity oral rehydration salts solution in children with acute watery diarrhea. Pediatrics 2003; 107:613-8.

Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2 Fecha: 02 JULIO2014

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6.1 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA

Estudio de Vibrio

Guardar tórula en medio CaryBlair

Muestra en Medio Cary-Blair

Sembrar en agar Mc Conkey Sorbitol y XLD

Emulsionar tórula en caldo peptonado pH 8.6

Incubar por 6 horas a 35º C

Frotis para tinción VB

Estudio de Campylobacter

Bacilos en forma de alas gaviotas (curvos) Sembrar en agar Campylobacter

Incubar 18-24 h a 35º C

Aspirar zona superior del caldo con pipeta Pasteur

-Pruebas Bioquímicas

Sembrar en agar TCBS

-Estudios de sensibilidad

Incubar en jarra con sobre Campygen por 48 h a 42º C

-Serología

-Pruebas Bioquímicas Incubar 18 – 24 h a 35º C Pruebas Bioquímicas Vibrio

-Estudio de sensibilidad Enviar cepas al ISP (Ver anexo)

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7.

TINCIÓN VB

7.1

OBJETIVOS

Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2 Fecha: 02 JULIO2014 Versión: 0 Vigencia:02 JULIO 2019 Página: 30 de 128

Estandarizar el procedimiento de observación de bacilos curvos o con forma de gaviotas sugerentes de Campylobacter spp. 7.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Pacientes que posean dolor abdominal, fiebre y diarrea, con presencia de mucus y sangre. 7.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para la tinción VB es el Tecnólogo Médico. 7.4

TERMINOLOGIA

 Estandarizar: se conoce como estandarización al proceso mediante el cual se realiza una actividad de manera standard o previamente establecida. 7.5

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

7.5.1 FUNDAMENTO Se basa en la tinción especial para observar bacterias del genero Campylobacter a través del colorante cristal violeta y agregando bicarbonato de sodio, que permitirá la correcta observación de la bacteria. 7.5.2 TIPO DE MUESTRA Las muestras pueden ser torulado rectal o sonda rectal, estas deben venir en medio CaryBlair. 7.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Porta objetos esmerilados.  Cubreobjetos de 24x50.  Receptáculos para transporte de muestras.  Cámara húmeda.  Aceite de inmersión. Reactivos:  Cristal violeta.  Bicarbonato de sodio.

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Equipos:  Microscopio. 7.5.4 PROCEDIMIENTO -Realizar un frotis a la muestra de deposición y dejar secar a temperatura ambiente. -Teñir la preparación anterior con el colorante cristal violeta y bicarbonato de sodio por partes iguales, durante un minuto. -Lavar con agua corriente y secar a temperatura ambiente. -Leer con lente de inmersión, buscando formas típicas de Campylobacter spp. -En caso de observar formas típicas, se procederá a sembrar la muestra en Agar Campylobacter y se incubará en atmósfera microaerófila, a 42ºC por 48 Hrs con sobre Campygen. -Posteriormente se identifica la cepa y se realiza estudio de sensibilidad respectivo. 7.6

INFORME DE RESULTADO

Resultados positivos: se informa como Campylobacter con su respectiva especie y sensibildad y va incluido dentro del informe del coprocultivo solicitado al paciente. No poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área. Resultados negativos: se informa dentro de los resultados de coprocultivo negativo a las 48 Hrs. 7.7

FORMULARIOS Y REGISTROS

Como el estudio de Campylobacter forma parte del examen del coprocultivo, no es necesario ingresarla en forma separada. Por lo tanto una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de coprocultivo, asignándole el número correlativo interno del cuaderno. 7.8

REFERENCIAS

 “Manual de diagnostico bacteriológico en el laboratorio clínico”, Instituto de Salud Publica de Chile 1994.

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7.9 FLUJOGRAMA DE LA MUESTRA

TINCIÓN VB

Hacer un frotis a las muestra de deposición y secar.

Agregar colorante cristal violeta y bicarbonato de sodio.

Lavar con agua y secar.

Observar con lente de inmersión (100x).

Registrar resultados.

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8

LEUCOCITOS, ROTAVIRUS Y ADENOVIRUS EN DEPOSICION.

8.1

OBJETIVOS:

Diagnóstico rápido de microorganismos presentes en deposición, que pueda estar provocando una diarrea aguda. 8.2

ALCANCE/CAMPO DE APLICACIÓN:

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Pacientes que posean diarrea aguda o diarrea que tenga un periodo de evolución prolongado. 8.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION:

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para la técnica de análisis de deposición en diarreas agudas es el Tecnólogo Médico. 8.4

DESARROLLO DE PROCEDIMIENTO LEUCOCITOS FECALES, ROTAVIRUS Y ADENOVIRUS

8.4.1 FUNDAMENTO Leucocitos fecales: observación microscópica en muestras de deposición. Rotavirus y Adenovirus: determinación de antígenos virales por medio de inmunocromatografía nos indicaría el agente etiológico de la diarrea aguda del paciente. 8.4.2 TIPO DE MUESTRA Deposición por emisión espontánea y deposición obtenida por sonda rectal. En ambos casos la deposición viene en un frasco de polietileno limpio. 8.4.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Pipetas de transferencia estériles.  Porta objetos esmerilados.  Cubreobjetos de 24x50.  Receptáculos para transporte de muestras. - Tubos plásticos o tubo de vidrio tipo Khan Reactivos  Kit para determinación de Rotavirus y adenovirus.  Hayem B Equipos:  Microscopio.

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8.4.4 PROCEDIMIENTO Rotavirus y Adenovirus: -Para la identificación de rotavirus y adenovirus se debe hacer por la técnica de inmunocromatografía, véase inserto de técnica presente en el kit cromatográfico según marca. Leucocitos fecales: -Con una paleta de madera, o plástica, tomar una pequeña cantidad de muestra de heces, preferentemente de la zona con mucosidades y depositar en un tubo plástico o vidrio. -Agregar aproximadamente 5 gotas de Hayem B y homogenizar con un palo de madera o plástico. -Depositar gota con homogeneizado y cubrir la preparación con un cubreobjeto, -Observar la preparación al microscopio con aumento de 10x, buscando leucocitos, y con 40x para confirmar. 8.5

INFORME DE RESULTADOS

-En el caso de los leucocitos fecales se realiza por medio de cantidad, informando por medio de cruces. 3+ = Abundante Cantidad. 2+ = Moderada Cantidad. 1+ = Escasa Cantidad. -En el caso de rotavirus y adenovirus en deposición se interpreta como positivo o negativo dependiendo el resultado del kit cromatográfico. Tanto los resultados positivos como los negativos se informaran durante la misma jornada, en un periodo menor a 24 horas. 8.6 FORMULARIOS Y REGISTROS Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de “Leucocitos fecales y rotavirus”, asignándole el número correlativo interno del cuaderno. 8.7 REFERENCIAS  Biomerieux, kit vikia Rota-Adeno.

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8.8 FLUJOGRAMA LEUCOCITOS FECALES

Leucocitos fecales

Tomar muestra, preferentemente la zona mucosa

Depositar en tubo plástico o vidrio con tapa

Agregar 5 gotas de Hayem B al tubo y homogeneizar

Depositar 1 gota de la preparación en portaobjeto cubrir Observar al microscopio con aumento 10X y 40X

Registrar resultados

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9

CLOSTRIDIUM DIFFICILE EN DEPOSICION

9.1

OBJETIVO

Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2 Fecha: 02 JULIO2014 Versión: 0 Vigencia:02 JULIO 2019 Página: 36 de 128

Detección oportuna de Clostridium difficile en pacientes hospitalizados. 9.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Pacientes hospitalizados que estén en tratamiento con antibióticos (especialmente betalactámicos, clindamicina y cefalosporinas); inmunodeprimidos, pacientes en edad avanzada, con desnutrición calórica proteica, con uso de antiácidos, intervención quirúrgica sobre tracto gastrointestinal y previo contacto con pacientes positivos.

9.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas en la sección de bacteriología es el Tecnólogo Médico. 9.4

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

9.4.1 FUNDAMENTO El ensayo para la detección de toxinas A/B de Clostridium difficile es una prueba automatizada para uso en los equipos de la familia VIDAS que permite la detección cualitativa de las toxinas A y B en muestras de materia fecal por la técnica ELFA (Enzyme-Linked Fluorescent Assay). 9.4.2 TIPO DE MUESTRA Muestras de materia fecal que vienen en recipientes limpios con cierre hermético. Las muestras de materia fecal recogidas en formol o PAF (utilizado en los coproparasitológicos), no son adecuadas para este ensayo. 9.4.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Guantes  Pipeta automática 300 ul  Puntas desechable  Tubos eppendorf  Bastoncillos o asas Reactivos: - Kit para C.difficile Toxin A y B (CDAB) Equipo: - VIDAS

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Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2 Fecha: 02 JULIO2014 Versión: 0 Vigencia:02 JULIO 2019 Página: 37 de 128

9.4.4 PROCEDIMIENTO Para el procesamiento de las muestras, resultados, calibraciones, interpretación y control de calidad ver el Manual del Kit. para C.difficile Toxin A y B (CDAB) 9.5

INFORME DE RESULTADOS

Tanto los resultados positivos como los negativos se informaran durante la misma jornada, en un periodo menor a 24 horas. 9.6

FORMULARIOS Y REGISTROS

Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de coprocultivo en la pestaña de Clostridium, asignándole el número correlativo interno del cuaderno. 9.7

REFERENCIAS

 Barlett,JG.;et al.1978. Antibiotic-associated pseudomembranous colitis due to toxinproducing Clostridia.New England Journal of Medicine.298:531-534  Vidas C.difficile Toxin A y B (CDAB) Biomerieux. Ref: 30118.

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10.

ESTUDIO DE FLUJO VAGINAL

10.1

OBJETIVO

Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2 Fecha: 02 JULIO2014 Versión: 0 Vigencia:02 JULIO 2019 Página: 38 de 128

Diagnosticar microorganismos que se encuentren en el flujo vaginal. En pacientes pediátricos, Haemophilus y Streptococcus pneumoniae adquieren un rol significativo, en esta localización. En pacientes mayores, tienen importancia, Gardnerella vaginalis, Trichomonas vaginalis, especies de Candida, Bacilos Gram negativos, Streptococcus agalactiae, Neisseria gonorrhoeae. 10.2

ALCANCE

Personal Tecnólogo Medico y Técnico Paramédico de la sección de Bacteriología del hospital regional de Rancagua. Se indica el cultivo de secreción, con fines diagnósticos para pacientes femeninos que presenten alteraciones a nivel vaginal, tanto hospitalizadas como pacientes ambulatorios. 10.3

RESPONSABLE DE SU ELABORACION Y ACTUALIZACION

El responsable de la elaboración y actualización de las técnicas, protocolos y capacitaciones desarrolladas para las técnicas de cultivo de secreciones biológicas es el Tecnólogo Médico. 10.4

TERMINOLOGIA

 ITS: infección de transmisión sexual. 10.5

DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO

10.5.1 FUNDAMENTO El estudio microbiológico de secreción vaginal, permite el estudio de las bacterias involucradas en procesos infecciosos, permitiendo descartar si es producto de una Infección de transmisión sexual (ITS) o por colonización bacteriana. 10.5.2 TIPO DE MUESTRA Normalmente, esta muestra puede venir tomada en medio de transporte Stuart o en un tubo con suero fisiológico. Más información de la muestra remitirse al “Manual de toma de muestra de Microbiología” 10.5.3 MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS Materiales:  Tubos con medio de transporte Stuart.  Tubos con suero fisiológico estéril.  Porta objetos esmerilados.

MANUAL DE PROCEDIMIENTOS BACTERIOLOGIA

Código: SMC-MP-C1/AOC 1.3.2 Fecha: 02 JULIO2014 Versión: 0 Vigencia:02 JULIO 2019 Página: 39 de 128

Reactivos:  Tinción de GRAM.  Placas de Agar Sangre.  Placas de Agar Chocolate.  Placas de Agar Candida (cromógeno).  Placas de Agar Mc Conkey.  Placas de Agar Thayer Martin. Equipos:  Estufa de cultivo microbiológico a 35ºC.  Microscopio corriente.  Jarra con vela. 10.5.4 PROCEDIMIENTO -Numerar tubo con medio de transporte o suero fisiológico (muestra), placas, y portaobjetos a utilizar. -Sacar tórula del medio de transporte o con pipeta Pasteur si viene en suero fisiológico y sembrar en placa de Agar Sangre, Agar Chocolate y Agar Candida. -Con la misma tórula, o pipeta Pasteur realizar frotis en portaobjeto esmerilado, estéril. Dejar secar. -Dejar la muestra que viene en suero fisiológico, para observación del directo al fresco, en microscopio corriente. En caso de venir tomado en tórula con Stuart, se puede hacer una emulsión con suero fisiológico rotando la tórula en éste. - Observar en microscopio corriente la muestra al fresco. -Incubar placas en estufa de cultivo a 35ºC por 18 a 24hrs. en atmósfera normal. La placa de Agar Chocolate se incuba en microaerofilia (tarro con vela), en estufa a 35ºC. -Si se solicita estudio de Gonococo, en la orden médica, se procede a sembrar una placa de Thayer Martin, y se incuba en microaerofilia, en estufa de cultivo a 35ºC, por 18-24 hrs. -Una vez seco el portaobjeto con el frotis, proceder a realizar Tinción de Gram. -Secar portaobjeto teñido, en estufa de cultivo. Leer en microscopio corriente. -Revisar las placas después de 18-24 hrs. de incubación. Realizar búsqueda de colonias de patógenos en las placas de medio de cultivo. En caso de no haber desarrollo, proceder a incubar las placas en estufa de cultivo a 35ºC, por otras 18-24 hrs. -Informar la o las bacterias patógenas encontradas, con identificación hasta género y especie, junto al estudio de sensibilidad antimicrobiano respectivo.

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10.6

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INFORME DE RESULTADOS

Los resultados negativos: Se informan a las 48 horas, desde su ingreso a la unidad de bacteriología. Los resultados positivos: No poseen un tiempo específico definido, debido a la variabilidad de cada caso en particular y factores externos que no dependen de los profesionales del área. 10.7

FORMULARIO Y REGISTROS

Una vez llegada la muestra e ingresada al sistema informático, pegar la etiqueta autoadhesiva con código de barras (la cual trae el nombre, RUT y procedencia del paciente) al cuaderno de “flujos vaginales”, asignándole el número correlativo interno del cuaderno. 10.8 REFERENCIA  Anderson M, Karasz A, Friedland S. Are vaginal symptoms ever normal? A review of the literature. MedGenMed. 2004;6(4):49.  Eckert LO, Lentz GM. Infections of the lower genital tract: vulva, vagina, cervix, toxic shock syndrome, HIV infections. In: Katz VL, Lentz GM, Lobo RA, Gershenson DM, eds. Comprehensive Gynecology. 5th ed. Philadelphia, Pa: Mosby Elsevier; 2007:chap 22.  Sanfilippo JS. Vulvovaginitis. In: Kliegman RM, Behrman RE, Jenson HB, Stanton BF, eds. Nelson Textbook of Pediatrics. 18th ed. Philadelphia, Pa: Saunders Elsevier; 2007: chap 549.  Spence D, Melville C. Vaginal discharge. BMJ. 2007; 335:1147-1151.

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10.9 FLUJOGRAMA SECRECIÓN VAGINAL

Secreción vaginal Muestra tomada en:

Suero fisiológico y/o medio de transporte Stuart. Sembrar en: -

Si hay sospecha de gonococo:

Sembrar en agar Thayer Martín e incubar a 35ºC por 18-24hrs en microaerofilia.

POSITIVO

Pruebas bioquímicas y estudio de sensibilidad.

Agar sangre Agar Candida. Agar McConkey (