UNIVERSIDAD VERACRUZANA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

Técnicas de necropsia en animales domésticos

TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:

Trabajo práctico educativo

COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

PRESENTA:

Eduardo Jair Sánchez Názer

ASESOR:

Mc MVZ Justino Figueroa Velarde

VERACRUZ, VER.

Junio, 2011

DEDICATORIA. A mi madre, por creer y apoyarme en todo momento, y por jamás darte por vencida, siempre dándome ánimos y echándome porras. Lo logramos mamá. Y mi padre que ya no está entre nosotros, te quiero y siempre te recordaré, gracias por haber influenciado en mí este amor por la medicina y la ciencia. Emilio hermano siempre has estado a mi lado, has creído y has estado orgulloso de mi, siempre me has recordado que en ti tengo un amigo fiel. A mi amado Jínxy, por estar a mi lado tantos años, compañero inseparable. Daniel mi querido “Sancho panza” gracias por estar a mi lado, brindarme tu amistad en momentos de locas ideas, por haberme enseñado que el mejor amigo de lo puedes encontrar en la persona menos esperada, que en ocasiones el silencio es indicador que no hay mucho que decir. Eres un hermano para mí. Haydeé “Bicho raro” gracias por siempre estar con migo por ser mi compañera en tantas aventuras y por entenderme a pesar de lo que pase, siempre serás mi amiga y cómplice, y aunque tú no lo lograste yo lo hice por ambos. Para esos amigos entrañables sin los cuales no sería quien soy. Abisai, Gloria, Selene, Mariana, Justino, Chaco, Joaquín, gracias por brindarme su amistad y por estar a mi lado y pasar tantos momentos gratos. Hay tantas personas a quienes quisiera dedicar este trabajo y tan poco espacio… Para todas esas personas que no he podido mencionar.

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AGRADECIMIENTOS. A mi alma máter, y a mi facultad, que a través de estos años ha sido como un hogar y una fuente de inspiración, que me ha dado una profesión y un modo de vida. ¡Pene, glande y escroto…Como Veterinario no hay otro! A todos aquellos profesores que vertieron en mí sus conocimientos, gracias por darme el más preciado de los tesoros. Para mi asesor de trabajo recepcional e incansable amigo Mc MVZ Justino Figueroa Velarde, por estar en todo momento guiándome, dando ideas y por qué no, haciendo notar los errores. Por ser un modelo a seguir, confiar y poner las manos al fuego por mí…Mil gracias. A mi jurado MVZ Arturo Moreno Loyo y MVZ Rosa María Cordero Pulido, por invertir en mi trabajo recepcional su tiempo y conocimientos. Gracias a todas aquellas personas que hicieron posible la realización de este trabajo recepcional, tanto permitiendo la realización de necropsias en sus preciados animales, como apoyando y acompañándome durante tantas noches de desvelo. A mi madre y hermano por preocuparse por mí, por apoyarme y darme ánimos cuando las cosas se ponían difíciles, creer y tener fe en que sacaría adelante esta investigación.

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INDICE GENERAL 1) Introducción……………………………………………………..……………......7 2) Antecedentes…………………………………………………………..………...9 3) Justificación………………………………………………………………………13 4) Objetivos………………………………………………………………………....15 5) Material y métodos…………………………………………..….………………16 6) Métodos de eutanasia. a) Generalidades…………………………………………………………….....18 b) Métodos físicos………………………………………………………..……..29 c) Métodos químicos……………………………………………..……………..37 7) Preparativos para la necropsia. a) Lugar de la necropsia………………………………………..………………41 b) Ropa, instrumental y otros…………………………………..………………44 c) Material para tomar muestras………………………………….…………...45 d) Desinfectantes……………………………………………………..………….46 8) La necropsia. a) Reseña……………………………………………………………..…………..50 b) Historia clínica…………………………………………………….……………50 c) Técnica de necropsia……………………………………………….………...52 d) Técnicas de necropsia por especies. i) Rumiantes………………………………..………………………………...58 ii) Porcinos………………………………………..…………….……………..62 iii) Aves…………………………………………..…………………….……….66

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iv) Canideos y felinos………………………………………………….……….67 v) Equinos………………………………………………….……………………70 e) Cambios postmortem………………………………………….………..….……72 f) Inspección de órganos aparatos y sistemas……………………………...…..87 g) Pesaje y medición de órganos………………………………………………..104 h) Enucleación de ojos………………………………………….….......………...110 i) Extracción de medula espinal……………………………………….…..……111 j) Glándulas endócrinas……………………………………….….….…….…….112 k) Examen de la medula hematopoyética………………………...……….……114 l) Nódulos linfoides………………………………………………………….……114 9) Material y métodos para la toma de muestras. a) Generalidades………………………………………………………..……..…115 b) Selección de muestras………………………………………………………..119 c) Material y métodos para exámenes…………………………………………120 d) Obtención de líquidos…………………………………………………………130 10) Ejemplo de un protocolo de necropsias. a) Hoja de hallazgos macroscópicos…………………………..…..…………...132 11) Conclusiones…………………………………………………..………………….143 12) Recomendaciones……………………………………………..…………………143 13) Literatura citada………………………………………………..………………….144

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INDICE DE CUADROS. a) Cuadro # 1. Mecanismo de acción de los agentes eutanásicos…………...21 b) Cuadro # 2. Clasificación de agentes eutanásicos por sus características de administración……………………………………………………………...…25 c) Cuadro # 3. Eutanásicos recomendados y no recomendados para las diferentes especies………………………………………………………………26 d) Cuadro # 4. Posiciones a la necropsia por especies…………………….…..52

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INTRODUCCION La palabra necropsia proviene de las voces griegas νεκρóς /nekrós/ “cadáver” y ὂψις /òpsis/ “observar”, que significa “observar un cadáver”. Entonces podemos deducir que es el procedimiento técnico y científico de disección anatómica de un animal después de su muerte para dilucidar la causa misma (Moreno, 2006). En esta investigación bibliográfica se encontrará la información actualizada y específica relacionada con: historia clínica, importancia de la necropsia y del diagnóstico, métodos de eutanasia, descripción de lesiones, cambios postmortem, elaboración de un protocolo de necropsias y reporte preliminar así como también manejo y envío de muestras. En la actualidad aunque es una herramienta muy usada, la metodología en muchos de los casos no es la correcta, por lo cual termina obstaculizando el hallazgo e identificación de los cambios post-mortem, de tal manera que es indispensable la realización de protocolos de necropsia que estén a la mano del médico veterinario para que la realización de esta técnica sea la adecuada facilitando así el diagnóstico. Esto le permitirá al profesionista realizar una necropsia completa, rápida y sistemática. Se deberá siempre tener en cuenta el riesgo de manipular material de riesgo para la salud propia o de quienes nos rodeen y la posibilidad de adquirir una zoonosis no deberá nunca ser subestimada (Montesinos, 2003.).

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Es importante mencionar que la necropsia se efectúa constantemente en el campo por lo que es una herramienta fundamental, ya que a partir de esta se puede inferir un diagnóstico y así determinar medidas profilácticas o terapéuticas.

Hay que recordar que en la necropsia se seleccionan cuales muestras son canalizadas a

diferentes procedimientos de diagnóstico y obviamente al

diagnóstico histopatológico, por lo que si son tomadas correctamente ayudarán a emitir un diagnóstico confiable (Moreno, 2006).

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ANTECEDENTES La necropsia es un examen sistemático de los órganos y tejidos en un cadáver para determinar la causa de la muerte, el grado de enfermedad o lesión, el efecto de la terapia o la identificación de alguna condición patológica no determinada antemortem (De Aluja; 2002). La necropsia es un procedimiento de diagnóstico que facilita el manejo y control de muchas enfermedades. Realizada con habilidad, minuciosidad, espíritu de observación y unida a la inteligente interpretación de los hallazgos postmortem, más el sentido común, dará un alto grado de apoyo a quien la realice; para esto requiere del conocimiento general y especial de la patología de órganos, aparatos y sistemas. Demanda también el conocimiento de la normalidad de los órganos y la identificación de los cambios postmortem que eventualmente se produzcan (Odriozola, 2004). El interés por asomarse al interior del cuerpo se observa desde las sociedades más antiguas;

sin

embargo,

fue hasta el

siglo

XIX

fue cuando alcanzó plena sistematización. A fines del siglo VI a.c. los primitivos centros de formación de los médicos griegos se hallaban en Crotona, Cirene, Cnidos, Cos, Rodas y Elea; en ellos se enseñaba fundamentalmente nociones de anatomía, apoyadas probablemente en la disección de animales, así como conocimientos sobre semiología, farmacología y cirugía (Velásquez, 1991).

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En el año 2002, se realizó el documento llamado Técnicas de necropsias en animales domésticos, donde se aborda una guía para llevar a cabo estudios postmortem en los animales domésticos. Con la intención de sustituir una experiencia adquirida por medio de la observación directa de los cambios que producen los múltiples agentes etiológicos en el animal (De Aluja; 2002). Para alcanzar el objetivo de una necropsia, que es explicar la causa de la muerte, es preciso establecer un método de trabajo que el veterinario debe seguir en forma rutinaria. (De Aluja; 2002). En Cuba, Hurtado en el 2008 ha realizado un estudio en el cual describe la situación de Cuba y algunos países estudiados, es interesante darnos cuenta de el panorama ante el cual nos encontramos, en dicho documento especifican cifras de las necropsias realizadas durante varios años, en tal investigación, el autor cita “Cada vez se hacen menos autopsias en el mundo y su utilización en la docencia también es menor”. En España por su parte se han hecho estudios sobre la importancia de la necropsia como nos lo narra el DVM Juan Vicente González Martín en su artículo “La necropsia la última oportunidad de saber que le paso a la vaca”, en donde nos dice: “Normalmente no es una práctica demandada por el ganadero, la excepción serían los casos en los que el propietario piensa que su práctica puede ser una prueba en caso de posibles litigios o bien en casos de muerte súbita de varios animales al mismo tiempo”, de tal manera que podemos interpretar como un problema real y no solo de nuestro país sino del mundo entero. A su vez nos cita:

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“No es realizada por muchos veterinarios debido a la falta de experiencia, de método y de equipo adecuado, o bien por falta de tiempo”. En un manual de necropsias realizado por la MVZ Blanca Rosa Moreno C. en el 2009 de la Universidad Nacional Autónoma de México, nos dice que es importante tener en cuenta que la necropsia no se lleva a cabo simplemente para exponer lesiones y tomar muestras, sino que en cada necropsia, se deben establecer las relaciones estructurales y relevantes de los cambios encontrados. Por otra parte Moreno afirma, (citado por Gazquez, 1988) “Probablemente nada sustituye a la necropsia como poderoso instrumento de control de calidad, prevención y protección de salud pública”. De aquí que deriva su importancia práctica”. También las necropsias se llevan a cabo con otros fines, por ejemplo: en la investigación de substancias tóxicas, fármacos, agentes microbiológicos entre otros. Se usa además con fines legales para que puedan obtenerse argumentos en la demanda contra alguna empresa, médicos y otros particulares (Kielbach, 1983; citado por Moreno, 2006). En México la Secretaría de agricultura y Ganadería elaboró el documento “Manual de laboratorio de diagnostico; Técnicas de necropsia”, a cargo del MVZ. Benjamín Jara Guillén; en el cual cita a E. Benbrook “La necropsia es un mensaje de sabiduría del muerto a los vivos”. Dicho manual es una prueba que las técnicas de necropsia en México se han establecido desde hace ya algún tiempo; y como dice el autor “La medicina 11 | P á g i n a

que se practica en los animales es una medicina colectiva” y es la razón por la cual le da la importancia debida a las necropsias.

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JUSTIFICACIÓN En los últimos años hemos sido testigos de los impresionantes cambios que en la medicina han ocurrido impulsados, principalmente, por el progreso de los conocimientos genético-moleculares; sin embargo, los médicos, aún hoy, manejamos, o debemos manejar, en nuestra práctica profesional habitual, dos herramientas que han probado su eficacia durante cientos de años y no han sido desplazadas del todo: la historia clínica y la necropsia (Valencia, 2008). Otro aspecto relevante de el desarrollo de este trabajo recepcional es que la necropsia detecta posibles focos de epidemia y proporciona información para la toma de decisiones en los planes que contengan su propagación y logren su erradicación, además de aportar material para la investigación biomédica (Hurtado, 2008). El creciente número de jóvenes que acuden a las escuelas de Medicina Veterinaria y Zootecnia y la sobrecarga de los planes de estudio, con frecuencia impiden que en las sesiones de prácticas se logren afianzar los conocimientos y que se adquieran las destrezas necesarias; durante sus años dedicados a la enseñanza de la Patología Veterinaria y de convivir con los estudiantes, ha sentido la falta de una guía que complemente la enseñanza y facilite el aprendizaje de los pasos a seguir para poder formular un diagnóstico post-mortem. Existe mucha literatura al respecto pero se encuentra dispersa y no siempre al alcance del alumno (De Aluja; 2002).

13 | P á g i n a

Debido a la falta de información sobre

técnicas de necropsias en la

Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana, y a la necesidad de que los futuros MVZ aprendan la importancia de la realización de protocolos de necropsias es que se decidió abordar dicho tema para la realización de esta investigación en su modalidad de trabajo recepcional.

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OBJETIVOS Objetivo general.  Ofrecer al lector las bases para realizar una necropsia en forma sistemática, en los animales de tipo doméstico, de manera que se facilite establecer un diagnóstico final.

Objetivos específicos.  Ofrecer información en la cual se cite, la manera adecuada de revisión e inspección de los diferentes aparatos, órganos y tejidos de un cadáver.  Ofrecer información sobre el reconocimiento de los órganos

con

lesiones, en comparación de los que no tienen cambios patológicos aparentes y elaborar el protocolo de necropsia.

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MATERIAL Y MÉTODOS

Capítulo 1 Métodos de eutanasia. I.

Generalidades.

II. Métodos físicos. III. Métodos químicos. Capítulo 2 Preparativos para la necropsia. I.

Lugar de la necropsia.

II.

Ropa, instrumental y otros.

III. Material para muestras. IV. Desinfectantes. Capítulo 3 La necropsia. I. Reseña. II. Historia clínica. III. Técnicas de la necropsia. IV. Técnica de necropsia por especies. V. Cambios postmortem. VI. Inspección de órganos, aparatos y sistema. VII. Pesaje y medición de órganos. VIII. Apertura de la cavidad craneana, extracción y Examen del encéfalo.

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IX. Enucleación de ojos. X.

Extracción de médula espinal.

XI.

Glándulas endocrinas.

XII. Examen de la médula ósea hematopoyética. XIII. Nódulos linfoides.

Capítulo 4 . Material y métodos para la toma de muestras. I. Generalidades. II. Selección de muestras. III. Material y métodos para exámenes. IV. Obtención de líquidos. Capítulo 5 Ejemplo de un protocolo de necropsias. I. Hoja de hallazgo macroscópico. II. Hoja de diagnóstico macroscópico.

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1.- METODOS DE EUTANASIA. a) Generalidades La eutanasia es el acto de inducir la muerte sin dolor con la menor “angustia” para el animal que va a ser sacrificado, y las personas presentes (NOM-033-ZOO 1995). Eutanasia significa muerte sin dolor. El término de sacrificio humanitario, se usa específicamente

para darles muerte a los animales en rastros o para el

sacrificio de emergencia. Los dos términos implican que la forma de muerte debe provocar ni ansiedad, ni dolor y todos los médicos veterinarios tienen la obligación ética ineludible de respetar este principio (De Aluja, 2002). En el trabajo de investigación elaborado por la Secretaría de agricultura y ganadería podemos analizar el avance de la tecnología y de la preocupación por la elaboración de nuevos métodos de sacrificio que nos lleven a un punto mucho más apegado a lo que significa eutanasia (Jara, 1969). La sensación de dolor es iniciada por daño o estímulo intenso en cualquier parte del cuerpo. En los tejidos los receptores del dolor reaccionan en respuesta a las sustancias que son liberadas cuando estos se lesionan. Sustancias como la histamina, angiotensina, serotonina, prostaglandinas, bradicininas, trifosfato de adenosina y los iones de hidrógeno y potasio; son liberados en los tejidos lesionados estimulando a los receptores del dolor (Moreno, 2006).

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En la actualidad podemos clasificar los métodos de eutanasia en dos, los cuales se aplican tomando en cuenta, entre otros, la especie animal y la disponibilidad del equipo; el primero de ellos en base a sus características de administración: (De Aluja, 2002). 1. Métodos físicos. a. Métodos físicos mecánicos. b. Métodos físicos eléctricos. 2. Métodos químicos.

El segundo de ellos se describirá en base a su mecanismo de acción: 1. Hipoxia directa o indirecta. 2. Depresión directa de neuronas vitales. 3. Daño físico o concusión del tejido cerebral. Un animal inconsciente no experimenta dolor debido a que su corteza cerebral no está funcionando. Cuando la corteza cerebral se torna disfuncional por cualquier causa como puede ser la hipoxia, depresión por drogas, choque eléctrico o concusión, no se experimenta dolor (Moreno, 2006). En un animal inconsciente los estímulos que provocan dolor van

a

desencadenar respuestas reflejas, manifestadas por movimientos motores; los movimientos de un animal no son interpretados como indicadores de recepción dolorosa a nivel de corteza cerebral y en cambio un animal puede experimentar 19 | P á g i n a

dolor aunque no ocurra ningún movimiento corporal en respuesta a los estímulos dolorosos; este es el caso de la aplicación de las drogas paralizantes como: Curare, succinilcolina, gallamina, pancuronio, nicotina o decametonio. Estos agentes paralizantes de músculo no deprimen a la corteza cerebral o tálamo y por lo tanto no se pueden considerar como agentes eutanásicos. Resumiendo, un método adecuado de eutanasia debe de actuar siempre en la corteza cerebral, tornándola disfuncional, para que no pueda haber percepción del dolor (Moreno, 2006). Los principios con los que deben cumplir dichos métodos son los siguientes: 1. No debe causar dolor ni angustia, ni poner en peligro al operador. 2. Debe ser confiable. 3. Debe ser rápido. 4. Debe ser sencillo y seguro de aplicar. 5. Si es posible, su costo no debe ser excesivo. La selección del método de eutanasia en cualquier situación; depende de: 

La especie animal.



Las formas de control que estén al alcance.



Cantidad de personal.



Número de animales a sacrificar.



Factores económicos.



Propósito con que se sacrifica. En último caso es importante considerar que los animales sacrificados para consumo humano no 20 | P á g i n a

deben tener residuos químicos en su carne como resultado del sacrificio con sustancias químicas (NOM-033-ZOO-1995). Cuadro # 1 Mecanismo de acción de los agentes eutanásicos. (Moreno, 2006).

Agentes hipoxicos. Agente

Sitio de acción

Clasificación Hipoxia

Comentarios

Monóxido de

Se combina con la

La inconsciencia es

carbono

hemoglobina de los

rápida y persiste la

glóbulos rojos,

actividad muscular

impidiendo su

después de la

combinación con

inconsciencia.

oxígeno. Cianuro de

Inhibe la enzima

Hipoxia

La inconsciencia es

hidrógeno

citocromo oxidasa C

Histotóxica

rápida y persiste la

de la cadena

actividad muscular

respiratoria.

después inconsciencia.

Descompresión

Reducción de la

Hipoxia

La inconsciencia es

rápida

presión parcial de

Hipóxica.

rápida y persiste la

oxígeno.

actividad muscular después de la inconsciencia.

Inhalación de

Reducción de la

Hipoxia

Es rápida. Persiste la

21 | P á g i n a

nitrógeno

presión parcial de

Hipercapnia.

oxígeno

actividad muscular después de la inconsciencia.

Agentes depresores directos de neuronas. Agente

Sitio de acción

Gases

Depresión directa de

anestésicos

corteza cerebral (C.C.)

Clasificación Hipoxia

Comentarios Primero inconsciencia. No hay ansiedad, dolor o actividad motora. La respiración cesa por depresión.

Éter,

Estructuras

Depresión de centros

Posible

cloroformo

subcorticales vitales

vitales.

movimiento

halotano

(E.S.C.)

involuntario después de la inconsciencia.

Dióxido de

Depresión directa de

Hipoxia

La inconsciencia

22 | P á g i n a

carbono

C.C. E.S.C. y centros

La respiración cesa

ocurre primero y

vitales. Depresión

por depresión de los

generalmente no

directa del miocardio.

centros vitales.

hay actividad muscular.

Derivado del

Depresión directa de

Hipoxia

La inconsciencia

ácido

C.C., E.S.C. y centros

La respiración cesa

es rápida, puede

barbitúrico

vitales

por depresión de los

presentar leve

centros vitales.

ansiedad o excitación. La administración es intravenosa o intracardiaca.

23 | P á g i n a

Agentes físicos (Producen daños físicos directo a las neuronas).

Agente

Sitio de acción

Clasificación

Comentarios

Electrocutación

Depresión directa del

Hipoxia

Contracciones

a través del

cerebro y centros

Por

musculares violentas.

cerebro

vitales (al mismo

depresión de

tiempo)

centros vitales.

Bala de rifle o

Concusión y lesión

Hipoxia

Inconsciencia

pistola de

directa del tejido

Por

instantánea; puede

émbolo oculto

cerebral

depresión de

haber actividad motora

centros

después de la

vitales

inconsciencia.

Irradiación con

Inactividad directa de

Hipoxia

Solo se usa en

microondas

enzimas cerebrales

Causa final

animales de laboratorio

(ultrasonido)

de la muerte

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Cuadro # 2 Clasificación de agentes eutanásicos por sus características de administración (Moreno, 2006). Pistola o fusil con bala. Mecánicos

Pistola de émbolo oculto. Pistola de émbolo cautivo.

 Físicos

Dislocación de la nuca. Eléctricos

 Químicos

Electrocutación.

Barbitúricos. Barbitúricos mezclados con hidrato de cloral, sulfato de magnesio, T61 (solución Anestésica). Anestésico inhalado (cloroformo, Éter), Monóxido de carbono. Bióxido de carbono.

Los agentes eutanásicos recomendados o rechazados para el sacrificio humanitario de los animales varían según los distintos investigadores, lo que significa que se requiere de mayor investigación sobre alguno de ellos. (NOM-033ZOO.1996)

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De acuerdo con la Asociación Americana de Médicos Veterinarios (AVMA), los siguientes métodos son recomendados o no para las distintas especies animales.

Cuadro # 3 Eutanásico recomendado y no recomendado para las diferentes especies. Especie

Porcino.

Agentes eutanásicos

Agentes eutanásicos

recomendados

no recomendados

Pistola de émbolo o

Pistola o fusil con bala.

concusión.

Dislocamiento de nuca.

Sistema eléctrico

Anestésicos inhalados.

Anestésicos con

Barbitúricos.

combinaciones de hidrato de cloral y sulfato de magnesio.

Bovino

Pistola de émbolo o

Pistola o fusil con bala.

concusión.

Dislocamiento de nuca.

Sistema eléctrico.

Anestésicos inhalados.

Anestésicos con

Barbitúricos.

combinaciones de Hidrato de cloral y sulfato de magnesio. Ovino y caprino

Mismos métodos que se

Mismos métodos no

26 | P á g i n a

recomienda para el

recomendados para el

cerdo.

cerdo, excepto barbitúricos.

Equino

Canideo

Mismos métodos que se

Mismos métodos que no

recomiendan para

se recomiendan para el

bovino.

bovino.

Barbitúricos

Bióxido de carbono

Hidrato de cloral +

Pistola de bala

premeditación de

Dislocación de nuca

tranquilizante.

Monóxido de carbono

T-61 (Anestésico) Anestésico inhalado Felino

Mismos métodos que el

Método eléctrico.

canino.

Mismos métodos no recomendados en caninos.

Conejo

Golpe en la nuca.

Mismos métodos no

Anestésico inhalado.

recomendados en

Descompresión rápida.

felinos.

Monóxido de carbono.

27 | P á g i n a

Ave

Dislocamiento de nuca.

Método eléctrico.

Anestésico inhalado.

Barbitúricos.

Descompresión rápida.

Pistola.

Guillotina (rápido)

28 | P á g i n a

b) Métodos físicos. Dentro de la gama de métodos físicos mecánicos podemos encontrar: Pistola o fusil con bala. Este sistema implica cierto riesgo, ya que la bala puede rebotar si se realiza dentro de un local (De Aluja, 2002). Armas con bala expansiva. Las balas se desintegran inmediatamente después del disparo, explotando en la cavidad craneana al haber atravesado los huesos del cráneo (De Aluja, 2002). Pistola de émbolo oculto (Stunner). Esta pistola se acciona con cartuchos que impulsan un émbolo de metal

el que regresa al mango inmediatamente

después del disparo. Al penetrar por los huesos del cráneo produce un pequeño orificio en ellos. Es uno de los métodos más comunes, ya que es fácil, de bajo costo y produce una insensibilización instantánea. Al caer el animal debe procederse inmediatamente al sangrado por medio de un corte de las venas yugulares (De Aluja, 2002). Pistola de concusión. También opera con cartuchos, pero el émbolo es de punta roma, de modo que no penetra a la masa encefálica, sino produce una insensibilización por medio de una conmoción cerebral. Después de la caída del animal debe procederse inmediatamente al sangrado (De Aluja, 2002). En el perro debe mantenerse la cabeza inmóvil sujetándola por la nuca con una mano, si el animal es agresivo deberá ser necesario colocarle un bozal. Se trazarán dos líneas imaginarias que van del ángulo externo de los ojos a la base

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de las orejas. Con una mano se apoya la pistola a 1 cm al lado del punto donde se cruzan las dos líneas imaginarias y la línea media, para evitar la cresta ósea que corre a lo largo de la frente. La pistola se inclina de tal modo que el émbolo siga la misma dirección que la espina dorsal. Para la eutanasia de perros son preferidos los métodos químicos, como con barbitúricos (De Aluja, 2002). En los équidos la pistola se apoya en el centro de la frente, más debajo de la línea que une a las bases externas de la oreja, recordando que el encéfalo se encuentra en la parte superior de la cabeza (De Aluja, 2002). En los bovinos adultos se apoya la pistola en la frente en un punto donde se cruzan dos líneas imaginarias, trazadas desde la base de los cuernos hasta el ángulo externo del ojo contrario. En el caso de las razas cebuinas, que tienen el cráneo muy convexo, el lugar del disparo debe ser arriba de este punto. Otro sistema que se utiliza, es colocar la pistola atrás de la protuberancia occipital, dirigiendo el émbolo hacia adelante, en dirección hocico (De Aluja, 2002). En los becerros se apoya

la pistola en la línea media de la frente,

ligeramente más abajo que en los bovinos adultos, pues los jóvenes tienen la parte alta del cerebro muy poco desarrollada (De Aluja, 2002). El método de la “puntilla”, muy usado todavía en los países en los que no existen leyes para evitar el sufrimiento innecesario a los animales, no debe recomendarse porque aunque produce parálisis del animal, no lo insensibiliza, ya que no lesiona al encéfalo ni interrumpe la circulación sanguínea al no cortar las arterias intervertebrales (De Aluja, 2002). 30 | P á g i n a

En ovejas y cabras sin cuernos, éstas se insensibilizan apoyando la pistola en la parte más alta de la cabeza, dirigiendo el embolo hacia la garganta. En los animales con cuernos se coloca la pistola detrás y en la mitad de la elevación que corre entre los cuernos, dirigiéndola hacia el hocico. Es importante recordar usar cartuchos potentes en animales

como ovejas y corderos pesados (De Aluja,

2002). En verracos y cerdas adultas se deben utilizar cartuchos de máxima potencia. El método para sacrificio de cerdos es insensibilizarlos apoyando la pistola en la mistad de la frente, 2 cm por encima de una línea imaginaria que une los ojos (De Aluja, 2002). Para animales pequeños como conejos, ratas, ratones y aves domésticas, los métodos físico-mecánicos que se recomiendan son manuales o por medio de instrumentos de metal o de madera (“desnucador”), que

pueden hacerse

fácilmente. Consiste en una tira de madera de 40 cm de largo, 5 cm de ancho y 1 cm de grosor, con un extremo adaptado para que pueda ser cómodamente tomado con la mano. En cada lado de la madera se fija una tira de metal de 28 cm de largo por 0.5 cm de ancho y de un grosor de 1 cm (De Aluja, 2002). Otro instrumento útil, especialmente para ratas y ratones, es la guillotina que decapita a los animales. Su uso puede ser indispensable en los casos en los que son necesarios estudios de microscopía electrónica para los que no es posible usar medios químicos de eutanasia por las alteraciones celulares que producen (De Aluja, 2002).

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En los conejos, el animal debe ser sujetado de las extremidades posteriores, de manera que la cabeza del animal quede colgando. Con otra mano extendida o con el desnucador se aplica un golpe que debe ser fuerte y seco (De Aluja, 2002). Para ratas y ratones el sistema de eutanasia más rápido es la guillotina. Otro método puede ser la dislocación del cuello, generalmente llevado a cabo en ratones y ratas jóvenes. El animal se coloca sobre una superficie donde pueda sujetarse y se detiene por la cola. Cuando trata de ir hacia delante, se coloca a través del cuello un palito redondo de aproximadamente medio centímetro de diámetro o un lápiz, y se ejerce fuerte presión. Con un rápido tirón de la cola de dislocará la nuca (De Aluja, 2002). En las aves el método más común es la dislocación del cuello. El animal se sujeta con una mano por los tarsos con la cabeza colgando y se mantienen contra la cadera del operador. La cabeza se sujeta con los dos primeros dedos de la otra mano detrás del cráneo y con el pulgar debajo de la parte inferior del pico. El cuello se extiende mediante un tirón fuerte y rápido hacia abajo, de modo que quede dislocado entre las regiones cervical y occipital. También es posible el uso de la guillotina (De Aluja, 2002). Aunque la ejecución de tales maniobras en estas especies es un poco desagradable deben ser realizadas por operadores con habilidad y decisión, ya que producen muerte instantánea (De Aluja, 2002). También podemos hacer uso de los métodos físicos eléctricos: 32 | P á g i n a

Choque eléctrico. Para insensibilizar a un animal por medio de este sistema es de primordial importancia que la corriente eléctrica atraviese el encéfalo ya que, si esto no sucede, el animal quedará paralizado o inmovilizado, pero no inconsciente. Por tanto, el método usado en algunos lugares, que consiste en pasar la corriente por medio de un cable y dos pinzas, conectadas una en el labio y otra en el ano del animal, es totalmente

incorrecto y debe ser prohibido y

cambiado por métodos más humanitarios (De Aluja, 2002). En documentos referidos al año de 1969 se hace referencia a que este método es el más accesible y fácil de usar, se realizaba con alambre eléctrico aislado con una longitud de 3 a 4 metros, se colocaban en las puntas terminales de las llamadas “caimanes” y en el otro una clavija común. Se aplica una corriente de aproximadamente 110-120 volts (Moreno, 2006). En varios países, especialmente en las universidades de la Gran Bretaña, existen programas de investigación para establecer los mejores métodos de eutanasia por medio de la electricidad para las diferentes especies animales (De Aluja, 2002). El óptimo resultado eléctrico depende en gran parte del uso correcto de: 1. Amperaje: La medida de la cantidad de corriente eléctrica. 2. Voltaje: La presión eléctrica que mueve la corriente a través de la cabeza y del encéfalo. 3. Resistencia: El grado que impide el flujo de la corriente a través de barreras materiales como por ejemplo el hueso, el pelo o la lana. 33 | P á g i n a

Un aturdimiento efectivo depende de una corriente que es forzada a través de la resistencia formada por la piel, los pelos, la lana o los huesos. La corriente tiene que ser de un amperaje suficiente para interrumpir la actividad normal del encéfalo y producir inconsciencia (De Aluja, 2002). El tiempo entre el intervalo del aturdimiento y el sangrado debe ser lo más rápido posible, en ningún caso mayor a 30 segundos. En particular en los casos de aturdimiento eléctrico, existe el peligro que el animal se recupere antes de haber perdido la mayor parte de su sangre y que despierte antes de haber completado la maniobra (De Aluja, 2002). Cuando el aturdimiento por electricidad se efectúa correctamente, el animal sufre contracciones tónicas y clónicas. Las primeras duran de 10 a 20 segundos, y se caracterizan por contracción de los miembros pélvicos, que se flexionan hacia el cuerpo. Durante las segundas contracciones que duran 15 a 45 segundos, se observan movimientos de carrera y un relajamiento gradual. Si el sangrado no se efectúa antes del final de las clónicas, existe el peligro que el animal recupere la conciencia (De Aluja, 2002). El sistema eléctrico se considera efectivo y da resultados satisfactorios en cerdo y pequeños rumiantes. Para estas especies existen pinzas eléctricas que hacen pasar una cantidad conocida de electricidad de un lado a otro del encéfalo por medio de electrodos que se deben colocar en un punto determinado de ambos lados de la cabeza (De Aluja, 2002).

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En equinos y bovinos adultos el punto donde deben ir los electrodos se encuentra aproximadamente 5 cm arriba de cada ojo, sobre una línea imaginaria que vaya del ojo a la base de la oreja o del cuerno (De Aluja, 2002). En cerdos y pequeñas especies, los sitios correctos son ambos lados de la cabeza en el vértice de un ángulo recto formado por una línea vertical que parte de la base de la oreja a una línea horizontal que sale del borde superior de la trompa o del hocico (De Aluja, 2002). La intensidad de la corriente eléctrica utilizada depende del peso del animal: 1. 90 kg o menos, 240 V, 2 amp. 2. 90-130 kg, 400 V, 4 amp. 3. 130 kg o más, 600 V, 6 amp. Durante la electrocutación se presentan tres fases. La primera aparece cuando se aplica la corriente, el animal flexiona los miembros pélvicos hacia adelante y cae al suelo. En la segunda, estos miembros se extienden y el animal hace movimientos de locomoción. En la tercera se presentan contracciones espasmódicas de los miembros pélvicos y entonces debe procederse rápidamente al sangrado, ya que si se trabaja con lentitud el animal puede recuperarse. El ganado bovino permanece inconsciente aproximadamente durante tres minutos y la respiración reaparece un minuto después de la aplicación de la corriente, lo que favorece el sangrado (De Aluja, 2002). Para que la insensibilización por medio de la corriente eléctrica sea efectiva, deben aplicarse las siguientes recomendaciones: 35 | P á g i n a

1. Revisar los electrodos con regularidad para asegurar que estén siempre limpios. 2. La piel donde van a ser colocados los electrodos debe estar limpia, libre de exceso de grasa y lodo y humedecida con agua. 3. Es preferible que los animales no coman durante 8-12 horas antes de aplicar la corriente; sin embargo, deben tener acceso al agua. 4. Los electrodos siempre deben ser aplicados en el lugar correcto para tener la seguridad que la corriente pase por el encéfalo. En general, deben seguirse las instrucciones del fabricante del instrumento eléctrico que se use. Paro cardiaco. Consiste en colocar electrodos en la cabeza y columna dorsal, encima del corazón. La corriente produce inconsciencia y paro cardiaco al mismo tiempo, el sangrado es efectivo si se efectúa de inmediato (De Aluja, 2002).

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c) Métodos químicos. Se basan en la administración de agentes anestésicos que producen inconsciencia, fallo cardiovascular, respiratorio y muerte. Debido a la posibilidad de que se produzcan errores en la dosificación o administración y el animal pueda recuperarse, siempre hay que confirmar la muerte con otros métodos como por ejemplo la lesión irreversible del corazón. En roedores y animales pequeños esta lesión puede realizarse con unas tijeras, seccionando el corazón o los grandes vasos situados en la parte posterior del tórax. Agentes químicos que produzcan la muerte sin una inconsciencia previa, no son aceptados (agentes paralizantes, cloruro potásico, etc.) (Moreno, 2006). Agentes inhalatorios: son todos aquellos agentes que pueden suministrarse en forma gaseosa. Se emplea preferentemente en animales de pequeño tamaño, como los roedores introducidos en cámaras o cajas con el gas. Los agentes seleccionados deben ser tolerados por los animales para que no produzcan estrés ni convulsiones previas a la inconsciencia. No se recomiendan en recién nacidos por su tolerancia a la hipoxia. En cualquier caso la muerte será confirmada. Los anestésicos más adecuados son los halogenados como el halotano o el isoflurano. El primero es más barato y tolerado que el segundo, pero ambos actúan rápidamente en la mayoría de las especies, sobretodo en roedores. En el conejo no se utiliza; la inhalación de estos agentes resulta desagradable en esta especie y pueden producir angustia y sufrimiento por hipoxia. El isoflurano es el más adecuado cuando se quiere mantener inalterado el metabolismo hepático (De Aluja, 2002). 37 | P á g i n a

Dióxido de carbono: es uno de los agentes más utilizados para la eutanasia de animales pequeños. Cuando se suministran concentraciones de CO2 superiores al 60%, se produce inconsciencia a causa del efecto anestésico de concentraciones

altas de este gas sobre el cerebro; las concentraciones

superiores al 70% son las empleadas para producir la muerte. Este método puede producir ansiedad y estrés en los animales, especialmente cuando respiran CO2 al 100%. Los métodos sugeridos para reducir el malestar previo a la muerte son la administración de flujos rápidos de CO2 o bien llenar la cámara previamente de este gas y también la administración simultánea de oxígeno (33% del flujo de CO2 + O2) parece reducir los signos de malestar. En especies de tamaño medio, como gato, perro o cerdo, y en peces y otros animales de sangre fría, no se recomienda esta técnica porque produce excitación o una inducción a la inconsciencia demasiado larga. Cuando se administra CO2, los animales se deben ubicar en la zona inferior de una cámara. Esta cámara no tiene por qué estar cerrada, ya que el CO2 pesa más que el aire y se deposita en la zona inferior de la misma. Pero sí es conveniente colocar una rejilla o tope en la zona superior, para que los animales no puedan trepar, y así evitar la inhalación del CO2. Existen equipos disponibles comercialmente que proporcionan este gas con mayor sencillez y efectividad. El CO2 sólo o mezclado con O2 en diferentes proporciones, se comercializa en botellas a alta presión, siendo inocuo una vez liberado en el aire. (De Aluja, 2002). Monóxido de carbono: aunque químicamente se parece al CO2, el monóxido de carbono se combina con la hemoglobina e impide que el oxígeno

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sea transportado por ésta, produciendo hipoxia. Es un gas inodoro e incoloro, siendo adecuado su uso en animales pequeños, ya que los animales de mayor tamaño pueden presentar vocalizaciones. Los animales se introducen en cámaras selladas con una concentración del 6%. Resulta muy peligroso para el hombre si es inhalado accidentalmente (De Aluja, 2002). Barbitúricos: Estos deprimen de manera reversible la actividad de todos los tejidos excitables, aunque no todos se ven afectados a una misma dosis o concentración; p.ej., el SNC es extremadamente sensible, por lo que cuando se administran barbitúricos en dosis sedantes o hipnóticas casi no se afectan los músculos esqueléticos, cardiacos o lisos. La vía de administración recomendada es intravenosa; si no es posible la vía intraperitoneal puede ser usada. La dosis debe de ser usada al doble de la usada para la anestesia (Sumano, et al., 2006). Sulfato de magnesio: Se aplica en forma de solución acuosa concentrada (80%) por vía endovenosa. El ion magnesio deprime uniformemente todas las partes del sistema nervioso central. La inyección debe ser rápida, es un método útil para pequeñas especies. Tiene la desventaja de que para producir la muerte, son necesarios por lo menos 250ml. De la solución, cantidad que es difícil introducir con la suficiente rapidez (De Aluja, 2002). Hidrato de cloral: Produce depresión cerebral y reducen la excitabilidad refleja aunque no totalmente en el caballo. Se emplean las vías endovenosa o rectal (Sumano, et al., 2006).

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Cloroformo y éter: Se usan sobre todo para animales de laboratorio. En un recipiente bien cerrado se coloca un algodón empapado con una de las dos sustancias y se introduce al animal, el que debe permanecer en el recipiente el tiempo suficiente para que después de anestesiado muera (Sumano, et al., 2006).

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2.- PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA. a) Lugar de la necropsia. La necropsia es un procedimiento que implica un alto peligro de contaminación del ambiente (agua, locales, alimentos, praderas), otros animales y al hombre. En base a esto se debe escoger un lugar donde el peligro de contaminación pueda reducirse a un mínimo, considerando al lugar elegido siempre como una zona séptica o contaminada (Moreno, 2006). En algunas especies la necropsia es bastante compleja, así el lugar debe brindar el mayor número de facilidades para el manejo del cadáver durante y después de la necropsia, por lo que preferentemente de sebe enviar al animal a un laboratorio especializado para realizar necropsias. En los animales pequeños, por la facilidad de transportarlos se puede hacer una mejor selección del lugar, sobre todo si hay necesidad de improvisarlo (Moreno, 2006). Para la selección del lugar de construcción de una sala de necropsias debemos tener en cuenta:  Que haya el menor contacto posible entre el paso de animales y personas, que no estén en contacto con bodegas de alimentos o medicamentos; pero sin que este lugar esté demasiado alejado de los corrales.  Que el desagüe no se comunique con los canales de agua comunes.  Que el piso y las paredes estén hechos de un material que permita la limpieza y desinfección fácil.  Que haya agua. 41 | P á g i n a

En caso de que no exista un lugar específico para la realización de la necropsia debemos observar:  Si posteriormente a la necropsia, van a entrar animales sanos al lugar donde se efectuó, preparar una buena cama de paja para colocar el cadáver, ya que es fácil eliminarla quemándola; o en su defecto se puede usar algún material plastificado o una bolsa de plástico dependiendo del tamaño del animal.  Que exista una forma sencilla y cercana de eliminar el cadáver.  Que el lugar esté lo más alejado posible del tránsito de animales.  Que haya agua, pero vigilar que si ya está contaminada no afecte arroyos, lagos, pozos etc.  Que el piso sea de superficie dura y lisa.  Que haya sombra en el lugar. Sala de necropsia: El diseño debe hacerse pensando en facilitar las buenas medidas de higiene, ventilación e iluminación. La entrada de insectos debe evitarse por medio de mallas de alambre en las ventanas. Las lámparas de luz ultravioleta ayudan a controlar la contaminación bacteriana y otros agentes. La mesa de necropsia y demás muebles, deben ser de un material que permita fácil lavado, de preferencia acero inoxidable o en su defecto, granito pulido. Las mesas para pequeñas especies deben contar con llaves de agua y un drenaje amplio. Para necropsias en grandes especies es ideal

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una mesa hidráulica, pero si no se dispone de ella se trabaja en el piso o colgando al cadáver de los miembros pélvicos de una barra (De Aluja, 2002). Es conveniente que se construya un pasillo o manga para los bovinos y los equinos que lleguen vivos, de manera que este servirá como cajón de sacrificio. Por medio de un riel en el techo y un polipasto, el cadáver se llevará al lugar de la necropsia o al refrigerador. Este último no debe faltar en una sala de necropsias y debe de ser de tamaño considerable para que puedan almacenarse tanto pequeñas como grandes especies. El destino de las aguas debe ser estudiado y resuelto por un ingeniero sanitario. Además es de vital importancia la existencia de un incinerador contiguo a la sala; para evitar el riesgo de contaminación lo que es particularmente peligros en el caso de las enfermedades infecciosas, en especial las exóticas (De Aluja, 2002). Necropsia en el campo: En el campo es difícil de llevar a cabo las recomendaciones referidas anteriormente y el Médico Veterinario debe aplicar su criterio y se ve en la necesidad de elegir la manera más adecuada

para

seleccionar el lugar donde se efectuará la necropsia, la eliminación del cadáver, etc. (De Aluja, 2002). Debe seleccionarse una superficie dura, de preferencia cemento o en su defecto de tierra plana y lisa, alejado del tránsito de personas o animales, y de vehículos. Si el tamaño del animal lo permite, es una práctica adecuada, colocarlo sobre una tela de plástico o de hule grande, lo que facilitará su remoción para su destrucción. Para enterrar el cadáver se necesita abrir un hoyo a una profundidad

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mínima de un metro. Una vez colocado dentro, se le cubre con cal viva antes de taparlo con tierra. El sitio donde se entierren los cadáveres debe ser un lugar donde no se vaya a trabajar la tierra ni cerca de mantos acuíferos.

b) Ropa instrumental y otros. Antes de hacer la necropsia, se debe asegurar la existencia de material para la desinfección del sitio de la misma y para los instrumentos de trabajo para después de realizarla. Son útiles los desinfectantes usuales, como los cuaternarios de amonio, cresoles

y compuestos clorinados. Existe una gama de instrumental

específico y adaptado para realizar necropsias, pero basta de un cuchillo y una chaira para efectuar una buena necropsia; así la falta de material específico no debe ser pretexto para no realizarla en forma correcta. En casos ideales se dispone de dos diferentes cuchillos, uno recto con punta filosa, y otro curvo con punta redondeada. Estos deben estar muy bien afilados, pero el desarrollar la necropsia éstos van perdiendo filo por lo que es conveniente tener una piedra de afilar y/o chaira (Moreno, 2006). Las herramientas necesarias para la realización de una necropsia son:  Cuchillo y chaira o piedra de afilar.  Tijeras de disección; con punta roma.  Pinzas con y sin diente de ratón.  Sierra o segueta.  Hacha o costotomo. 44 | P á g i n a

 Bisturí.  Cincel.  Espátula.  Tijeras.  Estilete.  Sierra de carnicero. Uno de los factores que contribuyen a la seguridad personal es el uso y el mantenimiento de la ropa apropiada. Incluye batas u overoles de laboratorio que sean

usados exclusivamente para necropsias y lavados con frecuencia, de

preferencia al final de cada día de trabajo, de un mandil de hule o de plástico que cubra perfectamente el frente del cuerpo desde el cuello hasta las piernas y de botas de hule y otros zapatos de uso exclusivo en la sala de necropsias. Para grandes especies el uso

de botas y overol es indispensable. Siempre

debe

trabajarse con guantes de hule, preferiblemente de hule grueso. Y las manos enguantadas deben lavarse con frecuencia durante el trabajo y sumergirse en soluciones desinfectantes. Al finalizar el trabajo los guantes se deben esterilizar, ya sea por medio de una autoclave o con soluciones desinfectantes. El uso de cubrebocas es opcional en la mayoría de los casos, pero indispensable en aquellos donde se sospeche de enfermedades zoonóticas (De Aluja, 2002).

c) Material para tomar muestras.

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Es indispensable el material

para tomar muestras durante la necropsia, es

necesario tener tubos con formol (o con alcohol en su defecto), frascos limpios y otros estériles; frascos con anticoagulante, hisopos estériles, uno o dos mecheros, y equipo estéril de tijeras, pinzas y bisturí, ya que al tomar las muestras adecuadas coadyuvará en la obtención de resultados finales completos del caso (Moreno, 2006).

d) Desinfectantes. Ningún desinfectante es efectivo en presencia de grandes cantidades de materia orgánica, por lo que antes de aplicarlo siempre debe efectuarse el lavado cuidadoso con agua abundante, de preferencia caliente y con jabón. Para la desinfección de instrumental y guantes, lo más efectivo es el vapor bajo de 15 lb durante 15 min. Esto se hace en el autoclave o en una olla de presión de tipo casero (De Aluja, 2002). Los desinfectantes más usados son:  Grupo 1. Agentes tensoactivos (detergentes).  Detergentes aniónicos (jabones).  Detergentes catiónicos (compuestos de amonio cuaternario).  Surfactantes no iónicos.  Grupo 2. Alcoholes y aldehídos.  Alcohol etílico.  Formaldehído. 46 | P á g i n a

 Grupo 8. Ácidos y álcalis.  Cloro y derivados.  Hidróxido de cal o cal apagada.  Hidróxido de sodio.  Carbonato de sodio.  Fenoles.  Cresoles.  Halofenoles.  Grupo 9. Halogenados.  Yodo. Detergentes aniónicos (jabones). Se recomiendan especialmente para el lavado minucioso. Son capaces de destruir gérmenes patógenos y virus (Sumano, et al., 2006). Detergentes catiónicos (cloruro de benzalconio). Son potentes germicidas que

actúan

contra

gérmenes

grampositivos

y en

menor grado

contra

gramnegativos, algunos géneros de virus y hongos (Sumano, et al., 2006). Surfactantes no iónicos (polivinil pirrolidona). Se usa en combinación con el yodo (isodine). Son potentes

germicidas, especialmente contra brucelas,

estafilococos, estreptococos, y algunos virus (Sumano, et al., 2006). Alcohol etílico. Tiene marcada acción antibacteriana, pero muy débil sobre esporas. La concentración óptima es de 70 %. Puede usarse para la desinfección

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de manos, dejándolo actuar por lo menos dos minutos. No se recomienda para instrumental (Sumano, et al., 2006). Formaldehido. Es un gas de origen sintético y se encuentra en el comercio en solución a 40 % (formol o formalina). Los locales desinfectados

con

formaldehido deben de ser cerrados durante 24 h para evitar que se escapen los vapores (Sumano, et al., 2006). Cloro y derivados. El cloro es un elemento gaseoso y en forma de gas; sólo se usa para la desinfección de agua potable a una concentración de 0.5 ppm. Los derivados del cloro son de mayor aplicación, entre ellos los hipocloritos, que son sales del ácido hipo cloroso. Es útil para paredes, pisos y locales contaminados como las salas de necropsia, por su acción germicida y desodorante (Sumano, et al., 2006). Hidróxido de cal o cal apagada. Es la cal viva que se moja para apagarse. Mezclada con 4 volúmenes de agua, se obtiene la lechada de cal, usada para blanquear y desinfectar a la vez pisos, paredes, corrales, etc. (Sumano, et al., 2006). Hidróxido de sodio (sosa cáustica o lejía). Es yb sólido con 94 % de hidróxido de sodio y es un desinfectante muy eficaz. Debe usarse a 2 % en agua caliente o hirviendo. Destruye todos los virus de fiebre aftosa y fiebre porcina clásica, asimismo, bacterias patógenas (Sumano, et al., 2006).

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Carbonato de sodio. Se usa en solución a 4 % en agua. Desinfectante muy eficaz para equipo y ropa utilizados en brotes de enfermedades vesiculares, en especial fiebre aftosa (Sumano, et al., 2006). Fenoles. Este grupo comprende esencialmente al fenol (ácido fénico o ácido carbólico), a los cresoles (fenoles sintéticos: orto, meta y paracresol) y los halofenoles (hexaclorofeno). El fenol no se destruye en presencia de materia orgánica, es altamente bactericida a 2 % pero poco fungicida y no actúa bien contra esporas (Sumano, et al., 2006). Cresoles. Son tres veces más potentes que el fenol. Los mejores isómeros (orto, meta y paracresol) tienen

acción similar. En la práctica se emplea una

mezcla de los tres, el tricresol o simplemente cresol (Sumano, et al., 2006). Halofenoles. Se usan generalmente para la asepsia de la piel (Sumano, et al., 2006). Yodo. Los usos que le han dado son más como antisépticos y contrairritantes, que como desinfectante. El yodo elemental posee acción germicida y fungicida. Es uno de los germicidas más potentes, su acción es rápida, pero si se combina con materia orgánica se inactiva. El yodo destruye bacterias de todo tipo, incluso esporas bacterianas. Su acción germicida se debe a la liberación de oxígeno naciente (Sumano, et al., 2006).

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3. LA NECROPSIA a) Reseña. Esta se lleva a cabo desde la historia clínica pero el prosector (quien hace o ejecuta la necropsia) de la necropsia debe revisar la reseña del animal para que se evidencie que es el mismo animal. En la reseña van los datos generales del animal los cuales incluyen:  Especie  Raza  Sexo  Edad  Peso  Color  Señas particulares  Identificación  Función zootécnica. Además se debe anotar la fecha, hora del inicio de la necropsia y el número de caso que corresponda.

b) Historia clínica. La historia clínica constituye un elemento básico e importante para poder llegar al diagnóstico de los diferentes síndromes y enfermedades, debe dar una idea clara y amplia de las condiciones de vida y del proceso morboso de un individuo o de un grupo de animales (Moreno, 2006).

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Los datos que integran a una historia clínica se obtienen a partir del interrogatorio (anamnesis) al dueño y/o al encargado de la explotación y de la observación directa del Médico Veterinario que está trabajando en el caso (Moreno, 2006). El dueño o encargado no va a dar la información precisa que conoce acerca de los animales a su cargo si el Médico Veterinario no hace las preguntas adecuadas, tomando en cuenta la especie, el tipo de explotación y la Signología que se está presentando. En forma muy general la historia clínica debe de abarcar los siguientes aspectos: 1. La condición individual de los animales y la del ambiente. 2. Los antecedentes patológicos y/o hereditarios. 3. La signología de los animales en su estado actual (De Aluja, 2002).

En una forma más detallada la historia clínica debe de incluir los detalles de cada uno de los siguientes aspectos: 1. Identificación 2. Ambiente: a) Macro clima b) Micro clima 3. Signología del hato 4. Signología del individuo 5. Diagnóstico clínico (Moreno, 2006). c) Técnicas de la necropsia. Existen varias técnicas descritas por diferentes autores.

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Aunque cada patólogo tiene predilección por distintas técnicas, estas se verán modificadas de acuerdo a su diagnóstico ante-mortem, así mismo se recomienda seleccionar una metodología para usarla de manera rutinaria y metodológica. (De Aluja, 2002). En la medicina veterinaria se estudian diferentes especies con diferencias anatómicas muy marcadas, por lo cual la técnica empleada en cada una de ellas será modificada de acuerdo al animal que se pretende estudiar. En todas las especies la inspección de vísceras se realizará de manera similar. Cuadro # 4 Posiciones a la necropsia por especies. Especie Rumiantes

Posición Decúbito lateral izquierdo

Equinos

Decúbito lateral derecho

Resto de las especies

Decúbito dorsal

Inspección externa. Antes de realizar

Observaciones Permite la mejor apreciación de las vísceras abdominales Otorga una mejor apreciación in situ de todas las vísceras abdominales. Se logra perfectamente la inspección de vísceras abdominales.

los cortes

al cadáver debemos

realizar la inspección externa con detenimiento. Se inicia con el examen de la piel revisando su continuidad, color, elasticidad, consistencia y aspecto. Se examina el pelo tomando en cuenta su distribución, cantidad, implantación, aspecto; se revisa si existe presencia de parásitos externos. Subsecuentemente se revisan uñas,

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espacios interdigitales y cojinetes plantares, comprobando su integridad física; por último se revisan los orificios naturales:  Cavidad oral: la cual incluye lengua, paladar, dientes, encías.  Mucosa nasal.  Mucosa ocular.  Pabellón auricular.  Mucosa vaginal o prepucial.  Mucosa anal (Moreno, 2006). Incisión primaria. Se hace una incisión sobre la línea media desde la sínfisis mandibular hasta la sínfisis púbica; en caso de machos se rodea el prepucio, pene y testículos por ambos lados, para retraerlo caudalmente, si se trata de una hembra se deberá seguir por la línea media. Para fijar en posición al animal, la piel se separa del tejido subcutáneo y se cortan los músculos pectorales que fijan los miembros torácicos, para que así estos descansen sobre la mesa (desmembrado). Los miembros pelvicos se desarticulan a nivel coxofemoral, cortando los músculos de la pierna de craneal a caudal tratando de no cortar las arterias y venas femorales para evitar que la cavidad acetabular se llene de sangre e impida la adecuada observación de la superficie articular, ya incidida la cápsula articular se corta el ligamento redondo y se expone completamente la cabeza del fémur inspeccionándola al mismo tiempo (Moreno, 2006). En caso de animales machos, yeguas y hembras rumiantes adultas, el pene o la ubre se desprenden por medio de cortes alrededor de estos órganos. Para la

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separación de la piel, se efectúan cortes perpendiculares a la línea media en perros y gatos en cada región axilar y en las dos inguinales. En rumiantes y caballos los cortes se hacen sólo en el lado superior, ya que se recomienda que los rumiantes adultos se coloquen sobre su lado izquierdo y a los équidos sobre su lado derecho, como se mencionó. De esta forma la visualización e inspección de las vísceras abdominales podrá realizarse con facilidad, sin ser interferidas, según sea el caso, por rumen o ciego (De Aluja, 2002). Una vez en posición, se revisa tejido subcutáneo, tejido muscular y los nódulos

linfoides

explorables

(mandibulares,

cervicales

superficiales

o

preescapulares, subescapulares o axilares, inguinales en macho, mamarios en hembra y poplíteos); estos quedarán expuestos fácilmente, excepto cuando los animales tienen mucha grasa por lo que es importante localizarlos por medio de la palpación, desplazando la grasa para sentir la consistencia firme del nódulo linfoide, el poplíteo, en general es fácil de identificar sabiendo que se encuentra incidiendo la piel de la parte caudal de la rodilla (articulación femorotibiopatelar), en donde se encontrará un acumulo de grasa, dentro de la cual se localiza el nódulo linfoide (Moreno, 2006). Incisión secundaria. Se separa el músculo esternotirohideo de la tráquea iniciando el corte de la laringe y tratando de no lesionar la tráquea, la cual queda en su lugar; se sigue el corte hacia la parte caudal llegando a la entrada del tórax. Se levantan los músculos para ubicar la unión costocondral (cartílago de la costilla) y con el cuchillo se inciden estas articulaciones para levantar el esternón y exponer la cavidad torácica. Se continúa el corte a través de los músculos 54 | P á g i n a

abdominales hasta la región inguinal, quedando una tira pegada a la parte caudal de la región inguinal, la cual no se corta.

Hay que tratar de cortar la menor

cantidad de diafragma en esta etapa, para que, en caso de que exista líquido en alguna de las cavidades éste no fluya hacia la otra (Moreno, 2006).

Apertura de cavidades. Cavidades articulares. Se examinan preferentemente antes de abrir las cavidades viscerales. Se incide la piel y teniendo el miembro por examinar en flexión, se separan ligamentos para poder observar superficies articulares, membranas sinoviales, así como color y consistencia del líquido sinovial. Cuando es necesario examen de articulación de la tercera y segunda falange

se hace un corte

longitudinal a través del casco o de la pezuña, dividiéndolos en dos partes simétricas (De Aluja, 2002). Cavidad bucal, faringe y laringe. Por medio de cortes paralelos a lo largo de la parte interna de las ramas del maxilar inferior se llega a la cavidad bucal y se extrae la lengua jalándola en dirección del cuello; Se desarticulan los huesos hioides y se examinan la mucosa de la cavidad, los dientes, laringe y faringe, así como también las tonsilas y los nódulos linfoides. Jalando la lengua hacia atrás, se cortan los músculos del cuello, a lo largo del trayecto de la tráquea examinando tiroides y paratiroides. De este modo, se liberan tráquea y esófago, unidos a lengua y laringe, hasta la entrada a la cavidad torácica (De Aluja, 2002).

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Cavidad abdominal. Para la exposición de vísceras abdominales, se hace un corte siguiendo la línea media, de la apófisis xifoidea hasta la sínfisis pubiana. Durante este paso debe tenerse cuidado de no incidir estómago o intestino. Para ello es una buena práctica introducir el dedo índice y medio, levantando con ellos la pared abdominal y cortando entre los dos, siguiendo la línea media, con el filo del cuchillo hacia arriba o en animales pequeños, con la tijera, introduciendo la punta roma. Ahora se procede a cortar los músculos abdominales paralelos al borde de la última costilla, en los perros, gatos y cerdos de cada lado, en las demás especies sólo del superior. Es conveniente hacer otro corte de la sínfisis pubiana hasta la tuberosidad isquiática; el colgajo de pared

muscular así

obtenido, se replica hacia afuera (Moreno, 2006). Cavidad torácica. Con un cuchillo o bisturí se traza una línea de la última a la primera costilla, en perros y gatos de cada lado; en caballos y rumiantes del superior, lo más cerca posible de la columna vertebral, cortando músculos superficiales. Luego se procede

a cortar las costillas con costótomo, sierra o

hacha, siguiendo la línea previamente trazada.

Puede romperse las costillas

manualmente una por una a nivel de la articulación costocondrales. En grandes especies ahora procedemos a cortar el esternón con un hacha, para desprender totalmente la cavidad torácica, es necesario cortar parte del diafragma, y desprender con cuidado las adherencias del pericardio con el esternón. En este momento se procederá a la inspección de las vísceras torácicas (Moreno, 2006). Cavidad pélvica. Se abre una vez extraídas las vísceras abdominales. Con el objetivo de tener buena visibilidad, se recomienda hacer dos cortes, con sierra o 56 | P á g i n a

hacha, a cada lado de la sínfisis pubiana, atravesando pubis y arcada isquiática. También podemos practicar un solo corte por la línea de la sínfisis pubiana, pero produce resultados menos satisfactorios. En cerdos, la técnica para apertura de cavidades torácicas y abdominales puede ser modificada, ya que en ellos por lo general no se practica el desollamiento. Se procede a efectuar dos cortes, abarcando piel y músculos, del ángulo de cada rama de la mandíbula hasta la última costilla, siguiendo la línea de las articulaciones costocondrales. Con cuchillo o costotomo se corta a través de éstas, pudiéndose levantar ahora todo el colgajo de piel, músculos, esternón y fracciones de costillas. Se prolongan los cortes hechos sobre cavidad torácica a cada lado de la cavidad abdominal, uniéndose al llegar a la región pubiana. Y se retira el colgajo teniendo así abiertas cavidades torácicas y abdominales (De Aluja, 2002).

d) Técnica de necropsias por especies.

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i) Rumiantes. Para la realización de la necropsia, nos guiaremos por la técnica descrita por Ruager en 1969 para vacunos, ovinos y caprinos; mencionada por Bedotti en su trabajo “Técnica de necropsia en rumiantes”. En primer lugar se colocará el cadáver en decúbito lateral izquierdo, con el rumen hacia abajo.

Se efectúa un corte en la piel en línea recta desde el mentón hasta el ano, bordeando los genitales externos y la ubre.

Separaremos el cuero del lado derecho hasta la línea dorsal del animal, cortando en el miembro anterior los músculos subescapulares y en el posterior los músculos internos hasta llegar a la articulación coxofemoral y cortando el ligamento redondo, se voltean ambos miembros hacia dorsal del cadáver. Se retira la pared torácica y costal cortando desde el apéndice xifoide hasta la parte anterior de la sínfisis isquiopubiana, se continúa hacia la tuberosidad coxal siguiendo hacia delante por el borde de las apófisis trasversas de las vértebras lumbares hasta la última costilla. Desde allí se corta con un hacha hasta la parte superior de la primera cosesófatilla. Desde la parte inferior de la primera costilla se corta en línea recta hasta el primer corte efectuado en la región xifoidea. Aquí se puede ir cortando por la porción cartilaginosa de la unión de las costillas y el cartílago xifoide.

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Se corta el diafragma y se extrae todo en una sola pieza, la que nos servirá como un lugar limpio donde apoyar los órganos que vamos extrayendo. Es en este momento donde aprovechamos a observar los órganos, líquidos. Adherencias en órganos y parrilla costal, etc. y sacar muestras para bacteriología.

Examinamos las glándulas mamarias y ganglios retromamarios en la hembra o los genitales externos en el macho antes de comenzar con la extracción de órganos internos. Órganos torácicos: Examinamos primeramente el saco pericardio antes de extraer el corazón, evaluando la presencia de líquido, engrosamientos o adherencias. A continuación comenzamos la extracción de los órganos torácicos en su conjunto para lo cual realizamos dos cortes en los músculos sublinguales siguiendo las ramas internas de las mandíbulas y un corte transversal en los músculos situados en el vértice de unión de ambas ramas mandibulares.

Tomando la lengua, cortamos luego hacia atrás el cartílago hioides a ambos lados, el paladar blando y los músculos alrededor de la tráquea y esófago. Se extraen estos dos órganos conjuntamente con los pulmones y el corazón, aprovechando para examinar la tiroides, la paratiroides y el timo.

Es conveniente, antes de cortar el esófago, realizarle una atadura en el cardias para evitar la caída de contenido ruminal en la cavidad torácica.

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Órganos abdominales. Para separar intestino es conveniente comenzar o bien por cualquier asa del intestino delgado, separándolo del mesenterio hasta llegar al duodeno y la válvula ileocecal o bien comenzar por el asa central del colon espiroide desenrollando en asa doble y estirando todo el intestino. No es conveniente extraer toda la masa intestinal enrollada pues se pierden luego las referencias. Al llegar al píloro se corta y se ata. Hacia atrás se corta el recto lo más cercano al ano posible. A medida que se extrae el intestino se observan los nódulos linfoides mesentéricos. Si la vesícula biliar está muy dilatada, se probará su permeabilidad apretándola y mirando si sale bilis por la desembocadura del conducto colédoco. Se retira luego el hígado, los riñones y se revisan los uréteres antes de sacar los riñones, al igual que las glándulas adrenales.

Para extraer los órganos pélvicos se realizan dos cortes paralelos a la sínfisis isquiopubiana, extrayendo una porción de hueso y permitiendo así extraer los mencionados órganos. Los proventrículos se extraen todos juntos, haciendo un ojal en la pared dorsal del rumen para poderlo sostener con una mano mientras que con el cuchillo se van liberando los órganos.

Órganos abdominales.

Si el intestino ha sido correctamente extraído y

liberado del mesenterio, no habrá mayores dificultades para su inspección. Se abrirá con un cuchillo o una tijera en toda su longitud, registrando los cambios según la sección en la que se encuentre. Se tendrá especial atención. En la 60 | P á g i n a

válvula íleocecal por ser asiento de lesiones bastante específicas en algunas enfermedades, al igual que las placas de Peyer, que se evidencian desde la serosa.

El páncreas se revisará durante la extracción del intestino. El hígado se palpará en toda la superficie y se realizaran cortes paralelos atravesando todo el parénquima y se observará el aspecto de la superficie y los bordes.

Se abrirá la vesícula biliar observando

su contenido y superficie

mucosa. El abomaso se abrirá por la curvatura mayor desde el cardias hasta el duodeno. Se inspeccionará luego el retículo, el rumen (especialmente la zona de los pilares) y el omaso, retirando el material alimenticio y revisando entre las láminas.

Los riñones

se cortaran desde la curvatura mayor hacia el hilio,

observándose los cambios de coloración, relación entre corteza y médula, presencia de cálculos, etc. Se retirara la cápsula luego de cada mitad cortada Del riñón tomándola entre el cuchillo y el dedo índice por abajo y el pulgar por arriba. Se pondrá atención en la presencia de petequias, adherencias anormales de la superficie y otros cambios.

Antes de extraer el riñón es conveniente también revisar la glándula adrenal, observando particularmente la relación entre corteza y médula. Respecto a la vesícula, antes de abrirla se podrá retirar orina con una jeringa, registrando el 61 | P á g i n a

aspecto de la misma. Luego se observará la mucosa, el grosor de la pared, presencia de pólipos. Hemorragias, etc. Los uréteres se observarán por palpación en toda su longitud ante la sospecha de cálculos o posibles inflamaciones. Por último, se inspeccionarán los órganos sexuales, revisando los testículos en su lugar y haciéndolos deslizar por el escroto, luego se revisará epidídimo, especialmente en los carneros, y el parénquima testicular con dos o tres cortes.

En el pene y la uretra se tendrá especial cuidado en la región de la S peneana, por ser frecuente lugar de localización de cálculos. En la hembra se abrirá el útero y se registrará el estado de los ovarios (folículos, cuerpos lúteos, quistes, etc.) .

ii). Porcinos. Se debe realizar lo más pronto posible para evitar la presentación de cambios post mortem que impedirán un diagnóstico adecuado según las lesiones de la enfermedad que causó la muerte (Ortiz, 2008). En gran número de explotaciones porcícolas, los animales que mueren son eliminados sin que se les practique un estudio post-mortem, que busque conocer la posible causa de muerte. Animales con baja eficiencia productiva son generalmente eliminados de la piara y enviados al rastro, sin realizarles estudios o toma de muestras con el objetivo de demostrar o determinar el motivo de su baja eficiencia productiva. La mayoría de las enfermedades tienen un comportamiento subclínico, teniendo como principales causas: Fallas en el manejo, deficiencias

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nutricionales, medidas de higiene y de prevención de enfermedades inadecuadas. Éstas permanecerán ocultas, hasta que se estudien los efectos que producen en los animales (Ortiz, 2008). La colocación del animal puede variar. Generalmente en cerdos se utiliza la posición decúbito dorsal para animales jóvenes (lactantes o de transición) o de lado derecho cuando son de pesos mayores a 50 kilos (optativo). Una vez colocado el cadáver en la posición elegida, se realiza el examen externo, que incluye: Examinar la piel para identificar presencia de parásitos externos o lesiones, estado de hidratación, condición corporal, coloraciones anormales, etc. Hacer incisión por la línea media, desde el extremo anterior de la mandíbula hasta el año (De Aluja, 2002). Retirar la piel cortando el plexo axilar y de región inguinal del lado izquierdo. En el miembro posterior se desarticula la unión coxofemoral y se coloca el miembro en posición vertical al cuerpo. Se repite en el lado derecho, si fuese necesario (Ortiz, 2008). La necropsia no siempre permite llegar a un diagnóstico definitivo, por lo que se hace necesario tomar muestras para realizar examen histopatológico, microbiológico, virológico, parasitológico, toxicológico, etc., las cuales deben ser obtenidas de manera correcta (Ortiz, 2008). Abertura de la cavidad abdominal. Se corta la pared abdominal en la parte más dorsal de la última costilla o cerca de la apófisis xifoidea del esternón y se continúa el corte con dirección dorso caudal hasta la sínfisis púbica (Ortiz, 2008). 63 | P á g i n a

Desprender la lengua, tráquea, esófago y vísceras torácicas. Previamente se deben cortan las inserciones musculares a nivel mandibular de la lengua, esarticular el hueso hioides e ir cortando y traccionando caudalmente la lengua. Cortar las inserciones del cuello y torácica, extrayendo finalmente todo el conjunto de vísceras (incluye pulmones y corazón) (Moreno, 2006). Examen de los órganos de la cavidad torácica. Observar la lengua dorsal, lateral y ventralmente. Cortar el esófago en toda su longitud y desprender del conjunto de órganos (Moreno, 2006). Cortar de la misma forma la laringe, tráquea, bronquios hasta llegar a los bronquíolos. Cortar y desprender el pericardio. Examinar el corazón. Desprender el corazón de las demás vísceras. Cortar el ventrículo derecho a lo largo del tabique cardíaco desde el ápice y pasar a la aurícula derecha hasta la vena cava. El ventrículo izquierdo se abre en igual forma, continuando el corte hacia la arteria Aorta. Examinar el epicardio, endocardio, válvulas y vasos sanguíneos (De Aluja, 2002). Examen de los órganos de la cavidad abdominal. En el caso de los cerdos el aparato digestivo se extrae “in toto” e “in situ”. Se realiza una ligadura en el esófago a su llegada al estómago y la otra a nivel del recto (Moreno, 2006). Posteriormente, se desprenden de sus inserciones con la parte dorsal de la cavidad, permitiendo retirar el estómago y las asas intestinales en forma conjunta. Observar la posición de las vísceras y características de los líquidos presentes (Moreno, 2006). 64 | P á g i n a

Abertura de la cavidad torácica. Remover la pared costal izquierda realizando una incisión a nivel de las articulaciones costocondrales y parte más dorsal de las costillas y se retira todo el flanco (Ortiz, 2008). Desprender totalmente los intestinos delgado y grueso de sus mesenterios, dejándolos rectos y extendidos para abrirlos longitudinalmente. Observar la presencia de parásitos y lesiones. Abertura de la cavidad pélvica. Cortar el estómago a lo largo de la curvatura mayor. Lavar con agua y examinar la mucosa (De Aluja, 2002). Desprender el bazo y examinar la superficie. Hacer cortes y observar consistencia de la pulpa roja y tamaño de folículos linfoides. Desprender el hígado. Determinar la viabilidad del conducto colédoco haciendo presión sobre la vesícula biliar y observar la salida libre de bilis en la primera porción del duodeno (De Aluja, 2002). Cortar longitudinalmente la vesícula biliar, los conductos biliares y los vasos sanguíneos hepáticos. Además, realizar varios cortes en el hígado. Desprender los riñones de la fascia retroperitoneal y descapsularlos. Hacer un corte longitudinal y examinar la corteza, médula, pelvis y uréteres (Ortiz, 2008). Extraer las vísceras pélvicas, que incluyen urogenitales y digestivas. Para esto, se corta la pelvis por debajo del acetábulo y sínfisis púbica. Examinar las glándulas adrenales previas a extraer los riñones (Ortiz, 2008).

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iii). Aves. Inspección externa. Ésta se aplica siguiendo las mismas instrucciones referidas en el apartado de “Técnicas de necropsia”. Después de haber realizado la inspección externa se recomienda sumergir todo el cuerpo del ave salvo la cabeza, en una solución acuosa de detergente con objetivo de evitar que las plumas se dispersen (De Aluja, 2002). Se coloca al ave en decúbito dorsal; se corta la piel de la ingle de ambos lados; por medio de abducción forzada manualmente de las piernas. Con objeto de desollar los músculos pectorales, el buche y la cara ventral del cuello, se continúan los cortes llevados a cabo en las ingles hasta las comisuras del pico, impidiendo la piel que recubre ambos costados. De esta manera, quedan expuestos los órganos de la cavidad oral, la laringe, la faringe, la tráquea, el esófago, el divertículo esofágico (buche) y las dos cadenas de timos constituidas por los 14 lóbulos, 7 de cada lado del cuello (Moreno, 2006). Exposición de órganos abdominales. La piel del abdomen es retraída por medio de tracción manual, hacia la región caudal. Para acceder a las vísceras abdominales se inciden los músculos del abdomen practicando un corte desde el vértice3 del esternón hasta la cloaca y otros dos siguiendo el borde inferior del esternón a ambos lados de la línea media, hasta la región vertebral (Moreno, 2006). Exposición de órganos torácicos. Con objeto de retirar el esternón, se seleccionan las costillas, los músculos costales y los abductores de las alas de 66 | P á g i n a

ambos lados al nivel de las articulaciones costocondrales, siguiendo una línea desde el borde libre del esternón hasta dislocar la articulación coraco-humeroclavicular (De Aluja, 2002). Una vez retirado el esternón es recomendable incidir los músculos pectorales superficiales para exponer los músculos pectorales profundos que puede presentar color blanquecino a causa de degeneración (De Aluja, 2002). Apertura de la cavidad nasal. Para poder estudiar los cornetes y los senos supramaxilares, con tijeras se corta transversalmente el pico justo detrás de las fosas nasales (De Aluja, 2002).

iv). Canideos y felinos. El cadáver se coloca al animal en decúbito dorsal. Se hace una incisión sobre la línea media desde la sínfisis mandibular hasta la sínfisis púbica; en caso de machos se rodea el prepucio, pene y testículos por ambos lados, para retenerlo caudalmente, si se trata de una hembra se deberá seguir por línea media; la piel se separa del tejido subcutáneo y se cortan los músculos pectorales que fijan los miembros torácicos, para así desmembrar al cadáver. Los miembros pelvianos se desarticulan a nivel coxofemoral, cortando los músculos de la pierna de craneal a caudal tratando de no cortar las arterias y venas femorales para evitar que la cavidad acetabular se llene de sangre e impida la adecuada observación de la superficie articular, ya incidida la cápsula articular se corta el ligamento redondo y

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se expone completamente la cabeza del fémur inspeccionándola al mismo tiempo (De Aluja, 2002). Se revisan los tejidos subcutáneo, muscular y linfonodos explorables (mandibulares, cervicales superficiales o preescapulares, subescapulares o axilares, inguinales en macho, mamarios en hembra y poplíteos), estos quedarán expuestos fácilmente, excepto cuando los animales tienen mucha grasa por lo que es importante localizarlos por medio de la palpación, desplazando la grasa para sentir la consistencia firme del linfonodos. El poplíteo, en general es fácil identificar sabiendo que se encuentra incidiendo la piel de la parte caudal de la rodilla, en donde se encontrará un acumulo de grasa, dentro de la cual se localiza el nódulo linfoide (De Aluja, 2002). Para la revisión de nódulos linfoides, después de su inspección externa (color, consistencia, textura, tamaño) se hace un corte por su eje longitudinal en donde se revisa la relación la zona cortical y medular, su color, y consistencia (De Aluja, 2002). Se separa el músculo esternotirohideo de la tráquea iniciando el corte delante de la laringe y tratando de no lesionar la tráquea, la cual queda en su lugar; se sigue el corte hacia la parte caudal llegando a la entrada del tórax. Se levantan los músculos para ubicar la unión costocondral y con el cuchillo se inciden estas articulaciones para levantar el esternón y exponer la cavidad torácica. Se continúa el corte a través de los músculos abdominales hasta la región inguinal, lo cual no se corta (De Aluja, 2002).

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Hay que tratar de cortar la menor de cantidad del diafragma en esta etapa, para que, en caso de que exista líquido en alguna de las cavidades éste no fluya hacia la otra (Moreno, 2006). Ahora procederemos a la extracción de vísceras para la subsecuente exploración de órganos. Para la extracción de aparato respiratorio y corazón, se hacen dos cortes paralelos al cuerpo de la mandíbula en su cara medial sobre los músculos del espacio intermandibular para extraer la lengua sacando la punta de la misma por un lado y cortando el frenillo, se exponen las tonsilas, las cuales se revisan externa e internamente. Se revisan además paladar y cavidad oral (Moreno, 2006). Posteriormente se inciden las articulaciones del hueso hioides, se sujeta la lengua y se retrae caudalmente desprendiendo esófago y tráquea juntos, se debe tener cuidado en ubicar donde están las tiroides antes de desprender esófago y tráquea juntos, se debe tener cuidado en ubicar donde están las tiroides antes de desprender esófago y tráquea para no perderlas posteriormente. En el trayecto se revisan los linfonodos retrofaringeos y se continúa el corte hasta la entrada del tórax. Se cortan los paquetes carotídeos y ligamentos mediastínicos, y por tracción se extrae todo el paquete (esófago, tráquea, pulmones y corazón) hasta donde se encuentra el diafragma. El esófago se separa de la tráquea, luego se liga en la parte anterior y se corta, para posteriormente ser extraído con el aparato digestivo ser extraído con el aparato digestivo. La lengua, tráquea, pulmones y corazón, son

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extraídos de la cavidad torácica cortando la arteria aorta y la vena caudal a la altura del diafragma, el cual se revisará de manera cuidadosa (Moreno, 2006). Para la extracción de vísceras abdominales, primero se retira el omento mayor junto con el bazo. Después se revisa el flujo biliar efectuando un corte longitudinal en el duodeno descendente a la desembocadura del colédoco, se presiona la vesícula biliar suavemente hasta observar la salida de bilis hacia la luz intestinal. La extracción del hígado se efectúa seccionando los ligamentos que lo fijan a otras estructuras como; diafragma, riñón, estómago e intestino, así como la vena caudal y la vena porta (De Aluja, 2002). Se retira el tracto gastrointestinal haciendo una doble ligadura a nivel del tercio craneal del esófago y el recto

a la entrada de la pelvis. Se pasan las

porciones cervical y torácica del esófago hacia cavidad abdominal cortando primeramente el diafragma y posteriormente se secciona el mesenterio dorsal cráneo-caudal, hasta llegar a la ligadura del recto, el cual se corta (De Aluja, 2002).

v). Equinos. La técnica de necropsia en equinos se apega a la descripción antes mencionada en el apartado titulado “Técnica de necropsia”. Esta se realizará en una posición decúbito lateral derecho (De Aluja, 2002).

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Para la correcta extracción de colon y ciego el ayudante los jala hacia la columna lumbar para sacarlos, junto con intestino delgado, hígado, bazo y estómago. Otra persona se encargará de cortar, mientras el ayudante jala, las inserciones mesentéricas de la región sublumbar (De Aluja, 2002). Podemos seguir la técnica descrita por Roonei o la de Jons y Gleiser. Ésta última recomienda el siguiente procedimiento: Una vez abierta la cavidad abdominal, se tira del colon y el ciego para clocarlos fuera de ella. Se corta el colon flotante, previa ligadura en cada uno de sus extremos y se separa del mesenterio. Después se separa el duodeno, empezando con su parte más próxima a la raíz del mesenterio, a la que se localiza por palpación a lo largo de la columna vertebral. Se tira de él con cuidado para colocar una doble ligadura y se corta teniéndolo en mano izquierda y ejerciendo ligera tracción, se separa el mesenterio hasta llegar a la válvula ileocecal, donde se corta para extenderlo en el suelo para su posterior apertura. Después se saca el estomago junto con el tramo de duodeno que quedo al cortarlo al nivel de la raíz del nivel del mesenterio, dejando el páncreas en la cavidad abdominal (De Aluja, 2002). Antes de separar el colon y el ciego de la cavidad, debe examinarse la aorta y la arteria mesentérica anterior con sus ramificaciones. La aorta caudal se abre en sentido longitudinal, localizándose fácilmente los orígenes de las arterias celiaca, renal y mesentérica anterior, las que se abrirán con tijeras, especialmente la última, para buscar trombos verminosos en ella y en sus ramificaciones. Los órganos pélvicos se separan conforme a la técnica descrita para rumiantes (De Aluja, 2002). 71 | P á g i n a

e). Cambios postmortem. Son todas aquellas alteraciones físicas, químicas o combinaciones de ambas que sufren los órganos y tejidos de un animal cuando muere. Estos cambios se deben principalmente al efecto de la acción bacteriana (putrefacción) y de las enzimas celulares de los tejidos (autolisis); no se presentan al mismo tiempo en las distintas partes del animal, sino que hay ciertos órganos que por su composición química o por existir en ellos bacterias como habitantes normales sufren cambios postmortem antes que otros (Moreno, 2006). Los órganos donde se presentan más rápidamente estos cambios en orden decreciente son: 1. Médula adrenal. 2. Tracto digestivo. 3. Hígado. 4. Riñones. 5. Sistema nervioso central. Los tejidos que tardan más en presentar cambios son: la piel, el hueso y el tejido fibroso, debido a que éstos contienen menos cantidad de agua y enzimas. Autolisis: Es la digestión de los tejidos por medio de sus propias enzimas celulares, como ejemplo de esto es el desprendimiento de la mucosa estomacal e intestinal rápidamente después de la muerte; órganos como hígado y riñón se hacen muy friables (De Aluja, 2002). 72 | P á g i n a

Putrefacción: Esto ocurre porque después de la muerte las defensas corporales ya no actúan y las bacterias se multiplican indiscriminadamente; hay un cambio de pH lo cual a su vez sigue favoreciendo el crecimiento de algunas bacterias. Son las enzimas y toxinas bacterianas las que desintegran al tejido (Trigo, 1998). Algunos factores que influyen sobre la presentación de los cambios postmortem son: (Moreno, 2006). Temperatura ambiental: Las temperaturas altas (calor) aceleran la presentación de los cambios postmortem, la refrigeración los retarda. Tamaño del animal: Mientras más grande sea un animal, los cambios postmortem son más rápidos, debido a que pierde más lentamente el calor corporal. Aislamiento externo: Piel gruesa, lana, pelo abundante, excesiva grasa subcutánea y plumas evitan la pérdida rápida de calor por parte del cadáver, por lo que los cambios postmortem son más rápidos. Estado nutricional: Mientras más grasa tenga un animal, retendrá mayor cantidad de calor corporal después de la muerte y su descomposición será más rápida. Por todo esto las especies animales que más rápidamente presentan cambios postmortem son: Conejos (por su abundante capa de pelo), Bovinos y equinos adultos (debido al tamaño), Cerdos (por su gruesa capa de grasa subcutánea), Borregos (debido a la lana) (Trigo, 1998).

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Los cambios postmortem son: Alergor mortis. También conocido como enfriamiento del cuerpo, se presenta al detenerse el metabolismo basal, y es dependiente de la temperatura ambiental y de la especie animal (Trigo, 1998). Rigor mortis. Es la contracción, rigidez o endurecimiento y de las masas musculares debido a la actividad muscular que se lleva a cabo por la utilización residual de glucosa dentro del músculo. La contracción se mantendrá hasta que se acabe la fuente de energía dentro del músculo por esto es, que los animales con una buena dieta mantienen el rigor mortis mayor tiempo y los animales caquécticos o emaciados muchas veces no presentan rigor mortis o este aparece rápido y desaparece de igual manera (De Aluja, 2002). El rigor mortis aparece primero en los músculos de mayor actividad (corazón), en general este se va presentando primero en la porción craneal del cuerpo (cabeza y cuello), continuándose hasta tronco y extremidades; desaparece en el mismo orden. Aparece aproximadamente entre 1 a 8 horas después de la muerte y desaparece unas 20 a 30 horas después. La velocidad con que se presenta está dada por la rapidez con que se realiza la autolisis y putrefacción de las células musculares; si el músculo contiene poco glucógeno, el rigor mortis desaparece rápidamente. Durante el rigor mortis hay una ligera elevación de la temperatura del cadáver, y conforme desaparece el rigor mortis, baja la temperatura del mismo (Moreno, 2006).

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Cuando el animal acaba de realizar ejercicios intensos o cuando tuvo contracciones musculares violentas antes de la muerte, la aparición y pérdida del rigor mortis es muy rápido. Coagulación sanguínea. Ésta ocurre por la hipoxia que se genera en endotelio vascular y en las células sanguíneas las cuales liberan tromboquinasa, iniciándose así la coagulación de la sangre por la éstasis sanguínea. La coagulación sanguínea puede ser alterada por enfermedades septicémicas como: Clostridiasis, Antrax y algunas intoxicaciones donde no coagula completamente la sangre, debido a un secuestro de factores de coagulación a nivel capilar (Coagulación intravascular diseminada CID) lo cual genera una coagulopatía por consumo Conforme va avanzando la autolisis y putrefacción del cadáver, el coágulo se lisa y la sangre vuelve a observarse líquida (Moreno, 2006). Coágulo con aspecto de grasa de Pollo: corresponde a un coágulo cuyas características son la acumulación de glóbulos rojos en una parte, y en la otra de glóbulos blancos y plasma, lo que a una parte del coágulo le da una coloración roja y en otra blanca-amarillenta. Se puede encontrar en las cavidades del corazón y vasos de gran calibre, también aparece con frecuencia en equinos, debido a la alta velocidad de sedimentación de los glóbulos rojos de esta especie y también en animales con muerte agónica (Trigo, 1998). Imbibición postmortem. Se refiere a cambios en la pigmentación de los tejidos, observándose los siguientes tipos: (Trigo, 1998).

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a) Imbibición con hemoglobina: Es el resultado de la hemólisis intravascular, por la cual es liberada la hemoglobina la cual se difunde a través de la pared vascular (que se va haciendo más permeable debido a la autolisis), y tiñe de color rojo a los tejidos circundantes. B) Imbibición por bilis: Se observa en tejidos adyacentes a la vesícula billar y es debida a que la bilis se difunde a través de las paredes autolizadas de la vesícula billar. Los tejidos toman una coloración amarillo-verdosa. C) Pseudomelanosis: Durante la putrefacción las bacterias producen sulfuro de hidrógeno que se combina con el hierro liberado de la hemoglobina, formándose el sulfuro de hierro. Congestión hipostática. Es la acumulación de sangre en las porciones bajas del cadáver esto por influencia de la gravedad y la posición en que se ha quedado el mismo, dando un color rojo obscuro (Moreno, 2006). Enfisema postmortem. Es la acumulación de gases dentro de los tejidos preferentemente en los intersticios, debido a la fermentación bacteriana, por lo que generalmente el órgano crepita al comprimirlo (como papel celofán) (Trigo, 1998). Ruptura de órganos, tejidos y desplazamiento de órganos. La excesiva presión de los gases de la fermentación bacteriana en el aparato digestivo (principalmente en los bovinos y equinos), puede provocar la distensión o incluso la ruptura de algunos órganos por estallamiento (estómago, intestino, diafragma); los cadáveres tienen el aspecto de estar timpanizados, presentan salida de alimento por boca y ollares. Se puede observar también pseudoprolapso de vagina 76 | P á g i n a

o recto. La diferente densidad de los órganos que contienen gases o alimento provocan el desplazamiento de algunos segmentos del aparato digestivo; es más común este desplazamiento de vísceras cuando el cadáver ha sido muy manipulado. Debe diferenciarse de un desplazamiento antemortem (vólvulo, torsión), principalmente por la falta de congestión local, necrosis o hemorragias en el caso de desplazamiento postmortem (De Aluja, 2002). Palidez. Como consecuencia de la presión de algunos órganos sobre otros, la sangre de estos últimos es expulsada de los vasos sanguíneos quedando con un aspecto más pálido de lo normal, quedando zonas pálidas irregulares, alternadas con zonas más obscuras (Moreno, 2006). Líquido cadavérico. Después de la muerte, en las cavidades serosas puede acumularse líquido seroso amarillo-rojizo; en los ovinos este líquido puede encontrarse también en el tejido subcutáneo y en ambos casos se debe diferenciar de un edema antemortem (Trigo, 1998). Resequedad. Esto se encuentra principalmente en las regiones de la piel que tienen poco pelaje como son los bordes oculares, la región de las fosas nasales, labios y boca así como en escroto de perros viejos. La piel se ve seca y arrugada con aspecto de pergamino (Trigo, 1998). Cambios postmortem que se observan en los distintos órganos. Arterias. Después de la muerte los músculos lisos de la pared vascular presentan una contracción debida al rigor mortis; este cambio se observa más intensamente en las arterias de los músculos, posteriormente desaparece y 77 | P á g i n a

comienza la autolisis postmortem, observándose tumefacción y desprendimiento del endotelio. Además debido a la hemólisis intravascular hay imbibición con hemoglobina de la pared vascular, que normalmente es de color amarillenta (arterias elásticas) o blanquecino. Por último la putrefacción de la sangre y de la pared vascular pueden causar distensión gaseosa y rupturas vasculares postmortem (Moreno, 2006). Venas. Debido a la escasa cantidad de fibras musculares en la pared de las venas no se observa en ellas el rigor mortis, aunque los demás cambios que se observan en las arterias también pueden observarse en las venas. Bazo. Mientras dura el rigor mortis de la musculatura lisa del bazo, el órgano tiene una consistencia dura y la superficie se observa finamente granulada, después desaparece el rigor mortis y el bazo se vuelve más blando aunque sigue conservando su estructura. Este reblandecimiento postmortem no debe de ser confundido con una inflamación de éste órgano. El bazo comienza a perder su estructura cuando empiezan los signos de putrefacción y formación de gases. En las regiones donde el bazo está en contacto directo con el estómago o intestino, se observan pigmentaciones verde-negruzcas, debido a la formación de sulfametahemoglobina en el aparato digestivo (De Aluja, 2002). Pulmones. La hipostasis generalmente comienza durante la agonía y se completa después de la muerte, ya que la sangre se va acumulando siguiendo la ley de gravedad. Por otro lado la estasis causa la salida de sangre hacia los espacios alveolares y bronquiales. Al abrir la cavidad torácica hay una retracción (colapso) del tejido pulmonar, ya que se contrarresta la presión pleural negativa. 78 | P á g i n a

Puede existir un enfisema alveolar o intersticial debido a la formación de gases por fermentación bacteriana. Si durante la agonía el animal inhaló jugo gástrico vomitado, puede presentarse lisis fermentativa del epitelio bronquial y de algunos lobulillos pulmonares aislados. La autolisis causa el desprendimiento de las células alveolares y en los bronquios y bronquiolos causa el desprendimiento de las células de la membrana basal. El color del pulmón también se ve afectado con el paso del tiempo, ya que va perdiendo su color rosa-anaranjado (mamey) progresivamente a un color gris-opaco (De Aluja, 2002). La coagulación postmortem en los vasos pulmonares puede aparentar una trombosis, (especialmente en bovinos), pero debido a que se presenta esta coagulación por igual en todos los vasos pulmonares grandes, principalmente en las venas, y no se observan zonas infartadas, se puede establecer la diferencia (Trigo, 1998). Pleura. El epitelio plano simple de la pleura se desprende rápidamente de la lámina propia. La imbibición con hemoglobina de la subserosa a temperatura ambiente se presenta a las 3 a 5 horas después de la muerte. Cuando penetran bacterias de putrefacción a la cavidad torácica se puede formar una capa viscosa opaca sobre la pleura, que se elimina fácilmente mediante el lavado (Trigo, 1998). Cavidad bucal. Debido a la deshidratación de la mucosa, (principalmente en los bordes de la lengua), esta se vuelve arrugada (de consistencia de "cuero"), por lo cual en ocasiones ya no se aprecian erupciones que existían sobre la lengua antes de la muerte. Se presentan impresiones dentales sobre la lengua en los casos en que esta quedó entre los mismos durante la agonía. Muchas veces en la 79 | P á g i n a

cavidad bucal se encuentra contenido estomacal, ya sea debido a vómito agónico o a vaciamiento estomacal postmortem debido a la relajación del cardias y presión de los gases producidos a nivel intestinal, o por el manejo del cadáver. Frecuentemente se encuentran huevos y larvas de moscas (Moreno, 2006). Pre-estómagos. La fermentación dentro del rumen continúa después de la muerte. Los cambios autolíticos se presentan rápidamente, principalmente en los cadáveres que se enfrían lentamente, así aparece el timpanismo postmortem, que en casos extremos puede llegar hasta la ruptura del rumen y del diafragma. Los fenómenos de ruptura se distinguen de los intravitales principalmente por la falta de imbibición sanguínea, falta de engrosamiento de las partes rotas, ausencia de alimento pegado a la superficie peritoneal, y porque no hay cambios pulmonares y/o cardiacos agudos. La autolisis postmortem y la fermentación bacteriana conducen

al

desprendimiento

uniforme

de

la

mucosa

ruminal,

este

desprendimiento se distingue de un desprendimiento antemortem (debido a rumenitis) porque en este hay fragmentos de mucosa adheridos a la submucosa (Moreno, 2006). Estómago. Durante el rigor mortis el estómago mantiene su forma, por lo cual son más aparentes los pliegues de la mucosa, además se cierran el cardias y el píloro. En el estómago del perro si existe calcio, hay una contracción parcialmente fuerte en la parte distal del estómago (tiene apariencia de "reloj de arena"). Después de que desaparece el rigor mortis el estómago se vuelve flácido y el contenido estomacal puede fluir hacia el esófago e intestino. Posteriormente las partes más profundas del estómago toman una coloración rojo-azulada (por 80 | P á g i n a

hipostasis), y las demás regiones aparecen de color rojo (debido a imbibición con hemoglobina). Este aspecto es parecido al de la hiperemia estomacal (cuando el estómago está lleno y el animal acababa de comer antes de la muerte), y no se debe de confundir con un enrojecimiento inflamatorio. Cuando los cambios postmortem avanzan, la mucosa intestinal toma una coloración gris-negruzca o café, debido a la formación de sulfametahemoglobina. Una coloración amarillenta de la pared gástrica puede aparecer por la difusión de jugo gástrico, y se observa predominantemente en las regiones donde la vesícula biliar tiene contacto con el estómago; aunque también puede ser consecuencia del paso del jugo biliar del intestino al estómago. Debido a la auto digestión ocurre la maceración de la mucosa, la cual primero aparece como esponjada, y luego se convierte en una masa viscosa, blanquecina o café si hubo salida de sangre. En el becerro, la maceración muchas veces destruye toda la pared gástrica y causa la ruptura gástrica postmortem, esto puede suceder de 24 a 72 horas después de la muerte del animal y estas lesiones pueden ser más rápida si el animal murió por un problema de timpanismo ya sea abomasal o ruminal que en casos extremos puede ir acompañada de ruptura del diafragma. El epitelio estratificado en la parte esofágica del estómago del cerdo y caballo se desprende en tiras debido a la maceración (De Aluja, 2002).

Intestino. Los cambios postmortem que más frecuentemente se observan son: timpanismo (principalmente en el intestino grueso), imbibición con hemoglobina y bilis, pseudomelanosis, desintegración autolítica de la mucosa, 81 | P á g i n a

enfisema por putrefacción y cambios de posición debidos al manejo del cadáver. Es importante también la hipóstasis postmortem, por la cual las regiones intestinales ventrales toman un color rojo-sangre y así pueden aparentar procesos inflamatorios. Las invaginaciones intestinales (intususepción) que ocurrieron durante la agonía se pueden separar fácilmente después del rigor mortis, y no van acompañadas de estasis sanguínea o necrosis; por esto son distinguibles de las invaginaciones antemortem. Al extraer intestinos de animales recién sacrificados (conservando aun su temperatura corporal) y colocarlos sobre una mesa de necropsias fría, la musculatura intestinal se contrae y el intestino se engrosa ligeramente. Esto no debe confundirse con un engrosamiento de la pared intestinal debido a inflamación (especialmente en perros y gatos). También en animales recién sacrificados y no desangrados se observa una hiperemia en las regiones intestinales cercanas al bazo, debido a la contracción de la musculatura esplénica y la salida de sangre (De Aluja, 2002). Hígado y vías biliares. La autolisis comienza inmediatamente después de la muerte; al principio solo puede ser detectada microscópicamente por la pérdida de la estructura típica granulosa del citoplasma del hepatocito. Posteriormente y principalmente con la entrada de microorganismos que llegan del intestino a través de la circulación portal, inician procesos de putrefacción, imbibición con hemoglobina y formación de gas, que finalmente ocasionan que el hígado tenga un aspecto esponjoso para después desintegrarse en una sustancia pulposa. Debido a que también en las vías biliares y la vesícula biliar la autolisis comienza rápidamente, la imbibición con bilis es uno de los cambios postmortem más

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característicos del hígado. Además la pseudomelanosis dada por la unión de hemoglobina liberada con el ácido sulfúrico de las bacterias, es de gran importancia en el hígado (De Aluja, 2002).

Páncreas. El páncreas se colorea con hemoglobina en un tiempo relativamente corto (24 hrs) después de la muerte. Adicionalmente la auto digestión

y

autolisis

conducen

a

una

coloración

rojiza-obscura

y

al

reblandecimiento del órgano. Peritoneo. Después de la muerte aumenta la permeabilidad de los capilares sanguíneos y cesa la reabsorción de líquidos, por lo que hay un aumento del líquido peritoneal, al continuarse la autolisis el peritoneo puede aparecer imbibido con hemoglobina. La liberación de ácido sulfúrico de los gases de la putrefacción intestinal junto con la hemoglobina produce una coloración verde-negruzca ("pseudomelanosis"). Conforme avanza la putrefacción hay formación de enfisema en el peritoneo (De Aluja, 2002). Riñón. En poco tiempo después de la muerte se pierde la estructura renal, es difícil distinguir estos cambios autolíticos de una nefrosis que se presentó durante la vida. Uno de los cambios más característicos es la congestión hipostática del riñón que quedó hacia abajo. Microscópicamente hay palidez del núcleo y tumefacción de las células tubulares. Los cambios renales causados por bacterias incluyen la disolución del tejido y posteriormente la formación de un riñón esponjoso. En algunas enfermedades infecciosas como el antrax, la formación de

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enfisema ocurre rápidamente después de la muerte. Igualmente en las nefrosis primarias ya existentes, aparecen más rápidamente los cambios autolíticos con formación de un riñón pulposo. En la enterotoxemia de los borregos causada por Clostridium perfringens tipo D, la formación del riñón pulposo es debida a los rápidos cambios autolíticos y a la nefrosis toxigénica (Moreno, 2006). Sistema nervioso central. Los cambios postmortem se inician poco tiempo después de la muerte (8 h). Primero hay tumefacción y cambio de color debido a imbibición con hemoglobina; después el cerebro se transforma en una masa pastosa. Cuando comienza la putrefacción bacteriana se añade la presentación de enfisema. Los cerebros conservados en congelación y posteriormente son descongelados se desintegran completamente y no sirven para la inspección (De Aluja, 2002). Los cambios macroscópicos son precedidos por los microscópicos, entre los cuales destacan los cambios estructurales de las neuronas. Ojo. Después de pocas horas se aprecia un cambio en la forma del ojo esto debido a la deshidratación de la superficie de la córnea, ya que vuelve rugosa y opaca. La pérdida de todos los líquidos, ocasiona la pérdida de turgencia y la desaparición de la forma redondeada característica. A comparación de los otros órganos la putrefacción bacteriana se presenta relativamente tarde en el ojo. Por otro lado los sacos conjuntivales constituyen un lugar ideal para el desarrollo de huevos y larvas de mosca (Moreno, 2006).

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Tiroides y paratiroides. Macroscópicamente se pueden ver alteraciones en cuanto al tamaño, color y consistencia, pero si se sospecha de alguna patología relacionada a estas glándulas se deben de tomar muestras para histopatología. La tiroides el primer cambio que se observa microscópicamente después de la muerte es la descamación de las células epiteliales. Además el coloide cambia sus afinidades tintoriales y se vuelve basófilo (normalmente es acidófilo) (De Aluja, 2002). Adrenales. Inmediatamente después de la muerte comienzan los cambios autolíticos, y a las seis horas aproximadamente se observan microscópicamente áreas que parecen focos de necrosis. La médula se torna pastosa y las células pierden su afinidad cromática (Trigo; 1998). Piel. Los cambios postmortem en la piel son más fácilmente apreciables en cerdos de piel clara y en aves, mientras que en los otros animales domésticos la fuerte pigmentación y el pelaje no permiten observar estos cambios. La palidez cadavérica se empieza a apreciar durante la agonía por la baja presión sanguínea y la deficiente irrigación. Por la hipostasis postmortem en las partes de la piel colocadas hacia arriba, esta palidez se acentúa, y en las regiones colocadas hacia abajo se forman "manchas de muerte" (livor mortis) siendo de color rojo a violeta. Los cambios autolíticos ocasionan la difusión de hemoglobina a través de los vasos sanguíneos, (principalmente las venas), aparecen manchas rojizas en la piel, las cuales a comparación de las manchas ocasionadas por la congestión hipostática, no desaparecen al ser volteado el cadáver. En la piel de cerdos en ocasiones se encuentran manchas parecidas a equimosis verdaderas, que se 85 | P á g i n a

forman por la salida de sangre postmortem, estas hemorragias son muy frecuentes en enfermedades con trastornos de la coagulación sanguínea. El cambio a un color verdoso se debe a la putrefacción acompañada con la formación de sulfametahemogiobina, este comienza en la región abdominal e inguinal, donde los microorganismos provenientes del intestino y productores de ácido sulfúrico, alcanzan más rápidamente la piel; extendiéndose después a casi toda la superficie corporal. El corion y el tejido subcutáneo finalmente se convierten en una masa liquida, gelatinosa con burbujas de gas; la epidermis está desprendida, enfisematosa y pastosa. La formación de enfisema es más abundante en regiones donde el tejido es menos denso, como el caso de los hombros, pared torácica, miembros pelvianos y pared abdominal. En los estados de putrefacción avanzada los cascos, pezuñas y uñas se desprenden fácilmente de su matriz, además que el pelo se cae con facilidad. Las formaciones córneas por si solas son extraordinariamente resistentes a la putrefacción y se pueden encontrar intactas años después de haberse enterrado el animal. En las regiones no cubiertas de pelo (orificios corporales) se presenta deshidratación y adquieren apariencia de pergamino (Moreno, 2006). En la piel de cerdos correctamente desangrados y conservados en refrigeración con una humedad relativamente baja, la grasa cutánea se puede observar de color rojo claro, esto se debe a varios factores; ya que durante el escaldado, la piel pierde el pelo y por la deshidratación la grasa se torna más transparente, así se puede ver la hemoglobina que queda en los capilares de la epidermis y un poco de sangre que se presenta en los vasos difundiéndose al

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tejido adiposo. En las pieles curtidas y plegadas de bovinos pueden aparecer manchas azules y rojas debidas al crecimiento de bacterias (bacilos anaerobios). Hay momificación si la humedad relativa es extremadamente baja, que aunada a la temperatura ambiental, evita la putrefacción. La piel enferma, básicamente está sometida a los mismos cambios postmortem que la sana; pero hay que tomar en cuenta que las alteraciones que se presentaron antemortem como eritema agudo, exantema, urticaria, pústulas y edema, muchas veces pierden su apariencia característica debido principalmente a la deshidratación. Por otro lado la palidez postmortem puede evidenciar alteraciones en el metabolismo de los pigmentos, como por ejemplo la ictericia (coloración amarillenta debida a acumulación de bilirrubinas) (Moreno, 2006).

f). Inspección de órganos, aparatos y sistemas. Una vez extraídos los paquetes de vísceras abdominales y torácicas; se procede a la separación de sus diferentes partes. Para cada una de ellas, deben registrarse los datos referentes a forma, color, tamaño, aspecto de superficies, presencia de exudados o neoformaciones y consistencia. Primero se observa, luego se palpa y por último se corta cada órgano (De Aluja, 2002). Órganos de la cavidad torácica y anexos La laringe es un corto tubo que comunica la faringe con la tráquea, rodeada por cinco cartílagos (cricoides, tiroides, epiglotis y dos aritenoides). Se inspecciona su superficie externa y luego se corta para hacer lo mismo en su mucosa. Se

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continúa con la inspección de la tráquea, que va desde la laringe hasta la base de los pulmones, donde se divide en bronquios. En los équidos los anillos cartilaginosos son incompletos, en forma de "C”; en las demás especies, los extremos libres de los anillos cabalgan en la porción cervical de la tráquea, sobreponiéndose uno al otro. En los équidos, cánidos y félidos, existen dos bronquios; en las especies bovina, porcina, ovina y caprina, existe además para el lóbulo craneal derecho un bronquio accesorio (Moreno, 2006).

Los pulmones varían en tamaño, forma y número de lobulaciones en las diferentes especies animales, así como en la cantidad de tejido conjuntiva que une a sus lobulillos. Por lo general, los pulmones sanos colapsan cuando se abre la cavidad torácica; al no hacerla deben buscarse cambios patológicos en ellos. En los perros existen cuatro lóbulos en el pulmón derecho (craneal, L. cr., cardiaco, L. car., intermedio o accesorio, L. ac, y caudal, L. cau.) y tres en el izquierdo (craneal, cardiaco y caudal). En los bovinos el pulmón derecho también tiene cuatro lóbulos y el izquierdo tres. Entre los lobulillos existe gran cantidad de tejido conjuntiva, el que los separa perfectamente y es con frecuencia sitio de es con frecuencia sitio de exudados o de enfisema intersticial. Los pulmones de ovinos y caprinos se asemejan a los de bovino en cuanto al número de lobulaciones. En los caprinos, la superficie pulmonar, sin embargo, es muy lisa. Los pulmones de equinos tienen lobulaciones muy incompletas. En cerdos existen cuatro lóbulos del lado derecho y tres del izquierdo y también resalta la división en lobulillos por el abundante tejido conjuntivo periloblillar. El examen del pulmón se inicia con la inspección de sus superficies, buscando cambios de color, consistencia, presencia 88 | P á g i n a

de exudados, adherencias, poniendo especial atención en la distribución de estas lesiones. Durante esta inspección, deben examinarse los nódulos linfáticos torácicos, en especial los de bronquios (broncoaórticos) y mediastínicos, buscando cambios de color, tamaño y consistencia (De Aluja, 2002).

En cambio, cuando están afectadas las áreas dorsales posteriores, se tratará posiblemente de un padecimiento parasitario. Las lesiones de origen embólico se reconocen por múltiples pequeños focos de color rojo, a veces con un punto blanco en el centro (De Aluja, 2002).

Para saber qué intervención pudo haber tenido una lesión pulmonar en la causa de la muerte, es importante cuantificarla en relación con el área no afectada. Se considera incompatible con la vida una lesión que abarca 60% del órgano. Cuando está afectando 40%, el animal seguramente ya tenía serios Problemas respiratorios. Para el examen del parénquima pulmonar, así como de bronquios y bronquiolos, éstos se abren con tijeras a partir de la tráquea, siguiendo sus ramificaciones, observando mucosas, posibles exudados o parásitos en ellos. Lo mismo se hace con los vasos que entran al pulmón examinando el endotelio y buscando trombos. Por último, se corta el parénquima en rebanadas, las que, cuando se sospecha tuberculosis, no deben ser mayores de 1 a 2 cm de grosor, para detectar pequeños granulomas. Se revisa la superficie de corte, buscando exudados, exceso de sangre, zonas de fibrosis, parásitos, etc. (De Aluja, 2002). 89 | P á g i n a

Para determinar si un animal recién nacido respiró o nació muerto o si un animal murió ahogado, se sumergen los pulmones en agua para observar si flotan, ya que si se hunden no contenían aire (De Aluja, 2002). Corazón y grandes vasos de la cavidad torácica. La revisión del corazón en un principio, debe hacerse cuando está unido al pulmón, ya que esto da una mejor orientación, permite la mejor inspección de los grandes vasos y estructuras asociadas. Primero se examina el pericardio y por medio de una incisión, su líquido; se buscan adherencias del mismo con el epicardio. Luego se separa el pericardio del corazón y se observa el estado del epicardio, su forma, tamaño, color y la grasa epicárdica. Para exponer las cavidades cardiacas junto con sus orificios, se procede a abrirlas con tijeras o cuchillo, siguiendo la dirección de la corriente sanguínea.

Para el lado derecho del corazón, se hace un corte longitudinal en la vena cava, llegando a la aurícula derecha; pasando por la tricúspide se entra a ventrículo derecho y se corta a lo largo del borde que forma el miocardio derecho con el septo interventricular hasta llegar al orificio de la arteria pulmonar. De este modo, se exponen la válvula tricúspide y las semilunares de la arteria pulmonar. Para abrir el lado izquierdo del corazón, se entra por venas pulmonares para llegar a aurícula y válvula bicúspide o mitral, de ahí al ventrículo. Cortando a lo largo del septo, se sale por la aorta, la que se corta longitudinalmente por toda la parte torácica de la caudal por una parte y por el trayecto de la craneal por otra. Al hacer el examen de la aorta caudal en caballos, es necesario seguir su trayecto hasta su

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cuadrifurcación, ya que frecuentemente este lugar es sitio de trombos (Trigo, 1998).

En arterias se inspecciona el diámetro, el grosor de las paredes, el endotelio y las válvulas semilunares. A nivel de éstas, el diámetro de la aorta debe ser mayor que el de la arteria pulmonar. Con un estilete se comprueba si el conducto arterioso está obliterado, así como el estado de las coronarias. Es importante revisar si existen comunicaciones entre aurículas o ventrículos. Cuándo existe un diagnóstico de defectos valvulares en el corazón, es conveniente emplear otra técnica con el fin de revisar las válvulas detenidamente: se separan las aurículas, haciendo un corte a lo largo del surco aurículo-ventricular. Con el fin de constatar el adosamiento de las hojas durante la sístole, se llenan los ventrículos con agua, y ejerciendo ligera presión sobre sus paredes, se observa cómo cierran las válvulas, lo que no sucede de manera perfecta cuando existen procesos inflamatorios o defectos valvulares.

En el endocardio deben examinarse las válvulas (color, grosor, forma y elasticidad), tanto de la mitral como de la tricúspide. En las superficies endocárdicas deben buscarse cambios de color, grosor y consistencia. Los pilares y las cuerdas tendinosas deben ser revisados. El miocardio se inspecciona registrando color, grosor, estado de elasticidad o flacidez y tamaño (Moreno, 2006).

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Aparato digestivo. Examinar el aparato digestivo es, sobre todo en los grandes herbívoros, una tarea laboriosa que requiere de gran cuidado. El paquete de vísceras abdominales, extraído previamente, debe revisarse antes de proceder a la separación de sus diferentes partes; posteriormente se desprenden hígado y bazo. Es una buena práctica dejar un poco de intestino donde desemboca el colédoco, para poder verificar posteriormente la permeabilidad del mismo (De Aluja, 2002). Lengua, cavidad oral y laringe. El examen de estas partes se lleva a cabo a la hora de abrir la cavidad bucal.

Esófago. Se inspecciona su superficie externa, buscando cambios en serosa, diámetro y grosor de las paredes. En perros se encuentran en ocasiones formaciones nodulares en la parte torácica de este órgano, causadas por Spirocerca lupi, y en ovinos no es raro ver Sarcocystis ovifelis. En la superficie interna, deben buscarse cambios de color e integridad de la mucosa, especialmente úlceras, las que en bovinos son un indicio de enfermedades como rinotraqueítis infecciosa bovina (De Aluja, 2002).

Estómago. En los animales monogástricos, este órgano tiene forma de "U" que presenta una curvatura mayor y otra menor. Una vez revisada la superficie externa, se procede a hacer un corte a lo largo de la curvatura mayor para el examen de la mucosa que está claramente dividida en dos porciones en los caballos, una reviste la mayor parte del saco izquierdo y recibe el nombre de 92 | P á g i n a

porción esofágica, porque su superficie es muy similar a la que recubre el esófago. La otra, que corresponde a la zona glandular, es la parte secretora del órgano. En los demás monogástricos, la porción esofágica es menos extensa.

En los animales poligástricos, después de haber hecho la inspección externa, se separan las adherencias entre retículo y omaso, entre retículo y abomaso y entre abomaso y rumen, se colocan los compartimentos de tal modo que el esófago quede arriba, abomaso y omaso estén colocados a la izquierda del rumen. Se abren los dos sacos del rumen por medio de un corte que va del esófago a lo largo de la depresión derecha y se bifurca, al terminar ésta, para entrar a los dos sacos ciegos (Moreno, 2006).

El abomaso se abre, entrando por el píloro a lo largo de la curvatura menor, siguiendo el corte a omaso y a retículo para salir por esófago.

La mucosa del rumen suele sufrir cambios postmortem con mucha rapidez, desprendiéndose entonces fácilmente; esto es importante de recordar para no incurrir en errores de interpretación. En los tres primeros compartimentos deben buscarse lesiones por cuerpos extraños (alambres, clavos), los que en ocasiones perforan la pared, especialmente del retículo, de donde atraviesan el diafragma y al pericardio, causando una retículopericarditis traumática. En estos casos puede ser posible encontrar adherencias fibrosas entre las estructuras mencionadas e inclusive fístulas por las que pasó el cuerpo extraño. Sin embargo, el objeto no

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siempre se encuentra, sobre todo en los casos crónicos, probablemente por haber sido disuelto por la acidez de los jugos gástricos (De Aluja, 2002).

Duodeno. Va del píloro hasta la arteria gran mesentérica donde está unido al colon por el ligamento duodenocólico (De Aluja, 2002).

Yeyuno. Es la parte más larga del intestino delgado y se reconoce por los pliegues y asas que forma y que flotan libremente en la cavidad abdominal. Se identifican en él, además, el tejido linfoide intestinal asociado o placas de Peyer, que no existen en el duodeno. Se termina en el íleon; la parte más corta del intestino delgado, que se caracteriza por el mayor grosor de sus paredes y termina en la válvula ileocecal. Está unido en bovinos y équidos al ciego por medio del ligamento ileocecal (De Aluja, 2002).

Ciego. Es muy pequeño en los carnívoros y tiene forma de tirabuzón. En el caballo es voluminoso, ocupando gran parte del lado derecho de la cavidad abdominal y presentando saculaciones. En el bovino es menos voluminoso y de superficie lisa al igual que en el cerdo (De Aluja, 2002).

Colon. En los carnívoros no tiene mucho mayor diámetro que el intestino delgado, dividiéndose en colon ascendente, transverso y descendente. En el cerdo, el colon ascendente forma el "laberinto" comparable a un caracol con 4 94 | P á g i n a

espirales centrípetas y 4 centrífugas. El colon transverso es corto y se encuentra en la grasa retroperitoneal. En el caballo, el colon está adosado en su principio al voluminoso ciego por el ligamento colicocecal. El colon ascendente (o replegado) forma un asa doble y se divide en colon ventral derecho e izquierdo con cuatro bandas longitudinales y saculaciones bien marcadas y colon dorsal, cuya primera porción, llamada colon dorsal izquierdo, tiene superficie lisa con una sola banda longitudinal y la segunda, el colon dorsal derecho, nuevamente presenta superficie saculada con tres bandas longitudinales. El colon transverso es un tubo corto y el descendente (delgado o flotante) en su inicio está unido al intestino delgado por el ligamento duodenocólico, desembocando finalmente en el recto. En los rumiantes, después de una corta flexión en forma de “S" al salir del ciego, el colon ascendente forma espirales elípticas en un solo plano unidas entre sí por el mesenterio (colon elíptico) (De Aluja, 2002).

Para la inspección detallada, el intestino debe extenderse en su totalidad, separando sus inserciones mesentéricas, lo que puede iniciarse en el intestino grueso, donde se separó el recto. En los rumiantes, un buen lugar para iniciar esta maniobra es el asa interna del colon elíptico; se desprende el intestino con un cuchillo bien afilado, haciendo movimientos con la muñeca y jalando con la mano libre la parte desprendida (De Aluja, 2002).

El ligamento duodenocólico debe separarse con cuidado para no perforar el intestino. A medida que se va separando el mesenterio, se revisan los nódulos

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linfáticos, los que se desprenden si se encuentran alterados, para su posterior examen. Al mismo tiempo, se revisan las ramificaciones arteriales del mesenterio, frecuentes sedes de émbolos y trombas parasitarios en caballos. En el intestino delgado hay que estudiar cuidadosamente la mucosa, para detectar posibles cambios en sus vellosidades (De Aluja, 2002).

Hígado. Este órgano varía en tamaño y número de lobulaciones en las diferentes especies y su descripción también varía según el anatomista. La discrepancia de criterio se debe a que los lóbulos en animales adultos en algunas especies no están bien definidos. En todos los mamíferos domésticos la mayor parte del órgano está situada a la derecha del plano medio de la cavidad abdominal. Primero se realiza la inspección externa. La cápsula hepática pueden encontrarse engrosada o puede presentar áreas blanquecinas (manchas de leche) o hemorrágicas que son indicios de migraciones larvarias. La superficie, normalmente lisa, puede ser irregular a causa de contracciones del parénquima (fibrosis) por trastornos circulatorios crónicos o factores tóxicos, así como también por quistes parasitarios o tumores. Al revisar la vesícula, ésta debe apretarse ligeramente, para observar cómo sale el líquido biliar por el ámpula de Vater en el trozo de intestino delgado que se separó junto con el hígado. Una vez terminada la inspección externa, se realizan cortes paralelos en el órgano para observar el parénquima (Trigo, 1998).

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En los cerdos, la división en lobulillos es muy aparente, por la gran cantidad de tejido conjuntiva que los separa. En un animal que sufrió de trastornos circulatorios, puede presentarse una gran cantidad de sangre que fluye de la superficie del corte y que generalmente tiene color más oscuro que el normal. Deben ser revisados los conductos biliares, que son sitio frecuente de Fasciola hepática en todos los herbívoros (Moreno 2006).

Al abrir la vesícula biliar debe notarse color, viscosidad y posibles cálculos o arenillas en el líquido. La pared de la

vesícula debe inspeccionarse

cuidadosamente en perros, ya que edema en ésta puede indicar hepatitis infecciosa canina (De Aluja, 2002).

Bazo. Se encuentra en su mayor parte del lado izquierdo de la cavidad abdominal. Para recordar las diferencias de forma en las diferentes especies. Deben registrarse superficie, longitud, anchura, color y grosor de la cápsula. A la palpación y posteriormente, al hacer cortes, debe notarse la consistencia y el color de la pulpa. Al observar aumentos importantes del órgano, y dependiendo de su color, debe pensarse en estado de choque o en trastornos neoplásicos. En cerdos muertos de fiebre porcina clásica son frecuentes los infartos rojos. También en esta especie, por la laxitud del ligamento gastroesplénico, es posible encontrar torsiones y estrangulaciones del bazo, que en estos casos está envuelto en el ligamento (Moreno, 2006).

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Páncreas. La rama derecha del páncreas se encuentra adosada al duodeno entre su primera parte y el asa descendente. La rama izquierda se dirige hacia el lado izquierdo de la cavidad abdominal. El color rosado del órgano es de tonalidad variable en las diferentes especies, siendo más pálido en el cerdo. Cuando interesa el examen del conducto pancreático (o de los dos, según la especie) es aconsejable no separar el órgano del intestino antes de no haber verificado la permeabilidad del mismo (De Aluja, 2002).

En el caballo, el conducto pancreático mayor se abre en el intestino junto con el colédoco. En el bovino se abre a unos 30 cm y en el cerdo a unos 10 a 12 cm detrás de éste. En el perro, el conducto menor se abre junto con el orificio del colédoco y el mayor unos 3 a 5 cm detrás. El páncreas es uno de los órganos que más rápidamente sufren autolisis, lo que debe tenerse presente al interpretar los cambios encontrados. Al hacer la inspección, se buscan cambios de tamaño y de color. En animales intoxicados con estricnina, son frecuentes las petequias, equimosis o sufusiones. La parte izquierda del páncreas debe revisarse para verificar la presencia de neoformaciones, ya que en este lugar se presentan con más frecuencia. Cuando está obstruido el conducto pancreático, suele encontrarse el tejido adiposo que rodea al órgano con consistencia poco elástica y muy blanco, indicando necrosis grasa. Por medio de la palpación se constata el grado de elasticidad del órgano.

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Aparatos urinario y genital. Aparato urinario. Junto con el aparato genital, el urinario se revisa primero en su sitio en las cavidades abdominal y pélvica. Se compara el tamaño de los riñones, se observa el trayecto de los uréteres y la vejiga. Luego se separa la vejiga con la vulva en las hembras y se extrae el aparato urinario junto con el genital para su inspección detallada (Moreno, 2006).

Los riñones del gato se reconocen fácilmente por la gran cantidad de vasos sanguíneos en su superficie y por su aspecto pálido amarillento.

En el bovino están divididos en unos veinte lobulillos poligonales. El derecho es de contorno elíptico alargado y está situado debajo de la última costilla y de las tres primeras vértebras lumbares. El izquierdo está a un lado de la tercera, cuarta y quinta vértebras lumbares, teniendo una posición más variable, ya que el rumen lo desplaza hacia atrás. Es más corto, pero en su parte posterior más ancho que el derecho (De Aluja, 2002).

En los équidos, el riñón derecho tiene forma de corazón y está situado debajo de las dos o tres últimas costillas y de la primera apófisis transversa lumbar. El izquierdo tiene forma de frijol y es más largo y estrecho que el derecho. Se encuentra debajo de la última costilla y de las dos o tres primeras apófisis transversas de las vértebras lumbares. En los ovinos, tienen forma de frijol y son de superficie lisa; se localizan debajo de las primeras vértebras lumbares; el izquierdo puede estar más atrás por haber sido desplazado por el rumen. 99 | P á g i n a

En el cerdo, los riñones están situados debajo de la apófisis transversa de las primeras 4 vértebras lumbares. El izquierdo en ocasiones puede encontrarse un poco más adelante. Ambos tienen forma de frijol alargado y son de superficie lisa. El tamaño y el peso del órgano dependen de la talla del animal. Los datos contenidos en el Apéndice F pueden proporcionar una idea aproximada de la gran variación que existe en los animales domésticos El examen de los riñones se inicia con la observación del tamaño, de su superficie, la coloración y de la consistencia (De Aluja, 2002).

Luego se procede a la separación de la cápsula, la que normalmente se desprende con facilidad. Para observar la superficie de corte, con sus dos zonas, la cortical y la medular y con la pelvicilla, el corte se hace de manera longitudinal, registrando color y consistencia así como posibles exudados o cálculos en la pelvicilla tomando las muestras para exámenes complementarios si fuera necesario (De Aluja, 2002). Los uréteres se inspeccionan introduciendo un estilete en su luz, con el fin de comprobar la permeabilidad de los tubos. Luego se cortan longitudinalmente para observación de la mucosa. La vejiga urinaria varía en forma, tamaño y posición, según el estado de repleción. En el cerdo es particularmente alargada, por lo que en esta especie se presenta con cierta frecuencia retención de orina y por ello dilatación de la pelvicilla renal, lo que puede provocar finalmente hidronefrosis, ya que el órgano repleto puede caer al piso de la cavidad 100 | P á g i n a

abdominal, quedando el cuello de tal forma doblado que no puede ser eliminada la orina. (Moreno; 2006)

Una vez terminado el examen de la superficie externa de la vejiga, se procede a abrirla para revisar la mucosa y la capa muscular. Por último, se examina la uretra, abriéndola longitudinalmente.

Aparato genital femenino. La inspección externa debe incluir la observación de la posición, especialmente en animales gestantes o con piómetra, hidrómetra, mucometra, procesos infecciosos y neoplásicos. También pueden encontrarse prolapsos, torsiones totales o parciales (Moreno, 2006).

Una vez terminada la inspección en su sitio, en las cavidades abdominal y pélvica, se procede a extraer el aparato genital para su inspección detallada.

El tamaño, color y forma de los ovarios dependen de la edad del animal, fase de su ciclo estral y estado fisiológico, como es la gestación. Después de la palpación se hace un corte longitudinal, buscando estructuras normales (folículos, cuerpo lútea, cuerpo albicans) y anormales (quistes, abscesos, hemorragias, aplasia, hipoplasia, etc.). La inspección del oviducto se hace buscando cambios de tamaño, grosor, elasticidad y coloración (De Aluja, 2002).

El cuerpo del útero y los cuernos uterinos primero se revisan en su parte externa, para constatar su integridad y luego se abren para exponer la mucosa. Su 101 | P á g i n a

forma varía según especie y estado de gravidez. En perras, el útero y los cuernos tienen forma de '''Y''; en los bovinos, los cuernos se separan del cuerpo uterino en una forma que recuerda a los cuernos de carnero. En yeguas, el órgano sugiere una "T" y en las cerdas, los cuernos se doblan totalmente hacia atrás presentando flexuosidades. Una vez abierto el órgano se revisa la mucosa, su color, grosor, presencia de exudados, piómetra, mucometra, fetos, petequias o úlceras, siendo estas últimas frecuentes en casos de vulvovaginitis infecciosa bovina (Moreno, 2006).

En la vagina se revisa el color, grosor y aspecto de la mucosa, se registra la presencia de exudados o laceraciones y se toman las muestras necesarias. También se examina el cuello uterino. Durante el examen de la vulva deben buscarse el orificio uretral y signos de traumatismos o laceraciones en la mucosa y en sus bordes. El examen de la glándula mamaria tiene especial importancia en los bovinos. Al hacer la incisión primaria de piel, se separa la glándula con piel y los nódulos linfáticos retromamarios. Colocada sobre una mesa, se divide en dos partes simétricas, a lo largo de la línea media y se colocan de tal forma que los nódulos linfáticos estén uno frente al otro. De este modo, la mitad izquierda se encuentra del lado izquierdo y la derecha del derecho (De Aluja, 2002).

Se registran cambios de tamaño y forma, consistencia y color; luego se hacen cortes paralelos a la línea de corte divisoria, para examinar con mayor

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detalle el parénquima glandular y buscar abscesos, exudados u otras formaciones anormales. Si es necesario se toman muestras para estudios complementarios.

Aparato genital masculino. El prepucio y pene se examinan al hacer la incisión primaria de la piel, cuando se inicia la necropsia. Se expone el pene y se revisa la mucosa, buscando neoformaciones, laceraciones, exudados, etcétera. La razas cebuinas tienen especial tendencia a presentar balanitis y balanopostitis (De Aluja, 2002). Para extraer los testículos junto con las demás partes del aparato genital, debe ampliarse el conducto inguinal para colocarlos en la cavidad abdominal. Los testículos se observan y se palpan, registrando cambios en forma, tamaño y consistencia. Luego se practican cortes longitudinales para buscar cambios en el parénquima. El examen del epidídimo debe incluir, después de la palpación, un corte de su cola para verificar la salida del líquido seminal. También deben buscarse procesos inflamatorios (granulomas). Hay que identificar las glándulas vesiculares, el conducto deferente y la próstata para observar cambios en ellos (De Aluja, 2002).

Al hacer el examen del aparato genital masculino hay que tener presente algunas diferencias importantes: en los canideos no existen las glándulas vesiculares; en las demás sí se encuentran. La próstata rodea completamente el cuello de la vejiga en el perro, en las demás especies sólo lo hace de manera parcial, teniendo además forma variable. En bovinos, equinos, cerdos y gatos, 103 | P á g i n a

existen glándulas bulbouretrales (de Cowper), a cada lado de la porción pélvica de la uretra; en los perros éstas no existen (De Aluja, 2002).

g). Pesaje y medición de órganos. Órganos abdominales. Páncreas. Equino: Asentado en su parte central bajo la T16. Posee un peso medio de 350 gr.

Bovino: Localizado a la derecha del plano medio, con un peso medio de 350-500 gr. Ovicaprinos: Localizado a la derecha del plano medio y tiene un peso promedio de 50-70 gr. Porcinos: Cruza la pared dorsal de la cavidad abdominal, caudal al estómago. Canideo: Presenta un lóbulo derecho y uno izquierdo cuya unión forma un ángulo caudal al píloro; LD: Se extiende caudodorsalmente hasta la porción craneal del duodeno, caudal al lóbulo caudado del hígado y riñón

derecho,

terminando caudal a este. LI: Pasa a la izquierda y caudalmente al estómago y colon transverso, terminando en el polo craneal del riñón izquierdo. Aves: Presenta tres lóbulos; dorsal, ventral y esplénico LD y LI se extienden longitudinalmente en el mesenterio dorsal uniéndose a las partes ascendentes y

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descendientes del duodeno; LE: La parte craneal asienta junto al bazo y caudalmente se une al lóbulo dorsal, aumenta 214 veces desde el momento del nacimiento hasta la madurez (Sisson, et al., 1998). Hígado. Equino. Situado sobre la superficie abdominal del diafragma, cuyo punto más alto se encuentra a nivel del riñón derecho y el más bajo en el lado izquierdo a 8-10 cm del suelo abdominal opuesto al extremo ventral de la VII y VIII costilla, la parte mayor asienta sobre la derecha del plano medio a excepción el lóbulo derecho está atrofiado; tiene un peso promedio de 5 kg y

hasta

10 kg en

animales de razas mayores. Bovino: Asentado casi en su totalidad en el lado derecho del plano medio con un pedo promedio de 4.5 a 5.5 kg. Ovicaprinos: Asentado casi en su totalidad en el lado derecho del plano medio con un peso de 550-700 gr. Porcino: Relativamente grande, grueso centralmente y delgado en su circunferencia; una pequeña parte de la superficie está en contacto con el suelo abdominal, en la parte más craneal alcanza un plano transverso a través de la parte ventral de la VI costilla o espacio intercostal, posee un peso medio en un animal adulto de 1.5 a 2 kg aproximadamente. Canideo: Relativamente grande, dividido en 5 lóbulos principales mediante fisuras que convergen a la fisura portal, cuando se examina en estado fresco;

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puede extenderse de forma que se hacen muy visibles, posee un peso relativo de 3 % del peso total del cuerpo. Aves: Suspendido por el peritoneo en las cavidades dorsal derecha e izquierda y celómica hepática ventral, aumenta 33.9 veces su tamaño desde la eclosión hasta la etapa adulta del ave (Sisson, et al., 1998). Riñones. Equino. R. derecho.-Presenta contorno similar a un triangulo equilátero con ángulos redondos y asentado ventralmente a las partes dorsales de las últimas dos o tres costillas y primera apófisis espinosa transversa de la región lumbar; R. izquierdo.- Presenta forma de judía, considerablemente mayor y más estrecho que el derecho, situado cerca del plano medio y más caudalmente, ventral a la última costilla y las primeras dos o tres apófisis transversas lumbares; posee un peso promedio de 700 gr y el derecho pesa de 25 a 50 gr más que el izquierdo, la relación del peso de ambos riñones con el peso corporal es de 1:300-350 en el potro recién nacido es de 170 gr. Bovino: Divididos superficialmente en lóbulos poligonales 20 normalmente; R. derecho.- asentado ventral a la última costilla y primeras 2 o 3 apófisis transversas lumbares; R. izquierdo.-Situado ventral a las vértebras LIII, LIV, LV, pesa de 600 A 700 G más que el derecho; sus medidas deben de ser del R. derecho de 20 a 22.5 cm x 10 a 12 cm un grosor de 5 a 6 cm; R. izquierdo 2 a 5 cm más corto.

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Ovicaprinos. Presentan forma de bala, posicionados similar al del bovino excepto que el riñón derecho está ligeramente más caudal y asienta ventral a las primeras 3 apófisis transversas lumbares; pesa en promedio de 100 a 125 gr con unas medidas de 7.5 x 5 cm con un grosor de 3 cm; los riñones de la cabra son ligeramente más pequeños que los de las ovejas. Porcinos. Presentan forma de habichuela con textura lisa, situados asimétricamente ventrales a las apófisis transversas de las primeras cuatro vértebras lumbares, salvo que el R. izq. Está ligeramente situado más cranealmente que el derecho; pesa en promedio 200 a 250 gr y mide 12.5 x 6 x 6.5 cm. Canideo: Presentan forma de habichuela, localizados en la región sublumbar a los lados de la aorta y vena cava caudal; R. derecho situado en posición opuesta al cuerpo de las primeras tres vértebras lumbares, pero puede estar craneal a la última vértebra torácica, R. izquierdo corresponde con los cuerpos de las vértebras LII – LIV; con un peso de 50 – 60 gr y el riñón izquierdo es más pesado que el derecho. Felino: Con forma de habichuela, ambos riñones son abdominales, R. derecho ventral a las apófisis transversas de las vértebras LI-LIV; R. izquierdo ventral a las apófisis transversas de las vértebras LII-LV; Pesa de 15 – 30 gr y mide de 38 – 44 mm por 27 a 31 mm y de grosor 20 a 25 mm. Aves: Simétricamente situados a cada lado de la columna vertebral en contacto dorsal con la pelvis y sinsacro; miden 7 x 2 cm (Sisson, et al., 1998). 107 | P á g i n a

Órganos torácicos. Pulmones. Equino. Ocupan la mayor parte de la cavidad torácica, la parte más gruesa de cada uno de ellos se halla al nivel del octavo espacio intercostal, el pulmón derecho está formado de tres lóbulos: apical, diafragmático y accesorio; y el pulmón izquierdo está formado por dos lóbulos, apical y diafragmático ambos pulmones comparten la misma longitud salvo que el pulmón derecho es más grueso que el izquierdo debido a la presencia del lóbulo accesorio. Bovino. Ocupan gran parte del espacio de la cavidad torácica, el pulmón derecho es casi el doble del tamaño del izquierdo debido a un lóbulo extra (accesorio), y su lóbulo apical es mucho mayor que el pulmón izquierdo. Ovicaprinos. Similar a los pulmones del bovino salvo que la morfología de estos es más alargada. Porcino. Ocupan la mayor parte del espacio de la cavidad torácica, el pulmón derecho está subdividido en 4 lóbulos: apical, medio, diafragmático y accesorio. En tamaño es ligeramente mayor que el izquierdo, el cual se divide en lóbulo apical y diafragmático solamente. Canideo. Ocupan la mayor parte de la cavidad torácica, están subdivididos en lóbulos, el pulmón derecho cuenta con cuatro y el izquierdo solamente cuenta con dos. 108 | P á g i n a

Aves. De estructura aplanada casi rectangular que asienta en el techo del extremo craneal del celoma. Su sección transversa tiene forma de prisma triangular, su borde medial es más grueso que el lateral (Sisson, et al., 1998). Corazón. Equino. Ocupa la mayor parte del espacio mediastínico medio, con unas dimensiones de diámetro sagital de la base de 25 cm, anchura mayor de la base de 18-20 cm, circunferencia a nivel del surco coronario de 65 a 70 cm, distancia entre el origen del tronco pulmonar y vértice 25cm, distancia entre la terminación de la vena cava caudal y apéndice de 18 a 20 cm, peso medio de 4 kg representando el 0.7 % del peso corporal, el peso varía dependiendo la raza del caballo y su condición corporal. Bovino. Ubicado en su mayor parte sobre el lado izquierdo del plano medio del tórax debido al enorme tamaño del pulmón derecho; la longitud de la base al vértice es relativamente mayor a la de el equino, altura desde el surco coronario al vértice de 17cm, anchura de su base 12 cm, circunferencia dentro del surco coronario 38 cm, pesa aproximadamente 2.5 kg en bovinos adultos que sería equivalente al 0.4 al 0.5 % del peso total del animal. Porcinos. Es pequeño en proporción con el peso del cuerpo (del 0.23 a 0.28 %), especialmente en animales muy grasos. Es ancho corto y romo, el peso es de 240 a 500 gr en animales adultos. Canideo. Difiere en cuanto a la forma y posición de los otros animales domésticos, e la diástole es ovoide y el vértice puntiagudo y redondeado, su peso 109 | P á g i n a

es de 400 a 600 gr, representando el 0.9 al 2.2 % del peso corporal del animal, el cuál varía de acuerdo a la raza y su finalidad zootécnica. Aves. Localizado en la parte craneal de la cavidad toracoabdominal, su eje se dirige caudoventralmente (Sisson, et al., 1998).

h). Enucleación de ojos. Es importante recordar que los cambios postmortem se presentan con gran rapidez en los ojos, de manera que éstos deben colocarse lo más pronto posible después de la muerte en un fijador adecuado, siendo muy recomendable el de Bouin o el de Zenker con ácido acético. Estos deben extraerse antes de iniciar los demás pasos de la necropsia, siguiendo la técnica de Saunders y Jubb.

Primero se separa la piel, por medio de una incisión oval alrededor de los párpados, empezando por el ángulo externo del ojo y exponiendo así la órbita. Con pinzas se fija la conjuntiva, jalándola hacia abajo y cortándola a lo largo del hueso. Cuando el tamaño del orificio producido lo permite, se introduce una tijera curva de punta roma para separar músculos y el nervio óptico. Se extrae el globo ocular con todas sus estructuras anexas: tercer párpado, glándulas, músculos y, una fracción del nervio óptico. Sin presionar al globo ocular, manteniéndolo colgado con las pinzas, se examinan estas estructuras y con tijeras se separan cuidadosamente. Por último, se sumerge, desprovisto de los demás tejidos, en el fijador. Debe tenerse un gran cuidado, ya que al manipular los ojos 110 | P á g i n a

con brusquedad pueden producirse desgarramientos, de retina, los que llegan a confundir al patólogo poco experimentado. (Saunders y Jubb, citados por Moreno, 2006).

i). Extracción de médula espinal. Después de haber separado los músculos alrededor de la columna vertebral, se cortan todas las costillas lo más cerca posible de su inserción con las vértebras. Se abre el canal medular con hacha o sierra, cortando los arcos vertebrales. Una vez separados los arcos, se extrae la médula, cortando con cuchillo o tijera los nervios espinales. Otro método para abrir el canal medulares el de cortar los cuerpos vertebrales, para lo cual es aconsejable trabajar con el cadáver colgado. Se hacen cortes paralelos a cada lado de la línea media de los cuerpos vertebrales. Con el fin de examinar partes precisas de la médula, puede ser conveniente cortar primero la columna vertebral en sus diferentes segmentos (cervical, torácico, lumbar) y extraer las partes correspondientes de la médula. Después de haber extraído la médula debe revisarse con cuidado el canal medular, con el fin de controlar la posición de los discos intervertebrales o detectar cualquier otra anomalía existente. La médula se examina, de preferencia, después de haberla fijado como mínimo unas 24 h en formalina a 10% con el fin de que se endurezca el tejido (De Aluja, 2002).

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j). Glándulas endócrinas. Timo. Esta glándula se involuciona conforme avanza la edad del animal, de modo que en su máximo desarrollo se encuentra en individuos menores de un año; posteriormente, los tejidos fibroso y adiposo la van sustituyendo. Tiene un color gris rosado. Su situación y tamaño varían, según la especie, siendo más pequeña y situada únicamente en la cavidad torácica, entre las hojas mediastinales, en los carnívoros. En bovinos y cerdos se prolonga en su parte extratorácica hasta la región laríngea; en los equinos también posee una parte extratorácica, menos larga, en la región inferior del cuello (Moreno, 2006).

Hipófisis. La glándula debe extraerse a la hora de sacar el encéfalo. Se localiza en el espacio o fosa infundibular (silla turca) del hueso esfenoides. Pueden encontrarse en ella quistes o neoplasias que hacen necesario su examen microscópico (Moreno, 2006).

Adrenales. Están situadas muy cerca de la aorta posterior o caudal, generalmente entre el hilio y la parte anterior de los riñones. Deben revisarse con cuidado su forma y superficie, ya que en animales viejos, especialmente en perros, se encuentran con frecuencia nódulos que indican hiperplasia. En animales sometidos a factores estresantes prolongados, la glándula aumenta de volumen (Moreno, 2006).

Tiroides. Es una glándula formada de dos lóbulos laterales, unidos por

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Una parte media durante la vida fetal, la que inicia su atrofia a partir del nacimiento, de modo que, por lo general, en los animales adultos los dos lóbulos de la tiroides se encuentran separados. Están situados a cada lado de la tráquea, debajo de la glotis, variando su posición según la especie. Su color es rojo oscuro, siendo un poco más pálido en perros. En esta glándula deben buscarse cambios de forma y tamaño, ya que pueden indicar trastornos en el metabolismo del yodo y del calcio, o neoplasias. En animales recién nacidos o abortados, la tiroides se encuentra en ocasiones muy grandes, no conociéndose con certeza la causa. Al llevar a cabo la separación para el examen histológico, debe tenerse cuidado de no desprender las paratiroides, las que pueden estar muy adheridas a la tiroides (Moreno, 2006).

Paratiroides. La situación de estas glándulas varía en las diferentes especies animales. Generalmente existen dos de cada lado, las que por su origen embriológico también se denominan cuerpos epiteliales III y IV. Una de, ellas, la más grande (111), se encuentra asociada al timo durante el desarrollo embrionario, y en los animales que tienen la parte cervical de éste muy desarrollada (ovinos, caprinos, bovinos y cerdos) las paratiroides deben buscarse en la región donde la carótida primitiva se divide en las carótidas externa e interna y en la arteria occipital, en el extremo craneal del timo. Al desaparecer el timo en estos animales la situación de las paratiroides no cambia (De Aluja, 2002).

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La segunda glándula paratiroides, está cerca de la tiroides y puede encontrarse sumergida en ella, cosa que hace difícil su localización (De Aluja, 2002).

k) Examen de la médula ósea hematopoyética. En los animales adultos sanos, se encuentra tejido hematopoyético únicamente en los huesos planos del cráneo y de las costillas. En casos de anemia severa, la médula grasa de los huesos largos (fémur, húmero, tibia, etc.) recupera su capacidad hematopoyética. Cuando se abre un hueso largo en estos casos, en lugar del tejido adiposo normal en él, se encuentra médula roja. Para el estudio de la médula se exprime una pequeña porción sobre un portaobjetos, se hace un frotis, se seca al aire y se fija con alcohol metílico absoluto, si no se puede procesar en seguida. También puede colocarse una porción de tejido hematopoyético en un fijador adecuado, preferentemente el de Zenker, para exámenes histológicos (De Aluja, 2002).

l) Nódulos linfoides. Para la revisión de nódulos linfaticos, después de su inspección externa (color, consistencia, textura, tamaño) se hace un corte por su eje longitudinal en donde se revisa la relación, la zona cortical y medular, su color, contenido y consistencia. Los cortes para la disección de dichos nódulos linfoides deben de realizarse en secciones de no más de 2 cm.

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4. MATERIAL Y METODOS PARA LA TOMA DE MUESTRAS. a) Generalidades. Es importante recalcar que la necropsia es una herramienta para detectar los problemas que existen en el grupo de animales, por lo tanto, el diagnóstico que se elabora a partir de la misma es de tipo presuntivo y es necesario muchas veces tomar muestras para los diferentes laboratorios (bacteriología, virología, parasitología, análisis clínicos, toxicología), los cuales darán los resultados para que tomando en cuenta todos los hallazgos, se emita un diagnóstico final, el cual no siempre es definitivo (Moreno, 2006). Para obtener resultados confiables es de suma importancia que tanto la Toma de muestras necesarias, como su conservación se realice de manera correcta. Con el fin de evitar pérdida de tiempo o la realización de trabajo innecesario, el médico veterinario debe saber exactamente qué muestras se requieren en cada caso. Hay algunos factores de mucha importancia que deben ser tomados en cuenta, independientemente de qué tipo de muestra se va a enviar: 1. Las muestras deben ser lo más frescas posible. 2. El material para pruebas microbiológicas debe ser tomado bajo estrictas reglas de asepsia. 3. Cada muestra debe ser rotulada, de modo que sea fácil de identificar. 4. La siguiente información debe ser anexada a las muestras de cada caso: 

Nombre, dirección y teléfono del médico. 115 | P á g i n a



Nombre, dirección y teléfono del dueño.



Especie animal, edad, sexo y raza.



Número de animales en el hato.



Número de animales afectados.



Tiempo de evolución de la enfermedad.



Signos clínicos que presentó el paciente.



Datos sobre la morbilidad y mortalidad en el hato.



Vacunaciones y tratamientos.



Hallazgos en otras necropsias del mismo brote.



Casos similares en la zona.



Diagnóstico presuntivo.



Fecha y hora de la muerte.



Material enviado al laboratorio, fijador o preservativo usado.



Especificaciones claras relativas al tipo de análisis que se requiere.

Si el animal al que se le tiene que hacer el estudio postmortem se encuentra todavía vivo, puede ser útil tomar algunas muestras como sangre y líquido cefalorraquídeo, antes de la eutanasia.

En la mayoría de los casos las muestras deben de considerarse como materiales potencialmente infecciosos. El medio más eficaz y seguro para el envío 116 | P á g i n a

de muestras al laboratorio es el mensajero directo; pero en algunas condiciones se requiere del servicio postal, cuando esto último es lo que se usa, las muestras deben de reunir los siguientes requisitos: 1. Deben estar colocadas en recipientes dobles: dos cajas o una hielera de preferencia y bolsas de plástico; ya que se mejora el aislamiento y aumenta la resistencia del recipiente. Entre la bolsa o frascos que contienen las muestras y la caja externa se coloca un material que amortigüe los golpes y absorba la humedad (papel, aserrín). En el caso de enviar órganos refrigerados, se deberán empacar en recipientes que no goteen, envueltos en material absorbente como papel o aserrín y en cajas que resistan bien el manejo rudo a que se exponen en el transporte. Es indispensable que la información que se remita junto con las muestras sea completa por lo que deberá contener: nombre, dirección y número de teléfono del veterinario o propietario, enfermedad que se sospecha, examen deseado, descripción del animal (especie, edad, sexo, raza), si es que ya se le realizó la necropsia además de historia clínica completa (macro y microclima, signología de rebaño y del individuo, diagnóstico cínico). Resultados de la necropsia, tipo de conservador usado (cuanto tiempo desde que se tomó la muestra), todo esto deberá de ir en una bolsa de hule y escrita a lápiz para evitar que se borre la información si llegará a mojarse y entrar agua, y si el resultado de laboratorio urge se pide que se expida telefónicamente, por fax o correo electrónico. El paquete debe de tener la leyenda "material congelado-urgente, perecedero, empacado en hielo seco” o una explicación similar del contenido. 2. La caja externa se cierra de tal forma que todas las esquinas y tapas queden cerradas con cinta adhesiva; esto a su vez aumenta la resistencia del recipiente. 3.- Se considera la refrigeración como el conservador 117 | P á g i n a

universal, esto se logra introduciendo el recipiente con el órgano bien sellado y estéril en hielo, en el caso de las muestras de bacteriología y virología (para evitar que el agua del deshielo se meta en la muestra y se contamine), se pone dentro de una caja con refrigerante, tarros de jugos congelados o botes con hielo, luego se rellenan los espacios con periódico u otro tipo de material absorbente que funcione como aislante y pueda absorber los líquidos en caso de rotura del recipiente. El hielo seco también se puede utilizar, pero hay que tener cuidado de que no esté en contacto directo con los órganos ya que éstos se congelarían, por otra parte no se deben usar recipientes herméticos o de vidrio pues al volatilizarse el gas carbónico generaría presión en el recipiente y su consecuente explosión. Hay que tomar en cuenta que las bacterias se inactivan con el gas carbónico por lo que este tipo de muestras deben estar totalmente aisladas del mismo. La caja de remisión debe ir identificada y con indicaciones del cuidado en el manejo. Existen cajas de embalaje para transporte de materiales congelados, están hechas de plástico, lámina, fibra y otros materiales, pero el unicel también puede servir (Moreno, 2006). La refrigeración de muestras para su posterior envío por correo a veces es necesaria, para así conservar la viabilidad de organismos y evitar la descomposición de los tejidos, sin embargo los cultivos de bacterias en tubo inclinado, las muestras parasitarias y micóticas, generalmente no requieren de refrigeración durante el transporte. 4.- El suero y materiales para aislamiento de virus deben de estar por lo menos refrigerados, pero de preferencia congelados para su envío al laboratorio. 5.- Debe de evitarse enviar frascos con tapaderas flojas y empaques defectuosos. 6.- No es recomendable enviar muestras los fines 118 | P á g i n a

de semana, periodos cercanos a las vacaciones, días festivos y horas no hábiles, ya que se corre el peligro de que las muestras se pierdan, no se trabajen o se haga un mal procesamiento de ellas (Moreno, 2006).

b) Selección de muestras. El resultado rápido y efectivo del laboratorio, depende en gran medida de la selección y tratamiento adecuado del material y de las condiciones en que lleguen las muestras. La selección adecuada de las muestras necesarias para obtener el diagnóstico de las enfermedades, requiere de conocimientos y experiencia. Las muestras escogidas y pruebas solicitadas de cada caso deben de estar orientadas a ahorrar tiempo, material, dinero y esfuerzo, tanto para el laboratorio como para el interesado, para lo que es necesario haber realizado un buen diagnóstico clínico presuntivo (Moreno, 2006).

Siempre conviene llevar a cabo un plan cuidadoso, que contemple lo que se va a hacer, con qué fin se mandó una muestra, las limitaciones y ventajas de cada prueba y qué tipo de resultados se pretenden obtener. Es importante enviar a los centros de diagnóstico cadáveres de los animales afectados y si es posible animales aun vivos con la signología de la enfermedad, para obtener las mejores muestras posibles y además asegurar que a la necropsia se puedan observar lesiones (De Aluja, 2002). Con las medidas anteriores se evitará pasar por alto los casos de enfermedades combinadas, la contaminación de las muestras y la confusión que 119 | P á g i n a

puede provocar una interpretación errónea. Es recomendable contar con un equipo mínimo para realizar la necropsia y colectar muestras adecuadas, se sugiere: dos cuchillos afilados, piedra de afilar y/o chaira, segueta o hachuela, tijera, pinza, guantes, cordel, bolsas de plástico, frascos de preferencia de plástico con tapa de rosca estériles (hervidos), jeringas estériles con aguja, porta objetos, tubos de ensayo estériles y un litro de formol al 10% (realmente la concentración queda al 4% debido a que el formol absoluto viene al 40%). En condiciones extremas un cuchillo afilado puede ser suficiente (Trigo; 1998).

c) Material y métodos para exámenes. Material para exámenes hematológicos. Cuando se decide la eutanasia de un animal, siempre es de suma importancia tomar muestras de sangre antes de que sea sacrificado y la exactitud de la evaluación de tales muestras depende de la calidad en la colección de las mismas. Por tanto, el minucioso cuidado en la toma de estas muestras nos ayudará a obtener resultados confiables para un diagnóstico definitivo. Los sitios para obtener la muestra sanguínea dependen de la talla y especie animal. En grandes especies y pequeños rumiantes se punciona la vena yugular, en pequeñas especies resulta adecuado el uso de las venas cefálica y safena, así como la yugular para perros y gatos pequeños (De Aluja, 2002). En los animales de laboratorio, puede ser a partir del seno orbital y punción cardiaca, en aves la vena radial o el corte de uña, en el cerdo la vena cava caudal 120 | P á g i n a

y la marginal de la oreja. En general las agujas calibre 21 y 22 son las elegidas para la veno punción en perros y gatos, si se usan agujas de menor calibre se corre el riesgo de hemolizar la muestra o que se prolongue el tiempo de muestreo y se coagule antes de ser depositada en el tubo al vacío que contiene el anticoagulante (De Aluja, 2002). Una vez colectada la muestra, se debe depositar lo antes posible al tubo que contiene el anticoagulante y homogeneizar, sutilmente con el objeto de que la muestra se mezcle con éste, evitando la formación de coágulos; el EDTA (ácido etilendiamino tretracético, tapón lavanda) es el anticoagulante de elección para realizar análisis hematológicos, ya que permite la evaluación morfológica de las células sanguíneas (eritrocitos, leucocitos) y plaquetas. Es importante recordar que la cantidad de sangre a colectar depende del tamaño del tubo utilizado, ya que éste debe ser llenado 2/3 partes, esto debido a que existe una relación de anticoagulante con la cantidad de sangre para mantenerla incoagulable. Si no se cuenta con los tubos se pueden utilizar jeringas de 3 ml, las cuales se recomienda humedecerlas con EDTA líquido antes de la veno punción, para evitar la coagulación de la muestra (Moreno, 2006). Existen otros tipos de anticoagulantes que pueden ser usados, como la heparina, pero su inconveniente es que se debe realizar el análisis lo más pronto posible, pues este anticoagulante afecta la coloración y las células degeneran con mayor rapidez (Moreno, 2006). Los capilares con heparina son empleados con frecuencia en hematología de aves y reptiles. Si la muestra va a ser analizada en un lapso mayor a dos 121 | P á g i n a

horas, es recomendable realizar un frotis o extendido sanguíneo, con el objeto de que la evaluación morfológica se haga en células bien conservadas. Para realizar análisis bioquímicos, urea, creatinina, glucosa, enzimas hepáticas, etc., la colección de sangre debe ser en un tubo al vacío, sin anticoagulante (tapón rojo). Una vez obtenida la muestra se debe colocar el tubo de manera inclinada (no horizontal) para favorecer la formación del coágulo (15-30 min), para efectuar la separación del suero con una centrífuga clínica. No se debe refrigerar la muestra antes del tiempo recomendado, ya que se puede hemolizar y causar interferencias al momento de realizar su análisis (Moreno, 2006). Se pueden realizar determinaciones bioquímicas en muestras colectadas con heparina de litio como anticoagulante. Indicaciones para algunas determinaciones especiales requeridas en sangre. Pruebas de coagulación. Éstas también se deberán colectar con tubos al vacío que contengan citrato de sodio a 3.8%. Es importante colocar la cantidad exacta de sangre que viene indicada en el tubo, ya que una menor cantidad de sangre no guardará la relación sangre-anticoagulante, como resultado dará determinaciones erróneas. Glucosa. Si no es posible separar el suero en un lapso menor a 2 h, se puede colocar, el tubo con fluoruro de sodio. Minerales. Son determinados en suero o plasma. Pruebas serológicas. Se efectúan a partir de suero; se debe conservar en refrigeración o congelación (De Aluja, 2002). 122 | P á g i n a

Material para exámenes bacteriológicos y micológicos. Antes de iniciar la recolección de material para exámenes bacteriológicos, se debe revisar la historia clínica para saber si el animal ha recibido tratamiento quimioterapéutico en los tres días anteriores a la realización de la necropsia, ya que el crecimiento bacteriano puede ser pobre o nulo, lo que confundiría los resultados del estudio postmortem. El uso de instrumental y recipientes estériles es indispensable para la obtención de muestras útiles. La esterilización puede llevarse a cabo en autoclave o en una olla de presión de tipo casero (121ºC, 15 lb, 15 min). Si los instrumentos por usar se han sumergido previamente en soluciones antisépticas, debe tenerse cuidado de no usarlos mojados, ya que el contacto con ellas podría inhibir el crecimiento de los microorganismos (De Aluja, 2002). Los órganos sanos por lo general están libres de bacterias, por lo que hay que evitar su contaminación con exudados o contenido gastrointestinal, lo que haría prácticamente imposible una interpretación correcta de los resultados del análisis bacteriológico. En todos los casos, debe recogerse la mayor cantidad posible de muestra de tejido bien tomadas, de diferentes sitios, para que haya una buena oportunidad de aislar al agente causal (De Aluja, 2002). Es una buena práctica colocar trozos de tejidos de un grosor no mayor de 4 cm en frascos estériles individuales con tapón de rosca. También pueden colocarse en bolsas de polietileno nuevas, las cuales estarán estériles. Cuando las muestras son de exudados o líquidos, se deben aspirar con aguja y jeringa o pipetas de vidrio estériles y vaciar a tubos, también estériles, siempre cerca del mechero. Si las jeringas son de plástico, puede quemarse la punta de las mismas 123 | P á g i n a

una vez llenadas, para sellarlas herméticamente. El uso de hisopos no da buenos resultados en la siembra no puede efectuarse de inmediato, ya que éstos se secan rápidamente. Sin embargo, los hisopos pueden ser colocados en un medio de transporte como el de Stuart, para ser enviados al laboratorio de bacteriología. Las muestras que no serán procesadas de inmediato se conservarán en el refrigerador a 4º C. Las muestras siempre deben ser, tomadas de un animal recién muerto, en todo caso, en un lapso no mayor de 2 h. Cuando esto no sea posible, se recomienda tomar fracciones de médula hematopoyética de un hueso largo, ya que éste es el último tejido en sufrir invasión bacteriana postmortem. En el caso de que el animal haya sufrido de una septicemia se podrá tomar una muestra de médula ósea roja (Moreno, 2006). Si se sospecha de clostridiasis, será necesario indicarlo en la hoja de remisión al laboratorio de microbiología. Para comprobar infecciones micóticas en piel o dermatofitosis, se extraen pelos con su raíz de la periferia de las lesiones sospechosas. Se remiten al laboratorio en un sobre de papel bien cerrado o en otro recipiente seco; sin conservador (Moreno, 2006). Material para exámenes virológicos. El diagnóstico de enfermedades virales en términos generales puede requerir de suero, exudados, epitelios (enfermedades vesiculares) y de tejidos, con el fin de llevar a cabo pruebas inmunológicas, de biología molecular, aislamiento de virus y estudios ultraestructurales (Moreno, 2006).

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Las muestras tienen que ser frescas, tomadas con precauciones de asepsia, de preferencia durante el periodo agudo de la enfermedad y no deben añadírseles fijadores o antisépticos si va a haber demora para que lleguen al laboratorio, se enviarán refrigerados o conservados en congelación. Si forzosamente tienen que permanecer algún tiempo a la temperatura ambiente, es necesario añadir, un medio de conservación, siendo el más recomendable para muestras líquidas (secreciones, deyecciones, líquido vesicular, plasma o suero) la solución estéril de Hank (pH 7.2): Albumina bovina a 10% (o hidrolizado de lactoalbúmina a 0.5%), penicilina G potásica 500 UI/ml, sulfato de estreptomicina 500 mg/ml. Esta solución se mezcla a partes iguales con el líquido problema (De Aluja, 2002). Para tejidos se recomienda la glicerina amortiguada (pH 7.2): Solución A: Fosfato disódico monobásico (Nal04, 2H2O), 31.2 g, agua destilada 1000 ml; Solución B: Fosfato de sodio dibásico, 53.65 g, agua destilada 1000 ml. Mezclar 28 ml de la solución A con 72 ml de la solución B y con 100 ml de glicerina. Esterilizar en autoclave a 15 lb durante 20min. Cuando es imposible conseguirla glicerina amortiguada, se puede usar glicerina con solución salina fisiológica (pH 7.2) o con agua destilada a partes iguales (Moreno, 2006). En general las muestras para aislamiento viral, no se deben enviar en hielo seco, porque el gas carbónico que se desprende cambia el pH y puede inactivar al virus. Las muestras de tejido para inmunofluorescencia se prefieren frescas, refrigeradas o congeladas, sin conservador, porque las soluciones glicerinadas

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tienden a bajar los títulos de virus, por tanto, disminuyen la fluorescencia (De Aluja, 2002). Cuando existen muchos animales vivos en un hato en el que se sospecha de una enfermedad viral, el diagnóstico serológico se comprueba tomando dos muestras de los mismos animales (sueros pareados), durante el periodo agudo del brote y tres semanas después con el fin de constatar que haya seroconversión o un aumento significativo en el título de anticuerpos. Un resultado positivo con sólo una muestra de suero tiene un valor de diagnóstico muy limitado (De Aluja, 2002).

Material para exámenes parasitológicos. Nematodos. El parásito se lava en 1-3 cambios de solución salina fisiológica y se coloca en una solución de alcohol-formalina-ácido acético (10 ml de formalina a 37 -40%, 90 ml de alcohol etílico a 80% y 5 ml de ácido acético), de preferencia caliente (70-80ºC). Una vez enfriado el líquido, se cambia el espécimen a otro frasco conteniendo el mismo fijador limpio. Cuando los nematodos están adheridos al tejido puede ser necesario, para que se desprendan, colocar el órgano o parte de él en una charola con solución salina fisiológica tibia (De Aluja, 2002). Triquinas. Diafragma, músculos intercostales o maseteros en fresco, para pruebas de digestión u observación microscópica directa. También pueden tomarse muestras de los tejidos sospechosos en formalina a 10% para examen histopatológico (De Aluja, 2002). 126 | P á g i n a

Cestodos. Se colocan por 1-2 h en solución salina fisiológica a 40°C, para que se extiendan. Se fijan en formalina al 5%, ya sea entre dos portaobjetos o temándolos con pinzas sumergiéndolos y sacándolos varias veces para evitar contracción excesiva. Se debe tener cuidado de tomarlos con las pinzas de un segmento posterior y verificar que exista el escólex. (De Aluja, 2002). Trematodos. Se lavan en solución salina fisiológica a 1% y se fijan en formalina a 10% o en AFA de preferencia caliente, colocándolos entre dos cubreobjetos (De Aluja, 2002). Coccidias. Se colocan segmentos de intestinos o hígado (en caso de conejos en formalina a 10% para examen histopatológico. Materia fecal fresco o suspendido en dicromato de potasio a 2% para examen coproparasitoscópico (De Aluja, 2002). Babesia. Cuando se sospecha de Babesia bovis, la sangre se toma de una oreja o se hacen frotis delgados del encéfalo, fijando con alcohol metílico. Trichomonas. Se colecta moco fresco. Para pruebas de aglutinación se requiere un mínimo de 2 ml. Si el moco es escaso, puede obtenerse una muestra de lavados vaginales o prepuciales con solución salina fisiológica, recogidos asépticamente si se requiere un cultivo. Estas muestras se deben trabajar a más tardar 24 h después de haberlas tomado (De Aluja, 2002).

Insectos. Los ectoparásitos y garrapatas se pueden colectar con pequeñas pinzas en frascos o bolsas de polietileno, teniendo cuidado de obtenerlos intactos. 127 | P á g i n a

Cuando el cadáver es pequeño, puede ser colocado en una bolsa de polietileno con el fin de que los ectoparásitos, al desprenderse, caigan en ella y puedan recogerse fácilmente. También pueden colocarse los insectos para su fijación en alcohol etílico frío (4-8ºC) (De Aluja, 2002). Heces. Su recolección se hace del recto en el animal vivo o muerto o de material recién eliminado. Se colocan en frascos con tapa de rosca, en recipientes de cartón encerado con tapa o en bolsas de polietileno, para evitar el desarrollo de estados larvarios a partir de huevos, se aconseja llenar el recipiente al máximo, con el fin de excluir el aire. Si el tiempo entre la toma de muestras y su llegada al laboratorio es muy largo, puede añadirse un poco de formalina a 5 o 10% (De Aluja, 2002). Raspado de piel y muestras de pelo. Para parásitos cutáneos se utiliza una hoja de bisturí no muy filosa. El raspado se debe hacer de las lesiones activas de diferentes sitios y debe abarcar zonas profundas de la dermis (en animales vivos hasta que empiece a sangrar levemente). Si se sospecha de Demódex spp se recomienda un corte de piel fijado en formalina a 10%. Para estudios microscópicos los raspados se pasan a un recipiente limpio y seco sin necesidad de fijarlos (Moreno, 2006).

Material para exámenes histopatológicos.

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Los tejidos se deben recolectar lo más pronto posible después de la muerte y de preferencia deben contener una parte del tejido afectado junto con otra de aspecto normal (Moreno, 2006). El grosor de la muestra depende del tejido, pero como regla general no debe ser mayor de 0.5 cm y debe ser colocado en un frasco que contenga por lo menos diez veces su volumen de fijador. Cuando se toman muestras demasiado gruesas se fijarán las partes periféricas mientras que en el centro, donde no puede penetrar con rapidez el fijador, seguirán los procesos autolíticos por más tiempo, lo que puede llegar a confundir al patólogo con poca experiencia (Moreno, 2006). La elección del líquido fijador depende, desde luego, de lo que se pretende investigar. Para trabajos de rutina con coloración de hematoxilina-eosina, el fijador más utilizado es la formalina a 10% amortiguado a un pH de 7.2. Tiene la ventaja de que en él pueden permanecer, los tejidos por tiempo indefinido. Si se requiere de alguna técnica especial será necesario consultar los libros de técnicas histológicas para las indicaciones pertinentes (Moreno, 2006). Los recipientes para las muestras deben ser de boca ancha para que puedan salir íntegras y fácilmente, una vez fijadas. Las muestras para exámenes histológicos nunca se deben congelar (Moreno, 2006).

d) Obtención de líquidos.

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Obtención de líquido cefalorraquídeo. Se puede obtener del animal anestesiado o insensibilizado, antes de proceder a la necropsia. Se punciona el espacio suboccipital, para llegar a la cisterna magna o la región lumbosacra para el espacio subaracnoideo. En ambos casos, la región debe rasurarse y desinfectarse (De Aluja, 2002). Para la punción son necesarias agujas especiales estériles con un estilete; su tamaño varía según la especie o el grosor de la vértebra. El líquido se colecta en un tubo estéril a medida que vaya saliendo de la aguja o se aspira con una jeringa, teniendo cuidado de hacerlo suavemente (De Aluja, 2002). En el caballo, el mejor sitio para la punción es la región suboccipital, en el borde anterior de las alas del atlas y con flexión ventral de la cabeza de 90°. En los bovinos es más práctica la punción lumbar. La aguja se inserta en la línea media en una depresión existente entre la apófisis espinosa de la última vértebra lumbar y el extremo anterior de la cresta sacra\media. En ovinos y caprinos pueden usarse ambas técnicas; en cerdos grandes, la punción lumbosacra es más fácil En perros y gatos, la punción suboccipital es la más recomendable (De Aluja, 2002). De las grandes especies pueden obtenerse 5 ml; de perros 2 a 4 ml; de gatos de 10 a 30 gotas. Las muestras de líquido cefalorraquídeo se deben examinar lo más rápido posible para evitar la alteración de algunos componentes como leucocitos y glucosa. En caso de que ocurra algún retraso se debe añadir EDTA en la misma proporción que para sangre. Si lo que se quiere determinar es

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glucosa, se deben agregar 10 mg de fluoruro de sodio y 1 mg de heparina por cada mililitro de líquido, debiendo tener en cuenta que el fluoruro de sodio no inhibe completamente la glucólisis (De Aluja, 2002). Obtención de líquido sinovial. Se puede obtener al abrir la articulación durante la necropsia, pero para evitar la contaminación es recomendable una punción, preparando la región de la manera descrita para la extracción de líquido cefalorraquídeo. Una vez obtenido, se debe mezclar con anticoagulante; siendo mejor el EDTA, 2 mg por mililitro de líquido. También se puede usar citrato de sodio a 3.8%, 0.1 ml por cada mililitro de líquido. Si se requiere un análisis completo, se enviarán dos muestras de 3 ml cada una, una con anticoagulante y la otra sin éste (De Aluja, 2002). Obtención de orina. Se obtiene puncionando la vejiga una vez expuesta en la cavidad pélvica; con una aguja gruesa aspirándola en una jeringa estéril. Se vacía en frascos estériles de vidrio o de plástico, lavados escrupulosamente. La orina normal es transparente y amarillenta en todas las especies, excepto en la equina, que es turbia y viscosa (De Aluja, 2002).

5. EJEMPLO DE UN PROTOCOLO DE NECROPSIAS. 131 | P á g i n a

a) Hoja de hallazgos macroscópicos. Ejemplos de formatos de hallazgos macroscópicos.

Ejemplo # 1. Dr. o Sr.________________________________ Dirección: ______________________________ Caso núm.______________________________

Fecha: _______________

Resultado del estudio postmortem, llevado a cabo en un(a) (vaca, caballo, yegua, perro, etc.) de raza____________ color __________, de edad_______, Con núm. De identificación_________ (arete, fierro, placa, etc.) propiedad de ___________________________________. Remitido

por

______________________

con

diagnóstico

presuntivo

de______________________.

El informe preliminar le fue remitido el _________. A continuación se hace un resumen del protocolo de la necropsia anotando sólo las lesiones de valor diagnóstico encontradas, integrando el examen histopatológico al describir los cambios macroscópicos en cada órgano o tejido. Los resultados de las pruebas de laboratorio se anotan, teniendo cuidado, cuando se trata de exámenes de microbiología, de precisar los tejidos u órganos de donde fueron aislados los microorganismos. Diagnóstico: 1. Lesión principal, mencionando agente etiológico de ser posible. 132 | P á g i n a

2. Lesiones concomitantes. 3. Lesiones predisponentes. 4. Lesión(es) independiente(es). 5. Causa de la muerte. Comentarios: Pueden comunicarse observaciones relacionadas con el estudio. __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ ______________________________________________________ (De Aluja, 2002). .

Ejemplo # 2.

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RESEÑA IDENTIFICACION

ESPECIE

RAZA

DEL ANIMAL FECHA DE

EDAD

SEXO

ESTERILIZADO

COLOR

PESO

NACIMIENTO EUTANASIA NOMBRE Y DIRECCION DEL REMITENTE NECROPSIA

FECHA DE MUERTE

CASO No.

TIEMPO ENTRE LA MUERTE Y LA NECROPSIA

DATOS CLINICOS Y PATOLOGICOS Diagnostico(s) clínico(s) relevantes (con la muerte del animal). Datos adicionales: HALLAZGOS MACROSCOPICOS INPECCION EXTERNA (Condición del cadáver, capa, orificios corporales como oral, otico, ocular, prepucial o vaginal y anal, cicatrices, lesiones superficiales, faneras, masas, etc.) INSPECCION PRIMARIA (Tejido subcutáneo, musculatura, linfonodos superficiales, articulación coxofemoral, etc.) INCISION SECUNDARIA (Si existe presencia de fluido en cavidad torácica y/o abdominal, posición de vísceras.) EXTRACCION DE ORGANOS (Cavidad oral, tonsilas palatinas, linfonodos retrofaringeos, tiroides.)

134 | P á g i n a

APARATOS Y SISTEMAS

SISTEMA RESPIRATORIO (Linfonodos bronquiales y mediastinicos, laringe, tráquea, bronquios, pulmones.)

CORAZON (Pericardio, epicardio, miocardio, endocardio, ventriculos, atrios, aurículas, válvulas, y grandes vasos.

BAZO

RIÑONES

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ESTOMAGO

REPORTE PRELIMINAR

DX (S) MORFOPATOLOGICO(S) DIAGNÓSTICO FINAL (En caso de obtenerse) AGREGADOS

COMENTARIOS

(UNAM; 2008) Ejemplo # 3 UNIVERSIDAD VERACRUZANA 136 | P á g i n a

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA FORMATO DE DIAGNÓSTICO ANATOMO PATOLOGICO FECHA:__________________ REFERENCIA:_____________ PROPIETARIO:_____________________ Tel:________________________ DIRECCION POSTAL:____________________________________________ UBICACIÓN:____________________________________________________ CLINICO:___________________________TEL:________________________ ESPECIE:_____________RAZA:_______SEXO:_______EDAD:_PESO:_____ ANAMNESIS:_______________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ HORAS TRANSCURRIDAS DESDE LA MUERTE:____________ HORAS EN REFRIGERACION:__________________________ Instrucciones para el llenado: Marque con una (x) la clave numéri8ca correspondiente a la localización anatómica si es aparentemente normal; si se observan lesiones, entonces ponga la clave a la izquierda de un renglón y a continuación describa las alteraciones. INSPECCION DE EXTERIORES: Orificios naturales (1);Piel (2):Faneras (3);Mucosas (4); Ojos (5); Otros(6): __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ INCISIONES PRIMARIAS: Tejido subcutáneo(1); Nódulos linfáticos superficiales (2); Glándula mamaria (3); Ombligo (4); Músculos (5); Otros (6): __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________

APARATO RESPIRATORIO: Mucosa nasal (1); Cornetes (2); Senos (3); Laringe (4); Tráquea (5); Pullmones (6); Nódulos linfoides del tórax (7); Caja torácica y pleura (8):

137 | P á g i n a

__________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________

CARDIOVASCULAR: Pericardio (1); Miocardio (2); Endocardio (3); Cavidades (4); Grasa cardiaca (5); Válvulas (6); Arterias (7); Venas (8); Otros (9): __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________

DIGESTIVO ALTO: Boca (1); Farínge (2); Nodulos linfoides de la cabeza y farínge (3); Glándulas salivales (4) Esófago (5); Otros (6). __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ DIGESTIVO BAJO: Cavidad abdominal y peritoneo (1); Rumen (2); Abomaso o estómago (3); I. delgado (4); I. grueso (5); Hígado (6); Páncreas (7); Nódulos linfáticos (8): __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ Bazo:_____________________________________________________________ __________________________________________________________________ EXCRETOR: Riñones (1); Uréteres (2); Vejiga urinaria (3); Uretra (4): __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ ORGANOS REPRODUCTIVOS: Próstata (1); Vesículas seminales (2); Testículos y escroto (3); Pene (4); Ovarios y trompas (5); Matriz (6); Vejiga y vulva (7); Otros (8): 138 | P á g i n a

__________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________

NERVIOSO: Líquido cefalorraquídeo (1); Meninges (2); Encéfalo (3); Médula espinal (4); Otros (5):_______________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ MUSCULO ESQUELETICO: __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ GLANDULAS ENDOCRINAS: Hipófisis (1); Pineal (2); Tiroides (3); Paratiroides (4); Adrenales (5): __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________

SINTESIS DE DIAGNOSTICOS DE LESIONES O ALTERACIONES 1. ____________________________________________________________ 2. ____________________________________________________________ 3. ____________________________________________________________ 4. ____________________________________________________________ DIAGNOSTICO PRESUNSUCIONAL DE MUERTE O DE ENFERMEDAD PREDOMINANTE: __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ PROCEDIMIENTO DE INVESTIGACION CIENTÍFICA: Investigación requerida 1)

Muestra(s) enviada(s) 139 | P á g i n a

2) 3) 4) SINTESIS DE RESULTADOS OBTENIDOS: 1. ____________________________________________________________ 2. ____________________________________________________________ 3. ____________________________________________________________ 4. ____________________________________________________________ CONCLUSION DIAGNOSICA INTEGRAL SOBRE LA CAUSA DE LA MUERTE O ENFERMEDAD PREDOMINANTE: __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ (Moreno Loyo, 2008).

Ejemplo # 4 Piel y subcutáneo.

Cavidades (serosas) 140 | P á g i n a

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___________________________

___________________________

___________________________

___________________________

___________________________

Digestivo

Respiratorio.

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___________________________

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Cardiovascular

Linforetirular

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___________________________

___________________________

___________________________

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Médula ósea

Urinario

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___________________________

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___________________________

___________________________

___________________________

Genital

Musculoesquelético

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___________________________

___________________________

___________________________

___________________________

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Nervioso ___________________________

Endócrino, ojos y oídos ___________________________ 141 | P á g i n a

___________________________

___________________________

___________________________

___________________________

DIAGNOSTICO MACROSCOPICO. __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ ______________________________________________________ (De Aluja, 2002).

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CONCLUSIONES.

La necropsia es muy importante en la medicina Veterinaria, tanto como herramienta de diagnóstico en casos aislados, como en la detección de enfermedades emergentes o zoonóticas en grupos de animales, con el fin de realizar un diagnóstico final preciso, así como establecer la causa de muerte.

Llevar a cabo la necropsia como parte del protocolo de acción en casos de muertes con diagnósticos poco claros, nos otorga la seguridad de conocer la causa

del deceso y de esta forma, poder tomar las medidas zoosanitarias

pertinentes para evitar su diseminación, reportar la presencia de la enfermedad en caso necesario, y la aplicación de tratamientos a los animales enfermos.

RECOMENDACIONES.

En casos excepcionales se recomienda analizar literatura especializada de acuerdo al tema en discusión, como por ejemplo la sospecha de Bacillus Anthracis,

en dicho caso deberíamos consultar las especificaciones de la

enfermedad para poder realizar la necropsia.

Se debe consultar literatura especializada en cuanto a toma y envío de muestras debido a que en este trabajo recepcional

se abordan los aspectos

relacionados con la toma de muestras al momento de la necropsia.

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Literatura citada. 1. Bedotti, D.O. 2005. Técnica de necropsia en rumiantes. Sitio argentino de Producción Animal. Publicación técnica No. 58. 2. De Aluja, S. A., et al. 2002. Técnicas de necropsia en animales domésticos. Edit. Manual moderno. 3. González, M. J. V. La necropsia, la última oportunidad de salvar a la vaca. Frisona Española No. 173. 4. González, M. J. V. 2011. La necropsia en el campo. Facultad de Veterinaria, UCM. TRIALVET Asesoría e investigación Veterinaria SL. 5. http://sites.google.com/site/autopsiasnecropsias http://cbs.izt.uam.mx/nacameh/v2n2/Nacameh_v2n2_106RinconRios.pdf 6. http://www.medigraphic.com/pdfs/gaceta/gm-2002/gm023n.pdf 7. http://www.slideshare.net/juliolarenas/necropsiaweb 8. http://www.slideshare.net/sebas344/sacrificio-y-faenado-de-bovinos-yporcinos 9. http://secal.es/ficheros/ficheros/27/Eutanasia2.pdf 10. Hurtado, M. J. 2008. Situación de la autopsia en cuba y el mundo; la necesidad de su mejor empleo. Patología revista latinoamericana. 11. Jara, G. B. 1969. Manual de laboratorio de diagnóstico “Técnicas de necropsia. Secretaría de Agricultura y Ganadería. 12. Moreno, C. B. R. 2006. Manual de técnicas de necropsia “Patología general”. Universidad Nacional Autónoma de México. 13. Montesinos, R. L.I. 2003. Necropsia, toma y envío de muestras en bovinos. Sin publicar. Asociación Mexicana de especialistas en bovinos, A. C. 14. Moreno Loyo, A. 2008. Formato de diagnóstico Anatomo-patológico. Universidad Veracruzana, Facultad de Veterinaria y Zootecnia. 15. NORMA Oficial Mexicana NOM-033-ZOO-1995, Sacrificio humanitario de los animales domésticos y silvestres. 16. NORMA Oficial Mexicana de Emergencia NOM-EM-09-ZOO-1994, Sacrificio humanitario de los animales domésticos y silvestres. 17. Ortiz, M. E.P. 2008. Técnicas de necropsia en cerdos. Virbac al día. Ejemplar No. 15. 18. Odrizola, M. E. 2004. Protocolo de necropsia en rumiantes. Universidad del Centro, Facultad de Cs. Veterinarias. 19. Sumano, L.H.S. 2006. Farmacología Veterinaria. Edit. McGraw-Hill. Tercera edición. 20. Sisson, S., et al. 1982. Reimpresión 2005. Anatomía de los animales domésticos. Edit. Masson. 21. Trigo, T. F.J. 1998. Patología sistémica veterinaria. Edit. McGraw-Hill. Tercera edición. 22. Universidad Nacional Autónoma de México. 2006. Formato de hallazgos macroscópicos. 144 | P á g i n a

23. Valencia, M. P. F. 2008. La autopsia 2008. Patología, revista latinoamericana. Volumen 46, núm. 2, abril-junio. 24. Velázquez, D. 1991. Necropsia: Examen interior, toma de muestras y entrega de cadáver. Vídeo/película.

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