Story Transcript
UNIVERSIDAD VERACRUZANA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
MANUAL DE SERVICIOS CLÍNICOS PARA CABALLOS EN EL HOSPITAL VETERINARIO PARA GRANDES ESPECIES DE LA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA DE LA UNIVERSIDAD VERACRUZANA
TRABAJO PRÁCTICO EDUCATIVO Q U E C O M O REQUISITO PARCIAL PARA O B T E N E R EL TITULO DE
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA P R E S E N T A: ANA DEL CARMEN MONROY RODRÍGUEZ ASESORES: MVZ M. en CA. Armando López Guerrero MVZ, Dr. Alejandro Taylor Estrada Coates VERACRUZ, VER.
F E B R E R O D E 2011
CONTENIDO
DEDICATORIA
iii
AGRADECIMIENTOS
iv
INDICE
v
LISTA DE FIGURAS RESUMEN
vii x
DEDICATORIA
Con mucho amor para mis padres Lina Rodríguez Espinosa y Pedro Monroy Santiago, y hermanos Lic. Edna Yeriley Monroy Rodríguez y Tte. Miguel Ángel Monroy Rodríguez.
Con cariño para mis asesores, MVZ, M. en C.A. Armando López Guerrero y MVZ, Dr. Alejandro Taylor Estrada Coates.
A la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana. Para el Hospital Veterinario para Grandes Especies
Y a todos los alumnos de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana, espero les sirva de ayuda.
AGRADECIMIENTOS Quiero agradecer a mis padres quienes hicieron hasta lo imposible para formarme profesionalmente y culminar mi carrera. Por su apoyo moral y bendiciones incondicionales todo el tiempo, por apoyarme en mis decisiones. A mis hermanos que siempre están al pendiente de mi, apoyándome en cuanto más pueden, y por sus consejos y enseñanzas como hermanos mayores. Gracias padres y hermanos los amo!. A mi tutor y asesor MVZ, M. en C.A. Armando López Guerrero por guiarme y apoyarme en mi formación profesional y por su apoyo en situaciones difíciles. A mis asesores, MVZ, M. en C.A. Armando López Guerrero y MVZ, Dr. Alejandro Taylor Estrada Coates, por su apoyo y paciencia para hacer este manual y consejos para su realización. A los académicos quienes me formaron, me enseñaron y guiaron profesionalmente. Gracias por compartir sus conocimientos y experiencias. A mis amigos: Miriam, Ary, Quique Salazar, Jazz, Jorge, Humberto Iturbe, Marroquín, Juanxxo, Martín, Arely y todos aquellos con quienes conviví y me divertí estos años, y espero seguir haciéndolo; compartiendo experiencias de vida, de estudiantes, errores; gracias por sus consejos, apoyo y por contar con ustedes siempre que los necesite. Mil gracias por su amistad, y confianza. Los quiero mucho!.
ÍNDICE Pág. INTRODUCCIÓN
1
ANTECEDENTES
2
OBJETIVOS
6
GENERAL
6
ESPECÍFICOS
6
JUSTIFICACIÓN
7
METODOLOGÍA
8
PROCEDIMIENTOS ARRIBO AL HOSPITAL MANEJO Y CONTENCIÓN DEL CABALLO EXAMEN FÍSICO
10 10 11 29
TOMA DE CONSTANTES FISIOLÓGICAS
46
EXAMEN DE COJERAS
47
REVISIÓN DE PACIENTES HOSPITALIZADOS
60
TOMA DE MUESTRAS DE SANGRE
61
EN LA VENA YUGULAR
61
EN LA VENA FACIAL TRANSVERSA
62
EN LA VENA CEFÁLICA
63
EN LA VENA SUBCUTÁNEA ABDOMINAL
64
ADMINISTRACIÓN DE FÁRMACOS
65
POR VÍA ORAL
65
POR VÍA INTRAMUSCULAR
66
POR VÍA INTRAVENOSA
68
CATETERIZACIÓN INTRAVENOSA
69
CATETERIZACIÓN DE VÍAS URINARIAS
73
INTUBACIÓN NASOGÁSTRICA
75
CANULACIÓN DEL CONDUCTO NASOLAGRIMAL
81
LIMPIEZA DE CASCOS
82
VENDAJE DE CASCOS
83
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
85
ANEXOS
88
HISTORIA CLÍNICA
88
HOJA DE CUIDADOS INTENSIVOS
91
HOJA DE MEDICAMENTOS
92
HOJA DE CIRUGÍA
93
HOJA DE AUTORIZACIÓN PARA CIRUGÍA
94
HOJA DE HOSPITALIZACIÓN
95
ORDEN RADIOLÓGICA
96
ORDEN ODONTOLÓGICA
97
ORDEN PARA TERMOGRAFÍA
98
HOJA DE SERVICIOS Y ESTADO DE CUENTA
102
CONVENIO DE PAGOS
103
LISTA DE FIGURAS Pág Figura 1.- Paciente bajando del remolque
10
Figura 2.- Evaluación del paciente
10
Figura 3.- Almartigón colocado de manera correcta
12
Figura 4.- Bozal colocado correctamente (cortesía Dr. Ted Fisher)
12
Figura 5.- Capota para protección de la cara
13
Figura 6.- Visera colocada
13
Figura 7.- Abrebocas tipo MacPherson
13
Figura 8.- Cabezal temporal hecho con cuerda de seda
14
Figura 9.- Tipos de arcial
14
Figura 10.- Brida tipo Yankee aplicada
14
Figura 11.- Inicio del examen físico por la cabeza
29
Figura 12.- Colocación de termómetro
29
Figura 13.- Inspección frontal del caballo
30
Figura 14.- Inspección de costado del caballo
30
Figura 15.- Inspección caudal del caballo
30
Figura 16.- Examen de la cabeza
31
Figura 17.- Examen de la boca
31
Figura 18.- Examen exterior de la boca
32
Figura 19.- Examen interno de la boca
32
Figura 20.- Uso de la lengua para la inspección de la boca
32
Figura 21.- Abreboca de cuña
33
Figura 22.- Abreboca para incisivos
33
Figura 23.- Abreboca Macpherson aplicado
33
Figura 24.- Aplicación de presión sobre la mucosa de la encía
33
Figura 25.- Marca digital en la mucosa de la encía
33
Figura 26.- Auscultación del tórax
37
Figura 27.- Bolsa para incrementar los sonidos pulmonares
37
Figura 28.- Percusión del tórax
37
Figura 29.- Estetoscopio
39
Figura 30.- Auscultación del corazón
39
Figura 31.- Auscultación abdominal dorsal
44
Figura 32.- Auscultación abdominal ventral
44
Figura 33.- Toma de frecuencia cardiaca
46
Figura 34.- Toma del pulso
46
Figura 35.- Toma de temperatura rectal
46
Figura 36.- Sitios de inyección para el bloqueo de nervios de miembro anterior (modificado de Muir, W.W. 2007)
57
Figura 37.- Sitios de inyección para el bloqueo del nervio ulnar (modificado de Muir, W.W. 2007)
57
Figura 38.- Sitios de inyección para el bloqueo del nervio mediano (modificado de Muir, W.W. 2007)
58
Figura 39.- Sitios de inyección para el bloqueo del nervio musculocutáneo (modificado de Muir, W.W. 2007)
58
Figura 40.- Sitios de inyección para el bloqueo de nervios de miembro posterior (modificado de Muir, W.W. 2007)
59
Figura 41.- Localización de la vena yugular (se ha aplicado alcohol)
62
Figura 42.- Orientación de la aguja frente a la vena yugular
62
Figura 43.- Extracción de sangre de la vena yugular
62
Figura 44.- Asepsia del área de la cresta facial
63
Figura 45.- Introducción de la aguja hasta el tope del hueso
63
Figura 46.- Extracción de sangre en tubo Vacutainer
63
Figura 47.- Cara interna del antebrazo derecho, se aprecia la vena cefálica
63
Figura 48.- Colocación de la aguja sobre la trayectoria de la vena cefálica
63
Figura 49.- Extracción de sangre de la vena cefálica
63
Figura 50.- Localización de la vena subcutánea abdominal
64
Figura 51.- Punción de la vena subcutánea abdominal
64
Figura 52.- Extracción de sangre de la vena subcutánea abdominal
64
Figura 53.- Introducción de a jeringa con medicación
66
Figura 54.- Aplicación del medicamento por vía oral
66
Figura 55.- Caballo saboreando la medicación
66
Figura 56.- Sitio de inyección en la tabla del cuello
67
Figura 57.- Sitio de inyección en la nalga
67
Figura 58.- Sitio de inyección en el pecho
67
Figura 59.- Localización de la vena yugular
68
Figura 60.- Material necesario para la cateterización intravenosa
70
Figura 61.- Tipos de catéter más utilizados
70
Figura 62.- Sitio de elección para la cateterización
71
Figura 63.- Tricotomía de la región
71
Figura 64.- Presentación del catéter previo a su inserción
71
Figura 65.- Extracción de la aguja del catéter
72
Figura 66.- Tapón acoplado directamente al catéter
72
Figura 67.- Fijación del catéter con material de sutura
72
Figura 68.- Sondas nasogástricas
76
Figura 69.- Almartigón para control de la cabeza
76
Figura 70.- Lubricación de la sonda
77
Figura 71.- Sujeción de la cabeza y colocación de la mano izquierda antes de iniciar el procedimiento
77
Figura 72.- Paso de la sonda a través de la nariz
77
Figura 73.- Paso de la sonda a través del canal yugular
79
RESUMEN Monroy Rodríguez Ana del Carmen 2010. Manual de servicios clínicos para caballos en el hospital veterinario para grandes especies de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana. Manual Práctico Educativo. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, México. Se realizó este trabajo práctico con la finalidad de contar con un manual de servicios clínicos para el área de equinos, útil para los estudiantes prestadores de servicio social, residentes e internos, para la consulta de los procedimientos llevados a cabo en el hospital. Los procedimientos básicos descritos en este manual se le deben realizar a todo equino que arribe al hospital, son de suma importancia para el animal y para el personal involucrado con ellos. Aunado a esto, sirven como guía práctica para los residentes del hospital, dándoles más experiencia para tratar con estos animales. Teniendo el conocimiento necesario y el personal adecuado, el Hospital Veterinario para Grandes Especies brindará un servicio de buena calidad al paciente, ganando prestigio y reconocimiento en el Estado de Veracruz.
INTRODUCCIÓN Existen diferentes manuales donde se compendia información necesaria e importante respecto a los temas que traten, ya sea de medicina humana, antropología, química, clasificaciones taxonómicas, anatomía humana, anatomía animal, de enfermedades infecciosas, enfermedades específicas de la piel, etc., infinidad de temas; esto con el propósito de facilitar al lector la búsqueda de algo específico y mostrarle de una forma más práctica y resumida la información que requiere. En el caso de manuales referentes a las prácticas clínicas en équidos resulta de gran interés realizar uno que sirva a la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana, ya que ésta no cuenta con un manual dedicado a las prácticas que se realizan a animales propios de la Posta Zootécnica Torreón del Molino. Es por ello, debido a la ausencia de un documento guía en nuestras instalaciones que se ha emprendido la tarea de recopilar información en un manual que resulte práctico para los estudiantes de la facultad y puedan así consultarlo cuando lo requieran y les sea de gran ayuda para saber efectuar la clínica en equinos. El contenido de este manual se basa en la mayoría de las prácticas que se refieren en los programas de las diferentes experiencias educativas relacionadas con esta especie, dichas asignaturas son: zootecnia de equinos, clínica de equinos y medicina y cirugía de equinos; en cada una de ellas se llevan a cabo prácticas para que los estudiantes aprendan, primeramente a manejar a una especie grande, pero muy delicada, desde cómo sujetarlos, como introducir sondas nasogástricas, el cuidado que se debe tener al administrarles diferentes medicamentos, en que regiones es menos agresivo y cuales son las más convenientes.
ANTECEDENTES La Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana, al enfrentar los cambios que demanda el siglo XXI, se encuentra inmersa en los procesos de evaluación de sus recién egresados a través del Examen General de Egreso de Licenciatura (CENEVAL), certificación en el ejercicio profesional específico de sus profesores ante el Consejo Nacional de Educación de la Medicina Veterinaria y Zootecnia, A.C. (CONEVET), en las áreas de perros y gatos, equinos, aves y bovinos, así como en el proceso de acreditación del programa de licenciatura ante el CONEVET y su programa de maestría en ciencia animal ante el CONACyT, todo ello a través de los organismos evaluadores y certificadores reconocidos por COPAES, así como de sus PARES internacionales de Estados Unidos, Canadá, América Latina y de Europa. (CONEVET,2007). Estos procesos de evaluación, certificación y acreditación se llevan a cabo mediante el cumplimiento de diferentes estándares o indicadores de calidad, de los cuales, para el caso de la acreditación del programa de licenciatura ante el Consejo Nacional de Educación de la Medicina Veterinaria y Zootecnia, A.C., tiene 11 categorías de análisis entre las que se encuentra la de infraestructura, que contempla a) instalaciones y recursos físicos, b) recursos clínicos y zootécnicos y c) materiales y equipos educativos. En el indicador de recursos clínicos y zootécnicos establece que "2.- El programa deberá contar con hospital o clínica propia o convenios con clínicas y hospitales privados para la enseñanza de la medicina de grandes especies^" (CONEVET,2007). Cabe mencionar que en el estado de Veracruz, sólo se ofertan dos programas de medicina veterinaria y zootecnia, ambos de la Universidad Veracruzana, sin embargo no se cuenta con instalaciones apropiadas para la atención médicoquirúrgica para grandes especies. El inventario ganadero nos coloca dentro de los primeros lugares nacionales, así mismo, el hato caballar es significativo en las áreas deportivas principalmente en la zona centro del Estado, que son las demandantes de servicios altamente especializados que únicamente encuentran en la ciudad de
México, esto representa una gran oportunidad para la Universidad Veracruzana para ofrecer este tipo de servicios, no sólo al Estado sino a todo el sureste mexicano, con lo cual se verá fortalecida la enseñanza y preparación de los estudiantes de la carrera de medicina veterinaria y zootecnia. (CONEVET,2007). La Posta Zootécnica Torreón del Molino está ubicada en el kilómetro 14.5 de la carretera Veracruz - Xalapa vía Paso de Ovejas, dicha ubicación representa una ventaja estratégica importante al estar bien comunicada, se encuentra a cinco minutos del aeropuerto internacional de la Ciudad de Veracruz, a 10 minutos de la autopista Veracruz-México vía Córdoba, a 10 minutos del entronque de la autopista Veracruz-Xalapa vía Cardel, aunado a esto, la disponibilidad de personal docente certificado en medicina y cirugía de equinos y estudiantes interesados en caballos, hacen de la Posta Zootécnica el lugar ideal para la construcción del Hospital Veterinario para Grandes Especies. (CONEVET,2007). El caballo llega a la historia de la domesticación
en el norte de Rusia,
aproximadamente 5000 años atrás, ligado a la necesidad de desarrollar tácticas de guerra se convierte en el arma más poderosa antes de la aparición de las armas de fuego. Los egipcios no conocieron al caballo hasta la invasión de los hicsos (1539¬ 1078 A.C.) pero pronto se convirtieron en maestros de la cría y la equitación, iniciaron la cruza del caballo con la burra para producir burdéganos. Gracias a la caballería pudieron llevar su imperio hasta el río Eufrates. (Martínez, 2007). El primer reporte sobre hipiatría data del 1.400 a.C., en la cultura asiría, famosa por el cuidado y entrenamiento de los caballos. Ellos cruzaban burros con yeguas para producir muías. Cuando declinan los asirios, surgen las culturas meda y persa basadas en la caballería de Darío, que fueron conquistados en el 322 A.C. por Alejandro Magno admirador de Aristóteles y experto en el manejo del caballo de guerra. Otra escuela de domesticación del caballo, independiente de la rusa, fue la china, durante la dinastía Shung (1766-1027 A.C.), donde se lo usaba para el tiro de carruajes. Durante la dinastía Tang, el número de caballos en China ascendió de 5000 a 700,000 animales. Unos pocos trabajos sobre medicina equina han
sobrevivido a estas culturas. En el siglo X A.C. existía un título asimilable al de veterinario que se encargaba de la salud de los caballos del ejército. Sun Yang (480 A.C.) considerado el padre de la medicina veterinaria china fue el primero en dedicarse a la acupuntura veterinaria. Por el año 400 A.C. se organizaron las ciencias de la salud que incluían a los Médicos para Animales: Shoui o veterinarios y los Shu ma o hipiatras. (Martínez, 2007). El centro intelectual del mundo antiguo nace en Grecia (600 a.C), con la era de la filosofía, surgen los estudios teóricos a través de la hipótesis, la experimentación y el razonamiento lógico en todas las ciencias. Dentro de esta innovación del pensamiento aparece un trabajo de investigación profundo sobre la conformación del equino, realizado por Jenofonte (430 - 354 A.C.) en el que trata en detalle la equitación con indicaciones sobre adiestramiento y alimentación. Algunas de sus conclusiones aún son tenidas en cuenta en la actualidad. (Martínez, 2007). El caballo basó su importancia en la especialización de su aparato locomotor y el rendimiento deportivo, a diferencia de las especies con interés en la producción de alimentos y vestimenta. Su gran capacidad de transporte le dio este rol que, combinado a su proximidad con el hombre, motivó a los primeros investigadores griegos y romanos a estudiar el movimiento y no sorprende que en la antigüedad los primeros escritos se hayan hecho evaluando la marcha. (Martínez, 2007). Los romanos -menos pensadores que los griegos asimilaron los conocimientos de Grecia, Asia Menor y Alejandría, organizaron e implementaron el razonamiento y el conocimiento científico y tecnológico de las otras culturas y llegaron a ser uno de los imperios más grandes de la historia. El caballo jugaba un rol importantísimo en sus armas y empleaban un gran número de veterinarios a los que llamaban mulomedici, recién después de las reglas militares creadas por Commodus (180 -192 DC) aparece el término veterinario. Debido a la popularidad de las carreras de carruajes tirados por dos o cuatro caballos también empleaban una categoría de veterinario no conocido hasta ese entonces, el «especialista en carreras», del que Pelagonio de Niara fue un ejemplo. En su libro Ars Veterinaria, daba directivas para realizar
sangrías, técnica ya conocida por los egipcios y los griegos. Remarcaba lo importante de una buena conformación en la selección del caballo ideal (cascos negros, ollares y pecho anchos y extremidades no excesivamente anguladas, eran considerados rasgos ideales) y como la característica más apreciada en aquella época era la velocidad, buscaban el predominio de los de origen itálico, español y de África septentrional. Los veterinarios de aquella época se dedicaban principalmente a curar heridas y enfermedades. La importancia de la profesión quedó plasmada en la compilación de todo lo conocido en el campo como Corpus hippiatricorum Graecorum o Hippiatrika publicada entre los años 900 y 1000 D.C, pero en realidad pensados en la IV centuria. El jefe militar veterinario de Constantino El Grande, Apsyrtos (300-360 d.C.) es quien introdujo la importancia de la comprensión, cuidado y tratamiento del aparato locomotor del equino. (Martínez, 2007). El primer registro de una escuela oficial para la enseñanza de la medicina veterinaria fue en Francia, decretado el 4 de agosto de 1761. A partir de éste registro fueron apareciendo más escuelas en diversas ciudades europeas. En Estados Unidos la primera escuela de veterinaria se fundó en el Colegio del estado de Iowa en 1879. (Martínez, 2007). En México en el año de 1853 se fundó la Escuela Nacional de Agricultura y Veterinaria en San Jacinto, que más tarde fue nombrada Escuela Nacional
de
Medicina Veterinaria y Zootecnia. En Veracruz la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia se fundó en el año de 1957 como iniciativa de los ganaderos de la entidad y con aportaciones de los mismos para poder construir el primero de los edificios de la facultad. (Martínez, 2007).
OBJETIVOS
GENERAL Contar con un manual de servicios clínicos para el área equina que brinde apoyo a los estudiantes, internos y residentes del Hospital Veterinario para Grandes Especies.
ESPECÍFICOS Aportar una guía de consulta rápida para el personal de estancias y servicio social e internos del hospital veterinario para grandes especies. Dar a conocer los procedimientos básicos que se deben aplicar a los pacientes equinos antes de tranferirlo a cualquier otro servicio.
JUSTIFICACIÓN
El Hospital Veterinario para Grandes Especies(HVGE) de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana, requiere de un Manual de servicios clínicos a realizar a todo equino que llegue para ser atendido, por lo cual es necesario establecer dichos procedimientos en el entendido de que el personal de guardia nocturna, al no contar con la supervisión del cuerpo médico en el momento, debe realizar de igual forma todo el protocolo de recepción y estabilización del paciente.
METODOLOGÍA Se buscó información con relación a servicios clínicos en equinos, en libros de la biblioteca de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, en páginas de internet de revistas científicas relacionadas con el tema, en páginas de internet con información científica enfocada al tema, teniendo como palabras clave: equino y hospital. El manual de procedimientos clínicos cuenta con los siguientes capítulos: 1. ARRIBO AL HOSPITAL 1.1. Manejo y contención del caballo 2. EXAMEN FÍSICO 2.1. Toma de constantes fisiológicas en un equino 2.2. Examen de cojeras 2.3. Revisión de pacientes hospitalizados 3. TOMA DE MUESTRA DE SANGRE 3.1. Toma de muestra de sangre en la vena yugular externa 3.2. Toma de muestra de sangre en la vena facial transversa 3.3. Toma de muestra de sangre de la vena cefálica 3.4. Toma de muestra de sangre de la vena subcutánea abdominal 4. ADMINISTRACIÓN DE FÁRMACOS 4.1. Administración por vía oral 4.2. Administración por vía intramuscular 4.3. Administración por vía intravenosa
5. CATETERIZACIÓN INTRAVENOSA 6. CATETERIZACIÓN DE VÍAS URINARIAS (macho y hembra) 7. INTUBACIÓN NASOGÁSTRICA 8. CANULACIÓN DEL CONDUCTO NASOLAGRIMAL 9. LIMPIEZA DE LOS CASCOS 10. VENDAJE DE CASCOS
PROCEDIMIENTOS 1. ARRIBO AL HOSPITAL El caballo debe ser bajado del remolque por personal del HVGE o en su defecto por la persona encargada del caballo (figura 1). Una vez abajo del remolque, el caballo debe ser trasladado a la sala de exploración. En la sala de exploración, el personal del HVGE deberá proceder a elaborar la historia clínica, colectar la firma de responsiva médica, método de pago de los servicios y realizar el examen físico del paciente. El personal responsable del HVGE deberá informar al médico tratante del caso clínico y diagnóstico presuntivo y recibir instrucciones al respecto. En caso necesario el personal responsable del HVGE deberá realizar los procedimientos clínicos necesarios (figura 2), para la estabilización del paciente como tener una vena permeable o entubado nasoesofágico. Una vez realizado lo anterior, el caso queda bajo responsabilidad del médico tratante.
Figura 1.- Paciente bajando del remolque.
Figura 2.- Evaluación del paciente.
1.1 Manejo y contención del caballo Métodos de contención físicos en caballos adultos Siempre se debe recordar que al aplicar cualquier forma de restricción, es mejor empezar por la más sencilla y utilizar sólo las formas drásticas cuando sea necesario (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993). Los caballos son animales potencialmente peligrosos y pueden ocasionar daños fatales, debido a su tamaño y fuerza, por esta razón, no se debe aplicar una contención ruda ni por la fuerza (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993). Los equinos son animales muy nerviosos, detectan con facilidad la falta de autoridad de cualquier persona, malinterpretan cualquier reacción brusca. Por lo que es recomendable acercárseles directamente y con confianza, ya que esto tiende a calmarlos, generalmente es de mucha ayuda el hablarles mientras se les está manipulando (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Pavord, T., Pavord, M., 2004). El tipo de sujeción se debe seleccionar de acuerdo con el temperamento del caballo, edad, talla, localización de aplicación en el cuerpo, región donde se va a trabajar, tiempo que durará el procedimiento y la cantidad de dolor que se debe imponer; así tenemos los diferentes métodos de sujeción a utilizar (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Pavord, T., Pavord, M., 2004). Almartigón. Se emplea para sujetar al equino por la cabeza; pueden estar hechos de piel o de material sintético, pero debe ser lo suficientemente grueso para que no se rompa y no lastime al caballo, al momento de ajustarlo se debe tener cuidado de no oprimir la cabeza. Si son muy pequeños, pueden causar cortaduras, irritar la piel y evitar la deglución y mover la mandíbula, por el contrario, si son muy grandes, se puede zafar (figura 3). Bozal. Se emplea para que el equino no coma o muerda al manejador mientras se le manipula; está hecho a base de cuerdas o correas dispuestas en forma de red,
donde se introduce el extremo inferior de la cabeza y se fija por detrás de las orejas (figura 4).
Figura 3.- Almartigón colocado de manera correcta
Figura 4.- Bozal colocado correctamente (cortesía Dr. Ted Fisher).
Capota. Se emplea para proteger de insectos la cara del caballo; es una envoltura de tela resistente y tiene forma de la cabeza del caballo, se anuda en el cuello del equino. Presenta dos aberturas superiores, los cuales permiten el paso de las orejas y redondelas de cuero para proteger las órbitas oculares (figura 5). Visera. Se emplea para transportar a caballos tímidos, se puede usar también para proteger los ojos cuando se castra al animal (figura 6). Abrebocas. Se emplea para revisiones orales; hay en diferentes configuraciones dependiendo de tipo de exploración a realizar (figura 7). Cabezal temporal. Se emplea cuando no se dispone de un almartigón. Si la cuerda se anuda y se asegura a la garganta (pasarla por la ternilla), se podrá utilizar de forma permanente figura 8).
Figura 5.- Capota para protección de la cara
Figura 6.- Visera colocada
Figura 7.- Abrebocas tipo Mc Pherson
Arcial. Es el método más simple de contención física, distrae al animal y al mismo tiempo produce dolor en el belfo superior. Este procedimiento de castigo NO debe usarse en las orejas, ya que causaría un daño irreversible. No es necesario aplicar demasiado tanto dolor apretándolo demasiado, ni dejarlo por un tiempo prolongado, ya que puede cortar la piel y lastimar los belfos. Existen diferentes tipos: de cadena, de cuerda, y de cuerda con vuelta y palo de madera (figura 9).
Brida o freno tipo yankee. Es un método de contención física que causa dolor, si se aplica correctamente no es cruel. También distrae la atención del animal. Se utiliza una cuerda o cadena que se coloca en la cabeza del caballo, pasando una parte de ésta por encima de la encía superior (figura 10).
Figura 8.- Cabezal temporal hecho con cuerda de seda
Figura 9.- Tipos de arcial
Figura 10.- Brida tipo yankee aplicada
MÉTODOS DE CONTENCIÓN FÍSICOS EN POTROS Al nacer el potro, por lo general será muy nervioso y no es común que se deje tocar, por lo cual, se debe ser muy cuidadoso al momento de sujetarlo para realizar algún procedimiento, para evitar que se golpee y se lastime ((Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Pavord, T., Pavord, M., 2004). Si el potro se encuentra en periodo de lactancia, se debe manipular en presencia de la madre, esto facilitará su captura, ya que al sujetar a la madre el potro se mantiene cerca de la yegua. Se debe sostener suavemente por la cabeza; una vez sujeto, se puede mantener quieto. El manejador se coloca a un costado, pasa una mano por el pecho hasta la espaldilla y la otra por la parte posterior del potro hasta apoyarse a la altura de la pierna (Pavord, T., Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). Los potros destetados son más difíciles de manejar, incluso más difícil que los caballos adultos, por lo cual es conveniente acostumbrarlos al manejo poniéndoles un almartigón y una pequeña cuerda antes del destete (Pavord, T., Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007).
PRINCIPALES FÁRMACOS UTILIZADOS EN LA CONTENCIÓN QUÍMICA Algunos caballos requieren un manejo especial, aquellos que no se dejen manejar fácilmente o que sean muy nerviosos, son candidatos para la administración de fármacos para poder realizar los procedimientos que se requieran (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007). Los tranquilizantes alivian la ansiedad y la tensión sin afectar la percepción, coordinación o fuerza (Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Antes de administrar agentes químicos inmovilizantes, se deben tomar en cuenta las siguientes consideraciones: •
Especie.
•
Estado fisiológico del animal, incluyendo estado de conciencia, edad, sexo y lactación.
•
Condición física.
De acuerdo al tipo de fármaco a utilizar, se seleccionará la vía de administración apropiada. Después de conocer la historia clínica del animal, se debe hacer un breve examen clínico, y recabar las constantes fisiológicas como la temperatura del animal, el pulso, la perfusión periférica de las membranas mucosas (anemia, congestión, lento llenado capilar, ictericia), la presencia o ausencia de congestión venosa, el estado de hidratación (ojos y piel) y la respiración. Se recomienda hacer una auscultación pulmonar y checar el estado del sistema nervioso central (SNC), (depresión o excitación), (Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007).. La inmovilización química se utiliza en los animales para provocar un efecto sobre el SNC o el periférico. Es muy importante obtener el peso real del animal antes de cualquier administración de agentes sedantes, relajantes o anestésicos, según sea el caso, ya que se debe calcular la dosis exacta requerida para cada paciente y esto varía según el peso de cada animal (Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007).
Acepromacina Es una de las fenotiacinas más potentes, no produce una sedación profunda a grandes dosis, no produce somnolencia o ataxia. Su uso reduce la dosis que se requieren de barbitúricos para la inducción, o por lo menos asegura que tanto ésta como la recuperación anestésica sean más tranquilas (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., etal, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Un efecto colateral de las fenotiacinas en el caballo es el prolapso parcial o total del pene; la retracción del pene en el prepucio inicia generalmente en las últimas etapas de la sedación y, es completa cuando ésta desaparece. Se debe tener mucho cuidado de no dañar el pene mientras esté relajado para que pueda retraerse de forma normal. Una vez que los efectos de la droga desaparecen, el pene debe retractarse normalmente al prepucio, si esto no llegase a ocurrir, es primordial iniciar el tratamiento inmediatamente. Se tiene que lubricar y aplicar masajes de regreso al prepucio, en caso de no lograrlo será necesaria la amputación del miembro (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). La acepromacina se puede administrar por vía intramuscular (IM) o intravenosa (IV), aunque el efecto tranquilizante de la última es más rápido (15 minutos aproximadamente), los efectos colaterales por la vía IV son más severos. La dosis de 0.05 mg/kg es suficiente para la mayoría de los propósitos, incluso para la premedicación. (Levy, L. C. Y Rodríguez, M. A., 1993). Se puede aumentar la dosis hasta 50 mg, pero a este rango los efectos colaterales aumentan, sin que aumente la sedación (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). El inicio del efecto sedante de la mayoría de las fenotiacinas es lento (de 30 a 60 minutos después de la inyección IM). A excepción de la acepromacina ya que su absorción y el inicio de la sedación es de 15 a 30 minutos. Para todos ellos la duración del efecto es de cuatro a seis horas aproximadamente, teniendo efectos residuales hasta 24 horas. Los efectos de la sedación con fenotiacinas en caballos son: una postura de pie quieta, con la cabeza hacia el suelo, caída parcial del
párpado superior o indiferente al medio que los rodea (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., etal, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Las fenotiacinas administradas por vía IV deben inyectarse lentamente en un período de por lo menos 30 segundos. Clorpromacina y promacina Pertenecientes también al grupo de las fenotiacinas, pero menos usada en el caballo, ya que la absorción de la inyección IM puede ser irregular. Son menos potentes que la acepromacina, pero sus efectos colaterales son más severos (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Para la clorpromacina se recomiendan dosis máximas de 2.5 mg/kg, aunque se aconseja restringirla a 0.4 mg/kg, ya que las dosis más elevadas pueden inducir una reacción semejante al pánico (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Hidrato de cloral En dosis bajas induce a la sedación; en dosis moderada causa necrosis basal y en dosis elevadas anestesia general. Se dice que las ventajas del hidrato de cloral como sedante o anestésico general incluyen una respuesta consistente en ausencia de excitación durante la inducción o recuperación en la mayoría de los animales, así como la ausencia de malestar en el post-anestésico (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Una desventaja adicional del hidrato de cloral se basa en la naturaleza de la fase de recuperación; la administración de dosis anestésicas puede ser relativamente prolongada (de 1 % a 2 horas), y se puede acompañar por excitación involuntaria, especialmente en el caballo. El hidrato de cloral se asemeja a los barbitúricos porque carece de actividad analgésica significativa en dosis sub-anestésicas (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007).
La dosis recomendada para producir narcosis media y profunda es de 80 a 100 mg/ kg y de 100 a 120 mg/kg respectivamente. Para los caballos, es suficiente con la narcosis media, ya que ellos se echan con una dosis de 80 a 100 mg/kg. La dosis anestésica es de 30 a 140 mg/kg. Cuando se induce a narcosis media, la recuperación de pie tarda entre 30 a 45 minutos, mientras que en el caso de la narcosis profunda tarda 60 minutos. La recuperación puede tomar dos horas cuando se emplean dosis anestésica (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Xilacina al 10% Se puede usar para sedar al caballo y quede de pie o como premedicación anestésica. A dosis elevadas, el caballo adopta una postura de caballete (abierto de patas) con la cabeza colgante, pero la recumbencia no sucede si se le permite permanecer parado. En los machos se presenta una pequeña protrusión del pene (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Es efectiva en animales con cualquier temperamento. Está contraindicada en el último mes de gestación (excepto al momento del parto), dado que estimula las contracciones uterinas y podría provocar un parto prematuro (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Se recomienda en dosis de de 0.5 a 1.1 mg/kg por vía IV o de 0.5 mg/kg por vía IM. Se debe tener cuidado al administrarlo por vía IV, ya que se pueden provocar colapsos y hasta la muerte. La xilacina posee un rápido inicio de acción: de uno o tres minutos después de la inyección IV y cinco minutos después de la vía IM. El efecto máximo se obtiene de 15 a 20 minutos después de administrarla. La sedación persiste por más de 30 a 60 minutos cuando se aplica por vía IV, o más de 120 minutos por vía IM (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007).
Las características de la sedación con xilacina en el caballo, incluyen indiferencia aparente al medio que lo rodea; cabeza baja, caída del belfo inferior y de los párpados, y ligero prolapso del pene. En la mayoría de los caballos produce sudoración alrededor de las orejas y en la región de la frente o parte superior de la cabeza de algunos animales (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Detomidina Esta droga no es diferente a la xilacina, pero tiene un efecto más duradero y con más propiedades analgésicas, la máxima sedación con detomidina dura hasta una hora. Se puede administrar a animales con cualquier temperamento, pero las dosis altas se acompañan con un grado considerable de ataxia. Su administración puede ser IV o IM. La vía sublingual es adecuada, ya que tiene buena absorción a través de las membranas mucosas, pero se inactivan en el estómago. Se recomienda la dosis de 0.005 a 0.02 mg/kg para una sedación regular superior a aquella que produce la acepromacina, y de 0.01 a 0.02 mg/kg ocasiona un efecto similar a la dosis de 1 mg/kg de xilacina (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Benzodiacepinas (diazepam, midazolam, zolazepam y climazolam) No se emplean como sedantes en caballo adultos, ya que causan debilidad muscular y ataxia (son relajantes musculares centrales), pero son eficaces en potrillos, en los cuales la ataxia no representa un problema. Sin embargo son útiles en combinaciones para anestesia general. La sedación en potrillos puede ser con dosis de 0,1-0,2 mg/kg de diazepam por vía IV. La premedicación en los potrillos se da con 0,2 mg/kg de diazepam o midazolam, antes de la anestesia con ketamina (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007).
Guaifenesina o Glicerilguayacolato El guayacolato se utiliza de dos maneras en el equino: a) Por infusión IV, para producir inmovilización antes de la inducción de la anestesia con otro agente o antes de la cirugía con anestesia local. b) Se administra con un tiobarbitúrico por infusión IV hasta producir un plano de anestesia ligera para cirugía con relajación muscular (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Cuando se utiliza solo, el procedimiento que se acostumbra seguir es preparar una solución fresca a 5 o 10% en solución de dextrosa al 5%. Ésta se administra por infusión en la vena yugular a una dosis de 160 mg/kg y de uno a tres minutos. Por lo general, el animal se echa de dos a tres minutos. Para un caballo de 500 kg se requiere, aproximadamente, 1.6 litros de solución (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). La duración del efecto depende de la dosis; la recuperación se observa de 10 a 30 minutos. Se requieren dosis de 50 a 100 mg/kg por vía IV para producir relajación de los miembros sin afectar la respiración (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). En vez de un barbitúrico se le puede administrar 1 mg/kg de ketamina. Los efectos colaterales son relativamente pocos. Se puede usar después de premedicación con sedantes, en una cirugía nunca se debe usar sin agregar un anestésico (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W., W., et al, 2007, Santiago, LL. I., 2007). Agentes analgésicos Opiáceos (morfina, metadona, petidina, butorfanol) Producen poca sedación en equinos cuando se emplean solos. Dan buenos resultados en combinaciones bajas con sedantes. La petidina (meperidina) en dosis de 1-2 mg/kg por vía IM provee una buena analgesia con cierto grado de sedación durante 1 a 2 horas. Tiene acción
espasmolítica intestinal, por lo que es un analgésico excelente para los cólicos espasmódicos (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). La morfina y metadona en dosis de 0.1 mg/kg (cada una), al administrarse con sedantes o por vía IM proporcionan analgesia postoperatoria adecuada de hasta 4 horas. El butorfanol es un analgésico eficaz en equinos, en raras ocasiones causa grados de excitación que constituya problemas clínicos (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Anestésicos locales (lidocaína, mepivacaína, bupivacaína) Son utilizados por lo general, antes de realizar bloqueos de nervios periféricos. El preferido es mepivacaína y la bupivacaína es utilizada cuando se requiere de una anestesia prolongada (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Antiinflamatorios no esteroidales (AINES) (fenilbutazona, flunixina, carprofeno, ketoprofeno) Proveen de analgesia, se administran antes o durante la anestesia; su administración por vía IV debe ser lenta (durante no menos de un minuto), (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). ANESTESIA GENERAL Y AGENTES INTRAVENOSOS Tiobarbitúricos En pruebas farmacológicas estándar, los barbitúricos se clasifican según la duración de su efecto: larga duración (fenobarbital), de acción intermedia (pentobarbital) y de acción corta y ultracorta (tiopentona, tiamilal, tialbarbitona metohexitona), (Levy, L. C. Y Rodríguez, M. A., 1993, Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001). Los barbitúricos tienen bajo poder analgésico y de relajación muscular, requiriéndose dosis altas para producir grados profundos y peligrosos de anestesia, con depresión respiratoria intensa y cierta depresión cardiovascular. Sin embargo, se utilizan solos y en dosis bajas para cirugía mayor. En general las dosis de anestesia de los
barbitúricos, deprimen la tasa y profundidad de la respiración en proporción directa con la cantidad de anestesia. Con sobredosis, la causa de muerte es la depresión respiratoria, que resulta más significativa que la cardiovascular (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). La vía de elección para obtener un efecto rápido, es la intravenosa. Por lo general luego de la inducción le sigue un periodo de apnea de más de 90 segundos, después se restablece la respiración normal conforme cae la concentración de anestesia en el SNC. Este tipo de fármacos se utilizan para la realización cirugías menores Durante el proceso de recuperación de la anestesia se puede presentar excitación y a veces forma extrema. Sin embargo, se puede controlar premedicando un sedante, como acepromacina o xilacina, y disminuir la estimulación sensorial (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Tiopentona Es utilizada comúnmente para anestesiar a caballos. Se administra por vía IV mediante un catéter ya que es irritante, produce inconsciencia de 30 a 90 segundos; luego de su aplicación dura de 5 a 10 minutos con una analgesia pobre. La dosis de 10-15 mg/kg induce anestesia rápida. La recuperación con este sedante se acompaña por lo general, de ataxia e incoordinación (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Metohexitona Es de acción ultracorta, tiene el doble de potencia que la tiopentona. Se metaboliza más rápido y las soluciones son menos irritantes. Es de mejor elección cuando se requieren dosis crecientes para prolongar la anestesia en procedimientos menores (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006).
ANESTÉSICOS DISOCIATIVOS Son recomendados para uso por vía intravenosa e intramuscular. Empleándolo por vía IM el efecto se logra de entre tres a seis minutos luego de la inyección (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001). Ketamina En combinación con la xilacina por vía IM, se obtiene un plano ligero de anestesia. Proporciona una anestesia de poca duración por lo que es de mayor utilidad en procedimientos de corta duración que requieren de poca relajación muscular. Por ejemplo, procedimientos para diagnóstico, cirugía de piel o periférica, terapia de fluidos, etc. La dosis que se utiliza es de 1.1 mg/kg de xilacina + 2.2 mg/kg de ketamina HCL por vía IV. Algunos administran éstos dos fármacos simultáneamente, pero es recomendable, administrar primero la xilacina y de dos a cuatro minutos después la ketamina (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Con dosis elevadas de 4.4 mg/kg de ketamina, se produce excitación y signos de sobredosis como manoteo, sudoración, etc., mantiene los ojos del animal abiertos y centralizados durante algunos minutos después de la inyección IV. El tiempo promedio de anestesia desde la aplicación hasta la recuperación de ésta es de 25 minutos aproximadamente. La ketamina nunca se utiliza sola en el caballo (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Tiletamina Pertenece al mismo grupo que la ketamina; comercialmente se encuentra como Zoletil o Telazol. Se emplea por lo general en combinación con xilacina o detomidina, produciendo anestesia de duración breve (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001). NEUROLEPTOANALGESIA (etorfina + acepromacina) La neuroleptoanalgesia es un estado alterado de la actividad del SNC, abarcando los componentes estimulantes y depresores. La técnica requiere del uso de cuando
menos dos fármacos. Combinando la acción de un atarásico (neurolepto) y de un analgésico (narcótico) o del tipo de la morfina; y de un tranquilizante - sedante del grupo de la fenotiacina o la butirofenona. Se utilizan mucho las combinaciones de acepromacina - etorfina, acepromacina - meperidina, y xilacina - morfina (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). La combinación de xilacina - morfina por vía IV proporciona una sujeción química en pie y analgesia adecuada. La dosis en que se administra es de 1.1 mg/kg de xilacina y 0.75 mg/kg de morfina para caballos nerviosos o muy temperamentales. Se utiliza 0.4 mg/kg de morfina con 0.5 mg/kg de xilacina en caballos razonables y tranquilos con buenos resultados. La xilacina siempre se administra de 5 a 10 minutos antes de la morfina. La duración de la sujeción química y la analgesia es de 30 a 60 minutos, aproximadamente (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993; Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001). Los efectos secundarios que pueden presentar por una sobredosis absoluta o relativa de morfina son: sudoración, erupción cutánea, temblores y excitación. Los efectos de la morfina son reversibles, administrando un antagonista narcótico (naloxona), La combinación de acepromacina + etorfina es la más utilizada en la inmovilización de grandes especies, se administra por vía IV o IM. (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001). Técnica de triple goteo Esta técnica es la más utilizada porque permite prolongar el tiempo de anestesia de forma segura. Recomendable en cirugías de duración menor a dos horas; ya que la guafenesina se acumula y puede provocar una recuperación atáxica. La recuperación es buena y suave. Se emplea guaifenesina (500 ml al 5% ), se le añade ketamina (500 mg), y xilacina (500 mg). La anestesia se mantiene con una infusión de 1 ml/kg/hora de la solución. Luego de 60 minutos se debe reducir la infusión a la mitad (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993; Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001).
AGENTES INHALANTES Los agentes inhalantes se administran después de haber inducido al animal por vía IV. Los primeros 10-15 minutos se administran concentraciones altas para lograr una rápida concentración alveolar, luego se disminuye durante el mantenimiento (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). El material usado para anestesia inhalada son los tubos endotraqueales (de diferentes tamaños), tubo de Cole (tubo sin manguitos con un extremo escalonado y ahusado que se introduce dentro de la laringe); suministro de oxígeno, vaporizador, respirador, monitor (electrocardiograma, temperatura, frecuencia respiratoria, saturación de oxígeno en la sangre), (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). ANESTÉSICOS VOLÁTILES Halotane (fluotane) Es el anestésico inhalado más común que se usa para el equino. No es irritante ni inflamable. Se evapora con facilidad y se administra en concentración de hasta 10% del gas que se inspira. La anestesia se acompaña con un poco de excitación, y la pérdida de conciencia se acompaña de depresión respiratoria y cardiaca (Muir, W. W. et al, 2007). Es un agente hipotensivo muy potente y la caída de la presión sanguínea es proporcional a la profundidad de la anestesia. La recuperación es rápida y suave, con poca excitación y poca ataxia. (Levy, L. C. y Rodríguez, M. A., 1993, Muir, W. W. et al, 2007). Isoflurane Es menos soluble en sangre comparado con el Halotane, por lo que la inducción y la recuperación son más rápidas. Es un fármaco potencialmente más seguro que el halotane. Si la inducción se hace con un barbitúrico, la recuperación por lo general es suave; pero si se hace con xilacina-ketamina la recuperación puede ser
incoordinada, las desventajas del isoflurane son la depresión respiratoria y su elevado costo (Muir, W. W. et al, 2007). Sevoflurano Es un agente volátil muy potente. Está aprobado para la utilización en veterinaria en EE.UU. y es en equinos un anestésico popular. Debido a su menor solubilidad en sangre y tejido adiposo, comparado con el isoflurano, produce inducción y recuperación rápidas. Como es de eliminación acelerada, la recuperación es desorientada y violenta (Muir, W. W. et al, 2007). Intubación endotraqueal Después de inducir la anestesia, se procede a intubar al animal, esto prácticamente a ciegas; los tubos se identifican de acuerdo a su diámetro interior (15-30 mm). Se coloca un abrebocas entre los incisivos, se extiende la cabeza y cuello del animal en un ángulo de 100-120° y se hace pasar el tubo previamente lubricado con gel hidrosoluble, sobre la base de la lengua hacia la faringe. Al alcanzar la zona laríngea el paciente puede deglutir. Una vez colocado el tubo endotraqueal, se infla el manguito comprobando que no existan fugas. Al finalizar, el tubo se conecta al sistema anestésico (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006, Muir, W. W. et al, 2007). Monitorización del paciente Durante cualquier procedimiento anestésico es de suma importancia llevar un control de los parámetros fisiológicos como pulso, frecuencia respiratoria, temperatura central, saturación de oxígeno en sangre y frecuencia cardiaca, dichos parámetros deben ser revisados en intervalos de cinco minutos desde la inducción hasta la recuperación del paciente (Santiago et al., 2007, Muir, W. W. et al, 2007). Pulso: se valora antes y después de la anestesia, así como durante ésta (cada cinco minutos aproximadamente). La arteria que más se utiliza es la facial, aunque también están la facial transversa y metatarsiana, entre otras. La calidad del pulso
nos da información acerca del estado de la circulación periférica. La oximetría de pulso sirve como monitor periférico (Taylor P. M. y Clarke K. W., 2001, Doherty, T., Valverde, A., 2006). Membranas mucosas: el color de éstas y el tiempo de llenado capilar, nos da a conocer a oxigenación y el estado de perfusión periférica. El tiempo debe ser inferior a 2 segundos (Duncanson, G., R., 2010). Presión arterial: junto con el aparato respiratorio y el cardiovascular es de los más importantes. Un incremento agudo de la presión, podría ser indicativo de un insuficiente plano anestésico por respuesta a la cirugía. Se considera que se debe mantener la presión arterial media por encima de 70 mmHg, (Duncanson, G., R., 2010). Ventilación: se supervisa el movimiento respiratorio de la pared torácica y del balón del circuito anestésico, cada cinco minutos, ya que algún cambio indica obstrucción de la vía aérea o desconexión. Es de gran importancia controlar la respuesta respiratoria (menor a cuatro respiraciones por minuto). Se detectan frecuencias bajas o apnea, pero es difícil saber si el caballo tiene un correcto intercambio gaseoso. Se puede considerar adecuada la respiración periódica, cuando el caballo toma varias inhalaciones consecutivas y luego ninguna durante 30-60 segundos. La respiración de Cheynes-Stokes o jadeante sugiere profundidad de la anestesia peligrosa, colapso cardiovascular y muerte actual o inminente, pese a los movimientos aparentemente conscientes que puedan acompañarla ( Taylor y Clarke, 2001, Duncanson, G., R., 2010). Reflejo palpebral: ante la ausencia del reflejo palpebral, se disminuye la dosis de anestésico. El plano anestésico se debe comprobar periódicamente, esto se hace con el reflejo palpebral, se puede realizar aplicando unas gotas de solución salina fisiológica directamente en el globo ocular (Muir, W. W. et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010).
Electrocardiografía: el objetivo principal es detectar cambios de ritmo y la configuración del electrocardiógrafo (ECG). Los cambios en el ritmo cardiaco y de las ondas pueden asociarse a anormalidades circulatorias o de oxigenación. Los cambios en el E C G pueden ir asociados a enfermedades sistémicas; la onda T puede cambiar si se produce hipoxemia o desequilibrios electrolíticos, así como, alteraciones en el sistema nervioso autónomo (Muir, W. W. et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Recuperación de la anestesia La recuperación debe realizarse en un lugar sin obstáculos, preferentemente en una sala de derribo/recuperación acolchado, con suelo no deslizante, manteniendo un ambiente sin ruidos para no excitar al paciente. La extubación es realizada cuando el animal recupera el reflejo de deglución, que es aproximadamente de 15-25 minutos después de desconectarlo de la máquina, dependiendo de la duración de la cirugía. El paciente debe estar vigilado durante el periodo de recuperación. En caso de dificultad para levantarse, se intentará sujetarlo hasta recuperar la coordinación y luego entonces se le permitirá levantarse (Muir, W. W. et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010).
2. EXAMEN FÍSICO GENERAL El examen físico general de un paciente es esencial, ya que proporciona información relevante que a lo mejor el propietario o responsable no pueda facilitarnos y por lo tanto nos resultará útil cualquier anormalidad que se encuentre. La forma más común de empezar un examen físico general es por la parte frontal del animal y seguir hasta la parte posterior, dando su debido tiempo a cada región, teniendo en cuenta el historial clínico y la queja principal (figuras 11 y 12), (Colahan, P., T., et al, 1998).
Figura 11.- Inicio del examen físico por la cabeza
Figura 12.- Colocación de termómetro
Inspección general Empieza con la observación general del caballo. Debe realizarse a una distancia de dos a tres metros y el caballo debe ser observado desde el frente, lado izquierdo, lado derecho y desde atrás. Es importante observar la postura, la actitud, si el caballo se ve alerta o deprimido, la asimetría de la cabeza, cuerpo o miembros, inflamaciones u otras irregularidades (figuras 13, 14 y 15), (Colahan, P., T., et al, 1998).
Figura 13.- Inspección frontal del caballo.
Figura 14.- Inspección de costado del caballo.
Figura 15.- Inspección caudal del caballo
EXAMEN DE CABEZA Y CUELLO Los ollares se revisan para observar el flujo de aire y la asimetría, el aire que sale de los ollares debe olerse para descartar cualquier mal olor que pudiera indicar alguna infección en las conchas nasales, senos, bolsas guturales o aparato respiratorio bajo. El olor puede indicar restos de comida, caries o necrosis del hueso (figura 16), (Colahan, P., T., et al, 1998). Examen de la boca El examen de la boca se realiza por indicaciones como el sacudir la cabeza, salivación excesiva y dificultad para masticar y/o haya perdido peso; y como revisión obligatoria del examen físico general de cada animal (figura 17). Se utiliza un abrebocas en forma de cuña o un abrebocas tipo McPherson. Para realizar el examen se hará retroceder al caballo hacia una esquina para evitar que retroceda y un ayudante competente estará al lado de su cabeza, mirando hacia adelante. Algunos caballos pueden resistirse a la manipulación de la boca por lo que puede ser necesaria la sedación, si las circunstancias médicas lo permiten. En ocasiones sólo se puede practicar un examen satisfactorio de la boca bajo anestesia general breve. (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005).
Figura 16.- Examen de la cabeza
Figura 17.- Examen de la boca
Examen externo.- Se hace de pie al lado del animal, mirando hacia adelante, y separando los labios con ambas manos para ver la mucosa labial y los dientes. Es importante observar el color de las mucosas orales, así como también la presencia de hemorragias petequiales y equimosis. La inspección de los incisivos es de gran importancia, ya que puede revelar anormalidades de la oclusión (por ejemplo pico de loro), dientes deciduos, dientes supernumerarios, o desgastes anómalos causadas masticación defectuosa (el animal pasta mordiendo la superficie del suelo). Pueden palparse bordes afilados de las muelas superiores a lo largo de los carrillos, en los que se puede detectar un cierto dolor asociado (figura 18). Estas anormalidades pueden provocar laceraciones en la mucosa bucal. Al revisar los dientes se puede aprovechar para calcular la edad del paciente (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005). Examen interno.- Este consiste en un examen más a fondo, en el cual se puede mantener la boca del caballo abierta por un tiempo prolongado, utilizando un abrebocas como los mencionados más abajo o bien la lengua del propio animal (figura 19), (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005). Uso de la lengua.- El clínico se coloca de pie en cualquiera de los costados del caballo, introduce la mano en el espacio interdental para jalar el extremo libre de la lengua, sacando dicho extremo por el espacio interdental, y se levanta con suavidad para ponerlo entre los dientes de los carrillos, manteniendo de esta manera la boca abierta (figura 20). Se debe tener cuidado de no jalar con mucha fuerza la lengua, para no dañar el frenillo ventral, así como de no apoyar la lengua sobre un canino
durante la manipulación. Con la mano libre se puede dirigir una linterna de bolsillo hacia los dientes y las estructuras blandas del otro lado de la boca para verlas. Para observar la mitad contraria, se debe soltar la lengua y repetir el mismo procedimiento anterior. No se debe olvidar inspeccionar la lengua, observando su color, tonalidad o lesiones a simple vista (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005).
Figura 18.- Examen exterior de la boca.
Figura 19.- Examen interno de la boca.
Figura 20.- Uso de la lengua para la inspección de la boca.
Uso del abrebocas de cuña.- El abrebocas de cuña y diseños similares actúan manteniendo los molares de un solo lado de la boca separados, lo que permite que se examine el lado opuesto. Se abre la boca, se sujeta la lengua y se mueve hacia un lado como se describió anteriormente, y se inserta el abrebocas entre los dientes del lado opuesto. El abrebocas lo puede sujetar un ayudante que este parado del lado en que quede el abrebocas o bien se puede amarrar de la cabezada o almartigón (figura 21 y 22), (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005). Uso del abrebocas de McPherson.- Se trata de un abrebocas más sofisticado que va sujeto por encima de la cabezada. Dos plataformas descansan sobre las tablas de los incisivos y se abren mediante un sistema de trinquete que abre las mandíbulas a la distancia requerida y las mantiene en esa posición. Este tipo de abrebocas permite manipular y/o examinar la boca de una manera más cómoda, ya que da el máximo espacio dentro de la boca para realizar cualquier tarea dental, y se puede soltar instantáneamente (figura 23), (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005).
Figura 21.- Abreboca de cuña
Figura 22.- Abreboca para incisivos
Figura 23.- Abreboca McPherson colocado
Membranas mucosas.- Este examen se basa más que nada en el color de éstas y en el tiempo de llenado capilar. La mucosa oral es la que por lo regular se examina más a menudo que las demás mucosas, ya que en ésta zona se facilita la observación de la condición del paciente. El color de la membrana mucosa puede ser de color pálido (lo que nos indica algún tipo de anemia), de color inyectado, (que es un color rojo intenso, lo que podría indicar una septicemia o toxemia), de color amarillentas (por ejemplo en caso de hepatitis), de color morado, lo que podría interpretarse
como cianosis. Respecto al tiempo de llenado capilar, lo podemos
medir, blanqueando la mucosa aplicando ligera presión con el dedo en una zona de la encía. El tiempo es subjetivo, pero suele ser entre uno y tres segundos, dependerá del rendimiento cardiaco y de factores locales que afectan a la distribución periférica de la sangre (figuras 24 y 25). Se revisan también las mucosas vulvar, conjuntival y nasal (Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Baker., G., J., Easley, J., 2005).
Figura 24.- Aplicación de presión sobre la mucosa de la encía.
Figura 25.- Marca digital en la mucosa de la encía.
EXPLORACIÓN DE LOS OJOS Y SUS ANEXOS Se debe observar el aspecto general del ojo, así como también de párpados, aparato lacrimal, órbita y zonas periorbitarias,
descartando de esta manera
anormalidades en la simetría. Se deben buscar signos de cicatrización corneal, uveítis, conjuntivitis, o cataratas. Con ayuda de una fuente de luz se examina la respuesta pupilar y respuesta de amenaza, el tercer párpado se examina aplicando presión digital al globo ocular sobre el párpado superior (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Gilger, B., C., 2005). VÍAS RESPIRATORIAS ALTAS EXAMEN DE LOS SENOS PARANASALES Percusión.- Existen cinco pares de senos paranasales en el equino: frontal, esfenopalatino, etmoidal, maxilar superior y maxilar inferior. Siendo el seno maxilar y el seno frontal los que se inspeccionan con más frecuencia debido a que son los más propensos a presentar anomalías. La percusión puede ayudar a detectar líquido dentro de los senos o lesiones voluminosas, o bien para saber si hay dolor en ésta zona. Para realizar dicho procedimiento se utilizan los dedos de una mano se golpea empleando una fuerza moderada, el hueso que cubre el seno. Las resonancias se escucharan mejor si el animal está con la boca abierta, esto se logra poniendo los dedos de la otra mano, dentro de la zona interdental. Se deberán comparar la resonancia entre el lado derecho y el lado izquierdo. Se procede a evaluar el pulso de la arteria facial, por debajo de la mandíbula para palpar la calidad y frecuencia, así como, la regularidad y amplitud de este. Se palpan posteriormente los nódulos linfáticos mandibulares o faríngeos en busca de aumento de tamaño, que nos revelaría alguna infección en proceso, u otras anormalidades (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Budras, K., D., et al, 2009). EXAMEN DE LA LARINGE Palpación de la laringe.- Se palpa la laringe craneal-dorso-lateral en el área del proceso muscular, utilizando los dedos índices de cada mano presionando por
debajo del tendón del músculo esternocefálico a ambos lados del cuello. Cuando existe atrofia del músculo crioaritenoideo del lado izquierdo, hace más voluminoso el proceso muscular derecho (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Budras, K., D., et al, 2009). Examen de depresión del aritenoides.- El primer y segundo dedo de cada mano se coloca sobre los procesos musculares de los aritenoides, que se deprimen. En los caballos con hemiplejía laríngea se produce así un fuerte estridor respiratorio. Esta prueba da mejores resultados si se hace justo después del ejercicio. De este modo también se puede detectar la vibración del cartílago aritenoides izquierdo si el caballo presenta una hemiplejía laríngea izquierda (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Budras, K., D., et al, 2009). Test de la palmada.- Este procedimiento debe hacerse cuando el caballo este respirando tranquilamente, durante la expiración. Se realiza para evaluar la función aductora de los aritenoides. Se palpa el proceso muscular. Se le da una suave palmada al caballo a un lado del tórax: esta acción da lugar a un movimiento reflejo o aleteo del proceso muscular contralateral, resultando una aducción del proceso corniculado y la cuerda bucal. En caballos sanos la respuesta es simétrica. En caballos con hemiplejía laríngea izquierda, el aleteo del proceso muscular izquierdo se mostrará disminuido o ausente. Se inspeccionan los procesos laterales de las vértebras cervicales, buscando cualquier indicador de dolor al flexionar el cuello (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Budras, K., D., et al, 2009). VÍAS RESPIRATORIAS BAJAS AUSCULTACIÓN DE TRÁQUEA Y TÓRAX La tráquea se palpa en la región cervical, se deben revisar ambas venas yugulares para diagnosticar una probable tromboflebitis; este problema se ve comúnmente en los caballos de carreras a los que les aplican repetidas inyecciones intravenosas. La auscultación se debe hacer en un entorno silencioso. En la tráquea los sonidos del
aire son claros y bien definidos, sonando de una manera similar los inspiratorios y los expiratorios. También podemos escuchar los sonidos de las vías respiratorias altas, así como de las vías respiratorias bajas. En los caballos que llegan a tener secreciones dentro de las vías respiratorias bajas, podemos oír un sonido como de burbujeo/gorgoteo en la tráquea cervical distal, que es el sitio donde por lo regular se acumulan las secreciones. Los sonidos pulmonares audibles en el pecho variarán en función de la condición del caballo y la profundidad de la respiración (figura 26). Los sonidos del flujo de aire que se auscultan en el pecho son por lo regular de menor intensidad del lado derecho que en el izquierdo, y los sonidos de inspiración son más intensos que los expiratorios. Los sonidos se escucharán mejor en la región de la carina, aunque en animales que están sanos los sonidos periféricos llegan a ser difíciles de detectar, por lo que es indispensable comparar siempre los lados derecho e izquierdo. Se pueden acentuar los sonidos respiratorios con la ayuda de una bolsa de plástico colocada sobre los ollares del caballo; ésta acción provoca acumulación de dióxido de carbono en el aire, incrementando la profundidad de la respiración (figura 27). La duración del tiempo es variable dependiendo de la respuesta del animal. No se debe realizar ésta práctica en caballos con cuadros pleurales dolorosos. Durante el periodo de auscultación y muchas veces por falta de práctica, se pueden confundir los sonidos intestinales con sonidos pulmonares, como por ejemplo, el roce pleural; y pensar que son sonidos anormales. Los sonidos provenientes de las vías respiratorias tienen un patrón de seguimiento del ritmo de la respiración, mientras que los sonidos intestinales se escucharan al azar. Lo recomendable es mirar siempre la insuflación del pecho al mismo tiempo que se auscultan los pulmones (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Budras, K., D., et al, 2009). Percusión del tórax.- El procedimiento de percusión del pecho nos ayuda a detectar dolor y derrames a nivel pleural. Existe la técnica del plexímetro y el martillo o bien podemos utilizar los dedos (figura 28). En el caso de emplear los dedos, los dos primeros de una de nuestras manos servirán de plexímetro, colocándolos en un espacio intercostal, y los dos dedos de la otra mano nos servirán como martillo para
dar golpes secos y no tan fuertes sobre los dedos de la primera mano. El área a percutir es similar a la de auscultación y se debe percutir el tórax completo y en ambos lados, como si se trazaran líneas paralelas de dorsal a ventral y luego de craneal a caudal. La diferencia entre el tejido pulmonar normal y el sólido y líquido es que, el normal suena seco y resonante, en cambio el tejido sólido y líquido suenan sordos y macizos. En casos de pleuritis se detectara dolor a la percusión, lo que se consideraría normal, incluso antes de que haya demasiado líquido acumulado (Colahan, P., T., et al, 1998, Taylor, F., G., R., y Hillyer, M., H., 1999, Budras, K., D., et al, 2009).
Figura 26.- Auscultación del tórax
Figura 27.- Bolsa para incrementar los sonidos pulmonares.
Figura 28.- Percusión del tórax
CORAZÓN Pulso arterial.- La medición del pulso arterial nos sirve para detectar su ritmo, regularidad y calidad. La arteria facial es la que se palpa con mayor facilidad (figura 29). Se necesita de experiencia para poder detectar lo que es un pulso normal de un pulso anormal. También se podría palpar la arteria mediana a la vez que se ausculta el corazón para detectar déficit de pulso, porque al haber una contracción se debe sentir un pulso lleno, fuerte y consistente. Se puede notar un pulso débil en animales con rendimiento cardiaco reducido, como los que presentan fallo cardiaco congestivo debido a reflujo mitral (regurgitación de la válvula auriculoventricular izquierda) o miocardiopatía grave (Colahan, P., T., et al, 1998, Marr, C., M., Bowen, I., M., 1999, Clayton, H., M., et al, 2007). Pulso cardiaco.- El pulso cardiaco es uno de los factores que encabeza el rendimiento del corazón. Al haber una demanda de mayor rendimiento, el pulso tenderá a sobrepasar el rango normal de 24 - 40 latidos por minuto (Colahan, P., T., et al, 1998, Marr, C., M., Bowen, I., M., 1999, Clayton, H., M., et al, 2007). Auscultación del corazón.- Se debe auscultar todo el campo pulmonar con un estetoscopio adecuado y de buena calidad (figura 30), con una campana para escuchar los sonidos de baja y alta frecuencia, el cual deberá ser de una medida estándar, ya que la medida de pediatría no sirve para auscultar a los caballos. La longitud adecuada del estetoscopio no debe rebasar los 35 cm para caballos, ya que afectaría la transmisión del sonido, y de preferencia los tubos que sean doble, pero unidos para evitar rozamientos con objetos. Se debe practicar en entornos adecuados, con el mayor silencio posible, donde el viento no sea un impedimento para escuchar los sonidos respiratorios y poder identificar anormalidades. La auscultación nos permite detectar sonidos del ciclo cardiaco normal y los sonidos anormales, tales como murmullos, soplos y arritmias; así como también lo referente a los sonidos normales y anormales de los pulmones. En la mayoría de los caballos clínicamente sanos, y con respiración tranquila en reposo, se escucharán pocos
sonidos (Colahan, P., T., et al, 1998, Marr, C., M., Bowen, I., M., 1999, Clayton, H., M., et al, 2007).
Figura 29.- Estetoscopio.
Figura 30.- Auscultación del corazón
Sonidos cardiacos.- El inicio de la sístole es con el cierre de las válvulas auriculoventriculares (mitral y tricúspide), y la inmediata apertura de las válvulas semilunares (aórtica y pulmonar), esto produce un sonido de baja frecuencia denominado S1, y se
escucha mejor en la zona apical del corazón. El segundo
sonido cardiaco es denominado S2 y marca el final de la sístole y tiene un tono más alto, se oye mejor en la base del corazón sobre las válvulas semilunares. El tercer sonido denominado S3 es de baja frecuencia, causado por la deceleración de la sangre en los ventrículos al final del llenado inicial diastólico. Se escucha mejor sobre el ápex, a la izquierda, y se oye mejor en caballos entrenados o atléticos. El cuarto sonido S4 marca la contracción auricular, se escucha al final de la diástole. Es difícil distinguirlo de S1, ya que se percibe como el primer sonido de la auscultación (Colahan, P., T., et al, 1998, Marr, C., M., Bowen, I., M., 1999, Clayton, H., M., et al, 2007). Ritmo cardiaco.- Es de mucha importancia escuchar el ritmo cardiaco e identificar posibles anormalidades de los sonidos, ya que frecuentemente se olvida realizar esta práctica. Es necesario aplicar el fonendoscopio sobre el ápex cardiaco e identificar si hay arritmias intermitentes. Un dato muy importante de identificar es el S4, para confirmar que ha sucedido la contracción auricular. En los bloqueos
auriculoventriculares de segundo grado (AVB°2), el S4 se suele poder identificar durante el largo intervalo diastólico como un "bu" aislado (Colahan, P., T., et al, 1998, Marr, C., M., Bowen, I., M., 1999, Clayton, H., M., et al, 2007). Murmullos cardiacos.- Son sonidos anormales que se escuchan durante un periodo de silencio durante el ciclo. Son generados por un flujo sanguíneo turbulento y de las vibraciones que éste genera. En el caballo, éstas vibraciones se pueden encontrar normales por el tamaño del corazón y tienen grandes arterias que provocan este tipo de turbulencias. Para poder identificar los murmullos tendremos que basarnos en ciertos criterios como: ritmo, duración, carácter, intensidad, punto de intensidad máxima y radiación (Colahan, P., T., et al, 1998, Marr, C., M., Bowen, I., M., 1999, Clayton, H., M., et al, 2007).
EXAMEN DE MIEMBROS ANTERIORES En la inspección de los miembros anteriores se buscaran tumefacciones, en particular distales al carpo, ya que la mayoría de las claudicaciones se encuentran en la parte inferior del miembro, poniendo la debida atención a las articulaciones carpianas proximal y media, el segundo hueso metacarpiano, los tendones flexores, el ligamento ínteróseo (suspensorio), la articulación metacarpofalángica, se incluye también la bursa palmar. Se deben comparar las respuestas con el miembro opuesto. Para levantar cualquiera de los miembros anteriores se necesita de la ayuda de una persona que debe sujetar al caballo con una cuerda atada al cuello. La persona que realizará la inspección se debe acercar lentamente y apoyar la mano sobre la cruz del animal y con la otra acariciar el miembro a levantar. Se jala un poco hacia adelante la extremidad y hacia arriba, luego se jala un poco hacia fuera y hacia atrás. Se debe procurar no jalar fuerte ni levantar demasiado. Para facilitar la inspección se puede empujar ligeramente al animal para hacerle perder el equilibrio (Wyn-Jones, G., 1998, Stashak, T., S., 2002, Funtanillas, H., A, 2008). Se debe comenzar por el casco y revisar que no existan signos de aumento de temperatura alrededor de la muralla y banda coronaria del casco, luego de esto se induce una respuesta de dolor alrededor del pie y a través de la ranilla, utilizando las pinzas para casco. Teniendo ya el miembro levantado se palpan los cartílagos laterales para la detección de cualquier tumefacción, se flexiona y se gira la región de las falanges para ver si hay reacción de dolor. Se flexiona la articulación metacarpofalángica para examinar el arco de movimiento para descartar dolor, para notar aumento de tamaño en la parte dorsal de la articulación o distensión de la vaina palmar situada en el metacarpo distal, entre el ligamento suspensorio y observar el aspecto palmar del tercer hueso metacarpiano (Wyn-Jones, G., 1998, Stashak, T., S., 2002, Funtanillas, H., A, 2008). Se palpan los tendones flexores y el ligamento ínter óseo en busca de aumento de temperatura, inflamación y dolor, esto se realiza presionando de manera firme sobre el ligamento ínteróseo cerca de su bifurcación provocando una reacción dolorosa en
caballos normales. También se palpa el área del ligamento frenador inferior del carpo, que se encuentra distal al carpo en el lado palmar del tercer hueso metacarpiano. La palpación del segundo y cuarto hueso metacarpiano se hace para evaluar aumento de tamaño en su parte proximal o alguna inflamación, así como, evidencia de callo asociado a fracturas en la pare distal de uno de los pequeños huesos metacarpianos (Wyn-Jones, G., 1998, Stashak, T., S., 2002, Funtanillas, H., A, 2008). El examen del carpo se debe hacer con cuidado ya que es el sitio en donde más se lesionan los caballos atletas, se debe identificar cualquier distensión de la cápsula articular sobre el lado dorsal de la articulación carpiana proximal (radio-carpiana) e intermedia (ínter-carpiana), hay que procurar palpar y flexionar con cuidado todas las articulaciones. La flexión del carpo deberá ir más allá del punto del codo, el caballo sano no mostrará respuesta a la flexión, por lo que, si se presenta dolor, será indicativo de una sospecha de lesión. También se lleva a cabo la flexión, extensión, aducción y palpación de la musculatura de la parte superior del miembro anterior, buscando algún signo de dolor (Wyn-Jones, G., 1998, Stashak, T., S., 2002, Funtanillas, H., A, 2008). Para la inspección del miembro posterior, la persona que realizará el examen debe colocarse de espaldas hacia la cabeza del caballo y seguir el método del examen de los miembros anteriores (Wyn-Jones, G., 1998, Stashak, T., S., 2002, Funtanillas, H., A, 2008). AUSCULTACIÓN ABDOMINAL Los sonidos intestinales reflejan la actividad intestinal y es de gran valor en la auscultación abdominal (figuras 31 y 32), para el diagnóstico de los cólicos. Rutinariamente se auscultan cuatro puntos: ambas fosas paralumbares o en el área del ijar y ambos lados inferiores del abdomen (Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010).
Sonidos normales .- Los sonidos que más se escuchan son los generados por el ciego y el colon mayor. Teniendo dos componentes principalmente: sonidos débiles asociados con contracciones intestinales localizadas (mezclando la ingesta), y sonidos líquidos más intensos, o borborigmos, que están asociados con el peristaltismo (propulsando la ingesta hacia adelante). Uno o ambos de estos sonidos se pueden escuchar durante una auscultación de un minuto a cada lado (Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Los sonidos que se escuchan en la fosa paralumbar derecha reflejan la actividad de la válvula ileocecal (y posiblemente cecocólica) y son diferentes a los de los otros sitios. En este punto se oye un período de silencio una o dos veces por minuto, ocasionado por un súbito chorro de líquido que retumba, cuando las secreciones de un compartimento pasan a través de la válvula y golpean la mezcla de gas/fluido del siguiente (Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Sonidos
anormales.- Una simple obstrucción
del intestino
provoca
hiperperistaltismo en los segmentos intestinales adyacentes. El mejor ejemplo es el cólico espasmódico en el que se oyen sonidos continuos, de intensidad superior a la habitual, en todos los puntos. Una ausencia de sonidos, o sonidos pocos frecuentes de baja intensidad se pueden asociar a peritonitis o desarrollo de hipoperfusión intestinal. La ausencia de los sonidos también se asocia con parálisis alimentaria. La reducción de la intensidad y frecuencia de los sonidos ileocecales a veces podría acompañarse con una intususcepción ileocecal. La presencia de timpanismo se identifica por sonidos tintineantes de bajo tono, que pueden estar superpuestos a otros sonidos alimentarios. La localización del gas retenido se puede apreciar mediante la percusión y auscultación simultáneas de la pared abdominal, escuchándose un sonido "hueco". Los autores encuentran útil anotar estos sonidos de cada lado usando una simple escala de intensidad: 0; + -; + o ++ equivalentes ausencia, reducido, normal, o incrementado. Los grados de distensión abdominal son muy significativos y es de utilidad comparar los lados izquierdo y derecho. La auscultación de gas en el intestino grueso, suele ser más prominente en el ciego del lado derecho (Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010).
Figura 31.- Auscultación abdominal dorsal.
Figura 32.- Auscultación abdominal ventral.
EXAMEN FÍSICO DE GENITALES YEGUA Examen de la vulva y la región perineal.- Los labios de la vulva deben ser uniformes y coincidir con la línea media, ya que son la primera barrera entre los microorganismos del ambiente y el útero. Esta barrera es eficaz, sobre todo en la prevención de la neumovagina (aspiración de aire); que puede dar lugar a muerte embrionaria y placentitis, lo cual provoca abortos o sepsis neonatal. La corrección en yeguas con neumovagina es mediante cirugía. La comprobación de una neumovagina se hace poniendo la palma de cada mano sobre cada labio vulvar y separándolas suavemente. Si hay presencia de neumovagina se hará un pequeño agujero entre los labios y aspirará aire por éste. En yeguas normales solo se escuchará un ligero "clic" cuando el pliegue transverso (esfínter vulvovaginal) se cierra. Los labios deben estar en posición vertical o tener una inclinación de craneal a caudal de no más de 10° con respecto a la vertical. Lo ideal es que al menos dos tercios de la vulva estén por debajo del suelo de la pelvis (Colahan, P., T., et al, 1998, Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). GARAÑON Examen del testículo: Medida testicular.- Consiste en medir cada testículo individualmente, tomando en cuenta la longitud, anchura, consistencia y peso de cada testículo. El tamaño de los testículos está muy correlacionado con la producción diaria de esperma. También se pueden usar calibradores de tuberculina
para la medición del tamaño testicular. El calibrador se coloca sobre el testículo cuidando de no disminuir su diámetro. La anchura mínima escrotal debe ser de 80 mm para considerar al equino como semental. Es mejor tomar la medida testicular después de recoger el primer eyaculado (Colahan, P., T., et al, 1998, Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Consistencia testicular.- Para examinar la consistencia de los testículos es necesario hacerlo individualmente pasándolo entre los dedos y el pulgar. Es indispensable palpar el epidídimo, en especial la cola, ya que frecuentemente tiene alteraciones, como una consistencia dura y de tamaño pequeño, podría ser por causa de fibrosis, lo que reduce su capacidad de almacenaje de esperma. Si la consistencia del testículo es blanda o dura es indicativo de una degeneración (Colahan, P., T., et al, 1998, Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Examen del pene.- La exploración de pene se realiza mejor cuando está en erección, mientras se hace el lavado previo para la recolección del semen (Colahan, P., T., et al, 1998, Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Debe examinarse el ano y la piel del perineo, para observar posible presencia de melanomas (Colahan, P., T., et al, 1998, Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010).
2.1 TOMA DE CONSTANTES FISIOLÓGICAS La toma de constantes fisiológicas en los equinos se realiza durante el examen físico general y deben ser anotadas respectivamente en la historia clínica y en la hoja de ingreso al hospital (figuras 33, 34 y 35), (Colahan, P., T., et al, 1998, Clayton, H., M., et al, 2007, Duncanson, G., R., 2010). Las constantes son: frecuencia cardiaca (FC), frecuencia respiratoria (FR), pulso (P), y temperatura (T). Valores de referencia: FC:
28-36 latidos por minuto en adultos 70-100 latidos por minuto en potros.
FR:
8-16 respiraciones por minuto.
P:
debe ser lleno, fuerte y consistente.
T:
37.5-38.5 °C
Figura 33.- Toma de frecuencia cardiaca.
Frecuencia 34.- Toma del pulso.
Figura 35.- Toma de temperatura rectal.
2.2 EXAMEN DE COJERAS Los problemas del sistema musculoesquelético en los equinos son muy frecuentes y suelen presentarse en forma de deformaciones físicas o cojeras. Para diagnosticarlas se siguen pasos esenciales (Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004): •
Definición del problema a investigar
•
Localización del punto (s) de anormalidad
•
Caracterización de la naturaleza del cambio patológico.
Se debe realizar el examen físico general antes de la exploración enfocada en las cojeras. Aparte de la raza y sexo, se debe incluir, el tiempo que se usará el animal, detalles sobre el manejo, alojamiento, alimentación, herrado, ejercicio, cualquier problema médico previo conocido (Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Se debe preguntar al propietario en particular; •
La extremidad o extremidades que cree afectada (s).
•
El ritmo y naturaleza de la aparición de los síntomas.
•
Detalles sobre cualquier acontecimiento o incidente asociado.
•
Evolución de los síntomas desde su aparición.
•
Cambio en el manejo (o intento de tratamiento) debidos a la aparición del problema y sus efectos.
•
Resumen de la situación actual del problema.
Exploración física La exploración en reposo comprende dos fases: a. Inspección general del caballo desde todos sus ángulos, destacando en particular: •
Condición física general.
•
Conformación del cuerpo, extremidades y cascos.
•
Postura y extremidades que soportan el peso.
•
Simetría del esqueleto y de los tejidos blandos.
•
Cualquier engrosamiento localizado.
•
Evidencia de enfermedad generalizada.
b. Realizar evaluación detallada de cada zona de las extremidades para: •
Inspeccionar una deformidad, hinchazón, o engrosamiento, heridas cutáneas y atrofias musculares.
•
Palpar para detectar dolor y calor, y localizar la zona precisa y la consistencia de la inflamación.
•
Manipular las articulaciones de las extremidades para detectar posibles restricciones, claudicación o crepitaciones.
Estos procedimientos deben ser comparados con el miembro opuesto para detectar asimetrías (Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). EXTREMIDAD ANTERIOR Exploración de la mano.- Lo primero que se debe examinar es el casco: tamaño, contorno, simetría y equilibrio. Se puede considerar la variación en el contorno debido al herrado, conformación, corrección, o cojeras. El casco debe presentar
simetría entre las dos extremidades contrapuestas, y entre las mitades medial y lateral del mismo casco. El ángulo entre la muralla del casco y el suelo debe ser aproximadamente de 45-50° en la extremidad anterior, y ligeramente más vertical (50-55°) en la posterior. El ángulo de la muralla del casco y el suelo debe ser el mismo que el de la cuartilla. Dicha relación constituye el eje casco-cuartilla. La muralla debe ser recta y no estar extendida hacia fuera, delante de la superficie de apoyo. La superficie externa del casco debe ser lisa, aunque pueden aparecer unos anillos causados por enfermedades como laminitis, trastornos nutricionales, o enfermedades sistémicas. Las variaciones del crecimiento del casco asociadas con cambios nutricionales o enfermedades sistémicas dan lugar a anillos que emergen paralelos entre sí y a la corona. Por el contrario, los anillos de la laminitis son divergentes en los talones y convergentes en la muralla, reflejando un crecimiento irregular desde la corona. La muralla del casco se debe examinar con cuidado buscando posibles grietas y posibles lesiones a la corona. Por encima de la corona se debe palpar la zona proximal de los cartílagos laterales; ya que a veces se puede palpar una distensión de la articulación interfalángica distal (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). En el menudillo se palpará el pulso digital como parte de la exploración del casco, para comprobar si se siente acentuado en uno o ambos lados; un pulso intensificado sugiere una inflamación o una laminitis (Pilliner, S., et al, 2002,
Stashak, T., S.,
2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Se procede a levantar la mano del equino, comprobando el estado de la palma; la superficie debe ser cóncava, no plana. En la extremidad anterior, la longitud entre las pinzas del casco y los talones debe ser igual a la anchura de la palma por su punto más ancho, mientras que en el miembro posterior es más largo, por lo que el casco se ve más puntiagudo.
Se debe inspeccionar la palma para descartar
irregularidades, y el apoyo del casco durante el movimiento. Se deben considerar el tipo de la herradura, así como su posición, número de clavos y su colocación. La palma y la ranilla deben estar libres de suciedad o restos de cama, y se deben retirar los restos de tejido córneo antes de la inspección. Durante la inspección se
identifican posibles objetos extraños incrustados en el casco, o cualquier otra lesión que se pudiera encontrar en la palma. Luego de esto se revisan cambios en la continuidad del color de la superficie, lo que nos indicaría una magulladura, que se pueden apreciar como zonas moradas o rojas, también posibles infecciones (manchas o líneas negras). Es de mucha importancia revisar a profundidad la ranilla, la línea blanca y los talones, ya que son los puntos habituales para producirse infecciones (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). La palpación del casco se realiza con la ayuda de unas pinzas, aplicando
presión
sobre cada punto del casco, de forma sistémica. Las áreas en las que se identifica dolor deben comprobarse varias veces para tener la localización más exacta que se pueda. En caso de que se presente duda de la (s) área (s) de dolor, se debe comparar con el casco del lado opuesto. También es de ayuda percutir la tapa y la palma para identificar el dolor, esto se hace con la ayuda de las pinzas o con un martillo (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). La articulación interfalángica distal se debe flexionar y extender, presionar lateral y medialmente y rotar, para comprobar posibles focos de dolor, restricciones, inestabilidad o crepitación (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Todas estas maniobras se deben realzar en las articulaciones de las cuatro extremidades (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Exploración de la cuartilla y el menudillo.- Se examina la cuartilla para comprobar engrosamiento o inflamación alrededor de la articulación interfalángica proximal (articulación de la cuartilla), o su cara palmar, sobre la que pasan los tendones flexores superficial y profundo, y los ligamentos sesamoideos distales. La inflamación puede ser a causa de derrames sinoviales, esto empieza como una hinchazón de líquido fluctuante entre la cara palmar del tercer metacarpiano y las
ramas del ligamento suspensor. También se palparán los huesos sesamoideos proximales y las inserciones de las ramas del ligamento suspensor (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Exploración del metacarpo.- Se palpan los tres huesos metacarpianos, para comprobar si existe dolor e inflamación. Al palpar los metacarpianos accesorios se deben incluir sus superficies axial (medial), palmar y abaxial (lateral). En algunos animales de edad avanzada se pueden encontrar astillas indoloras, pero no son de significancia clínica. Los tejidos blandos metacarpianos palmares se deben palpar con cuidado y con el miembro apoyado y levantado, ya que suelen ser fuente de cojeras. Las estructuras que deben ser identificadas en la palpación son el tendón flexor superficial, el profundo, el ligamento frenador, y el suspensor (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004).: •
Al inflamarse el flexor digital superficial, se suele transformar la superficie palmar del metacarpo, de plana a convexa.
•
Lesiones del ligamento frenador interno, provoca inflamación de los tercios proximal y medio del metacarpo palmar.
•
El cuerpo y las ramas del ligamento suspensor se palpan con facilidad en la región distal y medial del metacarpo.
La forma en que se palpan los tendones extensores digitales (extensor digital común y extensor digital lateral), es desde sus orígenes musculares por encima del carpo, y descender por la cara dorsal de la extremidad (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Exploración del carpo.- La rodilla (cara dorsal del carpo) se inspecciona para encontrar posibles inflamaciones sinoviales, a causa de derrames en las dos articulaciones intercarpianas con más movimiento
(las
articulaciones
antebraquiocarpiana e intercarpiana), o a tendosinovitis de las vainas del
tendón
extensor (extensor carporradial, extensor oblicuo del carpo, extensor digital común y extensor digital lateral). La flexión de esta
articulación permite palpar los límites
dorsales de las articulaciones carpianas para detectar engrosamientos capsulares y alteraciones del tejido óseo subyacente. En caballos que presentan distensiones de la cápsula carpiana se palpa la cara distal del radio para detectar posibles osteocondromas radiales (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Exploración del codo y el hombro.- Los derrames o engrosamientos en estas zonas no suelen ser palpables, pero se pueden apreciar hinchazones regionales, a causa principalmente, de lesiones traumáticas o infecciones articulares (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Se comprueba la estabilidad del olécranon, mediante manipulación, especialmente en caballos que presentan un "codo caído". Siendo de utilidad, poner el estetoscopio sobre las prominencias óseas durante la manipulación, para detectar crepitaciones asociadas a fracturas proximales de la extremidad (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). EXTREMIDAD POSTERIOR Los exámenes del pie, menudillo y metatarso de la extremidad posterior son esencialmente similares a los de la extremidad anterior (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004).. Exploración del corvejón.- Causas de hinchazón alrededor del corvejón: •
Derrame de la articulación tarsocrural, que suele ser más aparente en la cara dorsomedial del corvejón, aunque pueden aparecer pequeñas inflamaciones fluctuantes en las caras plantarolateral y plantaromedial.
•
Distensión de la vaina tarsiana, que produce inflamación plantar proximal al corvejón a un lado y ligeramente craneal al tendón de Aquiles.
•
La inflamación de ligamento plantar provoca un engrosamiento de la cara plantar del corvejón centrado unos 10 cm distal a la punta del corvejón.
•
La artrosis degenerativa de las articulaciones menores del corvejón puede producir engrosamiento de la cara medial del corvejón distal.
Se debe explorar el tendón de Aquiles para identificar cualquier engrosamiento que indique una lesión por estiramiento, así como también se debe inspeccionar la posición y estabilidad del tendón flexor digital que pasa por la punta del corvejón. La extensión del corvejón debería provocar la de la babilla debido a la acción recíproca. Si éste no fuera el caso y la extensión se hace de forma independiente y da lugar a una relajación del tendón de Aquiles, se debe sospechar una rotura del peroneo anterior (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Exploración de la babilla.- Un derrame de la articulación femororrotuliana provoca una inflamación palpable entre los tres ligamentos rotulianos distales. Se palpan de igual manera los ligamentos colaterales medial y lateral. Se puede comprobar la integridad del ligamento colateral medial apoyando el hombro contra la cara lateral de la babilla y abduciendo el extremo distal de la extremidad a la vez que se palpa la cara medial de la articulación femororrotuliana comprobando posibles separaciones anormales (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). Exploración de la pelvis y la cadera.- Es difícil de analizar, pero se puede comprobar la alineación entre las proporciones del trocánter mayor, y las tuberosidades coxal, sacra e isquiática, para saber si son simétricas. Si hay presencia de una cojera, los músculos del muslo pueden presentar una importante pérdida de masa. Se puede inspeccionar la pelvis por palpación rectal. Esto también ayuda a confirmar la alineación central del sacro y las vértebras lumbares caudales, y la presencia y carácter del pulso de la aorta terminal y arterias ilíacas (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004).
Evaluación de la marcha Al finalizar la revisión de las extremidades, se evalúa la marcha del animal, haciéndolo caminar en círculos y trotando, para confirmar o descartar las posibles cojeras, con esto se pretende identificar (Pilliner, S., et al, 2002,
Stashak, T., S.,
2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004): •
Presencia o ausencia de anomalías sobre la marcha.
•
Cuantas y cuales extremidades están afectadas.
•
La presentación de la anomalía.
•
El grado de anomalía.
Se evalúa mejor sobre un suelo duro. En una zona cerrada y segura, sin distracciones y peligros; se sujetará al caballo con una cabezada, dejándole unos 30-50 cm de ronsal para que pueda mover la cabeza. Es preciso observar el movimiento del caballo en línea recta, visto desde adelante, de ambos lados y desde atrás. Al presentar una cojera de la extremidad anterior, los caballos tienden a distribuir su peso con la otra extremidad anterior; un signo evidente es que al realizar esto, levantan la cabeza y el cuello a la vez que se apoya en la extremidad afectada, y bajándola cuando se apoya en las extremidades sanas. Las cojeras de la extremidad posterior, se identifican porque la región glútea del lado afectado subirá y bajará más que la del lado sano, observándose como unos "saltitos" (Pilliner, S., et al, 2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). También se aplican pruebas de intensificación, esto con el fin de demostrar la existencia de la cojera oculta en un caballo que parece sano, para acentuar una leve cojera y para ayudar a localizar la anomalía que la provoca, este tipo de pruebas son de flexión, de extensión y de presión, se eleva el miembro sospechoso en flexión y/o extensión según sea el caso y se mantiene por espacio de un minuto, al término de éste, se libera el miembro y se hace trotar al caballo en línea recta (Pilliner, S., et al,
2002, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Hinchcliff, K., W., et al, 2004). BLOQUEO DE NERVIOS Para realizar un diagnóstico completo de cojera, se emplea el bloqueo de nervios, este procedimiento consiste en aplicar una analgesia local que permite identificar con mayor exactitud en donde le duele al animal. Los resultados de la analgesia local, se interpretan mejor cuando el caballo presenta un grado consistente de cojera desde el primer momento. Eligiendo el anestésico de preferencia del médico veterinario, y con la debida sujeción del caballo y asepsia del área, se procede al bloqueo. Se recomienda la tricotomía del área a tratar para una mejor palpación de los puntos de referencia. La colocación de la aguja se debe hacer con la mayor exactitud posible. Se puede mantener la extremidad flexionada durante la inyección para tener un mejor control de la misma. Se introduce rápidamente a través de la piel una aguja estéril sujetada por el cono. Luego se dirige la punta hacia la dirección y profundidad adecuadas. Cuando ha cesado todo movimiento del caballo, se ajusta la jeringa y se realiza la inyección. La jeringa se ha de conectar con firmeza con la aguja, para prevenir la pérdida de líquido durante la inyección, pero no tanto que impida su rápida desconexión en caso de que el caballo se mueva, dejando la aguja en posición (Wyn-Jones, G., 1998, Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007). PUNTOS DE BLOQUEO NERVIOSO DE LA EXTREMIDAD ANTERIOR Bloqueo del nervio digital palmar.- El paquete neurovascular se palpa en las caras palmarolateral y palmaromedial de la cuartilla. El punto de inyección se localiza subcutáneamente sobre los tendones flexores digitales. Se deposita de 1 a 2 ml de anestésico local, con una aguja de 1 pulgada x 23G (25 x 0.65 mm). Por lo general se bloquean los nervios lateral y medial. Pero si es necesario solo se bloquea uno (figura 36), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007).
Bloqueo del nervio sesamoideo abaxial.- El paquete neurovascular se palpa por encima de la superficie abaxial de los sesamoideos proximales, siendo el bloqueo más fácil de realizar. El punto de inyección se localiza subcutáneo en la cara palmar del paquete neurovascular. Se inyectan 2 ml del anestésico local a cada lado, usando igual una aguja de 1 pulgada x 23G (23 x 0.65 mm). Con esto se pierde la sensibilidad de la cara palmar y dorsal distal de la cuartilla (figura 36), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Bloqueo del nervio palmar y palmar metacarpiano.- Para desensibilizar el menudillo y todas las estructuras distales a él, se suelen bloquear a la vez los nervios palmares medial y lateral, así como los nervios metacarpianos lateral y medial (figura 36), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Nervios palmares.- Los paquetes neurovasculares discurren dorsomedial y dorsolateralmente al tendón flexor digital profundo, al nivel del metacarpo. Se inyecta subcutáneamente, dorsal al tendón del flexor digital profundo, 8 cm proximal al menudillo, administrando 3 ml de anestésico local a cada lado, utilizando una aguja de 1 pulgada x 23G. Los puntos de inyección de los nervios palmares deben estar localizados por encima de las vainas tendinosas digitales, pero por debajo de la rama nerviosa comunicante (figura 36), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Nervios metacarpianos palmares.- Discurren distalmente, axial al segundo y cuarto huesos metacarpianos. El punto de inyección es subcutáneo, distal al botón del hueso metacarpiano a cada lado, inyectando 2 ml de anestésico local con una aguja de 1 pulgada x 23G. En la extremidad posterior es más complicado debido a la presencia de los nervios metatarsianos medial y lateral dorsales (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Nervio palmar medial.- Se inyecta en el margen dorsomedial del tendón flexor profundo entre la fascia carpiana, justo distal al carpo. Se infiltra de 6 a 8 ml de
anestésico local a una profundidad de 1 cm con aguja de 1 pulgada x 20G (25 x 0.90 mm), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Nervios palmar lateral y palmar metacarpiano.- Estos nervios se bloquean, haciendo un bloqueo a la rama profunda del metacarpiano proximal. Se inyecta distal al ligamento que une el borde palmar del hueso accesorio del carpo a la cabeza del 4° metacarpiano y al retináculo flexor carpiano profundo, inyectando 10 ml de anestésico local a una profundidad de 1 a 2 cm con una aguja de 1 pulgada x 20G (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Bloqueo de los nervios mediano y ulnar.- Los bloqueos hechos en estos nervios desensibilizan el carpo y las estructuras distales a él. Igual que sucede en los bloqueos de los miembros posteriores tibial y peroneo, hay desensibilización incompleta de la piel en el área distal al bloqueo (figuras 37 y 38), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007).
D, Polmar alto nervio metocaipiono
Figura 36. Sitios de inyección para el bloqueo de nervios del miembro anterior (modificado de Muir, W.W. 2007)
Figura 37.- Sitio de inyección para el bloqueo del nervio ulnar (modificado de Muir, W.W. 2007)
Nervio mediano.- El punto de inyección se realiza en el borde caudomedial del radio, distal al músculo pectoral superficial. Inyectándose 15 ml de anestésico local a profundidad de 3-4 cm con una aguja de 2 pulgadas x 19G (51 x 1.0 mm) (figura 39), (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007).
Nervio ulnar.- Se inyecta en la fosa de la cara medial del antebrazo entre los músculos cubital lateral y flexor carpocubital, 10 cm proximal al hueso al hueso carpiano accesorio, con una profundidad de 1-2 cm, inyectando 10 ml de anestésico local con una jeringa de 1 pulgada x 20G (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007).
Figura 38.- Sitio de inyección para el bloqueo del nervio mediano (modificado de Muir, W.W. 2007)
Figura 39.- Sitio de inyección para el bloqueo del nervio musculocutáneo (modificado de Muir W.W. 2007)
PUNTOS DE BLOQUEO NERVIOSO EN LA EXTREMIDAD POSTERIOR La extremidad posterior se desensibiliza de forma similar a la anterior. Bloqueo del nervio plantar y plantar metatarsiano.- Los detalles de este bloqueo se incluyen en el bloqueo de la extremidad anterior (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Bloqueo del nervio tibial y peroneo.- Estos bloqueos eliminarán la sensibilidad del corvejón y sus estructuras distales. Sucede lo mismo que en los bloqueos mediano y cubital, existe incompleta desensibilización cutánea (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007). Nervio tibial.- Se inyecta caudal al tendón flexor digital y craneal al tendón de Aquiles, a casi 10 cm proximal al borde superior del calcáneo, en la cara medial de la articulación, en la fascia. Administrando 15-20 ml de anestésico local a 1 cm de profundidad con una aguja de 1 pulgada x 20G. por lo general se pierde la sensibilidad de los bulbos del talón (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007).
Nervio peroneo.- Se inyecta entre los tendones extensor largo y extensor digital lateral, 10 cm proximal al maléolo lateral. Se inyectan 10 ml de anestésico local alrededor de la rama profunda de 2-3 cm de profundidad y 5 ml más alrededor de la superficial, mientras se va retirando la aguja, con un aguja de 2 pulgadas x 19G. Por lo general se pierde la sensibilidad de la piel de la cara lateral de la zona distal del corvejón (Stashak, T., S., 2002, Ross, M., Dyson, S., J., 2003, Moyer, W., et al, 2007, Muir, W., W., et al, 2007).
í V A, Palmar (digital), B. Sesamoideo Abaxial, C . Palmar bojo. D. Palmar alto nervio metacarpiano
Figura 40. Sitios de inyección para el bloqueo de nervios del miembro posterior (modificado de Muir, W.W. 2007)
2.3 REVISIÓN DE PACIENTES HOSPITALIZADOS La revisión de los pacientes hospitalizados se realizará dos veces al día, de la siguiente manera: • El personal encargado de limpiar la caballeriza y de dar de comer, a las 6 am y a las 4 pm, limpiará los cascos y tomará la temperatura rectal de cada caballo hospitalizado; revisará la presencia (o ausencia), apariencia y consistencia de las heces, las cuales colocará en el depósito colocado fuera de cada caballeriza (para su posterior valoración por el médico tratante) y hará las anotaciones correspondientes en la hoja de cuidados intensivos (anexo 4). • Los estudiantes en estancia y/o servicio social a las 8 am y 3 pm realizarán un examen físico general y anotarán los hallazgos en la hoja de cuidados intensivos. • El médico tratante realizará una ronda de seguimiento a las 9 am y a las 4 pm, en compañía de los estudiantes en estancia, servicio social y/o internos, quienes serán los responsables de narrar el caso, el tratamiento y los avances observados para su análisis y discusión. Así mismo tomarán nota de las modificaciones en el tratamiento, según sea el caso. Todas las modificaciones u órdenes de análisis de laboratorio y/o gabinete deberán anotarse en la hoja de progreso del expediente clínico.
3. TOMA DE MUESTRA DE SANGRE La toma de muestra de sangre en equinos es una actividad que se lleva a cabo constantemente para establecer un diagnóstico presuntivo del paciente (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001). 3.1 TOMA DE MUESTRA DE SANGRE EN LA VENA YUGULAR EXTERNA Es la vena más usada para punción ya que es de fácil acceso y de gran calibre, nos permite manipular con menos estrés al paciente y mayor seguridad para el operador (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001). Material necesario • Aguja de calibre 20G a 25G, de 1.6 a 4 cm, para tubo con vacío. • Soporte o camisa para tubo vacutainer • Tubos vacutainer (tapa de color rojo, morado, verde, amarillo, azul o gris) dependiendo del análisis requerido Técnica Se atornilla el extremo protegido de la aguja en el soporte o camisa. Hay que localizar la vena aplicando presión cerca de la entrada del tórax, luego se pasa una torunda con alcohol para hacer asepsia y no contaminar el área a puncionar (figura 41). De forma paralela a la vena y en dirección contraria al flujo de sangre se introducirá la aguja (figura 42). En caso de no detectar la vena se puede frotar con la mano en dirección distal, así se producen pulsos ondulatorios por encima, lo que resulta muy útil si no se puede encontrar con facilidad la vena (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001). Se debe insertar la aguja a través de la piel, con mucho cuidado y en un ángulo recomendado de 45° para un mejor acceso y evitar atravesar la vena, una vez adentro se reorienta paralelo a la luz de la vena (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001).
Una vez dentro de la vena se introduce el tubo vacutainer (figura 43), empujándolo sobre el extremo corto de la aguja. Debido al vacío que contienen los tubos, la sangre es absorbida dentro del tubo de manera rápida (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001). En caso de que el vacío del tubo no aspire la sangre, se puede considerar que se a atravesado la vena; será necesario buscarla retirando un poco la aguja, y buscarla; no se debe retirar en su totalidad ya que si la aguja sale por completo, el tubo vacutainer pierde el vacío (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001).
Figura 41.-Localización de la vena yugular, (se ha aplicado alcohol).
Figura 42.- Orientación de la aguja frente a la vena yugular.
Figura 43- Extracción de sangre de la vena yugular.
3.2 TOMA DE MUESTRA DE SANGRE EN LA VENA FACIAL TRANSVERSA Es utilizada con mayor frecuencia en ejemplares adultos y/o en caballos no rebeldes para la toma de muestra de sangre en volúmenes pequeños, como por ejemplo: un hematocrito o determinación de sólidos totales (ST) (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001). Material a utilizar •Aguja de calibre 20-25, de 1.6 a 2.54 cm. •Jeringa de 5-10 ml. • Tubo(s) vacutainer o tubos de hematocrito adecuados.
Técnica Pasar una torunda con alcohol por debajo de la cresta facial (figura 44). Se alinea la aguja perpendicular a la piel, por debajo de la cresta facial, y se avanza bajo la piel hasta topar con el hueso (figura 45). Se acopla la jeringa y se retira la aguja mientras se aspira hasta que la aguja está en la luz de la vena. Se puede utilizar también un tubo vacutainer con su aguja para la toma de sangre en este sitio (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001).
Figura 44.- Asepsia del área de la cresta facial.
Figura 45.- Introducción de la aguja hasta el tope del hueso.
Figura 46.- Extracción de sangre en tubo Vacutainer.
3.3 TOMA DE MUESTRA DE SANGRE DE LA VENA CEFÁLICA Se realiza en la cara medial del antebrazo de la extremidad anterior. Se encuentra situada por debajo del músculo pectoral superficial. Se utiliza con frecuencia en potros. Siguiendo los procedimientos anteriores para tomar muestras de sangre en las venas anteriores (figuras 47, 48 y 49), (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001).
Figura 47.- Cara interna del antebrazo derecho, se aprecia la vena cefálica.
Figura 48.- Colocación de la aguja sobre la trayectoria de la vena cefálica.
Figura 49.- Extracción de sangre de la vena cefálica.
3.4 TOMA DE MUESTRA DE SANGRE DE LA VENA SUBCUTÁNEA ABDOMINAL De igual forma en la toma de muestras anteriores, se realizan los mismos procedimientos. Se toma a un costado del abdomen de cualquier lado, cerca de la punta del codo donde se puede apreciar fácilmente la vena (figuras 50, 51 y 52), (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001).
Figura 50.- Localización de la vena subcutánea abdominal.
Figura 51.- Punción de la vena subcutánea abdominal.
Figura 52.- Extracción de sangre de la vena subcutánea abdominal.
Complicaciones en la toma de muestras de sangre Es muy frecuente causar hematomas en estos sitios, si se utiliza una aguja de calibre grueso o si la vena se traumatiza por tantos intentos para tomar la muestra y existe pérdida de sangre en el punto de venopunción (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001). Se puede causar trombosis, aunque esto no sucede usualmente, pero es a causa del daño en el endotelio vascular por venopunciones repetidas. En caso de que la punción llegara a infectarse se puede producir una tromboflebitis séptica (Colahan, P., T., el al, 1998, Taylor, P., M., Clarke, K., W., 2001).
4. ADMINISTRACIÓN DE FÁRMACOS Existen diferentes vías para administrar medicamentos en la clínica equina. A continuación se exponen las rutas más comunes de interés farmacológico (Martínez, H., R., 2007). 4.1 ADMINISTRACIÓN POR VÍA ORAL La vía oral es de las más usada debido a que es cómoda y no causa tantas complicaciones, esto podría ser de beneficio para el propietario, pues el mismo puede administrar los medicamentos con la explicación y recomendaciones previas de su médico de cabecera. La presentación de los fármacos para vía oral son: pastillas, gránulos, polvos, suspensiones y pastas. En lo que se refiere a caballos, la mayoría son medicados con polvos, gránulos y pastillas machacadas que posteriormente se pueden dar con una comida apetitosa, dependiendo de cada dueño podrían ser alimentos dulces, pedazos de manzana o zumo de manzana. Seria de mayor aceptación si se mezcla con melaza, jarabe o papilla de zanahoria ya que se les presenta de tal forma que le sea de mayor palatabilidad y se incita a la aceptación del paciente. Otra de las formas en las que se pueden administrar vía oral los medicamentos, y para caballos que son melindrosos, es por medio de jeringas bucales, donde previamente se mezcla el polvo con agua o las pastillas disueltas. Los fármacos en forma de pasta o suspensión deben administrarse de la siguiente forma: Se procede a introducir y colocar la jeringa bucal con mucho cuidado entre la mucosa del carrillo y los molares, con cierto ángulo sobre la lengua (figura 53). Para asegurarse de que el fármaco permanece dentro de la boca se puede maniobrar la lengua tirando de ella suavemente hacia adelante separándola hacia un lado (figura 54). Es necesario esparcir el fármaco de manera homogénea sobre la parte posterior de la lengua y depositarlo despacio para provocar la deglución (figura 55). En caso de que el paciente rechace el procedimiento anterior o requiera de un gran volumen de medicamento, se recomienda la administración vía intubación nasogástrica, que asegura la administración completa del fármaco (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007).
Figura 53.- Introducción de la jeringa con medicación.
Figura 54.- Aplicación del medicamento por vía oral
Figura 55.- Caballo saboreando la medicación
Complicaciones Frecuentemente no se administra la dosis completa del medicamento. Algunos fármacos son inactivados en el estómago de los herbívoros, por lo que es necesario asegurarse de que el medicamento este recomendado vía oral. Se encuentran elevados niveles del fármaco en el tracto gastrointestinal, que alteran la flora bacteriana normal del equino y llegan a causar diarreas o cólicos (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). 4.2 ADMINISTRACIÓN POR VÍA INTRAMUSCULAR La administración intramuscular es de absorción más lenta, alcanzando niveles plasmáticos más bajos en sangre y las aplicaciones no son frecuentes. Pueden utilizarse diversos sitios musculares (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007): En el cuello (figura 56) pueden administrarse volúmenes aproximados de 10 ml o menos, en la depresión triangular localizada por encima de las vértebras cervicales, por debajo de los ligamentos de la nuca, y a un palmo por delante del borde craneal de la escápula (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). En la parte posterior del caballo en las partes inferiores de los músculos semimembranoso y semitendinoso (figura 57), son adecuadas para la administración de volúmenes grandes. Para esto es de prioridad la correcta sujeción del caballo y la posición adecuada de la persona que va a administrar el medicamento
intramuscular, ésta debe colocarse lo más próxima al costado del animal para evitar accidentes (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). En los músculos pectorales (figura 58), entre las extremidades anteriores también pueden administrase volúmenes grandes de medicamento (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007).
Figura 56.- Sitio de inyección en la tabla del cuello.
Figura 57.- Sitio de inyección en la nalga.
Figura 58.- Sitio de inyección en el pecho.
Se recomienda no administrar más de 5-10 ml en solo sitio. Para mayores volúmenes, debe redirigirse la aguja, luego de cada inyección de 5-10 ml, sin sacarla de la piel. En caso de repetir más dosis, se deben rotar los músculos, con el fin de evitar traumatismos en un solo sitio (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). Complicaciones Abscesos: si llegasen a presentarse, se debe limpiar a piel antes de inyectar y elegir un punto donde se pueda drenar con facilidad (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). Dolores musculares: más frecuentes en el cuello y se relacionan con la irritación que produce el fármaco y la inflamación, por el volumen administrado y con el punto de administración (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). En potros se debe evitar las repetidas inyecciones intramusculares (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007).
Si se llegase a administrar el fármaco en un vaso sanguíneo pueden producirse reacciones farmacológicas graves (Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). 4.3 ADMINISTRACIÓN POR VÍA INTRAVENOSA Esta vía proporciona niveles sanguíneos del fármaco elevados e inmediatos, pero suele precisar una administración más frecuente, el medicamento debe administrarse muy despacio (a un ritmo aproximado de 1 ml cada 5 seg.), o diluido en agua estéril o suero fisiológico, en especial si se sabe que tiende a causar cualquier tipo de reacción adversa (Orsini, J., A., Divers, T., J . , 2000, Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007). La vena yugular es la más utilizada para la administración de fármacos por ésta vía (figura 59) (Orsini, J . , A., Divers, T., J . , 2000, Pavord, T., & Pavord, M., 2004, Martínez, H., R., 2007).
Figura 59. Localización de la vena yugular.
5. CATETERIZACIÓN INTRAVENOSA La cateterización intravenosa es utilizada para la administración de grandes volúmenes de líquido y/o la aplicación frecuente de dosis de medicamentos intravenosos. Dependiendo del uso que se pretenda, el catéter será de distinto tamaño y tipo. Los catéteres de gran calibre (14, 12 ó 10) se utilizan para la rápida administración de líquidos en los caballos adultos. Se pueden usar catéteres bilaterales en ambas venas yugulares, pero esto solo en casos extremos de deshidratación. Existen catéteres para uso a corto y a largo plazo. Los de corto plazo pueden utilizarse durante un máximo de 3 días, mientras que los de largo plazo pueden mantenerse hasta dos semanas (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). La vena más utilizada para la cateterización, es la vena yugular, pero en caso de que no se pueda acceder a ella, existen otras venas adecuadas, como la vena cefálica y la vena subcutánea abdominal (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Material • Material para lavado quirúrgico. • Máquina de rasurar. • Guantes estériles. • Catéter adecuado. • Solución salina heparinizada (2.000 unidades de heparina en 500 ml de suero salino) en una jeringa de 20 ó 35 ml y aguja de calibre 18. • Material de sutura para piel ó pegamento de acción rápida (cianoacrilato) • Equipo de extensión relleno con solución salina heparinizada. • Tapón para inyección.
•Venda adhesiva en caso de potros (figuras 60, 61 y 62).
Figura 60.- Material necesario para la cateterización intravenosa.
Figura 61. Tipos de catéter más utilizados.
Técnica • Se elige una zona en el tercio craneal de la gotera de la yugular para la colocación del catéter (figura 62). • Se hace la tricotomía del área para su preparación quirúrgica (figura 63). • Debe realizarse un lavado quirúrgico del punto de colocación del catéter y de un área de 10-15 cm por debajo, donde la vena yugular será presionada. • Se deben colocar los guantes estériles. • Se retira la envoltura protectora del catéter y se afloja el tapón de la aguja. El catéter sólo debe tocarse por el cono. • Usando tres dedos sobre la gotera de la yugular, distal al punto de inserción del catéter, se presiona ligeramente para distender la vena yugular. • Se debe angular el catéter paralelo a la gotera de la yugular (figura 64).
• Se realiza una punción percutánea con un ángulo de 45° y se avanza el catéter y la aguja lentamente hasta que aparezca sangre en el cono del catéter. Cuando esté en la vena, se angula el catéter paralelo a la gotera de la yugular y se avanza el catéter y la aguja de 2 a 5 cm. Entonces se separan el catéter y la aguja, y se desliza el catéter hacia abajo en la vena, manteniendo la aguja en su sitio. El catéter debe progresar sin encontrar resistencia. Se retira la aguja (figura 65). • Inmediatamente se debe acoplar el tubo del equipo de extensión y el tapón de inyección (figura 66). • Empleando la jeringa con la solución salina heparinizada, se aspira sangre en el equipo de extensión, con el fin de estar seguros de que el catéter se encuentra en la vena, observando la salida de sangre con facilidad. Se administra la solución salina heparinizada a través del catéter. • Se sutura el cono del catéter a la piel del caballo o se emplea el pegamento (figura 67) • El equipo de extensión se puede fijar con la venda adhesiva alrededor del cuello del animal, para futuras observaciones del catéter.
Figura 62.- Sitio de elección para la cateterización.
Figura 63.- Tricotomía de la región.
Figura 64.- Presentación del catéter previo a su inserción.
Figura 65.- Extracción de la aguja del catéter.
Figura 66.- Tapón acoplado directamente al catéter.
Figura 67.- Fijación del catéter con material de sutura.
Mantenimiento del catéter Se deben limpiar todos los catéteres con solución salina heparinizada (5-7 ml) cada 4-6 horas para evitar la coagulación sanguínea en su interior. Antes de insertar la aguja, el tapón debe limpiarse con una torunda con alcohol, antes de administrar medicamentos. El no aspirar sangre puede ser indicativo de los siguientes inconvenientes: la presencia de un coágulo de sangre en el catéter, que existan dobleces en el catéter o bien en el equipo de extensión, o podría ser por un acoplamiento defectuoso del tapón de inyección o del equipo de extensión. Si no se aprecia sangre, deben pasarse suavemente de 5 a 7 ml de solución salina heparinizada a través del catéter y aspirar de nuevo. Si no puede confirmarse la presencia de sangre en la jeringa, hay que reemplazar el catéter (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Cuando se vayan a administrar los medicamentos se debe aspirar sangre para comprobar que sigue en la vena, y antes de pasar los fármacos, se deben inyectar 5 ml de solución salina heparinizada, esto aplica también entre cada fármaco que se vaya a inyectar y después del último administrado (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Al cambiar el catéter se debe utilizar una vena alternativa para no provocar flebitis (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Complicaciones Se presenta habitualmente
tromboflebitis, flebitis o celulitis flemonosa locales en
cateterizaciones prolongadas. Debe examinarse el sitio del catéter 2 veces al día en
busca de inflamación, calor o dolor, al encontrarse requieren la inmediata retirada del catéter (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). La flebitis suele causar fiebre e incremento o diminución en el recuento de células nucleadas. La oclusión completa de la vena por un trombo séptico, la formación de un absceso o una bacteremia o septicemia secundarias llegan a requerir un tratamiento más agresivo (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000).
6. CATETERIZACIÓN DE VÍAS URINARIAS CATETERIZACIÓN DE LA VEJIGA La cateterización de las vías urinarias asegura una toma precisa, no contaminada y oportuna de la muestra de orina (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). La práctica de cateterización de la vejiga sirve para detectar si hay paso a través de la uretra o no, además de ayudar a la obtención de orina para muestras requeridas como cultivos bacterianos. Otro de los beneficios de ésta técnica es el vaciado de la vejiga, para las poder hacer la palpación rectal, o bien una endoscopía (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Material • Sedación y/o tranquilización (xilacina, butorfanol). •Venda para la cola de la yegua. • Guantes estériles. • Vaselina o lubricante estéril. • Catéter urinario adecuado (estéril).
PROCEDIMIENTO EN EL MACHO Antes de iniciar el procedimiento es necesario relajar el pene usando una dosis de detomidina 0.01 mg/kg IV. lenta seguida de butorfanol (25 mg/kg IV), pero es menos predecible si se producirá una relajación adecuada del pene (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Ya relajado el glande y el orificio externo de la uretra se lava con una solución de povidona yodada a temperatura ambiente. Previamente aplicada la asepsia, se lubrica la punta de un catéter (8 mm, 24 FG x 137 cm) y se introduce en la uretra mientras se sujeta suavemente y con precaución el cuerpo del pene con la otra mano. Hay un sitio donde el paso del catéter opone un poco de resistencia, es en el arco isquiático, en éste punto se observa el levantamiento de la base de la cola. Cuando la punta es introducida en la vejiga, se puede escuchar la entrada del aire por el interior del catéter. Una vez dentro de la vejiga, puede haber flujo a presión, de no ser así, se puede hacer un sifón usando una jeringa acoplada al catéter, para succionar con ésta la orina. Aplicando ésta técnica de extracción en una vejiga colapsada se pueden obtener de 20 a 30 ml de orina. Si luego de tratar de extraer la orina con la jeringa no se obtiene, es necesario esperar un poco después de la retirada del catéter, teniendo a mano un recipiente adecuado para la recogida de la orina, ya que el aire aspirado estimula el paso de una pequeña cantidad de orina (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). PROCEDIMIENTO EN LA HEMBRA Al contrario que en el macho, este procedimiento es más fácil de realizar en la yegua y en potras, ya que el orificio uretral externo es muy flexible y se encuentra fácilmente. Antes de empezar se debe vendar la cola y hacer asepsia en la vulva, luego con mucha precaución se desliza el dedo por la base de la vulva a lo largo de la línea media. Generalmente la abertura de la uretra se encuentra a unos 10 a12 cm de la comisura de los labios entre el pliegue vestibulovaginal que demarca la entrada de la vagina. Una vez encontrado, se procede a introducir un catéter a través de la vulva, sujetándolo entre los dedos y dirigido por el índice. La longitud de
la uretra es de un promedio entre 7 y 10 cm por lo que el catéter enseguida entrará en la vejiga; a veces puede ser necesario aspirar con una jeringa para obtener la muestra de orina (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000). Complicaciones Son mínimas pero una mala técnica podría provocar una cistitis. Luego de retirar el catéter es posible que el paciente adopte una postura como para orinar y expulsar el aire aspirado. Existe el riesgo de hacer un nudo en el catéter si se introduce una longitud excesiva. La temperatura de esterilización retuerce los catéteres y los hace inservibles (Hickman, J., et al, 1995, Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000).
7. INTUBACIÓN NASOGÁSTRICA La intubación nasogástrica suele ser necesaria para administrar grandes volúmenes de medicación por vía oral. También es una técnica diagnóstica y terapéutica muy importante cuando el caballo tiene cólicos (Orsini y Divers, 2000). Se introduce la sonda para comprobar si hay líquido acumulado en la porción anterior del tracto gastrointestinal. Se emplea una sonda nasogástrica para administrar soluciones de glucosa o xilosa en las pruebas de absorción para detectar el reflujo de líquidos y para permitir una descompresión en casos de obstrucción alimentaria alta o (con mucho cuidado) indicar el punto de obstrucción esofágica (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Existen sondas comerciales para caballos, ponis y potros (figura 68). Se debe evitar el uso de tubos que se doblen con facilidad con el calor de la faringe; así como también los tubos muy estrechos ya que pueden dirigirse mal al intentar la intubación. Son preferibles los tubos transparentes que permiten al clínico observar el paso de los fluidos. Se deben evitar las sondas en las cuales el extremo a introducir en el ollar del caballo, esté raído o mordido, ya que causará traumatismos en las superficies mucosas. Toda vez que los tubos no vienen graduados, es de mucha utilidad hacerles una marca indeleble en toda la circunferencia, indicando en qué punto del tubo se está acercando a la faringe o al esófago. Esta distancia es de
aproximadamente 30 cm en los tubos de los ponis y de 35 cm en los de los caballos adultos. También es recomendable hacer una marca orientando la parte superior del tubo, por ejemplo, su curvatura externa (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Sujeción.- El caballo se coloca contra una trampa de manejo. Se utiliza la mano izquierda para guiar la sonda en dirección ventral y medial hacia el meato nasal ventral. Se debe contar con una cabezada de buena calidad para evitar que se mueva el animal (figura 69). Dependiendo del temperamento del animal y en caso de que forcejee, es recomendable emplear un arcial, o si las circunstancias clínicas lo permiten se puede sedar, aunque esto disminuirá el reflejo de deglución al pasar el tubo (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010).
Figura 68.- Sondas nasogástricas
Figura 69.- Almartigón para control de la cabeza.
Paso de la sonda.- Los primeros 10-12 cm del extremo anterior se lubrican generosamente con un lubricante hidrosoluble (figura 70), sujetando a continuación el tubo justo por detrás de esta zona, para una introducción controlada. El clínico deberá evitar mancharse las manos con el lubricante, porque si no el tubo se le escurrirá constantemente entre los dedos. Se debe contar con un ayudante, el cual tendrá que mantener la cabeza del animal flexionada, y el clínico colocará su mano libre en el puente de la nariz, por encima del hocico, teniendo cuidado de no obstruir el ollar opuesto (figura 71). Se usa el pulgar para elevar el cartílago alar del ollar en el que se introducirá la sonda; abriendo así un amplio acceso a la cavidad nasal. El
extremo lubricado del tubo se coloca sobre el suelo del ollar abierto, ligeramente inclinado hacia el septo nasal, con la curvatura dirigida hacia abajo. Se empuja suavemente hacia adelante, de modo que siga el meato ventral, y se suelta el cartílago alar (figura 72). Si no se consigue colocar el tubo sobre el suelo de la cavidad nasal, puede que el tubo pase por el meato medio, produciendo el consiguiente traumatismo de los cornetes. Una colocación demasiado alta puede conducir la sonda hacia el divertículo nasal (falsa nariz), (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010).
Figura 70.- Lubricación de la sonda.
Figura 71.- Sujeción de la cabeza y colocación de la mano izquierda antes de iniciar el procedimiento.
Figura 72.- Paso de la sonda a través de la nariz.
La sonda encuentra una pequeña resistencia al pasar sobre la epiglotis. La mayoría de los caballos tragan la sonda de inmediato. Se debe intentar pasar la sonda en la primera deglución, ya que los sucesivos intentos para estimular la deglución se hacen cada vez más difíciles. El extremo de la sonda debe permanecer delante de la epiglotis mientras se espera a la deglución. Tocando suavemente con la punta de la sonda en la epiglotis, o instilando una pequeña cantidad de agua por la sonda, se anima a algunos caballos a deglutir. Si no se produce reflejo de deglución, hay que tratar de intubar por el otro ollar. En la mayoría de los casos, si se sigue impulsando la sonda, se introducirá en la laringe y en la tráquea. Para evitarlo, se debe girar la sonda 90° antes de seguir avanzando. Esto produce el efecto de elevar el extremo del tubo con respecto a la laringe, y por lo tanto acerándolo a la abertura del esófago, que está por encima de la laringe. Si se hace bien, una suave presión sobre la abertura del esófago desencadenará el reflejo de la deglución, permitiendo su paso (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010).
En el caso de que la sonda entre en la laringe, se debe retirar hasta la marca del ollar, darle un giro de 90° para elevar aún más el extremo y tratar de avanzar de nuevo. Si al ejercer una suave presión, solo se obtiene resistencia total, se debe retirar la sonda unos 2 ó 3 cm y se vuelve a empujar suavemente para conseguir el reflejo de deglución. Si la maniobra llegará a fallar 3 ó 4 veces más, se debe sospechar de que el extremo está presionando sobre el receso faríngeo que se encuentra por encima de la laringe y el esófago. En este caso, el extremo se dirige hacia abajo girándolo unos 90° en sentido contrario, antes de hacerlo avanzar de nuevo. Esta manipulación de ensayo y error de la sonda para conducirla al lado del esófago y provocar la deglución es la parte más difícil de dominar en todo el procedimiento (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Comprobación de la posición de la sonda.- Si la sonda está en el esófago se producen repetidos reflejos deglutorios a medida que la sonda va avanzando. Los signos de una correcta colocación de la sonda son los siguientes (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010).: • Hay una cierta resistencia al paso (tono esofágico). • La sonda pasa por la tráquea con relativa facilidad, y pueden notarse los anillos traqueales. • Puede aparecer un engrosamiento del tercio superior del canal yugular izquierdo, que va descendiendo por el cuello a medida que el extremo de la sonda sigue la línea del esófago a la izquierda de la tráquea (figura 73). • Generalmente, la sonda no se ve si está en la tráquea. Cuando no se aprecia, hay que palparla cuando pasa por la entrada del tórax, o de una manera más fácil, cuando se encuentra al lado de la parte rostral de la tráquea (por lo general a su izquierda). Esto se facilita desplazando con suavidad la tráquea dorsalmente con la mano y palpando la sonda en el esófago con la punta de los dedos de la misma mano. Este es el método más
fiable para comprobar la correcta situación de la soda. Un pequeño porcentaje de los caballos tienen el esófago situado a la derecha.
Figura 73.- Paso de la sonda a través del canal yugular.
Cuando se intenta aspirar aire, se nota una resistencia provocada por el colapso del esófago sobre el extremo de la sonda. Si la sonda está en la tráquea y se realiza una succión, no se produce presión negativa. Cuando el extremo de la sonda está en la región del cuello, un soplo breve y entrecortado a través del tubo produce un inflado momentáneo del esófago que se puede observar en el canal yugular. Ésta es una prueba muy útil si no se ha visto el engrosamiento distintivo discurriendo hacia abajo por el canal de la yugular. Hay que repetir los soplidos hasta que el clínico esté convencido de que el efecto es realmente un hinchazón, y no una deglución accidental (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). El paso a través del cardias hacia el estómago se facilita soplando a través de la sonda. Una vez en el estómago, sale gas con olor a ingesta, al soplar se produce un sonido de burbujas. Esta es la comprobación final de que la sonda se encuentra en el estómago definitivamente (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Debe intentarse obtener reflujo antes de administrar grandes volúmenes de líquidos. Para obtener reflujo, se debe crear un sifón, generando una columna de agua entre el estómago y el exterior. Si no se obtiene reflujo, puede administrarse medicación por la sonda, calentada a temperatura corporal con ayuda de un embudo. El extremo de la sonda se eleva por encima de la cabeza del caballo para completar la administración. Antes de retirarlo, se debe bajar de nuevo el extremo de la sonda
para asegurarse de que no hay excesiva presión en el estómago (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Algunas veces, cuando la sonda se encuentra en la laringe se puede detectar soplando o aspirando aire por la sonda, si no se nota resistencia es positivo de que se encuentra en éste sitio, otras veces puede que se produzca tos; aunque si se produjera,
esto puede coincidir con la deglución de la sonda, y no es
necesariamente una colocación errónea. El volumen, aspecto y olor del líquido son parámetros importantes a evaluar cuando se trata un caballo con cólicos (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Retirada de la sonda.- Cualquier medicación líquida que se haya introducido por la sonda y esté ocupando un espacio muerto en ésta, se debe soplar al interior del estómago antes de retirar la sonda. De no hacerse así, puede provocarse la inhalación de gotas de líquido cuando la sonda pase por la laringe al ser retirada Debe retirarse con mucho cuidado y lentamente.
Es importante
no retirar
bruscamente los últimos 50 cm, ya que se puede provocar un traumatismo en las mucosas de los cornetes, que es muy vascularizada, lo que provocaría una hemorragia nasal. Las hemorragias nasales son frecuentes en éste tipo de procedimientos y más, si la persona no está experimentada; pero no causan un problema clínico serio (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Si la hemorragia continúa durante más de 10-15 min., o ésta se considera excesiva, se puede aplicar un spray intranasal de 10 mg de clorhidrato de fenilefrina, diluido en 10 ml de suero salino estéril, con la ayuda de un catéter nasal (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). La administración accidental de un gran volumen de líquido en los pulmones de un paciente puede resultar fatal. De ahí la necesidad de «ver, sentir, oler y oír» literalmente que la sonda está en posición correcta (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010).
8. CANULACIÓN DEL CONDUCTO NASOLAGRIMAL La canulación del conducto nasolagrimal está indicada si se sospecha de una obstrucción del drenaje lagrimal. Entre los síntomas que suelen observarse en una obstrucción se incluyen epífora (lagrimeo), manchas, secreciones e inflamación en el canto medial del ojo (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Esta práctica es de mucha utilidad para administrar medicación sin necesidad de manipular los ojos o los párpados. El conducto se cánula con facilidad en su abertura rostral, donde emerge en la unión mucocutánea en el suelo de los ollares (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Material • Lampara de bolsillo. • Catéter de polipropileno de calibre 1.5 y/o 2.5 mm de diámetro. • Jeringa de 10 o 12 ml con suero salino estéril. • Gasas. • Lubricante estéril. Técnica Se retrae el pliegue alar del ollar y se localiza la abertura del conducto nasolagrimal, ayudándose con la lampara para observarlo bien; la cual se localiza en el área ventral del meato nasal (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010). Se limpia el interior del ollar y se introduce la punta del catéter, ligeramente lubricado, en el conducto. Se avanza el catéter en dirección proximal, al menos 5 cm. Para mantener el catéter en su sitio, se debe colocar un dedo en la abertura, para evitar que el suero salga por gravedad. Se acopla la jeringa y se lava con suavidad el conducto en dirección ascendente. La viabilidad se ha alcanzado cuando el suero salino fluye desde la punta lagrimal en el canto interno del ojo. Se puede
suturar el catéter a la piel del caballo, para administrar medicación oftalmológica rutinaria (Orsini, J., A., Divers, T., J., 2000, Duncanson, G., R., 2010).
9. LIMPIEZA DE LOS CASCOS Los cascos de un caballo siempre deben estar limpios para evitar infecciones y causas de enfermedades, ya que es una zona donde se clavan diferentes objetos, produciendo heridas graves; además de la acumulación de estiércol. La inspección debe hacerse también a las herraduras, analizar que estén en buen estado. Esto es preferible que se realice diario y simplemente se emplea un limpiacascos. Existen otros productos como: alquitrán para cascos; que ayuda a eliminar las bacterias y el mal olor; y pomada para cascos; que refuerza y favorece su desarrollo natural, evitando el agrietamiento (Wyn-Jones, G., 1998, Martínez, H., R., 2007, Funtanillas, H., A., 2008). Se puede aprovechar el manejo que se hace en el examen físico general para abordar al caballo y levantarle los miembros a limpiar. Esta acción no lleva mucho tiempo por lo que no es estresante para el animal. Con el miembro levantado se hace uso del limpiacascos y se empieza por la ranilla para quitar todo la suciedad (Wyn-Jones, G., 1998, Martínez, H., R., 2007, Funtanillas, H., A., 2008).
10. VENDAJE DE CASCOS Este tipo de vendaje debe reunir varias características debido al sitio que se va a vendar, como son: que sea durable, compacto, repelente al agua y que los materiales a utilizar se consigan fácilmente. En esta región, los vendajes se utilizan para madurar abscesos subcórneos, proteger lesiones que se localicen a nivel de la suela, así como en alguna parte de la muralla (López, C., A., Rodríguez, M., A., 1993, Funtanillas, H., A., 2008, Gomez, J., Stashak, T., S., 2008). Procedimiento • Haciendo previa limpieza de la suela o la muralla y con la medicación indicada, se cubre con gasas o apósitos estériles las lesiones encontradas. • Se coloca el casco sobre una lámina de algodón cubierto por tela de gasa, esto le servirá como relleno. • Se dobla el relleno de tal forma que el casco quede cubierto en sus caras dorsal y palmar. • Se doblan los extremos distal, lateral y medial sobre la suela. • Luego se envuelve el casco con una venda elástica, comenzando desde la región de la cuartilla. • Con la venda elástica se tendrá que cubrir todo el casco con vueltas en forma de ocho. Deben cruzar primero el talón interno y la parte externa del casco, luego pasarán por la parte interna del mismo y por el talón externo. • Finalmente el vendaje queda a nivel de la cuartilla, el relleno sobresaliente no debe rebasar los 4 cm del vendaje (López, C., A., Rodríguez, M., A., 1993, Funtanillas, H., A., 2008, Gomez, J., Stashak, T., S., 2008).
Maduración de abscesos • Colocar en una porción de papel aluminio una mezcla que caliente el casco. • El casco debe ser colocado sobre la mezcla y se envuelve sin sobrepasar la banda coronaria, después se siguen los pasos anteriores a partir de doblar el relleno para cubrir el casco. Este vendaje se deja aproximadamente de 12 a 24 horas con objeto de implementar calor a ese nivel (López, C., A., Rodríguez, M., A., 1993, Funtanillas, H., A., 2008, Gomez, J., Stashak, T., S., 2008). Finalizado el vendaje, se protege contra el desgaste y la humedad de la siguiente manera: • Se envuelve todo el vendaje con tiras de tela adhesiva, primero en forma vertical y luego en forma horizontal, o vendas elásticas adhesivas en figuras de ocho. • Se tiene que envolver todo el vendaje en un costal de yute o nylon y se anuda a nivel de la cuartilla, o bien, meterlo en un zapato de caucho o de plástico prefabricado (López, C., A., Rodríguez, M., A., 1993, Funtanillas, H., A., 2008, Gomez, J., Stashak, T., S., 2008). Cambio de vendajes.- Cualquiera que sea la finalidad, los vendajes deben ser cambiados cada 12 horas o 24 hrs; esto a consideración del médico; ya que los cambios frecuentes pueden alterar la cicatrización y estresar al paciente (López, C., A., Rodríguez, M., A., 1993, Funtanillas, H., A., 2008, Gomez, J., Stashak, T., S., 2008).
REFERENCIAS 1. Baker, G., J., Easley, J., 2005. Equine Dentistry. Elsevier-Saunders. USA. 2. Budras, K., D., Sack, W., O., Rock, S., 2009. Atlas of the Anatomy of the Horse. Quinta Edición. Schlütersche. Hanover. 3. Clayton H., M., Flood, P., F., Rosentein, D., S., 2007. Anatomía Clínica del Caballo. Elsevier-Mosby. Madrid. 4. Colahan P., T., Mayhew I., G., Merritt A., M., Moore J., N., 1998. Medicina y Cirugía Equina 4^ edición volumen I. Editorial Intermédica S.A. Buenos Aires, Argentina. 5. Consejo Nacional de la Educación Veterinaria (CONEVET), Manual de Acreditación. 2007. Veracruz, México. 6. Doherty, T., Valverde, A., 2006. Manual of Equine Anesthesia and Analgesia. Blackwell. Oxford. 7. Duncanson, G., R., 2010. Veterinary Treatment for Working Equines. Mixed Sources. USA. 8. Funtanillas, H., A., 2008. Elementos de Podología Equina y Herrado Correctivo. Segunda Edición. Editorial Hemisferio Sur. Buenos Aires, Argentina. 9. Gomez, J., Stashak, T., S., 2008. Bandaging and Casting Techniques for Wound Management. In: Equine Wound Management. Ed. Stashak, T., S., & Theoret C., L. Blackwell. Oxford, England. 10. Gilger, B., C., 2005. Equine Ophthalmology. Elsevier-Saunders. China. 11. Hickman, J., Houlton, J., E., F., Edwards, B., 1995. An atlas of veterinary surgery. Third Edition. Blackwell Science. Oxford, England. 12. - Hinchcliff, K., W., Kaneps, A., J., Geor, R., J., 2004. Equine Sports Medicine and Surgery. Saunders. Veterinary Learning Systems, USA.
13. Levy, L., C., y Rodríguez, M., A., 1993. Temas Selectos de Zootecnia Equina. Editorial trillas, S. A. de C. V. México, D. F. 14. López C., A., Rodríguez M., A., 1993. Manual de Vendajes y Fijación Externa en el Equino. Editorial Trillas. México, D. F. 15. Marr, C., M., Bowen, I.M., 1999. Cardiology of the Horse. Second Edition. Saunders-Elsevier. China. 16. Martínez, H., R., 2007. Lo Más Práctico de lo Práctico en Equinos. Trabajo Práctico Educativo. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, Ver., México. 17. Moyer, W., Schumacher, J., Schumacher, J., 2007. A Guide to Equine Joint Injection and Regional Anesthesia. Veterinary Learning Systems. USA. 18. Muir, W, W., Hubbell, J., A., Bednarski, R., M., 2007. Handbook of Veterinary Anesthesia. Fourth Edition. Mosby-Elsevier. USA. 19. Orsini, J., A., y Divers, T., J., 2000. Manual de Urgencias en la Clínica Equina: tratamiento y técnicas. Editorial Harcourt. Madrid, España. 20. Pavord, T. & Pavord, M., 2004. Complete Equine Veterinary Manual. Davis & Charles Publisher. USA. 21. Pilliner, S., Elmhurst, S., Davies, Z., 2002. The Horse in Motion. Blackwell Science. Oxford. 22. Robinson, N., E., 1992. Current Therapy in Equine Medicine 3. Saunders, Phipadelphia. USA. 23. Ross, M., W., Dyson, S., J., 2003. Diagnosis and Management of Lameness in the Horse. Saunders. USA. 24. Santiago, Ll., I., García, C., L., Cediel, A., R., Álvarez, G., de S., I., 2007. Anestesia General en el Caballo. Colegio Oficial de Veterinarios de Madrid, España.
25. Stashak, T.S., 2002. Adam's Lameness in Horses. Fifth Edition. Lippincott Williams & Wilkings. Philadelphia, USA. 26. Taylor, F., G., R., y Hillyer, M, H., 1999. Técnicas Diagnósticas de Medicina Equina. Editorial Acribia, S. A. Zaragoza, España. 27. Taylor, P., M., y Clarke, K., W., 2001. Manual de anestesia en equinos. Editorial intermédica. Buenos Aires, Argentina. 28. Wyn-Jones, G., 1998. Enfermedades Ortopédicas de los Equinos. Editorial Hemisferio Sur, S. A. Buenos Aires, Argentina.
ANEXOS
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia IHospital Veterinario para Grandes Especies
fl^ w Universidad Veracruzana.
Historia Clínica Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre:
Teléfono:
Domicilio: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre:
Raza:
Edad:
Sexo:
Color:
Peso:
Señas Particulares: Anamnesis Historia o Antecedentes:
Dieta: Frecuencia:
Modo:
Desde cuando tiene a su caballo? Existen otros animales? Descripción del medio ambiente donde vive: Vacunaciones Previas: Influenza/Tetanos No Lote Rabia No
No sabe
Si
Fecha
Marca
Revacunación No sabe
Si
Fecha
Marca
Lote
Revacunación Otras: Enfermedades que ha padecido: No
No sabe
Si
Cuales
Ha estado expuesto recientemente a enfermedades infecciosas: Si
Hace cuanto?
No
No sabe
Cual:
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
Examen Físico Constantes Fisiológicas: Temperatura: Pulso: Características:
Turgente
°C
Referencia 38.5-39
/ minuto
30-40
Superficial
Frecuencia Cardiaca:
/ minuto
30-40
Frecuencia Respiratoria:
/ minuto
10-15
Aspecto General: Aparato Locomotor: Aparato Respiratorio: Aparato Circulatorio: Aparato Digestivo: Aparato Genitourinario: Sistema Nervioso: Oídos: Ojos: Ganglios Linfáticos: Piel: Signos Físicos Anormales:
Diagnóstico Presuncional: Exámenes Complementarios: Diagnóstico Integral: Tratamiento en Hospital:
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
Prescripción:
Observaciones:
Firma del Clínico Responsable:
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies Hoja de Cuidados Intensivos Fecha Hora Temp Actitud Frec. Cardiaca Frec. R e s p Calidad de Pulso TLLC Mucosas Campo Pulmonar Motilidad GI Apetito Pulso Digital Cateter/ Yugular Insicion/ Bendaje Heces Reflujo Otros hallazgos al examen físico Inciales
Calidad de Pulso: F=fuerte, M=moderado, D=debíl Heces: N=normal, D=diarrea, S=suave Pulso digital: -=no presente, +=Incrementado, +/-=moderadamente incrementado Motilidad GI= +=activo normal o motil, -=sin motilidad, +/-=hipoactivo
Paciente:
Dueño:
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies HOJA DE MEDICAMENTOS Folio: Fecha: Nombre del Caballo: Propietario:
Teléfono:
Medicamentos prescritos/Suplemento
Programados:
Medicamento 1:
Dosis:
Ruta:
Frecuencia:
Medicamento 2:
Dosis:
Ruta:
Frecuencia:
Medicamento 3:
Dosis:
Ruta:
Frecuencia:
Registro de Medicamentos/Suplementos Administrados Fecha
Hora
Medicamentos/Suplementos
Ruta
Comentarios
Iniciales
Hoja de Cirugía Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre: Domicilio:
Teléfono: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre: Sexo:
Especie: Edad:
Raza:
Color:
Peso:
Señas Particulares: Caballeriza número:
Fecha:
Intervención quirúrgica a realizar: Material a emplear: Jeringas (piezas): 1 ml
3 ml
Soluciones (lts):
5 ml
10 ml
Venoclisis:
Catéter:
Agujas
Extensión:
Tapón:
Vendajes:
Preanestesia: Xilacina:
mg/Kg
Ketamina:
Anestesia: Pentobarbital: mg/kg
mg/kg
Hojas de Bisturi:
Material de Sutura: Vicryl
(
Compresas: Clavo Intramedular: Tornillo de Esponjosa:
ceros)
Nylon:
(
Campos:
ceros)
Gasas:
Sábana Endida:
Tornillo de Cortical: Placa:
Alambre quirúrgico:
Firma del Cirujano:
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
^^1^
fiwl Universidad Veracruzana
AUTORIZACIÓN PARA INTERVENCIÓN QUIRÚRGICA Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre:
Teléfono:
Domicilio: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre:
Especie:
Sexo:
Edad:
Raza:
Color:
Peso:
Señas Particulares: Caballeriza número:
Fecha:
Observaciones: Autorizo a que se le practique al paciente cuya reseña aparece arriba, el procedimiento quirúrgico en el entendido de que me fueron informados losriesgos inherentes a la intervención quirúrgica antes mencionada, así como los riesgos anestésicos. Al mismo tiempo, autorizo se le practique y se le aplique todo lo necesario durante su período de hospitalización a fin de lograr una recuperación más pronta, haciendome responsable del pago del mismo.
Nombre y Firma del Propietario:
Nota: Está autorización deberá acompañar al reporte quirúrgico del expediente respectivo.
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
Hoja de Hospital Folio: Fecha: Datos del Propietario Teléfono:
Nombre: Domicilio: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre:
Especie:
Sexo:
Edad:
Color:
Señas Particulares: Caballeriza número: Fecha
Hora
Raza: Peso: Fecha:
Tratamiento
Observaciones
Responsable ^
Observaciones
Responsable
Alta de Hospitalización Fecha
Hora
Tratamiento
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
Orden Radiológica Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre:
Teléfono:
Domicilio: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre:
Especie:
Sexo:
Edad:
Raza:
Color:
Peso:
Señas Particulares: Caballeriza número:
Fecha:
Médico a Cargo: MVZ Tratante: Anamnesis Historia o Antecedentes:
Posición
Región
Latero Lateral-Izquierda
LLI
Cráneo
Miembro Torácico
Miembro Pélvico
Latero Lateral-Derecha
LLD
Maxilar/Mandibula
Escápula
Pelvis
Cráneo-Caudal
Cr-Cd
Columna
Húmero
Fémur
Cuado-Craneal
Cd-Cr
Cervical
Radio/Ulna
Babilla
Dorso-Ventral
DV
Torácica/Lumbar
Carpo/Metacarpo
Tibia/Fíbula
Ventro-Dorsal
VD
Sacra/Coccigea
Falanges
Tarso-Metatarso
Oblicua
Obl
Abdomen
Especial Interpretación:
Diagnóstico:
4>
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
Universidad Veracruzana
Orden Odontológica Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre:
Teléfono:
Domicilio: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre:
Especie:
Sexo:
Edad:
Raza:
Color:
Peso:
Señas Particulares: Caballeriza número:
Fecha:
Médico a Cargo: Pelaje: EX
VG
GP
Condición Corporal (1-5)
Excursión lateral de quijada: Normal
Anormal
Heces: Finas Medianas Gruesas Respuesta a la Palpación:
+-
Anamnesis Historia o Antecedentes:
Tejidos Blandos
Diente de Lobo
Incisivos
Canino
Premolares
Molare
Normal
Presentes
Nodales
Sobremordida
Normales
Nodales
Limar
Labios
Ausentes
Inclinados
Submordida
No erupcionados
Gancho Int. Ext.
Cortar-Limar
Lengua
No erupcionados
En son^sa
Dientes rotos
Sup. e inf
En ola
Cortar-Limar
Paladar
Eliminar fragmento reticular
En enojo
Cortar
En cizalla
Cortar-Nivelar
Encías
En escalón
Pulir
Rampa
Cortar-Nivelar
Barras
Casquetes
Eliminar sarro
Bordes
Cortar-Nivelar
Carillos
Alinear Sup. Inf.
Extraer
Separación
Limar
Demasiado largos
Ahuecados
Dientes rotos
Acortados
Casquetes eliminados
Limar
Angulos de las tablas Izq. Der
Instrumentación
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
Orden para Termografía Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre:
Teléfono:
Domicilio: Calle
No.
Colonia
C.P.
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre:
Especie:
Sexo:
Edad:
Raza:
Color:
Peso:
Señas Particulares: Caballeriza número:
Fecha: Anamnesis
Historia o Antecedentes: Posición
Región
Latero Lateral Izquierda
LLI
Cabeza
Hombro/Brazo
Cadera/Muslo
Latero Lateral-Derecha
LLD
Cuello
Antebrazo
Pierna
Cráneo-Caudal
Cr-Cd
Pecho
Rodilla
Corvejón
Cuado-Craneal
Cd-Cr
Espalda
Caña
Caña
Dorso-Ventral
DV
Lomo
Menudillo
Menudillo
Ventro-Dorsal
VD
Grupa
Casco
Casco
Oblicua
Obl
Nalgas
Palma
Planta
Especial Observaciones: Hora: Temperatura ambiente:
Diagnóstico Presuntivo:
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
m
Universidad
Veracrurana
Hora: MAD
Temperatura ambiente: Temp
Foto
MAI
Húmero
Temp
Foto
MAD
Húmero
Temp
Foto
MAI
Radio/Ulna
LM
LM
LM
ML
ML
ML
ML
CrCD
CrCD
CrCD
CrCD
CdCr
CdCr
CdCr
CdCr
Temp
Foto
MAI
Rodilla
Temp
Foto
MAD
Rodilla
Temp
Foto
MAI
Caña
Dpa
Dpa
Dpa
PaD
PaD
PaD
PaD
LM
LM
LM
LM
ML
ML
ML
ML
Temp
Foto
MAI
Menudillo
Temp
Foto
MAD
Menudillo
Temp
Foto
MAI
Dedo
Dpa
Dpa
Dpa
PaD
PaD
PaD
PaD
LM
LM
LM
LM
ML
ML
ML
ML
Temp
Foto
MAI
Casco
Temp Casco
Dpa
Dpa
PaD
PaD
LM
LM
ML
ML
Foto
Observaciones:
Temp Dedo
Dpa
MAD
Temp
Foto
Caña
Dpa
MAD
Foto
Radio/Ulna
LM
MAD
Temp
Foto
Hora: MPD
Temperatura ambiente: Temp
Foto
MPI
Fémur
Temp
Foto
MPD
Fémur
Temp
Foto
MPI
Babilla
LM
LM
LM
ML
ML
ML
ML
CrCD
CrCD
CrCD
CrCD
CdCr
CdCr
CdCr
CdCr
Foto
MPI
Tibia
Temp
Foto
MPD
Tibia
Temp
Foto
MPI
Caña
Dpa
Dpa
Dpa
PaD
PaD
PaD
PaD
LM
LM
LM
LM
ML
ML
ML
ML
Temp
Foto
MPI
Menudillo
Temp
Foto
MPD
Menudillo
Temp
Foto
MPI
Dedo
Dpa
Dpa
Dpa
PaD
PaD
PaD
PaD
LM
LM
LM
LM
ML
ML
ML
ML
Temp
Foto
MPI
Menudillo
Temp Menudillo
Dpa
Dpa
PaD
PaD
LM
LM
ML
ML
Foto
Observaciones:
Temp Dedo
Dpa
MPD
Temp
Foto
Caña
Dpa
MPD
Foto
Babilla
LM
Temp
Temp
Foto
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies
m
Universidad Veracruzana
HOJA DE SERVICIOS Y ESTADO DE CUENTA Folio: Fecha: Datos del Propietario Nombre:
Teléfono:
Domicilio: Calle
No.
Colonia
Ciudad
Reseña del Paciente: Nombre: Sexo:
Especie: Edad:
Color:
Raza: Peso:
Señas Particulares: Caballeriza número:
Fecha:
Médico a Cargo: Fecha
Concepto
Cantidad
Subtotal Total Anticipo Saldo
Importe
Facultad de Medicina Veterinaria Zootecnia Hospital Veterinario para Grandes Especies Universidad Veracruzana
CONVENIO DE PAGOS Convenio de Pago que establezco (semos) con el "Hospital Veterinario de Grandes Especies" a fin de liquidar mi cuenta con la institución que me brindo el servicio requerido: Total: (Según estado de Cuenta que se anexa) Anticipo: Promesa de pago de:
en fecha: en fecha:
Por este pagaré debo (emos) y pagaré (mos) incondicionalmente a la orden de Hospital Veterinario para Grandes Especies en esta plaza el importe de $ el día causando intereses moratorios de Nombre:
de
de 2011
1 % sin no es liquidado al vencimiento. Firma:
Fecha: