UNIVERSIDAD VERACRUZANA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS ZONA XALAPA PROGRAMA EDUCATIVO: INGENIERÍA QUIMICA “EFECTO DE LA ADICIÓN DE BIOPOLÍMEROS SOBRE LA ESTABILIDAD FISICOQUÍMICA Y ANTIOXIDANTE DE JUGO DE MARACUYÁ (Passiflora edulis var. flavicarpa)” TESIS QUE PARA ACREDITAR LA EXPERIENCIA EDUCATIVA: EXPERIENCIA RECEPCIONAL P R E S E N T A: JESÚS IGNACIO JIMÉNEZ SOLANO DIRECTOR: DRA. MARIBEL JIMENÉZ FERNÁNDEZ CODIRECTOR: M.C. JOSÉ DOMINGO ROBLEDO MARTÍNEZ Xalapa-Enríquez, Ver., Diciembre 2014

ÍNDICE GENERAL 1

INTRODUCCIÓN .......................................................................................... 1

2

MARCO TEÓRICO ....................................................................................... 2 2.1

Maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa)............................................ 2

2.1.1

Generalidades .................................................................................. 2

2.1.2

Composición de la fruta y jugo ......................................................... 6

2.2

Alimentos funcionales ............................................................................. 8

2.3

Bebidas ................................................................................................... 9

2.3.1

Clasificación de bebidas ................................................................. 10

2.3.2

Zumos (jugos) de frutas.................................................................. 11

2.4

Aditivos alimentarios ............................................................................. 11

2.5

Estabilizantes ........................................................................................ 12

2.6

Biopolímeros ......................................................................................... 13

2.6.1

Goma arábiga (GA) ........................................................................ 14

2.6.2

Goma xantana (XA) ........................................................................ 16

2.6.3

Maltodextrina (MD) ......................................................................... 18

2.7

Mecanismo de estabilización ................................................................ 19

2.7.1 2.8

Estabilización estérica .................................................................... 19

Actividad antioxidante ........................................................................... 20

2.8.1

Radicales libres .............................................................................. 20

ii

2.8.2

Clasificación de los radicales libres ................................................ 21

2.8.3

Mecanismos de acción de los radicales libres (RL) ........................ 21

2.8.4

Estrés oxidativo .............................................................................. 22

2.8.5

Mecanismo de defensa antioxidante .............................................. 22

3

PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA......................................................... 23

4

HIPÓTESIS ................................................................................................ 24

5

OBJETIVOS ............................................................................................... 24

6

5.1

Objetivo general .................................................................................... 24

5.2

Objetivos específicos ............................................................................ 24

MATERIAL Y MÉTODOS ........................................................................... 25 6.1

Metodología .......................................................................................... 25

6.1.1

Esquema general de trabajo .......................................................... 25

6.1.2

Materia prima ................................................................................. 26

6.1.3

Homogeneizado ............................................................................. 26

6.1.4

Análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá ................................... 26

6.1.4.1 Acidez total titulable ................................................................. 26 6.1.4.2 Actividad de agua ..................................................................... 27 6.1.4.3 Azúcares reductores directos (ARD) ........................................ 27 6.1.4.4 Color......................................................................................... 28 6.1.4.5 Densidad .................................................................................. 29

iii

6.1.4.6 Humedad.................................................................................. 29 6.1.4.7 pH ............................................................................................ 30 6.1.4.8 Proteínas .................................................................................. 30 6.1.4.9 Sólidos disueltos totales ........................................................... 31 6.1.4.10 Solidos solubles totales .......................................................... 31 6.1.4.11 Sólidos totales ........................................................................ 31 6.1.4.12 Velocidad de sedimentación .................................................. 32 6.1.5

Análisis antioxidante de jugo de maracuyá .................................... 32

6.1.5.1 Contenido total de carotenoides ............................................... 32 6.1.5.2 Conductividad eléctrica ............................................................ 33 6.1.5.3 Poder reductor ......................................................................... 33 6.1.5.4 Polifenoles totales .................................................................... 33 6.1.5.5 Porcentaje de inhibición del radical DPPH (2,2-difenil-1picrilhidrazilo) .............................................................................................. 34 6.1.5.6 Vitamina C................................................................................ 34 7

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................... 35 7.1

Caracterización de jugo ........................................................................ 35

7.1.1

Análisis fisicoquímico ..................................................................... 35

7.1.2

Análisis antioxidante ....................................................................... 38

7.2

Propiedades de jugo de maracuyá con adición de goma arábiga (GA) 39

iv

7.2.1

Análisis de propiedades fisicoquímicas después de la adición de GA

a jugo de maracuyá ........................................................................................ 39 7.2.2

Análisis de propiedades antioxidantes después de la adición de GA a

jugo de maracuyá ........................................................................................... 42 7.3

Propiedades de jugo de maracuyá con adición de goma xantana (XA) 44

7.3.1

Análisis de propiedades fisicoquímicas después de la adición de XA

a jugo de maracuyá ........................................................................................ 44 7.3.2

Análisis de propiedades antioxidantes después de la adición de XA a

jugo de maracuyá ........................................................................................... 47 7.4

Propiedades de jugo de maracuyá con adición de maltodextrina (MD) 49

7.4.1

Análisis de propiedades fisicoquímicas después de la adición de MD

a jugo de maracuyá ........................................................................................ 49 7.4.2

Análisis de propiedades antioxidantes después de la adición de MD

a jugo de maracuyá ........................................................................................ 51 7.5

Comparación de la sedimentación de jugo de maracuyá contra las

adiciones de GA, XA y MD en diferentes concentraciones ................................ 53 8

CONCLUSIONES ....................................................................................... 54

9

BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................... 55

APÉNDICES ..................................................................................................... 61

v

ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1. Clasificación taxonómica del fruto de maracuyá ................................... 3 Tabla 2. Superficie sembrada de maracuyá de forma comercial en México ....... 5 Tabla 3. Composición nutrimental por 100 g de maracuyá ................................. 7 Tabla 4. Micronutrientes por 100 g de jugo de maracuyá ................................... 8 Tabla 5. Clasificación de estabilizantes alimenticios ......................................... 13 Tabla 6. Resultados caracterización fisicoquímica de jugo de maracuyá ......... 35 Tabla 7. Resultados de caracterización antioxidante de jugo de maracuyá...... 38 Tabla 8. Resultados de análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá con GA ... 40 Tabla 9. Resultados de análisis antioxidante de jugo de maracuyá con GA ..... 43 Tabla 10. Resultados de análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá con XA .. 45 Tabla 11. Resultados de análisis antioxidante de jugo de maracuyá con XA ... 47 Tabla 12. Resultados de análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá con MD . 49 Tabla 13. Resultados de análisis antioxidante de jugo de maracuyá con MD .. 52 Tabla 14. Sedimentación de jugo de maracuyá ................................................ 53

vi

ÍNDICE DE FIGURAS Figura 1. Flor del maracuyá ................................................................................ 2 Figura 2. Cultivo de maracuyá ............................................................................ 4 Figura 3. Partes del fruto de maracuyá ............................................................... 5 Figura 4. Maracuyá ............................................................................................. 7 Figura 5. Fuentes productoras de biopolímeros ................................................ 14 Figura 6. Goma arábiga (GA) ............................................................................ 15 Figura 7. Estructura química de la GA .............................................................. 16 Figura 8. Goma xantana (XA) ........................................................................... 17 Figura 9. Estructura química de la XA............................................................... 18 Figura 10. Estructura química de la MD ............................................................ 19 Figura 11. Esquema general de trabajo ............................................................ 25 Figura 12. Representación de escala CIE L* a* b*............................................ 37 Figura 13. Paleta de tonos de color de ángulo matiz ........................................ 37 Figura 14. Curva de calibración para proteínas ................................................ 63 Figura 15. Curva de calibración para polifenoles .............................................. 63 Figura 16. Curva de calibración para vitamina C .............................................. 64

vii

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a la Universidad Veracruzana y específicamente la Facultad de Ciencias Químicas, campus Xalapa por brindarme un espacio en sus instalaciones y permitirme realizar mi deseo de ser Ingeniero Químico. Al Instituto de Ciencias Básicas por la oportunidad de realizar este proyecto dentro de sus instalaciones, especialmente en el Laboratorio de Tecnología de Alimentos, donde se me brindo el material y equipo necesario para sacar este proyecto tan importante. A la Dra. Maribel Jiménez Fernández, por su dirección y ayuda en este trabajo, gracias por la oportunidad de realizar esta tesis, mi respeto y admiración para usted y todo su trabajo. A mis jurados la Dra. Liliana Domínguez Cañedo y el Dr. Ernesto Juárez Loera, por tomarse el tiempo para leer el trabajo y hacerme las correcciones necesarias para que quedara lo mejor posible. A mis compañeros del laboratorio Dafne, Tía Any, Naida, Laura, Betty, Arsenio, Diego, Ricardo, por que llegamos a formar una familia, gracias por soportarme tanto tiempo y ayudarme. A Erika, Ariana, Yesica, Brenda, Annai y Janeth, por el apoyo que me demostraron durante toda la carrera y por brindarme su amistad.

viii

DEDICATORIA

A mi PapᆠIgnacio Jiménez porque me enseño que siempre se debe de dar todo hasta el final, a no dejar nada a medias, porque su ejemplo es lo que me ayuda a ser lo que soy, te dedico éste trabajo que hice con todo mi esfuerzo, porque sé que estarías tan orgulloso de verme terminar mis estudios, este logro también es tuyo. A mi Mamá Irene Solano porque su apoyo fue muy importante para que lograra dar el paso más importante de mi vida, por tomar el rol de padre y madre a la vez, porque eres la mejor del mundo te amo como no tienes idea, porque siempre me has dados tu amor y cariño. Porque me has enseñado que siempre hay una alternativa. A mis hermanos Andrea, Cristóbal, Delfino y Carlos, porque cada uno me ha enseñado cosas diferentes de la vida, los quiero mucho, gracias por su apoyo. También a mi cuñada Liliana, por unirse y formar parte de la familia. A mis sobrinos Johan y Naomy porque me dan esos momentos de alegría. A dos personas importantes para mi Graciela y Gaby, por su amistad durante años, porque hemos compartido muchas cosas y sé que vendrán muchas más, las quiero. Gracias por ser mi apoyo para muchas cosas. A Rosaelena esa gran amiga que me ha apoyado en todo momento, porque compartimos muchas cosas y momentos, por dejarme formar parte de tu vida y sobre todo por tenerme paciencia, te quiero.

ix

1

INTRODUCCIÓN

El maracuyá es el fruto proveniente de una planta que crece en forma de enredadera perteneciente a la familia Passifloraceae, originaria de Brasil, específicamente en la región del Amazonas. Este país es considerado el origen de unas 200 especies de las aproximadamente 400 especies de Passifloras existentes en el mundo, sin embargo solo alrededor de 70 especies son comestibles. Entre las frutas tropicales que son atractivas para los consumidores el maracuyá o fruta de la pasión (Passiflora edulis var. flavicarpa), es de gran relevancia por su color y sabor exótico. El principal producto de esta fruta es el jugo que se obtiene del arilo que rodea a la semilla. La comercialización de este producto ha llevado a que se busquen formas de obtención más eficaces, así como también desarrollar las condiciones óptimas para su almacenamiento, en cuanto al aspecto visual la separación de las fases y sedimentación de la pulpa de la fruta hacen que el jugo tenga una apariencia poco agradable lo que constituye una variable a considerarse en el almacenamiento del producto. En la actualidad diversos padecimientos médicos debidos al estrés oxidativo han desencadenado un problema de salud pública, entre los más recurrentes podemos encontrar la diabetes, el Alzhéimer y principalmente el cáncer, el cual ha tenido un considerable aumento dentro de la población. Existen alimentos que se consideran antioxidantes pues contienen de forma natural inhibidores de los radicales libres. Tal es el caso del maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa). Sin embargo la estabilidad de sus antioxidantes depende de las condiciones de almacenaje del producto, debido a que son componentes fotosensibles, además de ser degradados fácilmente con el calor; es por ello que el presente trabajo se centra en lograr la estabilidad antioxidante del jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa), mediante el uso de biopolímeros los cuales también le confieran una estabilidad fisicoquímica.

1

2

MARCO TEÓRICO

2.1 Maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) 2.1.1 Generalidades El maracuyá es una fruta tropical de una planta que crece en forma de enredadera y que pertenece a la familia de las Pasifloras (Pasifloráceas) de las que se conocen más de 400 variedades sin embargo solo alrededor de 70 son comestibles (Swi-Bea et al., 1996). Uno de los posibles orígenes del nombre del maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) se atribuye a los indígenas de Brasil que llamaron a este fruto “maraû-ya” que proviene de fruto “marahu”, que a su vez viene del “ma-rá-û” que significa “cosa que se come de sorbo” por lo que la unión de las dos palabras resulta “fruto que se come de sorbo”. Con la llegada de los colonizadores el nombre se degeneró hasta como se conoce actualmente: maracuyá. También es conocida con el nombre de Fruta de la Pasión, nombre que hace alusión a la Pasión de Cristo, debido al arreglo de la estructura de las flores, que según los colonizadores presenta varios elementos alusivos a dicho suceso (Schwentesius y Gómez, 1996). La figura 1 muestra la flor de maracuyá.

Figura 1. Flor del maracuyá

2

La maracuyá es una planta leñosa perenne, de hábito trepador y de rápido desarrollo, que puede alcanzar hasta 10 m de largo; las hojas son simples, alternas, con estípulas y un zarcillo en la axila, con márgenes aserrados; las flores son solitarias y axilares, fragantes y vistosas; el fruto es una baya esférica, globosa o elipsoide, que mide hasta 10 cm de diámetro y pesa hasta 190 g, de color amarillo, con una pulpa muy aromática (Osorio, 2002), en la siguiente tabla (Tabla 1) se detalla la clasificación taxonómica del maracuyá. Tabla 1. Clasificación taxonómica del fruto de maracuyá Reino

Plantae

División

Espermatofita

Subdivisión

Angiosperma

Clase

Dicotiledónea

Subclase

Arquiclamídea

Orden

Parietales

Suborden

Flacourtinae

Familia

Pasiflorácea

Genero

Passiflora

Especie

Edulis

Variedad

Flavicarpa

Fuente: Amaya, 2009. El nombre científico del maracuyá Passiflora edulis Sims, especifica que su fruto es comestible. La planta originaria de Brasil presenta dos variedades: la púrpura o morada (Passiflora edulis Sims) y la amarilla (Passiflora edulis var flavicarpa). La primera, se consume en fresco por su sabor más dulce, se cultiva en lugares semicálidos y a mayor altura sobre el nivel del mar como es el caso del sur de Brasil, Paraguay y el norte de Argentina; en tanto la segunda crece en climas cálidos desde el nivel del mar hasta los mil metros de altitud. Esta última es bastante apreciada por la industria por su acidez, su alto contenido de jugo así como también su fácil y

3

amplio cultivo (Swi-Bea et al., 1996). La figura 2 muestra la forma en que es cultivado el maracuyá en gran escala para su comercialización.

Figura 2. Cultivo de maracuyá Durante décadas el maracuyá amarillo ha crecido en climas tropicales, y ha sido cultivado para fabricar vino y para la producción de bebidas refrescantes. La variedad amarilla es la más importante comercialmente en varias regiones del mundo debido a sus características de crecer en una amplia diversidad de tierras además de tener un gran rendimiento; se puede emplear para mermeladas jugos y otros productos especiales como helados y bebidas alcohólicas. En el sur de América algunas culturas usan al maracuyá amarillo como medicamento botánico por sus propiedades diuréticas y sedativas, además de su uso como suplemento dietético (Morton, 1987). El maracuyá tiene un jugo ácido y aromático que se obtiene del arilo (tejido de color pardo obscuro que rodea a la semilla), y es una excelente fuente de vitamina A, carotenoides, xantofilas, niacina, riboflavina y ácido ascórbico. La cáscara y la semilla también son susceptibles a emplearse en la industria por los componentes que contienen (Mercadante et al., 1998). La figura 3 describe las partes del maracuyá.

4

Figura 3. Partes del fruto de maracuyá La producción de maracuyá en México ha pasado por varias etapas, en la inicial se realizaron siembras a tras patio, sobre todo en los estados de Puebla y Veracruz (Arenas et al., 1994). En la tabla 2 se puede observar un comparativo en lo referente a la siembra de maracuyá en México. Tabla 2. Superficie sembrada de maracuyá de forma comercial en México Estado

Superficie sembrada por año (ha) 1995

1996

Tabasco

12

18

Puebla

16

38

Guerrero

0

6

Veracruz

14

17

Fuente: Revista Claridades, 1996 A inicio de la década de los 90’s se inició la siembra en plantaciones comerciales, con un alto nivel tecnológico, constituyendo de esta forma la segunda fase de desarrollo; fue una etapa en que parecía que el maracuyá se difundiría ampliamente como alternativa, ante la crisis generalizada en el campo mexicano. Sin embargo

5

esta segunda etapa no perduró por mucho tiempo, sino que terminó aproximadamente en 1993. La tercera etapa es la actual, la cual se caracteriza por el hecho de que algunos productores continuaron con el cultivo a pesar del reducido mercado existente y entraron a un proceso de transformación más artesanal de la fruta, buscando su comercialización en forma de jugo, pulpa, mermelada, miel, cáscara en almíbar y licor (Schwentesius y Gómez, 1996). 2.1.2 Composición de la fruta y jugo La fruta del maracuyá posee atributos refrescantes y un sabor dulce debido a su alto contenido de agua y de carbohidratos, la pulpa contiene aproximadamente 85.6% de agua y el remanente son elementos que contribuyen al sabor, aroma y contenido energético. El fruto es una baya de forma globosa u ovoide, con un diámetro de 4-8 cm y de 6-10 cm de largo, la base y el ápice son redondeados, la corteza es de color amarillo en su madurez de consistencia dura, lisa y cerosa, de unos 0.3 cm de espesor; el pericarpio es grueso; contiene de 200 a 300 semillas, cada una rodeada de un arilo (membrana mucilaginosa) que contiene un jugo aromático en el cual se encuentran las vitaminas y otros nutrientes agrupados en la tabla 3. El fruto alcanza su madurez después de 60-70 días de haber sido polinizado, y es clasificado como no climatérico, o sea que con la concentración de azúcares que se colecta llega a su madurez total, cambiando únicamente el color de la cáscara (SAGARPA, 2006), en la figura 4 se muestra el maracuyá que ha alcanzado su madurez.

6

Figura 4. Maracuyá Tabla 3. Composición nutrimental por 100 g de maracuyá Componente

Contenido

Agua (g)

85.62

Energía (Kcal)

51.00

Proteína (g)

0.39

Grasas totales (g)

0.05

Carbohidratos (g)

13.69

Fibra (g)

0.20

Azúcares (g)

13.40

Fuente: USDA, 2014. El jugo de maracuyá contiene componentes que benefician la salud del consumidor, los cuales pueden ser atribuidos a sus micronutrientes: vitaminas, minerales y fitoquímicos. Los principales micronutrientes se agrupan en la tabla 4.

7

Tabla 4. Micronutrientes por 100 g de jugo de maracuyá Micronutrientes

Componente

Contenido

Minerales

Calcio (mg)

4.00

Hierro (mg)

0.24

Magnesio (mg)

17.00

Fosforo (mg)

13.00

Potasio (mg)

278.00

Sodio (mg)

6.00

Zinc (mg)

0.05

Vitamina C (mg)

29.80

Riboflavina (mg)

0.13

Vitamina A (UI)

717.00

Vitamina A (µg)

36.00

Vitamina E (mg)

0.01

Vitamina K (µg)

0.40

Vitaminas

Fuente: USDA, 2014. Los componentes fitoquímicos son exclusivos de las plantas y no representan valor nutritivo pero tienen muchos efectos benéficos para la salud, generalmente actúan como potentes antioxidantes 2.2 Alimentos funcionales El estudio de los alimentos cobra cada día más importancia, dada la alta incidencia de enfermedades crónicas y cáncer, y el reconocimiento de que la dieta, como parte de un estilo de vida saludable, tiene un papel preponderante en la prevención y cura de enfermedades. Las propiedades funcionales de los alimentos en términos de prevención y cura de enfermedades, son la base fundamental en el enfoque actual del estudio de los alimentos por parte de cientos de instituciones a nivel mundial.

8

El término alimento funcional fue propuesto por primera vez en Japón en la década de los 80’s con la publicación de la reglamentación para los “Alimentos para uso específico de la salud” (Food for Specified Health Use, FOSHU por sus siglas en ingles). Alvídrez et al., 2002, definen a los alimentos funcionales como aquellos productos procesados que contienen ingredientes que desempeñan una función específica en las funciones fisiológicas del ser humano, más allá de su contenido nutrimental. Dentro de las funciones primordiales de un alimento funcional están las relacionadas con un óptimo crecimiento y desarrollo, la función del sistema cardiovascular, los antioxidantes, y el sistema gastrointestinal entre otros (Ferrer y Dalmau, 2001). Un alimento funcional puede ser un alimento natural, un alimento al cual se le ha añadido, eliminado o modificado un componente por medio de algún método biotecnológico o bien, un alimento en el que se ha modificado la biodisponibilidad de uno o más de sus componentes (Ferrer y Dalmau, 2001). 2.3 Bebidas De acuerdo a lo establecido en la NOM-051-SCFI/SSA1-2010 sobre especificación de etiquetado de alimentos y bebidas no alcohólicas se puede encontrar que, una bebida no alcohólica es cualquier liquido natural o transformado que proporciona al organismo elementos para su nutrición y que contiene menos del 2% en volumen de alcohol etílico. Pese a que la bebida por excelencia es el agua, se puede encontrar un amplia variedad de productos líquidos cuyo principal objetivo es el de calmar la sed, los jugos de fruta son una buena opción ya que son bebidas naturales que proporcionan nutrientes necesarios para el organismo. La adición de algunos componentes que contribuyan a un mejor o nuevo sabor de algún tipo de bebida forma parte del gusto por consumirla.

9

Debido a la amplia diversidad de bebidas existentes se hace una clasificación, que se detalla a continuación: 2.3.1 Clasificación de bebidas De acuerdo con el Codex Alimentarius (CODEX STAN 192-1995) las bebidas no alcohólicas se clasifican de la manera siguiente:  Aguas. 

Aguas minerales naturales y aguas de manantial.



Aguas de mesa y gaseosas.

 Zumos (jugos). 

Zumos de frutas.



Zumos de hortalizas.



Concentrados para zumos de frutas.



Concentrados para zumos de hortalizas.

 Néctares. 

Néctares de frutas.



Néctares de hortalizas.



Concentrados para néctares de frutas.



Concentrados para néctares de hortalizas.

 Bebidas a base de agua aromatizadas, incluidas las bebidas para deportistas, bebidas electrolíticas y bebidas con partículas añadidas. 

Bebidas a base de agua aromatizadas con gas.



Bebidas a base de agua aromatizadas sin gas, incluidos los ponches de fruta y las limonadas y bebidas similares.



Concentrados (líquidos o sólidos) para bebidas a base de agua aromatizadas.

 Café, sucedáneos del café, té, infusiones de hierbas y otras bebidas calientes a base de cereales o granos, excluido el cacao.

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2.3.2 Zumos (jugos) de frutas De acuerdo con la normatividad del Codex Alimentarius; el zumo (jugo) de fruta es el producto líquido sin fermentar pero fermentable, obtenido de la parte comestible de frutas frescas, sanas, de madurez apropiada o de fruta que se ha mantenido sana por medios idóneos. El zumo se prepara mediante un procedimiento adecuado que mantiene las características físicas, químicas, organolépticas y nutricionales de los zumos de la fruta de la que procede el producto. El zumo puede ser turbio o claro, y pueden haberse añadido (hasta reponer el nivel habitual que alcanzan en el mismo tipo de frutas) sustancias aromáticas y componentes volátiles, todos los cuales deberán haberse obtenido por medios físicos idóneos, y haberse extraído en todos los casos del mismo tipo de fruta. Podrán añadirse pulpa y células obtenidas por medios físicos idóneos del mismo tipo de fruta. Los zumos de una sola fruta se obtienen de un solo tipo de fruta. Los zumos mixtos se obtienen mezclando dos o más zumos o zumos y purés de distintos tipos de fruta. El zumo de fruta puede obtenerse, por ejemplo, exprimiendo directamente el jugo mediante procedimientos de extracción mecánica, reconstituyendo zumo concentrado de fruta con agua. Son algunos ejemplos el zumo de naranja, el zumo de manzana, el zumo de grosellas negras, el zumo de limón, el zumo de naranja y mango y el agua de coco (CODEX STAN 192-1995). 2.4 Aditivos alimentarios Se entiende por aditivo alimentario cualquier sustancia que como tal no se consume normalmente como alimento, ni se usa como ingrediente básico en alimentos, tenga o no valor nutritivo, y cuya adición intencionada al alimento es con fines tecnológicos (incluidos los organolépticos) en sus fases de fabricación, elaboración, preparación, tratamiento, envasado, empaquetado, transporte o almacenamiento, resulte o pueda preverse razonablemente que resulte (directa o indirectamente) por sí o sus subproductos, en un componente del alimento o un elemento

que

afecte

a

sus

características.

Esta

definición

no

incluye

“contaminantes” o sustancias añadidas al alimento para mantener o mejorar las cualidades nutricionales (CODEX STAN 192-1995). 11

2.5 Estabilizantes La separación de las fases, de un alimento líquido es un fenómeno ocasionado por diferentes factores e interacciones, o las generadas por combinaciones de variables durante algún proceso de preparación. Adicionalmente, un aspecto crítico de la conservación de un producto alimenticio, hace referencia a las condiciones del almacenamiento (Restrepo, 2012). La propiedad fundamental de la estabilización está fundada sobre el carácter anfifílico de la molécula, que trata de estabilizar un sistema compuesto de dos o más fases no miscibles (Muoltom, 1999). Cuando se hace referencia a la estabilización de un producto en específico, básicamente es que se desea cambiar ciertas propiedades o características funcionales o reológicas del producto a elaborar (Martínez, 2010). Los estabilizantes son en su extensa mayoría gomas o hidrocoloides que regulan la consistencia de los alimentos principalmente debido a que después de su hidratación forman enlaces o puentes de hidrógeno que a través de todo el producto constituye una red que reduce la movilidad del agua restante. Cuando se adicionan los estabilizantes, estos efectos son fácilmente notorios, ya que éstos proporcionan una alta viscosidad e incluso, llegan a formar un gel (Martínez, 2010). La tabla 5 agrupa los diferentes estabilizantes con ejemplos en cada clasificación. Cualquier estabilizante alimenticio debe de cumplir con las siguientes funciones (Martínez, 2010):  Estabilizar durante los tratamientos térmicos.  Disminuir la sedimentación y aumentar la homogeneidad.  Aumentar la viscosidad o la fuerza del gel.  Modificar la textura: firmeza, brillo.

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Tabla 5. Clasificación de estabilizantes alimenticios Clasificación por el origen

Estabilizante

Biopolímeros

Xantana, Gelana, Wellana

Semillas de Plantas

Goma locust, Guar, Garrofin

Algas

Carrageninas, Alginatos, Agares

Frutas

Pectinas

Exudados

Goma arábiga, Tagacanto Karaya

Celulosa y derivados

Carboximetil celulosa de sodio (CMC)

Almidones

Nativos, Modificados

Origen Animal

Gelatina, Proteínas de leche, Colágeno

Fuente: Martínez, 2010. 2.6 Biopolímeros Los biopolímeros son definidos como aquella variedad de macromoléculas, producidas por sistemas biológicos, como animales, plantas o microorganismos, los biopolímeros pueden ser sintetizados químicamente, pero que como requisito sus unidades poliméricas deben ser derivadas de sistemas biológicos, como: aminoácidos, azúcares, lípidos, entre otros. Los biopolímeros naturales provienen de cuatro grandes fuentes (Tharanathan, 2003): a) Origen animal (colágeno/ gelatina). b) Origen marino (quitina/quitosan). c) Origen agrícola (lípidos y grasas e hidrocoloides: proteínas y polisacáridos). d) Origen microbiano (ácido poliláctico (PLA) y polihidroxialcanoatos (PHA)).

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En la figura 5 se muestran las fuentes productoras de los diferentes biopolímeros.

Figura 5. Fuentes productoras de biopolímeros 2.6.1 Goma arábiga (GA) La más antigua y mejor conocida de todas la gomas es la goma arábiga, también conocida como goma de acacia, goma de Turquía, goma de Senegal y por muchos otros nombres locales descriptivos; la GA es una exudación gomosa seca obtenida de varias especies de árboles de Acacia de la familia de las Leguminosas (García, 1998). La figura 6 representa la goma arábiga antes de ser pulverizada.

14

Figura 6. Goma arábiga (GA) La goma arábiga es un exudado natural que presenta un color café ámbar, la cual debe ser sometida a un proceso de purificación que incluye molienda, filtrado, pasteurización y secado por aspersión, el cual da como resultado un polvo fino de color banco a blanco-amarillento. La estructura química de la goma arábiga corresponde a un complejo polisacárido que contiene pequeñas cantidades de material nitrogenado. El polisacárido es una cadena ramificada, con un peso molecular que puede variar de 47,000 a 3, 000,000 g/mol. La cadena lineal está compuesta de unidades (1,3) β-D galactopiranosil y ramificaciones a los lados del ácido (1,6) β-D galactopiranosil-4 –O-metil-glucurónico, las cuales, a su vez, están unidas a ramas más pequeñas compuestas por L-ramnosa-D-ácidoglucurónico, Dgalactosa-(1,3) y L-arabinosa y L-arabinosa(1,3)-L-arabinosa (1,3) L-arabinosa. La estructura de la GA se puede observar en la figura 7.

15

Figura 7. Estructura química de la GA

La GA por sus características estructurales presenta un carácter anfifílico, lo que le permite absorber en superficies lipofílicas, actuar como coloide protector y, por ende, como un buen agente formador de películas; adicionalmente, presenta baja viscosidad y comportamiento newtoniano a concentraciones inferiores al 35%. Los grados alimenticios de la goma arábiga dan soluciones que esencialmente son incoloras y no imparten sabor a las soluciones. 2.6.2 Goma xantana (XA) Tradicionalmente, los polisacáridos utilizados en la preparación y elaboración de los alimentos se han obtenido a partir de plantas terrestres y acuáticas tales como carragenina, goma guar y carboximetilcelulosa. Otros polisacáridos para su uso en alimentos están dados por la capacidad biosintética de algunos microorganismos no patógenos, como es el caso de la xantana, dextrano y gellan (Silva et al., 2004). La goma xantana, o xantano es un polisacárido extracelular producido por la bacteria Xanthomonas campestris. El aspecto físico de la xantana (Figura 8) es el de un polvo color crema que se disuelve en agua caliente o fría produciendo soluciones de viscosidad relativamente alta a concentraciones bajas. La viscosidad

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es alta en un amplio intervalo de concentraciones y las soluciones son estables en un amplio rango de pH, concentración de sales y temperaturas. Estas características son muy favorables para la economía de operaciones donde se la usa como espesante.

Figura 8. Goma xantana (XA) Jansson, et .al., (1975) determinaron la estructura del biopolímero de xantano como un heteropolisacárido con una estructura primaria que consiste en unidades repetidas pentasacáridas formadas por dos unidades de glucosa, tres unidades de manosa y dos unidades de ácido glucurónico. La cadena principal se compone de unidades de βD-glucosa unidas en la posición 1 y 4. La estructura química de la cadena principal es idéntica a la de la celulosa. Los trisacáridos unidos lateralmente a la cadena principal se componen de una unidad de ácido D-glucurónico (β 1-2) y dos unidades de manosa ligada a orto-3 posición de residuos de glucosa y unidos en (α1-3) a la cadena principal. Las ramas trisacáridos están unidas a la cadena principal del polímero, y esta resulta una estructura rígida. Esta estructura puede existir en la forma geométrica de la hélice simple, doble, o triple. La molécula de la xantana se muestra en la figura 9.

17

Figura 9. Estructura química de la XA 2.6.3 Maltodextrina (MD) Las maltodextrinas son polisacáridos (tipo de hidrato de carbono complejo) solubles en agua que están formadas por unidades de glucosa y se obtienen mediante hidrólisis controlada (descomposición en partículas más pequeñas) de cualquier almidón, generalmente de maíz (Gil, 2010). Las maltodextrinas son mezclas de hidratos de carbono hidrosolubles que se producen mediante la hidrolisis controlada del almidón. Una maltodextrina está formada por monómeros, dímeros, oligómeros y polímeros de glucosa. La composición porcentual depende del grado de hidrólisis y se caracteriza por el equivalente en dextrosa (ED). El valor de las maltodextrinas oscila entre los 3 y 20 ED (Mettler-Toledo, 2008). Tiene un peso molecular promedio de 1800 g/mol, no edulcorante, con un aporte nutricional de 4 calorías por gramo, obtenido de la hidrólisis parcial, ácida y/o enzimática del almidón de papa, arroz o maíz. Ha sido reconocida por la Food and Drug Administration (FDA) como sustancia Generalmente Reconocido Como Segura (Generally Recognized As Safe, GRAS por sus siglas en inglés). Su

18

composición química consiste en unidades de D-glucosa unidas con enlaces α (14) y con un bajo número de enlaces α-(1,6) en posición aleatoria. Se caracteriza por tener entre 2 y 20 equivalentes de dextrosa (DE). La estructura de la maltodextrina se muestra en la siguiente figura (10).

Figura 10. Estructura química de la MD 2.7 Mecanismo de estabilización 2.7.1 Estabilización estérica La estabilización estérica o el impedimento estérico, es un factor dominante cuando se trata con polímeros anfifílicos

que se usan como surfactantes

macromoleculares, que se adsorben en la interfaz externa. Estos polímeros pueden ayudar a mejorar la estabilidad de los alimentos líquidos y retardar el transporte a través de las interfaces, ya que forman películas gruesas (Garti y Lutz, 2004). Se distinguen diferentes mecanismos principales: a) La estabilización por agotamiento por macromoléculas no adsorbentes que previenen la colisión entre gotas y proporcionan elasticidad al sistema. b) La repulsión electrostática entre dos gotas que llevan la misma carga. 19

c) La estabilidad como resultado de las interacciones hidrofóbicas entre los biopolímeros adsorbidos. Los polímeros anfifílicos son adsorbidos en la interfaz y forman películas gruesas semisólidas que promueven la estabilidad y retardan el transporte hacia la fase externa; esta estrategia es muy prometedora, ya que además requiere de cantidades pequeñas de polímeros y estos pueden ser macromoléculas de origen natural. En general, los polímeros hidrofóbicos estabilizan las gotas internas, mientras que los hidrofílicos estabilizan a las interfaces externas (Garti y Lutz, 2004). Para aplicaciones en alimentos se recurre al uso se polímeros como proteínas y polisacáridos. Las investigaciones han llegado a buenos resultados mediante el uso de suero de albúmina de bovino, aislado de proteína de suero,

caseínas,

gelatina,

maltodextrina,

pectina

y

complejos

con

hidrocoloides como goma xantana, goma guar, goma arábiga o goma de algarrobo (Dickinson, 2011). 2.8 Actividad antioxidante 2.8.1 Radicales libres Los radicales libres (RL) son átomos o grupos de átomos que tienen un electrón desapareado o libre por lo que son muy reactivos, ya que tienden a captar un electrón de moléculas estables con el fin de alcanzar su estabilidad electroquímica. Una vez que el radical libre ha conseguido sustraer el electrón que necesita, la molécula estable que lo cede se convierte a su vez en un radical libre por quedar con un electrón despareado, iniciándose así una reacción en cadena que origina daño a diversos niveles (Avello y Suwalsky, 2006). Los radicales libres pueden formarse por una reacción denominada fusión homolítica; en esta reacción se rompe un enlace covalente y cada especie se queda con uno de los electrones que formaba el enlace (Gutiérrez, 2006).

20

2.8.2 Clasificación de los radicales libres Existen diversas clasificaciones para los radicales libres. Venereo (2002) propone la siguiente: a) Radicales libres inorgánicos o primarios. Se originan por transferencia de electrones sobre el átomo de oxígeno, representan por tanto distintos estados en la reducción de este y se caracterizan por tener una vida media muy corta; estos son el anión superóxido, el radical hidroxilo y el óxido nítrico. b) Radicales libres orgánicos o secundarios. Se pueden originar por la transferencia de un electrón de un radical primario a un átomo de una molécula orgánica o por la reacción de dos radicales primarios entre sí, poseen una vida media un tanto más larga que los primarios; los principales átomos de las biomoléculas que pueden generar radicales libres secundarios son: carbono, nitrógeno, oxígeno y azufre. c) Intermediarios estables relacionados con los radicales libres del oxígeno. Aquí se incluye un grupo de especies químicas que sin ser radicales libres, son generadoras de estas sustancias o resultan de la reducción o metabolismo de ellas, entre las que están el oxígeno en estado singlete, el peróxido de hidrógeno, el ácido hipocloroso, el peroxinitrito, y algunos hidroperóxidos orgánicos. 2.8.3 Mecanismos de acción de los radicales libres (RL) Normalmente los RL no son más que metabolitos fisiológicos, pero en ciertas condiciones o estados propios de la actividad del hombre en relación con su medio, la producción de estos compuestos puede incrementarse en forma considerable, rompiéndose entonces el equilibrio que debe existir entre estos y sus rivales o contrapartes, los antioxidantes corporales (Lima, 2001). Pueden actuar de dos formas: acoplándose a moléculas para compartir el electrón desapareado, con el cual se forma un complejo que altera las características de la molécula atacada, o cediendo el electrón desapareado, con lo

21

cual se forma un nuevo radical libre. Tiene lugar una reacción en cadena que finaliza cuando el radical es finalmente compartido formándose un complejo (Hispan, 2004) 2.8.4 Estrés oxidativo Es un estado de desequilibrio en donde cantidades excesivas de radicales libres están presentes en niveles más altos de los requeridos para una función celular normal y sobrepasan la capacidad antioxidante y de reparación endógena, induciendo daño a moléculas biológicas con carbohidratos, proteínas, lípidos y ácidos nucleicos. Se ha relacionado a enfermedades como: diabetes mellitus, inflamación del tejido cardiovascular, enfermedades neurodegenerativas como Parkinson y Alzheimer, síndrome de inmunodeficiencia adquirida, entre otros (Kim y Lee, 2004). 2.8.5 Mecanismo de defensa antioxidante Para estos ataques que provocan los radicales libres el organismo ha creado un mecanismo de defensa, mediado principalmente por antioxidantes que son sustancias que retardan o inhiben la oxidación de sustratos susceptibles al ataque de RL. Los antioxidantes pueden ser de dos tipos: los exógenos que son los que se ingieren en la dieta y los antioxidantes endógenos son con los que los seres vivos cuentan con una gama de mecanismos fisiológicos todos encaminados a evitar el exceso de oxidación a nivel celular. Lo que se busca es mantener el equilibrio interno correcto entre el nivel de RL y el de antioxidantes que impiden que otras moléculas se unan al oxígeno reaccionando más rápido que los RL. El desajuste de este sistema es lo que en periodos prolongados provoca las enfermedades en los seres humanos. Dichos sistemas de defensa son: enzimas antioxidantes, enzimas que eliminan y/o separan las moléculas que han sido oxidadas y sustancias antioxidantes específicas (Lima, 2001).

22

3

PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

La sedimentación de los sólidos presentes en un jugo hace que la apariencia no sea la adecuada para este producto ya que el consumidor puede pensar que el jugo ya no se encuentra dentro de su tiempo de máxima frescura. La velocidad de sedimentación de un jugo por lo regular se desarrolla en un tiempo corto, haciendo que el producto se tenga que agitar para poder homogenizar antes de ser ingerido. El jugo de maracuyá también es propenso a este tipo de problema, lo que lleva a la necesidad de buscar la estabilización del jugo mediante el uso de biopolímeros. A su vez se debe de tomar en cuenta cómo es que los antioxidantes y propiedades fisicoquímicas se ven modificadas por la adición de los biopolímeros. La oportunidad de que el jugo sea mejorado retardando la velocidad de sedimentación de su contenido de sólidos, conlleva a que la industria se vea beneficiada con técnicas que le ayudaran a mejorar el aspecto del jugo que produce. La innovación es una de los principales ejes en los cuales se debe de basar el mejoramiento de la calidad del jugo y con proyectos como este se abre un amplio panorama en las oportunidades que se puedan presentar en el constante ejercicio de la competitividad. Para esta evaluación se proveerán de tres polímeros al jugo, por separado, buscando siempre que las características principales como las fisicoquímicas y las antioxidantes no se vean afectadas por la adición de estos compuestos, es por ello que al final del periodo de prueba se volverán a determinar todos los parámetro que fueron evaluados al inicio. Retardando la velocidad de sedimentación del jugo de maracuyá se estará logrando un importante paso dentro de la primera impresión que el consumidor tiene acerca de la bebida, ya no encontrará en el fondo del envase toda la pulpa, sino por el contrario vera un jugo con cualidad única, es decir, un jugo homogéneo.

23

4

HIPÓTESIS

La adición de biopolímeros a un jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. Flavicarpa) le confiere estabilidad y no modifica sus propiedades fisicoquímicas, antioxidantes y organolépticas.

5

OBJETIVOS

5.1 Objetivo general Evaluar el uso de biopolímeros en la estabilidad fisicoquímica y antioxidante de un jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa).

5.2 Objetivos específicos  Evaluar el efecto de goma arábiga, goma xantana y maltodextrina a diferentes concentraciones en las propiedades fisicoquímicas del jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa).  Evaluar el efecto de goma arábiga, goma xantana y maltodextrina a diferentes concentraciones en las propiedades antioxidantes del jugo de maracuyá (Pasiflora edulis var. flavicarpa).

24

6

MATERIAL Y MÉTODOS

6.1 Metodología 6.1.1 Esquema general de trabajo

Obtención del Jugo pH Acidez Sólidos Solubles Sólidos totales Color Humedad Azúcares reductores Proteínas Actividad de Agua Solidos Disueltos

Goma Arábiga Goma Xantana Maltodextrina

Evaluación de Propiedades Fisicoquímicas

Evaluación de Propiedades Antioxidantes

Poder Reductor Polifenoles Carotenos Conductividad Eléctrica Ácido Ascórbico

Adición de Biopolímeros

Evaluación de Propiedades Fisicoquímicas y Antioxidantes

Figura 11. Esquema general de trabajo

25

6.1.2 Materia prima El maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) fue proporcionado por la empresa DyCTRO S.A., la cual adquiere las frutas directamente de los productores de la región de El Carrizal, Veracruz. Esta fue desinfectada y almacenada para su posterior uso. El jugo se extrajo de las frutas maduras de maracuyá, es decir, de las que presentaron un tono amarillo-naranja, en específico del arilo que es la parte que rodea a la semilla. La fruta se cortó por la mitad y se separó la cáscara de la pulpa junto con la semilla, posteriormente se pasó por un colador para separar la semilla del jugo, de esta forma la semilla se quedó en el colador y el jugo de la pulpa se trasvasó a un contenedor de cierre hermético el cual se mantuvo a temperatura de congelación de -40 °C hasta que se requirió para su estudio. Para el análisis del jugo se descongeló a temperatura ambiente, o en su caso en un baño maría a no más de 30 °C debido a que se puede ocasionar la desnaturalización del jugo. 6.1.3 Homogeneizado Una vez obtenido el jugo se adicionaron los biopolímeros a concentraciones de 1, 2 y 3% en base al peso final, esto para el caso de goma arábiga (GA) y maltodextrina (MD), para el caso en particular de la goma xantana (XA) se adicionara solamente el 0.1, 0.2 y 0.3% en base al peso final. Una vez adicionada la cantidad de biopolímero adecuada se colocó en un homogeneizador IKA, a 500 rpm durante un tiempo de 5 minutos para lograr una perfecta mezcla del jugo con el biopolímero. 6.1.4 Análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá 6.1.4.1 Acidez total titulable Esta determinación permite cuantificar la concentración de ácidos orgánicos presentes en la muestra, por la naturaleza de la maracuyá se utilizó como referencia el ácido cítrico hidratado. Por tratarse de un líquido se tomó una alícuota de 10 mL,

26

esta se mezcló con 20 mL de agua hervida y fría, se le añadieron unas gotas de fenolftaleína al 1% y se realizó una titulación con una solución de NaOH 0.1 N, El porcentaje de acidez se calculó con la ecuación 1. (Hart y Fisher, 1991)

Donde:

% 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴 =

𝑁𝑁 ∗ 𝑉𝑉 ∗ 0.07005 ∗ 100 𝑀𝑀

(1)

M= Peso de la muestra N= Normalidad del álcali (0.1) V= Volumen gastado de álcali 0.07005= Miliequivalentes de ácido cítrico hidratado 6.1.4.2 Actividad de agua Se utilizó un higrómetro digital Aqua Lab Series 3, s/n 10046378B, USA. Se colocó una cantidad suficiente de muestra en un portamuestras el cual se introdujo en la unidad de lectura, se procedió a cerrar la cámara y se leyó. 6.1.4.3 Azúcares reductores directos (ARD) Se utilizó la técnica de Lane-Eynon 1923. a) Titulación de la solución A y B de Fehling; Se midió con pipeta volumétrica 1 mL de la solución A y 1 mL de la solución B los cuales se depositaron en un matraz Erlenmeyer de 250 mL. Se agregó 50 ml de agua, cuerpos de ebullición y se calentó en parrilla a ebullición. Se agregó poco a poco con una bureta la solución diluida de sacarosa hasta la casi reducción del cobre. Se vertió 1 mL de la solución de azul de metileno y se continuó titulando hasta la desaparición del color azul. Se calcularon los miligramos de sacarosa que se utilizaron para titular la solución A-B. Este valor corresponde al factor de Fehling (F) del reactivo, (ec. 2). 𝐹𝐹 = 𝑉𝑉1 ∗ 𝐷𝐷1

(2) 27

Donde: V= Volumen de la solución de sacarosa gastado en mL D= Concentración de la solución diluida de sacarosa (1mg/mL) b) Determinación de azúcares directos Extracción: se pesó 1 g de muestra homogénea; el cual se transfirió cuantitativamente con 50 mL de agua caliente a un matraz volumétrico de 100; se mezcló y dejo reposar 30 minutos, agitando ocasionalmente; Clarificación: Se agregaron 4 mL de solución de acetato de zinc, y se mezcló agitando lentamente, así como también 4 mL de solución de ferrocianuro de potasio volviendo a mezclar. Se aforo a la marca y posteriormente se filtró. La clarificación se realiza en muestras coloridas. Titulación: Se colocó el filtrado en la bureta y se procedió como en la titulación de la solución A-B de Fehling, donde el filtrado obtenido se usa en lugar de la solución patrón de sacarosa. Se realizaron los cálculos con la ecuación 3.

Donde:

% 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟 𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑𝑑 =

𝐹𝐹 ∗ 100 𝑉𝑉 ∗ 𝑀𝑀

(3)

F= Factor de Fehling V= Volumen gastado de la muestra en mL M= peso de la muestra en g 6.1.4.4 Color El color se midió a través de los parámetros de color: a* (amarillo-rojo), b* (azulverde) y L* (intensidad y brillantez) en la escala de “Colorimeter color” con un colorímetro ColorFlex V1-72 SNHCX 1115 s/n: Cx1115 Hunter Lab (Tiwari et al., 2008). Se utilizaron las fórmulas de ángulo matiz y valor de croma para la interpretación de los resultados (ecuaciones 4 y 5 respectivamente). 28

𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴 𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚 = tan−1 Donde:

𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶 = �𝑎𝑎2 + 𝑏𝑏 2

𝑏𝑏 𝑎𝑎

(4) (5)

a y b son lecturas del colorímetro 6.1.4.5 Densidad Se utilizó un matraz aforado de 10 mL de peso conocido limpio y seco, se colocó la muestra hasta la marca, a una temperatura de 25 °C y se pesó. Se realizó el mismo procedimiento pero se sustituyó la muestra por agua destilada. Se realizaron los cálculos con la ecuación 6 que a continuación se muestra (AOAC, 1980).

Donde:

𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷𝐷 =

𝑀𝑀1 − 𝑀𝑀2 𝑀𝑀 − 𝑀𝑀2

(6)

M= Peso del matraz con agua a 25 °C M 1 = Peso del matraz con muestra a 25 °C M 2 = Peso del matraz vacío 6.1.4.6 Humedad Este método se basa en la pérdida de peso de la muestra por calentamiento en estufa, refiriendo su peso al peso total de la muestra expresada como porcentaje. Se pesó en un crisol previamente tarado 1 g de muestra bien mezclada y se colocó en la estufa de vacío Shel LAB, Modelo 1410, Estados Unidos, manteniendo una temperatura constante de 105 ºC durante 4 horas. El periodo de tiempo se consideró a partir de que se alcanzó la temperatura deseada. Después del tiempo requerido, se transfirió el crisol al desecador esperando a que tomara la temperatura ambiente (aproximadamente 20 minutos). Transcurrido este tiempo se pesó en la balanza analítica. Se volvió a colocar la muestra en la estufa por 30 minutos, al terminar el tiempo se enfrió y pesó nuevamente, este proceso se realizó hasta conseguir peso

29

constante. El contenido de humedad se calculó mediante la Ecuación 7 (Less, 1994).

Donde:

% 𝑑𝑑𝑑𝑑 ℎ𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢𝑢 =

𝑀𝑀1 − 𝑀𝑀2 ∗ 100 𝑀𝑀

(7)

M 1 = Peso del crisol más la muestra húmeda M 2 = Peso del crisol más la muestra seca M= Peso de la Muestra 6.1.4.7 pH Se utilizó un potenciómetro HANNA Instruments Modelo pH211 que se calibró con un buffer de pH 4 y uno de pH 7 y en seguida se midió el pH de la muestra perfectamente homogénea.

6.1.4.8 Proteínas Se utilizó la técnica de Biuret Se pesó un gramo de muestra homogénea, se añadieron 20 mL de agua y se agitó; se agregaron 9.5 mL de solución de sulfato de sodio al 26.6%, se mezcló y aforó a 50 mL. Se dejó reposar por 10 minutos; Se tomaron 2 mL de la mezcla y se colocaron en un tubo rotulado como problema y en un tubo rotulado como blanco se colocaron 2 mL de sulfato de sodio al 26.6%; Se añadieron a cada tubo 8 ml de reactivo de Biuret; Se mezclaron por inversión y se dejó en reposo por 30 minutos a temperatura ambiente, retirado de la luz solar directa; se leyó la absorbancia en espectrofotómetro a 540 nm; se preparó una curva estándar. (Ver figura 14, apéndice C). Se elaboró una gráfica de concentración vs. absorbancia de las lecturas de las soluciones estándar. Los cálculos pertinentes se realizaron con la ecuación 8. 𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃𝑃 𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡 =

𝐿𝐿 ∗ 𝑉𝑉 ∗ 100 𝑀𝑀 ∗ 𝐴𝐴

(8) 30

Donde: L= Contenido de proteínas leído en la curva de calibración V= Aforo (50) M= Peso de la muestra A= alícuota para el ensayo 6.1.4.9 Sólidos disueltos totales Se utilizó un electrodo Thermo Scientific Modelo Orion 5 Star, el cual fue introducido dentro de la muestra, se esperó el tiempo necesario para la estabilización del equipo y se procedió a realizar la lectura. 6.1.4.10 Solidos solubles totales Se utilizó un refractómetro ATAGO Modelo NART-1T que se calibró con agua destilada verificando que el índice de refracción de esta fuera de 1.333. Se colocó la muestra en el prisma inferior y se presionó con el prisma superior, hasta que quedaron juntos. Se enfocó el ocular hasta que el campo de visión que se encuentra arriba de la escala tuviera una porción clara y una oscura, divididas exactamente por la mitad. Se tomó lectura de los grados brix (Hart y Fsher, 1991). 6.1.4.11 Sólidos totales Se colocó en un crisol de peso conocido 1 ml de la muestra que se evaporó hasta sequedad en una estufa de vacío Shel LAB, Modelo 1410, Estados Unidos a 100° C por 24 h. o hasta obtener peso constante, se enfrió y se registró el peso final. El porcentaje de sólidos totales se calculó utilizando la ecuación 9 (Harold, 1993).

Donde:

% 𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠 𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡 =

𝑀𝑀1 − 𝑀𝑀2 ∗ 100 𝑀𝑀

(9)

M= Peso de la muestra M= Peso del crisol con residuo M 2 = Peso del crisol

31

6.1.4.12 Velocidad de sedimentación Se colocó en buretas de 25 mL hasta la marca jugo de maracuyá, este se dejó reposar durante 24 horas o en tiempo necesario hasta que la sedimentación ya no presentara variaciones en el volumen. 6.1.5 Análisis antioxidante de jugo de maracuyá 6.1.5.1 Contenido total de carotenoides En el mortero se colocó 1 g de muestra y se maceró con la mínima cantidad de acetona (aproximadamente 10 mL); se repitió el paso anterior hasta que la muestra quedó blanca. Los extractos acetónicos de cada maceración se reunieron en un vaso de precipitados; se filtraron los extractos y se pasaron a un embudo de separación; se agregaron 5 mL de éter de petróleo y se mezclaron por inversión; se adicionaron 15 mL de agua destilada y se observó la separación de las capas (la capa de la superficie es la etérea) se dejó reposar 5 minutos; se separaron las capas. La capa inferior se extrajo nuevamente con 5 mL de éter de petróleo y 15 mL de agua, mientras que la capa superior (la etérea) se recolectó en otro embudo; los extractos etéreos se lavaron 3 veces más con 10 mL de agua y se aforaron a 50 mL con éter de petróleo. Se procedió a leer absorbancia en el espectrofotómetro a 450 nm, usando como blanco el éter de petróleo. Para la cuantificación de los carotenos totales se realizan los cálculos con la ecuación 10.

Donde:

𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶 𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡 =

𝐿𝐿 ∗ 3.857 ∗ 𝐴𝐴 ∗ 100 𝑀𝑀

(10)

L= Lectura en Absorbancia A= Aforos M= Peso de la muestra

32

Una solución de 3.857 µg/100g de β-caroteno produce una absorbancia de 1.0 a 450 nm. 1 µg de caroteno= 9 µg. eq de retinol = 0.334U.I. Para realizar los cálculos de U.I. contenidos en la muestra se utilizó la ecuación 11. 𝑈𝑈. 𝐼𝐼. 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉𝑉 𝐴𝐴 =

𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶𝐶 𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡𝑡 − 𝑒𝑒𝑒𝑒 𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟𝑟 0.0334

(11)

6.1.5.2 Conductividad eléctrica

Se utilizó un electrodo Thermo Scientific Modelo Orion 5 Star, el cual fue introducido dentro de la muestra, se esperó el tiempo necesario para la estabilización del equipo y se procedió a realizar la lectura. 6.1.5.3 Poder reductor Se tomaron 0.25 mL de muestra con 2.5 mL de buffer de fosfato y 2.5 ml de ferrocianuro de potasio al 1%, se incubaron durante 20 minutos a 50 °C en baño maría y después de incubado se agregaron 2.5 mL de ácido tricloroacetico al 10%. Se tomaron 5 mL y se adicionaron 5 mL de agua destilada y 1 mL de cloruro férrico y se leyó a una longitud de onda de 700 nm con la solución buffer como blanco (Yen y Chen, 1995). 6.1.5.4 Polifenoles totales En un recipiente ámbar se colocaron 0.1 mL de muestra y 0.5 mL de reactivo de Folin-Ciocalteu, transcurridos 6 minutos se añadieron 0.4 ml de carbonato de sodio y se aforaron a 5 mL. Se dejó reposar la muestra durante 20 minutos y se leyó a 740 nm. Para realizar los cálculos se construyó una curva de calibración utilizando como referencia el ácido gálico, a partir de la ecuación de la recta se calculó la cantidad de ácido gálico/L presente según la absorbancia de la muestra (Singleton y Rossi, 1965). (Ver figura 15, apéndice C).

33

6.1.5.5 Porcentaje de inhibición del radical DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazilo) Se utilizó una solución metanólica de DPPH 0.1 mM, para preparar las muestras se colocó 0.1 mL de esta en 2.9 mL de DPPH y se reposó durante 30 min cubierto de la luz para leer la absorbancia a 517 nm en un espectrofotómetro JENWAY, Modelo 6305. Al mismo tiempo se preparó un blanco con 0.1 mL de muestra y 2.9 ml de metanol y un control con 0.1 mL de metanol y 2.9 mL de DPPH, los cuales se almacenaron y se leyeron al mismo tiempo que las muestras. El porcentaje de inhibición del radical DPPH se calculó con la siguiente ecuación (12) (BrandWilliams et al., 1995).

Donde:

% 𝑑𝑑𝑑𝑑 𝑖𝑖𝑖𝑖ℎ𝑖𝑖𝑖𝑖𝑖𝑖𝑖𝑖𝑖𝑖ó𝑛𝑛 =

𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑜𝑜𝑜𝑜 − 𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚𝑚 𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝐴𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐𝑐

(12)

Abs= absorbancia 6.1.5.6 Vitamina C Para la concentración de vitamina C en las muestras se colocó en un vial ámbar: 0.1 mL de muestra homogénea, 0.5 mL de ácido tricloroacético al 10%, 0.2 mL de reactivo de Folin-Ciocalteu y agua suficiente para completar un volumen final de 2.0 mL, se dejó reposar por 10 minutos a temperatura ambiente y lejos de la luz, a cuyo término de reposo se leyó densidad óptica a 760 nm, se preparó el blanco correspondiente que contenía lo anterior a excepción de la muestra, así mismo, se preparó una curva estándar con diferentes concentraciones de ácido ascórbico (Jagota y Dani, 1982). (Ver figura 16, apéndice C).

34

7

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1 Caracterización de jugo 7.1.1 Análisis fisicoquímico Se determinaron las características fisicoquímicas del jugo de maracuyá sin ningún biopolímero adicionado con la finalidad de tener un punto de comparación teniendo como resultado la tabla 6. Tabla 6. Resultados caracterización fisicoquímica de jugo de maracuyá Propiedad

Resultado

Acidez (%)

6.98 ± 0.087

Actividad de agua (a w )

0.97 ± 0.020

ARD (%)

36.60 ± 0.198

Color

Ángulo matiz

82.70 ± 0.492

Croma

49.90 ± 0.054

Densidad (g/mL)

1.048 ± 0.00

Humedad (%)

86.58 ± 1.262

pH

2.86 ± 0.010

Proteínas (g/100mL)

3.516 ± 0.448

Sólidos disueltos (ppt)

3.6 ± 0.000

Sólidos solubles (° Bx)

13.6 ± 0.264

Sólidos totales (%)

13.42 ± 0.974

La tabla muestra el promedio por triplicado ± desviación estándar. La acidez de un jugo de fruta es un factor muy importante de calidad (Vera, 2004), Flores (2004) reportó un porcentaje de acidez para pulpa de maracuyá de 4.38, comparado con el obtenido de 6.98, se observó una marcada diferencia, también difiere por lo señalado por Moreira que establece un rango de acidez de 3.0 a 5.0% para maracuyá amarillo, esta diferencias son atribuibles al tipo de suelo y a la ubicación donde se cosechan las frutas, además de otros factores como el clima y la altitud. 35

Por su parte el pH de 2.86 se encuentra en el rango reportado por Boyle et al. (1995), de 2.8 a 3.3, además de ajustarse a lo reportado por Moreira (1980) y Simón et al. (1974). El contenido de sólidos solubles (° Bx) en el jugo fue de 13.6, este valor está por debajo del intervalo de 14.4 – 21.9 reportado para maracuyá purpura por Lara et al. (1980) y a lo encontrado por Landgraf (1981), quien reporta un contenido de sólidos solubles de 15.1 en jugo de maracuyá del Brasil, sin embargo se encuentra un poco por encima de los 13.2°

Bx descritos por Ling y Fang (1985) para maracuyá

purpura de Taiwan. Al ser un jugo, su contenido de agua, relacionado con la humedad, dió un valor promedio de 86.58%, indicando que más de tres cuartas partes de la composición del jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) corresponden a este líquido, referido a lo encontrado por Flores (2004) para humedad de maracuyá de 79% se nota una amplia diferencia, Mientras que para el caso de los sólidos totales se obtuvo un resultado de 13.24%. La actividad de agua del jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) es de 0.97 lo cual indica que durante el almacenamiento podría promover el crecimiento de agentes contaminantes, ya que la mayoría de los microorganismos y especialmente las bacterias se desarrollan a actividades de agua cercanas a 1 (0.993 - 0.998), (Leyva et al., 2009). Por otra parte, el color es un factor importante en la calidad de un alimento. Frecuentemente está ligado a la madurez, presencia de impurezas, malas condiciones de almacenamiento, entre otros (Cheftel, 1990). El parámetro L* (luminosidad) para el jugo de maracuyá fue de 42.43, lo que indica una luminosidad media ya que valores cercanos a 0 indican pigmentos obscuros, mientras que valores cercanos a 100 indican pigmentos muy claros. Al mismo tiempo los valores de a* y b* fueron 11.53 y 47.90 respectivamente, de acuerdo a lo reportado por Sepúlveda et al. (1996) los parámetros de color de maracuyá purpura de Chile con intervalos de 45.5 – 54 para L*, 3.3 – 10.3 para a* y 35.3 – 46 para b*, precisan que 36

los resultados obtenidos se encuentran cercanos a estos rangos. De esta forma se realizó el cálculo del ángulo matiz (Hue) que refiere al tono que tiene la muestra dando un resultado de 82.70, mientras que para el caso de croma, es decir, la saturación o cantidad de colorido, se obtuvo un valor de 49.90. En la figura 12 se representa la escala de color CIE L* a* b*.

Figura 12. Representación de escala CIE L* a* b* De acuerdo a la paleta de tonos (Figura 13) presentada por Boscarol (2007) para el caso del ángulo matiz, el valor de la muestra se ubica entre los 45° y los 90°, como se mencionó anteriormente el valor del ángulo matiz fue de 82.70, indicando una coloración entre el rojo y el amarillo con más tendencia a este último.

Figura 13. Paleta de tonos de color de ángulo matiz

37

7.1.2 Análisis antioxidante Los resultados de la caracterización antioxidante de jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) se agruparon en la tabla 7. Tabla 7. Resultados de caracterización antioxidante de jugo de maracuyá Propiedad

Resultado

Carotenoides (UI de Vitamina A)

2051.67 ± 57.74

Conductividad Eléctrica (mS/cm)

6.40 ± 0.349

Poder reductor (UDO*)

2.45 ± 0.013

Polifenoles (mg Ac. Gálico/mL)

0.85 ± 0.041

DPPH (% de inhibición)

61.33 ± 1.220

Vitamina C (mg/mL)

0.830 ± 0.015

La tabla muestra el promedio del triplicado ± la desviación estándar. *Unidades de Densidad Óptica Los antioxidantes son moléculas que tienen la propiedad de evitar o prevenir la oxidación con otras moléculas. Se produce una oxidación, siempre que una especie cede electrones a otra, la especie que gana electrones se reduce, y la que pierde se oxida. Si se produce un desequilibrio entre los oxidantes y los antioxidantes, se llega a un estado de estrés oxidativo, que puede ser producido por una excesiva producción de radicales libres (Almajano, 2009). Para el caso de los polifenoles se obtuvieron 0.85 mg por cada mL de jugo, que comparado con lo reportado por Jácome (2011) para jugo se capulín el contenido de polifenoles es menor ya que dicho estudio menciona un contenido de 1.74 mg/mL. Nuevamente Jácome (2011) reportó el porcentaje de inhibición del radical DPPH del 94.16% para el jugo de capulín, mientras que el encontrado por el análisis realizado para la inhibición del radical DPPH en jugo de Passiflora edulis var. flavicarpa fue de 84.28% demuestra que pese que es un porcentaje alto de inhibición no tan es eficaz como lo sería el jugo de capulín.

38

Por otro lado en poder reductor, que es la capacidad que presenta el jugo de maracuyá para producir reacciones de reducción del Fe, se encontró un valor de 2.45 UDO, que en este caso fue superior a lo reportado por Jácome (2011) para jugo de capulín obteniendo 1.78 UDO. Los carotenoides se encuentran ampliamente distribuidos en el reino vegetal, en bacterias, y muy pocos se han reportado en animales, Los carotenoides se encuentran principalmente en partes aéreas de las plantas, especialmente en hojas, tallos y flores, en frutos (por ejemplo tomate), y en menor proporción en raíces (por ejemplo la zanahoria) (Martínez, 2003). Por tener una coloración fuerte el jugo de maracuyá es una buena fuente de carotenoides; Schwentesius y Gómez (1997) mencionan: El jugo de maracuyá es de color amarillo-anaranjado debido a la presencia de una mezcla compleja de pigmentos carotenoides, en la que predomina el beta caroteno, es por ello que, el resultado arrojado de la concentración de dichos compuestos en el jugo de Passiflora edulis var. flavicarpa resultó ser de 2051.67 UI de vitamina A. El contenido de vitamina C encontrado es la muestra fue de 0.83 mg/mL de jugo, situándose ligeramente por debajo de lo reportado por Sáenz (1998) quien propuso que la variedad amarilla posee un contenido de ácido ascórbico dentro de un rango de 0.93 a 1.68 mg por cada mL de pulpa. Demostrando de esta forma que el posee un alto contenido de vitamina C, lo cual beneficia a quien lo consume. 7.2 Propiedades de jugo de maracuyá con adición de goma arábiga (GA) 7.2.1 Análisis de propiedades fisicoquímicas después de la adición de GA a jugo de maracuyá Se adicionó GA a tres diferentes concentraciones con la finalidad de observar cómo es que esta le confiere estabilidad en base la separación de la fases y como es que afecta las demás características del jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) los resultados obtenidos del análisis fisicoquímico se agrupan en la tabla 8, dichos valores se compararon con los reportados en la tabla 6.

39

Tabla 8. Resultados de análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá con GA Propiedad

1% GA

2% GA

3% GA

Acidez (%)

5.77 ± 0.035

5.80 ± 0.030

5.81 ± 0.045

Actividad de

0.991 ± 0.001

0.988 ± 0.005

0.991 ± 0.001

35.68 ± 0.127

35.58 ± 0.007

35.59 ± 0.249

Hue

81.67 ± 0.235

81.67 ± 0.313

76. 89 ± 0.831

Croma

54.10 ± 0.143

51.31 ± 0.312

38.13 ± 0.189

Densidad (g/mL)

1.068 ± 0.00

1.068 ± 0.00

1.069 ± 0.00

Humedad (%)

83.72 ± 0.621

82.78 ± 0.241

82.17 ± 0.172

pH

2.83 ± 0.00

2.91 ± 0.01

2.89 ± 0.035

Proteínas

3.76 ± 0.005

3.72 ± 0.038

3.75 ± 0.333

3.6 ± 0.0

3.8 ± 0.00

3.8 ± 0.00

15.06 ± 0.011

15.8 ± 0.2

17.16 ± 0.288

16.28 ± 0.745

17.21 ±0.24

17.15 ± 0.490

Agua ARD Color

(g/100mL) Sólidos disueltos (ppt) Sólidos solubles (° Bx) Sólidos totales (%) La tabla muestra el promedio de los triplicados ± la desviación estándar El porcentaje de acidez total de cada adición 5.77 (1%), 5,80 (2%) y 5.81 (3%) resulto ser similar entre las tres adiciones, sin embargo, al compararla con el resultado obtenido en la caracterización del jugo este resulto ser mayor 6.98. Como se mencionó antes, a actividades de agua cercanas a 1 un alimento está más propenso a desarrollar microorganismo y bacterias (Leyva et al., 2009), para el caso de las adiciones de goma arábiga las actividades de agua para 1, 2 y 3% se vieron afectadas obteniendo resultados de 0.991, 0.988 y 0.991 respectivamente ya que aumentaron con respecto a lo obtenido en la caracterización del jugo que fue

40

de 0.97 potenciando el crecimiento de organismos. Sin embargo se encontró que las actividades de agua de la adición de 1% y la de 3% son iguales. Para el caso de los azúcares reductores directos se encontró un mayor contenido en la adición de 1% (35.68%) referido a las adiciones de 2 y 3% con resultados de 35.581 y 35.595% respectivamente, sin embargo los resultados de las 3 adiciones se encuentran por debajo de lo obtenido en la caracterización del jugo que correspondió a 36.603, notándose en este aspecto una disminución de los azúcares reductores directos. En el parámetro de color específicamente el ángulo matiz (Hue) la adición de 3% de goma arábiga resultó ser la que más modifica el valor de dicho parámetro, siendo de 76.08, al compararlo con el resultado obtenido del jugo utilizado como blanco que fue de 82.70, se puede notar una amplia diferencia, por otro lado las adiciones de 2 y 3% de GA mostraron ser similares entres si pues se obtuvieron valores de 81.671 para ambas adiciones, al cotejarlos con el jugo caracterizado se notó una disminución de aproximadamente 1.0. Para el caso del parámetro croma los valores obtenidos presentan variaciones entre las adiciones de GA obteniéndose los siguientes valores: para 1% fue 54.10, 2% fue de 51.31 y para 3% de 38.13, nuevamente la adición de gama arábiga al 3% dista más del reportado para el jugo de maracuyá sin ningún biopolímero el cual mostró un croma de 49.90. La densidad en g sobre mL que se obtuvo para cada una de las adiciones fue de 1.068 para GA al 1%, 1.068 para GA al 2% y 1.069 para GA al 3%, confrontando estos valores obtenidos con lo encontrado en el jugo utilizado como blanco se reportó un aumento pues dicho valor fue de 1.048. Al poseer más sólidos por la adición de la GA el contenido de humedad disminuyó para cada caso pues el porcentaje inicial de humedad fue de 85.58, mientras que lo obtenido tras la adición de GA al jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) fueron de 83.72, 82.78 y 82.17% para las adiciones de 1, 2 y 3% respectivamente. Mientras que el contenido de sólidos totales, representado también en porcentaje, de acuerdo a la adición, presentó resultados de: 16.28 al 1%, 17.21 al 2% y 18.51 41

al 3%, indicando un aumento de acuerdo a la adición y comparado con el jugo sin GA, estos aumentaron considerablemente. Las proteínas aumentaron después de adicionar la goma arábiga pues este tipo de goma es un polisacárido, para el jugo inicial la cantidad de proteínas en g por cada 100 mL fue de 3.516, mientras que tras la adición de la GA los resultados obtenidos fuero del orden de 3.76, 3.72 y 3,76 para las adiciones de 1, 2 y 3% respectivamente. Para los sólidos solubles (° BX) se reportó un aumento de la concentración total, encontrando que la adición de goma arábiga al 3% comparada con las adiciones de 1 y 2% de dicha goma, es la que mostró un contenido mayor con una concentración de 18.15, por su parte el jugo sin adición de GA mostro un promedio de 13.6 °Bx, comprobando de esta forma que a mayor concentración de GA, los grados brix que presenta el jugo también aumentarán. 7.2.2 Análisis de propiedades antioxidantes después de la adición de GA a jugo de maracuyá En la tabla 9 se enlistan los resultados obtenidos después de la adición de GA a jugo de maracuyá. De acuerdo al contenido encontrado de carotenoides, referido en UI de vitamina A, en la tabla anterior (9) la adición de 2% de GA fue la que los preservó más con un valor de 1867.69 en comparación de las demás gomas que únicamente reportan 1645.65 para el 1% y 1232.60 para el 3%, en cambio al comparar el resultado de la adición al 2% con el jugo sin biopolímeros se encuentra una disminución ya que el jugo contiene 2051.67 UI de vitamina A.

42

Tabla 9. Resultados de análisis antioxidante de jugo de maracuyá con GA Propiedad Carotenoides (UI de vitamina A) Conductividad eléctrica (mS/cm) Poder reductor (UDO) Polifenoles (mg Ac. Gálico/mL) DPPH (% de inhibición) Vitamina C (mg/mL)

1% GA

2% GA

3% GA

1645.65 ± 40.144

1867.69 ± 57.698

1232.60 ± 42.677

6.99 ± 0.015

7.00 ± 0.011

6.98 ± 0.011

2.15 ± 0.008

1.96 ± 0.029

2.14 ± 0.024

0.55 ± 0.012

0.52 ± 0.004

0.51 ± 0.004

57.39 ± 0.388

57.34 ± 0.102

57.36 ± 0.024

0.81 ± 0.006

0.81 ± 0.004

0.80 ± 0.002

La tabla muestra el promedio del triplicado ± la desviación estándar. En lo referido a conductividad eléctrica las adiciones de GA en las tres diferentes concentraciones no presentan diferencia significativa para poder determinar algún cambio entre ellas debido a que los resultados fueron de 6.99, 7.00 y 6.98 mS/cm para 1, 2 3% de GA respectivamente, cuando se comparó con la conductividad eléctrica del jugo de maracuyá utilizado como blanco se notó que, esta aumento en las adiciones pues el jugo inicial presentó una conductividad de 6.40 mS/cm. La capacidad de reducir al Fe, referida como poder reductor en este análisis y cuantificada como unidades de densidad óptica (UDO), registró ser muy similar entre las adiciones de 1% y 3% con valores de 2.15 y 2.14 correspondientemente, al contrastarlos con el valor obtenido para la adición de 2% este es menor pues reportó 1.96, el poder reductor del jugo de maracuyá utilizado como blanco presento 2.45 UDO que es mayor a los encontrado en las tres diferentes adiciones de GA. Se asume que una de las formas de protección frente a la oxidación por los radicales libres es la ingesta de sustancias que sean capaces de captar y neutralizar 43

estos radicales libres, es por ello que es importante determinar la cantidad de compuestos fenólicos. El jugo de maracuyá presentó 0.85 mg de ácido gálico por cada mL, comparado con los resultados obtenidos después de las adiciones de GA se percibió una disminución de los polifenoles ya que se encontraron valores de 0.55, 0. 52 y 0.51 para las adiciones de 1, 2 y 3% respectivamente, destacando de esta forma la concentración de 1% de GA, debido a que resultó ser la concentración que menos modifica a los polifenoles. El porcentaje de inhibición del radical DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazilo), resultó ser semejante entre las tres concentraciones, reportando valores de 57.39 para 1%, 57.34 para 2% y 57.36 para 3%, se notó un descenso en el porcentaje de inhibición en comparación al 61.33 que se reportó para el jugo sin concentración de biopolímero. El contenido inicial de vitamina C en el jugo tomado como control reportó 0.83 mg de ácido ascórbico por mL, mientras que, tras las adiciones se encontró que la GA mantiene casi en su totalidad el contenido de vitamina C. 7.3 Propiedades de jugo de maracuyá con adición de goma xantana (XA) 7.3.1 Análisis de propiedades fisicoquímicas después de la adición de XA a jugo de maracuyá Se adicionó a jugo de maracuyá tres diferentes concentraciones de goma xantana para conocer cómo afecta las propiedades fisicoquímicas. Los resultados obtenidos se agrupan en la tabla 10. El porcentaje de acidez encontrado para las adiciones de goma xantana se situó por debajo del encontrado para el jugo utilizado como blanco, los valores del porcentaje de las adiciones son las siguientes para XA 0.1%, 5.77; 0.2%, 5.99 y para 0.3% fue de 6.07, contrastando con el valor de 6.98% del jugo de maracuyá se distinguió un marcado descenso de este parámetro. Comparados los tres resultados de XA, se notó que la adición de 0.1% posee menor porcentaje de acidez que las adiciones de 0.2 y 0.3% de goma xantana.

44

Tabla 10. Resultados de análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá con XA Propiedad

0.1% XA

0.2% XA

0.3% XA

Acidez (%)

5.77 ± 0.035

5.99 ± 0.036

6.07 ± 0.025

0.988 ± 0.002

0.984 ± 0.004

0.986 ± 0.001

35.98 ± 0.011

35.78 ± 0-.00

35.81 ± 0.046

Hue

82.06 ± 0,446

73.69 ± 0.391

87.18 ± 0.314

Croma

33.33 ± 0.321

54.62 ± 0.524

32.66 ± 0.328

Densidad (g/mL)

1.053 ± 0.001

1.056 ± 0.002

1.057 ± 0.00

Humedad (%)

83.88 ± 0.115

81.68 ± 0.22

80.29 ± 0.123

pH

2.65 ± 0.005

2.90 ± 0.005

2.98 ± 0.015

3.73 ± 0.056

3.73 ± 0.066

3.66 ± 0.023

3.83 ± 0.057

3.86 ± 0.057

3.833 ± 0.057

13.86 ± 0.115

15.9 ± 0.10

15.63 ± 0.152

16.11 ± 0.155

18.31 ± 0.225

19.82 ± 0.122

Actividad de agua ARD (%) Color

Proteínas (g/100mL) Sólidos disueltos (ppt) Sólidos solubles (° Bx) Sólidos totales (%)

La tabla presenta el promedio del triplicado ± desviación estándar Reportados los valores de pH se notó una disminución de este parámetro en la adición de 0.1% de XA, lo que indica una reciprocidad entre el porcentaje de acidez y el pH; el valor obtenido en el jugo sin biopolímeros utilizado como control reportó un pH de 2.86, lo que situó a la adición de 0.1%con un pH de 2.65 por debajo de este valor, mientras que las adiciones de 0.2 y 0.3 % con pH de 2.9 y 2.98 respectivamente se encuentran por encima de dicho valor. La adición de XA aumentó la actividad de agua, ya que según lo encontrado en el jugo de maracuyá sin biopolímero esta fue de 0.97, y con las adiciones esta se elevó a 0.988, 0.984 y 0.986 en las adiciones de 0.1, 0.2 y 0.3% respectivamente, entre las adiciones de

45

XA la de 0.2% presentó la menor actividad de agua, sin embargo las tres son muy parecidas entre sí. El porcentaje de azúcares reductores directos fue de 35.98 para XA al 0.1%, 35.78 para XA al 0.2% y 35.81 para XA al 0.3%, observándose una disminución con respecto al jugo de maracuyá sin ningún biopolímero. De las tres adiciones de goma xantana la que presentó el mayor contenido de azúcares fue la de 0,1%. Por otro lado el ángulo matiz (Hue) fue menor en la adición de 0.2% de XA con un valor de 73.78, mientras que los valores para las adiciones de XA a 0.1 y 0.3% están en el orden de los 82.06 y 87.18 correspondientemente, cotejados con el valor de 82.7 obtenido en el jugo utilizado como blanco se observa una similitud entre la adición de 0.1% de XA pero una amplia diferencia con el valor obtenido para 0.2% de XA lo que lo acercaría más a un tono rojizo. En lo correspondiente a el caso de croma, es decir, la saturación que presentaron las muestras de las adiciones de XA la adición de 0.2% presentó una mayor saturación en comparación con las demás adiciones debido a que los resultados obtenidos se situaron en 33.33, 54.62 y 32.66 para 0.1, 0.2 y 0.3% respectivamente, al compararlos con el resultado obtenido en el jugo sin biopolímero se pudo observar que las adiciones de 0.1 y 0.2% de XA redujeron la saturación de las muestras, puesto que la saturación inicial fue de 49.90. La densidad generada por las adiciones de XA a el jugo de maracuyá, resulto ser de 1.053 para 0.1% de XA, 1.056 para 0.2% de XA y 1.057 para la adición de 0.3% de XA, reportando una menor densidad el jugo con 0.1% de XA, como era supuesto la adición de xantana modificó la reología del jugo ya que al compararlo con el jugo control que presentó una densidad de 1,048 g por mL, las tres adiciones se encontraron por encima de dicha cifra. El contenido protéico del jugo adicionado también aumento ya que pasó de 3.15 g/100mL que presento el jugo utilizado como control, a 3.73 para XA al 0.1 y 0.2% y 3.83 para la adición de 0.3%, también se notó que la adición de XA al 0.3 es la que más proteínas presento de las tres adiciones. Debido a los altos niveles de agua que contiene el maracuyá el porcentaje de humedad que presentaron las muestras fue de 83.88 al 0.1%, 81.68 46

al 0.2% y 80.29 al 0.3%, observándose que a una mayor cantidad de XA la humedad desciende, las tres adiciones muestran valores por debajo de lo reportado por el jugo control que presentó una humedad del 86.58%. A su vez los sólidos totales también se vieron modificados por la adición de xantana, pues estos aumentaron conforme aumento la concentración de XA en el jugo, ya que los porcentajes que se obtuvieron son de 16.11, 18.31 y 19.82 para las adiciones de 0.1, 0.2 y 0.3% de XA respectivamente, por consiguiente al comparar los resultados obtenidos de solidos totales con los encontrados para el jugo control estos se ven superiores al 13.42% de solidos que presentó el jugo control. 7.3.2 Análisis de propiedades antioxidantes después de la adición de XA a jugo de maracuyá Para conocer las variaciones que se generaron por la adición de XA al jugo de maracuyá los resultados de las pruebas antioxidantes se agruparon en la tabla 11; Tabla 11. Resultados de análisis antioxidante de jugo de maracuyá con XA Prueba Carotenoides (UI de vitamina A) Conductividad eléctrica (mS/cm) Poder reductor (UDO) Polifenoles (mg Ac. Gálico/mL) DPPH (% de inhibición) Vitamina C (mg/mL)

0.1% XA

0.2% XA

0.3% XA

1127.84 ± 176.39

1217.47 ± 94.882

1089.35 ± 33.33

6.99 ± 0.005

7.01 ± 0.00

7.00 ± 0.005

2.37 ± 0.293

2.09 ± 0.002

2.02 ± 0.012

0.49. ± 0.043

0.46 ± 0.036

0.44 ± 0.011

56.78 ± 0.197

54.40 ± 0.137

56.56 ± 0.013

0.89 ± 0.005

0.87 ± 0.002

0.85 ± 0.021

La tabla muestra el promedio del triplicado ± la desviación estándar

47

Los carotenoides presentes en cada adición fueron los siguientes para 0.1% de XA 1127.84, para 0.2% 1217.47 y para 0.3% de 1089.35 UI de vitamina A, demostrando de esta manera que la adición de 0.1 es la que mejor preservó el contenido de dichos compuestos, sin embargo al compararlos con el jugo control se encontró una pérdida ya que este reportó un contenido de 2051.67 UI de vitamina A. La conductividad eléctrica de las tres muestras de adición de XA no muestran diferencias significativas 6.99 para 0.1%, 7.01 para 0,2% y 7.00 para 0.3%, sin embargo las tres adiciones son superiores a la reportada de 6.4 para el jugo inicial. El poder reductor fue más alto en la adición de 0.1 con un valor de 2.37 UDO, en comparación de los reportados para 0.2% de 2.09 UDO y para 0,3% de 2.02 UDO, sin embargo los resultados de las tres adiciones fueron inferiores a las encontradas para el jugo control situado en 2.45 UDO. Por otro lado el contenido de polifenoles totales encontrado en el jugo utilizado como control fue de 0.85 mg de ácido gálico por mL, en comparación con las adiciones de XA se encontró que esta no protege a dichos compuestos ya que hubo una degradación, demostrada por los resultados obtenidos que fueron de 0.49, 0.46 y 0.44 mg de ácido gálico/mL para la adición de 0.1, 0.2 y 0.3% respectivamente, y quedó demostrado que la adición de 0.1% de goma xantana es la que más contenido de polifenoles presentó de entre las tres adiciones de XA. El porcentaje de inhibición del radical DPPH fue mayor nuevamente en la adición de 0.1% con un valor de 56.78, y fue menor en la adición de 0.2% con un valor de 54.40, al comparar las tres adiciones con el jugo utilizado como control se encontró que el porcentaje de inhibición se redujo, pues en esta prueba el valor obtenido fue de 61.33. Por otro lado el contenido de vitamina C de 0.1% de XA fue de 0.89 mg/mL, para 0.2% fue de 0.87, y para 0.3% fue de 0.85, siendo superior en la concentración de 0.1%, al compararlos con el contenido del jugo inicial estos son superiores ya que este presentó 0.83 mg/mL, una suposición de dicho aumento con respecto al blanco es debido a que posiblemente las muestras correspondieron a un lote diferente al jugo control. 48

7.4 Propiedades de jugo de maracuyá con adición de maltodextrina (MD) 7.4.1 Análisis de propiedades fisicoquímicas después de la adición de MD a jugo de maracuyá Las propiedades del jugo de maracuyá se vieron afectados o modificados por la adición de maltodextrina (MD) en concentraciones de 1, 2 y 3%, los resultados obtenidos se tabularon y se muestran en la siguiente tabla (12). Tabla 12. Resultados de análisis fisicoquímico de jugo de maracuyá con MD Propiedad

1% MD

2% MD

3% MD

Acidez (%)

6.20 ± 0.025

6.17 ± 0.025

6.23 ± 0.045

0.981 ± 0.00

0.98 ± 0.001

35.89 ± 0.226

35.69 ± 0.014

35.59 ± 0.016

Hue

87.49 ± 0.287

87.36 ± 0.015

85.28 ± 0.050

Croma

51.40 ± 0.089

52.40 ± 0.049

1.074 ± 0.001

Densidad (g/mL)

1.069 ± 0.00

1.071 ± 0.001

1.074 ± 0.001

Humedad (%)

82.87 ± 0.127

82.16 ± 0.022

81.73 ± 0.119

pH

2.73 ± 0.115

2.9 ± 0.00

2.93 ± 0.057

Proteínas

3.76 ± 0.01

3.76 ± 0.300

3.76 ± 0.034

3.9 ± 0..00

3.87 ± 0.057

15.16 ± 0.0057

16.16 ± 0.057

17.85 ± 0.049

18.21 ± 0.043

de 0.981 ± 0.004

Actividad agua ARD (%) Color

(g/100mL) Sólidos disueltos 3.9 ± 0.00 (ppt) Sólidos solubles 14.43 ± 0.057 (° Bx) Sólidos

totales 16.70 ± 0.107

(%) La tabla presenta el promedio del triplicado ± la desviación estándar La acidez expresada en porcentaje referido a ácido cítrico, fue mayor en la concentración de 3% de maltodextrina presentando 6.23, comparada contra lo

49

encontrado en la concentración de 1% que fue de 6.20 y la de 2% que fue de 6.17%, sin embargo fue menor al realizar la comparación contra el jugo control el cual reportó un porcentaje de acidez de 6.98. Mientras que la actividad de agua de las concentraciones se situó por arriba de la reportada en el jugo control, el cual presento una actividad de agua de 0.97, las actividades de agua de las adiciones de MD fueron 0.981, 0.981 y 0.98 para 1, 2 y 3% respectivamente, entre las adiciones no es posible encontrar alguna diferencia pues las tres presentaron valores similares. En el contenido de azucares reductores directos en el jugo control fue de 36.60%, mayor que en las tres concentraciones de MD, las cuales presentaron en porcentaje 35.89 al 1%, 35.69 al 2% y 35.59 para la adición de 3%, de entre las concentraciones la que presentó más contenido de azucares fue la 1%. El ángulo matiz de la adición de 1% fue de 87.49, para el 2% fue de 87.36 y para el 3% de MD fue de 85.28, acercándose los tres al tono amarillo el cual tiene un ángulo matiz de 90, comparando al valor de Hue del jugo utilizado como control fue de 82.70, lo que indica un aumento en el ángulo matiz en las tres adiciones de MD. En el caso de croma el valor inicial del jugo control fue de 49.90, en las adiciones de MD el valor de la luminosidad fue de 51.40 para el 1%, 52.40 para el 2 % y el valor para la adición de 3% fue de 53.49, representando la concentración de 3% de MD la que tiene una mayor luminosidad, mientras que al compararlo con el jugo sin biopolímero las tres adiciones se encuentran por encima de este valor. En el caso de las proteínas no es posible definir alguna diferencia ya que la tres adiciones presentan en mismo contenido de 3.76 g/100mL de jugo, solo es posible argumentar que las tres son superiores al contenido de jugo control el cual presentó 3.51. Mismo caso para los sólidos disueltos en ppt ya que los resultados obtenidos son bastante similares entre sí reportando un contenido de 3.9 para MD al 1 y 2%, y de 3.87 para MD al 3% diferencias poco significativas, las tres adiciones son superiores a las 3.6 ppt encontrados en el jugo control.

50

La densidad demostró aumentar conforme se incrementó la concentración de MD presentando valores de 1.069, 1.071 y 1.074 g/mL, para las adiciones de 1, 2 y3% de MD respectivamente, estas a su vez fueron mayores al 1.048 del jugo control. La humedad en porcentaje de las muestras con maltodextrina fue de 82.87 para el 1%, 82.16 para el 2% y de 81.73 para el 3%, disminuyendo a medida que se incrementó la adición de MD, a su vez las tres concentraciones son menores al jugo de maracuyá que reportó una humedad del 86.58%. Para el caso de los sólidos totales aumentaron conforme se adicionó MD siendo la concentración de 3% la que presentó un mayor porcentaje de sólidos totales con 18.21, mientras que las muestras de 1% presentó 16.70 y la de 2% 17.85, las tres adiciones presentaron mayor porcentaje de sólidos totales que el 13.42% del jugo utilizado como blanco. 7.4.2 Análisis de propiedades antioxidantes después de la adición de MD a jugo de maracuyá Los resultados que se obtuvieron de la adición de maltodextrina sobre las propiedades antioxidantes de jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa se agruparon en la tabla 13. Los contenidos totales de carotenoides resultaron mantenerse más en la concentración de 1% de MD con un contenido total de 1993.33 UI de vitamina A, mientras que la adición de 2% reporto 1801.47 y la de 3% 1724.48, confrontando con el contenido del jugo control las tres adiciones perdieron carotenoides puesto que el resultado de dicho estudio fue de 2051.67 UI de vitamina A. En lo referente a conductividad eléctrica no es posible definir cuál presenta mayor conductividad, debido a que las tres adiciones son muy parecidas, sin embargo las tres son superiores a lo reportando en el jugo son biopolímeros. En cuanto a poder reductor la adición de 1% presento una lectura de 2.07 UDO, superando el 1.94 y el 1.62 tras la adición de 2 y 3% de MD, cotejado con el valor de la misma prueba, realizada a el jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) este se ubicó en 2,45 UDO superando a las tres adiciones. 51

Tabla 13. Resultados de análisis antioxidante de jugo de maracuyá con MD Propiedad Carotenoides (UI de vitamina A) Conductividad eléctrica (mS/cm) Poder reductor (UDO) Polifenoles (mg Ac. Gálico/mL) DPPH (% de inhibición) Vitamina C (mg/ml)

1% MD

2% MD

3% MD

19993.93 ± 57.73

1801.47 ± 88.198

1724.48 ± 33.33

7.01 ± 0.005

7.00 ± 0.00

7.01 ± 0.057

2.07 ± 0.205

1.94 ± 0.055

1.62 ± 0.519

0.55 ± 0.071

0.62 ± 0.015

0.68 ± 0.027

61.26 ± 0.813

61.13 ± 0.710

61.04 ± 0.231

0.77 ± 0.047

0.82 ± 0.19

0.82 ± 0.049

La tabla muestra el promedio de triplicados ± la desviación estándar La inhibición del radical DPPH en porcentaje fue mayor nuevamente en el jugo con adición de 1% de MD reportó un porcentaje de 61.26, rebasando el 61.13 de la adición de 2% y el 61.04 de la adición de 3%, los porcentaje de inhibición de las tres adiciones se colocaron muy cercanos al obtenido en el jugo utilizado como control el cual presento una inhibición del 61.33% Los contenidos de vitamina C en g/mL que se obtuvieron fueron de 0.77 para la adición de 1% y de 0.82 para las adiciones de 2 y 3%, lo que indica que ambas concentraciones protegen el ácido ascórbico contenido en el jugo, ya que el jugo utilizado como blanco presentó un contenido de ácido ascórbico de 0.83 mg/mL, lo que significó que las adiciones de maltodextrina al 2 y 3% protegen en su totalidad el contenido de vitamina C.

52

7.5 Comparación de la sedimentación de jugo de maracuyá contra las adiciones de GA, XA y MD en diferentes concentraciones La siguiente tabla (14) muestra las comparaciones de sobre la separación de fases o sedimentación que presenta el jugo de maracuyá, sin adición y con adición de GA, XA y MD a diferentes concentraciones. Tabla 14. Sedimentación de jugo de maracuyá Volumen sedimentado

Biopolímero

Concentración

Sin Biopolímero

0%

17.93 ± 0.115

1%

4.56 ± 0.057

2%

4.33 ± 0.057

3%

3.43± 0.057

0.1%

3.83 ± 0.057

0.2%

3.9 ± 0.00

0.3%

3.86 ± 0.057

1%

4.33 ± 0.057

2%

4.23 ± 0.057

3%

4.1 ± 0.057

GA

XA

MD

(mL)

La tabla muestra en promedio del triplicado ± la desviación estándar. De acuerdo a los resultados obtenidos en la sedimentación el jugo sin ningún biopolímero es el que presentó un mayor volumen sedimentado de pulpa, mientras que la adición de 0.1% de XA le confirió estabilidad al jugo confiriendo una menor sedimentación.

53

8

CONCLUSIONES

La caracterización tanto fisicoquímica como antioxidante del jugo de maracuyá concordó con lo encontrado en las publicaciones consultadas, además sirvió de fuente para conocer los aspectos benéficos que tiene para la salud. En cuanto a la caracterización antioxidante se encontraron valores superiores comparados con los de otras frutas lo que convierte al maracuyá en un fruto de interés para su aprovechamiento. La adición de diferentes biopolímeros como la goma arábiga, goma xantana y la maltodextrina le confiere estabilidad fisicoquímica al jugo de maracuyá y modifica de manera benéfica la velocidad de sedimentación en el jugo de maracuyá, pero pueden llegar a afectar algunas de las características antioxidantes, lo que podría llevar a la degradación de alguna molécula que neutralice los radicales libres El mejor resultado para evitar la separación de fases lo proporciona la goma xantana en sus diferentes concentraciones, pero la más útil resultó ser la concentración de 0.1%, ya que no solo logra evitar una marcada separación de fases sino que también es la que mejor protegió las propiedades fisicoquímicas del jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa). En general la maltodextrina es el biopolímero que mejor protegió la actividad antioxidante del jugo de maracuyá pues, registró los valores más altos para carotenoides, polifenoles y vitamina C. Finalmente cada biopolímero le confirió características fisicoquímicas diferentes al jugo de maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa), preservando su capacidad antioxidante.

54

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BIBLIOGRAFÍA

Almajano, P. 2009. Determinación de la actividad antioxidante de las bayas de Goji. Consorci Escola Industrial de Barcelona.p 3-5 Alvídrez, A., González, B. y Jiménez-Salas, Z. 2002. Tendencias en la producción de alimentos: Alimentos funcionales. Revista Salud Pública y Nutrición. Amaya, J. 2009. “EL CULTIVO DEL MARACUYÁ” Passiflora edulis form. Flavicarpa. Gerencia Regional Agraria La Libertad. AOAC. 1998. Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists. 13a ed., Edit. Publishing by the AOAC. Apoyos y Servicios a la Comercialización Agropecuaria (ASERCA). 1996. El mercado de la Maracuyá. En: Revista Claridades Agropecuarias. pp 1-11 Arenas, O.; Valdez, E.; Islas, H. 1994. Establecimiento de un cultivo de Maracuyá (Passiflora edulis var. flavicarpa) en Campo: evaluación de las características físicas y químicas de los frutos para su posible aplicación tecnológica. Memorias del Primer Congreso de Fruticultura Tropical. Colegio de Posgraduados. Avello, M. y Suwalsky, M. 2006. Radicales libres, antioxidantes naturales y mecanismos de protección. http://www.scielo.cl/scielo.php Consulta: Octubre 2014. Boscarol, M. 2007. El espacio de color L* C* H*. Disponible en línea http://gusgm.com/espacio_color_lch Consultada: Octubre 2014. Boyle, F. P.; Shaw, T. N.; Sherman, G. D. 1995. Food Engineering.27 (9):94-184. Brand-Williams, W., Cuvelier, M. y Breset, C. 1995. Use of free radical method to evaluate antioxidant activity. Lebensmittel Wissenschaft und Technologie; 28: 2530. Cheftel, H. 1990. Introducción a la bioquímica y tecnología de los alimentos. Acribia. V. 2. España, p. 31. 55

CODEX STAN 192, 1995. Norma general del Codex para los aditivos alimentarios. CODEX STAN 247, 2005. Norma general del Codex para zumos (jugos) y néctares de frutas. Dickinson, E. 2011. Double emulsions stabilized by food biopolimers. Food Biophysics. 6: 1-11. Ferrer, B. y Dalmau, J. 2001. Alimentos funcionales: probióticos. Acta Pediátrica Española; 59: 150-55. Flores, E. 2004. Desarrollo de una bebida funcional de maracuyá (Passiflora edulis f. flavicarpa). Tesis de Maestría. Universidad de las Américas Puebla. 129 p. García, O. 1998. La Goma Arábiga: una maravilla natural que nos beneficia a todos. Garti, N. y Lutz, R. 2004. Recent progress in doublé emulsions Emulsions: Structure stability and interactions. pp 557-605 Gil, A. Tratado de Nutrición. Tomo II Composición y calidad nutritiva de los alimentos. Editorial. Médica Panamericana. Gutiérrez, S. 2006. ¿Qué sabe usted a cerca de… radicales libres? Revista Mexicana de Ciencias Farmacéuticas: 37; 69-73. Harold, E. 1993. Análisis químico de alimentos de Pearson. Edit. Compañía Editorial Continental. Hart, F. y Fisher, H. 1991. Análisis moderno de los alimentos. Edit. Acribia; Zaragoza, España. Hispan A. 2004. Radicales libres, cáncer y antioxidantes. Clínica Médica Vital; 3:18-79.

56

Jácome, S. 2011. Propiedades antioxidantes y estabilidad de una bebida elaborada a partir de Ardisia compressa. Tesis de Maestría Universidad Veracruzana. 107 p. Jagota, S.; Dani, M. 1982. A new colorimetric Technique for the Estimation of Vitamin C Using Folin Phenol Reagent. Analitycal Biochemistry 127: 178-182. Jansson, P. E.; Kenne, L.; Lindberg, B. Structure of the extracellular polysaccharide

from

Xanthomonas

campestris.

Carbohydrate

Research,

Amsterdam. Kim, D. y Lee, C., 2004. Comprenhesive study on Vitamin C Equivalent Antioxidant Capacity (VCEAC) of various polyphenolics in scavenging a free radical and its structural relationship. Critical reviews in Food Science and Nutrition: 44; 25373. Landgraf, H. 1991. A situaçao da cultura do maracujazeiro no Brasil a suas perspectivas como o mercado externo. (Eds: Rebouças, A.; Ferreira F. R.; Vaz, R. L). A cultura do maracuja no Brasil. Janoticabal: Fundaçao de Estudos e Pesquitas en Agronomía, Mediciona y zootecnia. Lane, J. H.; Eynon. 1923. L. J. Society Chemical Industry. Lara, J.; Tocchini, P.; Hashizume, T.; Medina, J. 1980. Processamento: produtos, caracterização e utilização. In: Maracujá. ITAL, Campinas, pp.115 -153. (Tropical fruits series). Lees, R. 1994. Análisis de los alimentos. Métodos Analíticos y de control de calidad. 3°. Ed. Aciribia; Zaragoza, España. Leyva V.; Martino, K.; Puig, Y.; Carrera, J. y Cabrera, M. 2009. ¿Qué factores influyen en el crecimiento y la supervivencia de los microorganismos en los alimentos? Departamento de Microbiología de Alimentos. Instituto de Nutrición e Higiene de los Alimentos.

57

Lima L. 2001. Estrés oxidativo y antioxidantes: Actualidades sobre los antioxidantes en los alimentos. Universidad de la Habana; 12; 17-22. Ling, S. F.; Fang, T. T. 1985. Standarization on the inspection of natural juice. 7. Analysis of juice component distribution patterns of passion fruit (Passiflora edulis) of Taiwan. Taipei, Taiwan:College of Agriculture, National Taiwan University. Martínez, A. 2003. Carotenoides. Universidad de Antioquia. Martínez, R. 2010. Estabilizantes en las industrias lácteas. Disponible en línea ww.portalechero.html Consultada septiembre 2014. Mercadante, A. Z.; Britton, G.; Rodríguez-Amaya, D. B. 1998. Carotenoids from Yellow Passion Fruit (Passiflora edulis). J. Agric. Food Chem. 46: 4102 - 4106. Mettler-Toledo AG, Laboratory & Weighing Technologies. 2008. Análisis del comportamiento en almacenamiento de la maltodextrina con el analizador de sorción ATG. Suiza. Moreira, J. L. 1980. Materia Prima: Serie de Frutas Tropicales: Maracuja. San Paulo. Brasil. Morton, J. 1987. Passion fruit. En: Fruits of warm climates (Eds. Dowling, C. F.; Morton, J). Creative Resource Systems, Inc EUA. Multon, J. 1999. Aditivos y Auxiliares de fabricación en las Industrias Agroalimentarias. Editorial Acribia. NOM-051-SCFI-1994. Especificaciones generales de etiquetado para alimentos y bebidas no alcohólicas preenvasados. Osorio, C. 2002. Maracuyá (Passiflora edulis Sims), una gran alternativa como fitomedicamento. U. de Cartagena. Colombia. Restrepo, M. 2012. Identificación de factores que afectan la estabilidad de una bebida alcohólica tipo piña colada durante el almacenamiento. 58

Sáenz, C.; Sepúlveda, E.; Navarrete, A.; Rustom, A. 1998. Influence of harvest season on the characteristics of purple passion fruit (Passiflora edulis Sims) and its juice. Food Sci. Technol. International 4:45-51. SAGARPA. 2006. Secretaria de agricultura, ganadería y desarrollo rural y pesca. Monografía de Maracuyá. Schwentesius, R.; Gómez, M. 1996. La producción en México del maracuyá. Universidad de Chapingo. Sepúlveda, E.; Sáenz, C.; Navarrete, A.; Rustom, A. 1996. Parámetros de color en jugos de granadilla (Passiflora edulis Sims): influencia de la época de cosecha de la fruta. Food Science and Techonology International 2: 1-5. Silva, P.; Tondo, C.; Silva, J. 2004. Xanthan Rheological: a Review about the Influence of Electrolytes on the Viscosity of Aqueous Solutions of Xanthan Gums. Simon, C. M.; Harvey, T.; Chan, J. R., Nakayama, T. O. M. 1974. Passion Fruit Starch and Effect on Juice Viscosity. Journal of Food Science 39:431-433. Singleton, V.; y Rossi, J.; 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticultura. Swi-Bea; Wu J; Ming-Jen, S. 1996. Tropical Fruits. En: Processing Fruits: Science and Technology- Volume 2. (Eds. Somogyi, L.; Barrett, D. M.; Hui, Y. H) Techmonic Publishing AG. Pennsylvania, EUA. Tharanathan, R. 2003. Biodegradable films and composite coatings: past, present and future. Critical Review in Food Science and Technology. Tiwari B, Mathukumarappan K, O´Donell, C y Cullen P. (2008b). Effectsof sonication on the kinectics of orange juice quality parameters. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 56 (7), 2423-28.

59

USDA.

Nutrient

Data

Laboratory.

USDA.

Disponible

en

línea

http://www.nal.usda.gov Consultada: Octubre 2014. Venereo J. 2002 Daño oxidativo, radicales libres y antioxidantes. Revista Cubana de Medicina Militar; 31: 27-32. Vera, E.; Sandeaux, J., Persin, F.; Pourcelly G., Dornier; M.y Ruale, J. 2004. Evaluación de la desacidificación por electrodiálisis de jugos pulposos y concentrados de frutas tropicales. Yuan, J.; Chen, F. 1998. Degradation of Ascorbic Acid in Aqueous Solution. J. Agric. Food Chem. 46(12): 5078-5082.

60

APÉNDICES Apéndice A Reactivos utilizados Acetato de sodio (Reproquifin); Acetato de zinc (Reproquifin); Acetona (JTBaker, 9002-03); Ácido acético (JTBaker); Ácido acético glacial (Técnica química, A1240); Ácido clorhídrico (Reproquifin); Ácido gálico (Sigma); Ácido sulfúrico (Sigma, 1410); Ácido tartárico (Reproquifin); Ácido tricloroacético (Merck); Agar dextrosa papa (DIBICO, 1059-E); Buffer pH 4 (Hycel, 2206); Buffer pH 7 (Golden Bell, 50120); Carbonato de sodio (JTBaker, 3506); Cloruro de calcio (Alyt); Cloruro de potasio (JTBaker, 3040); Cloruro férrico (Técnica química, C1450) ; DPPH, 2,2-difenilpicrilhidrazilo (Sigma, D9132-1G); Etanol (Reproquifin); Éter de petróleo (JTBaker 9268-03); Fenolftaleína (JTBaker); Ferrocianuro de potasio (Técnica química, F1126); Folin-Ciocalteu (Sigma); Fosfato de potasio monobásico (JTBaker, 3246); Fosfato de sodio dibásico (Técnica química); Fosfato de sodio monobásico (Técnica química, F1400); Hidróxido de sodio (Reproquifin, R-104); Metanol (High purity, HA1760); Sacarosa (Meyer); Silica gel (Merck); Sulfato de cobre pentahidratado (Reproquifin); Sulfato de sodio anhidro (Técnica química); Tartrato de sodio y potasio (Reproquifin).

61

Apéndice B Equipos utilizados  Balanza Precisa, Modelo XT220A, Suiza  Bomba sumergible Little Giant, Modelo P-AAA, Estados Unidos  Bomba de vacío SIEMENS, Modelo FE-1500 vacío, México  Colorímetro ColorFlex Hunter Lab, Modelo V1-72 SNHCX 1115 s/n: Cx1115, Estados Unidos  Estufa de vacío Shel Lab, Modelo 1410, Estados Unidos  Espectrofotómetro JENWAY, Modelo 6305, Japón  Espectrofotómetro Varian, Modelo Cary 100 Conc, Estados Unidos  Homogeneizador IKA  Incubadora Novatech, Modelo DB0-100, México  Micropipeta BIOHIT, Modelo 720060, Finlandia  Mufla Felisa, Modelo FE-340, México  Refractómetro ATAGO, Modelo NART-1T, Japón  Refrigerador MABE, Modelo TBS17YA, México  Rotavapor IKA-WERKE, Modelo HRR4DS1, Alemania  Parrilla de calentamiento VELP Scientifica, Modelo z351, Europa  Potenciómetro HANNA Instruments, Modelo HI8424, Portugal

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Apéndice C Curvas de Calibración

0.14

Absorbancia λ=540nm

0.12 0.1 0.08 y = 4.9783x + 0.025 R² = 0.9988

0.06 0.04 0.02 0

0

0.005

0.01

0.015

0.02

Concentracion de albúmina (g/100mL)

Figura 14. Curva de calibración para proteínas

0.8

Absorbancia λ= 740nm

0.7 0.6 0.5 0.4

y = 1.329x + 0.0463 R² = 0.9996

0.3 0.2 0.1 0

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

Concentración de ácido gálico (mg/mL)

Figura 15. Curva de calibración para polifenoles

63

0.9 0.8

Absorbancia λ=760nm

0.7 0.6 0.5 y = 1.759x - 0.0303 R² = 0.9993

0.4 0.3 0.2 0.1 0

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

Concentracion de ácido ascórbico (mg/mL)

Figura 16. Curva de calibración para vitamina C

64

Apéndice D Presentaciones del trabajo CUCCAL 7° Congreso Internacional, Veracruz, México, 2014. “Sobre Inocuidad, Calidad y Funcionalidad de los Alimentos en la Industria y servicios de Alimentación”

65

CIBIA 9; Valencia España, 2014. 9° Congreso Iberoamericano de Ingeniaría de Alimentos.

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