UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANA

UNIDAD: IZTAPALAPA

DIVISION: CIENCIAS BIOLOGICAS Y DE LA SALUD

-

CARRERA: BIOLOGIA y-"----

-

MATERIA SERVICIO SOCIAL

\\

TITULO:/~SELECCION DE SUELOS DE ORIGEN VOLCANICO DE LAS

LOCALIDADES DE STA. CATARINA EDO. DE MORELOS

Y

SAN JOSE MEZAPA EDO. DE MEXICO CON BASE EN SU

PO-

TENCIAL MOCROBIOLOGICO PARA LA PRODUCCION DE

-

INOCULO MICORRIZICO.

i,

d U M N O : GUILLERMO MONDRAGON MONDRAGON

ASESOR: M. EN C. SERGIO PALACIOS MAYORGA M. EN C. IRMA REYES JARAMILLO

&SELECCI~N DE SUELOS DE ORIGEN VOLCÁNICO DE LAS LOCALIDADES DE Sta CATAIUNA Edo. DE MORELOS Y S A N JOSÉ MEZAPA Edo.DE h4ÉXICO CON BASE EN SU POTENCIAL MICROBIOLOGICO PARA LA PRODUCCI~NDE INÓCULO MICORRÍZICO. . . --

Este trabajo forma parte del proyecto, enfocado a generar y aplicar en campo inóculo micorrizico. En esta etapa heron seleccionados los suelo más adecuados para producir el inóculo micorrízico en baseal potencial microbiológico; los criterios utilizados están en función de la biomasa de soya generada en cada suelo, así como también del número de plantas de soya producidas en cada suelo. Las plantas hospederas o “trampa” utilizada en esta etapaheron: Chloris gayana K (pasto Rhodes grass) y Glicine max L. (soya). Se entiende por inóculo micorrízico a las estructuras de propagación de los hongos micorrizicos: estas estructurascorrespondenprincipalmente a l a s esporasdeestoshongos, pero se incluyentambiéncomo prophgulos a todas aquellas partes del hongo capaces de colonizar la raíz de una planta como puede ser el micelio, esporocarpos y fragmentos de raíces coionizadas por estoshongos.Aunque estos organismos simbiontes son cosmopolitas, su densidad de población y biodiversidad cambia de un ambiente a otro, en relación al uso del suelo, vegetación y particularmente el impacto del hombre en la naturaleza del suelo. Con esta base, en todos los suelos, es factible encontrar hongos con unagran gama de efectividad, teniendo desde muy poco efectivos, inefectivos y hasta aquellos altamente efectivos para estimular el crecimiento de la planta (Palacios, 1986). Considerando que como primer paso para la producción de inóculo micorrízico, se debe determinar el potencialmicrobiológicode un suelo,esto,conelpropósitodeconocer su capacidadenfuncióndesu microflora para proporcionar las mejores condiciones en el crecimiento de las plantas; es indudable que en este potencial microbiológico general, el potencial de i n h l o micorrízico, con toda seguridad, es el factor responsable que incrementará el desarrollo“normal” de la planta, es decir, la cantidad y calidad de hongos micorrizicospresentes en un sueloconstituyen el principalrecursomicrobiológicodelaplantacomo recurso natural del suelo (Palacios, 1987). Se seleccionaron una serie de agroecosistemas distribuidos en dos áreas edáfkas de origen volcánico diferentes tanto porsu microclima como por la edad del material parental de donde se originaron (cenizas y tobavolcánica).Ambasdentrode lo quecorresponde al eje neovolcánico dela Sierra Sud-oriental Chichinautzin (Santa Catarina) y el Valle de Toluca (San José Mezapa). México tiene actualmente como reto, desarrollar estrategias económicas que permitan ser aplicadas los camposdecultivo,conelpropósitodeincrementarlaproduccióndealimentosparaalimentar 90 millonesdehabitantes;quepermitanautosuficiencia adecuadamente a unapoblacióndemásde alimentaria, técnicamente factiblesy al alcance del productor.

en

Estos estudios permitirán conocer más de la naturaleza de los hongos micorrizicos arbusculares (MA), para,posteriormentetenerlaposibilidaddeaprovecharlacapacidaddeestosmicroorganismospara incrementar la absorción del fósforo en las leguminosas como entre otras plantas de cultivo, significando esto unamejorresistenciadelasplantas a lasenfermedades, un aumentoenlaproducción y una disminución en los insumos por fertilizantes fosforados. Es cierto que el uso de fertilizantes inorgánicos a contribuido mucho en producción la de alimentos; intenso el uso de fertilizantes inorgánkok particularmente los que contienen nitrógeno y fósforo son un factor clave en la alta producción obtenida

porhectáreaenlaagriculturaintensivamoderna.Porejemploen los EstadosUnidosdeAméricase incrementó la producción por hectárea debido,en parte, al uso de tales insumos (Cox & Atkins, 1979). Aún cuando la fertilización es esencial para la agricultura permanente, y las técnicas de fertilización en la agricultura mecanizada son altamente exitosas; hay efectos pqudiciafes colaterales; los incrementos en los costos energéticos involucrados y la importante consideración en la disponibilidad de la materia prima, nos obliga a examinar críticamente los modelos de uso (Cox & Atkins, 1979).

El consumo mundial de fertilizantes fosfatados se ha estado incrementando rápidamente. El crecimiento enelíndicedeconsumo y su uso intensivo en los cultivos, genera serias cuestiones acerca de su fitura aplicación. Este fertilizante tiene como materia pima rocas sedimentarias fosfatadas, de las cuales hay una limitadaprovisión. Las minasde roca fosfatadacontiene 12% o más defósforo,perosiconsideramos depósitos tan bajos como de 8% de fósforo para ser exitosamente explotada, las *servas totales mundiales esthn estimadas en 19.8 mil millones de toneladas métricas. Tomando en cuenta el presente indice de uso, esas reservasseterminaríanen 1750 años; pero los presentesindices de usoreflejanlapoblación y tecnologíaqueprevaleceenlaactualidad,sincontarqueambas cosas estáncambiando(Schenk, et al., 1980).

La población mundial está creciendo a UM tasa de 1.9% por &o, y el uso de fertilizantes fosfatados está creciendo incluso más'rápido, a una tasa de 5.25% por ai'io, lo cual es 2.76 veces la tasa de crecimiento poblacional.Proyectandoestasdostendencias enel fituro, se sugierequelasreservasmencionadas se consumirh en 90 aiios, en un tiempo en el que la población será de 20 mil millones. El uso que le damos al fósforo, así como sus métodos de aplicación para fertilizar el suelo, no propicia otra cosa más que acelerar es, elflujo de f6sforo de los continentes a l a s cuencas oceánicas. La cantidaddefósforodesplazado aproximadamente, de 14 millones de toneladas por aiio; pero la cantidad de fósforo que regresa del mar a los continentesenformadeguano, o comopescamarina, es sólo de 100,000 toneladasmétricasal aií0 (Trainor, et al., 1978). Además el fósforo en el mar llega a ser tan disperso que no existe probabilidad razonable de extraerlo para reusarlo como fertilizante. Por tal motivo, debemos ser cuidadosos en economizar las reservas de fósforo en roca que están disponibles todavía. Se debe restringir el uso del fósforo con propósitos no esenciales, tales como en la elaboración de detergentes, el cual f i e de aproximadamente 15% del total usado en 1970 (Cox & Atkins, 1979). Actualmente,debidoalusodefertilizantesfosfatados, se está incrementando el contenido de fósforo en tierras agrícolas y también de los contaminantes que, en forma de trazas, traen estos fertilizantes, estosson almacenado en el suelo, siendo lentamente disponibles para plantas cultivadas. Un estudio más ambicioso relacionado al fósforo y a la fertilidad sería: ,ybmo aprovechar este mineral que está fijado en el suelo pero queestáfberadel alcance delasplantas,asícomoelconocerel efecto de estoscontaminantes a largo plazo? (Cox & Atkins, 1979), (Mosse, 1975). En la actualidad se sabe que las micorrizas tienen la capacidad de incrementar la absorción de P en la planta, entre otros nutrimentos; aunquese desconoce mucho todavía sobre su respuesta a suelos fertilizados con fósforo inorgánico. Se sabe que niveles extraibles de fósforo en el suelo han resultado ser inversamente correlacionados con la dependencia micorrízica en algunos sistemas (Mengeet al., 1982). Lapalabramicorriza fie acuñadaporFrank (1885) paradescribirlaasociaciónhongo-plantapara formar un solo órgano morfológico en donde la planta nutre al hongo y el hongo a la planta (Sieverding, 1991), (Janos, 1980). Hay dos tipos principales de micomza: ectomicomza y endomiconiza. En las ectomicorrizas los hongos Las crecenintercelularmente en la corteza delaraízdelaplanta,peronuncaintracelularmente. ectomicorrizas forman, a menudo, un espeso manto hifal que se forma al rededor de raíces secundarias y esasraícessonmorfológicamentealteradas;estaesunacaracterísticaparaidentificarestostiposde micorrizas, sin embargo algunas ectomiconizas no presentan manto hifal y otros tipos de endomicorrizas sí (Sieverding, 1991).

Morfología Hifas:

Las hifas son estructuras findamentales que forman el micelio, este no es una característica de todos los hongos pero es un componente esencial de los desarrollados dentro de un grupo taxonómico del cual los hongos miconizicos arbusculares se derivan (Tommerup,et al.,1979), (Wood, 1987). c-

Todas las micorrizas están compuestas de una matriz de hifas externay de una superficie de intercambio entre la planta y los hongos. Estos hongos tienden a formar un micelio en forma de abanico, consistiendo de una división dicotómica radial del hongo o hifa g u í a , reduciendo la frecuencia de formación del micelio neto (Furlan& Fortin, 1973).

Existen dos tipos de hifas extramatricales, hifas guía e hifas de absorción. La hifa guía tiene paredes gruesas de las cuales algunas simplemente crecen a lo largo del suelo en busca de raíces adicionales. Tanto las hifas de penetración como las hifas de absorción, se desarrollan de las hifas guía y forman una red hifal por división dicotómica quese extiende dentro del suelo.La hifa de absorción parece ser el componente del hongoqueabsorbenutrimentosdelsueloparatransportarloshaciaelhospedero (Read, 1984; citadopor Alexander, 1971).

Vesículas:

Las vesículas son estructuras terminales, ovaladas o e s f ~ c a que s contienen abundantes gotas de aceite, ellas se formanintra o intercelulannentedependiendodelaespeciedelhospedero,tienenlafunciónde servircomositiodereservapara el simbionte. Las vesículasjóvenes,tienenunapareddelgada estratificada y un protoplasma homogéneo cuando son maduras, las paredes se engruesan y el protoplasma se hace vacuolado conteniendo lípidos, granos de polifosfato, pocas áreas euplasmáticas, mitocondrias y gotas de grasa, estas últimas tienden a juntarse formando una sola, rodeada de un citoplasma periférico; en algunos casos, presentan un núcleo o, a veces son multinucleadas (Azdn-Aguilar & Bago, 1994).

Colonización: A)

B)

La precolonización.Lasesporaslatentes de estoshongos y lashifas o fragmentosdeellasenel suelo, son las estructuras fiingicas consideradas propágulos colonizadores que permiten el desarrollo delhongo. La germinacióndelaespora y primercrecimientodeltubogerminativoenelsuelo,está determinadoprincipalmenteporla fisica delsuelo ( 0 2 , C02, temperatura,contenidodeagua) química delsuelo(pH,nutrimentosdelsuelo) (Foth, 1990). Cuandoeltubogerminativonoentraen contactoconlaraízdelhospederopotencial,elpotencialdelospropágulosíüngicosgerminadosse pierde dentro del periodo de unos pocos días a una semana (Sieverding, 1990).

y

La colonización primaria (penetración radical). Algunas familias de plantas (Chenopodiaceae, Brassicaceae, Caryophillaceae) o especies de ciertas familias (Lupinus spp.), nunca son colonizadas de manera natural. Generalmente, el hongo penetra a la raíz entre las células de la epidermis y después se

forma un proesorium en la primera capa celular. Después de este estado, el crecimiento autotrófico del hongo termina (Sieverding, 1991).

c)

Formación de arbusculos y vesículas. Después de la penetración radical el crecimiento hifal es inter e intracelularmente. El crecimiento füngico se restringe a la epidermis; la endodermis, xilema Y floema, el tejido meristemático, yemas por arriba del sueloy partes clorofilicas de la planta no son colonizadas (Hung, 1987). Los arbúsculos son, a menudo,formadosdentrodelascélulas poco despuésdela penetración (2-5 días). La formación arbusculares la ramificación intensa de unahifa después de haber penetradolaparedcelular. La fina ramificación hifal está estrechamente rodeada por el plasmolema celular. Debido a la gran superficie de contacto, los arbúsculos son la más intima conección entre los hongos y la planta (waterer & Coltman, 1988). La formaciónarbuscularincrementalaactividad metabólica de la célula hospedera, principalmente, debido a la transferencia direccional de metabolitos y nutrimentos del hongo a la planta y viceversa. Los arbusculos viven de 4 a 5 días. Estos degeneran y son digeridos por las células hospederas. Después de que los arbusculos decaen, las células de la planta sonrestituidasa su íünciónnormal. Los procesosdeformaciónarbuscular y degradaciónocurren simultáneamente en la raíz a partir de esta etapa. Al cabo de untiempode la formación arbuscular, algunoshongosmicorrízicos VA. formanintery/ovesicularintracelulares. Las vesículas son abultamientos apicales o intercalares de la hifa, que contienen lípidos y como reservas orgánicas del hongo.Durantesituacionesdepresión (baja provisióndemetabolitosde la plantahospedera)esas reservas son utilizadas por el hongo y las vesículas después degeneran (Sieverding,1991).

D)Extensióndelhongoenlaraíz. La extensióndelacolonización se divideentresfases: (1) lafase inicial (retardada); (2) fase exponencial, de la cual el hongose disemina rápidamente en la raíz y crece más rápido que esta, y (3) la fase de meseta, durante la cual la raíz y el hongo se desarrollan de igual manera. La planta y a ls especies de hongos y, especialmente, las condiciones fisicas y químicas del suelotienenunainfluenciaenladuracióndelafaseretardadadecolonización;lacolonización se dispersa en la raíz, así como la fase de colonización de meseta. Durante la fase exponencial, el hongo crece intereintracelularmenteespecialmenteenlasfinasraícessecundarias. La colonizaciónse extiende en el sistema radical tomando lugar a través de una hifa enlaceen la superficie de la raíz y la penetra otra vez, a distancias irregulares. Los arbúsculos y vesículas están continuamente formándose y degradándosedurantelafasedecolonizaciónexponencial y demeseta.Debidoaesto,lafase individualdeldesarrollodelhongo esdificildedistinguircuandolaraízcolonizadaestásiendo observada (Sieverding, 1991).

E)

Dispersióndelhongoen el suelo.Despuésdelaprimeracolonización y durantelaprimerafasede colonización dispersada en laraíz, la hifa crece íüera de esta. La parte externa de la raíz con micelio es la más importante para la absorción de nutrimentos a la raíz. Por otro lado, en general el joven micelio es uniseptado y ramificado dicotómicamente (Sieverding,1991).

F)

Estructurasreproductorasdehongos miconízicos arbusculares W A ) . Formanresistentesesporas enel micelio externo. La formación de esporas puede iniciarse muy pronto, de tres a cuatro semanas después de colonizada la raíz en algunas especies de hongos; mientras que con otras especies de HMA requieremásdeseismesesantesdeempezarlaesporulación. Lasespecies dehongos,lasplantas hospederas,elsuelo y lascondicionesmedioambientalesafectanladuración y elinicio dela esporulación. La esporulación fiingica esun proceso dinámico; así las esporas se forman mientras otras estángerminando. El micelio fingico, dentro y fueradelaraíz,esotraestructurareproductivadel hongo MA, y puede germinar y colonizar nuevas raíces (Sieverding,1991).

Se han desarrollo trabajos sobre ecofisiología en el desarrollo y eficiencia de la MA donde se estudia: l u z (Diederich, 1981, citado p o r Sieverding, 1991), temperaturadelsuelo(Nyabyenda, 1977, citadopor (Sieverding, 1980; Simanungicalit, 198 1, citado por Sieverding, Sieverding, 1991); humedaddelsuelo 1991); pH delsuelo(Graw, 1978; Karagiannidis, 1980: Khanaga, 1980, citadoporSieverding, 1919); toxicidaddemetalespesados(Fabig, 1982, citadoporSieverding, 1991); salinidad(NaCI);asícomola interacción con Rizobium (Blum, 198 1, citado por Sieverding, 1991). La mayor parte de estos estudios de invernadero,mostraronquelasasociacionesplanta-HMAsonmecanismosbiológicosefectivosdelas plantasparacontrarrestarpresionesedafo-climáticas.Sinembargo , aúnsetienepocaexperienciaen

Ubicación Geográficade Santa Catarina.

N

MORELSS

s

o

06

Figura 1

O

Escala gráfica en Km. 8 16 24 32

Area de Estudio: Sta. Catarina se encuentraen el estado de Morelos,en el municipio de Tepoztlán; en las siguientes coordenadas: 18" 59' LN y 99" 06' LW . Tiene una altitudde 1700 msnm. Su climaes Semicálido Subhúmedo con lluvias en verano(Acw). Presenta una temperatura media anual de 20.5OC. Precipitación media anual: 1,130.4mm. (de acuerdo a la Estación Meteorológica de Cuernavaca). Geologia: roca ignea basalto, del Cuaternario Q(1e). Unidadde suelo, regosol. Principales actividades productivasde la población: agricultura y pastoreo (Detenal, 1980), (INEGI, 1997).

Ubicación Geográfica de SanJosé Mezapa.

Figura 2 O

I

San José Mezapa

Escala Gráficaen Km. 9 12 l,8 44

Area de Estudio: San José Mezapa se encuentraen el estado de México enel Municipio de San Mateo Atenco,en las siguientes coordenadas:19" 16' LN y 99" 32' LW a una altura de 2570 msnm. Su clima es Templado Subhúmedo con lluvias en verano C(w). Presenta una temperatura media anual de 13.5"C. Su precipitación y Rocas total ánual es de 737.6 mm. (de acuerdo a la Estación Meteorológica de Toluca). Geología: Suelos Igneas Extrusivas del CuaternarioQ(1e). Principal actividad productivade la población: Agricultura (Detenal, 1980), (INEGI, 1997).

relación a comomanejarelhongomicorrízicoarbuscular bajo condicionesdecampo y muy pocos resultados prácticos han mostrado como los hongos MA podrían ser usados como recurso microbiológico para el suelo en el mejoramiento de cultivos en regiones tropicales (Sieverding, 1991). La tecnología de las micorrizas es muy limitada en cuanto a la producción y distribución comercial de inóculo MA, en el mundo, hay solamente dos compañías comerciales que venden i n h l o Gngico. Diversas tdcnicasdeproduccióndeinóculoestánahoradisponibles y algunasdeellas han sidopatentadas recientemente (Sieverding, 1991). En lo que respecta a estudios sobre inoculación con H M A en México se tienen, entre otros, los siguientes trabajos: efecto de la inoculación de dos variedades de cebolla (Allium cepa L) con cuatro hongos endomicorrízicos, en un suelo muy deficiente en fósforo (Palacios-Mayorga, et al., 1987); incrementoenelcrecimiento y en laabsorcióndefósforo en cebolla (aZlium cepa L), como respuesta a la miconiza arbuscular, en suelos de origen volcánico (Palacios-Mayorga, et al., 1986).

Se seleccionó unaleguminosa micomzica Glicine mar quecorresponde a lasoyavariedad BM2., y como planta trampa a una graminea, una variedad de pasto llamada “Rhodes grass’’especie Chloys gqana K, porque es un buenhospederoparalaproduccióndeesporas. Esto puede reflejar el rápidoíndicede crecimiento radicular de estas especies de plantas, l a s cuales pueden permitir un contacto más inmediato entre el hospedero y los hongos (Danies, & Bloom, 1986), ( Ferguson, & Menge, 1982). El pasto “Rhodes grass” tuvo como fimción capturar la micomza de una manera más eficiente que si lo hubiera hecho la soya por si sola.

Las dos localidades seleccionadas ya habían sido estudiadas anteriormente, son entidades que comparten características como lo es el origen geológico de sus suelos, y las deficiencias de fbsforo (Palacios, et al., 1987).

OBJETIVO GENERAL. Seleccionar los mejores suelos para, posteriormente, con base en su “potencial microbiológico y de inóculo micomzico” utilizándolos como fuente para el aislamiento y selección de “aislados” de hongos MA. Los “aislados”seleccionadosconstituiránlabaseparagenerarinóculomicomzicoútilparala agricultura.

OBJETIVOS ESPECfFICOS. Selección del mejor suelo de Sta. Catarina Edo. de Mor. y San. José Mezapa Edo. de Méx. conbase en su potencial micobiológico, quepermitanelmayordesarrollodelasoya (Glicine m a ) y elpasto (Chlorisgqana K.). B) Interpretar diferencias entre suelos no perturbados y suelos agrícolas en caso de existir. C) Influencia de los microorganismos nativos de cada suelo en el desarrollo de ambas plantas, hospedera y trampa. D) Montajedediseñoexperimentalpara un posteriorestudiodeaislamiento y selección de HMA nativos de cada localidad. A)

HIP~TESIS En este experimento se plantea la siguiente hipótesis, en todos los suelos la dinámica existente entre los nutrientes y eldesarrollodelasplantas;lamicroflora edáfica, saprofiticaysimbióticajuega unpapel fbndamental. Por tanto, la eliminación de la microflora edáfica puede repercutir en la disponibilidad de los nutrimentos y en el crecimiento delas plantas, aun cuando en la misma microflora edáfica existan también, microorganismos patógenos y parásitos de las plantas. Es por tanto de esperarse que en aquellos suelos en m á s efectivos en las dondese alcance elmayorcrecimientodelasplantasexistanmicroorganismos funciones más indicadas.

METODOLOGÍA UTILIZADA Para obtener la información planteadaen el objetivo se estableció el experimento esterilizando los suelos en autoclave y suelo original no esterilizado, en ambos casos bajo las mismas condiciones experimentales en invernadero, tales como humedad de campo, densidad de siembra, entre otros; para obtener el potencial micorrízico se obtuvo el incrementoen biomasa a s í como también la emergencia de plántulas, comparando las plantas de suelos de la misma subzonacon el restode las subzonas.

1.

Material utilizado:

l .1

Semilla de soya. La semilla de soya utilizada (Glicine mux,Var. BM;!), procede de la cosecha que se hizo en mayo de 1997 realizada en los bancales del invernadero del Instituto de Geología (IG), esta soyasecultivóensuelocondeficienciasdefósforo,demaneraintencionalparaserutilizada exclusivamente en este experimento.

1.2

Semilla de pasto “Rhodes grass” (Chlorisgaym K.),de cosecha reciente, h e seleccionada por ser unaplantaaltamentemicotrófica, lo que significa ser una planta“trampa” muy efectiva parala mayoría de losHMA.

1.3 Macetas. Se utilizaron 400 macetas de color negrocon plato con capacidad de 300 g. 1.4

Paraconservarlasraícesfijadas polietileno.

en FAA para,posteriormente,serexaminadas,se Usaron bolsasde

1.5

El follaje delasplantasseenvolvióenpapelestraza,seutilizaron secado.

1.6

Cristalería, material y equipo de laboratorio: 20 cajas de Petri; 5 pipetasde lml., 2 pipetasde 5 ml., 10 vasos de precipitado estriados de 250 ml.; 8 vasos de precipitado de 500 ml., 2 asas

2 Kg.deeste

papelparasu

bacteriológicas, unaprobetade 250 ml., un mechero,balanzadigitalconsensibilidaddehasta 1/10,000gr., balanza con sensibilidad de hasta 1AOO gr.; báscula con capacidad de O a 25 Kg.como mínimo, autoclave, incubadora bacteriológica, agitador mecánico, papel filtro, flujo laminar, malla de criba con una luz de malla de 0.5 x 0.5 cm, 4 tamices pequeños de malla “20”. 1.7Reactivos: K2HP0,, MgSO,, NaC1,manitol,extractodelevadura,agar,rojo etanol, ácido acético glacial, f m o l .

congo, gomaarábiga,

1.S Equipo de Campo: 2 palas, un pico.

1.9 Otros: organza de naylon para cubrir el fondo de las

contador, engrapadora, maskig tape, ligas.

2

macetas; marcadores de tinta indeleble,

tijeras,

El Invernadero y el laboratorio de biología de suelos del IG. de la UNAM. Fue donde se llevó a cabo el desarrollo de este servicio social.

2.1 El invernadero. Se encuentra a 35 mts. de la esquina NE del Instituto de Geología de laUNAM, dentro de la Ciudad Universitaria en la Ciudad de México. Aquí se monto el experimento: las 384 macetas con la soya y el pasto, el cual tuvo una duración de

meses.

2.1.1

3.

Dimensiones. El invernaderomide 15 m. porlado;tiene de altura máxima.

3

6.metros dealturaminima y 7.5 metros

Colecta de muestras de suelo:

La colecta se realiz6del cinco al siete de mayo de 1997. Los suelosprocedende“Santa Catarina Estado de Morelos” y “san José Mezapa Estado de México” (Figura 1 y 2), sonlocalidadesen donde se han hechoestudios miconízicos utilizandoprincipalmentesoya y cebolla comoplantas hospederas (Palacios, et. al.,1986 y 1987).

3.1 Metodología utilizada en el muestreo delos suelos. Cada zona o localidad se dividió en sub-zonas, esto es: sub-zonas destinadas al cultivo y sub-zonas no perturbadas o terrenos vírgenes (que no han sido cultivados ). En cada terreno, se hicieron tres pozosy decada pozo se obtuvo una muestra; con excepción de la “SUB-ZONAS ALEDAÑAS m’’enla “Milpa Cultivo de Maíz”( Tabla 2) en lugar de extraer UM muestra de cada pozo, se extrajeron dos pero de diferente protbndidad, por lo tanto, de esta sub-zona se.hicieron tres pozos y se sacaron seis muestras. Se muestreoentrelos 10 y 30 cm.delasuperficie,cadasuelocolectadosedepositóen bolsasdeplástico,etiquetadas con lasiguienteinformación:fecha,zub-zona,tipodecultivo, y en caso de ser potrero, bosque u otro tipo de lugar, se especificó el tipo, (tabla 1 y 2).

4

Tamizado de las muestras:

Resultaron ser 48 muestras, cada muestra le corresponde un número, que ya le fue asignado (tabla y 2); los suelos heron tamizados con la malla 20 (0.5 cm) para ser utilizados en las macetas.

5

Homogeneizacióndecadamuestradesuelo.

Inmediatamente después de ser tamizadas las 48 muestras, se homogeneizaron.

6

Tratamientos:

1

6.1 Suelo original, no esterilizado, secado al aire y tamizado 6.2 Suelo esterilizado, después de haber sido secadoal aire y tamizado. 6.3 Inoculación de soya con Bradyrhizobiumjaponicum.

7.

De cada muestra de suelo,setomaron 500 g. para análisis fisicos y químicos, el suelo restante de cada muestrase dividió en dos mitades:

un lugar fiesco, estamitadconservó los

7.1

La primeramitaddecadamuestradesuelosealmacenóen microorganismos nativos de cada localidad.

7.2

La segundamitaddecadamuestradesuelo h e empacadaendoblebolsadepolipapelsellada herméticamente para ser esterilizada dos veces en la autoclave a 20 libras durante 15 minutos; entre cada esterilización de cada muestra de suelo, las bolsasse abrieron en el flujo laminar y se removió el suelocontenidoen ellas paradejarescaparvapores tóxicos generados en elsuelodebidoala esterilización.

7.3 Los análisis fisicos y químicos no se realizaron en este servicio sociaí.

ZONA DE S A N JOSE MEZAPA ESTADO DE MÉXICO Sub-zona, fecha de colecta de los suelos y número de pozos hechos en cada sub-zona.

Número asignado a cadapozo o número de muestra

SUB-ZONAS ALEDAÑASCl) (A) Crátervirgen, 7-V-97

(3)

(B)Cráter cultivo de maíz, 7-V-97 (3) SUB-ZONAS ALEDAÑAS C l l )

(C) Pastizal ex-cultivo decebada, 7-V-97, (3) (D) Cultivodemaíz y en otras ocasionesutilizadopara zanahoria, 7-V-97.(3) (E) Pastizalvirgen, 7-V-97, (3)

elcultivodela

10,11,12 13,14, 15

Tabla 1

1 ZONA SANTA CATARINA ESTADO DE MORELOS Sub-zona, fecha de muestre0 de los suelos, número de pozos en cada sub-zona.

hechos Número asignadoa cada pozo o número de muestra.

SUB-ZONAS ALEDAÑAS mq (F) Virgen (potrero), 5-V-97, (3)

(G) Milpa-cultivo de maíz, 5-V-97, (3) Enestecasose tomarondosmuestrasdesuelode cada pozo, unaentre los 10-30 cm. y laotrade 30-60 de la superficie, por lo tanto, en esta sub-zona, Por ser una excepción, cada muestra tendrá un número asignado.

16,17, 18

19,

SUB-ZONAS ALEDAÑASC I V ) Cultivo de maíz (otra milpa diferente a la anterior sub-zona), 6-V-97, (3)

25, 26,27

(I) Potrero virgen, 6-V-97, (3)

28,29 30

SUB-ZONAS ALEDAÑAStV) (J) Cultivo de jitomate, 6-V-97, (3)

3 1, 32,33

(K)Virgen-potrero, 6-V-97, (3)

34, 35, 36

~~

SUB-ZONAS ALEDAÑAS c

rq 37, 38, 39

(L) Cultivo de maíz, 5-V-97, (3)

40, 41, 42

(M) Virgen potrero, 5-V-97, (3)

SUB-ZONAS ALEDAÑAS(VD) (N) Cultivo de maíz, en medio de un bosque de pino-encino, 5-V-97, 43, 44, 45 (3) 46, 47, 48 $4) Bosque virgen pino-encino, 5-V-97, (3) Tabla 2

21, 22,23, 24

8

Prueba de viabilidad a las semillas de pasto “Rhodes grass” (Chlorisgayana K):

Esto permitiódeterminarlacantidaddesemillasque se deben colocar en cadamaceta,conel propósito de que se pueda controlar la densidad final de plantas.

8.1

Se utilizó lo siguiente: cinco cajas de Petri y una pipeta de cinco ml, se lavaronmuybien y después se colocaron en la estufa y se esterilizaron a una temperatura de 170°C.

8.2

En elflujolaminar,acada caja dePetrise le colocó una piezadepapel filtro de cinco cmde diámetro, con la pipeta se agregaron siete ml. de agua esterilizada y se volvieron a cerrarl a s cajas.

8.3

Las cajas se metieronenbolsasdepolipapel libras durante I S min.

8.4

Posteriormente, en el flujo laminar, a cada caja se le colocaron 100 semillas de pasto “Rhodes grass” sobre el papel filtro formando cuatro cuadrantes, con 25 semillas por cuadrante(esto facilitó el conté0 cajas con las despuésde la germinación)(figura l), enlafigura se puedeverlaaparienciadelas semillas antes de meterse a incubar.

y se cerraron con ligas, se metieron a esterilizar a

8.5 Las cajas se metieron a incubar en una estufa a 2 6 T durante cinco días. 8.6 Se contaron el número de semillas germinadas de cadacaja y se calculó el promedio.

Formula de% de viabilidad:

NS(I)= número de semillas germinadas de la caja (I) NS(II)= número de semillas germinadas de la caja (11) NS(III)= número de semillas germinadas de la caja (HI) NSI(IV)= número de semillas germinadas de lacaja (IV) NS(V)= número de semillas germinadas de la caja (V) TABLA DE RESULTADOS EN EL ENSAYO DE

VIABILIDAD DE SEMILLAS DE PASTO RHODES

(11)

1 O0 1O0

Núm. germinadas porcaja 10 8

(In)

100

11

1O0

13

Petri (I)

por caja

Tabla 3

20

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

o

O 0

goo

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 o

o O 0 0 O 0 0

Figura 3

9

Determinacióndecapacidaddecamporepresentativa para el total delasmuestras de suelo: estaestimaciónsirvióparacontrolar la cantidad de aguautilizada enelriegomanteniendo constante este factoren el total de las macetas.

Fue necesario controlar la humedad ya que las fluctuaciones pueden afectar la esporulación de los HMA. En el caso de exceso de agua, tanto la planta como los hongos sufren por el desplazamiento de O2 de los poros del suelo por el agua. Es conocida la sensibilidad de la raíz y de estos microorganismos a la falta de 0 2 . El régimendebeconducir alaproduccióndeesporassiendoestomásfavorableparael crecimiento de la planta: riego diario pero limitado es mejor que condiciones de riego intenso saturado, o riegointermitente.Alternativamente,elestréshídricoalquepuedensersometidoslasplantascon ( Ferguson -& Menge, miconizas, puedeinducir a lasenectud;estoaccionalaesporulacióntemprana 1982). Se seleccionaron, al azar, cuatro muestras de las colectadas en campo, estas Muestra: 6, 18, 30 y 42.

heron las

ENSAYO PARA DETERMINAR EL 60% DE LA CAPACIDAD DE REPRESENTATIVA PARA NUESTRAS MUESTRAS COLECTADAS

(U)

(1)

(m

(W

No. de 35g. desuelo Peso del suel. C.C al 100% 35g. humed.+P. Mues. secOtpeso tamiz del del tamiz Suelo=orz)-(II) después de 12h. de escurrir

CAMPO (C.C)

o

en La c.c al 60% en 35g de de suel.= (100)

6 18

144.8 g. 151.7 g.

158.6 g. 168.3 g.

13.8 ml. 16.6 ml.

8.28 d. 9.96 ml.

70.97 d. 85.37 ml.

30

150.2g.

169.6 g.

19.4 d.

11.64 ml.

99.77 d.

42

148.0 g.

166.8 g.

18.8 ml.

11.28 d.

96.68 ml. El promedio buscado es

88d HzO/ma~eta

Tabla 4 9.1

A cadaunade a ls cuatromuestrasseleccionadas se les estimó supeso seco. Se extrajeron 5 centímetros cúbicos de suelo de a ls bolsas esterilizadas, (ver punto 7.1), paraelsecado se usouna estufa a 80°C durante una hora; se dejan enfriar 35 g. en una campana de enfriamiento; una vez frías se continúa con el siguiente paso.

9.2

A cuatro tamices pequefios de malla “20” se les colocaron unas ruedas de papel filtro, de tal manera que embonara ajustadamente dentro delos tamices; se pesó cada tamiz y después de esto a cada tamiz se le virtieron los35 g. de las muestras secas de suelo seleccionadas para este punto ( punto 9).

9.3

Posteriormente, cada tamizcon su respectivamuestra,sesumergieronenunacápsuladeporcelana con agua (dos cm.) hasta que el suelo se saturó por capilaridad (aquí todo el aire se vio desplazado por el agua).

9.4

Se dejaron escurrir los tamices 12 hrs. hasta que se eliminó toda el agua de gravedad. Posteriormente se pesaron los tamices con el suelo húmedo; la diferencia entre el tamiz con el suelo cuando estaba seco y el tamiz ahora con el suelo húmedo es lo que se le llama capacidad de campo; cuando el suelo 100%; la humedadnecesariaparaqueunaplanta estásaturadotieneunacapacidaddecampodel crezca óptimamente es al 60% de su capacidad de campo.

9.5

Resultados obtenidos en el ensayo para determinar el 60% de la capacidad de campo representativo de todas nuestras muestras. Según se observa en la tabla 4, la cantidad de agua óptima para regar las macetas que contendránl a s muestras de suelo conla soya y el pasto fbe de88 ml. H20/maceta.

10.

Preparacih de medio de cultivo de B&rhizobium para inocular la semilla de soya (Glicinemar) utilizada en el experimento.

10.1 Se elaboró a partir de cepas pertenecientes al Laboratorio de Microbiología del UN Departamento de Edafología del Instituto de Geología de laAM. 10.2 Preparación de medio sólido para Bradyhizobium japonicum “Medio Manitol-extracto de ún levadura,con Rojo Congo”,estemediosevertióen cajas dePetri,ytienecomofuncióndar sustratonutritivosólidoparadepurarlacepade Bradyrhizobium juponicum encasodeestar contaminada; l a s colonias de Bradyhizobium sonde color blanco lechoso, hialino o rosado, y las coloniasdemicroorganismosextraiíos se tiirende otro color o de rojo debidoalcolorante“rojo congo”. Para 300 ml de agua K2HPO4 (Sol. 5%) 3 ml MgSO4 7H20 (Sol. 2%) 3 ml NaCl (Sol. 1%) 3 ml Manitol 3g Extracto de levadura O.12 g Agua destilada 300 m1 Agar 4.5 g Rojo congo: 3 m1 Con un pH entre 6.8-7.0 El medio se esterilizóen un matraz Erlenmayer. Rinde para preparar20 cajas Petri con 15 m1 de medio de cultivo cadaUM. El medioseesterilizaa 15 librasdurante15minutosenlaautoclaveantesdeservertidasen cajas de Petri estériles. 10.3

Preparación de medio manit01 (caldo), este medio tiene como propósito, multiplicar microorganismos que fueron depurados en lascajas de Petri (medio sólido). Para 300 mi. de agua. K2HPO4 (Sol. 5%) 3 ml MgSO4 7H20 (Sol. 2%) 3 m1 NaCl (Sol. 1%) 3 m1 Manitol 3g Extracto de levadura O.12 g destilada Agua 300 m1 Con un pH entre 6.8-7.0 Rinde para preparar6 matraces Erlenmeyer estriados de250 ml, vertiendo 50 m1 en cada uno,

las los

10.4

Técnica usada para sembrar Bradyrhizobiumj . en las cajas de Petri con el medio de cultivo:

10.4.1 Las cajas de Petri de cristal se esterilizaron en la estufa a 170°C durante una

hora.

10.4.2 Cuando el medio todavía está líquido, se vierten

15 ml. encada caja (este paso se hace dentro del flujo laminar para garantizar las condiciones estériles necesarias).

10.4.3 Siembra en placas. Se trabajó en el flujo laminar, cuando el medio está ya solidificado, usando un asa bacteriológica, un mechero y las cepas seleccionadas del Departamento de Edafología; se sembró

como se muestra en la gráfica.

Con un asa esterilizada con el mechero, se toma un poco de inóculo de Bradyhizobium y se coloca en la caja de Petri con medio, esto debe de resultar como se muestra en la gráfica.

A este procedimiento se sometieron a ls 20 cajas que se utilizaron. En la siembra, como podemos ver en la gr81ca, la intención es hacer estrías sobre las placas para que el inóculo de las bacterias se diluya en las estrías,yaparezcandespués, l a s coloniasaisladas. El procesoescomosigue: 1) esterilizarelasa 2) principalmenteparadisminuirladensidadde bacteriológicaalfbegoparaevitarcontaminacióny ls que contengan bacterias contenidasen las estrias. Obviamente, las ultimas estrías que se hicieron,serána menor densidad de bacterias y estas serán las que darán lugar a las colonias aisladas. Las cajas después de haber sido sembradas (inciso G), se incuban durante 6 días. Después del periodo de incubación, las cajas deberán tener una apariencia como se muestra en la siguiente figura.

Figura 4

10.5

11.

Elaboracióndelinóculolíquido: (Esto serealizadentrodelflujolaminar)despuésdeincubarlas placas durante seis días, se seleccionan las placas que presenten las mejores colonias, tomando en cuenta el color y que estén bien formadas, siempre evitando las que presenten colores extraños o de color rojo. Ya seleccionadas las cajas, con un asa bacteriológica esterilizada con fhego, se levantó la colonia para depositarla dentro del matraz erlenmeyer, todos, excepto uno, el matraz testigo. Todos se metierona incubar durante seisdíasenagitación;despuésdeesteperiodo,seexaminaron los matraces para detectar algún tipo de contaminante, se y desecharon los que presentaron algún tipo de impureza. Los matraces seleccionados junto con el testigo, seconservanen refrigeración hasta el momento de ser usados en la inoculación de las semillas de soya.

Preparacióndelespacioutilizado

en el invernadero:

El espacio destinado a este experimento, es el túnel poniente del invernadero. Se lavó con agua y jabón el plástico que constituye al túnel; igualmente se lavaron con agua y jabón tiras de madera que constituyeron los rieles sobre los que se colocaron las macetas. Este túnel está cerrado por todos sus costados (Ferguson,1981).

12.

PreparacióndelasMacetas para la Siembra:

12.l.

La organsa denaylon es cortada enruedasdeocho cm. dediámetro y se coloca dentrodelas macetas;lasruedasdeorgansasirvieronparaimpedirqueelsuelo se perdiera a travésde los orificios de las macetas.

12.2

Las macetas Se etiquetaron con la clave que se encuentra en la Tabla 5 y se colocaron ordenadamenteen eltúneldelinvernadero,unamitaddelespaciolaocuparonlasmacetascon suelo sin esterilizary la otra mitad con suelo estéril.

12.3

L o s suelosnoestérilessedepositaronprimeroquelosestériles; se llenaronhastala macetas por cada una de las 48 muestras; lo mismo se hizo con los suelos estériles.

13

Siembra.

costilla; 4

La siembra se hizo en dos fechas: la primera se hizo el 21 de Agosto de 1997 en las macetas con suelos no estériles, y la segunda El 27 de agosto de 1997 para las macetas con suelos estériles,

13.1

13.l. 1

Inoculaciónadherente(solucióndegomaarábigaal (Glicine max):

30%) y siembradelaSemilladeSoya

Soporte. Turba molida y neutralizada (10 g).

13.1.2 Se vertieron 15 ml. de‘ la goma arábiga previamente disuelta, en la bolsa ‘con 500 g de semillas. 13.1.3

Se agregaron, además, 15 d.del in6culo de Bradyrhizobium (en caldo) con una densidad de 109 céluladml. dentro de la bolsa de las semillas.

13.1.4 Todos estos elementos dentro de la bolsa de las semillas de soya se agitaron para que las semillas se impregnaran del inóculo, formando unaespecie de “garapifiado”. 13.1.5

Inmediatamentedespués, se sembraron 3 semillas desoyaporcadamacetaconsuelonoestdril, enterrándolas un poco; se enterraron cerca del centro de la maceta.

13.2

Siembradel Pasto “Rhodesgrass”:Comosevioenelpunto 8.7,elnúmerodesemillasquese necesitaron sembrar por maceta heron: 1000, por lo tanto, se buscó un volumenquecontuviera ese número de semillas y se utilizó para sembrar todas las macetas con suelo no estéril, las semillas y setaparoncon un pocode su secolocaron lo más esparcidoposiblesobrelasmacetas, respectivo suelo.

13.3

El 27 deagostosesembraronlossuelos estériles, deigualmaneraque (utilizando los puntos 13.1.6y 13.1.2.).

14

Acomodoaleatoriodelasmacetasdurante

los suelos no esterilizados

el desarrollode lasoya:

Ya sembrada la soya inoculada con Bra4rhizobium y el pasto “Rhodes grass”,a un númeroaleatoriodeacomodoconlaintencióndecontrarrestarla cadamacetaseleasignó influencia de factores fiera de nuestro control, como son: las sombras generadas a lo largo del día, las diferencias locales de temperatura existentes en las orillas del túnel con respecto al centro, la consecuente evaporación de agua a una velocidad diferente en macetas con mayor exposición al sol

que aquellas que presentaron sombra durante mayor tiempo; dentro de las macetas soleadas hubo unas que recibieron la radiación directamente y otras que la recibieron filtrada pasandoa través del plástico naylon que forma el túnel,y así otros factores.El número asignado a cada maceta se puede ver en la tabla 5. 15

Cuidados y recoleccidnde datoshasta laemergenciadelassemillas:

Después de la siembra y hasta la emergencia, los cuidados fueron los siguientes: 15.1

Riego: Se regarontodaslasmacetasmanteniendolacapacidaddecampoen 60%, esto equivale a mantener 88 ml H20/maceta(punto 9.6).

15.2

Observaciones: Se observarondiferenciascontrastantesentreunasmacetas y otras en lo referente Se estimó un buen desarrollo de hongos debido a las al número de plántulas de pasto emergidas. ls macetas cubiertas condiciones favorables de humedad y temperatura que albergaban dentro de a por elplásticodepolietileno.Posteriormente,despuésdedescubrirlasmacetas, los hongos menguaron su presencia en gran medida. Después de sembrar las macetas, estas se cubrieron con plástico de polietileno para evitar algún tipo de contaminante arrastrado por el aire, y así estuvo hastalaemergencia de la soya,esto ocumó aproximadamente a los nuevedíasdespuésdela siembra (Ferguson & Woodhead. 1982).

15.3

Recolección dedatos:eneldíanuevedespuésde la siembra, se registró elnúmerodematasde maceta. Esta informaci6nse pasto por maceta y elnúmerode plhtulas desoyatambiénpor encuentra en la tabla5.

16.

Cuidados y recoleccidndedatosdespuésde

un

la emergenciahastalacosecha.

Después del día nueve, las macetasse descubrieron del plástico de polietileno. 16.1

Riego. Se supervisabaquecadamaceta conservarS. la humedadal 600h desu en el platillo capacidaddecampo(verpunto 9.6); elriego se realizabavertiendoelagua escurridor de la maceta, el agua subía por capilaridad y de esta manera se evitó el riesgo de que los microorganismos se perdieran o se lixiviaran.

16.2

observaciones. Enestaetapa se observóelcrecimientodeplantasdiferentes a lasoya y elpasto a ls sembrado,se dejó quecontinuaran su desarrollo. La diferencia dedensidadesdepastoen macetas variaba mucho, existían macetas con gran número de matas de pasto y había otras sin una sola mata de pasto. También se observó que existen suelos que requerían mhs agua que otros para mantener su nivel óptimo de capacidad de campo (ver 9.6).

16.3

Recolección de Datos. A partirdeldía 56 despuésde la siembra,sevolvió a estimarelnúmerodeplantasdepastoexistentesencadamaceta;estainformaciónseencuentra disponible en la tabla 5.

17.

Cosechasoya: la de

La cosecha para la soya en macetas con suelo no estéril se inicio el 23 de noviembre de 1997, y la cosechadesoyaenmacetasconsueloesterilizadoseinicióel 29 denoviembrede 1997. La cosechaconsisteen 3 puntos: Proceso paraconservarel follaje dela soya, procesoparala conservación de las raíces de la planta de soya, replantación del pasto, y colecta de datos. Proceso para conservar el follaje y la raíz. Las plantas de soya deben de sacarse de la maceta con todo y raíz lo más completa posible y cuidando que conserve algo del suelo. Una vez extraída la planta, se

lehace un corte enelcuellodelaplantaquedandoconestoel Ferguson, 198 1).

follaje y laraízseparados

(

17.1 Proceso para conservar el follaje de la soya. Inmediatamente después de que se se cortó la raíz a la planta, el follaje generado en cada maceta (cada maceta tiene generalmente de

dos a tres plantas) se envolvió a modo de rollo en un cuarto de hoja de papel de estraza, se engrapó con dos grapas, una en cada extremo; a cada rollo se le anotó: fecha, número de plantas existentes en cada rollo, la clave respectiva de cada maceta de donde procedefollaje, el el número de acomodo aleatorio de la maceta (ver punto 14). Posteriormente, después de anotar estos datos, se pesaron los rollos con el follaje (este dato también seanota en los rollos) y se pusieron a secar en una estufa de secado a 5OoC durante dos días; ya seca la planta, se les tomó su peso s e c o e igualmente se le moth este dato al respectivorollo.Posteriormenteseregistrótodalainformación(punto 17.5) y se guardaron los rollos en forma ordenaday en un lugar fresco y seco.

17.2

Proceso para la Conservación de las raíces. La intención es que posteriormente se pueda examinarnodulaciónde Bradyrhizobium y lacolonizaciónmicorrizica;paraesto,esnecesario preparar FAA (solución fijadora): 700 m1 de agua destilada. 100 ml de alcohol etílico. 1 0 0 ml de hido a&ico glacial

200 ml de formol.

Las raíces se introducen en bolsas con la misma informadm anotada en los rollos del follaje (ver punto 17.2), anotando en este caso el número deraíces c o n s e r v a d a s . Las bolsas con las raíces son cerradas herm6ticamente con un sellador a basede calor y se almacenan de maneraordenada sin temor a que se deterioren con el tiempo; con esto las raíces quedan listas para posteriormente ser teiridas (Phillips BE Hayman, 1970). 17.3

Replantación del Pasto: cuando se separaron las plantas de soya ( punto 17), el con laintencióndeque se siga Pastode cada maceta se volvió a plantarensumismamaceta, desarrollando, pues como vimos en la introducción este pasto es una excelente “planta trampa” para elhongomicorrízico,es por estoque es detantointerésque se sigadesarrollando y así, posteriormente, ser objeto de un estudio a prohndidad a cerca de los hongos miconízicos nativos de cada localidad muestreda; estos pastos dan lugar a muchas vertientes de investigación que será necesarioanalizarconmayordetenimiento; por elmomentolatareadeesteserviciosocial sólo consiste en dejarlo listo para que continúe desarrollándose.

17.4

Colectadedatos. Son cincocriterioslosque se utilizaronparadeterminarelsuelomásidóneo paraproducirelinóculo,siendoeldesarrollodelasoya y elpastolosindicadoresquenos permitieron hacer la adecuada selección. Los criterios heron los siguientes: A) Número de plántulas de pasto por maceta, a los nueve días después de la siembra. B) Número de plántulas de soya emergidas por maceta, a los nueve días después de la siembra. C) Número de plantas de pasto existentes por maceta a los 56 días después de la siembra. D) Número de plantas de soya vivas a los 90 días. E) El peso seco del follaje de la soya. Todos estos datosse vaciaron en la tabla cinco.

de

to

e te

ACTIVIDADES REALKADAS

macetas diarios Cuidados Toma de datos enla emergencia Toma de datos previosa la cosecha cosecha delasoya y replantacih del :Almacenajey conservacih de ifollaje de soya y raices pasto ‘Elaboracih del

X

x x x x X X X X

x x x x

OBJETIVOS Y METAS ALCANZADAS Los objetivos keron alcanzados en su totalidad, la información generadah e mayor a la esperada, lasinterrogantesformuladas al principio de este servicio social fberon contestadas satisfactoriamente. Es necesario mencionar que este trabajo forma parte de un gran proyecto interdisciplinario que requiere de varios meses adicionales de experimentación. Los resultados aquí obtenidos nos permite manifestar varias recomendaciones útiles que ahorrarán varios pasos planteados al principio del proyecto.

RESULTADOS

Las plantasdesoyacosechadas no presentaronrasgospatológicosquepermitieransospecharla existencia deenfermedades. Los microorganismosexistentes en estossuelosson“nopatógenos” parecen haber inhibidola simbiosis micorrízica(Ferguson, 1981).

y no

Las macetas con suelosno esterilizados (SNE) tuvieron menor número de matas de pasto que las macetas SNE y los SE la diferencia fuemuy consuelosesterilizados (SE). En laemergenciadepastoentrelos diferencia &e de baja (de 2.18%), a los 56 días la diferencia en el número de matas de pasto aumento (la 36.3% en favor de las macetas con suelos esterilizados); con esto, podemos ver que los efectos producidos en el pasto por la esterilización se manifiestan más claramente hasta después de la emergencia ( Gráfica 1 y Tablas 6 y 7).

Las macetas con SNE tuvieron menor emergencia de plantas de soya (con diferencia del 10.38% Tablas 6 y 7) encomparaciónconlasmacetasde SE; enel conteorealizadoalos 56 días, la diferencia enel número de plantas de soya fue de 13.3% en favor de los suelos esterilizados. Por lo tanto, se puede decir

que la esterilización favorece a l a s plantas de soya en el sentido de que son más las plantas que emergen, ademásdequemayornúmerodeplantaslleganaestadoadulto,posiblementeporlapresenciade organismos patógenos en los SNE, reduciendo con estolaposibilidaddequemayornúmerodeplantas (ver gráfica 3). emerjan, y que en el transcurso del desarrollo vayan pereciendo

De manera global, de las 5 mejores subzonas pertenecientes a SNE que presentaron mayor número de plantas de soya, dos son de San Jod Mezapa Edo. de Méx. y las 3 restantes son de Santa Catarina Edo. de Morelos. Y de las cinco subzonas pertenecientes aSNE que presentaron menor número deplantas de soya, todas son de Santa Catarina Edo. de Morelos (Tabla 6). De manera global, de las cinco subzonasquegeneraronmayorbiomasa,dossonde San José Mezapa Estado de México y tres de Santa Cahrina Estado de Morelos. Por otraparte,las cinco subzonasque generaron la menor cantidad de biomasa, todas heron de Santa Catarina ( Tabla 6).

Las macetascon SNE generaronmayorbiomasaen la soyaqueaquellas con SE (encontrándose una diferencia de 24.67%), dado que la única diferencia entreSNE y SE es la presencia de microorganismoses más especificamente los razonableatribuira los microorganismosesteincrementoenlabiornasa, microorganismos simbiontes. Cabe mencionar esporulación la que miconízica aumenta desproporcionadamente conforme el volumen de la maceta aumenta, esto quiere decir que de haber sido más grandes las macetas la diferencia de biomasa hubiera podido ser mayor (Ferguson, J. J. 1981) (Ver gr&a 2). Comparandosubzonasdecultivoconsubzonasnoperturbadas,tanto con SNE comocon SE, no se 3.6% en losdiferentespuntosconsiderados en esteexperimento ( encontrarondiferenciasmayoresa Tablas 1, 2, 9 y 10);estosignifica que lassubzonasdecultivo y lassubzonasnoperturbadassonuna y cuandolassubzonasacompararseanzonas mismaentidadhablandomicrobiológicamente(siempre aledafias). La tabla 9 y 10 son muy parecidas,,novariandomásde 3.5% ensus valores respectivos entre tabla y tabla. Justificándose, de esta manera la afirmación de que no existe diferencia importante entre suelos de subzonas de cultivoy los suelos de subzonas no perturbadas. En los SNE, la subzona que presentó mayor densidad de pasto por maceta a los nueve días, fue la SZF (Sub-Zona “ F ; para conocer elorigendecadasub-zona,consulte las tablas 1 y Z), condospuntos,que equivale a una alta densidad por maceta. La Subzona que presentó menor densidad por maceta a los nueve días h e SZN con un punto, que equivale a escasa densidad de pasto por maceta( Tabla 6).

Evaluación de la emergencia y sobrevivencia de Chloris gayana y Glicine max en suelos de SantaCatarinaestadode Morelos, San José Mezapa estadode México.

Evaluaci6n de la emergencia y sobrevivencia de Ch/ofisgayana y GIicine max en suelos de

Evaluación de la emergencia y sobrevivencia de Chloris gayana y Glicine max en suelos de Santa Catarina estado de Morelos, y San José Mezapa estado de México.

Ver significado de clavesy abreviaciones en el cuadro1

Sintesis de la tabla5. Evaluación dela emergencia y sobrevivencia de Chloris gayana y Gliune max en suelos de Santa Catarina Morelos, y San José Mezapa estado de México. (Suelos no esterilizados).

Clave

Pasto pasto soya 90 d. PKm. 90 d. Prom Prom. 56 d

=Y= Prom. 90 d.

Pes. Sec. Prom.

Tabla 6

Sintesis de la tabla 5. Evaluaci6n de la emergencia y sobrevivencia de Chloris gayana y Glicne max en suelos de Santa Catarina Morelos, y San Jose Mezapa estado de MBxico. (Suelos esterilizados).

Tabla 7

SIGNIFICADO DE LAS CLAVES Y ABREVIACIONES UTILIZADAS EN LOS RECUADROS. DE L A S ,TABLAS 5, 6 Y 7 -Númerode Indica el número de muestra.

plantasdepastopor macetaa los 56 diasde la siembra.

U 56 dlas

I

lmaceta

Clave

U

Indica la claveasignadaacadapasto maceta,dependiendode la sub- prom 56 d /maceta zona de la que proceda.

Número plantas de soya depor maceta los 90 días a de

número Indica elaleatorio asignado cada maceta. a Cada estos uno de Núm. aleatorio númeroses uniw

P Past. N. 90.Día lmacet

Past0 prom 90 d

N. Soya 90.Día ,/macet =Ya prom 90 d

I/macet

al 90 dla de la siembra.

.Número plantas de de por maceta subzona por dla de la siembra.

I

la siembra.

I

Número de plantas de soya promedio por maceta por subzona a los 90 días de la siembra.

de pasto

Indica el número plantas de

por maceta

Número de plantas de pasto promediopormacetaporsubzona a los 56 días de la siembra.

Peso seco del follaje de las plantas de soya por maceta. Peso en grs.

pasto promedio al noveno lmaceta

/maceta

Peso seco promedio del follajesoya maceta por de

Número plantas desoya de por maceta al noveno dla de la siembra.

,

por subzona. Pesoen grs.

NSrmero de plantas de soya promedio por maceta por subzona al noveno dla de la siembra. /maceta

Cuadro 1

Tabla comparativa entre suelos no esterilizados y suelos esterilizados (ver puntos 7.1 y 7.2)

.

Subzonas de Cultivo: B,C,D,G,H,J,L,N.

Subzonas No PerturbadDiferencié A,E,F,I,K,M,Ñ. en % '

Densidad de pasto promedio por maceta a los 9 dias, siendo: 1= escasas plantas de pasto, 1.5 = abundante cantidad de pa3 1.4944 puntos 2.18% 1 S277 puntos 2= muy abundante Número promedio de plantas de soya por maceta a los 9 días 2.233 plantassoyalmace 2.5 plantas de soydmac 10.38% Número promedio de plantas de pasto por maceta a los 56 días 130.4 plantas de pasto204.9 plantas de pasto 36.30% Número de plantas de soya promedio por maceta a los 90 dias 13.30% 2.477 plantas soyalmacc 2.858 plantassoyalmacc ~Peso seco de soya generado por maceta alos92dias 0.7432 gI maceta 0.56grs. I maceta 24.67% Tabla 8 ~

Tabla comparativa entre subzonas de cultivoy subzonas no perturbadas en .l1" "suelos no esterilizados (ver Dunto

Subzonas de Cultivo: B,C,D,G,H,J,L,N. Densidad de pasto promedio por maceta a los 9 días, siendo: 1 = escasas plantas de pasto, 1.S = abundantecantidaddepa: 2= muy abundante Número promedio de plantasde soya pormacetaalos 9 dias Número promedio de plantas de pasto por maceta a los 56 días Número de plantas de soya promedio por maceta a los 90 días Peso seco de soya generado por maceta a los 92 días

Subzonas No Perturbac liferencia m 016 A,E,F,I,K,M$.

1.494 Puntos 1.493 Puntos0.06%

2.2 plantas soydm.

2.23 plantas soya/m.

1.26%

3.60%plantas pastolm 130.42 plantas pastolm. 125.64 1.68% 2.477 plantas soya/m. 2.435 plantas soya/m. 0.75 grs./maceta

0.745 grslmaceta

0.60%

Tabla 9

Tabla comparativa entre subzonas de cultivo y subzonas no perturbadas la comparacih se hace entre suelos esterilizados (ver punto 7.2)

Subzonas de Cultivo: B , C , D , G , H , J , L , N . A,E,F,I,K,M,Ñ. Densidad de pasto promedio por maceta a los 9 días, siendo: l = escasas plantas de 1 .S = abundantecantidaddepa: pasto, 2= muy abundante Número promedio de plantasde soya por maceta a los 9 días Número promedio de plantas de pasto por maceta a los 56 días Número de plantas de soya promedio por maceta a los 90 días Peso seco de soya generado por maceta a los 92 dias

Diferencia Subzonas No Perturbad en %

1.532 Puntos.

1 S277 Puntos.

0.28%

2.56 plantas soyalm.

2.491 plantas soya/m

2.70%

205.288 plantas pasto 204.913 plantas pasto

O.18%

2.8557 plantassoydm

2.8583 plantassoydm

0.09%

0.5522 grslmaceta

0.5598 grslmaceta

1.35%

Tabla 10

Tablacomparativaentresuelosnoesterilizados y suelosesterilizados erteneciendo todos estos suelos a "subzonas de cultivo"

Suelos No Esterilizados

Subzonas: A,B,C,D,E F,G,H,I,J,K,L,M,N,~. Densidad de pasto promedio por maceta a los 9 días, siendo: 1= escasas plantas de = abundante cantidad de pasto, 1.5 pagl.4935 Puntos. 2= muy abundante Número promedio de plantas de soya 2.21 plantas soya/m. por maceta a los 9 días Número promedio de plantas de pasto por maceta a los 56 días 125.642 plantas pasto Número de plantasde soya promedio por maceta a los 90 dias 2.43589 plantas soya Peso seco de soya generado por maceta alos92días 0.750 ars/maceta

-

Suelos Esterilizados Diferencia Subzonas: A,B,C,D,E, en % F,G,H,I,J,K,L,M,N,Ñ.

1S32 Puntos

2.50%

2.56 plantas soyalm. 205.28 plantas pasto

13.90%

38.80%

2.8557 Dlantas sova

14.70%

3.5522 ars/maceta

26.40%

Tabla 11

Tablacomparativaentresuelosnoesterilizadosysuelosesterilizados Perteneciendotodosestossuelosa"subzonasnoperturbadas"

Suelos No esterilizados

Densidad de pasto promedio por maceta a los 9 días, siendo: 1= escasas plantas de pasto,1.5 = abundantecantidaddepas 2= muy abundante Número promedio de plantas de soya por maceta a los 9 dias Número promedio de plantas de pasto por maceta a los 56 días Número de plantas de soya promedio por maceta a los 90 días Peso seco de soya generado por maceta a los 92días

Subzonas: A,B,C,D,E F,G,H,I,J,K,L,M,N,~J.

Diferencia Suelos Esterilizados Subzonas: A,B,C,D,E, en % F,G,H,I,J,K,L,M,N,Ñ.

1.4944 Puntos

1 S277 Puntos

2.233 plantassoydm

2.10%

/m

10.30% 2.491 plantas soya 6

130.42 plantas pastolm204.91 plantas pasto/m

36.30%

2.4777 plantas soyalm 2.858 plantas soya/ m

13.30%

0.7453 grs./maceta Tabla 12

0.5598 grs./ maceta

24.89%

m

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En los SNE la subzona que presentó mayor número de plantas de soya a los nueve días fue SZF con un promedio de dos plantas por maceta. La subzona que presentó menor cantidad de plantas de soya fue SZJ con una planta de soya promedio por maceta(Tabla 6).

En los SNE, la subzona que presentó mayor cantidad de matas de pasto a los 56 días fue SZF con 267 plantas de pasto promedio por maceta. La subzona que presentó menor cantidad de matas de pasto alos 56 días h e SZN con 1 1.8 matas promedio por maceta (Tabla6).

En SNE, lassubzonasquepresentaronmayorcantidaddeplantasdesoyaa los 90 díasfueron SZF y SZC con 2.9 plantas de soya promedio por maceta. La subzona que presentó menor cantidad de plantas de soya alos 90 días fue SZJ con 1.8 plantas de soya promedio por maceta (Tabla6). En los SNE, lasubzonaquepresentómayorpeso seco desoyafue SZE con .92857 g/macetaen promedio. La subzona que presentó menor peso seco fue SZI con 0.57 @maceta en promedio (Tabla 6). En SE (suelos esterilizados), Las subzonas que presentaron mayor densidad de pasto por maceta a los 9 días fueron SZF y SZH con 2 puntos que equivale a una alta densidad de pasto por maceta. L a s . subzonas que presentaron menor densidad de pastopor maceta fueron SZD, SZK y SZL con 1.33 puntos (Tabla 7). ,

En los SE, la subzona que presentó mayor número de plantas de soya por maceta a los 9 días fu SZI con 3 plantaspormaceta. La subzonaquepresentómenorcantidaddeplantasfuela SZB con 1.58 plantas promedio por maceta (Tabla7). En SE, la subzona que presentó mayor número de plantas de pasto a los 56 días fie la SZE con 237 plantas promedio por maceta.La subzona que presentó menor número de plantas de pasto fue S21 con 189 plantas promedio por maceta (Tabla7). En los SE, la subzona que presentó mayor pesoseco de soya a los92 días fbe SZE con 0.656 g/macetaen promedio. La subzona que presentó menor pesoseco h e SZL con 0.3796 g/maceta en promedio (Tabla 7).

El mejorsuelo,tomandoencuentaelpeso seco generado por macetaesel“PastizalVirgen” perteneciente a la subzona aledaña11 (Tabla 1) de San José Mezapa Estado deMéxico.

Los mejores suelos, con baseen la sobrevivencia de plantas de soya son: “Pastizal ex-cultivo de cebada” pertenecientealasubzona 11 (tabla 2) de San José MezapaEstadode México; y “Virgenpotrero” perteneciente a La Sub-zona aledaña111 (tabla 2) de Santa Catarina Estado de Morelos. CONCLUSIONES

Los experimentos, de manera general, mostraron que los edafoecosistemas de San José Mezapa Edo. de México tiene los mejores suelos en relación al número de plantas de soya como peso seco generado, a n base en nuestros resultados. Aparentemente, la esterilización favoreció la emergencia de las plantas de soya. En el experimento, la densidad de pasto resultó ser inversamente proporcional al peso seco del follaje de los suelosprobablementepermitió soya, esto es debido a que la esterilización a la que fueron sometidos estoporlaausenciadeagentes que un mayornúmerodesemillasdepastoalcanzaranelestadoadulto, con esto patógenos, trayendo como consecuencia una mayor densidad de plantas por maceta, generando una mayor competencia por el espacio, nutrimentos y luz principalmente.

A mayorcantidaddeplantasde soya,menorpeso seco enel follaje desoya,estodebidoaqueexiste competencia intraespecífica porlos nutrimentos, por el espacioy la luz.

Los suelos no esterilizados generaron mayor biomasa que los suelos esterilizados, probablemente, debido en parte al menor número de plantas de soya que sobrevivieron en las macetas con SNE;de tal manera que hubo menos competencia por los nutrimentos. Las macetas con los SNE opuestamente a los SE tuvieron la influencia delosmicroorganismossimbiontes, los cuales al establecerse en las raíces y enlarizoplana, comopuedeserla endomicomzaarbuscular, Azospirillum, Rhizobium, entreotrosmicroorganismosde suelossimbióticos,debieronaportarnutrimentosadicionales a los queordinariamentetiene acceso una planta y consecuentementeeradeesperarquehubieraunamayorbiomasaenlos SNE (suelosno esterilizados) que en SE (suelos esterilizados).

No hubo diferencias entre sub-zonas de cultivo y sub-zonas no perturbadas, por lo menos en los puntos evaluados en este experimento.

El mejor suelo, con base en el peso seco generado por maceta f i e el “Pastizal Virgen” perteneciente a la subzonaaledaña I1 (Tabla 1) de San José MezapaEstadode México, setomaráencuentaparala elaboración del inóculo micomcico. Finalmente, los mejores suelos, en relación a losqueprodujeronelmayornúmerode plantas de soya, heron: “Pastizal ex-cultivo de cebada” pertenecientea la subzona I1 (Tabla 2) de San José Mezapa Estado de México; y “Virgen potrero” perteneciente a la Sub-zona aledaña III (Tabla 2) de Santa Catarina Estado de Morelos, se tomarán en cuenta para la elaboración del inóculomicorrícico. Estos resultados son indicativos del potencial natural que se ha conservado en el suelo, no obstante el impacto antrópico importante que ha ocurrido en estos edafoecosistemas, y de los cuales la eliminación de la vegetación primaria fie el más importante. El manejo de los suelos, con base en su uso actual es, por los suelos y que otraparte,elimpactosubsecuentequecontinúaproduciendocambiossignificativosen repercute en procesos tales como: erosión, endurecimiento, pérdida de materia orgánica y de nutrimentos, así como también la alteración de la microflora tanto simbiótica como patógena (Az&n-Aguilar & Baco, 1994), (Palacios, et al.1986 y 1987), (Sieverding, E. 1991).

RECOMENDACIONES Se tienen 3 suelosseleccionadoscomo los mejorestomandoencuentadoscriterios 1) elpeso seco generado y 2) elnúmerodeplantasdesoyaproducido. Es necesariohacer un experimentoutilizando solamente estos 3 suelos, pero deben de utilizarse los bancales de invernadero del IG estoparaevitarla competenciatanintensa y sembrandoelmismonúmerodesemillasdesoyaencadabancalpara, y posteriormente,compararentreelloselnúmerodeplantasdesoyageneradas,elpesosecoproducido, evaluarasícualesabsolutamenteelmejorsueloparaelcultivodelasoya y así,posteriormente, seleccionar el suelo que permitirá elaborar el inóculomicomzico.

es loquesucedeencadaunodelossuelosestudiados,cual Este serviciosocialpermitióconocerque permite un mejor desarrollo en el cultivo de la soya, cual es el suelo más factible para desarrollar con éxito inóculo micorrízico con el más alto potencial que repercuta en un mejor rendimiento en la producción de soya. Ahora sería pertinente averiguar cuales son las causas que dan lugar a este desarrollo favorable de la soya, es decir, ya se sabe cuales son los mejores suelos, ahora sería útil conocer por que estos suelos son los mejores; para alcanzar este propósito es indispensable evaluar los resultados generados en los andisis fisicos y químicosasícomotambiénlosestudiosmicrobiológicos,corno lo eslacolonizacióndela mico.~@D~,cuantificación de esporas, aislamiento de los hongos micomzicos; y analizar la colonización de Bradrirhizobium enlaraízdelasoya.Todaestainformacióndebidamenteinterpretada,permitiráformar los juicios definitivos para la toma de la mejor decisión de cual, y por que, se escogió determinado suelo para generar el inóculo micomzico que servirá para producir alimentos con los requerimientos necesarios.

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